Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Исследование свойств пигмент-белковых комплексов хлоропластов в реконструированных системах

Диссертация: Исследование свойств пигмент-белковых комплексов хлоропластов в реконструированных системах
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сравнительные исследования Н±акцепторных групп, определящих поверхностный заряд ПБК1, его ассоциатов с ССК и хлоропластов показали, что при взаимодействии ПБК1 с ССК, находящемся в мономерном состоянии и оказывающем влияние на характер ориентации фотоактивного комплекса в липосомальной мембране, образуются ассоциаты, поверхностные протонируемые группы которых имеют эффективные значения рК близкие… Читать ещё >

Исследование свойств пигмент-белковых комплексов хлоропластов в реконструированных системах (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. СТРУКТУРА И ФУНКЦИЯ ТИЛАКОИДНЫХ МЕМБРАН ХЛОРОШ1АСТОВ
    • 1. 2. СТРУКТУРА И ФУНКЦИЯ ПИГМЕНТ-БЕЛКОВЫХ КОМПЛЕКСОВ ХЛОРОПЛАСТОВ
  • А/ СВЕТОСОБИРАЮЩИЙ ПИГМЕНТ-БЕЛКОВЫЙ КОМПЛЕКС /ССК/
  • Б/ ПИГМЕНТ-БЕЛКОВЫЙ КОМПЛЕКС ФОТОСИСТЕМЫ I /ПБК1/
    • 1. 3. РЕКОНСТРУКЦИЯ МЕМБРАННЫХ СИСТЕМ, СОДЕРЖАЩИХ ПИГМЕНТ-БЕЛКОВЫЕ КОМПЛЕКСЫ
    • 1. 4. СВОЙСТВА ПБК, ВСТРОЕННЫХ В ИСКУССТВЕННЫЕ ЛИПИДНЫЕ МЕМБРАНЫ
    • 1. 5. РОЛЬ ИОНОГЕННЫХ ГРУПП НА ПОВЕРХНОСТИ ПБК В ФОРМИРОВАНИИ ПОВЕРХНОСТНЫХ СВОЙСТВ МЕМБРАН ХЛОРОПЛАСТОВ
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
  • ГЛАВА 2. ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ И МЕТОДЫ ИХ РЕШЕНИЯ ПРЕПАРАТИВНЫЕ МЕТОДЫ
    • 2. 1. ВЫДЕЛЕНИЕ ХЛОРОПЛАСТОВ
    • 2. 2. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ АНАЛИТИЧЕСКОГО .ДСН-ЭЛЕКТР0Ф0РЕЗА В ПОЛИАКРИЛАМИДНОМ ГЕЛЕ
    • 2. 3. МЕТОДИКА ВЫДЕЛЕНИЯ ПБК ФОТОСИСТЕМЫ I И СВЕТОСОБИРАЮЩЕГО
    • 2. 4. ВСТРАИВАНИЕ ПБК В ЛИПОСОМАЛЬНЫЕ МЕМБРАНЫ
  • МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ СПЕКТРАЛЬНЫХ СВОЙСТВ ПРЕПАРАТОВ ПБК
    • 2. 5. СПЕКТРЫ ПОГЛОЩЕНИЯ
    • 2. 6. СПЕКТРЫ ФЛУОРЕСЦЕНЦИИ И ЕЕ ВОЗБУЖДЕНИЯ
    • 2. 7. МЕТОДЫ ИЗМЕРЕНИЯ КИНЕТИКИ ТУШЕНИЯ ФЛУОРЕСЦЕНЦИИ СВЕТОСОБИРАЮЩЕГО ПБК В ПРИСУТСТВИИ ПБК ФОТОСИСТЕМЫ I
    • 2. 8. ИЗМЕРЕНИЕ СПЕКТРОВ И КИНЕТИКИ СВЕТОИНДУЦИРОВАННЫХ ИЗМЕРЕНИЙ ПОГЛОЩЕНИЯ
    • 2. 9. ИССЛЕДОВАНИЕ ПОВЕРХНОСТНЫХ ИОНОГЕННЫХ ГРУПП ПБК
  • МЕТОДОМ рН-ЗАВИСИМ0Г0 ИЗМЕНЕНИЯ СВЕТОРАССЕЯНИЯ
    • 2. 10. МЕТОДЫ РЕГИСТРАЦИИ ФОТОИНДУЦИРОВАННЫХ ИЗМЕНЕНИИ ТРАНСМЕМБРАННОГО ЭЛЕКТРИЧЕСКОГО ПОТЕНЦИАЛА А/ РЕГИСТРАЦИЯ ТРАНСМЕМБРАННОГО ЭЛЕКТРИЧЕСКОГО ПОТЕНЦИАЛА С ПОМОЩЬЮ ФЛУОРЕСЦЕНТНОГО ЗОНДА Dis -С
  • Б/ РЕГИСТРАЦИЯ ТРАНСМЕМБРАННОГО ПОТЕНЦИАЛА С ПОМОЩЬЮ ПРОНИКАЮЩИХ ИОНОВ
  • ГЛАВА 3. СВОЙСТВА ПИГМЕНТ-БЕЛКОВЫХ КОМПЛЕКСОВ ФОТОСИСТЕМЫ I /ПБК1/ И СВЕТОСОБИРАЮЩЕГО ПИГМЕНТ-БЕЛКОВОГО КОМПЛЕКСА /ССК/
    • 3. 1. СВОЙСТВА СВЕТОСОБИРАЮЩЕГО ПИГМЕНТ-БЕЛКОВОГО КОМПЛЕКСА
    • 3. 2. СВОЙСТВА ПИГМЕНТ-БЕЛКОВОГО КОМПЛЕКСА ФОТОСИСТЕМЫ I
  • ГЛАВА 4. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ПБК И ССК В БЕЗМЕМБРАННЫХ АССОЦИАТАХ
    • 4. 1. ИССЛЕДОВАНИЕ ФЛУОРЕСЦЕНТНЫХ СВОЙСТВ ПБК В АССОЦИАТАХ
    • 4. 2. ИЗУЧЕНИЕ ИОНОГЕННЫХ ГРУПП НА ПОВЕРХНОСТИ ПБК И ИХ АССОЦИАТОВ МЕТОДОМ рН-ИНДУЦИРОВАННОГО ИЗМЕНЕНИЯ СВЕТОРАССЕЯНИЯ
  • ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЕ СВОЙСТВ ПБК, ВСТРОЕННЫХ В ЛИПОСОМАЛЬ НЫЕ МЕМБРАНЫ
    • 5. 1. ВСТРАИВАНИЕ СВЕТОСОБИРАЮЩЕГО ПИГМЕНТ-БЕЛКОВОГО КОМПЛЕКСА В ЛИПОСОМАЛЬНУЮ МЕМБРАНУ
    • 5. 2. ИССЛЕДОВАНИЕ СВОЙСТВ ПРОТЕОЛИПОСОМ СО ВСТРОЕННЫМ ПБК
    • 5. 3. ИССЛЕДОВАНИЕ ЭЛЕКТРОГЕННЫХ СВОЙСТВ ПРОТЕОЛИПОСОМ, СОДЕРЖАЩИХ СОВМЕСТНО ВСТРОЕННЫЕ ПБК1 И ССК. П
  • ГЛАВА 6. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ И
  • ЗАКЛЮЧЕНИЕ
  • ВЫВОДЫ

В последние десятилетия достигнуты существенные успехи в исследовании различных аспектов фотосинтеза, что позволило выяснить как в фотосинтезирующих организмах световая энергия последовательно поглощается пигментами, транспортируется к реакционным центрам, преобразуется в энергию разделенных зарядов и стабилизируется во времени для эффективного сопряжения с медленными биохимическими стадиями. Успехи препаративной биохимии в выделении ' макромолекулярных комплексов из фотосинтетических мембран хлоро-пластов и хроматофоров и в реконструкции отдельных участков исходных фотосинтетических мембран, позволили глубже понять молекулярную структуру тех образований, в которых протекают эти процессы, проследить тесные связи их с функцией фотосинтетического аппарата. В настоящее время известно, что в структуру мембран хлороплас-тов растений включены, по крайней мере, три основных пигмент-бел-ковых комплекса: комплекс, содержащий реакционный центр фотосистемы Iкомплекс, содержащий реакционный центр фотосистемы 2 и главный светособирающий комплекс.

Непременным условием успешной реконструкции особенностей и отдельных свойств тилакоидных мембран является выделение пигмент-белковых комплексов в состоянии, максимально приближенном к их нативному состоянию. Таким образом, возможность получения модельных реконструированных систем тесным образом связана с исследованием специфических особенностей и характеристик ПБК. Воспроизведение определенныхсвойств нативных фотосинтетических мембран позволяет получить новые данные о взаимодействии отдельных ПБК и миграции энергии электронного возбуждения между ними, о генерации трансмембранного потенциала и других особенностях организации и функционирования фотосинтетического аппарата.

Познание структуры и функций фотосинтетического аппарата имеет не только теоретическое, но и практическое значение.

Работы в направлении создания модельных систем, способных к трансформации солнечной энергии являются необходимым этапом в разработке искусственных биотехнических систем, трансформирующих энергию света в энергию электрического трансмембранного потенциала.

ВЫВОДЫ.

I. Выделены светособирающий /ССК/ и фотоактивный /ПБК1/ пигмент-белковые комплексы хлоропластов гороха в состоянии близком к нативно-му, что подтверждается анализом их пигментного состава, структурных, спектральных и фотохимических характеристик, а также способностью фотоактивного комплекса генерировать в протеолипосомальных модельных системах фотоиндуцированный трансмембранный потенциал.

2. При встраивании агрегированного ССК в липосомальную мембрану происходит его частичная дезагрегация, что сопровождается относительным возрастанием Г681, совпадающей по параметрам с аналогичной полосой в спектрах низкотемпературной флуоресценции хлоропластов и принадлежащей нативному ССК. Встроенный в липосомальную мембрану ПБК1 сохраняет характерную для него фотохимическую активность и способность взаимодействовать с экзогенными донорами и акцепторами электронов, однако при этом происходит частичное изменение состояния поверхностного хлорофилла собственной периферической антенны.

3. Исследование простых модельных систем, представляющих собой ассоциаты ССК с фотоактивным ПБК1, а также более сложных модельных систем — протеолипосом,. в мембрану которых одновременно встроены ССК и ПБК1. показало, что эти комплексы находятся во взаимодействии, и энергия, поглощенная антенным комплексом, эффективно мигрирует на комплекс, содержащий РЦ ФС1. который генерирует трансмембранный потенциал, чувствительный к действию разобщителей.

4. Показано, что по сравнению с протеолипосомами, в мембрану которых встроен только ПБК1, в протеолипосомах, содержащих ССК, находящийся преимущественно в мономерном состоянии, и ПБК1 в соотношении три субъединицы ССК на один ПБК1, происходит изменение ориентации фотоактивного комплекса таким образом, что его донорная часть локализуется на внутренней стороне мембраны. Такая ориентация ПБК1 совпадает с ориентацией этого комплекса в нативных тилакоидах.

5. Исследование Н±акцепторных групп на поверхности ССК показали, что ионогенные свойства антенного комплекса зависят от степени его агрегации. Обнаружено, что в ассоциатах, образованных при взаимодействии ССК в мономерном состоянии с ПБК1, поверхностные ионогенные группы антенного комплекса не проявляются.

6. Сравнительные исследования Н±акцепторных групп, определящих поверхностный заряд ПБК1, его ассоциатов с ССК и хлоропластов показали, что при взаимодействии ПБК1 с ССК, находящемся в мономерном состоянии и оказывающем влияние на характер ориентации фотоактивного комплекса в липосомальной мембране, образуются ассоциаты, поверхностные протонируемые группы которых имеют эффективные значения рК близкие к таковым для нативных тилакоидовпри этом поверхностный заряд мембран хлоропластов в основном определяется ионогенными группами ПБК1.

7. Предложена модель расположения пигмент-белковых комплексов относительно внутренней и внешней поверхностей фотосинтетических мембран хлоропластов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.А., Ганаго А. Ю., Ерохин Ю. Е. Линейный дихроизм ориентированных хроматофоров и пигмент-белковых комплексов из фототе-зирующих бактерий /Chromatium minutissimum Доклады АН СССР, 1978, т.242, № 5, C. III97-II200.
  2. А.И., Канаева И. П., Хайтина С. З. и др. Реконструкция мембран эндоплазматического ретикулума печени из солюбилизированных белков и липидов при удалении детергента сорбцией. Биохимия, 1979, т.40, с.490−497.
  3. Е.Л., Кондрашин А. А., Самуилов В. Д., Скулачев В. П. Реконструкция функции образования мембранного потенциала изолированными пигмент-белковыми KOMiraeKcaMHRh/>dospirillum rubrum Биохимия, 1976, т.41, № 3. с.513−518.
  4. Е.Л., Драчев А. А., Каулен А.Д., и др. Прямые измерения генерации электрического тока липопротеидными комплексами. Биоорганическая химия, 1975, т. I,.с.II3-I26.
  5. Ю.А., Верхотуров В. Н., Гуляев Б. А., Рубин А. Б. Анизотропия флуоресценции и характер ориентации разных форм хлорофилла в фотосинтетической мембране. Науч.докл.высш.школы. Биол. науки, 1978., № 9, с.46−49.
  6. Г. Ш., Кренделева Т. Е., Кукарских Г. И. и др. 0 реконструкции функции сопрягающего комплекса хлоропластов на фосфолипид-ных везикулах. Биохимия, 1982, т.47, № 9, с.1556−1562,
  7. М.И., Кауров Б. С., Кононенко А. А., Шинкарев В. П. Фотоин-дуцированные редокс-превращения ФМС в суспензии препаратов фото-синтезирующих объектов. Науч.докл.высш.школы.Биол.науки, 1980, № 6,с.36−40.
  8. Ю.А., Добрецов Г. Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М.:Наука, 1980, с. 320.
  9. .А., Тетенькин В. Л., Померанцева О. М. Светособирающий пигмент-белковый комплекс высших растений. Докл. АН СССР, 1979, т.248,№ 3,с.752−755.
  10. .А., Тетенькин В. Л. Спектральная анизотропия хлоропластов, субхлоропластных частиц и пигмент-белковых комплексов. Биофизика, 198 I, т. 26, вып. 2, с. 288−294.
  11. .А., Тетенькин В. Л., Рубин А. Б. Структурно-функциональные свойства пигмент-белковых комплексов и миграция энергии возбуждения в фотосинтетической мембране хлоропластов. Науч.докл. высш.школы.Биол.науки, I98T,№ 4,с.10−14.
  12. .А., Васин Ю. А., Тетенькин В. Л., Верхотуров В. Н. Исследование спекторов линейного дихроизма и поляризации флуоресценции хлореллы с применением метода фиксации ориентированных образцов. Науч.докл.высш.школы. Биол. науки, I98T,№ 4,с.10−14.
  13. Гуляев, Б.А., Тетенькин В. Л. Критерии нативности пигмент-белковых комплексов и особенности их организации ш- vivo t Известия АН СССР, 1983.№ 40с.536−552.
  14. Е.А., Топалы В. П. Проницаемость бимолекулярных фосфолипид-ных мембран для жирорастворимых ионов. Биофизика, 1969, т.14, с.452−461.
  15. В.К., Терц С. М., Макаров А. Д. Буферная емкость полипро-теидных объектов. Биохимия, 1978., т.43,с. 1357−1367.
  16. В.К., Методика определения и анализа зависимости буферной емкости хлоропластов от рН среды. Физиология растений, 1980, т. 27, вып. I, с.195−202.
  17. В.К., Ильченко В. Я., Гриценко В. М. Аминокислотный состав и протонная емкость тилакоидных мембран хлоропластов гороха. Биохимия, 1981, т.46,№ 9,c.I548-I55I.
  18. Л.К. Ультраструктура и функциональная специфичность организации хлоропластов и электронтранспортной цепи фотосинтеза.-В сб.: Физиология фотосинтеза. М.: Наука, 1982, с.76−88.
  19. В.Б., Мурзахметова М. К., Щербакова Н. С. Ориентация Са^-за-висимой аденинтрифосфатазы в мембранах саркоплазматического ре-тикулума и в реконструированных протеолипосомах. Доклады1.- 14?
  20. АН СССР, 1982 5 т.263 ?№ 2,с.483−487.
  21. А.Б. Биофизические механизмы первичных процессов транспорта электрона в фотосинтезе. Успехи современ. биологии, 1980, т.90, вып.2/5/, с.163−178.
  22. А.Б., Шинкарев В. П. Транспорт электронов в биологических системах. М.:Наука, 1984,317с.
  23. Е. Биоэнергетические механизмы. Новые взгляды. М.:Мир, 1979, 216с.
  24. В.П., Трансформация энергии в биомембранах. М.:Наука, 1972,.
  25. В.П., Козлов И. А. Протонные Аденозинтрифосфатазы, • ^М.-Наука, 1977,92с.
  26. В.Л., Верховский М. И., Гуляев Б. А., Кауров Б. С. Реконструкция электрогенных свойств в изолированных препаратах реакционных центров фотосистемы I. Доклады АН СССР, 1981, т.257,№ 6,с.1474−1477,
  27. В.В. Флуоресценция нативных форм хлорофилла и миграция энергии между ними автореф.дис.. канд.биол.наук. М., МГУ, 1975,25с.
  28. В.А., Климов В. В., Красновский А. А. Исследование первичных фотопроцессов в легких фрагментах хлоропластов. Мол. биология, 1976, т.10,с.326−339.
  29. В.А., Красновский А. А. Фотохимический перенос электрона в реакционных центрах фотосинтеза. Биофизика, 1981, т.26,вып.3,с.544−556.
  30. Н.И., Кутюрин В. М. Выделение и исследование трех видов ПБЛК хлоропластов гороха: ПБЛК РЦ фотосистемы I, ПБЛК РЦ фотосистемы 2 и вспомогательного светособирающего комплекса. Физиология растений, 1976, т.23,вып Л, с.42−49.
  31. Н.И., Кадошникова И. Г., Козловская Н. Г. и др. Оптимизация условий выделения 3-х типов пигмент-белковых комплексов хлоропластов при солюбилизации с тритоном Х-ЮО. Биохимия, 1979, т.44,с.II60-II7I.
  32. Allen J.F., Bennett J., Steinback K., Arntzen C.J. Chloroplast protein phosphorylation couples plastoquinone redox state to distribution of exitation energy between photosystems.-Nature-/London/, 1981, v.291,p.21−25.
  33. Anderson J. M, The molecular organization of chliroplast thylalcoids. -Biochimica et Biophysica Acta, 1975, v.416, p. I9i-235.
  34. Anderson J.M., Waldron J.C., Thorne S.W., Chlorophyll-protein complexes of spinach and barley thylakoids. Spectral characterization of six complexes resolved by an improved electrophoretic procedure.-FEBS Letters, 1978, v.92,p.227−233.
  35. Anderson J.M. Distribution of the cytochromes of spinach chloroplasts between the appressed membranes of grana stacks and stroma-exposed thylacoids regions.-FEBS Letters, 1982, v.138,p.62−66.
  36. Anderson J.M., Melis A. Locslization of different photosystem in separate regions of chloroplast membranes.-Proc.Hat.Ac.Sci.USA, 1983, v.80,H 3, p.745−749.
  37. Andersson B., Anderson J.M. Lateral heterogeneity in the distribution of chlorophyll-protein complexes of the thylacoid membranes of spinach chloroplasts .-Biomiiiimica et Biophysica Acta, 1980, v. 593, N2, p.427−440.
  38. Andersson В., Andersson J.M., Ryrie I. J, Transbilayer organisation ofchlorophyll-proteins complexes in chloroplast.-Eur.J.Biochem., 1982, v. I23, p.465−472.
  39. Anderson J.П., Anderasoix J3. The architecture of photosynthetic membrane: lateral and transverse organisation.- TIBS, 1982, v.8,p.288--292.
  40. Arnon D.j. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxydase 1 in Beta vulvaris.-PIant Physiol., 1949, v.24,p.I-I5.
  41. Arntzen C.J., Dilley R.A., Peters G.II. et al. Photochemical activity and structural studioо of photosycteam derived from chloroplast trana and stroma lamellae.-Blochim.et Biophys. Acta, 1972, v.256, p.85
  42. Arntsen C, J. Dynamic structural feature of chloroplast lamellae.-Ins Querent topics in Bioener^etico, Academic. Press, H-I, 1977,/7−8/ v.7,p.I
  43. Barber J. Ionic regulation in intact chloroplasts ond its effect on primary photosynthetic processes.-In: Hie intact chloroplast 1976, Elsevier Amsterdam /Barber J.ed./v.I, p.89−134.
  44. Barber J., Chow V/.S., Scouflaire C., Lannoye Д. She latera relationship betv/een thylacoid stacking and salt induced chlorophyll fluorescence changes.-Biochim.et Eiophyc. Acta, 1930, v.591,p.92−103.
  45. Barber j. An explanation for the relationship between salt-induced thylacoid stacrine, and the chlorophyll fluorescence changes associated with changes in spillover of energy from PS" toPSI.-FEBS Letters, 1930, v.118,p.I-IO.
  46. J. «embrane surFace charges and potentials in relation to photosynthesis.-Biochim. et Biophys. Acta, 1980, v.59fl"H4,p253−308
  47. Barber J. Control of photosynthetic phenomena by the electrical diffuse layer at the surface of the thylacoid membrane,-9-th Inter. Congr. Photosynth. Halkidiki, 1980, Abstr.S.I., s.a.39.
  48. Barber J., Malkin S. Salt-induced microscopic chnges in chlorophyll fluorescence distribution in the thylakoid membrane.-Biochim. et Biophys. Acta, 1980, v.634,N2,p.344−349.
  49. Barber J. The structure and function of light transducing membranes 1 betweentions between photosystem I and II.-Biochem.Soc.Trans, 1982, v.10,N5,p.331−334.
  50. Barber J. The control of membrane organization by electrostatic for-ces.Review.-Biosci.Repts., 1982, v.2,NI, p. I-I3.
  51. Barber J. Influence of surface charges on thylakoid structure and function.-Annu, Rev. Plant Physiol., 1982, v.33,p.261−295.
  52. Barber J. Membrane conformational changes due to photophosphorylation and control of energy transfer in photosynthesis.-Photochem. and Photobiol., I983, v.5,p.I8i-I90.
  53. Barsky E.L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ostroumov S.A. et al. A study on the membrane potential and pH-gradient in chromatophores and intact cells of photosynthetic bacteria.-Biochim.et Biophys. Acta 1975, v.387,p.388−395.
  54. Barsky E.L., Gueev M. M, Kondrashin A.A., Samuilov 3B.D. Reconstituti-on of electrogenic function in isolated pigment-protein complexes of Anabaena variabilis.-Biochim.et Biophys. Acta, 1982, v.680,N3,p.304-^0 $.
  55. Bashford C.L., Chance B., Princei R.C. Oxonol dyes as monitora^of membrane potential their behavior in photosynthetic bacteria.-Biochim. et Biophys. Acta, 1979, v.545,p.46−57.
  56. Batzri S., Korn E.D. Single bilaer liposomes prepared without soni-cation.-Biochim.et Biophys. Acta, v.298,1973,N4,p.IOI5-IOI9
  57. Bengis C., Nelson N. Purification and properties of the photosystemlreaction center from chloroplasts.-J.Biol.Chem., 1975, v.250,N8, p.2783−2788.- 151
  58. Bengis С., Nelson N. Subunit Structure of chloroplast photosystem I reaction center.-J.Biol.Chem., 1977, v.252,N13,p.4564−4569.
  59. Bennett J. Phosphorylation of chloroplast membrane proteins.-Nature /London/, 1977, v.269,p.344−346.
  60. Bennett J. Chloroplast phosphoproteins. Phosphorylation of polypeptides of the light-harvesting chlirophyll protein complex.-Europ.J.Biochem., 1979, v.99,p.133−137.
  61. Bennett J. Chloroplast phoaphoproteins. Evidence for a thylacoid-bound phosphoprotein phosphatase.-Eur.J.Biochem, v.104,p.85−89.
  62. Bennett J., Marcwell J.P., Scrdla M.P., Thornber J.P. Higher plantchlorophyll a/b-protein complexes: studies on the phosphoryla-ted apoproteins.-PEBS Letters, 1981, v.131,N2,p.325−330.
  63. Bennett J. Regulation of photosynthesis by resersible phosphorylation of the light-harvesting chlorophyll a/b protein.-Biochemical J., 1983, v.212,p.I-I3.
  64. Berg S., Dodge S., Krogmann D.W., Dilley R.A. Chloroplast grana membrane carboxyl groups. Their involvment in membrane association. -Plant physiol., 1974, v.53,p.619−627.
  65. Bigging J. Thylakoid conformational changes accompanying membrane protein phosphorylation. Biochim. et Biophys. Acta, 1982, v.679, N3, p.479−482.
  66. Bonaventura C., Myers J. Fluorescence and oxygen evolution from Chlorella pyrenoidosa.-Biochim.et Biophys. Acta, .1969,v.189, N2, p.366−383.
  67. Bose R. Chlorophyll fluorescence in green plants and energy transfer pathways in photosynthesis.-Photochem.Photobiol., 1982, v.36, p.725−731
  68. Brecht E. Organisation of pigment in the light-harvesting chlorophyll a/b protein complexes /LHC/ from Vicia faba.I.The system of spectral forms of chlorophylls in the LHC.-Biochem.Physiol. Pflanzen., 1984, v.179,p.63−79.
  69. Brown J., van Cinkel G. Composition of isolated P700-chlorophyll protein complexes with lipid vesicles or triton micelles.-Annu.Report of the Direct.Dept.of plant Biol. Carnegie Institution of Washington. Year book, 1978, v.77,p.298−302.
  70. Brunner J., Scrdal P., Hauser H. Single bilayer vesicles prepared without sonication. Physico-chemical properties.-Biochim.et Biophys.
  71. Acta, 1976, v.455,p.322−331.
  72. Burke J.J., Ditto С.Ъ., Arntzen C.J. Involement of the light-harvesting complex in cation regulation of exitation energy distribution in chloroplasts.-Arch, Biochem.Biophys., 1978, v.187,p.252−263
  73. Chow V/.S., Telfer A. .Chapman D.J., Barber J. State I-stste „transition in leaves and its association with ATP-induced chlorophyll fluorescece quenching.-Biochim.et Biophys. Acta, 1981, v.638,p.60−68
  74. Chow W.S., Thorne S.W., Duniec J.T. et al. The stacking of chloroplast thylafeoids evidence for segregation of charged groups into non-stacked regions.-Arch.Biochem.Biophys., 1982, v.216,N1,p.247−254.
  75. Davis D.J., Gross E.L. Protein-protein interaction of light-harvesting pigment protein from spinach chloroplasts.I.Ca+±binding and relation to protein association.-Biochim.et Biophys. Acta, 1975, v.387,N31 p.557−567.
  76. Delepelaire P., Chua N.-H. Electrophoretic purification of chlorophyll a/b protein complexes from clamidomonas reinhardii and spinach and analysys of their polypeptide compositions.-J.Biol. Chem., 1981, v.256,Nit.p.9300−9307.
  77. Douce R., Holtz R.B.Benson A.A. Isolation and properties of the envelope of spinach chloroplasts.-J.Biol.Chem., 1973, v.248,p.7215−7222.
  78. Douce R., Joyard J. Chloroplast Envelope lipid: detector and biosynthesis. -Methods Enzym., 1980, v.69,p.290−301.
  79. Drachev A.b., Kaulen A.D., Ostroumov S.A. et al. Electrophoresis Ъу bacteriorhodopsin incorporated in a planar phospholipid membrane.-FEBS betters, 1974, v.39,p.43−45.
  80. Drachev L.A., Frolov V.N., Kaulen A.D. et al. Generation of current by chromatophores of Rhodospirillum rubrum and reconstitution J of eletrogenic function in subchiomatophore pigment-proteincomplexes.-Biochim.et Biophys.Acta., 1976, v.440,N3,p.637−660.
  81. Dutton P.L., Prince R. Equlibrium and disequilibrium in the ubiquinone-cytochrome b-C2 oxidoreductase of Rhodopseudomonas sphae-roides.-FEBS Letters, 1978, v.91,N1,p.15−20.
  82. Dutton P.L., Prince R., Tiede D.M. The reaction center of photosynthe-tic bacteria.-Photochern.Photobiol., 1978, v. 28, N6,p. 939−949.
  83. Evans M.C., Shiva G.K.Bolto J., R. et al. Primary electron acceptor complex of photosystem I in spinach chloroplasts.-Nature /London/, 1975, v.256,p.668−670.
  84. Eytan G, D., Mathesen M. J., Raclter E. Incorporation of mitochondrial membrane complex into liposomes containing phospholipids.-J.Biol.Ghem., 1976, v.251,p.6831−6837.
  85. Farchaus J. V/., Widger V/.R., Cramer W.A. et al. Kinasa induced changes in electron transport rates of spinach chloroplasts.-Arch.Bio-chem.Biophys., 1982, v.217,p.362−367
  86. Fowler C, F., Kok B. Determination of H+/e ration in chloroplast with Flashing light.-Biochim.et Biophys.Acta., 1976, v.423,N3,p.510−523
  87. Genge S., Pilger D., Hiller R.C. The relationship between chlorophyll „b“ and pigment-protein complex 2.-Biochim. et Biophys. Acta, 1974, v.347,p.22−32.
  88. Gounaris K., Sen A., Brain A. et al. The formation of non bilayer structure in total polar lipid extracts of chloroplast membranes .-Bio chim. et Biophys.Acta., 1983, v.728,N1,p.129−139.
  89. Graber P., Zichler A., Acerlund H-E. Electric evidence for the isolation of inside-out vesicles from spinach chloroplasts.-FEBS Letters, 1978, v.96,p.356−360.
  90. Griflith J.P. Immediate visualization of protein in dodecyl-sulfate-polyacrilamid gels by presttaininig with remazol dyer.-Annal. Biochem., 1972, v.46,p.402−412.
  91. Grinius L.L.jIl'ina M.D., Mileykovslaya E.I. et al. Conservation of biomembrane-produced energy into electric form.V. Membrane particles of micrococcus lysodeikticus and pea chloroplasts.-Biochimica et Biophys.Acta., 1972.v.283,p.442−455.
  92. Hauska G., Trebst A., Draber V/. Lipophylicity and catalysis of photophosphorylation. II. Qqinoid compounds as artifitial carriers in cyclic photophosphorylation and photoreductions by photosystem I -Biochim.et Biophys.Acta., 1973, v.305,p.632−641.
  93. Hauska G., Trebst A. Proton translocation in chloroplast.-In:"Current topics in bioenergetics“, 1977, v.0,p.151−220.
  94. Hauska G, Samoray D., 0rlich G., Nelson N. Reconstitution of photophos-thetic energy conservation.II.Photophosphorylation in liposomes reaction center and chloroplast coupling factor complex.-Eur.J. Biochem., 1980, v. Ill, p.535−543.
  95. Hayden D.В., Hopkins V/.G. Membrane polypeptides and chlorophyll-protein complexes of maize mesophyll chloroplasts. Can. J, Bot., 1976, v.54,p.I684−1689.
  96. Haworth P., Kyle D.J., Arntzen C. J. A demonstration of the physiological role of membrane phosphorylation in chloroplasts using the bipartite models of photosynthesis.-Biochim. et Biophys. Acta, 1982, v.680,N3,343−351.
  97. Haworth P., Watson J., Arntzen C.J. The detection. isolation and characterization of light-harvesting complex which is specifically associated with photosystem I.-Biochim. et Biophys. Acta., 1983, v.724,p.I51−158.
  98. Hiyama T., Ke B. A new photosyBthetic pigment,"P430″:its possible role as a primary electron acceptor of photosystem I.-Proc.Nath. Acad.Sci., I97I, v.68,p.I0I0-I0I3.
  99. Hiyama T., Ke B. Difference spectra and extinction coefficient of P700 -Biochim. et Biophys. Acta, v.1972,v.267,p.I60-I7I.
  100. Hiller R.C., Genge S., Pilger D. Evidence for a dimer of the lightharvesting chlorophyll-protein complex II.-Plant Sei.Lett., 1974, v.2,p.239.242.
  101. Homann P.H. Cation effect on the fluorescence of isolated chloroplasts -Plant Physiol., 1969, v.44,p.932−936.
  102. Horton J., Black C. Activation of adenosin-5-triphosphate induced quenching of chlorophyll fluorescense by reduced plastoquinone.-EEBS Letters, 1580, v. II, p. I4i-I44.
  103. Hunter C.N., Jones O.T.C. The incorporation of reaction centers into membranes from a bacteriochlorophyll-less mutant of Rh. sphaeroi-des.-Biochim. et biophys. Acta, 1979, v.545,p.325−335.
  104. Jaynes J.M., Vernon L.P., Klein S.M. Photophosphorylation and related properties of reaggregated vesicles from spinach photosys% tem I particles.-Biochim. et Biophys. Acta, 1975, v.408,p.240−251
  105. Jagendorf J., Uribe K. ATP-formation caused by acid-base transition of spinach chloroplasts.-Proc.Nath.Acad.Sci., 1966, v.55,p.170−177.
  106. Joung R.C., Allen R., Meissner G. Permeability of reconstituted sarcoplasmic reticulum vesicles.-Biochim. et Biophys. Acta, I98I, v.640,p, 409−418.
  107. Kyle D.J., Staechelin L.A., Arntzen C.J. Lateral mobility of the ligh» harvesting complex in chloroplast membranes controls excitation energy distribution in higher plants.-Arch.Biochem.Biophys., 1983, v.222,p.527−541.
  108. Kyle D.J., Haworth P., Arntzen C.J. Thylakoid membrane protein phosphorylation leads to a decrease in connectivity between pho-tosystem II reaction centers.-Biochim.et Biophys. Acta, 1982, v.680,p.336−342.
  109. Kyle D.J., Arntzen C.J. Thylakoid membrane protein phosphorylation selectively alters the local membrane surface charge near the primary acceptor of photosystem II.-Photochem. Photobiol., 1983, v.5,N1,p.11−25.
  110. Machold 0., Simpson D., Lindberg-Moller B. Chlorophyll-protein of thy-lakoid from v/ild-type and mutant of barley.-Carlsberg Res.Commun. 1979, v.44,p.235−254.
  111. Malkin R., Bearden A.J. Prymary reaction of photosynthesis: photore-duction of a detected by EPR spectroscopy.-Proc.Nath.Acad.Sci., 1971, v.68,p.I6-I9.
  112. Mansfield R.W., Nakatany H.Y., Barber J. et al Charge density on the inner surface of pea thylafeoid membranes.-FEBS Letters, 1982, v.137,N1,p.133−136.
  113. МсЛопне1 A, Stachelin L.A. Adhesion between liposome mediated by the chlorophyll a/b light-harvesting complex isolated from chloroplast membranes.-J-Cell Biol., 1980, v.84,p.40−56.
  114. Mcltosh A.R., Chu M., Bolton J.B. Plash photolysis electron spin resonance studies of the electron acceptor species at low temperatures in photosystem I of spinach subchloroplast particles.-Biochim. et Biophys. Acta, I975, v.376,p.308−314.
  115. Melis A., PIarrey G.W. Regulation of photosystem stoichiometry, chlorophyll a and chlorophyll b content and relation to chloroplast ultras trueture.-Biochim. et Biophys. Acta, 1981, v.637,NI, p.138−145.
  116. Menke W., Radunz A., Koenig P. Membrane and vesicle formation from fragments and proteins of thylakoids.-Z.Naturforsch., 1973, v.28C, p.63−65.
  117. Mereer F.V., Hodge A.J., Hope A.B. et al. The structure and swelling properties of Nitella chloroplasts.-Aust.J.Biol.Sci., 1955, v.8,p-1−8
  118. Miller K.R., Staechelin L.A. Analysis of the thylakoid outer surface coupling factor is limited to unstaclced membrane regions.-J.Cell Biol., 1976, v.68,p.30−47.
  119. Millner P.A., Grouzis J.P., Chapman D.J. et al. Lipid enrichmant thylakoid membranes.I.Using soybean phospholipids.- Biochim. et Biophys. Acta, 1883, v.722,N2,p.331−340.
  120. Mitchell P. Chemiosmotic coupling in oxydative and photosynthetic pho-pftorylation.-Glynn Reseach.Bodmin.1966.
  121. Mullet J.E., Arntzen C.J. Simulation of grana stacking in a model membrane system mediation by a purified light-harvesting pigment-protein complex from chloroplasts.-Biochim. et Biophys.Acta., 1980, v.589,p.IOO-Iltf.
  122. Mullet E.J., Burke J.J., Arntzen C.J. A demonstration Study of photosystem T peripheral chlorophyll proteins.-Plan о piiysiol., 1980, v, 65, p.823−827.
  123. Mullet J., Leto K., Arntzen C.J. Structural organization and developme ment proteins for photosystem I and 2.-5-th Inter.Congr.Photo-synth.Halkidiki, 1980, Abstr.S.I., s.a., p.§ 00.
  124. Muracamy S., Parker L. The role of cation in the organization of chloroplast membranes.-Arch.Biochem.Biophys., 1971, v.146,N1,p.337−347
  125. Murata N., Control of exitation in photosynthesis.II.Magnesium ion-dependent distribution of exitation energy between two system in spinach chloroplasts.-Biochim.et Biophys.Acta., 1969, v.189,N2, p.171−181.
  126. Nakatany H., BaEber J., Forrester J. Surface charges on chloroplast membranes as studied by particle electrophoresis.-Biochim. et Biophys. Acta, 1998, v.504,p.215−225
  127. Nakatany H., Barber J. I’urther studies of the thylakoid membrane surface charges by particle electrophoresis.-Biochim. et biophys. Acta., 1980, v.591,p.82−91.
  128. Nelson N., Bengis C. Reaction center P700 from chloroplasts.-In:Proc. Third Inter.Congr.Photosynthesis, 1975, v. I, p.009-^20.
  129. Ogawa T., 0bata F., Shibata K. Two pigment protein in spinach chloroplasts. -Biophim. et Biophys. Acta, 1966, v. II2,N2, 233−234.
  130. Ojakian G.K., Satir P. Particle movements in chloroplast membranes: Quantitative measurements of membrane fluidity by the freeze-fracture technique.-Proc.Nath.Acad.Sci.I97§, v.71,p.2o52−2o56.
  131. Orlich G., Hauska G. Reconstitution of photosynthetic energy conser-vationTEur.J.Biochem., 1980, v. Ill, p.525−535.
  132. Papageorgeou G. On the mechanism of PMS effected quenching of chloroplast fluorescence.-Arch.Biochem.Biophys., 19Й5, v.166,p.390.
  133. Prohaska L.J. Gross E.L. Cation-induced quenching of chlorophyll-a fluorescence in triton XI00 subchloroplast particles.-Arch.Biochem.Biophys., 1977, v.181,p.147−154.
  134. Racker E. Reconstitution of Cytochromoxydase vesicles and conferral of sensitivity to energy transfer inhibitors.-J.Membr.Biol., 1972, v.10,p.221−235.
  135. Racker B., Chien T.-F., Ka. ndrach A. A cholate-dilution procedure forthe reconstitution of the Ca pump.^ P^-AIP exchanga and oxidative phosphorylation.-FEBS Letters, 1975, v.57,p.14−18.
  136. Radunz A. Binding of antibodies onto the thylakoid membranes.VI.Ase symmetric distribution of lipid and protein in the thylakoid membranes.-Z, Naturforsch., 1980, v. C35,N11−12,p.I024-I03I.
  137. Renthal R., Lanyi J.K. Light induced membrane potential and pH-gradi-ent in H. halobium envelope vesicles.-Biochem., 1976, v.15,N10, p.2136−2143.
  138. Ryrie I.J., Anderson J.M., Goodchild D.J. The role of the light-harvesting chlorophylla/b-protein complexes in chloroplast membrane stacking.-Eur.J.Biochem., 1980, v.107,p.345−354.
  139. Sane P.V., Goodchild D.J., Park R.B. Characterization of chloroplast photosystem I and 2 separatied by nondetergent method.-Biochim. et Biophys.Acta., 1970, v.216,p.162−178.
  140. Saboh K. Polypeptide composition of the purefied PSII pigment-protein complex from spinach.-Biochim. et Biophys. Acta, 1979, v.546, p.84−92.
  141. Sauer K., Mathis P., Acker S. et al. Electron accptors associated with P700 in triton solubilized photosystem I particles from spinach chloroplasts.-Biochim. et Biophys. Acta, 1978, v.303,p.120−134.
  142. Schuldiner S., Rottenberg H., Avron M. Determination of '.pH in chloro-plast.2.Fluorescent amines as a probe for the determination of pH in chloroplasts. Eur.J.Bio Chem1972, v.25,p.64−70.
  143. Schuldiner S., Radan E., Rottenberg H. et al. pH a. nd inembrane potential in bacterial chromatophores.- FEBS Letters, 1974, v.49, p.174−177.
  144. Shizawa J.A. The P700-chlorophyll-a-protein of higher plants.- Methods Enzymol., 1980, v.69,p.142−150.
  145. Shuvalov B.A., Dolan E., Ke B. Spectral and kinetic evidence for two early electron acceptors in photosystem I.-Proc.Nath.Acad.Sci., 1979, v.76,p.770−773.
  146. Shuvalov Y.A., Ke B., Dolan E. Kinetic and spectral properties of the intermediary electron acceptor A± in photosystem I: sub-r:nanosecond spectroscopy,-FEBS Letters, 1979, v.100,p.5−8.
  147. Shuvalov Y.A., Klevanik A.V., Sharkov A.Y. et al. Picosecond spectroscopy of photosystem I reaction centers.- FEBS Letters, I979r v. lo7,p.315−316.
  148. Siegel C.O., Jordan A.E., Miller K.P. Addition of lipid to the pho-synthetic membrane: effect on membrane structure energy transfer.-J.Cell Biol., 1981, v.91,N1,p.II3-I25.
  149. Simpson D.J. Freeze-fracture studies on barley plastid membranes. XII. Location of the Light-harvesting chlorophyll a/b-protein -Carlsberg Res.Commun., 1979, v.44,p.?05−336. Simpson D.J. Freeze-fracture studies on barley plastid membranes.
  150. V. Viridia-n^, a photosystem I mutant.-Carlsberg Res.Commun.1982,v.47,p.215−225. Simpson D.J. Freza-fracture studies on barley plastid membranes.
  151. VI. Location of the P700-chlorophyll a-protein I,-Eur.J.Cell Biol., 1983, v.31,N2,p.305−314.
  152. Sims P.J., Waggoner A.S. Chao Huei Wang et al. Studies of the mechanism by which cyanine Dyes measure membrane potential in red blood cell and phosphatidylcholine vesicles. Biochem., 1974, v.13,p.3315−3330.
  153. Thornber J. P, Thornber J.M. The light chlorophyll a/b protein.-Methods Enzimology, 1980, v.69,p.150−154.
  154. Villegas R., Villegas G.M., Barnold F.V. et al. Incorporation of thesodium channel of lobster nerve into artificial liposomes.-Biochem. Biophys.Res.Comm., 1977, v.79,p.210−217.
  155. Wang A., Parker L. Mobility of membrane particles in chloroplasts.-B Biochim. et Biophys.Acta, 1973, v.305,p.488−492.
  156. Weber K., 0sborn M. The reliability of molecular weight determination by dodecyl-sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis.-J.Biol.Chem., 1969, v.244,p.4406−4412.
  157. Witt H.T. Onthe bioenergetic mechanism of photosynthesis results by pulse methods.-In: Living systems Energy Convert., 1977, Amsterdam e. a, p.185−194.
  158. Yamamoto Y., Ke B. Membrane-surface elecric properties of tritonfractionated spinach subchloroplast fragments,-Biochim.et Biophys. Acta, 1981, v.636,N2,p.175−184.
  159. Zaugg W.S. Spectroscopic characteristics and some chemical properties of PMS and pyocyanine at the semiquinoid oxydation level.-J.Biol.Chem., 1964, v.239,p.3964.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!