Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Использование остаточных диполь-дипольных взаимодействий для изучения структуры и динамики белков

Диссертация: Использование остаточных диполь-дипольных взаимодействий для изучения структуры и динамики белков
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В настоящее время при изучении структур биологических макромолекул методом ЯМР основным источником структурной информации являются ограничения на попарные расстояния между протонами, получаемые при анализе данных о ядерном эффекте Оверхаузера (ЯЭО). Кроме того, используются константы скалярного спин-спинового взаимодействия (КССВ), дающие ограничения на двугранные углы, и информация… Читать ещё >

Использование остаточных диполь-дипольных взаимодействий для изучения структуры и динамики белков (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • Барназа
  • Начальные сведения
  • Ферментатнвная активность барназы
  • Структурные исследования барназы
  • Внутримолекулярная подвижность в барназе
  • Применение остаточных дипольных констант для анализа структуры и динамики белков
  • Остаточные диполь-дипольные взаимодействия
  • Матрица порядка Саупе
  • Механизмы ориентирования белка
  • Применение остаточных дипольных констант для уточнения пространственной структуры
  • Распознавание структур и вписывание гомологичных моделей
  • Определение взаимной ориентации доменов белка при помощи дипольных констант

В настоящее время при изучении структур биологических макромолекул методом ЯМР основным источником структурной информации являются ограничения на попарные расстояния между протонами, получаемые при анализе данных о ядерном эффекте Оверхаузера (ЯЭО) [ 1 ]. Кроме того, используются константы скалярного спин-спинового взаимодействия (КССВ), дающие ограничения на двугранные углы [2], и информация о внутримолекулярных водородных связях, получаемая из экспериментов по обмену протонов NH на дейтерий растворителя или из спин-спиновых взаимодействий, передаваемых через водородные связи [3]. Большинство из перечисленных выше ограничений являются локальными по своей физической природе. С их помощью удается с хорошей точностью установить локальную структуру макромолекулы и получить набор пространственных структур, хорошо согласующихся с экспериментальными данными. Тем не менее, часто остаются неопределенности в строении отдельных участков молекулы и/или взаимной ориентации элементов вторичной структуры, обусловленные недостаточным количеством ограничений «дальнего порядка», т. е. ограничений на взаимное положение атомов остатков, находящихся далеко друг от друга в первичной структуре и/или в пространстве. Другим осложнением при данном подходе является проблема отнесения большого количества сигналов в области спектра, соответствующей боковым группам аминокислотных остатков, в случае больших белков. Поэтому при работе с мультидоменными белками описанный метод не столь эффективен.

Дополнительную структурную информацию можно получить из спектров ЯМР высокого разрешения при помощи создания анизотропии ориентации растворённых молекул [4,5]. Целый ряд взаимодействий, проявляющихся в спектрах ЯМР, являются анизотропными и описываются тензорами второго ранга, которые в изотропных условиях вырождаются в скалярные величины. Слабое анизотропное распределение ориентации молекул делает эти взаимодействия настолько значительными, что их можно легко детектировать методом ЯМР при условиях стандартных для изучения биологических макромолекул. Частичной ориентации молекулы можно добиться, используя анизотропию ее магнитной восприимчивости (ориентирование во внешнем магнитном поле [5,6,7]) или наличие у нее электрического дипольного момента (ориентирование во внешнем электрическом поле [8]). Однако анизотропия магнитной восприимчивости большинства белков мала и не позволяет достигать достаточной для практического применения степени их ориентирования (в магнитных полях современных ЯМР-спектрометров), а проблемы экспериментального плана затрудняют использование внешнего электрического поля для частичного ориентирования белков. Поэтому обычно белок ориентируют, используя анизотропию его взаимодействия с упорядоченной внешней средой (жидкокристаллической матрицей) [9,10,11].

Таким образом, можно измерить дипольные взаимодействия между ядрами, обладающими магнитным моментом, анизотропию химического сдвига, и квадрупольные взаимодействия. Эффект анизотропного распределения положения молекул удобнее всего описывать при помощи ряда параметров, называющихся тензором ориентации или матрицей порядка Саупе (the Saupe order matrix) [12]. Величина остаточных тензорных взаимодействий является функцией тензора ориентации и направления в пространстве отдельных химических групп по отношению к главным осям тензора, таким образом, неся в себе информацию о структуре молекулы. Одной из таких величин является константа диполь-дипольного взаимодействия (КДЦВ).

Преимущество остаточных констант диполь-дипольного взаимодействия заключается в том, что они позволяют ввести так называемые дальние ограничения, т. е. несут информацию о взаимной ориентации удалённых или слабо взаимодействующих химических групп. Данные, полученные из КДЦВ, могут быть использованы для уточнения структуры молекулы, рассчитанной при помощи ЯЭО и констант спинспинового взаимодействия [13,14]. Также можно получить структуру и непосредственно из КДДВ, т. е. без использования ЯЭО и КССВ [15,16]. Эксперименты по измерению констант дипольного и спин-спинового взаимодействия проводятся гораздо быстрее, чем эксперименты по измерению ЯЭО и могут применяться к большим белкам, следовательно, они являются очень эффективными при определении структуры молекул методом ЯМР. Поэтому, в настоящее время для расчета структур больших мультидоменных белков и для оценки их динамических параметров часто пользуются ЯМР-методиками, основанными на измерении КДДВ [17,18,19].

Однако, по ходу выполнения работы, в имеющихся методиках были выявлены некоторые существенные недостатки, связанные с необходимостью наличия определенных знаний о структуре исследуемой молекулы (в частности о наличии и составе динамических доменов). Для устранения указанных трудностей был предложен и реализован алгоритм независимого выделения в белке динамических доменов и определения параметров их движения друг относительно друга. Разработанный алгоритм подробно описывается в главе «Материалы и методы», а его тестирование — в «Результаты и обсуждения» .

В качестве объекта исследования и тестирования предложенных методик нами была выбрана барназа — представитель класса небольших бактериальных рибонуклеаз.

Часто каталитическая активность ферментов регулируется их конформационными изменениями, которые возникают в ответ на взаимодействие с лигандом или ковалентные модификации, например фосфорилирование [20,21]. Обычно эти изменения можно представить как переходы между определенными устойчивыми (энергетически выгодными) состояниями молекулы белка. Благодаря этим переходам осуществляется связывание/высвобождение субстрата или ингибитора, достигается «правильное» расположение каталитических групп, а также аллостерическое регулирование [ 22,23,24,25,26,27 ]. Помимо этого, изменения конформации белка могут приводить к изменению электрического поля в активном центре фермента [28,29]. Взаимосвязь между внутренней динамикой белка в микрои миллисекундном временном диапазоне и ходом каталитической реакции была показана для циклофилина, А [23] и биназы [25].

Один из наиболее изученных классов ферментов — это рибонуклеазы. Они встречаются в любом живом организме, от прокариот до млекопитающих. Рибонуклеазы в рамках своей функциональной активности — гидролиза молекул РНК — оказываются задействованными в широком спектре метаболических процессов. Изучение взаимосвязи между структурой, внутренней динамикой и функциями этих белков вносит значительный вклад не только в изучение молекулярных основ ферментативного катализа, но, кроме этого, дает возможность приблизиться к пониманию многих процессов клеточного метаболизма на молекулярном уровне.

Один из представителей класса небольших бактериальных рибонуклеаз — барназавнеклеточный фермент, секретируемый Bacillus amyloliquefaciens. Барназа является хорошо изученным белком, исследованию ее структуры и функций посвящено большое количество работ [30,31,32,33]. К настоящему моменту выполнено много работ по клонированию барназы и ее мутантов, подробно исследованы их каталитические свойства, получено множество данных по термодинамике белка [33,34,35]. Кроме того, при помощи метода молекулярной динамики (МД) показано большое значение доменных движений для энтропийной стабилизации барназы [36]. Выявлено, что в барназе можно выделить два динамических домена, а также получены амплитуды основных коллективных мод, на которые можно разложить внутренние движения белка. Представленная динамическая модель хорошо согласуется с данными, полученными при помощи сайт-специфического мутагенеза [33,34,37,38,39]. Тем не менее, результаты МД исследований требуют независимого экспериментального подтверждения.

Целью данной диссертационной работы является установление динамических характеристик барназы при помощи методик спектроскопии ЯМР, основанных на анализе остаточных констант диполь-дипольного взаимодействия. Для этого, во-первых, изучаются изменения в структуре белка, вызванные мутацией Е73А, которая препятствует образованию солевого мостика К27-Е73 и, как ожидается, должна приводить к стабилизации открытого состояния фермента [36]. А во-вторых, исследуются динамические характеристики барназы дикого типа.

Работа выполнена в лаборатории структурной биологии Института Биоорганической Химии им М. М. Шемякина и Ю. А. Овчинникова РАН и является составной частью проводимых в институте исследований структуры и функции биологических макромолекул.

Выводы.

1. Методики и алгоритмы, предложенные в данной работе, могут успешно использоваться для регистрации и детального анализа структурных изменений в белках. Данные методики уникальны в том смысле, что не требуют знания a priori о составе доменов, и применимы для анализа равновесных состояний белков в растворе.

2. Выявлено, что барназа существует в виде двух различных состояний («открытого» и «закрытого»), которые отличаются друг от друга поворотом одного динамического домена относительно другого на угол ~ 20°. Обе формы находятся в равновесии, и между ними осуществляется быстрый (~10~8 сек.) переход.

3. Состав полученных динамических доменов и параметры их движения хорошо согласуются с результатами молекулярно-динамических расчетов, представленными в работе [36].

4. Так как «дно» активного центра барназы, расположено на поверхности между двумя полученными доменами, то доменные движения играют существенную роль в активности фермента. Изменение взаимной ориентации доменов и подвижность боковых петель [23,25] могут дополнять друг друга при рассмотрении полной картины функциональной динамики ферментов. Из-за существенного различия в характерных временах, движения доменов (~10″ 8 сек.) и петель (~1СГ4 сек.) в барназе, по всей видимости, имеют различное функциональное значение.

5. Два солевых мостика (Lys27-Asp54 и Lys27-Glu73) и другие слабые взаимодействия на поверхности между доменами необходимы для наносекундных ангармонических [36,97] доменных движений [98]. Смещение равновесной заселённости в сторону открытой формы из-за введения мутации в барназе Е73А показывает ключевое значение солевого мостика Lys27-Glu73 для стабилизации «закрытого» состояния [36].

6. Для анализа экспериментальных данных разработан пакет программного обеспечения REDCAP (REsidual Dipolar Coupling Analysis Program), одним из основных модулей которого является автоматическое проведение кластер-анализа.

Заключение

.

Полученные в диссертационной работе результаты демонстрируют удобство и эффективность применения остаточных констант диполь-дипольного взаимодействия для уточнения пространственной структуры и анализа динамических параметров мультидоменных белков. Тестирование разработанного алгоритма кластеризации на МВР и барназе показало, что метод, основанный на анализе КДДВ является самодостаточным в том смысле, что он не требует данных о составе доменов, полученных a priori какими-то другими способами (необходимо только знание структуры белка).

При помощи предложенной методики было проверено основанное на теоретических расчетах методом молекулярной динамики предположение о наличии в барназе высокоамплитудных коллективных (доменных) движений и, как следствие, существовании миллисекундной динамики в активном центре фермента [36]. В итоге выявлено, что в барназе можно выделить два динамических домена. При этом в растворе белок существует в виде равновесия двух различных форм («открытого» и «закрытого» состояний). Между ними осуществляется быстрый переход (вероятно ~10″ 8 сек.). Так как при этом активный центр барназы претерпевает значительные структурные изменения, то данное движение может иметь существенное значение для её ферментативной активности. Также в работе показано ключевое значение солевого мостика Lys27-Glu73 для стабилизации «закрытого» состояния белка.

Показать весь текст

Список литературы

  1. J.H.Noggle and R.E.Schrimer, The Nuclear Overhauser Effect. New York: Academic Press, 1971.
  2. V.F.Byslrov «Spin-spin coupling and the conformational states of peptide systems». Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy 1980.10. 41−81.
  3. Florence Cordier, Marco Rogowski, Stephan Grzesiek & Ad Bax «Observation of Through-Hydrogen-Bond 2hJHC' in a Perdeuterated Protein». J. Magn. Reson. В 1999.140. 510−512.
  4. Nico Tjandra, Ad Bax «Direct Measurement of Distances and Angles in Biomolecules by NMR in a Dilute Liquid Crystalline Medium». Sciense 1997. 278. 1111−1113.
  5. Nico Tjandra, James G. Omichinski, Angela M. Gronenborn, G. Marius Clore & Ad Bax «Use of dipolar 'H-15N and 'H-13C couplings in the structure determination of magnetically oriented macromolecules in solution». Nat. Struct. Biol. 1997. 4. 732−738.
  6. J.R.Tolman, J.M.Flanagan, M.A.Kennedy & J.H.Prestegard «Nuclear magnetic dipole interactions in field-oriented proteins: information for structure determination in solution». Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1995. 92. 9279−9283.1.^
  7. L.Huis, F.J.J.de Kanter & C. MacLean «Chemical shielding anisotropy of С in CH3 *CN determined by NMR spectroscopy of the dielectrically oriented molecule». Molecular Physics 1991.73. 1077−1083.
  8. J.F.Trempe, F.G.Morin, Z. Xia, R.H.Marchessault & KGehring «Characterization of polyacrylamide-stabilized Pfl phage liquid crystals for protein NMR spectroscopy». J. Biomol. NMR 2002. 22. 83−87.
  9. Marcel Ottiger, Ad Bax «Characterization of magnetically oriented phospholipids micelles for measurement of dipolar couplings in macromolecules». J. Biomol. NMR 1998.12. 361 372.
  10. A.Saupe «Recent results in the field of liquid crystals». Angew. Chem. 1968. 7. 97−112.
  11. G.Marius Clore, D.S.Garrett «R-factor, free R and complete cross-validation for dipolar coupling refinement of NMR structures». J. Am. Chem. Soc. 1999.121. 9008−9012.
  12. Frank Delaglio, G. Kontaxis & Ad Bax «Protein structure determination using molecular fragment replacement and NMR dipolar couplings». J. Am. Chem. Soc. 2000.122. 21 422 143.
  13. C.A.Fowler, F. Tian, H.M.Al-Hashimi & J.H.Prestegard «Direct measurement of 1H-1H dipolar couplings in proteins: a complement to traditional NOE measurements». J. Mol. Biol. 2000. 304. 447−460.
  14. Ad Bax «Weak alignment offers new NMR opportunities to study protein structure and dynamics». Protein Science 2003.12.1−16.
  15. J.R.Tolman «Dipolar couplings as a probe of molecular dynamics and structure in solution». Current Opinion in Structural Biology 2001.11. 532−539.
  16. J.H.Prestegard «New techniques in structural NMR anisotropic interactions». Nat. Struct. Biol. NMR Suppl 1998. 5. 517−522.
  17. Alan Fersht, Structure and mechanism in protein science. A guide to enzyme catalysis and protein folding. New York: Freeman, 1999. 44−51.
  18. N.A. Temiz, I. Bahar «Inhibitor binding alters the directions of domain motions in HIV-1 reverse transcriptase». Proteins: Struct. Funct. Genet 2002. 49. 61−70.
  19. J.R.Schnell, H.J.Dyson & P.E. Write «Structure, dynamics, and catalytic function of dihydrofolate reductase». Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2004.33. 119−140.
  20. E.Z.Eisenmesser, D.A.Bosco, M. Akke & D. Kern «Enzyme dynamics during catalysis». Sciense 2002. 295. 1520−1523.
  21. O.Miyashita, J.N.Onuchic & P.G. Wolynes «Nonlinear elasticity, proteinquakes, and the energy landscapes of functional transitions in proteins». Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003. 100. 12 570−12 575.
  22. L. Wang, Y. Pang, T. Holder, J.R.Brender, A. V. Kurochkin & E.R.P.Zuiderweg «Functional dynamics in the active site of the ribonuclease binase». Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001. 98. 7684−7689.
  23. B.F. Volkman, D. Lipson, D.E. Wemmer & D. Kern «Two-state allosteric behavior in a single-domain signaling protein». Sciense 2001. 291. 2429−2433.
  24. M.Revington, Т. Holder & E.R.P.Zuiderweg «NMR study of nucleotide-induced changes in the nucleotide binding domain of Thermus Thermophilus Hsp70 chaperone DnaK: implication for the allosteric mechanism». J. Biol. Chem. Papers in Press 2004.
  25. B.M.P.Huyghues-Despointes, R.L.Thurlkill, M.D.Daily, D. Schell, J.M.Briggs, J.M.Antosiewicz, C.N.Pace & J.M.Scholtz «pK values of histidine residues in ribonuclease Sa: effect of salt and net charge.». J. Mol. Biol. 2003. 325. 1093−1105.
  26. Y.Mauguen, R.W.Hartley, EJ. Dodson, G.G.Dodson, G. Bricone, C. Chothina & A. Jack «Molecular structure of a new family of ribonucleases». Nature 1982. 297. 162−164.
  27. D.E.Mossakowska, K. Nyberg & A.R.Fersht «Kinetic characterization of the recombinant ribonuclease from Bacillus amyloliquefaciens (barnase) and investigation of key residues in catalysis by site-directed mutagenesis». Biochemistry 1989. 28. 3843−3850.
  28. E.M.Meiering, L.A.Serrano & A.R.Fersht «Effect of active site residues in barnase on activity and stability». J. Mol. Biol. 1992. 225. 585−589.
  29. F.Khan, J.I.Chuang, S. Gianni & A.R.Fersht «The kinetic pathway of folding of barnase». J. Mol. Biol. 2003.333.169−186.
  30. S.B.Nolde, A.S.Arseniev, Vladislav Yu. Orekhov & M. Billeter «Essential domain motions in barnase revealed by MD simulations». Proteins: Struct. Funct. Genet 2002. 46. 250−258.
  31. D.D.Axe, N. W. Foster & A.R.Fersht «An irregular beta-bulge common to a group of bacterial RNases is an important determinant of stability and function in barnase». J. Mol. Biol. 1999. 286. 1471−1485.
  32. D.D.Axe, N. W. Foster & A.R.Fersht «A search for single substitutions that eliminate enzymatic function in abacterial ribonuclease». Biochemistry 1998. 37. 7157−7166.
  33. L.A.Serrano, J.T.Kellis, P. Cann, A. Matouschek & A.R.Fersht «The folding of enzyme. 2. Substructure of barnase and the contribution of different interactions to protein stability». J. Mol. Biol. 1992. 224. 783−804.
  34. R. W. Hartley «Homology between prokaryotic and eukaryotic ribonucleases». J. Mol. Evol. 1980.15.355−358.
  35. C.Hill, G. Dodson, U. Heinemann, W. Saenger, Y. Mitsui, KNakamura, S. Borisov, G. Tischenko, K. Polyakov & S. Pavlovsky «The structural and sequence homology of a family of microbial ribonucleases». Trends. Biochem. Sci. 1983.14. 1−6.
  36. K. Takahashi, S. Moore «Ribonuclease Tl». Enzymes 1982.15. 435−468.
  37. S.Nishimura, M. Nomura «Ribonuclease of Bacillus subtilis». J. Biochem. 1959. 46. 161−167.
  38. N.E. Welker, L.L.Campbell «Comparsion of the б-amylase of Bacillus subtilis and B. amyloliquefaciens». J. Bacteriol. 1967. 94. 1131−1135.
  39. R. W. Hartley «A reversible thermal transition of the extracellular ribonuclease of Bacillus amyloliquefaciens». Biochemistry 1968. 7. 2401−2408.
  40. G. W. Rushizky, A.E.Greco, R. W. Hartley & H.A.Sober «Studies on the characterization of ribonucleases». J. Biol. Chem. 1964. 239. 2165−2169.
  41. H.L.Osterman, F.G.Jr. Waltz «Subsites and catalytic mechanism of ribonuclease Tl: Kinetic studies GpA, GpC, GpG and GpU as substrates». Biochemistry 1978.17. 4124−4130.
  42. P.C.Fitzgerald, R. W. Hartley «Polyethenoadenosine phosphate as a fluorogenic substrate for barnase». Anal. Biochem 1993. 214. 544−547.
  43. M.Saunders, A. Wishina & J.G.Kirkwood «The nuclear magnetic resonance spectrum of ribonuclease». J. Am. Chem. Soc. 1957. 79. 3285−3290.
  44. F.M.Richards, H. W. Wyckoff"~QoVm.Q pancreatic ribonuclease". Enzymes 1971. 4. 647−805.
  45. V.Guillet, A. Lapthorn & Y. Mauguen «3-Dimensional structure of abarnase-3'-GMP complex at 2.2-angstrom resolution». FEBS Lett. 1993. 330. 137−140.
  46. E.M.Meiering, M. Bycroft, M.J.Lubienski & A.R.Fersht «Structure and dynamics of barnase complexed with З'-GMP studied by NMR spectroscopy». Biochemistry 1993. 32. 1 097 510 987.
  47. J.Sevcik, E.J.Dodson & G.G.Dodson «Determination and restrained least-squares refinement of the structures of ribonuclease Sa and its complex with З'-quanylic acid at 1.8 E resolution». ActaCryst. 1991.47. 240−253.
  48. M.Bycroft, S. Ludvigsen, A.R.Fersht & F.M.Poulsen «Determination og the three-dimensional solution structure of barnase using nuclear magnetic resonance spectroscopy». Biochemistry 1991.30. 8697−8701.
  49. S.Baudet, J. Janin «Crystal structure of barnase-d (GpC) complex at 1.9 E resolution». J. Mol. Biol. 1991.219. 123−132.
  50. A.A.Schulga, F. Kurbanov, M.P.Kirpichnikov, I.I.Protasevich, V.M.Lobachov, B. Renjbar, V. Chekhov, K.M.Polyakov, Y. Engelborn & A.A.Makarov «Comparative study of binase and barnase: experience in chimeric ribonucleases». Protein Eng. 1998.11. 775−782.
  51. M.Gochin, H. Roder «Protein structure refinement based on paramagnetic NMR shifts: applications to wild-type and mutant forms of cytochrome c». Nat. Struct. Biol. 1995. 4. 296 305.
  52. Charles R. Sanders II, B.J.Hare, K.P.Howard & J.H.Prestegard «Magnetically-oriented phospholipid micelles as a tool for the study of membrane-associated molecules». Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy 1994. 26. 421−444.
  53. M.R.Hansen, L. Mueller &A.Pardi «Tunable alignment of macromolecules by filamentous phage yields dipolar coupling interactions». J. Nat. Struct. Biol. 1998. 5. 1065−1074.
  54. J.Sass, Florence Cordier, A. Hoffman, A. Cousin, J.G.Omichinski, H. Lowen & Stephan Grzesiek «Purple membrane induced alignment of biological macromolecules in the magnetic field». J. Am. Chem. Soc. 1999.121. 2047−2055.
  55. R.Tycko, F. Blanco & Y. Ishii «Alignment of biopolymers in strained gels: a new way to create detectable dipole-dipole couplings in high resolution biomolecular NMR». J. Am. Chem. Soc. 2000.122. 9340−9341.
  56. V. V. Klochkov, A. V. Klochkov, C.M.Thiele & S. Berger «A novel liquid crystalline system for partial alignment of polar organic molecules». J. Magn. Reson. 2005.178. 41−46.
  57. Keiran Fleming, Derek Gray, Sunil Prasannan & Stephen Matthews «Cellulose Crystallites: A New and Robust Liquid Crystalline Medium for the Measurement of Residual Dipolar Couplings». J. Am. Chem. Soc. 2000.122. 5224−5225.
  58. Ad Bax, Nico Tjandra «High-resolution heteronuclear NMR of human ubiquitin in an aqueous liquid crystalline medium». J. Biomol. NMR 1997.10. 289−292.
  59. M.Zweckstetter, Ad Bax «Prediction of Sterically Induced Alignment in a Dilute Liquid Crystalline Phase: Aid to Protein Structure Determination by NMR». J. Am. Chem. Soc. 2000.122. 3791−3792.
  60. C.A.Beweley, G. Marius Clore «Determination of the Relative Orientation of the Two Halves of the Domain-Swapped Dimer of Cyanovirin-N in Solution Using Dipolar Couplings and Rigid Body Minimization». J. Am. Chem. Soc. 2000.122. 6009−6016.
  61. G.Cornilescu, J.L.Marquardt, Marcel Ottiger & Ad Bax «Validation of Protein Structure from Anisotropic Carbonyl Chemical Shifts in a Dilute Liquid Crystalline Phase». J. Am. Chem. Soc. 1998.120. 6836−6837.
  62. G.Cornilescu, Ad Bax «Measurement of Proton, Nitrogen, and Carbonyl Chemical Shielding Anisotropics in a Protein Dissolved in a Dilute Liquid Crystalline Phase». J. Am. Chem. Soc. 2000.122.10 143−10 154.
  63. Marcel Ottiger, Nico Tjandra & Ad Bax «Magnetic Field Dependent Amide 15N Chemical Shifts in a Protein-DNA Complex Resulting from Magnetic Ordering in Solution». J. Am. Chem. Soc. 1997.119. 9825−9830.
  64. J.J.Chou, S. Li, C.B.Klee &AdBax «Solution structure of Ca2±calmodulin reveals flexible hand-like properties of its domains». Nat. Struct. Biol. 2001. 8. 990−997.
  65. M.Ikura, S. Spera, G. Barbato, Lewis E. Kay, M. Krinks & Ad Bax «Secondary structure and side-chain and 13C resonance assignments of calmodulin in solution by heteronuclear multidimensional NMR-spectroscopy». Biochemistry 1991. 30. 9216−9228.
  66. M.A. Wilson, A.T.Brunger «The 1.0 A crystal structure of Ca2±bound calmodulin: an analysis of disorder and implications for functionally relevant plasticity». J. Mol. Biol. 2000. 301. 1237−1256.
  67. J.J.Chou, S. Li & Ad Bax «Study of conformational rearrangement and refinement of structural homology models by the use of heteronuclear dipolar couplings». J. Biomol. NMR 2000.18.217−227.
  68. M.Levitt «Accurate modeling of protein conformation by automatic segment matching». J. Mol. Biol. 1992. 226. 507−533.
  69. W.F.Mark, M. W. Fisher, J.A.Losonczi, J.L. Weaver & J.H.Prestegard «Domain orientation and dynamics in multidomain proteins from residual dipolar couplings». Biochemistry 1999. 38. 9013−9022.
  70. N.KGoto, N.R.Skrynnikov, F. W. Dahlquist & Lewis E. Kay «What is the average conformation of bacteriophage T4 lysozyme in solution? A domain orientation study using dipolar couplings measured by solution NMR». J. Mol. Biol. 2001. 308. 745−764.
  71. Richard R. Ernst, Geoffrey Bodenhausen, and Alexander Wokaun, Principles of Nuclear Magnetic Resonance in One and Two Dimensions. Oxford: Clarendon Press, 1987.
  72. Nico Tjandra, Stephan Grzesiek & Ad Bax «Magnetic Field Dependence of Nitrogen-Proton J Splittings in 15N-Enriched Human Ubiquitin Resulting from Relaxation Interference and Residual Dipolar Coupling». J. Am. Chem. Soc. 1996.118. 6264−6272.1 2
  73. J. Wirmer, H. Schwalbe «Angular dependence of J (N/, ca-) and J (N/, ca (--/j) coupling constants measured in J-modulated HSQCs «. J. Biomol. NMR 2002. 23. 47−55.
  74. K.Ding, A.M.Grohenborn «Sensitivity-enhanced E. COSY type HSQC experiments for accurate measurements of one- bond 15N-'Hn and 15N-13C' two-bond 13C'-'HN residual dipolar couplings in proteins». J. Magn. Reson. 2002.158. 173−177.
  75. Marcel Ottiger, AdBax «Determination of Relative N-HN, N-C', С-С', and C-H Effective Bond Lengths in a Protein by NMR in a Dilute Liquid Crystalline Phase». J. Am. Chem. Soc. 1998.120.12 334−12 341.
  76. P.Permi «A spin-state-selective experiment for measuring heteronuclear one-bond and homonuclear two-bond couplings from an HSQC-type spectrum». J. Biomol. NMR 2002. 22. 27−35.
  77. M.Ya.Reibarkh, D.E.Nolde, L.I.Vasilieva, E.V.Bocharov, A.A.Schulga, M.P.Kirpichnikov & A.S.Arseniev «Three-dimensional structure of binase in solution». FEBS Lett. 1998. 431. 250 254.
  78. P.Guentert, C. Mumenthaler & K. Wuthrich «Torsion angle dynamics for NMR structure calculation with the new program DYANA». J. Mol. Biol. 1997. 273. 283−298.
  79. N.R.Skrynnikov, Lewis E. Kay «Assessment of molecular structure using frame-independent orientational restraints deraved from residual dipolar couplings». J. Biomol. NMR 2000.18. 239−252.
  80. G.Marius Clore, Angela M. Gronenborn & Ad Box «A Robust Method for Determining the Magnitude of the Fully Asymmetric Alignment Tensor of Oriented Macromolecules in the Absence of Structural Information». J. Magn. Reson. 1998.133. 216−221.
  81. Matthias Buck, Martin Karplus «Internal and Overall Peptide Group Motion in Proteins: Molecular Dynamics Simulations for Lysozyme Comared with Results from X-ray and NMR Spectroscopy». J. Am. Chem. Soc. 1999.121. 9645−9658.
  82. G.Basu, A. Kitao, A. Kuki & N. Go «Protein electron transfer reorganization energy spectrum from normal mode analysis. 2. Application to Ru-modified cytochrome C». J. phys. Chem. 1998.11.2085−2094.
  83. J.Evenas, V. Tugarinov, N.R.Skrynnikov, N. KGoto, R. Muhandiram & Lewis E. Kay «Ligand-induced structural changes to maltodextrine-binding protein as studied by solution NMR spectroscopy.». J. Mol. Biol. 2001.309. 961−974.
  84. A.T.Brunger, C.L.Brooks 3rd & M. Karplus «Active site dynamics of ribonuclease». Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1985. 82. 8458−8462.
  85. D.G.Covell, A. Wallquist «Analysis of protein-protein interactions and effect of amino acid mutations on their energetics. The importance of water molecules in the binding epitope.». J. Mol. Biol. 1997. 269. 281−297.
  86. Alan Fersht «A kinetically significant intermediate in the folding of barnase». Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2000. 97. 14 121−14 126.
  87. A.Kitao, N. Go «Investigating protein dynamics in collective coordinate space». Current Opinion in Structural Biology 1999. 9. 164−169.
  88. K.-C.Chou «Low-frequency collective motion in biomacromolecules and its biological functions». Biophys. Chem. 1988. 30. 3−48.
  89. M.R.Pelizzo, A. Toniato, A. Piotto & P. Bernante «Gradient-tailored excitation for single-quantum NMR spectroscopy of aqueous solutions». J. Biomol. NMR 1992. 2. 661−665.
  90. D.Marion, M. Ikura, R. Tschudin & Ad Bax «Rapid recording of 2D NMR spectra without phase cycling. Application to the study of hydrogen exchangein proteins». J. Magn. Reson. 1989. 85. 393−399.
  91. D.J.States, R.A.Haberkorn & D.J.Ruben «A two-dimensional nuclear Overhauser experiment with pure absorption phase in four quadrants». J. Magn. Reson. 1982. 48. 286 292.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!