Молекулярное моделирование мембрано-связанных участков белков и пептидов

ГЛАВА VI. ВЫВОДЫ.

1. Предложен новый метод количественной оценки гидрофобных свойств мембранных белков и их отдельных структурных элементов, основанный на моделировании пептидов в растворителях различной полярности (вода, пропан) методом Монте-Карло и расчете молекулярного гидрофобного потенциала в точках их поверхности. Разработан метод расчета ориентации ТМ сегментов друг относительно друга и относительно мембраны.

2. Показано, что неспецифические гидрофобные взаимодействия играют основную роль в формировании пространственной структуры мембранных участков белков. В отличие от глобулярных белков, в них не обнаружено взаимодействий между полярными остатками, далеко отстоящими в аминокислотной последовательности. Установлено, что гидрофобная организация мембранного домена бактериородопсина существенно отличается от таковой, предложенной для фотореакционных центров бактерий.

3. Детально охарактеризованы гидрофобные/гидрофильные свойства пучков из пяти и более ТМ а-спиралей с центральной порой внутри (5-СП шаблон). Показано, что эти комплексы стабилизированы гидрофобными контактами между порообразующими сегментами. Выявлен «гидрофобный шаблон», общий для ассоциатов с 5-СП архитектурой, и разработан алгоритм, позволяющий выявлять в аминокислотных последовательностях белков участки, формирующие подобные комплексы.

4. Предложен новый метод, «профиль окружения», предназначенный для идентификации ТМ а-спиралей в аминокислотной последовательности, оценки свойств окружения входящих в них остатков и создания реалистичных моделей ТМ а-спиральных комплексов.

5. Для моделирования белков методами молекулярной динамики и Монте-Карло созданы эффективные модели сольватации, имитирующие влияние сред различной полярности, включая биомембрану. Разработанные модели адекватно описывают следующие аспекты поведения пептидов и белков в мембране: а) Конформация в бислоеб) Эффекты «гидрофобного соответствия» между длиной гидрофобного участка пептида и толщиной мембраныв) Ориентация полипептидной цепи (ТМ, периферическая, шпилькообразная) в зависимости от ее гидрофобных свойствг) Индуцированная мембраной стабилизация а-спирали.

6. Фузионная активность пептида НА гемагглютинина вируса гриппа и его производных определяется следующими факторами: 1) ос-спиральная конформация, периферическое расположение и ориентация под углом -15−20° к плоскости мембраны- 2) наличие специфического «наклонного» паттерна гидрофобности на поверхности пептида- 3) определенная глубина погружения в бислой: среднее расстояние между центром масс ос-спирали и интерфейсом мембрана-вода: 1,3 -1,5 А.

7. Фрагменты первой внемембранной петли рецепторов хемокинов ССЫ5, ССКЗ и СС112 В определяют их специфичность к М-тропным штаммам вируса иммунодефицита человека 1 (М/ВИЧ-1). Предложены аминокислотные замены для изменения вирус-связывающей активное&tradeСС115. Теоретачески предсказана и подтверждена экспериментально М/ВИЧ-1 корецепторная активность рецептора брадикинина и рецептора ОРК-СУб.

ГЛАВА IV.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В этой главе суммированы проведенные в диссертационной работе исследования и полученные новые результаты (разд. IV. 1), обсуждается их научно-практическое значение (разд. IV.2), а также сформулированы перспективы дальнейшего развития как разработанных методов и алгоритмов, так и всей области в целом (разд. IV.3).

IV. 1. Обзор проведенных исследований и полученных результатов.

IV.1.1. Предложен новый эмпирический метод оценки гидрофобных и гидрофильных свойств ТМ а-спиральных пептидов, основанный на совместном использовании двух независимых подходов: 1) моделировании пептидов в растворителях различной полярности (вода, пропан) методом МК- 2) расчете МГП в точках поверхности спирали (Efremov et al., 1992аEfremov & Alix, 1993; Efremov & Vergoten, 1995). В первом случае для набора конфигураций, полученных для системы пептид-среда в состоянии равновесия, анализируются средние значения энергии взаимодействия с растворителем для каждого атома пептида. Эти данные служат мерой гидрофобности/гидрофильности рассматриваемого атома: низкие величины энергии взаимодействия с водой (ЭПВ) и пропаном (ЭПП) свидетельствуют, соответственно, о его гидрофильном и гидрофобном характере. Во втором случае рассчитывается вклад всех атомов пептида в МЕП в каждой точке поверхности ос-спирали. Визуализацию полученных свойств предложено осуществлять путем проецирования либо положений атомов с высокими и низкими значениями ЭПП (или ЭПВ) (метод-1), либо значений МГП (метод-2) на поверхность цилиндра, ось которого совпадает с осью а-спирали. На основании этих данных затем рассчитываются двумерные изопотенциальные карты МГП (а, Z) (а — угол вращения относительно оси цилиндра, Z — смещение вдоль данной оси), а также одномерные графики распределения ЭПП (а)/ЭПВ (а) или МГП (а).

Полученные результаты позволяют сформулировать следующие выводы: 1) Пространственные распределения полярных/неполярных характеристик пептидов, рассчитанные двумя методами, хорошо согласуются друг с другом, хотя имеются и редкие исключения, свидетельствующие о взаимодополняемости подходов- 2) Двумерные карты МГП, ЭПП и ЭПВ, совместно с одномерными графиками зависимостей МГП (а), ЭПП (а) и ЭПВ (а), дают детальное и наглядное представление о гидрофобных и гидрофильных участках исследуемых ТМ сегментов- 3) Применение метода к анализу свойств ТМ спиралей, входящих в состав белков с известной трехмерной структурой, позволяет выявлять особенности гидрофобной организации таких белков, что важно для понимания механизма их сборки, встраивания в мембрану, стабилизации в мембрано-связанном состоянии и функционирования- 4) Свойства мембрано-связанных (ТМ и периферических) а-спиралей отличаются от таковых в глобулярных белках- 5) Предложенный подход значительно более информативен, чем обычно используемые методы, основанные на применении шкал гидропатии (гидрофобный момент, индекс гидрофобности и т. д.).

IV. 1.2. Предложены новые методы расчета взаимной ориентации спираль-спираль в мембрано-связанных доменах белков путем оптимизации 1) полярных/неполярных межспиральных контактов, либо 2) взаимодействий спираль+спираль+липиды (Efremov et al., 1992bEfremov & Vergoten, 1997). В первом случае для описания гидрофобных взаимодействий между спиралями предложена функция, зависящая от атомных констант гидрофобности атомов спиралей и межатомных расстояний. При этом структура а-спиральной «шпильки» определяется комбинацией неспецифических и специфических взаимодействий рассматриваются как геометрические, так и гидрофобные аспекты контактирующих а-спиралей и, следовательно, обеспечивается их более детальное описание, чем обычно применяемое в методах, основанных на усредненных значениях гидрофобности — графиках гидропатии, моментах и индексах гидрофобности, амфифильности и т. д. (Kyte & Doolittle, 1982; Eisenberg et al., 1984; Brasseur, 1988; Brasseur et al., 1988; Gennis, 1989; Rees et al., 1989aSansom, 1991). Во втором случае для количественной оценки взаимодействий белок-липиды использовали характеристику гидрофобности (выраженную с помощью МГП) поверхности комплекса спираль-спираль, обращенной наружу, либо суммарную энергию взаимодействия пептид-пропан (ЭПП) для атомов, находящихся на внешней поверхности. Указанные параметры рассчитывали для индивидуальных пептидов с помощью методов, рассмотренных в разд. IV. 1.1. Первый из подходов хорошо работает для мультимерных ТМ комплексов, в которых в бислой экспонирована небольшая часть поверхности каждой из спиралей, и взаимодействия спираль-спираль сильнее, чем спираль-липиды. Оба вида указанных взаимодействий необходимо учитывать во втором из методов, который дает надежные результаты, например, для димеров — при этом большинство остатков пептида контактирует с липидами. Среди особенностей метода следует отметить следующие: 1) антипараллельная ориентация сегментов и, как следствие — дополнительная стабилизация за счет диполь-дипольного взаимодействия спиралей- 2) отсутствие конформационных изменений сегментов при взаимодействии. Проведенная проверка на комплексах ТМ а-спиралей с известной пространственной структурой (пары L2-L3, М2-МЗ и М4-М5 в ФЦ R. viridis, пара Н1-Н2 в лидер-пептидазе Е. coli) показала, что метод обеспечивает надежное предсказание и может быть использован для ab initio моделирования 3-мерной структуры на основании аминокислотной последовательности. Установлено, что алгоритм применим не только для сегментов, разделенных короткими участками последовательности, но работает и для удаленных в первичной структуре спиралей. Основная задача метода — выявление сторон спиралей, находящихся в контакте друг с другом. Это дает хорошую стартовую модель, которая в дальнейшем уточняется с учетом всех основных энергетических термов и с использованием конформационного поиска (минимизация энергии, МД, МК и др.) Следовательно, проблема преодоления локальных минимумов свободной энергии существенно упрощается за счет ограничения области конформационного пространства, подлежащей исследованию.

IV. 1.3. В рамках МГП-подхода проведен детальный количественный анализ гидрофобных характеристик ТМ участка BRh (Efremov & Verguten, 1996а): на первом этапе рассчитывали свойства индивидуальных ТМ а-спиралей, после чего полученные данные «накладывали» на пространственную структуру 7-спирального мембранного домена и анализировали взаимосвязь между его структурой и гидрофобными свойствами индивидуальных сегментов. Результаты можно суммировать следующим образом:

1). Гидрофобная организация мембранного домена BRh существенно отличается от таковой, предложенной для ФЦ (Rees et al, 1989а). Так, лишь спирали А, В, С BRh ориентированы в мембрану наиболее неполярными сторонами, тогда как гидрофобные участки поверхности сегментов D, Е, F и G полностью или частично экспонированы в области межспиральных контактов или внутрь комплекса. Наблюдение о том, что наиболее гидрофильные и наиболее доступные липидам участки лежат на противоположных сторонах ТМ спиралей, сделанное ранее для ФЦ, не справедливо в случае BRh. Не обнаружено корреляции между ориентацией векторов моментов вариабельности и гидрофобными свойствами ТМ сегментов BRh. Заметим, что недавно аналогичное заключение было сделано на основании анализа мембрано-связанных участков семи белков с установленной пространственной структурой (Stevens & Arkin, 1999).

2). Комплекс а-спиралей BRh в значительной степени стабилизирован взаимодействиями между соседними спиралями, дальнодействующими взаимодействиями в парах С-Е, C-F и C-G, а также неполярными контактами спиралей С, D, Е и F с ретиналем. Детальное картирование гидрофобных свойств ТМ сегментов позволило выявить вклады индивидуальных спиралей в стабильность мембрано-связанного домена.

3). В отличие от глобулярных белков, не было обнаружено взаимодействий между полярными остатками, далеко отстоящими в аминокислотной последовательности ВШ1. Это подтверждает вывод о том, что ассоциация ТМ спиралей обусловлена в основном неспецифическими гидрофобными контактами между спиралями.

IV. 1.4. С помощью методов молекулярного моделирования и с использованием имевшейся (1991;1993 гг.) экспериментальной информации (электронная микроскопия двумерных кристаллов, оптическая спектроскопия, мечение гидрофобными реагентами, картирование эпитопов с помощью специфических антител и др.) предложены модели пространственной организации мембранного участка №+, К±АТФазы из почки свиньи (Модянов и др., 1987; Набиев и др., 1988; Моёуапоу & а1., 1988, 1990, 1992аЬЫаЫеу й а!., 1988; О/сЫпшкоу й а1., 1988; Аггатагоуа ег а1., 1988аЬЕйгетоу ег а1., 1992аЬ, 1993). При этом были получены следующие результаты:

1). Рассчитаны детальные гидрофобные/гидрофильные свойства ТМ сегментов. Показано, что, несмотря на сходные значения интегральных параметров полярности (индексы, гидрофобности и амфифильности, значения гидрофобных моментов), они обладают различным характером распределения гидрофобных свойств на своих поверхностях.

2). Предложены 3-мерные модели ТМ «шпилек», Н1-Н2, НЗ-Н4 и Н7-Н8 (модель-8, Н9-Н10 в модели-10). В паре Н1-Н2 спирали взаимодействуют преимущественно своими неполярными поверхностями, а ассоциация сегментов в парах НЗ-Н4 и Н7-Н8 существенно зависит от конформаций отдельных спиралей. Области межспиральных контактов почти не содержат вариабельных остатков.

3). На основании расчетных данных построены модели организации ТМ сегментов в мембранном домене фермента, не противоречащие имевшимся экспериментальным фактам, в частности, по влиянию отдельных аминокислот на ионный транспорт, мечение гидрофобными реагентами и т. д.

Примененный подход является достаточно упрощенным и представляет собой лишь первый этап моделирования. Дальнейшее развитие метода заключается в учете эффектов сольватации, образования водородных связей, изменения конформации ТМ сегментов и роли внемембранных петель. Примеры таких расчетов приведены в разд. Ш. 4, III.5. Несмотря на это, ряд экспериментальных наблюдений, сделанных после опубликования работы, хорошо согласуется со свойствами, предсказываемыми на основании моделей (см. НопзЬе^ег, 1994). Большой интерес представляет сопоставление построенных моделей с недавно появившейся структурой Са2±АТФазы саркоплазматического ретикулума (Zhang et al., 1998). Са2± и Na+, K±АТФазы принадлежат к одному семейству АТФаз Р-типа и, несмотря на ряд существенных различий (в Са2±АТФазе нет (3-субъединицы, имеются «сталки» — длинные а-спирали, выходящие из мембраны в цитоплазму, отличие карт электронной плотности в области мембраны и т. д.), обладают высокой степенью гомологии ТМ сегментов и, скорее всего, имеют сходные структуры мембранных доменов. К сожалению, недостаточное разрешение (8 А в плоскости мембраны) карт электронной плотности Са2±АТФазы не дает возможности установить положение каждой из 10 ТМ спиралей. Вместе с тем, анализ этих карт с привлечением структурных данных из других источников позволяет заключить, что существует ряд важных совпадений экспериментальной и предсказанной моделей (разд. III. 1.4).

Необходимо подчеркнуть, что настоящая работа не ставит целью установление нативной пространственной структуры белка — при отсутствии детальных экспериментальных структурных данных это явилось бы переоценкой возможностей метода. Главная цель исследования — подробная характеризация гидрофобных свойств ТМ сегментов и установление тенденций их взаимной упаковки. В результате построены модели, не противоречащие имеющимся экспериментальным фактам и известным общим принципам организации мембранных белков. Предложенные модели позволяют объяснить данные по участию отдельных остатков в транспорте ионов и могут быть использованы в планировании будущих экспериментов. Появление новых экспериментальных структурных данных, будет способствовать совершенствованию моделей АТФазы и их использованию при планировании новых опытов и при моделировании различных аспектов функционирования фермента.

IV. 1.5. Основываясь на статистическом анализе известных трехмерных структур мембранных белков, предложен новый метод, «профиль окружения», предназначенный для идентификации мембрано-связанных а-спиралей в аминокислотной последовательности и оценки в составе мембранных доменов свойств микроокружения остатков данных спиралей (Efremov & Vergoten, 1996b). В отличие от стандартных методов, применяемых для решения этой задачи, разработанный подход не учитывает информацию о вариабельности остатков в ТМ сегментах и, следовательно, применим к одиночным последовательностям.

Эффективность метода профилей окружения была проверена в расчетах взаимной ориентации а-спиралей в ТМ доменах некоторых белков, изученных экспериментально. В большинстве случаев профили, соответствующие а-спиралям из базисного набора, способны выявить остатки, находящиеся в областях межспиральных контактов, а также экспонированные в липидный бислой. Метод был применен и к ряду белков с неизвестной структурой (лактопермеаза и лидер-пептидаза Е. coli, бычий родопсин, Na+, K±AT.

IV. 1.6. Разработан новый метод «гидрофобного шаблона», позволяющий выявлять в аминокислотных последовательностях белков участки, образующие комплексы из пяти и более а-спиралей с центральной порой внутри (5-СП фолд) (Efremov & Verguten, 1997; Efremov et al., 1999b). Основные результаты:

1) Несмотря на отсутствие гомологии аминокислотных последовательностей, порообразующие а-спирали в белках с 5-СП архитектурой имеют сходные гидрофобные/гидрофильные свойства на поверхности: две относительно полярные стороны, разделенные неполярными областями. Соседние а-спирали взаимодействуют своими неполярными участками, а полярные зоны образуют центральную пору и экспонированы на внешней поверхности комплекса. Установлен «гидрофобный шаблон», общий для ассоциатов с пятью и более а-спиралями. Найденный шаблон сильно отличается от характерного для а-спиралей в белках с 4-СП архитектурой.

2) В токсинах класса АВ5 комплексы порообразующих а-спиралей стабилизированы гидрофобными контактами между соседними сегментами, тогда как взаимодействия а-спираль/р-форма гораздо слабее.

3) В отличие от гидрофобных/гидрофильных взаимодействий, распределения электростатического потенциала (ЭСП) на поверхности изученных спиралей сильно отличаются друг от друга и, таким образом, не дают возможности выявить для них общий ЭСП-шаблон.

4) Гидрофобные характеристики ряда каналобразующих ТМ а-спиралей (матричный белок СОМР, сегменты М2 в аи Р-субъединицах AChR и ОАВАд-рецепторе, а5 в ô—эндотоксине, ТМ спираль в PLP) сходны со свойствами 5-СП «гидрофобного шаблона». Предложенный подход подтверждает имеющиеся косвенные экспериментальные данные о том, что эти ионные транспортеры формируют 5-СП комплексы.

5) Предложен алгоритм распознавания в аминокислотных последовательностях белков а-спиралей, образующих комплексы с центральной порой и Ма > 5. Этапы: 1) Установление потенциальных ТМ а-спиральных сегментов и построение их пространственных моделей- 2) МГП-анализ гидрофобных свойств поверхностей спиралей — расчет двумерных МГП-карт и функций МГП (а) — 3) Сравнение полученных МГП-характеристик с «гидрофобным шаблоном» 5-СП. В случае хорошего соответствия между ними есть основания утверждать, что исследуемый фрагмент последовательности участвует в образовании комплекса спиралей с центральной порой. Кроме того, можно определить стороны спирали, контактирующие с соседними сегментами и экспонированные внутрь и наружу. Эти данные позволяют построить реалистичные стартовые модели ионного канала. Ограничения метода: 1) В ряде случаев (например, при отсутствии гомологичных последовательностей) трудно надежно предсказать вторичную структуру ТМ сегментов- 2) Алгоритм не позволяет различить сегменты, образующие комплексы с числом спиралей Ма = 5, 6, и т. д.

IV.1.7. В рамках концепции атомных параметров сольватации (АПС) предложены реалистичные и эффективные модели однородной среды для моделирования пептидов и белков методами МД и МК (Nolde et al., 1997; Efremov et al., 1999acd). Основные результаты:

1) Разработаны АПС для ряда «чистых» неполярных, слабо полярных и полярных растворителей (циклогексан, октанол, вода), на основании которых создана теоретическая модель, учитывающая растворитель в неявном виде. Соответствующий член в выражении для полной энергии молекулы интегрирован в силовые поля ЕСЕРР/2 и CHARMM.

2) Проведено тестирование модели и уточнение ее параметров путем МК-расчетов следующих систем: а) короткие пептиды с известными значениями свободной энергии переноса вода-липидный бислой и вода-октанолб) 20-членные гомо-полипептиды аланина, глицина, лейцина, валина, изолейцинав) ТМ а-спиральные пептиды с известной пространственной структурой в мембране (BRh-A, BRh-B, AChR-M2§, мелиттин, магаинин-2, SPC и др.). Для всех тестовых систем получено хорошее согласие рассчитанных энергетических и конформационных параметров с наблюдаемыми в эксперименте.

3) Продемонстрирован известный из эксперимента эффект стабилизации а-спиральной конформации пептидов в неполярном (мембранном) окружении, и доказана неприменимость аппроксимации гидрофобной части мембраны моделью однородного диэлектрика.

4) При старте с полностью неупорядоченной структуры, для ТМ сегментов ВМьА и АСЫ1-М28 изучены конформационные состояния с различной степенью спиральности (от 0 до 100%), реализующиеся в растворителях различной полярности. Полностью-спиральная конформация наблюдается лишь при использовании АПС, имитирующих мембранное окружение, а в воде степень спиральности не превышает 30%.

IV. 1.8. Разработана оригинальная гетерогенная трехслойная модель биомембраны, использующая одновременно АПС для неполярного и полярного растворителей (Уо1упэку еХ а1., 1999; Нольде и др., 1999; Волынский и др., 1999). Модель проверена в расчетах конформации и характера взаимодействия с бислоем для ряда систем с известной пространственной структурой (фузионный пептид Е5, пептиды ЬА и ЬК, гликофорин, А (ОрА)). Полученные результаты хорошо согласуются с известными экспериментальными фактами по структуре исследованных пептидов в мембрано-подобных средах. Выводы:

1) Модель позволяет правильно предсказать транс-бислойную ориентацию и а-спиральную структуру ОрА — соответствующие состояния имеют наиболее низкие значения энергии в бислое. Охарактеризованы и отличающиеся по структуре, но близкие по энергии состояния (например, спиральная шпилька с№и С-концами, экспонированными в воду).

2) Помимо корректного предсказания низкоэнергетических структур, метод конформационного поиска без каких-либо структурных или энергетических ограничений, позволяет оценить ряд факторов, важных для взаимодействия белок-липиды: формирование и разрушение вторичной структуры, замыкание водородных связей между остатками, далеко отстоящими в полипептидной цепи, эффекты «гидрофобного соответствия/несоответствия». Так, было показано, что «нативное» (т.е. наблюдаемое в эксперименте) ТМ а-спиральное состояние врА наиболее стабильно по сравнению с другими конформациями при совпадении длины гидрофобного участка пептида с толщиной мембраны.

3) Модель сольватации применена в расчетах конформации и поведения (динамика, межмолекулярное взаимодействие, встраивание в липидный бислой) ряда глобулярных и мембранных пептидов и белков с неизвестной пространственной структурой (рецептор хемокинов СС115, фузионные пептиды из вируса гриппа НА2 и их аналоги, и др.).

IV. 1.9. Проведено моделирование взаимодействия с мембраной фузионно-активных и фузионно-неактивных пептидов — производных фузионного пептида гемагглютинина вируса гриппа. Основные результаты:

1) Воспроизведен ряд известных из экспериментов характеристик взаимодействия пептидов с мембраной — стабилизация а-спиральной конформации, периферическое расположение пептидов и их ориентация относительно бислоя.

2) Выявлены отличия в характере взаимодействия фузионно-активных и фузионно-неактивных пептидов: первые обладают близкими значениями погружённости в мембрану (<г> = 1,3 — 1,5 Е), а вторые либо глубже погружены в бислой, либо, напротив, значительно сильнее экспонированы в водную фазу. Выдвинута гипотеза о том, что для слияния мембран пептиды должны встраиваться в бислой на определенную оптимальную глубину.

— МГП-анализ показал, что для фузионно-активных пептидов в а-спиральной конформации характерен специфический паттерн гидрофобности на поверхности.

IV. 1.10. С помощью методов моделирования на основании гомологии, расчета МГПи вариабельных свойств ТМ сегментов построена пространственная модель рецептора хемокинов СС115 (Ейешоу е! а1., 1998). Конформационная подвижность, характер водородных связей и окружение остатков на внеклеточном участке СС115 были исследованы путем расчета МД с длиной траектории 500 пс. Результаты:

1) Внеклеточная часть ССЯ5 представляет компактную глобулу, стабилизированную большим числом внутримолекулярных водородных связей, включая связи между различными внеклеточными фрагментами. Наиболее стабильным (в терминах ЯМБО) является первая внеклеточная петля (ВП-1).

2) Выявлен ряд остатков, имеющих в модели ССЯ5 «неблагоприятное» окружение и сохраняющих его в ходе МД. Данные остатки рассматриваются в качестве наиболее вероятных участников связывания СС115 с М-тропными штаммами ВИЧ-1 (М/ВИЧ-1) и/или хемокинами. Сопоставление полученных результатов с экспериментальными данными позволяет предположить, что указанные остатки на участках № и ВП-1 вовлечены во взаимодействие с вирусными гликопротеинами, а остатки в ВП-2 и ВП-3 — с хемокинами.

3) Предложены аминокислотные замены, которые будут способствовать изменению вирус-связывающей активности ССК5.

IV. 1.11. С помощью метода профиля окружения показано, что фрагменты первой внемембранной петли рецепторов хемокинов ССЯ5, ССЯЗ и СС112 В, соответствующие участку Р93, УНРОЖ СС115, определяют их специфичность к М/ВИЧ-1 (Е1гетоу а1., 1999е). Установлено, что специфичность к вирусу не связана со свойствами последовательности, но коррелирует с чередованием классов окружения остатков в данном паттерне на участке ВП-1. Подобные молекулярные детерминанты также обнаружены во внемембранных участках ряда белков из семейства рецепторов, чье действие опосредовано в-белками и которые не являются рецепторами хемокинов. Для трех из таких рецепторов предсказана М/ВИЧ-1 корецепторная активность. В сотрудничестве с Институтом Пастера г. Лилль (Франция) экспериментально показано, что два из них — рецептор брадикинина и ОРК-СУ6 — действительно являются корецепторами М/ВИЧ-1, что подтверждает результаты теоретическое предсказания. Таким образом, результаты молекулярного моделирования, позволившие идентифицировать одну и детерминант, участвующих в связывании с вирусом, были подтверждены экспериментально. Предложенный метод универсален и может быть использован для поиска сходных паттернов в аминокислотных последовательностях других белков.

1У.2. Научно-практическое значение работы.

Представленные в работе результаты дополняют существующие представления о структуре мембрано-связанных участков белков и позволяют лучше понять на молекулярном уровне механизмы их встраивания в бислой, стабилизации в мембране и функционирования. Эти данные вносят вклад в фундаментальные знания о принципах самоорганизации мембранных белков и взаимодействиях белок-липиды. В свою очередь, получанная информация делает возможным выявлять в аминокислотных последовательностях остатки, расположенные в мембранном окружении и играющие важную функциональную или структурообразующую роль. Кроме того, применение разработанных подходов открывает перспективы рационального конструирования пептидов в заданными свойствами, например, с измененной каналобразующей, фузионной, антибактериальной активностью, что имеет большое значение для разработки новых лекарственных препаратов, вакцин и т. д. В частности, предложен метод распознавания фузионно-активных и фузионно-неактивных пептидов путём анализа их аминокислотных последовательностей и моделирования поведения этих пептидов на границе раздела фаз. Модели сольватации белков в средах различной полярности могут быть легко интегрированы в пакеты программ молекулярного моделирования, которые широко используются в мире. Подход, разработанный для идентификации вирус-связывающих детерминант в семействе рецепторов хемокинов и основанный на методе профиля окружения, является универсальным и может быть применен для поиска в аминокислотных последовательностях других белков структурных/полярных мотивов, определяющих их общую функцию. Таким образом, создана надежная основа для дальнейших детальных исследований пептидов и белков в мембрано-связанном состоянии: высказанные в работе гипотезы и созданные модели дают возможность их проверки в эксперименте, что будет стимулировать дальнейший прогресс в понимании физико-химических закономерностей, определяющих механизм функционирования мембранных белков, а также позволит усовершенствовать существующие алгоритмы моделирования этих сложных систем.

IV.3. Перспективы.

Основываясь на результатах выполнения работы и анализе литературных данных, можно обозначить направления дальнейших исследований и сформулировать перспективные задачи в области молекулярного моделирования мембранных белков. Вследствие огромного и постоянно растущего интереса научного сообщества к изучению и практическому применению мембранных систем, работы в этой области ведутся очень интенсивно и поэтому в кратком обзоре невозможно перечислить все из них. Ограничимся лишь теми, которые наиболее тесно связаны с тематикой настоящего исследования:

1) Появление новых пространственных структур мембранных белков будет способствовать увеличению числа работ по их статистическому анализу (напр., КШага е1 а1., 1998; Ьа^озсЬ. & Непгща, 1998), пониманию принципов сворачивания полипептидной цепи в мембране и разработке атом-атомных контактных потенциалов, с помощью которых можно будет производить предсказание типа укладки мембранных участков белков — по аналогии с методами «протягивания», созданными для глобулярных белков.

2) Детальный анализ конформационных, энергетических и гидрофобных характеристик (3-структурных участков, часто встречающихся в мембранных доменах белков, но гораздо менее изученных по сравнению с а-спиралями. Первые попытки таких исследований лишь начинаются (ЗезЬаёп е1 а1., 1998; '№ип1еу е1 а1., 1998), поэтому следует ожидать их бурного развития в ближайшем будущем. В результате окажется возможным повысить надежность выявления ТМ Р-тяжей в аминокислотной последовательности, понять механизм формирования Р-цилиндров, их встраивания в бислой и т. д.

3) Дальнейшее совершенствование моделей сольватации с явно и неявно заданным липидным бислоем. В первом случае основное внимание, видимо, будет уделяться уточнению параметров силовых полей, описывающих ван-дер-ваальсовы и электростатические взаимодействия, проблемам совместимости силовых полей, отработанных по-отдельности для «чистых» бислоев и изолированных белков. Во втором случае, помимо последующей проверки АПС, большое внимание будет обращено на разработку дополнительных термов в выражении для потенциальной энергии, которые позволят учесть роль в процессах взаимодействия белок-мембрана таких важных явлений, как влияние внешнего электрического поля (например, при деполяризации мембраны), упругие свойства бислоя, искажения структуры бислоя при встраивании пептидов и белков и т. д. Кроме того, в рамках такого подхода для успешного моделирования, например, ионных каналов, необходимо учесть полярность окружения остатков, экспонированных в пору. Эту задачу можно решать с применением как явно-, так и неявно-заданного растворителя.

4) Одним из наиболее важных направлений современной биофизики мембранных систем является исследование молекулярных механизмов олигомеризации пептидов и белков в липидном бислое, поскольку решение данной проблемы будет способствовать пониманию процессов сборки и функционирования мембранных белков и белок-белковых комплексов. В настоящее время с помощью спектроскопии ЯМР в мицеллах детергентов или искусственных везикулах установлена пространственная структура ряда сравнительно простых систем (например, гомодимер GpA (MacKenzie et al., 1997)), что дает возможность проверки результатов расчетов с экспериментами.

5) Новые подходы в анализе баз данных аминокислотных последовательностей мембранных белков, разрабатываемые в связи с началом реализации в ведущих мировых лабораториях постгеномных проектов: а) классификация различных типов укладки полипептидной цепи мембранных белков (Jones, 1998) — б) установление топологии и степени эволюционного сходства мембранных белков в результате анализа их профилей гидропатии (Lolkema & Slotboom, 1998) или гидрофобных/полярных свойств ТМ сегментов (Kihara et al., 1998) — в) выяснение закономерностей аминокислотного состава ТМ участков белков с целью создания методами белковой инженерии мембранных белков de novo (Wen et al., 1996).

V. МЕТОДЫ.

V.l. Расчет полярных/неполярных свойств индивидуальных трансмембранных а-спиралей.

V. 1.1. Метод молекулярного гидрофобного потенциала (МГП).

Пространственные структуры ТМ а-спиралей брали либо из базы данных PDB (Bernstein et al., 1977), либо конструировали с помощью компьютера. Все структуры использовали в полноатомном представлении, с нейтральными группами на концах (NH2 или Ас на N-конце, СООН или NMe — на С-конце). Для устранения неблагоприятных стерических контактов полученные модели подвергали ограниченной (500 итераций методом сопряженных градиентов с ограничениями на водородные связи основной цепи) минимизации энергии с помощью программы Discover (MSI, 1995). МГП, создаваемый атомами остатка i в точке пространства у, рассчитывали по формуле (Fauchere et al., 1988):

N R.

МГПj = Hfke~C jk (V-1″ 1) k=l.

Здесь fk — атомная константа гидрофобности атома к, принадлежащего остатку i, Rjk расстояние между атомом k и точкой j (в A), N — число атомов в остатке /, с = 1 А" 1. Значения атомных констант гидрофобности (fk) брали из работы (Viswanadhan et al., 1989). МГП выражали в относительных условных единицах. Координаты точек поверхности пептидов, доступной растворителю, вычисляли с помощью программ MS (Connolly, 1985) или Insightll (MSI, 1995). Плотность точек на поверхности выбирали равной 2-^5 А" 2. При визуализации МГП на поверхности пептидов окрашивание зон различной полярности в различные цвета осуществляли либо с помощью специально созданных программ, сопряженных с пакетом Insightll, либо с помощью программы ШРРО (Efremov et al., 1992а). Двумерные МГП-карты готовили с помощью программы SURFER (Golden Software Inc., 1986). МГП на цилиндрической поверхности (a, Z) (а — угол вращения относительно оси спирали, Z — смещение вдоль оси спирали) представляли с помощью контурных линий, соединяющих точки с одинаковым потенциалом. Для этого предварительно выполняли сплайн-интерполяцию данных (а&bdquoZ,) для.

• «получения набора значений), равномерно распределенных на поверхности. Одномерные графики МГП (а) получали путем суммирования значений МГП точек поверхности, имеющих координату, а в пределах углового сектора, а ± 8а. Размер сектора 25а выбирали равным 60°-90°, а шаг смещения, а — 5°. Все виды расчетов Mill (на поверхности а-спиралей, в геометрических центрах остатков, в других заданных точках, вклады в МГП окружающих молекул воды и т. д.) осуществляли с помощью программы HIPPO (Efremov et al., 1992a).

V.1.2. Моделирование сольватации а-спиралей в растворителях различной полярности методом Монте-Карло.

Пептиды, использованные в расчетах, представлены в табл. V.1−1. Координаты атомов ТМ сегментов BRh-A, PRC-M3 были взяты в базе данных PDB (файлы IBRD и 1PRC, соответственно). ТМ сегменты GpA и rENaC-M2a (a-субъединица) были построены в а-спиральной конформации. Расчеты проводили для пептидов с добавленными протонами и содержащими N-Ac и NMe концевые группы. Перед началом моделирования методом МК проводили минимизацию энергии (100 итераций методом наискорейшего спуска с фиксированными тяжелыми атомами + 300 итераций методом сопряженных градиентов) с помощью программы Discover и силового поля CVFF (Dauber-Osguthorpe et al., 1988).

1. Балашов С. П., Литвин Ф. Ф. Фотохимические превращения бактериородопсина. // М., Изд-во Моск. ун-та. 1985. С. 168.

2. Волынский П. Е., Нольде Д. Е., Арсеньев A.C., Ефремов Р. Г. Моделирование пептидов и белков в мембранном окружении. II. Структурные и энергетические аспекты гликофорина, А в бислое. // Биоорганическая химия. 1999. в печати.

3. Живописцев Ф. А., Иванов В. А. Регрессионный анализ в экспериментальной физике. // М., Изд-во Моск. ун-та. 1995. С. 208.

4. Ландау Л. Д., Лифшиц Е. М. Статистическая физика. // М., Наука. 1976. С. 450.

5. Лоусон Ч., Хенсон Р. Численное решение задач метода наименьших квадратов. // М., Наука, 1986. С. 232.

6. Лужков В. Б. Молекулярное моделирование трансмембранного участка Ка, К'-АТФазы. Пентагональная модель. //Доклады Академии наук. 1998. Т. 362, С. 410−414.

7. Марпл-мл. (1990). Цифровой спектральный анализ и его приложения. // М., Мир, 1990. С. 584.

8. Масленников И. В., Луговской A.A., Арсеньев A.C., Чикин Л. Д., Иванов В. Т. Пространственная структура фрагмента 87−136 бактериоопсина. // Биоорганическая химия. 1997. Т. 23, С. 771 -782.

9. Модянов H.H., Аристархова Е. А., Кочергинская С. А. Структурные основы функционирования Na+, K±Hacoca. // Биологические мембраны. 1988. Т. 5, С. 341−385.

10. Набиев И. Р., Джанджугазян К. Н., Ефремов Р. Г., Модянов H.H. Изменения вторичной структуры Ыа, К-АТФазы, индуцированные связыванием одновалентных катионов. // Биологические мембраны 1988. Т. 5, С. 901−909.

11. Нольде Д. Е., Волынский П. Е., Арсеньев A.C., Ефремов Р. Г. Моделирование пептидов и белков в мембранном окружении. I. Модель сольватации, имитирующая липидный бислой. // Биоорганическая химия. 1999. в печати.

12. Первушин К. В., Арсеньев A.C. Спектроскопия ЯМР в исследовании пространственной структуры мембранных пептидов и белков. // Биоорганическая химия. 1995. Т. 21, С. 83−111.

13. Полозов Р. В. Метод полуэмпирического силового поля в конформационном анализе биополимеров. //М., Наука, 1981. С. 120.

14. Птицын О. Б. Сворачивание белков: нуклеация и компактные интермедиаты. // Биохимия. 1998. Т. 63, С. 435−443.

15. Хедли Дж. Нелинейное и динамическое программирование. // М., Мир. 1967.

16. Хеерман Д. В. Методы компьютерного эксперимента в теоретической физике. // М., Наука. 1990. С. 176.

17. Худсон Д. Статистика для физиков. // М., Мир. 1970.

18. Чертова E.H., Луценко C.B., Модянов H.H. Анализ пространственной организации Na, K-АТФазы в Elи Е2- конформациях с помощью гидрофобного мечения. // Биологические 'мембраны. 1991. Т. 8, С. 117−127.

19. Abagyan R., Batalov S., Cardozo T., Totrov M., Webber J., Zhou Y. (1997). Homology modeling with internal coordinate mechanics: deformation zone mapping and improvements of models via conformational search. Proteins suppl. 1, 29−37.

20. Abagyan R., Totrov M. (1994). Biased probability Monte Carlo conformational searches and electrostatic calculations for peptides and proteins. J. Mol. Biol. 235, 983−1002.

21. Abagyan R.A. (1993). Towards protein folding by global energy optimization. FEBS Lett. 325, 17−22.

22. Adair B.D., Engelman D.M. (1994). Glycophorin A helical transmembrane domains dimerize in phospholipid bilayers: a resonance energy transfer study. Biochemistry 33, 5539−5544.

23. Adams P.D., Engelman D.M., Briinger A.T. (1996). Improved prediction for the structure of the dimeric transmembrane domain of glycophorin A obtained through global searching. Proteins: Struct, Funct, Genet. 26, 257−261.

24. AkaLas M.H., Kaufmann C., Archdeacon P., Karlin A. (1994). Identification of acetylcholine receptor channel-lining residues in the entire M2 segment of the a-subunit. Neuron 13, 919−927.

25. Aloy P., Cedano J., Oliva B., Aviles F.X., Querol E. (1997). «TransMem»: a neural network implemented in Excel spreadsheets for predicting transmembrane domains of proteins. Comput. Appl. Biosci. 13, 231−234.

26. Aqvist J., van Gunsteren W.F., Leijonmarck M., Tapia O. (1985). A molecular dynamics study of the C-terminal fragment of the L7/L12 ribosomal protein. Secondary structure motion in a 150 picosecond trajectory. J. Mol. Biol. 753,461−477.

27. Arkin I.T., Adams P.D., Brunger A.T., Smith S.O., Engelman D.M. (1997). Structural perspectives of phospholamban, a helical transmembrane pentamer. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 26, 157 179.

28. Arkin I.T., Adams P.D., MacKenzie K.R., Lemmon M.A., Brunger A.T., Engelman D.M. (1994). Structural organization of the pentameric transmembrane a-helices of phospholamban, a cardiac ion channel. EMBOJ. 13, 4757−4764.

29. Arseniev A.S., Bystrov V.F., Ivanov V.T., Ovchinnikov Yu.A. (1985). 1H-NMR study of gramicidin-A transmembrane ion channel. Head-to-head right-handed single stranded helices. FEBS Lett. 186, 168−174.

30. Atchinson R.E., Gosling J., Monteclaro F.S., Franci C., Digilio L., Charo I.F., Goldsmith M.A. (1996). Multiple extracellular elements of CCR5 and HIV-1 entry: dissociation from response to chemokines. Science 274, 1924;1926.

31. Auer M., Scarborough G.A., Kiihlbrandt W. (1998). Three-dimensional map of the plasma membrane HATPasein the open conformation. Nature 392, 840−843.

32. Bairoch A., Boekmann B. (1992). The SWISS-PROT protein sequence data bank. Nucl. Acids Res. 20 (Suppl), 2013;2018.

33. Baldwin J.M. (1993). The probable arrangement of the helices in the G-protein-coupled receptors. EMBOJ. 12, 1693−1703.

34. Baumgartner A. (1996). Insertion and hairpin formation of membrane proteins: a Monte Carlo study. Biophys. J. 71, 1248−1255.

35. Bechinger B. (1997). Structure and functions of channel forming peptides: Magainins, cecropins, melittin and alamethicin. J. Membr. Biol. 156, 197−211.

36. Bechinger B., Gierasch L.M., Montal M., Zaloff M., Opella S.J. (1996). Orientations of helical peptides in membrane bilayers by solid-state NMR spectroscopy. Solid State NMR Spec. 7, 185−192.

37. Bechinger B., Kim Y., Chirlian L.E., Gessel J., Neumann J.-M., Montal M., Tomich J., Zasloff M., Opella S.J. (1991). Orientations of amphiphilic helical peptides in membrane bilayers determined by solid-state NMR spectroscopy. J. Biomol. NMR 1, 167−173.

38. Belohorcova K., Davis J.H., Woolf T.B., Roux B. (1997). Structure and dynamics of an amphiphilic peptide in a lipid bilayer: a molecular dynamics study. Biophys. J. 73, 3039−3055.

39. Ben-Tal N., Ben-Shaul A., Nicholls A., Honig B. (1996). Free energy determinants of a-helix insertion into lipid bilayers. Biophys. J. 70, 1803−1812.

40. Bernstein F.C., Koetzle T.F., Williams G.J.B., Meyer E.F., Jr., Brice M.D., Rogers J.R., Kennard O., Shimanouchi T., Tasumi M. (1977). The protein data bank: a computer-based archival file for macromolecular structures. J. Mol. Biol. 112, 535−542.

41. Biggin P.C., Sansom M.S.P. (1996). Simulation of voltage-dependent interactions of a-helical peptides with lipid bilayers. Biophys. Chem. 60, 99−110.

42. Bjorksten J., Soares C.M., Nilsson O., Tapia O. (1994). On the stability and plastic properties of the interior T3 loop in R. capsulatus porin. A molecular dynamics study. Protein Engng. 7, 487−493.

43. Blaber M., Zhang X.-J., Matthews B.W. (1993). Structural basis of amino acid a-helix propensity. Science 260, 1637−1643.

44. Blachly-Dyson E., Peng S.Z., Colombini M., Forte M. (1990). Selectivity changes in site-directed mutants of the VDAC ion channel: structural implications. Science 247, 1233−1236.

45. Blokzijl W., Engberts J.B.F.N. (1993). Hydrophobic effects. Opinions and facts. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 32, 1545−1579.

46. Bloom F.E. (1996). An Internet review: the compleat neuroscientist scours the World Wide Web. Science 274, 1104−1108.

47. Bohr H., Bohr J., Brunak S., Cotterill R.M.J., Lautrup B., Vorskov L., Olsen O.H., Petersen S.B. (1988). Protein secondary structure and homology by neural networks. The alpha-helices in rhodopsin. FEBSLett. 241, 223−228.

48. Booth P.J., Curran A.R. (1999). Membrane protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol. 9, 115−121.

49. Bowie J.U. (1997). Helix packing angle preferences. Nature Struct. Biol. 4, 915−917.

50. Bowie J.U., Luthy R., Eisenberg D. (1991). A method to identify protein sequences that fold into a known three-dimensional structure. Science 253, 164−170.

51. Bradley J.C., Richards W.G. (1994). Potassium channels: a computer prediction of structure and selectivity. Protein Engng. 7, 859−862.

52. Brasseur R. (1988). Calculation of three-dimensional structure of Saccharomyces cerevisiae cytochrome b inserted in a lipid matrix. J. Biol. Chem. 263, 12 571−12 575.

53. Brasseur R. (1991). Differentiation of lipid-associating helices by use of 3-dimensional molecular hydrophobicity potential calculation. J. Biol.Chem. 266, 16 120−16 127.

54. Brasseur R., De Loof H., Ruysschaert J.M., Rosseneu M. (1988). Conformational analysis of lipid-associating proteins in a lipid environment. Biochim. Biophys. Acta 943, 95−102.

55. Brasseur R., De Meutter J., Vanloo B., Goormaghtigh E., Ruysschaert J.M., Rosseneu M. (1990). Mode of assembly of amphipathic helical segments in model high density lipoproteins. Biochim. Biophys. Acta 1043, 245−252.

56. Brasseur R., Lins L., Ruysschaert J.M., Rosseneu M. (1992). Molecular modeling of the amphipathic helices of the plasma apolipoproteins. Proteins: Struct., Fund., Genet. 13, 246−257.

57. Brasseur R., Pillot T., Lins L., Vandekerckhove J., Rosseneu M. (1997). Peptides in membranes: tipping the balance of membrane stability. Trends Biochem. Sci. 22, 167−171.

58. Brasseur R., Ruysschaert J.M. (1986). Conformation and mode of organization of amphiphilic membrane components: a conformational analysis. Biochem. J. 238, 1−11.

59. Breed J., Biggin P.C., Kerr I.D., Smart O.S., Sansom M.S. (1997). Alamethicin channels modelling via restrained molecular dynamics simulations. Biochim. Biophys. Acta 1325, 235−249.

60. Bretscher M.S. (1971). Major human erythrocyte glycoprotein spans the cell membrane. Nature New Biol. (London) 231, 229−232.

61. Brooks III C.L., Bruccoleri R.E., Olafson B.D., States D.J., Swamiathan S., Karplus M. (1983). CHARMM: a program for macromolecular energy minimization and dynamics calculations. J. Comput. Chem. 4, 187−217.

62. Bullough P.A., Hughson F.M., Skehel J. J., Wiley D.C. (1994). Structure of influenza haemagglutinin at the pH of membrane fusion. Nature 371, 37−43.

63. Cafiso D.S. (1994). Alamethicin: a peptide model for voltage gating and protein-membrane interactions. Ann. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 23, 141−165.

64. Canessa C.M. (1996). What is new about the structure of the epithelial Na+ channel? News Physiol. Soc. 11, 195−201.

65. Canessa C.M., Horisberger J.-D., Louvard D., Rossier B.C. (1992). Mutation of a cysteine in the first transmembrane segment of Na, K-ATPase alpha subunit confers ouabain resistance. EMBO J. 11, 1681−1687.

66. Canessa C.M., Schild L., Buell G., Thorens B., Gautschi I., Horisberger J.D., Rossier B.C. (1994). Amiloride-sensitive Na+ channel is made of three homologous subunits. Nature 367, 463−467.

67. Carafoli E. (1992). The plasma membrane calcium pump. Structure, function, regulation. Biochem. Biophys. Acta 1101, 266−267.

68. Chipot C., Pohorille A. (1998). Folding and translocation of the undecamer of poly-L-leucine across the water-hexane interface. A molecular dynamics study. J. Am. Chem. Soc. 120, 11 912;11924.

69. Chotia C. (1976). The nature of the accessible and buried surfaces in proteins. J. Mol. Biol. 105, 1−14.

70. Chotia C., Lesk A.M. (1986). The relation betwen the divergence of sequence and structure in proteins. EMBO J. 5, 823−836.

71. Chou K.-C., Carlacci L., Maggiora G.M., Parodi L.A., Schulz M.W. (1992). An energy-based approach to packing the 7-helix bundle of bacteriorhodopsin. Protein Sci. 1, 810−827.

72. Chou K.-C., Maggiora L.A., Nemethy G., Scheraga H.A. (1988). Energetics of the structure of the four-a-helix bundle in proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 85, 4295−4299.

73. Ciaverie J.-M., Daulmiere C. (1991). Smoothing profiles with sliding windows: better to wear a hat/ CABIOS7, 113−115.

74. Connolly M.L. (1983). Solvent-accessible surfaces of proteins and nucleic acids. Science 221, 709−713.

75. Cope D.L., Holman G.D., Baldwin S.A., Wolstenholme A.J. (1994). Domain assembly of the GLUT1 glucose transporter. Biochem. J. 300, 291−294.

76. Cornette J.L., Cease K.B., Margalit H., Spouge J.L., Berzofsky J.A., De Lisi C. (1987). Hydrophobicity scales and computational techniques for detecting amphipathic structures in proteins. J. Mol. Biol. 195, 659−685.

77. Cowan S.W., Schirmer T., Rummel G., Steiert M., Ghosh R., Pauptit R.A., Jansonius J.N., Rosenbusch J.P. (1992). Crystal structures explain functional properties of two E. coli porins. Nature 358, 727−733.

78. Cramer W.A., Engelman D.M., von Heijne G., Rees D.C. (1992). Forces involved in the assembly and stabilization of membrane proteins. FASEB J. 6, 3397−3402.

79. Cronet P., Sander C., Vriend G. (1993). Modeling of transmembrane seven helix bundles. Protein Engng. 6, 59−64.

80. Cross T.A., Opella S.J. (1994). Solid-state NMR structural studies of peptides and proteins in membranes. Curr. Opin. Struct. Biol. 4, 574−581.

81. Cserzo M., Wallin E., Simon I., von Heijne G., Elofsson A. (1997). Prediction of transmembrane a-helices in procariotic membrane proteins: the Dense Alignment Surface method. Protein Engng. 10, 613−616.

82. Cserzo M., Bernassau J.M., Simon I., Maigret B. (1994). New alignment strategy for transmembrane proteins. J. Mol. Biol. 243, 388−396.

83. Cummings M.D., Hart T.N., Read R.J. (1995). Atomic solvation parameters in the analysis of proteinprotein docking results. Protein Sci. 4, 2087;2099.

84. Damodaran K.V., Merz J., K.M. (1995). Interaction of the fusion inhibition peptide carbobenzoxy-D-phe-L-phe-gly with n-methyldioleoylphosphatidylethanolamine lipid bilayers. J. Amer. Chem. Soc. 117, 6561−6571.

85. Damodaran K.V., Merz J., K.M., Gaber B.P. (1995). Interaction of small peptides with lipid bilayers. Biophys. J. 69, 1299−1308.

86. De Loof H., Nilsson L., Rigler R. (1992). Molecular dynamics simulation of galanin in aqueous and non-aqueous solution. J. Amer. Chem. Soc. 114,4028−4035.

87. De Pinto V., Prezioso G., Thinnes F., Link T.A., Palmieri F. (1991). Peptide-specific antibodies and proteases as probes of the transmembrane topology of the bovine heart mitochondrial porin. Biochemistry 30, 10 191−10 200.

88. Deber C.M., Goto N.K. (1996). Folding proteins into membranes. Nature Struct. Biol. 3, 815−818.

89. Deber C.M., Khan A.R., Li Z., Joensson C., Glibowicka M., Wang J. (1993). Val^-Ala mutations selectively alter helix-helix packing in the transmembrane segment of phage M13 coat protein. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 90, 11 648−11 652.

90. Deber C.M., Li S.-C. (1995). Peptides in membranes: helicity and hydrophobicity. Biopolymers 37, 295−318.

91. Degli Esposti M., Crimi M., Venturoli G. (1990). A critical evaluation of the hydropathy profile of membrane proteins. Eur. J. Biochem. 190, 207−219.

92. Deisenhofer J., Epp O., Hyber K., Michel H. (1985). Structure of the protein subunits in the photosynthetic reaction center of Rhodopseudomonas viridis at 3 A resolution. Nature 318, 618 624.

93. Deisenhofer J., Epp O., Sinning I., Michel H. (1995). Crystallographic refinement at 2.3 A resolution and refined model of the photosynthetic reaction centre from Rhodopseudomonas viridis. J. Mol. Biol. 246, 429−457.

94. Deng H., Unutmaz D., KewalRamani V. N., Littman D. R. (1997). Expression cloning of new receptors used by simian and human immunodeficiency viruses. Nature 388, 296−300.

95. Derreumaux P., Schlick T. (1995). Long timestep dynamics of peptides by the dynamics driver approach. Proteins: Struct., Funct., Genet. 21, 282−302.

96. Dobson C.M., Sali A., Karplus M. (1998). Protein folding: a perspective from theory and experiment. Angew. Chem. Int. Ed. 37, 868−893.

97. Dombi G.W., Lawrence J. (1994). Analysis of protein transmembrane helical regions by a neural networks. Protein Sci. 3, 557−566.

98. Donnelly D., Cogdell R.J. (1993). Predicting the point at which transmembrane helices protrude from the bilayer: a model of the antenna complexes from photo synthetic bacteria. Protein Engng. 6, 629 635.

99. Donnelly D., Findlay J.B.C. (1994). Seven-helix receptors: structure and modelling. Curr. Opin. Struct. Biol. 4, 582−589.

100. Donnelly D., Findlay J.B.C., Blundell T.L. (1994). The evolution and structure of aminergic G proteincoupled receptors. Rec. Chann. 2, 61−78.

101. Donnelly D., Johnson M.S., Blundell T.L., Saunders J. (1989). An analysis of the periodicity of conserved residues in sequence alignments of G-protein coupled receptors. Implications for three-dimensional structure. FEBS Lett. 251, 109−116.

102. Donnelly D., Overington J.P., Ruffle S.V., Nugent J.H., Blundell T.L. (1993). Modeling a-helical transmembrane domains: the calculation and use of substitution tables for lipid-facing residues. Protein Sci. 2, 55−70.

103. Doyle D.A., Cabral J.M., Pfuetzner R.A., Kuo A., Gulbis J.M., Cohen S.L., Chait B.T., MacKinnon R. (1998). The structure of the potassium channel: molecular basis of K+ conduction and selectivity. Science 280, 69−77.

104. Dragic T., Litwin V., Allaway G. P., Martin S. R., Huang Y., Nagashima K. A., Cayanan C., Maddon P. J., Koup R. A., Moore J. P., Paxton W. A. (1996). HIV-1 entry into CD4+ cells is mediated by the chemokine receptor CC-CKR-5. Nature 381, 661−613.

105. Du P., Alkorta I. (1994). Sequence divergence analysis for the prediction of seven-helix membrane protein structures: I. Comparison with bacteriorhodopsin. Protein Engng. 7, 1221−1229.

106. Ducarme P., Rahman M., Brasseur R. (1998). IMP ALA: A simple restraint field to simulate the biological membrane in molecular structure studies. Proteins: Struct, Funct, Genet. 30, 357−371.

107. Ducarme P., Rahman M., Lins L., Brasseur R. (1996). The erythrocyte/brain glucose transporter (GLUT1) may adopt a two-channel transmembrane a/p structure. J. Mol. Mod. 2, 27−45.

108. Duneau J.-P., Genest D., Genest M. (1996). Detailed description of an a helix -> % bulge transition detected by molecular dynamics simulations of the pl85c" e," 6B2 V659G transmembrane domain. J. Biomol. Struct. & Dyn. 13, 753−769.

109. Durell S.R., Martin I., Ruysschaert J.M., Shai Y., Blumenthal R. (1997). What studies of fusion peptides tell us about viral envelope glycoprotein-mediated membrane fusion. Mol Membr Biol 14, 97−112.

110. Dutzler R., Rummel G., Alberti S., Hernandez-Alles S., Phale P. S., Rosenbusch J.P., Benedi V.J., Schirmer T. (1999). Crystal structure and functional characterization of OmpK36, the osmoporin of Klebsiella pneumoniae. Structure 7, 425−434.

111. Edholm О., Berger О., Jahnig F. (1995). Structure and fluctuations of bacteriorhodopsin in the purple membrane: a molecular dynamics study. J. Mol. Biol. 250, 94−111.

112. Edholm O., Jahnig F. (1988). The structure of a membrane-spanning polypeptide studied by molecular dynamics. Biophys. Chem. 30, 279−292.

113. Efremov R.G., Alix A.J.P. (1993). Environmental properties of residues in proteins. J. Biomol. Struct. andDyn. 6, 483−507.

114. Efremov R.G., Golovanov A.P., Vergoten G, Alix A.J.P., Tsetlin V.I., Arseniev A.S. (1995). Detailed assessment of spatial hydrophobic and electrostatic properties of 2D NMR-derived models of neurotoxin II. J! Biomol. Struct. & Dyn. 12, 971−991.

115. Efremov R.G., Nolde D.E., Vergoten G., Arseniev A.S. (1999a). Peptides in membranes: assessment of the effects of environment via simulations with implicit solvation model. Theor. Chem. Acc. 101, 170−174.

116. Efremov R.G., Nolde D.E., Vergoten G., Arseniev A.S. (1999c). A solvent model for simulations ofpeptides in bilayers. I. Membrane-promoting a-helix formation. Biophys. J. 76, 2448−2459.

117. Efremov R.G., Nolde D.E., Vergoten G., Arseniev A.S. (1999d). A solvent model for simulations of peptides in bilayers. II. Membrane-spanning alpha-helices. Biophys. J. 76, 2460−2471.

118. Efremov R.G., Vergoten G. (1995). Hydrophobic nature of membrane-spanning a-helical peptides as revealed by Monte Carlo simulations and molecular hydrophobicity potential analysis. J. Phys. Chem. 99, 10 658−10 666.

119. Efremov R.G., Vergoten G. (1996a). Hydrophobic organization of a-helix membrane bundle in bacteriorhodopsin. J. Prot. Chem. 15, 63−76.

120. Efremov R.G., Vergoten G. (1996b). Recognition of transmembrane a-helical segments with environmental profiles. Protein Engng. 9, 253−263.

121. Efremov R.G., Vergoten G., Arseniev A.S. (1999b). A new «hydrophobic template» method detects segments forming transmembrane alpha-helical bundles in ion channels. Theor. Chem. Acc. 101, 7376.

122. Eisenberg D. (1984). Three-dimensional structure of membrane and surface proteins. Annu. Rev. Biochem. 53, 595−623.

123. Eisenberg D., McLachlan A.D. (1986). Solvation energy in protein folding and binding. Nature 319, 199−203.

124. Eisenberg D., Weiss R.M., Terwilliger T.C. (1982). The helical hydrophobic moment: a measure of the amphiphilicity of a helix. Nature 299, 371−374.

125. Eisenberg D., Weiss R.M., Terwilliger T.C. (1984). The hydrophobic moment detects periodicity in protein hydrophobicity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 81, 140−144.

126. Engelman D.M., Steitz T.A. (1981). The spontaneous insertion of proteins into and across membranes: The helical hairpin hypothesis. Cell 23, 411−422.

127. Engelman D.M., Steitz T.A., Goldman A. (1986) Identifying nonpolar transmembrane helices in amino acid sequences of membrane proteins. Ann. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 15, 321−353.

128. Ermler U., Fritzsch G., Buchanan S.K., Michel H. (1994). Structure of the photosynthetic reaction centre from Rhodobacter sphaeroides at 2.65 A resolution: cofactors and protein-cofactor interactions. Structure 2, 925−936.

129. Essex J.W., Hann M.M., Richards W.G. (1994). Molecular dynamics simulation of a hydrated phospholipid bilayer. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B 344, 239−260.

130. Fattal D.R., Ben-Shaul A. (1993). A molecular model for lipid-protein interaction in membranes: the role of hydrophobic mismatch. Biophys. J. 65, 1795−1809.

131. Fauchere J.L., Quarendon P., Kaetterer L. (1988). Estimating and representing hydrophobicity potential. J. Mol. Graphics 6, 203−206.

132. Fimmel S., Choli T., Dencher N.A., Buldt G., Wittmann-Liebold B. (1989). Topography of surface-exposed amino acids in the membrane protein bacteriorhodopsin determined by proteolysis and micro-sequencing. Biochim. Biophys. Acta 978, 231−240.

133. Findlay J., Elipoulos E. (1990). Three-dimensional modelling of G protein-linked receptors. Trends Biochem. Sci. 11, 492−499.

134. Finkelstein A.V. (1997). Protein structure: what is it possible to predict now? Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 60−71.

135. Floeckner H., Braxenthaler M., Lackner P., Jaritz M., Ortner M., Sippl M.J. (1995). Progress in fold recognition. Proteins: Struct. Funct. Genet. 23, 376−386.

136. Forbush B. (1983). Cardiotonic steroid binding to Na, K-ATPAse. In: «Current Topics in Membranes and Transport» (Bronner F., Kleinzeller A., Eds.), vol. 19, Academic Press, New York, p. 167−201.

137. Frade J. M. R., Llorente M., Mellado M., Alcami J., Guttierrez-Ramos J. C., Zaballos A., Del Rial G., Martinez A.C. (1997). The amino-terminal domain of the CCR2 chemokine receptor acts as coreceptor for HIV-1 infection. J. Clin. Invest. 700,497−502.

138. Fraternali F., van Gunsteren W.F. (1996). An efficient solvation force model for use in molecular dynamics simulations of proteins in aqueous solution. J. Mol. Biol. 256, 939−948.

139. Freeh G.C., VanDongen A.M.J., Schuster G., Brown A.M., Joho R.H. (1989). A novel potassium channel with delayed rectifier properties isolated from rat brain by expression cloning. Nature 340, 642−645.

140. Friesner R.A., Gunn J.R. (1996). Computational studies of protein folding. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 25, 315−342.

141. Frillingos S., Sahin-Toth M., Persson B., Kaback H.R. (1994). Cysteine-scanning mutagenesis of putative helix VII in the lactose permease of Escherichia coli. Biochemistry 33, 8074−8081.

142. Frishman D., Argos P. (1997). The future of protein secondary structure prediction accuracy. Folding & Design 2, 159−162.

143. Fromme P. (1996). Structure and function of photosystem I. Curr. Opin. Struct. Biol. 6, 473−484.

144. Furet P., Sele A., Cohen N.C. (1988). 3D molecular lipophilicity potential profiles: a new tool in molecular modeling. J. Mol. Graphics 6, 182−200.

145. Gafvelin G., von Heijne G. (1994). Topological «frustration» in multispanning E. coli inner membrane proteins. Cell 77, 401−412.

146. Gao J., Jorgensen W.L. (1988). Theoretical examination of hexanol-water interfaces. J. Phys. Chem. 92, 5813−5822.

147. Garavito R.M., White S.H. (1997). Membrane proteins. Structure, assembly, and function: a panoply of progress. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 533−536.

148. Garmer D.R. (1997). MD simulations of a 5-HT2A receptor model in DOPC membranes. J. Biomol. Struct. & Dyn. 14, 525−546.

149. Gazit E., Bach D., Kerr I.D., Sansom M.S.P., Chejanovsky N., Shai Y. (1994). The ct5 segment of Bacillus thuringiensis 8-endotoxin: in vitro activity, ion channel formation and molecular modelling. Biochem. J. 304, 895−902.

150. Gazit E., Miller I.R., Biggin P.C., Sansom M.S.P., Shai Y. (1996). Structure and orientation of the mammalian antibacterial peptide cecropin PI within phospholipid membranes. J. Mol. Biol. 258, 860−870.

151. Genetics Computer Group (1991) Program Manual for the GCG Package, version 7.

152. Gennis R.B. (1989). Biomembranes: Molecular Structure and Function. Springer-Verlag, New York.

153. Gerber G.E., Anderegg R.J., Herlihy W.C., Gray C.P., Biemann K., Khorana H.G. (1979). Partial primary structure of bacteriorhodopsin: sequencing methods for membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 76, 227−231.

154. Gersappe D., Li W., Balazs A.C. (1993). Computational studies of protein adsorption at bilayer interfaces. J. Chem. Phys. 99, 7209−7213.

155. Gerstein M., Lynden-Bell R.M. (1993a). Simulation of water around a model protein helix. 2. The relative contributions of packing, hydrophobicity, and hydrogen bonding. J. Phys. Chem. 97, 29 912 999.

156. Gerstein M., Lynden-Bell R.M. (1993b). Simulation of water around a model protein helix. 1. Two-dimensional projections of solvent structure. J. Phys. Chem. 97, 2982−2990.

157. Ghose A.K., Crippen G.M. (1986). Atomic physicochemical parameters for three-dimensional structure-directed quantitative structure-activity relationships. I. Partition coefficients as a measure of hydrophobicity. J! Comput. Chem. 7, 565−577.

158. Golden Software, Inc. (1986). SURFER User Manual, version 4.0.

159. Goldshleger R., Tal D.M., Moorman J., Stein W.D., Karlish S.J.D. (1992). Chemical modification of Glu-953 of the a-chain of Na+, K±ATPase associated with inactivation of cation occlusion. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 89, 6911−6915.

160. Golovanov A.P., Efremov R.G., Jaravine V.A., Vergoten G., Arseniev A.S. (1995). Amino acid residue: is it structural or functional? FEBSLett. 375, 162−166.

161. Golovanov A.P., Lomize A.L., Arseniev A.S., Utkin Yu.N., Tsetlin V.I. (1993). Two-dimensional 1H-NMR study of the spatial structure of neurotoxin II from Naja naja oxiana. Eur J Biochem 213, 1213−1223.

162. Gouaux E. (1997). Channel-forming toxins: tales of transformation. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 566 573.

163. Gray T.M., Mathews B.W. (1984). Intrahelical hydrogen bonding of serine, threonine and cysteine residues within alpha-helices and its relevance to membrane-bound proteins. J. Mol Biol. 175, 7581.

164. Green N.M., Flanagan M.T. (1976). The prediction of the conformation of membrane proteins from the sequence of amino acids. Biochem. J. 153, 729−732.

165. Green N.M., MaeLennan D.H. (1989). ATP driven ion pumps: an evolutionary mosaic. Biochem. Soc. Trans. 17, 819−822.

166. Grigorieff N., Ceska T.A., Downing K.H., Baldwin J.M., Henderson R. (1996). Electron-crystallographic refinement of the structure of bacteriorhodopsin. J. Mol. Biol. 259, 393−421.

167. Groves J.D., Tanner M.J.A. (1995). Co-expressed complementary fragments of the human red cell anion exchanger (Band 3, AE1) generate stilbene disulfonate-sensitive anion transport. J. Biol. Chem. 270, 9097−9105.

168. Habibi-Nezhad B., Hanifian M., Mahmoudian M. (1996). Computer-aided receptor modelling of human opioid receptors: (mu, kappa & delta). J. Mol. Mod. 2, 362−369.

169. Haltia T., Freire E. (1995). Forces and factors that contribute to the structural stability of membrane proteins. Biochim. Biophys. Acta 1228, 1−27.

170. Haris P.I., Ramesh B., Sansom M.S., Kerr I.D., Srai K.S., Chapman D. (1994). Studies of the pore-forming domain of a voltage-gated potassium channel protein. Protein Engng. 7, 255−262.

171. Harper E.T., Rose G.D. (1993). Helix stop signals in proteins and peptides: the capping box. Biochemistry 32, 7605−7609.

172. Harroun T.A., Heller W.T., Weiss T.M., Yang L., Huang H.W. (1998). Experimental evidence for hydrophobic matching and membrane-mediated interactions in lipid bilayers containing gramicidin. Biophys. J. 76, 937−945.

173. Havelka W.A., Henderson R., Osterhelt D. (1995). Three-dimensional structure of halorhodopsin at 7 A resolution. J. Mol. Biol. 247, 726−738.

174. Heins L., Mentzel H., Schmid A., Benz R., Schmitz U.K. (1994). Biochemical, molecular and functional characterization of porin isoforms from potato mitochondria. J. Biol. Chem. 269, 2 640 226 410.

175. Henderson R. (1995). The potential and limitations of neutrons, electrons and X-rays for atomic resolution microscopy of unstained biological molecules. Q. Rev. Biophys. 28, 171−193.

176. Henderson R., Baldwin J.M., Ceska T.A., Zemlin F., Beckmann E., Downing K.H. (1990). Model for the structure of bacteriorhodopsin based on high-resolution electron cryo-microscopy. J. Mol. Biol. 213, 899−929.

177. Henderson R., Unwin N. (1975). Three-dimensional model of purple membrane obtained by electron microscopy. Nature 257, 28−32.

178. Henry G.D., Sykes B.D. (1994). Methods to study membrane protein structure in solution. Meth. Enzymol. 239, 515−535.

179. Herzyk P., Hubbard R.E. (1995). Automated method for modeling seven-helix transmembrane receptors from experimental data. Biophys. J. 69, 2419−2442.

180. Hirokawa T., Boon-Chieng S., Mitaku (1998). Classification and secondary structure prediction system for membrane proteins. Bioinformatics 14,378−379.

181. Hirsch A., Breed J., Saxena K., Richter O.M.H., Ludwig B., Diederichs K., Welte W. (1997). The structure of porin from Paracoccus denitrificans at 3.1 angstrom resolution. FEBS Lett. 404, 208 210.

182. Hirst J.D., Sternberg M.J.E. (1992). Prediction of structural and functional features of protein and nucleic acid sequences by artificial neural networks. Biochemistry 31, 7211−7218.

183. Hofmann K., Stoffel W. (1993). TMbase A database of membrane spanning proteins segments Biol. Chem. Hoppe-Seyler 347, 166−173.

184. Horisberger J.-D. (1994). The Na, K-ATPase: Structure-Function Relationship. R.G. Landes Company, Austin, USA, p. 72.

185. Horn F., Vriend G. (1998). G protein-coupled receptors in silico. J. Mol. Med. 76, 464−468.

186. Horn F., Weare J., Beukers M.W., Horsch S., Bairoch A., Chen W., Edvardsen 0., Campagne F., Vriend G. (1998). GPCRDB: an information system for G protein-coupled receptors. Nucleic Acids Res. 26, 277−281.

187. Hu X., Schulten K., Koepke J., Michel H. (1996). Structure of the light-harvesting complex-II of Rhodospirillum molischianum. Biophys. J. 70, A130.

188. Huang P., Loew G.H. (1995). Interaction of an amphiphilic peptide with a phospholipid bilayer surface by molecular dynamics simulation study. J. Biomol. Struct. & Dyn. 12, 937−956.

189. Hucho F., Gorne-Tschelnokow U., Strecker A. (1994). P-Structure in the membrane-spanning part of the nicotinic acetylcholine receptor (or how helical are transmembrane helices?). Trends Biochem. Sci. 19, 383−387.

190. Jackson R.M., Sternberg M.J.E. (1994). Application of scaled particle theory to model the hydrophobic effect: implications for molecular association and protein stability. Protein Engn. 7, 371−383.

191. Jacobs R.E., White S.H. (1989). The nature of the hydrophobic binding of small peptides at the bilayer interface: implications for the insertion of transbilayer helices. Biochemistry 28, 3421−3437.

192. Jakobsson E. (1997). Computer simulation studies of biological membranes: progress, promise and pitfalls. Trends in Biochem. Sci. 22, 339−344.

193. Jones D.T. (1998). Do transmembrane protein superfolds exist? FEBS Lett. 423, 281−285.

194. Jones D.T., Taylor W.R. (1998). Modelling and membrane proteins. Biochem. Soc. Trans. 26, 429−437.

195. Jones D.T., Taylor W.R., Thornton J.M. (1992). A new approach to protein fold recognition. Nature 358, 86−89.

196. Jones D.T., Taylor W.R., Thornton J.M. (1994). A model recognition approach to the prediction of all-helical membrane protein structure and topology. Biochemistry 33, 3038−3049.

197. Jones S.T., Ahlstrom P., Berendsen H.J.C., Pickersgill R.W. (1993). Molecular dynamics simulations of a phospholipase A2-substrate complex. Biochim. Biophys. Acta 1162, 135−142.

198. Joohansson J., Szyperski T., Curstedt T., Wiitrich K. (1994). The NMR structure of the pulmonary surfactant-associated polypeptide SP-C in an apolar solvent contains a valyl-rich a-helix. Biochemistry 33, 6015−6023.

199. Joohansson J., Szyperski T., Wiitrich K. (1995). Pulmonary surfactant-associated polypeptide SP-C in lipid micelles: CD studies of intact SP-C and NMR secondary structure determination of depalmitoyl-SP-C (l-17). FEBSLett. 362, 261−265.

200. Jorgensen W.L. (1995). BOSS 3.6, Yale University, New Haven, CT.

201. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D., Impey R.W., Klein M.L. (1983). Comparison of simple potential functions for simulating liquid water. J. Chem. Phys. 79, 926−935.

202. Jorgensen W.L., Tirado-Rives J. (1988). The OPLS potential functions for proteins. Energy minimizations for crystals of cyclic peptides and crambin. J. Amer. Chem. Soc. 110, 1657−1666.

203. Juffer A., F. Eisenhaber S. Hubbard D. Walther, Argos P. (1995). Comparison of atomic solvation parameters sets: applicability and limitations in protein folding and design. Protein Sci. 4, 24 992 509.

204. Juretic D., Lee B., Trianajstic N., Williams R.W. (1993). Conformational preference functions for predicting helices in membrane proteins. Biopolymers 33, 255−273.

205. Jahnig F., Edholm O. (1990). Can the structure of proteins be calculated? Z. Phys. B 78, 137−143.

206. Jahnig F., Edholm O. (1992). Modeling of the structure of bacteriorhodopsin. A molecular dynamics study. J. Mol. Biol. 226, 837−850.

207. Kabsch W., Sander C. (1983). Dictionary of protein secondary structure: pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. Biopolymers 22, 2577−2637.

208. Karrasch S., Bullough P.A., Ghosh R. (1995). The 8.5 A projection map of the light-harvesting complex I from Rhodospirillum rubrum reveals a ring composed of 16 subunits. EMBO J. 14, 631 638.

209. Kelley L.A., Gardner S.P., Sutcliffe M.J. (1996). An automated approach for defining core atoms and domains in an ensemble of NMR-derived protein structures. Protein Engng. 9, 1063−1065.

210. Kelly J.F. (1998). The alternative conformations of amyloidogenic proteins and their multi-step assembly pathways. Curr. Opin. Struct. Biol. 8, 101−106.

211. Kerr I.D., Sansom M.S.P. (1993). Hydrophilic surface maps of channel-forming peptides: analysis of amphipathic helices. Eur. J. Biophys. 22, 269−277.

212. Kihara D., Shimizu T., Kanehisa M. (1998). Prediction of membrane proteins based on classification of transmembrane segments. Protein Engng. 11, 961−970.

213. Kimura Y., Yassylyev D.G., Miyazawa A., Kidera A., Matsushima M., Mitsuoka K., Murata K., Hirai T., Fujiyoshi Y. (1997). Surface of bacteriorhodopsin revealed by high-resolution electron crystallography. Nature 389, 206−211.

214. Koehl P., Delarue M. (1994). Polar and nonpolar atomic environments in the protein core: implications for folding and binding. Proteins: Struct. Funct. Genet. 20, 264−278.

215. Kollman P. (1996). Advances and continuing challenges in achieving realistic and predictive simulations of the properties of organic and biological molecules. Acc. Chem. Res. 29, 461−469.

216. Koradi R., Billeter M., Wuthrich K. (1996). MOLMOL: a program for display and analysis of macromolecular structures. J. Mol. Graphics 14, 51−55.

217. Kozlov M.M., Chemomordik L.V. (1998). A mechanism of protein-mediated fusion: coupling between refolding of the influenza hemagglutinin and lipid rearrangements. Biophys. J. 75, 1384−1396.

218. Kiauss N., Schubert W.D., Klukas O., Fromme P., Witt H.T., Saenger W. (1996). Photosystem I at 4 A resolution represents the first structural model of a joint photosynthetic reaction center and core antenna system. Nature Struct. Biol. 3, 965−973.

219. Krebs A., Villa C., Edwards P.C., Schertler G.F.X. (1998). Characterization of an improved two-dimensional p222i crystal from bovine rhodopsin. J. Mol. Biol. 282, 991−1003.

220. Kreusch A., Schulz G.E. (1994). Refined structure of the porin from Rhodopseudomonas blastica. Comparison with the porin from Rhodobacter capsulatus. J. Mol. Biol. 243, 891−905.

221. Kuipers W., Oliveira L., Vriend G., Ijzerman A.P. (1997). Identification of class-determining residues in G protein-coupled receptors by sequence analysis. Receptors Channels 5, 159−174.

222. Kyte J. and Doolittle, R.F. (1982) A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J. Mol. Biol. 157, 105−132.

223. Kiihlbrandt W. (1992). Two-dimensional crystallization of membrane proteins. Q. Rev. Biophys. 25, 149.

224. J. (1992). Bacterial toxins. Curr. Opin. Struct. Biol. 2, 545−556.

225. MacKenzie K.R., Prestegard J.H., Engelman D.M. (1997). A transmembrane helix dimer: structure and implications. Science 276, 131−133.

226. Malashkevich V.N., Kammerer R.A., Efimov V.P., Schulthess T., Engel J. (1996). The crystal structure of a five-stranded coiled-coil in COMP: a prototype ion channel? Science 274, 761−765.

227. MaloneyHuss K., Lybrand T.P. (1992). Three-dimensional structure for the beta 2 adrenergic receptor protein based on computer modeling studies. J. Mol. Biol. 225, 859−871.

228. Mannella C.A., Neuwald A.F., Lawrence C.E. (1996). Detection of likely transmembrane p-strand regions in sequences of mitochondrial pore proteins using the Gibbs sampler. J. Bioenerg. Biomembr. 28, 163−169.

229. Marassi F.M., Opella S.J. (1998). NMR structural studies of membrane proteins. Curr. Opin. Struct. Biol. 8, 640−648.

230. Marrink S.J., Berendsen H.J.C. (1994). Simulation of water transport through a lipid membrane. J. Phys. Chem. 98, 4155−4168.

231. McDermott G., Prince S.M., Freer A.A., Hawthornwaite-Lawless A.M., Papiz M.Z., Cogdell R.J., Issacs N.W. (1995). Crystal structure of an integral membrane light-harvesting complex from photosynthetic bacteria. Nature 374, 517−521.

232. Merz Jr., K.M. (1997). Molecular dynamics simulations of lipid bilayers. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 511−517.

233. Metropolis N., Rosenbluth A.W., Teller A.H., Teller E. (1953). Equation of state calculations for fast computing machines. J. Chem. Phys. 21, 1087−1092.

234. Meyer J.E.W., Hofnung M., Schulz G.E. (1997). Structure of maltoporin from Salmonella typhimurium ligated with a nitrophenyl-maltotrioside. J. Mol. Biol. 266, 761−775.

235. Mihara H., Takahashi Y. (1997). Engineering peptides and proteins that undergo a-to-p transitions. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 501−508.

236. Milik M., Skolnick J. (1993). Insertion of peptide chains into lipid membranes: an off-lattice Monte Carlo dynamics model. Proteins: Struct, Funct, Genet. 15, 10−25.

237. Milik M., Skolnick J., Kolinski A. (1992). Monte Carlo studies of an idealized model of a lipid-water system. J. Phys. Chem. 96, 4015−4022.

238. Mingarro I., Elofsson A., von Heijne G. (1997). Helix-helix packing in a membrane-like environment. J. Mol. Biol. 272, 633−641.

239. Mitsuoka K., Hirai T., Murata K., Miyazawa A., Kidera A., Kimura Y., Fujiyoshi Y. (1999). The structure of bacteriorhodopsin at 3.0 A resolution based on electron crystallography: implication of the charge distribution. J. Mol. Biol. 286, 861−882.

240. Miyazawa A., Fujiyoshi Y., Stowell M., Unwin N. (1999). Nicotinic acetylcholine receptor at 4.6 A resolution: transverse tunnels in the channel wall. J. Mol. Biol. 288, 765−786.

241. Modyanov N.N., Lutsenko S.V., Chertova E.N., Efremov R.G., Gulyaev D.I. (1992). Transmembrane organization of the Na, K-ATPase molecule. Acta Physiol. Scand. 146 (Suppl. 607), 49−58.

242. Modyanov N.N., Vladimirova N.M., Gulyaev D.I., Efremov R.G. (1992a). Architecture of the Sodium Pump: vectorial labeling and computer modeling. Ann. New York Acad. Sci. 671, 134−146.

243. Moller J.V., Juul B., Le Maire M. (1996). Structural organization, ion transport, and energy transduction of P-type ATPases. Biochim. Biophys. Acta Rev. Biomembr. 1286, 1−51.

244. Monk B.C., Feng W.C., Marshall C.J., Seto-Young D., Na S., Haber J.E., Perlin D.S. (1994). Modeling a conformationally sensitive region of the membrane sector of the fungal plasma membrane proton pump. J! Bioenerg. & Biomemb. 26, 101−115.

245. Montal M. (1995). Molecular mimicry in channel-protein structure. Curr. Opin. Struct. Biol. 5, 501 506.

246. Montal M. (1996). Protein folds in channel structure. Curr. Opin. Struct. Biol. 6, 499−510.

247. Moore J. P., Trkola A., Dragic T. (1997). Co-receptors for HIV-1 entry. Curr. Opin. Immunol. 4, 551 562.

248. MSI (1995) Insight II User Guide, MSI, San Diego CA.

249. Mumenthaler C., Braun W. (1995). Predicting the helix packing of globular proteins by self-correcting distance geometry. Protein Sci. 4, 863−871.

250. Munoz V., Thompson P.A., Hofrichter J., Eaton W.A. (1997). Folding dynamics and mechanism of (3-hairpin formation. Nature 390, 196−199.

251. Munson K.B., Gutierrez C., Balaji V.N., Ramnarayan K., Sachs G. (1991). Identification of an extracytoplasmic region of H+, K±ATPase labelled by a K±competitive photoaffmity inhibitor. J. Biol. Chem. 266, 18 976−18 988.

252. Murata M., Takahashi S., Kagiwada S., Suzuki A., Ohnishi S. (1992). pH-dependent membrane fusion and vesiculation of phospholipid large unilamellar vesicles induced by amphiphilic anionic and cationic peptides. Biochemistry 31, 1986;1992.

253. Murata M., Takahashi S., Shirai Y., Kagiwada S., Hishida R., Ohnishi S. (1993). Specificity of amphiphilic anionic peptides for fusion of phospholipid vesicles. Biophys. J. 64, 724−734.

254. Murzin A.G. (1993). OB (oligonucleotide/oligosaccharide binding)-fold: common structural and functional solution for non-homologous sequences, EMBO J. 12, 861−867.

255. Nabiev I.R., Dzhandzhugazyan K.N., Efremov R.G., Modyanov N.N. (1988). Binding of monovalent cations induces large changes in the secondary structure of Na, K-ATPase as probed by Raman spectroscopy. FEBSLett. 236, 235−239.

256. Nicholson L.K., Cross T.A. (1989). The gramicidin cation channel: an experimental determination of the right-handed helix sense and verification of P-type hydrogen bonding. Biochemistry 28, 93 799 385.

257. Nolde D.E., Arseniev A.S., Yergoten G., Efremov R.G. (1997). Atomic solvation parameters for protein in a membrane environment. Application to transmembrane a-helices. J. Biomol. Struct. & Dyn. 14, 1−18.

258. Nolde D.E., Sobol A.G., Pluzhnikov K.A., Grishin E.V., Arseniev A.S. (1995). Three-dimensional structure of ectatomin from Ectatomma tuberculatum ant venom. J. Biomol. NMR 5, 1−13.

259. Nemethy G., Pottle M.S., Sheraga H.A. (1983). Energy parameters in polypeptides. 9. Updating of geometrical parameters, nonbonded interactions, and hydrogen bond interactions for the naturally occurring amino acids. J. Phys. Chem. 87, 1883−1887.

260. O’Neil K.T., DeGrado W.F. (1990). A thermodynamic scale for the helix-forming tendencies of the commonly occuring amino acids. Science 250, 646−651.

261. Oliveira L., Paiva A.C.M., Vriend G. (1994). A model for G-protein coupled receptors. J. Comput. Aid. Mol. Des. 7, 649−658.

262. Ooi T., Oobatake M., Nemethy G., Sheraga H.A. (1987). Accessible surface areas as a measure of the thermodynamic parameters of hydration of peptides. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 3086−3090.

263. Orekhov V.Yu., Abdulaeva G.V., Musina L.Yu., Arseniev A.S. (1992). 1H- 15N study of bacterio-rhodopsin //. halobium conformational dynamics in four helical bundle. Eur. J. Biochem. 210, 223 229.

264. Ortells M.O., Lunt G.G. (1996). A mixed helix-beta-sheet model of the transmembrane region of the nicotinic acetylcholine receptor. Protein Engng. 9, 51−59.

265. Ostermeier C., Michel H. (1997). Crystallization of membrane proteins. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 697 701.

266. Ovchinnikov Yu.A., Demin V.V., Barnakov A.N., Kuzin A.P., Lunev A.V., Modyanov N.N., Dzhandzhugazyan K.N. (1985). Three-dimensional structure of (Na++K+)-ATPase revealed by electron microscopy of two-dimensional crystals. FEBS Lett. 190, 73−76.

267. Overington J., Donnelly D., Johnson M.J., Sali A., Blundell T.L. (1992). Environment-specific amino acid substitution tables: tertiary templates and prediction of protein folds. Protein Sci. 1, 216−226.

268. Padmanabhan S., Marqusee S., Ridgeway T., Laue T.M., Baldwin R.L. (1990). Relative helix-forming tendencies of non-polar amino acids. Nature 344, 268−270.

269. Pakula A.A., Simon M.I. (1992). Transmembrane protein structure: the E. coli Tar receptor. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 89, 4144−4148.

270. Parker M.W., Buckley J.T., Postma J.P.M., Tucker A.D., Leonard K., Pattus F., Tsernoglou D. (1994). Structure of the Aeromonas toxin proaerolysin in its water-soluble and membrane-channel states. Nature 367, 292−295.

271. Pashkov V.S., Maslennikov I.V., Chikin L.D., Efremov R.G., Ivanov V.T., Arseniev A.S. (1999). Spatial structure of M2 transmembrane segment of nicotinic acetylcholine receptor a-subunit. FEBS Lett. 457, 117−121.

272. Pastor R.W. (1994). Molecular dynamics and Monte Carlo simulations of lipid bilayers. Curr. Opin. Struct. Biol. 4, 486−492.

273. Pautsch A., Schulz G.E. (1998). Structure of the outer membrane protein A transmembrane domain. Nature Struct. Biol. 5, 1013−1017.

274. Pebay-Peyroula E., Rummel G., Rosenbusch J.P., Landau E.M. (1997). X-ray structure of bacterio-rhodopsin at 2.5 angstroms from microcrystals grown in lipidic cubic phases. Science 277, 1676−1681.

275. Peitsch M.C., Herzyk P., Wells T.N.C., Hubbard R.E. (1996). Automated modelling of the transmembrane region of G-protein coupled receptor by Swiss-Model. Receptors and Channels 4, 161−164.

276. Pellequer J.L., Chen S.W. (1997). Does conformational free energy distinguish loop conformations in proteins. Biophys. J. 73, 2359−2375.

277. Persson B., Argos P. (1994) Prediction of transmembrane segments in proteins utilizing multiple sequence alignments. J. Mol. Biol. 237,182−192.

278. Pervushin K.V., Arseniev A.S. (1992). Three-dimensional structure of (1−36) bacterioopsin in methanolchloroform mixture and SDS micelles determined by 2D 1H-NMR spectroscopy. FEBS Lett. 308, 190−196.

279. Pervushin K.V., Orekhov V.Yu., Popov A.I., Musina L.Yu., Arseniev A.S. (1994). 3D structure of (1−71) bacterioopsin solubilized in organic mixture and SDS micelles determined by 'H-^N NMR. Eur. J. Biochem. 219, 571−583.

280. Picot D., Loll P.J., Garavito R.M. (1994). The X-ray crystal structure of the membrane protein prostaglandin H2 synthase-1. Nature 367, 243−249.

281. Pogozheva I.D., Lomize A.L., Mosberg H.I. (1997). The transmembrane 7-alpha-bundle of rhodopsin: distance geometry calculations with hydrogen bonding constraints. Biophys. J. 72, 1963;1985.

282. Popot J.-L. (1993). Integral membrane protein structure: transmembrane a-helices as autonomous folding domains. Curr. Opin. Struct. Biol. 3, 532−540.

283. Popot J.-L., Engelman D.M. (1990). Membrane protein folding and oligomerization: The two stage model. Biochemistry 29, 4031−4037.

284. Rauch G., Moran O. (1994). On the structure of mitochondrial porins and its homologies with bacterial porins. Biochem. Biophys. Res. Commun. 200, 908−915.

285. Rees D.C., DeAntonio L., Eisenberg D. (1989a). Hydrophobic organization of membrane proteins. Science 245, 510−513.

286. Rees D.C., Komiya H., Yeates T.O., Allen J.P., Feher G. (1989b). The bacterial photosynthetic center as a model for membrane proteins. Annu. Rev. Biochem. 58, 607−633.

287. Reithmeier R.A.F. (1995) Characterization and modeling of membrane proteins using sequence analysis. Curr. Opin. Struct. Biol. 5,491−500.

288. Ren J., Lew S., Wang Z., London E. (1997). Transmembrane orientation of hydrophobic alpha-helices is regulated both by the relationship of helix length to bilayer thickness and by the cholesterol concentration. Biochemistry 36, 10 213−10 220.

289. Rohl C.A., Chakrabartty, Baldwin R.L. (1996). Helix propagation and N-cap propensities of the amino acid measured in alanine-based peptides in 40 volume percent trifluoroethanol. Protein Sci. 5, 26 232 637.

290. Rose G.D., Geselowitz A.R., Lesser G.J., Lee R.H., Zehfus M.H. (1985). Hydrophobicity of amino acid residues in globular proteins. Science 229, 834−838.

291. Rost B. Sander C. (1994) Combining evolutionary information and neural networks to predict protein secondary structure, Proteins: Struct., Funct., Genet. 19, 55−72.

292. Rost B., Casadio R., Fariselli P., Sander C. (1995). Transmembrane helices predicted at 95% accuracy, Protein Sci. 4, 521−533.

293. Rost B., ODonoghue S. (1997). Sisyphus and prediction of protein structure. Comput. Appl. Biosci. 13, 345−356.

294. Roux B., Karplus M. (1978). The normal modes of the gramicidin A dimer channel. Biophys. J. 53, 297−309.

295. Roux B., Karplus M. (1994). Molecular dynamics simulations of the gramicidin channel. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 23, 731−761.

296. Roux B., Woolf T.B. (1996). Molecular dynamics of Pfl coat protein in a phospholipid bilayer. In: Biological Membranes: a Molecular Perspective from Computation and Experiment. (Eds. Merz Jr., K.M., Roux B.) Birkhauser, Boston, p. 555−589.

297. Ryckaert J.-P., Ciccotti G., Berendsen H.J.C. (1977). Numerical integration of the Cartesian equations of motion of a system with constraints: molecular dynamics of n-alkanes. J. Comp. Phys. 23, 327 341.

298. Sakai H., Tsukihara T. (1998). Structures of membrane proteins determined at atomic resolution. J. Biochem. 124, 1051−1059.

299. Samatey F.A., Xu C., Popot J.-L. (1995). On the distribution of amino acid residues in transmembrane a-helices. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92, 4577−4581.

300. Samson M., LaRosa G., Libert F., Paindavoine P., Detheux M., Vassart G., Parmentier, M. (1997). The second extracellular loop of CCR5 is the major determinant of ligand specificity. J. Biol. Chem. 272, 24 934−24 941.

301. Samson M., LaRosa G., Libert F., Paindavoine P., Detheux M., Vassart G., Parmentier M. (1997). The second extracellular loop of CCR5 is the major determinant of ligand specificity. J. Biol. Chem. 272, 24 934−24 941.

302. Sanders C.R., Schwonek J.P. (1993). An approximate model and empirical energy function for solute interactions with a water-phosphatidylcholine interface. Biophys. J. 65, 1207−1218.

303. Sankararamakrishnan R., Vishveshwara S. (1993). Characterization of proline-containing a-helix (helix F model of bacteriorhodopsin) by molecular dynamics studies. Proteins: Struct., Funct., Genet. 15,26−41.

304. Sansom M.S., Balaram P., Karle I.L. (1993). Ion channel formation by zervamicin-IIB. A molecular modelling study. Eur. J. Biophys. 21, 369−383.

305. Sansom M.S., Kerr I.D., Smith G.R., Son H.S. (1997a). The influenza A virus M2 channel: a molecular modeling and simulation study. Virology 233, 163−173.

306. Sansom M.S., Smith G.R., Smart O.S., Smith S.O. (1997b). Channels formed by the transmembrane helix of phospholamban: a simulation study. Biophys. Chem. 69, 269−281.

307. Sansom M.S.P. (1991). The biophysics of peptide models of ion channels. Prog. Biophys. Mol. Biol. 55, 139−235.

308. Sansom M.S.P. (1992). Proline residues in transmembrane helices of channel and transport proteins: a molecular modelling study. Protein Engng. 5, 53−60.

309. Sansom M.S.P. (1998). Models and simulations of ion channels and related membrane proteins. Curr. Opin. Struct. Biol. 8, 237−244.

310. Sansom M.S.P., Kerr I.D. (1993). Influenza virus M2 protein: a molecular modeling study of the ion channel. Protein Engng. 6, 65−74.

311. Sansom M.S.P., Tieleman D.P., Forrest L.R., Berendsen H.J.C. (1998). Molecular dynamics simulations of membranes with embedded proteins and peptides: porin, alamethicin and influenza virus M2. Biochem. Soc. Trans. 26, 438−443.

312. Saxena N.C., Macdonald R.L. (1994). Assembly of GABAA receptor subunits: role of the delta subunit. J. Neurosci. 14, 7077−7086.

313. Scheraga H.A. (1996). Recent developments in the theory of protein folding: searching for the global energy minimum. Biophys. Chem. 59, 329−339.

314. Schertler G.F.X., Villa C." Henderson R. (1993). Projection structure of rhodopsin. Nature 362, 770 772.

315. Schiffer C., J.W. Caldwell P.A. Kollman, Stroud R.M. (1993). Protein structure prediction with a combined solvation free energy-molecular mechanics force field. Mol. Simulation 10, 121−149.

316. Schiffer M., Edmundson A.B. (1967). Use of helical wheels to represent the structures of protein and to identify segments with helical potential. Biophys. J. 7, 121−135.

317. Schirmer T., Cowan S.W. (1993). Prediction of membrane-spanning p-strands and its application to maltoporin. Protein Sci. 2, 1361−1363.

318. Schirmer T., Keller T.A., Wang Y.F., Rosenbusch J.P. (1995). Structural basis for sugar translocation through maltoporin channels at 3.1 A resolution. Science 267, 512−514.

319. Schulz G.E. (1996). Porins: general to specific, native to engineered passive pores. Curr. Opin. Struct. Biol. 6, 485−490.

320. Seshadri K, Garemyr R., Wallin E., von Heijne G., Elofsson A. (1998). Architecture of p-barrel membrane proteins: analysis of trimeric porins. Protein Sci. 7, 2026;2032.

321. Shai Y. (1995). Molecular recognition between membrane-spanning polypeptides. Trends Biochem. Sci. 20, 460−464.

322. Sharp K.A., Nicholls A., Friedman R., Honig B. (1991). Extracting hydrophobic free energies from experimental data: relationship to protein folding and theoretical models. Biochemistry 30, 96 869 697.

323. SheriffS., Hendrickson W.A., Smith J.L. (1987). Structure of myohemerythrin in the azidomet state at 1.7/1.3 angstroms resolution. J. Mol. Biol. 197, 273−296.

324. Smith G.R., Sansom M.S. (1997). Molecular dynamics study of water and Na+ ions in models of the pore region of the nicotinic acetylcholine receptor. Biophys. J. 73, 1364−1381.

325. Smith P.E., Pettitt B.M. (1994). Modeling solvent in biomolecular systems. J. Phys. Chem. 98, 97 009 711.

326. Smith R., Thomas D.E., Atkins A.R., Separovic F., Cornell B.A. (1990). Solid-state 13C-NMR studies of the effects of sodium ions on the gramicidin A ion channel. Biochim. Biophys. Acta 1026, 161 166.

327. Song L., Hobaugh M.R., Shustak C., Cheley S., Bayley H., Gouaux J.E. (1996). Structure of staphylococcal a-hemolysin, a heptameric transmembrane pore. Science 274, 1859−1866.

328. Sonnhammer E.L.L., von Heijne G., Krogh A. (1998). A hidden Markov model for predicting transmembrane helices in protein sequences. In: Proc. Sixth Int. Conf. Intelligent Systems for Molec. Biol, Menlo Park, CA. AAAI Press.

329. Stein P.E., Boodhoo A., Armstrong G.D., Cockle S.A., Klein M.H., Read R.J. (1994). The crystal structure of pertussis toxin. Structure 2, 45−57.

330. Stein P.E., Boodhoo A., Tyrrell G.J., Brunton J.L., Read R.J. (1992). Crystal structure of the cell-binding B oligomer of verotoxin-1 from E. coli. Nature 355, 748−750.

331. Sternberg M.J.E., Gullick W.J. (1990). A sequence motif in the transmembrane region of growth factor receptors with tyrosine kinase activity mediates dimerization. Protein Engng. 3, 245−248.

332. Stevens T.J., Arkin I.T. (1999). Are membrane proteins «inside-out» proteins. Proteins: Struct., Funct., Genet. 36, 135−143.

333. Stokes D.L., Taylor W.R., Green N.M. (1994). Structure, transmembrane topology and helix packing of P-type ion pumps. FEBS Lett. 346, 32−38.

334. Stouch T.R. (1993). Lipid membrane structure and dynamics studied by all-atom molecular dynamics simulations of hydrated phospholipid bilayers. Mol. Simulation 10, 335−362.

335. Stouten P.F.W., Frommel C., Nakamura H., Sander C. (1993). An effective solvation term based on atomic occupancies for use in protein simulations. Mol. Simulation 10, 97−120.

336. Stowell M.H.B., Rees D.C. (1995). Structure and stability of membrane proteins. Adv. Prot. Chem. 46, 279−311.

337. Strader C.D., Fong T.M., Tota M.R., Underwood D., Dixon R.A.F. (1994). Structure and function of G protein coupled receptors. Annu. Rev. Biochem. 63,101−132.

338. Strahs D., Weinstein H. (1997). Comparative modeling and molecular dynamics studies of the 8, k and p. opioid receptors. Protein Engng. 9, 1019−1038.

339. Sun S., Parthasarathy R. (1994). Protein sequence and structure relationship ARMA spectral analysis: application to membrane proteins. Biophys. J. 66, 2092;2106.

340. Takahashi T. (1990). Conformation of membrane fusion-active 20-residue peptides with or without lipid bilayers. Implication of a-helix formation for membrane fusion. Biochemistry 29, 6257−6264.

341. Tanford C. (1980). The Hydrophobic Effect, Wiley, New York.

342. Tieleman D.P., Berendsen H.J.C. (1998). A molecular dynamics study of the pores formed by Escherichia coli OmpF porin in a fully hydrated palmitoyloleoylphosphatidylcholine bilayer. Biophys. J. 74, 2786−2801.

343. Yerlet L. (1967). Computer experiments on classical fluids. I. Thermodynamic properties of Lennard.

344. Vriend G. (1990). WHAT IF: a molecular modeling and drug design program. J. Mol. Graph. 8, 52−56.

345. Vriend G. (1995) GCRDb database at: http://swift.embl-heidelberg.de/7tm/articles /model.html.

346. Walker J.E., Saraste M. (1996). Membrane protein structure. Curr. Opin. Struct. Biol. 6, 457−459.

347. Wallace B.A., Cascio M., Mielke D.L. (1986). Evaluation of methods for the prediction of membrane protein secondary structure. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 83, 9423−9427.

348. Walz T., Grigorieff N. (1998). Electron crystallography of two-dimensional crystals of membrane proteins. J. Struct. Biol. 121, 142−161.

349. Wang J., Pullman A. (1991). Interactions and packing of lipids around a helical hydrophobic polypeptide. The system gramicidin A/glycerylmonooleate. Chem. Phys. Lipids 57, 1−16.

350. Wang J., Pullman A. (1991a). Do helices in membranes prefer to form bundles or stay dispersed in the lipid phase. Biochim. Biophys. Acta 1070, 493−496.

351. Warshel A., Papazyan A. (1998). Electrostatic effects in macromolecules: fundamental concepts and practical modeling. Curr. Opin. Struct. Biol 8, 211−217.

352. Webb R.J., East J.M., Sharma R.P., Lee A.G. (1998). Hydrophobic mismatch and the incorporation of peptides into lipid bilayers: a possible mechanism for retention in the Goldgi. Biochemistry 37, 673 679.

353. Weiner S.J., Kollman P.A., Case D.A., Singh U.C., Ghio C., Alagona G., Profeta S., Weiner P. (1984). A new force field for molecular mechanical simulation of nucleic acids and proteins. J. Amer. Chem. Soc. 106, 765−784.

354. Weiss M.S., Kreusch A., Schiltz E., Nestel U., Welte W., Weckesser J., Schulz G.E. (1991). The structure of porin from Rhodobacter capsulatis at 1.8 A resolution. FEBS Lett. 280, 379−382.

355. Weiss M.S., Schulz G.E. (1992). Structure of porin refined at 1.8 A resolution. J. Mol. Biol. 227, 493 509.

356. Weiss M.S., Wacker T., Weckesser J., Welte W., Schulz G.E. (1990). The three-dimensional structure of porin from Rhodobacter capsulatis at 3 A resolution. FEBS Lett. 267, 268−272.

357. Welsh E.J., Thom D., Morris E.R., Rees D.A. (1985). Molecular organization of glycophorin A: implications for membrane interactions. Biopolymers 24, 2301−2332.

358. Wen J., Chen X., Bowie J.U. (1996). Exploring the allowed sequence space of a membrane protein. Nature Struct. Biol. 3, 141−147.

359. Wesson L., Eisenberg D. (1992). Atomic solvation parameters applied to molecular dynamics of proteins in solution. Protein Sci. 1, 227−235.

360. White S.H. (1994). Membrane protein structure. Oxford. Oxford University Press.

361. White S.H., Wimley W.C. (1993). Peptides in lipid bilayers: structural and thermodynamic basis for partitioning and folding. Curr. Op. Struct. Biol. 4, 79−86.

362. Whitley P., Nilsson L., von Heijne G. (1993). Three-dimensional model for the membrane domain of Escherichia coli leader peptidase based on disulfide mapping. Biochemistry 32, 8534−8539.

363. Wiener M.C., White S.H. (1992). Structure of a fluid dioleoylphosphatidylcholine bilayer determined by joint refinement of x-ray and neutron diffraction data. Biophys. J. 61, 434−447.

364. Wimley W.C., Hristova K., Ladokhin A.S., Silvestro L., Axelsen P.H., White S.H. (1998). Folding of (3-sheet membrane proteins: a hydrophobic hexapeptide model. J. Mol. Biol. 277, 1091−1110.

365. Wimley W.C., White S.H. (1996). Experimentally determined hydrophobicity scale for proteins at membrane interfaces. Natute Struct. Biol. 3, 842−848.

366. Wolfenden R., Andersson L., Cullis P.V., Southgate C.C.B. (1981). Affinities of amino acid side chains for solvent water. Biochemistry 20, 849−855.

367. Woolf T.B. (1997). Molecular dynamics simulations of the individual a-helices of bacteriorhodopsin in explicit DMPC. I. Structure and dynamics. Biophys. J. 73, 2376−2392.

368. Woolf T.B. (1998). Molecular dynamics simulations of individual a-helices of bacteriorhodopsin in dimyristoylphosphatidylcholine. II. Interaction energy analysis. Biophys. J. 74, 115−131.

369. Woolf T.B., Roux B. (1994). Molecular dynamics simulation of the gramicidin channel in a phospholipid bilayer. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91, 11 631−11 635.

370. Woolf T.B., Roux B. (1996). Structure, energetics, and dynamics of lipid-protein interactions: a molecular dynamics study of the gramicidin A channel in a DMPC bilayer. Proteins: Struct., Funct., Genet. 24, 92−114.

371. Xia D., Yu C.-A., Kim H., Xia J.-Z., Kachurin A.M., Zhang L., Yu L., Deisenhofer J. (1997). Crystal structure of the cytochrome bcl complex from bovine heart mitochondria. Science 277, 60−66.

372. Xing J., Scott H.L. (1989). Monte Carlo studies of lipid chains and gramicidin A in a model membrane. Biochem. Biophys. Res. Commun. 165, 1−6.

373. Yeagle P.L., Albert A.D. (1998). Structure of the G-protein-coupled receptor, rhodopsin: a domain approach. Biochem. Soc. Trans. 26, 520−531.

374. Yeagle P.L., Alderfer J.L., Albert A.D. (1995). Structure of the third cytoplasmic loop of bovine rhodopsin. Biochemistry 34, 14 621−14 625.

375. Yeagb P.L., Aldeifer J.L., Salloum A.C., Ali L., Albert A.D. (1997). The first and second cytoplasmic loops of the G-protein receptor, rhodopsin, independently form beta-turns. Biochemistry 36, 38 643 869.

376. Yeates T.O., Komiya H., Rees D.C., Allen J.P., Feher G. (1987). Structure of the reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: membrane-protein interactions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 6438−6442.

377. Zasloff M. (1987). Magainins, a class of antimicrobial peptides from Xenopus skin: isolation, characterization of two active forms, and partial cDNA sequence of a precursor. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84, 5449−5453.

378. Zen K.H., McKenna E., Bibi E., Hardy D., Kaback H.R. (1994). Expression of lactose permease in contiguous fragments as a probe for membrane spanning domains. Biochemistry 33, 8198−8206.

379. Zhang D., Weinstein H. (1994). Polarity conserved positions in transmembrane domains of G-protein coupled receptors and bacteriorhodopsin. FEBSLett. 337, 207−212.

380. Zhang P., Toyoshima C., Yonekura K., Green M., Stokes D.L. (1998). Structure of the calcium pump from sarcoplasmic reticulum at 8-A resolution. Nature 392, 835−839.

381. Zhang^R.-G., Scott D.L., Westbrook M.L. (1995). The three-dimensional crystal structure of cholera toxin. J. Mol. Biol. 251, 563−573.

382. Zhong 0., Moore P.B., Newns D.M., Klein M.L. (1998a). Molecular dynamics study of the LS3 voltage-gated ion channel. FEBS Lett. 427, 267−270.

383. Zhong Q., Jiang Q., Moore P.B., Newns D.M., Klein M.L. (1998b). Molecular dynamics simulation of a synthetic ion channel. Biophys. J. 74, 3−10.

384. Zhou F., Schulten K. (1996). Molecular dynamics study of phospholipase A2 on a membrane surface. Proteins: Struct. Funct. Genet. 25, 12−27.

385. Zhou F., Windemuth A., Schulten K. (1993). Molecular dynamics study of the proton pump cycle of bacteriorhodopsin. Biochemistry 32, 2291−2306.