Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Молекулярно-генетическая характеристика дальневосточных штаммов вируса клещевого энцефалита, изолированных от людей с различными формами инфекционного процесса

Диссертация: Молекулярно-генетическая характеристика дальневосточных штаммов вируса клещевого энцефалита, изолированных от людей с различными формами инфекционного процесса
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Таким образом, оценка вирулентных свойств штаммов вируса КЭ, проведенная только на основании клинической формы КЭ у людей, является достаточно условной, так как, не всегда согласуется с проявлениями вирулентных свойств на модели лабораторных животных. Исследования нуклеотидной последовательности выделенных от людей штаммов, вирулентность которых достоверно различается на модели лабораторных… Читать ещё >

Молекулярно-генетическая характеристика дальневосточных штаммов вируса клещевого энцефалита, изолированных от людей с различными формами инфекционного процесса (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • ГЛАВА 1. Структурно-функциональная организация флавивирусов
    • 1. 1. Современная классификация флавивирусов
    • 1. 2. Структура генома и функции белков флавивирусов
  • ГЛАВА 2. Молекулярно-генетических методы в изучении свойств флавивирусов
    • 2. 1. Молекулярные детерминанты вирулентности флавивирусов
    • 2. 2. Молекулярно-генетическое типирование 29 флавивирусов
  • СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • ГЛАВА 3. Материалы и методы
    • 3. 1. Материалы
    • 3. 2. Методы
  • ГЛАВА 4. Характеристика штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа нуклеотидной последовательности фрагмента гена Е
    • 4. 1. Изучение штаммов вируса, вызвавших инаппарантную форму клещевого энцефалита
    • 4. 2. Изучение штаммов вируса, вызвавших манифестные формы клещевого энцефалита
    • 4. 3. Сравнительный анализ штаммов, вызвавших инаппарантное и манифестные проявления клещевого энцефалита
  • ГЛАВА 5. Характеристика штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа нуклеотидной последовательности фрагмента гена NS
  • ГЛАВА 6. Разработка способа экспресс-генотипирования штаммов вируса клещевого энцефалита

Актуальность проблемы. Среди природноочаговых инфекций, клещевой энцефалит (КЭ) является одним из наиболее распространенных и опасных для здоровья человека заболеваний, передающихся через укус клеща. Возбудитель, вирус КЭ, относится к роду Flavivirus и входит в серологическую группу вирусов комплекса КЭ. В настоящее время известны три основные субтипа вируса КЭ: дальневосточный, западноевропейский и сибирский, которым соответствуют прототипные штаммы Sofjin, Neudoerfl и Vasilchenko.

Несмотря на многолетний период изучения клещевого энцефалита, проблемы, связанные с заболеваемостью населения этой инфекцией на территории России, остаются актуальными и в настоящее время. Многими исследователями выявлены и описаны особенности клинического течения КЭ на отдельных эндемичных территориях и отмечены существенные различия в клинической картине заболевания, показателях заболеваемости и летальности. Было обнаружено, что в западных регионах России и в Европе заболевание протекает значительно легче по сравнению с регионами Дальнего Востока (Гращенков, 1951; Шаповал, 1976; Вотяков, 1978; Погодина, 1986; Борисов, 1996; Леонова, 1997; Волкова, 1998). Наименьшее количество случаев КЭ с тяжелыми клиническими проявлениями и единичными летальными исходами (0,5−2%) наблюдается в западных областях европейской части России (Борисов, 2000; Schafer, 1999). На значительной территории Сибири, несмотря на существенные различия в показателях заболеваемости, регистрируется 1−2% летальных случаев КЭ (Борисов, 2000; Gritsun, 2003). Тогда как наиболее тяжелые проявления КЭ, с показателями летальности 25−30% в отдельные годы, отмечаются лишь на территории Дальнего Востока (Леонова, 1997). Было высказано предположение, что такие существенные различия в проявлении вирулентности вируса для человека могут быть связаны с генетическими особенностями штаммов (Борисов, 2002; Злобин, 2003).

Исследования нуклеотидных последовательностей генома различных штаммов вируса КЭ позволили установить, что на обширной территории нозоареала циркулируют по меньшей мере три генетических варианта (генотипа) вируса, которые соответствуют трем антигенным субтипам. В последние годы установлено, что на Дальнем Востоке преобладает дальневосточный генотип вируса, но также встречается и сибирский вариант (Злобин, 2001). В то же время, в западных регионах России в основном циркулирует вирус КЭ западноевропейского генотипа, а на большей части остальной территории преобладает сибирский генотип (Злобин, 2001; Schafer, 1999). Такое распределение генотипов по эндемичной территории на первый взгляд хорошо согласуется с изменением тяжести течения заболевания и показателями летальности. По мнению В. И. Злобина (2001), эти данные указывают на то, что именно дальневосточный генотип вируса КЭ обусловливает тяжелое клиническое проявление КЭ. В то время как низкие показатели летальности и легкие формы клинического течения заболевания, по его мнению, связаны с сибирским и западноевропейским вариантами вируса.

Ранее в работах Г. Н. Леоновой с соавторами (1996), С. И. Беликова (2001) методом гибридизации вирусной РНК с олигонуклеотидными зондами были исследованы дальневосточные штаммы вируса КЭ. Анализ, штаммов с различной вирулентностью для людей позволил определить степень их подобия относительно штамма Sofjin, однако с использованием данного подхода невозможно было генотипировать штаммы. Вопрос о том, к какому генотипу относятся штаммы, отличающиеся по картине гибридизации от прототипного штамма Sol] in, остался невыявленным. Для решения этого вопроса и определения генетической гетерогенности дальневосточных штаммов, необходимо было исследовать нуклеотиные последовательности отдельных фрагментов генов штаммов вируса КЭ, вызвавших различные формы клинического течения инфекции на юге Дальнего Востока.

Цель исследования:

На основе анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов вирусного генома определить генетическую гетерогенность и генотип дальневосточных штаммов вируса клещевого энцефалита, разработать способ экспресс-генотипирования.

Задачи исследования:

1. Определить нуклеотидные последовательности фрагментов генов Е и NS5 штаммов вируса клещевого энцефалита.

2. Провести анализ полученных нуклеотидных последовательностей, генотипирование штаммов и определение их филогенетических связей.

3. Сопоставить результаты изученных фрагментов нуклеотидных последовательностей штаммов, вызвавших инаппарантную и манифестные формы инфекции.

4. Разработать способ быстрого генотипирования штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа полиморфизма длин рестрикционных фрагментов.

Научная новизна и практическая значимость.

Впервые для изучения дальневосточных штаммов вируса клещевого энцефалита, вызвавших различные клинические формы инфекционного процесса у людей, применен анализ нуклеотидных последовательностей фрагментов вирусного генома. В результате анализа участков генов Е и NS5 установлено, что все исследованные штаммы вируса клещевого энцефалита, независимо от вызванной ими клинической формы инфекции, относятся к дальневосточному субтипу вируса.

В результате выполненной работы показано, что штаммы вируса клещевого энцефалита дальневосточного субтипа способны вызывать различные формы клещевого энцефалита, от инаппарантных до очаговых форм с летальным исходом. Различия в степени вирулентности штаммов не связаны с мутациями в проанализированных фрагментах генов.

Впервые для дифференциации субтипов вируса КЭ предложен способ экспресс-генотипирования на основе анализа полиморфизма длин рестрикционных фрагментов. Настоящий методологический подход в изучении вирусной популяции открывает большие перспективы для широких практических исследований, так как. позволяет проводить быстрое определение / субтипа вируса. Кроме того, предложенный подход может быть использован для дифференциальной лабораторной диагностики случаев клещевого энцефалита.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Исследованные в работе штаммы вируса клещевого энцефалита, выделенные от больных на юге Дальнего Востока, относятся к дальневосточному субтипу.

2. Штаммы вируса клещевого энцефалита дальневосточного субтипа вызывают у больных различные формы инфекционного процесса от очаговых с летальными исходами до инаппарантной.

3. Выявленные мутации в проанализированных фрагментах генов Е и NS5 не влияют на вирулентность исследованных штаммов вируса клещевого энцефалита.

4. Разработанный способ экспресс-генотипирования позволяет проводить быструю идентификацию штаммов вируса клещевого энцефалита дальневосточного субтипа.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ВЫВОДЫ.

1. В результате сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей участков генов Е и NS5 установлено, что все исследованные штаммы вируса клещевого энцефалита, изолированные на юге Дальнего Востока, относятся к дальневосточному субтипу.

2. Впервые показано, что случаи заболевания людей различными формами клинического течения клещевого энцефалита от очаговых до инаппарантной были вызваны дальневосточным субтипом вируса.

3. Установлено, что в проанализированных фрагментах генов Е и NS5 выявленные мутации не влияют на степень вирулентности штаммов вируса клещевого энцефалита.

4. По данным филогенетического анализа различных штаммов вируса клещевого энцефалита показано, что дальневосточный субтип вируса подразделяется на четыре кластера.

5. Разработан способ экспресс-генотипирования штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа полиморфизма длин рестрикционных фрагментов.

6. С помощью предложенной схемы рестрикционного анализа в 94% случаев установлена принадлежность изученных штаммов вируса клещевого энцефалита к дальневосточному субтипу.

ОТ АВТОРА.

Автор выражает огромную благодарность научным руководителямГалине Николаевне Леоновой и Сергею Ивановичу Беликову за помощь в организации и выполнении работы и благодарит сотрудников лаборатории клещевого энцефалита НИИ эпидемиологии и микробиологии СО РАМН (г. Владивосток) за предоставление и содействие в первичной обработке материалов исследования.

Автор глубоко признателен директору ЛИН СО РАН, академику, член-корр. РАН М. А. Грачеву и директору НИИЭМ СО РАМН, академику РАМН Н. Н. Беседновой за предоставление возможности выполнения исследований.

Автор благодарит С. А. Клер за синтез олигонуклеотидов, сотрудников института эпидемиологии и микробиологии СО РАМН (г. Владивосток и г. Иркутск) за предоставление РНК штаммов вируса КЭ из коллекции музея, Н. Н. Деникину, Л. А. Беликову, В. Б. Ицкович, М. А. Хаснатинова, В. Г. Борисевич, Е. В. Павленко, О. С. Майстровскую за помощь и поддержку, а также Т. В. Демину, О. И. Белых, С. В. Кирильчик, Т. В. Кушнареву и Н. Ф. Тимченко за ценные замечания по тексту диссертации.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В результате выполненной работы изучены нуклеотидные последовательности 24-х штаммов вируса КЭ, выделенных на юге Дальнего Востока от людей с различными клиническими формами инфекциями. Установлена важная особенность для дальневосточных штаммов вируса КЭ, которая заключается в том, что все проанализированные штаммы относятся к дальневосточному субтипу. Принадлежность штаммов к этому субтипу была подтверждена при анализе нуклеотидной последовательности фрагментов генов Е и NS5 по таким критериям, как уровень гомологии нуклеотидных последовательностей, определение субтип-специфичной аминокислоты (в позиции 206 а.о. белка Е) и построение филогенетических схем. Так, в ранее проведенных филогенетических исследованиях (фрагмент гена Е) штаммов вируса дальневосточного субтипа, изолированных на территории Хабаровского края, Новосибирской области («Koltsovo»), Японии («Oshima») и Китая (Senzhang) (данные Gen Bank), а также исследованных нами штаммов «Primorye», обнаружено, по крайней мере, четыре филогенетические ветви. Анализ более протяженного участка гена NS5 подтверждает правильность такого распределения на кластеры дальневосточного субтипа вируса КЭ.

Среди проанализированных штаммов, изолированных на территории Дальнего Востока, не обнаружено представителей штаммов сибирского субтипа вируса КЭ. В то же время, по данным В. И. Злобина (2003), штаммы этого субтипа, преобладающие на всей территории России, встречаются и на Дальнем Востоке. Такое несовпадение результатов можно объяснить использованием менее точного гибридизационного анализа вирусной РНК, при проведении которого оценивается лишь степень сходства спектра гибридизации с прототипным штаммом. С другой стороны, возможно, что незначительная выборка проанализированных нами штаммов (всего проанализировано 24 штамма) и ограниченность исследуемой территории югом Приморского края не позволили нам обнаружить штаммы сибирского субтипа. Тем не менее, в результате нашей работы показано, что инаппарантная форма КЭ, которая выявлена на юге Дальнего Востока (Леонова, 1997; Борисевич, 2002а, б), по всей вероятности связана с циркуляцией штаммов не сибирского субтипа вируса, а штаммов дальневосточного субтипа, способных вызывать различные формы КЭ.

Несмотря на то, что существует ряд косвенных доказательств взаимосвязи тяжелых очаговых форм КЭ с летальными исходами с генетическими особенностями штаммов, циркулирующих на территории Дальнего Востока, нами установлено, что различные формы клинического течения у людей (инаппарантные, стертые, лихорадочные и очаговые) были вызваны штаммами только дальневосточного субтипа вируса.

Как и во многих других случаях, описанных в литературе (Jennings, 1993; Santos, 1995; Wallner, 1996; Leitmeyer, 1999; Gritsun, 2001; Goto, 2002), анализ штаммов с различной вирулентностью из отдельных регионов не позволил нам определить генетические маркеры вирулентности. Тем не менее, доказано, что генетические особенности вируса являются одним из факторов, влияющих на вирулентность штаммов (Schlesinger, 1996; Holzmann, 1997; Mandl, 1998; Gritsun, 2001). Возможно, дальнейший поиск маркеров, основанный на расшифровке полноразмерных геномов штаммов вируса КЭ с различной вирулентностью, позволит выявить такие генетические детерминанты. Вместе с тем, генетические особенности штаммов являются лишь одним из факторов, влияющих на вирулентность вируса. К другим факторам следует отнести генетические и иммунобиологические особенности организма больного, которые, безусловно, влияют на взаимоотношения макро и микро организмов. Исследования различных биологических свойств штаммов вируса КЭ, в том числе вирулентности для лабораторных животных, показали важное значение многих других факторов в проявлении патогенных свойств штаммов. Среди них большое значение имеет способ заражения, доза вируса, особенности иммунного ответа, количество пассажей штамма и др. Исследованные в данной работе штаммы были предварительно изучены в лаборатории КЭ НИТИЭМ СО.

РАМН (Леонова, 1997; Борисевич, 2002а, б). Для штаммов вируса были определены титры при подкожном и внутримозговом заражении мышей, индекс инвазивности и титры вируса в культуре клеток (приложение 3). Однако никакой корреляции между этими показателями и формой заболевания, наблюдающейся у больных КЭ, авторами не было отмечено, за исключением двух штаммов (Р-196 и Р-437), вызвавших инаппарантную форму КЭ. Эти штаммы существенно отличались по биологичесиким свойствам, у них не была выявлена нейроинвазивность (приложение 3).

Таким образом, оценка вирулентных свойств штаммов вируса КЭ, проведенная только на основании клинической формы КЭ у людей, является достаточно условной, так как, не всегда согласуется с проявлениями вирулентных свойств на модели лабораторных животных. Исследования нуклеотидной последовательности выделенных от людей штаммов, вирулентность которых достоверно различается на модели лабораторных животных, по-видимому, является перспективным направлением в поиске генетических маркеров вирулентности. В свою очередь, многолетние исследования по выявлению мутаций, связанных с изменением вирулентных свойств вирусов, позволили установить сложный механизм взаимодействия геномных и белковых структур вируса и клетки-хозяина. Обнаружены различные механизмы аттенуации вируса, связанные с мутациями практически по всему геному вируса, включая нетранслируемые районы, и затрагивающие рецепторное связывание, проникновение в клетку, способность к репликации и т. д. Вероятно, что и обратный процесс усиления вирулентности штамма может быть обусловлен мутациями в различных генах и некодирующих регионах. Тем не менее, основываясь на результатах выявления генотипов штаммов, обладающих различной степенью вирулентности среди других представителей семейства Flaviviridae, таких как вирус ЗН, гепатит С (Lareu, 1997; Purcell, 1997; Beasley, 2002), можно предположить существование вариантов вируса КЭ, степень вирулентности которых можно дифференцировать на основе их генетических структур. Видимо, такие исследования являются предметом будущего.

Одной из таких возможностей дифференцирования генотипов вируса КЭ является разработанный нами способ ПДРФ-генотипирования. Полученные данные показывают, что 94% штаммов дальневосточного генотипа можно быстро идентифицировать предложенным способом. Теоретически проведенные нами расчеты возможности типирования штаммов западноевропейского и сибирского генотипов необходимо практически испытать на большем количестве представителей штаммов этих генотипов, которые не были доступны в наших исследованиях. Подтверждением расчетов теоретического анализа по типированию штаммов этих двух генотипов позволит значительно расширить молекулярно-эпидемиологические исследования, с помощью которых можно будет судить о циркуляции вируса КЭ различных генотипов на эндемичных территориях. Можно надеяться, что типирование штаммов вируса КЭ в клинической диагностике методом ПДРФ-анализа позволит решать вопросы о взаимосвязи субтипа вируса с тяжестью течения заболевания.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Г. Иммуно-вирусологические аспекты инаппарантной и стертой форм клещевого энцефалита. Автореф. дис. .канд. мед. наук. Владивосток, 2002 г.
  2. В.Г., Леонова Г. Н. Инфекционный процесс при стертой и инаппарантной формах клещевого энцефалита. // В кн. «Клещевой энцефалит». Владивосток. — 2002. — С. 48−59.
  3. В.А., Аитов К. А., Муляр Н. Ф. К вопросу о клинико-лабораторных особенностях КЭ в природно-очаговой зоне Приангарья // Журнал инфекционной патологии 1996. — Т. 3. — № 2. — С. 21−23.
  4. В.А., Ющук Н. Д., Малов И.В, Аитов К. А. Особенности КЭ в различных регионах // Эпидемиология и инфекционные болезни. 2000. -№ 2, — С. 43−47.
  5. В.А. Клещевой энцнфалит в Иркутской области: Автореф. дис.. .докт. мед. наук. Иркутск, 2002. — 42 с.
  6. Л.И., Образцова Р. Г. Тез. науч. конф. «Актуальные проблемы природноочаговых инфекций». Ижевск, 1998. С. 186−188.
  7. В.И., Протас И. И., Жданов В. М. Западный клещевой энцефалит.-Минск, 1978.-256 с.
  8. С.Я., Логинова Н. В. Семейство Togaviridae // Общая и частная вирусология. М., 1982. — Т.2. — С. 49−94.
  9. Н.И. Очерки вирусных поражений центральной нервной системы. Изд. Акад. Наук БССР, 1951.-541 с.
  10. Т.В. Характеристика генетической вариабельности штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа гомологии участков вирусного генома// Дис. канд. биол. наук.-Владивосток, 1999. 157 с.
  11. В.И., Демина Т. В., Мамаев JI.B. и др. Анализ генетической вариабельности штаммов вируса клещевого энцефалита по первичной структуре фрагмента гена белка оболочки Е // Вопр.вирусол.-2001а.-№ 1.
  12. В.И., Демина Т. В., Беликов С. И. и др. Генетическое типирование штаммов вируса клещевого энцефалита на основе анализа гомологии фрагмента белка оболочки // Вопр. вирусол. 20 016. -№ 1. — С. 16−21.
  13. В.И., Беликов С. И., Джиоев Ю. П. и др. Молекулярная эпидемиология клещевого энцефалита. Иркутск: РИО ВСНЦ СО РАМН, 2003.-272 с.
  14. В.П., Беликов С. И., Кобзев В. Ф., и др. Способ синтеза олиго(поли)нуклеотидов и устройство для его осуществления.// АС № ' 1 773 916, 1992, — 11с.
  15. Г. Н., Мураткина С. М., Кругляк С. П. Изучение вирулентности штаммов вируса клещевого энцефалита, изолированных на юге советского Дальнего Востока // Вопр.вирусол.-1990.-№ 5.-С.399−401.
  16. Г. Н., Кожемяко В. Б., Исаева М. И. и др. Молекулярная характеристика популяции вируса клещевого энцефалита Южно-Сихотэ-Алиньского очагового региона // Вопр. вирусол. 1996. — № 4. — С. 154— 158.
  17. Г. Н. Клещевой энцефалит в Приморском крае. Владивосток: Дальнаука, 1997.- 187 с.
  18. Г. Н., Беликов С. И., Джиоев Ю. П. Филогенетический анализ штаммов, вызвавших клещевой энцефалит в Приморском крае с различной тяжестью течения // Журн. Эпид и инфекц. болезни. 2002. -№ 1. — С. 53−56.
  19. Г. Н., Борисевич В. Г. Способ выделения арбовирусов, в частности клещевого энцефалита. Патент на изобретение № 2 205 652 от 10 июня 2003 г.
  20. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984. -477с.
  21. О.В. Свойства некоторых белков вируса клещевого энцефалита: Дис. докт. биол. наук. Кольцово, 2001 — 211 с.
  22. Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот.// М.: Наука, 1981.-285 с.
  23. А.Г., Ямщиков В.Ф. N-концевые аминокислотные последовательности структурных белков вируса клещевого энцефалита // Биоорг. химия,-1985.-Т. 11, № 12.-С. 1681 -1684.
  24. А.Г. Структура, организация и детекция генома вируса клещевого энцефалита: Автореф.дис. .докт.хим.наук.-М., 1990.-48 с.
  25. В.В., Фролова М. П., Ерман Б. А. Хронический клещевой энцефалит. Новосибирск: Наука, Сиб. отд-ние, 1986. — 233 с.
  26. В.В., Трухина А. Г., Шаманин В. А. и др. Дезоксиолигонуклеотидные зонды, дифференцирующие антигенные и патогенетические варианты вируса клещевого энцефалита // Вопр. вирусол. 1992. — № 1. — С. 53−56.
  27. В.А., Плетнев А. Г., Злобин В. И. Применение молекулярной гибридизации с синтетическими дезоксиолигонуклеотидами для дифференциации штаммов вируса клещевого энцефалита // Вопр. вирусол. 1990. — № 6. — С. 474−478.
  28. В.А., Плетнев А. Г., Рубин С.Г,., Злобин В. И. Дифференциация вирусов комплекса клещевого энцефалита методом РНК-ДНК-гибридизации//В опр. вирусол. 1991. — № 1. — С. 27−31.
  29. А.Н. Хронические формы клещевого энцефалита: JL, Медицина, 1976. 176 с.
  30. Allison S.L., Stiasny К., Stadler К. Mapping of functional elements in the stem-anchor region of tick-borne encephalitis virus envelope protein E // J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 5605−5612.
  31. Allison S.L., Schalich J., Stiasny K. Mutational Evidence for an Internal Fusion Peptide in Flavivirus Envelope Protein E // J. Virol. 2001. — Vol.75. № 9.-P. 4268−4275.
  32. Amberg S.M., Rice C.M. Mutagenesis of the NS2B-NS3-mediated cleavage site in the flavivirus capsid protein demonstrates a requirement for coordinated processing // J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 8083−8094.
  33. Bakhvalova V.N., Rar V.A., Tkachev S.E. et.al. Tick-borne encephalitis virus strains of Western Siberia // J. Virus Research. 2000. — Vol. 70. — P. 1−12.
  34. Baleotti F.G., Moreli M.L., Figueiredo L.T. Brazilian Flavivirus phylogeny based on NS5 // Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2003. — Vol.98. № 3. — P. 379−82.
  35. Balmaseda A., Sandoval E., Perez I. Application of molecular typing techniques in the 1998 dengue epidemic in Nicaragua // Am J Trop Med Hyg. 1999. — Vol. — 61. — P. 893−897.
  36. Barret A.D., Monath T.P., Cropp C.B. Attenuation of wild-type yellow fever virus by passage in HeLa cells // J. Gen. Virol. 1990. — Vol. 71. — P. 23 012 306.
  37. Batista W.C., Kashima S., Marques A.C. Phylogenetic analysis of Brazilian Flavivirus using nucleotide sequences of parts of NS5 gene and 3' non-coding regions // J. Virus. Res. 2001. — Vol. 75. — P. 35−42.
  38. Beasley D.W., Li L., Suderman M.T., Barrett A.D. Mouse neuroinvasive phenotype of West Nile virus strains varies depending upon virus genotype // Virology 2002. — Vol. 296. — P. 17−23.
  39. Blok J. Genetic relationships of Denge virus serocomplex 11 J.Gen. Virol.-1985.-Vol.66.-P. 1323−1325
  40. Bray M., Men R., Tokimatsu I. Genetic determinants responsible for acquisition of dengue type 2 virus mouse neurovirulence // J. Virol. 1998. -Vol. 72. — P. 1647−1651.
  41. Brinton M.A., Fernandez A.V., Dispoto J.H. The З'-nucleotides of flavivirus genomic RNA form a conserved secondary structure. // Virology. 1986. -Vol. 153.-P. 113−121.
  42. Brinton M.A., Dispoto J.H. Sequence and secondary structure analysis of the 5'-terminal region of flavivirus genome RNA // Virology. 1988. — Vol. 162. -P. 290−299.
  43. Cahour A.A., Pletnev M., Vazeille-Falcoz L. Growth-restricted dengue virus mutants containing deletions in the 5' noncoding region of the RNA genome // Virology. 1995. — Vol. 207. — P. 68−76.
  44. Calisher C.H., Karabatsos N., Dalrymple J.M. Antigenic relationships between flaviviruses as determined by cross-neutralization tests with polyclonal antisera // J. Gen. Virol. 1989. — Vol. 70. — P. 37−43.
  45. Callahan J.D., Wu S.L., Dion-Schultz A. Development and Evaluation of Serotype- and Group-Specific Fluorogenic Reverse Transcriptase PCR (TaqMan) Assays for Dengue Virus // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39-P. 4119−4124.
  46. Canducci F., Uberti Foppa C., Boeri E. Characterization of GBV-C infection in HIV-1 infected patients // J. Biol. Regul. Homeost. Agents. 2003. — Vol. 17. -P. 191−194.
  47. Cao J.X., Ni H., Wills M.R. Passage of Japanese encephalitis virus in HeLa cells results in attenuation of virulence in mice // J. Gen. Virol. 1995. — Vol. 76.-P. 2757−2764.
  48. Chambers T.J., Nestorowicz A., Amberg S.M. Mutagenesis of the yellow fever virus NS2B protein: effects on proteolytic processing, NS2B-NS3 complex formation, and viral replication // J. Virol. 1993. — Vol. 67. — P. 6797−6807.
  49. Chandler L.J., Nordoff N.G. Identification of genetic variation among St. Louis encephalitis virus isolates, using single-strand conformation polymorphism analysis // J. Virol. Methods. 1999. — Vol. 80. — P. 169−178.
  50. Chandler L.J., Parsons R., Randle Y. Multiple genotypes of St. Louis encephalitis virus (Flaviviridae: Flavivirus) circulate in Harris County, Texas // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2001. — Vol. 64. — P. 12−19.
  51. Chang G.J., Hunt A.R., Holmes D.A. Enhancing biosynthesis and secretion of premembrane and envelope proteins by the chimeric plasmid of dengue virus type 2 and Japanese encephalitis virus // Virology. 2003. — Vol. 306 — P. 170 180.
  52. Charrel R.N., Levy N., Tesh R.B. Use of Base Excision Sequence Scanning for Detection of Genetic Variations in St. Louis Encephalitis Virus Isolates // J.Clin. Microbiol. 1999. — Vol. 37. — P. 1935−1940.
  53. Charrel R. N, Zaki A.M., Attoui H. et. al. Complete coding sequence of the Alkhurma virus, a tick-borne flavivirus causing severe hemorrhagic fever in humans in Saudi Arabia // J. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001. — Vol. 287.-P. 455−461.
  54. Chen W.R., Tesh R.B., Rico-Hesse R. Genetic variation of Japanese encephalitis virus in nature // J. Gen. Virol. 1990. — Vol. 71. — P. 2915−2922
  55. Chen Y., Maguire Т., Marks R.M. Demonstration of binding of dengue virus envelope protein to target cells // J. Virol. 1996. — Vol. 70. — P. 8765−8772.
  56. Chomczynski P., Sacchi N. Single Step Method of RNA isolation by Acid Guanidinium Thiocyanate Phenol — Chloroform Extraction // J. Analitical Biochemistry. — 1987. — Vol. 162. — P.156−159
  57. Cong M., Fried M.W., Lambert S. Sequence heterogeneity within three different regions of the hepatitis G virus genome // Virology. 1999. — Vol. 255.-P. 250−259.
  58. Deubel V., Digoutte J.P., Monath T.P., Girard M. Genetic heterogeneity of Yellow fever virus strains from Africa and Americas // J. Gen. Virol.-1986.-Vol.67.-P.209−213.
  59. Droll D.A., Krishna Murthy H.M., Chambers T.J. Yellow fever virus NS2B-NS3 protease: charged-to-alanine mutagenesis and deletion analysis define regions important for protease complex formation and function // Virology. -2000. Vol. 275. — P.335−347.
  60. Dunster L.M., Gibson C.A. Stephenson Attenuation of virulence of flaviviruses following passage in HeLa cells // J. Gen. Virol. 1990. Vol. 71. — P. 601−607.
  61. Egloff M.P., Benarroch D., Selisko B. An RNA cap (nucleoside-2'-0-)-methyltransferase in the flavivirus RNA polymerase NS5: crystal structure and functional characterization // EMBO J. 2002. — Vol. 21. — P. 2757−2768.
  62. Falgout В., Miller R.H., Lai C.J. Deletion analysis of dengue virus type 4 nonstructural protein NS2B: identification of a domain required for NS2B-NS3 protease activity // J. Virol. 1993. — Vol. 67. — P. 2034−2042.
  63. Falgout В., Markoff L. Evidence that flavivirus NS1-NS2A cleavage is mediated by a membrane-bound host protease in the endoplasmic reticulum // J. Virol. 1995. — Vol. 69. — P. 7232−7243.
  64. J.A., Olson K.E., Black W.C. 4th Rapid characterization of genetic diversity among twelve dengue-2 virus isolates by single-strand conformation polymorphism analysis // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997. — Vol. — 57. — P. 416−422.
  65. Fulop L.D., Barrett A.D., Titball R.W. Nucleotide sequence of the NS5 gene of Banzi virus: comparison with other flaviviruses // J. Gen. Virol. 1995. — Vol. 76 (Pt 9).-P. 2317−2321.
  66. Goto A., Hayasaka D., Yoshii D. Genetic and biological comparison of tick-borne encephalitis viruses from Hokkaido and far-eastern Russia // Jpn. J. Vet. Res. 2002. — Vol. 49. — P. 297−307.
  67. Gritsun T.S., Liapustin V.N., Shatalov A.G. Multiple forms of the NS1 protein as the main component of the nonvirion («soluble») antigen of the tick-borne encephalitis virus // Vopr. Virusol. 1990. — Vol. 35. — P. 471−474.
  68. Gritsun T.S., Venugopal K., Zanotto P.M. Complete sequence of two tick-borne flaviviruses isolated from Siberia and the UK: analysis and significance of the 5' and З'-UTRs // J.Virus.Res. 1997. Vol.49. P. 27−39.
  69. Gritsun T.S., Desai A., Gould E.A. The degree of attenuation of tick-borne encephalitis virus depends on the cumulative effects of point mutations // J. Gen. Virol.-2001.-Vol. 82.-P. 1667−1675.
  70. Gritsun T. S, Lashkevich V.A., Gould E.A. Tick-borne encephalitis // J. Antiviral. Res. 2003. — Vol. 57, — P. 129−146.
  71. Guillemette J.G. and Lewis P.N. Detection of subnanogram quantities of DNA and RNA on native and denaturing polyacrylamide and agarose gels by silver staining // Electrophoresis. 1983, — № 4. — P. 92−94.
  72. Hanley KA, Lee JJ, Blaney JE Paired charge-to-alanine mutagenesis of dengue virus type 4 NS5 generates mutants with temperature-sensitive, host range, and mouse attenuation phenotypes // J. Virol. 2002. — Vol. 76. — P. 525−531.
  73. Harris E., Sandoval E., Xet-Mull A.M. Rapid subtyping of dengue viruses by restriction site-specific (RSS)-PCR // J. Virology. 1999. — Vol. 253. — P. 8695.
  74. Hasegawa H., Yoshida M., Shiosaka Т. Mutations in the envelope protein of Japanese encephalitis virus affect entry into cultured cells and virulence in mice//Virology. 1992, — Vol. 191.-P. 158−165.
  75. Hayasaka D., Suzuki Y., Kariwa H. Phylogenetic and virulence analysis of tick-borne encephalitis viruses from Japan and far-Eastern Russia // J. Gen. Virol. 1999.-Vol. 80 (Pt 12).-P. 3127−3135.
  76. Hayasaka D., Ivanov L., Leonova G.N. et. al. Distribution and characterization of tick-borne encephalitis viruses from Siberia and far-eastern Asia // J. Gen. Virol. -2001.-Vol. 82.-P. 1319−1328.
  77. Hawkins G.A., Hoffman L.M. Base excision sequencescanning // Nat. Biotechnol. 1997. — Vol. 15. — P. 803−804.
  78. Heiman M., Webcutter.// 1997, /http://www.firstmarket.com/cutter cut2.html.
  79. Heinz FX, Kunz C. Homogeneity of the structural glycoprotein from European isolates of tick-borne encephalitis virus: comparison with other flaviviruses // J. Gen. Virol. 1981. — Vol. 57. — P. 263−274.
  80. Heinz F.X., Mandl C.W. The molecular biology of tick-borne encephalitis virus//APMIS.- 1993.-Vol. 101.-P. 735−745.
  81. Henchal E.A., Henchal L.S., Thaisomboonsuk B.K. Topological mapping of unique epitopes on the dengue-2 virus NS1 protein using monoclonal antibodies // J. Gen. Virol. 1987. — Vol. 68(Pt3). — P. 845−851.
  82. Higgs S., Gould E.A. Differences in fusogenicity and mouse neurovirulence of Japanese encephalitis viruses // Arch. Virol. 1991. — Vol. 119. — P. 119−133.
  83. Holzmann H., Heinz F.X., Mandl С. A single amino acid substitution in envelope protein E of tick-borne encephalitis virus leads to attenuation in the mouse model//J. Virol. 1990. — Vol. 64.-P. 5156−5159.
  84. Holzmann H., Stiasny К., Ecker M. Characterization of monoclonal antibody-escape mutants of tick-borne encephalitis virus with reduced neuroinvasiveness in mice//J. Gen. Virol. 1997. — Vol. 78.-P. 31−37.
  85. Hori H. Oligonucleotide fingerprint analysis on Japanese encephalitis virus strains of different geographic origin // Trop. Med.-1986.-Vol.28.-P.179−190.
  86. Hori H., Lai C.J. Cleavage of dengue virus NS1-NS2A requires an octapeptide sequence at the С terminus of NS1 // J. Virol. 1990. — Vol. 64. — P. 45 734 577.
  87. Iizuka N.M., Kohara K., Hagino-Yamagishi S. Construction of less neurovirulent polioviruses by introducing deletions into the 5' noncoding sequence of the genome // J. Virol. 1989. — Vol. 63. — P. 5354−5363.
  88. Innis M.A. Gelfand D.H. Optimization of PCRs. In: PCR Protocols (Innis, Gelfand, Sninsky and White, eds.) — Academic Press, New York, 1990. P. 312.
  89. Jiang W.R., Lowe A., Higgs S. Single amino acid codon changes detected in louping ill virus antibody-resistant mutants with reduced neurovirulence // J. Gen. Virol. 1993.-Vol. 74.-P. 931−935.
  90. Khromykh A.A., Meka H., Guyatt K.J., Westaway E.G. Essential role of cyclization sequences in flavivirus RNA replication // J. Virol. 2001. -Vol.75.-P. 6719−6728.
  91. Kinney R.M., Chang G.-J.J., Tsuchiya J.M. Attenuation of Venezuelan equine encephalitis virus strain TC-83 is encoded by the 5'-noncoding region and the E2 envelope glycoprotein // J. Virol. 1993. — Vol. 67. — P. 1269−1277.
  92. Koonin E.V. Computer-assisted identification of a putative methyltransferase domain in NS5 protein of flaviviruses and lambda 2 protein of reovirus // J. Gen. Virol. 1993. — Vol. 74 (Pt 4). — P. 733−40.
  93. Krekulova L., Rehak V., Wakil A.E. Nested Restriction Site-Specific PCR To Detect and Type Hepatitis С Virus (HCV): a Rapid Method To Distinguish HCV Subtype lb from Other Genotypes // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39.- P. 1774−1780.
  94. Kummerer B.M., Rice C.M. Mutations in the yellow fever virus nonstructural protein NS2A selectively block production of infectious particles // J. Virol. -2002. Vol. 76. — P. 4773−4784.
  95. Kuno G., Chang G.J., Tsuchiya R. Phylogeny of the Genus Flavivirus // J. Virol. 1998. — Vol. 72. — P. 73−83.
  96. Lai C.J., Zhao B.T., Hori H. Infectious RNA transcribed from stably cloned full-length cDNA of dengue type 4 virus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. -Vol. 88.-P. 5139−5143.
  97. Lai C.J., Pethel M., Jan L.R. et. al. Processing of dengue type 4 and other flavivirus nonstructural proteins // J. Arch. Virol. Suppl. 1994. — Vol. 9. — P. 359−368.
  98. Lamballerie X., Crochu S., Billoir F. et. al. Genome sequence analysis of Tamana bat virus and its relationship with the genus Flavivirus // J. Gen. Virol. 2002. — Vol. 83(Pt 10). — P. 2443−2454.
  99. Lareu R.R., Swanson N.R., Fox S.A. Rapid and sensitive genotyping of hepatitis С virus by single-strand conformation polymorfism // J. Virol. Methods.-1997.-Vol. 64.-P. 11−18.
  100. Lee E., Lobigs M. Substitutions at the putative receptor-binding site of an encephalitic flavivirus alter virulence and host cell tropism and reveal a role for glycosaminoglycans in entry // J. Virol. 2000a. — Vol. 74. — P. 8867−8875.
  101. Lee E., Stocks C.E., Amberg S.M. Mutagenesis of the signal sequence of yellow fever virus prM protein: enhancement of signalase cleavage In vitro is lethal for virus production // J. Virol. 20 006. — Vol. 74. — P. 24−32.
  102. Lee E., Lobigs M. Mechanism of virulence attenuation of glycosaminoglycan-binding variants of Japanese encephalitis virus and Murray Valley encephalitis virus // J. Virol. 2002. — 76. — P. 4901−4911.
  103. Leitmeyer K.C., Vaughn D.W., Watts D.M. Dengue virus structural differences that correlate with pathogenesis // J. Virol. 1999. — Vol. 73. — P. 4738−4747.
  104. Leyssen P., Charlier N., Lemey P. Complete genome sequence, taxonomic assignment, and comparative analysis of the untranslated regions of the Modoc virus, a flavivirus with no known vector // J. Virology. 2002. — Vol. 293(1). -P. 125−140.
  105. Li H., Clum S., You S. The serine protease and RNA-stimulated nucleoside triphosphatase and RNA helicase functional domains of dengue virus type 2 NS3 converge within a region of 20 amino acids // J. Virol. 1999. — Vol. 73. -P. 3108−3116.
  106. Li G., Ma H.H., Lau G.K. et. al. Prevalence of hepatitis G virus infection and homology of different viral strains in Southern China // World J. Gastroenterol. -2002. Vol. 8(6). P. 1081−1087.
  107. Lin C., Amberg S.M., Chambers T.J. Cleavage at a novel site in the NS4A region by the yellow fever virus NS2B-3 proteinase is a prerequisite for processing at the downstream 4A/4B signalase site // J. Virol. 1993. — Vol. 67.-P. 2327−2335.
  108. Lin D., Li L., Dick D. et. al. Analysis of the complete genome of the tick-borne flavivirus Omsk hemorrhagic fever virus // J. Virology. 2003. — Vol. 313 (1). -P. 81−90.
  109. Lindenbach BD, Rice CM. Genetic interaction of flavivirus nonstructural proteins NS1 and NS4A as a determinant of replicase function // J. Virol. -1999. Vol. 73. — P. 4611−4621.
  110. Lobigs M, Usha R., Nestorowicz A. Host cell selection of Murray Valley encephalitis virus variants altered at an RGD sequence in the envelope protein and in mouse virulence // Virology. 1990. — Vol. 176. — P. 587−595.
  111. Lobigs M. Flavivirus premembrane protein cleavage and spike heterodimer secretion require the function of the viral proteinase NS3 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. — Vol. 90(13). — P. 6218−6222.
  112. Mackenzie J.M., Khromykh A.A., Jones M.K. Subcellular localization and some biochemical properties of the flavivirus Kunjin nonstructural proteins NS2A and NS4A // Virology. 1998. — Vol. 245. — P. 203−215.
  113. Mandl C.W., Hainz F.X., Kunz C. Sequence of the structural proteins of tick-borne encephalitis virus (western subtype) and comparative analysis with other flaviviruses // Virology. 1988. — Vol. 166. — P. 197−205.
  114. Mandl C.W., Guirakhoo F., Holzmann H. Antigenic structure of the flavivirus envelope protein E at the molecular level, using tick-borne encephalitis virus as a model//J. Virol. 1989a. — Vol. 63.-P. 564−571.
  115. Mandl C.W., Heinz F.X., Stockl E. Genome sequence of tick-borne encephalitis virus (Western subtype) and comparative analysis of nonstructural proteins with other flaviviruses // Virology. 19 896. — Vol. 173. — P. 291 -301.
  116. Mandl C.W., Kunz C., Heinz F.X. Presence of poly (A) in a flavivirus: significant differences between the 3' noncoding regions of the genomic RNAs of tick-borne encephalitis virus strains // J. Virol. 1991. — Vol. 65. — P. 40 704 077.
  117. Mandl C.W., Holzmann H., Meixner T. Spontaneous and engineered deletions in the 3' noncoding region of tick-borne encephalitis virus: construction ofhighly attenuated mutants of a flavivirus J. Virol. 1998. — Vol. 72. — P. 21 322 140.
  118. Mandl C.W., Allison S.L., Holzman H. Attenuation of tick-borne encephalitis virus by structure-based site-specific mutagenesis of a putative flavivirus receptor binding site // J. Virol. 2000. — Vol. 74. — P. 9601−9609.
  119. Marin M. S., Mandl C. W., Kunz C., Heinz F. X. The flavivirus З'-noncoding region: extensive size heterogeneity independent of evolutionary relationships among strains of tick-borne encephalitis virus // J. Virology. 1995. — Vol. 213.-P. 169−178.
  120. Markoff L. In vitro processing of dengue virus structural proteins: cleavage of the pre-membrane protein//J. Virol. 1989.-Vol. 63.-P. 3345−3352.
  121. Markoff L., Falgout В., Chang A. A conserved internal hydrophobic domain mediates the stable membrane integration of the dengue virus capsid protein // Virology. 1997. — Vol. 23. — P. 105−117.
  122. Marsh M., Helenius A. Virus entry into animal cells // Adv. Virus Res. 1989. -P. 107−151.
  123. Marshall D.J., Heisler L.M., Lyamichev V. Determination of hepatitis С virus genotypes in the United States by cleavase fragment length polymorphism analysis//J. Clin. Microbiol. 1997. — Vol. 35.-P. 3156−3162.
  124. Matusan A.E., Pryor M.J., Davidson A.D. Mutagenesis of the Dengue virus type 2 NS3 protein within and outside helicase motifs: effects on enzyme activity and virus replication//!. Virol. 2001. — Vol. 75. — P. 9633−9643.
  125. McMinn P.C., Marshall I.D., Dalgarno L. Neurovirulence and neuroinvasiveness of Murray Valley encephalitis virus mutants selected by passage in a monkey kidney cell line // J. Gen. Virol. 1995. — Vol. 76. — P. 865−872.
  126. McMinn P.C., Weir R.S., Dalgarno L. A mouse-attenuated envelope protein variant of Murray Valley encephalitis virus with altered fusion activity // J. Gen. Virol. 1996a. — Vol. 77. — P. 2085−2088.
  127. McMinn P.С., Dalgarno L.A., Weir R.S. A comparison of the spread of Murray Valley encephalitis viruses of high or low neuroinvasiveness in the tissues of Swiss mice after peripheral inoculation // Virology. 19 966. — Vol. 220.-P. 414−423.
  128. McMinn P.C. The molecular basis of virulence of the encephalitogenic flaviviruses // J. Gen. Virol. 1997. — Vol. 78. — P. 2711−2722.
  129. Mota J., Ramos-Castaneda J., Rico-Hesse R. Phylogenetic analysis of the envelope protein (domain III) of dengue 4 viruses // Salud Publica Мех. -2002.-Vol. 44.-P. 228−236.
  130. Muir P., Kammerer U., Korn K. Molecular typing of enteroviruses: current status and future requirements. The European Union Concerted Action on Virus Meningitis and Encephalitis // Clin. Microbiol. Rev. 1998. — Vol. 11.-P. 202−227.
  131. Murphy F.A. Togavirus morphology and morphogenesis // The Togaviruses // Ed. by R.W. Schlesinger. New York: Acad.Press. — 1980. — C.8. — P.241−316.
  132. Mutebi J.P., Barrett A.D. The epidemiology of yellow fever in Africa // J. Microbes Infect. 2002. — Vol. 4. — P. 1459−1468.
  133. Muylaert I.R., Chambers T.J., Galler R Mutagenesis of the N-linked glycosylation sites of the yellow fever virus NS1 protein: effects on virus replication and mouse neurovirulence // Virology. 1996. — Vol. 222. — P. 159−168.
  134. Nakao Т., Enomoto N., Takada N. et.al. Typing of hepatitis С virus genomes by restriction fragment length polimorphism // J. Gen. Virol. 1991. — Vol. -72.-P. 2105−2112.
  135. Neyts J., Leyssen P., De Clercq. E. Infections with flaviviridae // Verh. К Acad. Geneeskd. Belg. 1999. Vol. 61(6). P. 661−97- discussion 697−9.
  136. Ni H., Chang G.-J.J., Xie H. Molecular basis of attenuation of neurovirulence of wild-type Japanese encephalitis virus strain SA14 // J. Gen. Virol. 1995. -Vol. 76.-P. 409−413.
  137. Nowak Т., Wengler G. Analysis of disulfides present in the membrane proteins of the West Nile flavivirus//Virology. 1987. -Vol. 156.-P. 127−137.
  138. Olsthoorn R.C., Bol J.F. Sequence comparison and secondary structure analysis of the 3' noncoding region of flavivirus genomes reveals multiple pseudoknots // J. RNA. 2001. — Vol.7. — P. 1370−1377.
  139. Pethel M, Falgout B, Lai CJ. Mutational analysis of the octapeptide sequence motif at the NS1-NS2A cleavage junction of dengue type 4 virus // J. Virol.1992. Vol. 66. — P. 7225−7231.
  140. Pletnev A.G., Yamshchikov V.F., Blinov V.M. Nucleotide sequence of the genome and complete amino acid sequence of the polyprotein of tick-borne encephalitis virus //J. Virology. 1990. — Vol. 174(1).-P. 250−263.
  141. Pletnev A.G., Bray M., Lai C.J. Chimeric tick-borne encephalitis and dengue type 4 viruses: effects of mutations on neurovirulence in mice // J. Virol.1993. Vol. 67. — P. 4956−4963.
  142. Poidinger M., Hall R.A., Lindsay M.D. The molecular epidemiology of Kokobera virus // J. Virus Res. 2000. — Vol. 68(1). — P. 7−13.
  143. Prikhod’ko G.G., Prikhod’ko E.A. Pletnev A.G. Langat flavivirus protease NS3 binds caspase-8 and induces apoptosis // J. Virol. 2002. — Vol. 76. — P. 5701−5710.
  144. Proutski V., Gould E.A., Holmes E.C. Secondary structure of the 3' untranslated region of flaviviruses: similarities and differences // J. Nucleic Acids Res. 1997. — Vol. 25. — P. 1194−1202.
  145. Pugachev K.V., Nomokonova N.Y., Dobrikova E.Yu. Site-directed mutagenesis of the tick-borne encephalitis virus NS3 gene reveals the putativeserine protease domain of the NS3 protein // FEBS Lett. 1993. — Vol. 328. -P. 115−118.
  146. Purcell R.H. Hepatitis С Virus: An Introduction // NIH Consensus Development Conference on Management of Hepatitis C. Bithesda, Merylend, March 24−26, 1997. P. 12−15.
  147. Rauscher S., Flamm C., Mandl C.W. Secondary structure of the З'-noncoding region of flavivirus genomes: comparative analysis of base pairing probabilities // RNA. 1997. — Vol. 3. — P. 779−791.
  148. Reed K.E., Gorbalenya A.E., Rice C.M. The NS5A/NS5 proteins of viruses from three genera of the family flaviviridae are phosphorylated by associated serine/threonine kinases // J. Virol. 1998. — Vol. 72. — P. 6199−6206.
  149. Rey F.A., Heinz F.X., Mandl C. The envelope glycoprotein from tick-borne encephalitis virus at 2 A resolution // Nature. 1995. — Vol. 375. — P. 291−298.
  150. Rice C.M. Flaviridae: the viruses and their replication In Fields Virology 3 edn (Fields, N.B., Knipe, D.M. & Howley, P.M. eds), Lippincott-Raven, Philadelphia, 1996. P. 931−959,
  151. Rosario D., Alvarez M., Diaz J. Polymerase chain reaction for rapid detection and serotyping of dengue virus in clinical samples // Rev. Panam. Salud. Publica. 1998. — Vol. 4. — P. 1−5.
  152. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // J. Mol. Biol. Evol. 1987. — Vol. 4. — P. 406−425.
  153. Sang R.C., Gichogo A., Gachoya J. Isolation of a new flavivirus related to cell fusing agent virus (CFAV) from field-collected flood-water Aedes mosquitoes sampled from a dambo in central Kenya // Arch. Virol. 2003. — Vol. 148. — P. 1085−1093.
  154. Santos C.N., Post P.R., Carvalho R. Complete nucleotide sequence of yellow fever virus vaccine strains 17DD and 17D-213 // Virus Res. 1995. — Vol. 35. -P. 35−41.
  155. Schafer С., Hahn M., OschmannJP. Tick ecology and epidemiology// In: Lyme borreliosis and tick-borne encephalitis. P. Oschmann, P. Kraiczy, J. Halperin, V. Brade. Bremen, Germany, 1999. — P. 20−30.
  156. Schumm J. et.al. Identification of More Than 500 RFLPs by Screening Random Genomic Clones // Am. J. Hum. Genet. 1988. — Vol. 42. — P. 143 159.
  157. Sehgal A., Dutta A.K. Changing perspectives in Japanese encephalitis in India //J. Trop. Doct. 2003. Vol. 33(3). P. 131−134.
  158. Shi P.Y., Kramer L.D. Molecular detection of West Nile virus RNA // J. Expert. Rev. Mol. Diagn. 2003. — Vol. 3(3). — P. 357.
  159. Stadler K., Allison S.L., Schalich J. Proteolytic activation of tick-borne encephalitis virus by furin // J. Virol. 1997. — Vol.71. — No.ll. — P. 84 758 481.
  160. Strauss J.H., Strauss E.G. Togaviruses // The molecular Biology of Animal Viruses // Ed. by Nayak D.P. N.Y.: Dekker, 1977. — P. 111−166.
  161. Studier J.A., Keppler K.J. A note on the neighbor-joining algorithm of Saitou and Nei.//J. Mol. Biol. Evol. 1988. -Vol. 5.-P. 729−731.
  162. Sumiyoshi H., Tignor G.H., Shope R.E. Characterization of a highly attenuated Japanese encephalitis virus generated from molecularly cloned cDNA // J. Infect. Dis.- 1995.-Vol. 171.-P. 1144−1151.
  163. Takashima I., Morita K., Chiba M. et.al. A case of tick-borne encephalitis in Japan and isolation of the virus // J. Clin. Microbiol. 1997. — Vol.35. — P. 1943−1947.
  164. Tan B.H., Fu J., Sugrue R.J., Yap E.H., Chan Y.C., Tan Y.H. Recombinant dengue type 1 virus NS5 protein expressed in Escherichia coli exhibits RNAdependent RNA polymerase activity // J. Virology. 1996. — Vol. 216. — P. 317−325.
  165. Teo K.F., Wright P.J. Internal proteolysis of the NS3 protein specified by dengue virus 2 // J. Gen. Virol. 1997. — Vol. 78. P. 337−3341.
  166. Ternovoi V.A., Kurzhukov G.P., Sokolov Y.V. Tick-borne encephalitis with hemorrhagic syndrome, novosibirsk region, Russia, 1999 // Emerg. Infect. Dis. -2003.-Vol. 9.-P. 743−746.
  167. Trent D.W., Grant J.A., Vorndam A.V., Monath T.P. Genetic heterogenety among Saint Louis encephalitis virus isolates of different geographic origin // Virology.-1981.-Vol. 114. -P.319−332.
  168. Trent D.W., Grant J.A., Rosen L., Monath T.P. Genetic variation among dengue 2 viruses of different geographic origin // Virology.-1983.-Vol. 128.-P.271−284.
  169. Tsekhanovskaya N.A., Matveev L.E., Rubin S.G. Epitope analysis of tick-borne encephalitis (TBE) complex viruses using monoclonal antibodies to envelope glycoprotein of TBE virus (persulcatus subtype) // Virus Res. 1993. -Vol. 30.-P. 1−16.
  170. Valle R.F., Falgout B. Mutagenesis of the NS3 protease of dengue virus type 2 // J. Virol. 1998. — Vol. 72. — P. 624−632.
  171. Van de Peer Y. I I 1997,-http://www.plantgenetics.rug.ac.be/bioinformatics/yvdp/treeconw.html
  172. Vorndam V., Kuno G., Rosado N. A PCR-restriction enzyme technique for determining dengue virus subgroups within serotypes //J. Virol. Methods. -1994.-Vol. 48.-P. 237−244.
  173. Wallner G., Mandl C.W., Ecker M. Characterization and complete genome sequences of high- and low- virulence variants of tick-borne encephalitis virus // J. Gen. Virol. 1996. — Vol. 77. — P. 1035−1042.
  174. Westaway E.G., Brinton M.A., Gaidamovich S.Y., et.al. Flaviviridae // Intervirology. 1985. -Vol. 24.-P. 183−192.
  175. Westaway E.G., Mackenzie J.M., Kenney M.T. Ultrastructure of Kunjin virus-infected cells: colocalization of NS1 and NS3 with double-stranded RNA, and of NS2B with NS3, in virus-induced membrane structures // J. Virol. 1997. -Vol. 71.-P. 6650−6661.
  176. Westaway, E. G., and J. Blok. Taxonomy and evolutionary relationships of flaviviruses // In D. J. Gubler, and G. Kuno (ed.), Dengue and dengue hemorrhagic fever. CAB International, Wallingford, England, 1997. P. 147 173.
  177. Whitehead S.S., Falgout В., Hanley K.A. A live, attenuated dengue virus type 1 vaccine candidate with a 30-nucleotide deletion in the 3' untranslated region is highly attenuated and immunogenic in monkeys // J. Virol. 2003. — Vol. 77.-P. 1653−1657.
  178. Wildy P. Classification and Nomenclature of Viruses // First Report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. 1971. — Monogr. Virol. -Vol. 5.-P. 1−65.
  179. Xie H., Ryman K.D., Campbell G. A Mutation in NS5 protein attenuates mouse neurovirulence of yellow fever 17D vaccine virus // J. Gen. Virol. 1998. -Vol. 79. — P. 1895−1899.
  180. Yang J.-S., Ramanathan M.P., Muthumani K. Induction of inflamation by West Nile virus capsid through the caspase-9 apoptotic pathway // J. Emerg. Infect. Dis. 2002. — Vol. 8. — P. 1379−1384.
  181. Yamshchikov V.F., Compans R.W. Regulation of the late events in flavivirus protein processing and maturation // J. Virology. 1993. — Vol. 192(1). — P. 38−51.
  182. Yamshchikov V.F., Compans R.W. Processing of the intracellular form of the West Nile virus capsid protein by the viral protease: an in vitro study // J. Virol. 1994. — Vol.68. — P. 5765−5771.
  183. Yasui K. Neuropathogenesis of Japanese encephalitis virus // J. Neurovirol. -2002.-Vol. 8.-P. 112−114.117
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!