Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Разработка методов направленной модификации бактериальной хромосомы для метаболической иженерии облигатного метилотрофа Methylophilus methylotrophus AS1

Диссертация: Разработка методов направленной модификации бактериальной хромосомы для метаболической иженерии облигатного метилотрофа Methylophilus methylotrophus AS1
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Для клеток М. methylotrophus разработан метод получения ауксотрофных мутантов по биосинтезу ароматических соединений. Он основан на (а) использовании специально сконструированного реципиентного штамма с геном транспортера агоРЕсо- (б) получении линейных фрагментов ДНК, содержащих целевые гены, инактивированные вырезаемым маркером KmR- (в) обмене in vivo маркером между линейным фрагментом ДНК… Читать ещё >

Разработка методов направленной модификации бактериальной хромосомы для метаболической иженерии облигатного метилотрофа Methylophilus methylotrophus AS1 (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ НАУЧНАЯ НОВИЗНА И ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Биотехнологический потенциал метилотрофных бактерий
      • 1. 1. 1. Общая характеристика метилотрофных бактерий
      • 1. 1. 2. Ростовые характеристики и основные продукты, получаемые с использованием метилотрофных бактерий
      • 1. 1. 3. Экономический аспект применения метилотрофных организмов в биотехнологии
      • 1. 1. 4. Генетические методы, используемые для метаболической инженерии метилотрофных бактерий
    • 1. 2. Бактериофаг Ми: вирус и транспозон
      • 1. 2. 1. Последовательности ДНК, необходимые для Ми-транспозиции
      • 1. 2. 2. Белки, принимающие участие в репликативной транспозиции бактериофага Ми
      • 1. 2. 3. Этапы транспозиции фага Ми
      • 1. 2. 4. Бактериофаг Ми как инструмент для генной иженерии
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Бактериальные штаммы, плазмиды и условия культивирования
    • 2. 2. Олигонуклеотиды
    • 2. 3. Стандартные генно-инженерные методики
    • 2. 4. Межродовая конъюгация
    • 2. 5. Электротрансформация клеток М. methylotrophus
    • 2. 6. Интеграция mini-Mu транспозона в хромосому М. methylotrophus
    • 2. 7. Удаление маркера [FRT-KmR-FRТ из хромосомы
    • 2. 8. Тестирование синтеза амилазы и С230 в клетках метилотрофов
    • 2. 9. Амплификация mini-Mu транспозона в хромосоме метилотрофов
    • 2. 10. Конструирование рекомбинантных плазмид
      • 2. 10. 1. Конструирование интегративных плазмид на основе pMIV5-[/^r-KmR-77]-Mob
      • 2. 10. 2. Конструирование интегративных плазмид на основе плазмиды рАН
      • 2. 10. 3. Конструирование плазмид pAYCTER-агоРнсо и pAYCTER-^rw^Eco
      • 2. 10. 4. Клонирование генов ароматического пути биосинтезам methylotrophus AS
      • 2. 10. 5. Конструирование плазмид и линейных фрагментов для мутагенеза
  • Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Адаптация системы транспозиции бактериофага Ми для интеграции рекомбинантной ДНК в хромосому М. methylotrophus AS
      • 3. 1. 1. Конструирование хелперных плазмид с термоиндуцибельными генами факторов Mu-зависимой танспозиции
      • 3. 1. 2. Конструирование интегративных векторных плазмид, способных к мобилизационному переносу в М. methylotrophus
      • 3. 1. 3. Mu-зависимая транспозиция маркера устойчивости к канамицину в геном М. methylotrophus
      • 3. 1. 4. FLP-Т^Г-зависимое удаление интегрированного Кшк-маркера из хромосомы метилотрофов
      • 3. 1. 5. Последовательная Mu-зависимая транспозиция нескольких генов в М. methylotrophus
      • 3. 1. 6. Амплификация mini-Mu в хромосоме М. methylotrophus
      • 3. 1. 7. Исследование влияния энхансерной последовательности бактериофага Ми на амплификацию интегрированных фрагментов ДНК в бактериальном геноме
      • 3. 1. 8. Использование гена ZsGreen Zoanthus sp. в качестве селективного маркера для амплификации mini-Mu в хромосоме М. methylotrophus
    • 3. 2. Создание коллекции ауксотрофных мутантов с нарушенным биосинтезом ароматических аминокислот у Methylophilus methylotrophus ASl-aroPEco
      • 3. 2. 1. Влияние амплификации генов агоР и brnQE. coli на чувствительность М. methylotrophus AS 1 к аналогам ароматических аминокислот и валину
      • 3. 2. 2. Клонирование генов trpEGDMmc через функциональную комплементацию trpE мутанта Е. coli и инактивация trpE в хромосоме М. Methylotrophus AS
      • 3. 2. 3. Клонирование и инактивация генов М. methylotrophus AS1, вовлеченных в пути биосинтеза ароматических соединений, оптимизация экспериментальной процедуры
  • ВЫВОДЫ
  • СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
  • СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ п.н. — пара нуклеотидов т.п.н. — тысяча пар нуклеотидов ПЦР — полимеразная цепная реакция АТФ — аденозин-5- трифосфат КоА — коэнзим А
  • Km, KmR- канамицин, маркер устойчивости к канамицину Ар, Арк — ампициллин, маркер устойчивости к ампициллину Тс, TcR— тетрациклин, маркер устойчивости к тетрациклину Cm — хлорамфеникол
  • Sm, SmR — стрептомицин, маркер устойчивости к стрептомицину
  • ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота
  • МННГ — ТЧ-метил-ТчР-нитро-Ы-нитрозогуанидин
  • L-Val — L-валин
  • L-Phe — L-фенилаланин
  • L-Туг — L-тирозин
  • L-Trp — L-триптофан
  • AroAs — ароматические аминокислоты
  • ПАЕК — парааминобензойная кислота

АКТУЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ.

Забота об окружающей среде в условиях быстрого индустриального развития многих стран мира делает необходимым переход промышленных процессов на качественно новый технологический уровень, направленный на использование возобновляемых природных ресурсов и минимизацию потерь. Одним из направлений решения данной задачи является сочетание «мягких» в отношении окружающей среды микробиологических процессов с дешевыми и легкодоступными видами сырья. К таким видам сырья можно отнести метанол, получаемый из природного газа и имеющий сравнительно низкую стоимость. В последнее время в биотехнологической индустрии метанолу уделяется большое значение, как альтернативному источнику углерода широко используемым для этих целей сахарам.

Бактерии, способные расти на метаноле, широко распространены в природе и характеризуются большим разнообразием. Доступность сырья и его сравнительно невысокая стоимость позволяют рассматривать метилотрофы в качестве перспективных и выгодных объектов индустриальной биотехнологии. В настоящее время метилотрофные бактерии все шире используются в промышленности для производства таких важных биологически активных веществ, как: секретируемые природные и рекомбинантные белки (Belanger L. et al., 2004; Fitzgerald К. and Lidstrom M., 2003) витамины, ферменты, полисахариды, аминокислоты (Bourque D. et al., 1995; Korotkova N. et al., 2002; Motoyama H. et al., 1993, 2001; Tani Y., 1991).

Создание штаммов-продуцентов с заданными свойствами и высокой эффективностью продукции предполагает детальное знание генетики организма, его метаболитических путей, процессов регуляции клеточного метаболизма, а также наличия определенного набора генетических методов, необходимых для направленной модификации исследуемого объекта. Промышленное использование метилотрофов значительно увеличило интерес к изучению генетического контроля Ci метаболизма у определенных видов этих бактерий {Anthony С., 1993). За последние 5 лет были секвенированы геномы некоторых метилотрофных микроорганизмов {Chistoserdova L. et al., 2007; Giovannoni S. et al., 2008; Hou S. et al., 2008; 2007; Vuilleumier S. et al., 2009; Ward N. et al., 2004), значительный прогресс достигнут в понимании их метаболизма {Crowther G. et al., 2008), и существенно расширен набор полезных методов для генетической и метаболической инженерии {CueD. etal., 1997; Gliesche С., 1997; Marx С. and Lidstrom M., 2001, 2002). К таким методам можно отнести, например, недавнее использование системы транспозона Тп7 для сайт-специфической интеграции в геном метилотрофов рекомбинантных ДНК {Choi Y. et al., 2006а). Однако и сейчас большинство метилотрофов плохо изучены и набор генетических инструментов для работы с ними сильно ограничен. По этой причине разработка новых подходов генетического анализа метилотрофрых бактерий с их последующим применением в конструировании штаммов-продуцентов представляется на данном этапе актуальной.

Methylophilus methylotrophus AS1, являющийся объектом наших исследований, в 70-е годы прошлого века был широко использован в микробиологической индустрии для производства бактериальной биомассы {Senior P. and Windass J., 1980, Vasey R. and Powell K., 1984). В связи с чем, начальные стадии углеродного и энергетического метаболизма этого организма в этот период были всесторонне исследованы {Сох J. et al., 1992; Hothi P. et al., 2003), однако мало что известно о метаболитических путях биосинтеза аминокислот в М. methylotrophus. Недавно специалистами Аджиномото (Ajinomoto Со, Inc.) было проведено изучение синтеза L-лизина у М. methylotrophus, начиная с исследования путей биосинтеза {Gunji Y. et al., 2004; Tsujimoto N. et al., 2006) и заканчивая конструированием и усовершенствованием продуцента L-лизина на метаноле {Gunji Y. et al., 2006; Gunji Y. and Yasueda H., 2006; Ishikawa K. et al., 2008 (a-c)). Задачей наших исследований было создание методов, облегчающих создание на основе М. methylotrophus штаммов-продуцентов ароматических аминокислот. Как известно, на первом этапе конструирования продуцентов аминокислот необходимо отобрать мутанты с ослабленным ингибированием ключевых ферментов конечным продуктом биосинтеза и блокировать возможные пути деградации целевого продукта и его предшественников созданием соответствующих ауксотрофных мутантов (Bongaerts J. et al., 2001; Ikeda M., 2006; Parekh S. et al., 2000). Для облигатных метилотрофов получение ауксотрофных мутантов является особой трудностью (de Vries G. et al., 1990). Причиной может быть неспособность некоторых соединений проникать внутрь и экспортироваться из клеток этих микроорганизмов. И хотя отдельные случаи получения ауксотрофных мутантов у М. methylotrophus AS1 все же были описаны (Bohanon М. et al., 1988; Gunji Y. et al., 2004; Kim C. and Wood Т., 1997), их число сильно ограничено. Кроме того, применение различных подходов и разработка новых методов для получения мутантов не привели к созданию коллекции ауксотрофных мутантов М. methylotrophus AS1, которые могли быть полезными для исследования путей биосинтеза аминокислот. С другой стороны, имевшиеся в литературе (Tsujimoto N. et al., 2006; Gunji Y. and Yasueda H., 2006), а также и наши собственные экспериментальные данные свидетельствовали в пользу того, что многие клонированные гены Е. coli способны достаточно эффективно экспрессироваться в М. methylotrophus, что позволяло надеяться на возможное практическое использование уже хорошо разработанных генетических модулей и систем для функционирования в этих новых реципиентах.

В последнее время в молекулярной биологии большое внимание уделяется изучению транспортных систем клетки. Мы надеялись, что использование гетерологичных генов Е. coli, кодирующих специфические транспортные белки, поможет увеличить проницаемость цитоплазматической мембраны М. methylotrophus, и, возможно, облегчит процедуру получения ауксотрофных мутантов.

В настоящее время развитие генетических инструментов для изучения метилотрофов включает в себя создание плазмидных векторов для клонирования и экспрессии генов, а также совершенствование методов транспозонного мутагенеза {Marx С., and Lidstrom М., 2004; Koch В. et al., 2001). Поскольку из-за существующих законодательных ограничений использование плазмид нежелательно при создании промышленных продуцентов биологически активных веществ, то приоритетное значение имеет дальнейшее развитие методов конструирования бесплазмидных рекомбинантных штаммов. Нам представлялось, что и система транспозиции хорошо известного фага Mu (Symonds N. et al., 1987) также могла быть успешно адаптирована для интеграции фрагментов ДНК в геном М. methylotrophus.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ.

Таким образом, целью настоящей диссертационной работы была разработка новых генно-инженерных подходов для направленной модификации бактериального генома М. methylotrophus при создании бесплазмидных рекомбинантных штаммов-продуцентов.

В соответствии с этим были поставлены следующие задачи: 1. исследовать возможность адаптации системы транспозиции бактериофага Ми для интеграции рекомбинантной ДНК в хромосому М. methylotrophus AS1, в том числе:

• сконструировать интегративные плазмиды с FLP-Fi?Г-вырезаемым селективным маркером устойчивости к канамицину, способные к мобилизационному переносу из клеток Е. coli в клетки М. methylotrophus AS 1;

• осуществить конструирование хелперных плазмид, содержащих термоиндуцибельные гены факторов транспозиции MuA, MuB и способных к репликации в клетках М. methylotrophus AS 1;

• исследовать возможность интеграции и амплификации mini-Mu транспозона в хромосоме М. methylotrophus AS 1;

• изучить влияние энхансерной последовательности (IAS) бактериофага Ми на амплификацию mini-Mu в хромосоме М. methylotrophus AS 1;

2. создать коллекцию ауксотрофных мутантов с нарушенным биосинтезом ароматических аминокислот у М methylotrophus AS1, для чего:

• сконструировать специальный штамм М. methylotrophus AS1: агоРЕсо с повышенной проницаемостью цитоплазматической мембраны к ароматическим веществам;

• клонировать гены ароматического пути биосинтеза М. methylotrophus AS 1;

• инактивать гены ароматического пути биосинтеза в хромосоме М. methylotrophus AS waroPEc0.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА И ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ.

Двух плазмидная система транспозиции бактериофага Ми успешно адаптирована для целей интеграции рекомбинантной ДНК в хромосому М. methylotrophus AS 1.

Установлено, что основным механизмом функционирования mini-Mu-транспозона в клетках метилотрофов в рамках данной системы является репликативная транспозиция, за счет которой может быть осуществлена амплификация интегрированных фрагментов ДНК в бактериальном геноме.

Показано, что наличие энхансерной последовательности фага (IAS) в составе mini-Mu транспозона существенно увеличивает эффективность транспозиции в хромосоме М. methylotrophus AS1. Данная система представляет собой удобный генетический инструмент, прикладным значением которого является конструирование бесплазмидных безмаркерных штаммов-продуцентов биологически активных веществ.

Сконструирован штамм М. methylotrophus AS1: агоРЕсо с геном транспортера агоРЕсо, интегрированным в хромосому, и обладающий повышенной проницаемостью цитоплазматической мембраны к ароматическим веществам. На основе этого штамма создана коллекция ауксотрофных мутантов с нарушенным биосинтезом ароматических аминокислот.

Разработанные генетические инструменты были успешно использованы в работах НИИ «Аджиномото-Генетика» при конструировании метанол утилизирующих штаммов-продуцентов L-фенилаланина.

выводы.

1. Система транспозиции бактериофага Ми адаптирована для интеграции рекомбинантной ДНК в геном М. methylotrophus AS1. Эта система включает две плазмиды: первая, хелперная, с репликоном широкого круга хозяев и термоиндуцибельными генами Mu-v4 и Mu-Бвторая, интегративная, с mini-Mu транспозоном, содержащим Lи R-концевые участки ДНК Ми. Для селекции интегрантов использовали ген устойчивости к канамицину (KmR), фланкированный сайтами FRT, а для последующего удаления маркера — FLP-рекомбиназу S. cerevisiae.

2. Показана высокая эффективность транспозиции с использованием данной системы на этапе первичной интеграции mini-Mu в хромосому М. methylotrophus, осуществляющейся, в основном, по механизму репликативной транспозиции через образование коинтегратов, с их последующим разрешением. Возможность последовательной интеграции нескольких различных фрагментов ДНК продемонстрирована с использованием генов а-амилазы В. amyloliquefaciens и катехол-2,3-диоксигеназы P. putida.

3.

Введение

в состав интегрируемого mini-Mu транспозона энхансерного элемента (Е) обеспечивало возможность высокоэффективной (с частотой 2×10″) амплификации mini-Mu в бактериальной хромосоме в присутствии факторов транспозиции.

4. Для клеток М. methylotrophus разработан метод получения ауксотрофных мутантов по биосинтезу ароматических соединений. Он основан на (а) использовании специально сконструированного реципиентного штамма с геном транспортера агоРЕсо- (б) получении линейных фрагментов ДНК, содержащих целевые гены, инактивированные вырезаемым маркером KmR- (в) обмене in vivo маркером между линейным фрагментом ДНК и бактериальной хромосомой в ходе общей рекомбинации и (г) использовании системы FLP-i^r-рекомбинации для удаления маркера.

5. С помощью разработанного метода создана коллекция ауксотрофных мутантов М. methylotrophus по генам trpE, tyrA, pheA, aroG с нарушенным биосинтезом ароматических аминокислот.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Abalakina Е. G., Tokmakova I. L., Gorshkova N. V., Gak Е. R.,
  2. Akhverdyan V. Z., Mashko S. V., Yomantas Y. A. V. (2008) Phage Mu-driven two-plasmid system for integration of recombinant DNA in the Methylophilus methylotrphus genome. Appl. Microbiol. Biotechnol. 81:1 912 008.
  3. K., Mizuuchi K. (1988) Target immunity of Mu transposition reflectsa differential distribution of Mu В protein. Cell. 53:257−266.
  4. K., Mizuuchi K. (1989) Interaction of proteins located at a distancealong DNA: mechanism of target immunity in the Mu DNA strand-transfer reaction. Cell. 57:41−47.
  5. J. E., Symonds N. (1983) Evidence for a conservative pathway oftransposition of bacteriophage Mu. Nature. 303:84−86.
  6. Aldaz H., Schuster E., Baker, T. A. (1996) The interwoven architecture of the
  7. Mu transposase couples DNA synapsis to catalysis. Cell. 85:257−269.
  8. S. (2006) Downstream processing needs a boost. Biomanufacturingtrends and opportunities are meeting highlights. Gen. Eng. Biotech. News. 26: January 1st.
  9. Amaratunga K., P. Goodwin M., O’Connor C. D., and Anthony C. (1997)
  10. The methanol oxidation genes mxaFJGIR{S)ACKLD in Methylobacterium extorquens. FEMS Microbiol. Lett. 146:31−38.
  11. J. J., Oxender D. L. (1978) Genetic separation of high- and lowaffinity transport systems for branched-chain amino acids in Escherichia coli K-12. J. Bacteriol. 136:168−174.
  12. Anderson D. J., Morris C. J., Nunn D. N., Anthony C., and Lidstrom M. E.1990) Nucleotide sequence of the Methylobacterium extorquens AMI moxF and moxJ genes involved in methanol oxidation. Gene. 90:173−176.
  13. C. (1982) The commercial exploitation of methylotrophs. pp. 328 348. In The Biochemistry of Methylotrophs, Academic. Press, London.
  14. C. (1993) Methanol dehydrogenase in Gram-negative bacteria. In: Davison V (ed.) Principles and applications of quinoproteins. Dekker, New York, pp. 17−45.
  15. Anthony C. and Ghosh M. (1998) The structure and function of the PQQ-containing quinoprotein dehydrogenases. Prog. Biophys. Mol. Biol. 69:1−21.
  16. Arps P. J., Fulton G. F., Minnich E. C., and Lidstrom M. E. (1993) Genetics of serine pathway enzymes in Methylobacterium extorquens AMI: phosphoenolpyruvate carboxylase and malyl coenzyme A lyase. J. Bacteriol. 175:3776−3783.
  17. Au Т. K., Agrawal P., Harshey R. M. (2006). Chromosomal integration mechanism of infecting mu virion DNA. J Bacteriol. 188:1829−34.
  18. Baba Т., Ara Т., Hasegawa M., Takai Y., Okumura Y., Baba M., Datsenko
  19. K., Tomita M., Wanner B. L., Mori H. (2006) Construction of Escherichia coli K-12 in-frame, single-gene knockout mutants: the Keio collection. Molec. Sys. Biol. 2:2006.0008.
  20. Baker T. A., Mizuuchi M., Mizuuchi К (1991) MuB protein allosterically activates strand transfer by the transposase of phage Mu. Cell 65:1003−13.
  21. T.A., Mizuuchi K. (1992) DNApromoted assembly of the active tetramer of the Mu transposase. Genes Dev. 6:2221−2232.
  22. Baker T. A., Luo L. (1994). Identifi cation of residues in the Mu transposaseessential for catalysis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91:6654−58.
  23. Beardsmore A. J. Aperghis P. N. G. and Quayle J. R. (1982) Characterization of the assimilatory and dissimilatory pathways of carbon metabolism during growth of Methylophilus methylotrophus on methanol. J. Gen. Microbiol. 128:1423−1439.
  24. Belanger L., Figueira M. M., Bourque D., Morel L., Beland M., Laramee1., Groleau D., Miguez С. B. (2004) Production of heterologous protein by Methylobacterium extorquens in high cell density fermentation. FEMS Microbiol. Lett. 231:197−204.
  25. A. Person S. (1981) Structure and properties of the region of homology between plasmids pMBl and ColEl. Mol. Gen. Genet. 182: 505 507.
  26. M., Bastien C., Yoshida R., Hanson R. (1988) Isolation of auxotrophic mutants of Methylophilus methylotrophus by modified-marker exchange. Appl. Environ. Microbiol. 54:271−273.
  27. J., Kramer M., Muller U., Raeven L., Wubbolts M. (2001) Metabolic engineering for microbial production of aromatic amino acids and derived compounds. Metabol. Engineer. 3:289−300.
  28. E. J., Leissner M., Beer B. (1997) Growth and formation of polyhydroxybutyric acid) by Methylobacterium rhodesianum at methanol concentrations of above 25 g/I. Acta. Biotechnol. 17:279−289.
  29. Bosch G. et al. (2008) Comprehensive proteomics of Methylobacterium extorquens AMI metabolism under single carbon and nonmethylotrophic conditions. Proteomics. 8:3494−3505.
  30. D., Pomerleau Y., Groleau D. (1995) High cell density productionof poly-beta-hydrobutyrate (PHB) from methanol by Methylbacterium extorquens: production of high-molecular-mass PHB. Appl. Microbiol. Biotechnol. 44:367−376.
  31. A. I., Froshauer S., Botchan M. (1976). Ends of bacteriophage Mu1. DNA. Nature. 264:580−583.
  32. Bukhari A. I. and Taylor A. L. (1975) Influence of incertions on packagingof host sequences covalently linked to bacteriophage Mu DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 72:4399−4403.
  33. Byrom D. and Carver M. (1991) ICI Pic, Great Britain. Process for the production of acylamide amidohydrolase by Methylophilus methylotrophus. US patent 5 077 212
  34. В. M., Baker T. A. (2003) Mutranspososome architecture ensures thatunfolding by ClpX or proteolysis by ClpXP remodels but does not destroy the complex. Chem. Biol. 10:463−472.
  35. В. M., Williams T. L., Baker T. A. (2001) ClpX-mediated remodeling of Mu transpososomes: selective unfolding of subunits destabilizes the entire complex. Mo I Cell. 8:449−454.
  36. M. (1975) Fusion of the Escherichia coli lac genes to the ara promoter: a general technique using bacteriophage Mu-1 insertions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 72:809−813.
  37. Casadaban M., and Cohen S. N. (1979) Lactose genes fused to exogenous promoters in one step using a Mu-/ac bacteriophage: in vivo probe for transcriptional control sequences. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 76:4530−4533.
  38. Casadaban M., and Chou J. (1984) In Oivo formation of hybrid P-galactosidase gene fusions in one step with a new transposable Mu-lac transducing phage. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 81:535−539.
  39. Castilho B. A., Olfson P., and Casadaban M. J. (1984) Plasmid insertion mutagenesis and lac gene fusion with mini-Mu bacteriophage transposons. J. Bacteriol. 158:488−495.
  40. B. A., Casadaban M. J. (1991) Specifity of mini-Mu bacteriophage insertions in a small plasmid. J. Bacteriology. 173:1339−1343.
  41. G., Harshey R. M., Sarvetnick N., Bukhari A. I. (1981). Predominant end-products of prophage Mu DNA transposition during the lytic cycle are replicon fusions. J. Mo I Biol 150:341−59.
  42. G., Kennedy D. L., Evans D. (1983) Predominant integration end products of infecting bacteriophage Mu DNA are simple insertions with no preference for integration of either Mu DNA strand. Virology. 128:48−59.
  43. G., Lavoie B. D., Watson M. A. (1996). DNA transposition: Jumping gene machine, some assembly required. Current Biology 6:817−20.
  44. G., Harshey R. M. (2002). Transposition of phage Mu DNA. In Craig N. L., Craigie R., Gellert M., Lambowitz A. M. (eds.), Mobile DNA II. American Society for Microbiology, Washington DC, pp. 384−402.
  45. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W., Prasher D. (1994) Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263:802−5.
  46. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1992) Cloning, mutagenesis, and physiological effect of a hydroxypyruvate reductase gene from Methylobacterium extorquens AMI. J. Bacteriol. 174:71−77.
  47. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1994a) Genetics of the serine cycle in Methylobacterium extorquens AMI: identification of sgaA and mtdA and sequences of sgaA, hprA, and mtdA. J. Bacteriol. 176:1957−1968.
  48. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1994b) Genetics of the serine cycle in Methylobacterium extorquens AMI: identification, sequence, and mutation of three new genes involved in CI assimilation, orf4, mtkA, and mtkB. J. Bacteriol. 176:7398−7404.
  49. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1994c) Genetics of the serine cycle in Methylobacterium extorquens AMI: cloning, sequence, mutation, and physiological effect of glyA, the gene for serine hydroxymethyltransferase. J. Bacteriol 176:6759−6763.
  50. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1997a) Molecular and mutationalanalysis of a DNA region separating two methylotrophy gene clusters in Methylobacterium extorquens AMI. Microbiology. 143:1729−1736.
  51. Chistoserdova L. V., and Lidstrom M. E. (1997b) Identification and mutation of a gene required for glycerate kinase activity from a facultative methylotroph, Methylobacterium extorquens AMI. J. Bacteriol 179:49 464 948.
  52. L. Vorholt J., Thauer R., Lidstrom M. E. (1998) CI transferenzymes and coenzymes linking methylotrophic bacteria and methanogenic Archaea. Science. 281:99−102.
  53. Chistoserdova L., Gomelsky L., Vorholt J., Gomelsky M., Tsygankov Y. and Lidstrom M. E. (2000) Analysis of two formaldehyde oxidation pathways in Methylobacillus flagellatus KT, a ribulose monophosphate cycle methylotroph. Microbiology. 146:233−238.
  54. L., Chen S. W., Lapidus A., Lidstrom M. E. (2003) Methylotrophy in Methylobacterium extorquens AMI from a genomic point of view. J. Bacteriol 185:2980−2987.
  55. Chistoserdova L., Vorholt J. A., Thauer R. K., and Lidstrom M. E. (2004) The enigmatic planctomycetes may hold a key to the origins of methanogenesis and methylotrophy. Mol. Biol Evol. 21:1234−1241.
  56. Chistorerdov A Y, Tsygankov Y D (1986) Broad host range vectors derivedfrom an RSF1010: Tnl plasmid. Plasmid. 16: 161−167.
  57. Chistoserdov A. Y., Chistoserdova L. V., Mclntire W. S., and Lidstrom M.
  58. E. (1994) Genetic organization of the таи cluster in Methylobacteriumextorquens AMI: complete nucleotide sequence and generation and characteristics of таи mutants. J. Bacteriol. 176:4052−4065.
  59. Choi J. H. et al. (1989) Optimization of growth medium in polyhydroxybutyric acid fermentation from methanol. Kor. J. Appl. Microbiol. Biotechnol. 17:392−396.
  60. Choi Y. J. Miguez C. and Lee B. (2004) Characterization and heterologous gene expression of a novel esterase from Lactobacillus casei CL96. Appl. Environ. Microbiol. 70:3213−3221.
  61. Y. J., Bourque D., Morel L., Groleau D., Miguez С. B. (2006a) Multicopy integration and expression of heterologous genes in Methylobacterium extorquens ATCC 55 366. Appl. and Environ. Microbiol. 72:753−759.
  62. Choi Y. J., Morel L., Bourque D., Mullick A., Massie В., 2 and Miguez C.
  63. B. (2006b) Bestowing Inducibility on the Cloned Methanol Dehydrogenase Promoter (P^f) of Methylobacterium extorquens by Applying Regulatory Elements ofPseudomonasputida YX.Appl. Env. Microbiol. 72:7723−7729.
  64. К. H., Gaynor J. В., White K. G., Lopez C., Bosio С. M., Karkhoff
  65. Schweizer R. R., and Schweizer H. P. (2005) A Tn7-based broad-range bacterial cloning and expression system. Nat. Methods. 2:443−448.
  66. R. Т., Omichinsk J. G., Savilahti H., Mizuuchi K., Gronenborn A. M., Clore G. M. (1994). A novel class of winged helix-turnhelix protein: the DNA-binding domain of Mu transposase. Structure. 2:1041−1048.
  67. R. Т., Schumacher S., Mizuuchi K., Gronenborn A. M., Clore G. M.1997). Solution structure of the I gamma subdomain of the Mu end DNA-binding domain of phage Mu transposase. J. Mol. Biol. 273:19−25.
  68. Cohen S. and Chang A. (1977) Revised interpretation of the origin of the pSClOl plasmid. J. Bacteriology. 132:734−737.
  69. C. J., Chaconas G. (2001). Effect of mutations in the Mu-host junctionregion on transpososome assembly. J. Mol. Biol. 310:299−309.
  70. Cosgriff A. J., Brasier G., Pi J., Dogovski C., Sarsero J. P., Pittard A.J. (2000) A study of AroP-PheP chimeric proteins and identification of a residue involved in tryptophan transport. J. Bacteriol. 182:2207−2217.
  71. A. J., Pittard A. J. (1997) A topological model for the general aromatic amino acid permease, AroP, of Escherichia coli. J. Bacteriol. 179:3317−3323.
  72. D. L., Sawitzke J. A., Thomason L. C. (2002) Genetic engineering using homologous recombination. Annu. Rev. Genet. 36:361−388.
  73. Cox J. М., Day D. J., Anthony C. (1992) The interaction of methanol degydrogenase and its electron acceptor, cytochrome cL in methylotrophic bacteria. Biochim. Biophys. Acta. 1119:97−106.
  74. N. (1989) Transposon Tn7, p. 211−225. In D. E. Berg and M. M. Howeed.), Mobile DNA. American Society for Microbiology, Washington, DC.
  75. R., Mizuuchi K. (1985) Mechanism of transposition of bacteriophage Mu: structure of a transposition intermediate. Cell. 41:867−876.
  76. Craigie R., Arndt-Jovin D. J., Mizuuchi K. (1985). A defined system for the
  77. DNA strand-transfer reaction at the initiation of bacteriophage Mu transposition: protein and DNA substrate requirements. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 82:7570−7574.
  78. R., Mizuuchi K. (1986). Role of DNA topology in Mu transposition: mechanism of sensing the relative orientation of two DNA segments. Cell. 45:793−800.
  79. R., Mizuuchi K. (1987) Transposition of Mu DNA: joining of Mu to target DNA can be uncoupled from cleavage at the ends of Mu. Cell. 51:493 501.
  80. G. J., Kosaly G., Lidstrom M. E. (2008) Formate as the main branch point for methylotrophic metabolism in Methylobacterium extorquens AMI./. Bacteriol. 190:5057−5062.
  81. Cue D., Lam H., Dillingham R. L., Hanson R. S., Flickinger M. C. (1997) Genetic manipulation of Bacillus methanolicus, a gram-positive, thermotolerant methylotroph. Appl. Environ. Microbiol. 63:1406−1420.
  82. K. A., Wanner B. L. (2000) One-step inactivation of chromosomalgenes in Escherichia coli K-12 using PCR products. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 97:6640−6645.
  83. Ditta G., Schmidhauser Т., Yakobson E., Lu P., Liang X. W., Finlay D. R.,
  84. D., Helinski D. R. (1985) Plasmid related to the broad host range vector, pRK290, useful for gene cloning and for monitoring gene expression. Plasmid. 13: 149−153.
  85. R. W. (1996) p-Cumate catabolic pathway in Pseudomonas putida Fl:cloning and characterization of DNA carrying the cmt operon. J. Bacteriol. 178:1351−1362
  86. R. W. (1997) /ьСутепе catabolic pathway in Pseudomonas putida Fl: cloning and characterization of DNA encoding conversion of /?-cymene to p-cumate. J. Bacteriol. 179:3171−3180.
  87. Erb T. J., Berg I., Brecht V., Miiller M., Fuchs G. and Alber B. (2007) Synthesis of C5-dicarboxylic acids from C2-units involving crotonyl-CoAcarboxylase/reductase: the ethylmalonyl-CoA pathway. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 104: 10 631−10 636.
  88. Faust U. et al. (1977) Continuous biomass production from methanol by Methylomanas clara. J. Ferment. Technol. 55:609−614.
  89. Figueira M. M. et al. (2003) National Research Council, Canada. Methylotrophic bacterium for the production of recombinant proteins and other products, US patent 20 030 104 527.
  90. K. A., Lindstrom M. E. (2003) Overexpression of a heterologous protein, haloalkane dehalogenase, in a poly-p-hydroxybutyrate-deficient strain of the facultative methylotroph Methylobacterium extorquens AMI. Biotechnol. Bioeng. 81:263−268.
  91. J., Pansegrau W., Ziegelin G. Kroger M., Lanka A. (1989) Conjugative transfer of promiscuous IncP plasmids: Interaction of plasmid-encoded products with the transfer origin. Biochemistry. 85:1771−1775.
  92. Gay P., Le Coq D., Steinmetz M., Ferrari E., Hoch J. A. (1983) Cloning structural gene sacB, which codes for exoenzyme levansucurase of Bacillus subtilis: expression of the gene in Escherichia coli. J. Bacteriol. 153:14 241 431.
  93. Giovannoni S. J., Hayakawa D. H., Tripp H. J., Stingl U., Givan S. A., etal. (2008) The small genome of an abundant coastal ocean methylotroph. Environ. Microbiol. 10:1771 -1782.
  94. C. G. (1997) Transformation of methylotrophic bacteria by electroporation. Can. J. Microbiol. 43:197−201.
  95. Goldhaber-Gordon I., Early M. H., Baker T. A. (2003) The terminal nucleotide of the Mu genome controls catalysis of DNA strand transfer. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100:7509−7514.
  96. Groisman E. A., Castilho B. A., and Casadaban M. C. (1984) In vivo DNAcloning and adjacent gene fusing with a mini-Mu-lac bacteriophage containing a plasmid replicon. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 81:1480−1483.
  97. E. A., Casadaban M. J. (1986) Mini-Mu bacteriophage with plasmid replicons for in vivo cloning and lac gene fusing. J. Bacteriol. 168:357−364.
  98. E. A., Casadaban M. J. (1987) Cloning of genes from members ofthe family Enterobacteriaceae with mini-Mu bacteriophage containing plasmid replicons. J. Bacteriol. 169:687−693.
  99. Gueguen E., Rousseau P., Duval-Valentin G., Chandler M. (2005) The transpososome: control of transposition at the level of catalysis. TRENDS Microbiol. 13:543−549.
  100. Guerry P., van Embden J., Falkow S. (1974) Molecular nature of two nonconjugative plasmids carrying drug resistance genes. J. Bacteriol. 117:619−630.
  101. A. Y., Biryukova I. V., Zimenkov D. V., Skorokhodova A. Y., Kivero A. D., Belareva A. V., Mashko S. V. (2006) Method for producing an L-amino acid using a bacterium having enhanced expression of the pckA gene. United States Patent 20 060 035 348
  102. Gunji Y., Tsujimoto N., Shimaoka M., Ogawa-Miyata Y., Sugimoto S., Yasueda H (2004) Characterization of the L-lysine biosynthetic pathway in an obligate methylotroph, Methylophilus methylotrophus. Biosci. Biotechnol. Biochem. 68:1449−1460.
  103. Y., Yasueda H. (2006) Enhancement of L-lysine production in methylotroph Methylophilus methylotrophus by introducing a mutant LysE exporter. J. Biotechnol. 127:1−13.
  104. Guo X. and Lidstrom M. E. (2008) Metabolite profiling analysis of Methylobacterium extorquens AMI by comprehensive two-dimensional gas chromatography coupled with time-of-flight mass spectrometry. Biotechnol. Bioeng. 99:929−940.
  105. S., Taira S., Heikkinen E., Savilahti H. (1999) An efficient and accurate integration of mini-Mu transposons in vitro: a general methodology for functional genetic analysis and molecular biology applications. Nucl. Acids. Res. 27:2777−2784.
  106. C. L., Allen L. N., Zhao S., Hanson R. S. (1983) Methylotrophic bacteria: biochemical diversity and genetics. Science. 221:1147−1153.
  107. A., Wanner B. L. (2001) Conditional-replication, integration, excision, and retrieval plasmid-host systems for gene structure-function studies of bacteria. J. Bacteriol. 183:6384−6393.
  108. R. M., Bukhari A. I. (1983) Infecting bacteriophage Mu DNA forms a circular DNA protein complex. J. Mol. Biol. 167:427−41.
  109. R. M. (1984). Transposition without duplication of infecting bacteriophage Mu DNA. Nature (London). 311:580−81.
  110. R. M. (1987) Integration of Infecting Mu DNA// Phage Mu/ Eds Symonds M., Toussaint A., Van de Putte P., Howe M. M. N.Y.: Cold Spring Harbor Lab., pp 111−135.
  111. C. D. Glasner J. D., Blattner F. R. (2003) Gene replacement without selection: regulated suppression of amber mutations in Escheria coli. Gene. 311:151−163.
  112. Ho S. N., Hunt H. D., Horton R. M., PuIIen J. K., Pease L. R. (1989) Site-directed mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction. Gene. 15:51−59.
  113. B. W., Kearny P. P., Lyon B. R. (1987) The molecular genetics of Ci utilizing microorganisms. Antonie van Leeuwenhoek. 53:47−53.
  114. Hothi P., Basran J., Sutcliffe M. J., and Scrutton N. S. (2003) Effects of multiple ligand binding on kinetic isotope effects in PQQ-dependent methanoldehydrogenase. Biochemistry. 42:3966−3978.
  115. M. M. (1973) Prophage deletion mapping of bacteriophage Mu-1. Virology. 54:93−101.
  116. M. M., Bade E. G. (1975). Molecular biology of bacteriophage Mu. Science. 190:624−32.
  117. S., Nakazawa A., Nakazawa T. (1981) Molecular cloning of TOL genes xylB and xylE in Escherichia coli. J. Bacteriol. 145: 1137−1143.
  118. M., Katsumata R. (1994) Transport of aromatic amino acids and its influence on overproduction of the amino acids in Cotynebacterium glutamicum. J. Ferment. Bioeng. 78:420−425.
  119. M. (2006) Towards bacterial strains overproducing L-tryptophan and other aromatics by metabolic engineering. Appl. Microbiol. Biotechnol. 69:615−626.
  120. K., Asahara Т., Gunji Y., Yasueda H., Asano K. (2008a) Disruption of metF increased L-lysine production by Methylophilus methylotrophus from methanol. Biosci. Biotechnol. Biochem. 72:1317−1324.
  121. K., Gunji Y., Yasueda H., Asano K. (2008b) Improvement of L-Lysine production by Methylophilus methylotrophus from methanol via the Entner-Doudoroff pathway, originating in Escherichia coli. Biosci. Biotechnol. Biochem. 72:2535−2542.
  122. Ishikawa K., Toda-Murakoshi Y., Ohnishi F., Kondo K., Osumi Т., Asano K. (2008c) Medium composition suitable for L-lysine production by Methylophilus methylotrophus in fed-batch cultivation. J. Biosci. Bioeng. 106:574−579.
  123. Izumi Y., Yoshida Т., Miyazaki S., Mitsunaga Т., Ohshiro Т., Shimao M., Miyata A. and Tanabe T. (1993) L-Serine production by a methylotroph and its related enzymes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 39:427−432.
  124. Kalyuzhnaya M. G. and Lidstrom M. E. (2005) QscR-mediated transcriptional activation of serine cycle genes in Methylobacterium extorquens AMI. J. Bacteriol. 187:7511−7517.
  125. J. I., Hara Y., Golubeva L. I., Andreeva I. G., Kuvaeva T. M., Mashko S. V. (2009) Use of the A, Red-recombineering method for genetic engineering of Pantoea ananatis. BMCMol. Biol. 10:34.
  126. Keasling J. D., Palsson В. O., and Cooper S. (1992) Replication of the R6K plasmid during the Escherichia coli cell cycle. J. Bacteriol. 174:1060−1062.
  127. P. Portais J. C., Vorholt J. A. (2008) Quantitative metabolome analysis using liquid chromatography high resolution mass spectrometry. Anal. Biochem. 382:94−100.
  128. J. J. 2nd, Bielaga B. A. (1991) Instantaneous gene transfer from donor to recipient microorganism via electroporation. Biotechniques. 10:354 365.
  129. Kim K., Namgoong S. Y., Jayaram M., Harshey R. M. (1995) Step-arrest mutants of phage Mu transposase. Implications in DNA-protein assembly, Mu end cleavage, and strand transfer. J. Biol. Chem. 270:1472−1479.
  130. Kim S. W., Kim P., Lee H. S. and Kim J. H.(1996) High production of PHB from Methylobacterium organophilum under potassium limitation. Biotechnol. Lett. 18:25−30.
  131. Kim C. S., Wood Т. K. (1997) Creating auxotrophic mutants in Methylophilus methylotrophus AS1 by combining electroporation and chemical mutagenesis. Appl. Microbiol. Biotechnol. 48:105−108.
  132. Kim P. et al. (2003) Improvement in cell yield of Methylobacterium sp. by reducing the inhibition of medium components for poly-bhydroxybutyrate production. World J. Microbiol. Biotechnol. 19:357−361.
  133. Knauf V. C. and Nester E. W. (1982) Wide host range cloning vectors: cosmide clone bank of Agrobacterium Ti plasmids. Plasmid. 8:45−54.
  134. В., Jensen L. E., Nybroe O. (2001) A panel of Tn7-based vectors for insertion of the gfp marker gene or for delivery of cloned DNA into Gram-negative bacteria at a neutral chromosomal site. J. Microbiol. Methods. 45:187−195.
  135. H., Ogawa M., Kawamura K., Sano K. (1996) Process for producing L-lysine by fermentation. International Patent Cooperation Treaty Patent WO 9 516 042.
  136. N., Chistoserdova L., Lidstrom M. E. (2002) Poly-beta-hydroxybutyrate biosynthesis in the facultative methylotroph Methylobacterium extorquens AMI: identification and mutation of gapll, gap20, and phaR. J. Bacteriol. 184:6174−6181.
  137. R. (1994) Systems and mechanisms of amino acid uptake and excretion in prokaryotes. Arch. Microbiol. 162:1−13.
  138. R., Nakai H. (1994) Participation of the bacteriophage Mu A protein and host factors in the initiation of Mu DNA synthesis in vitro. J Biol Chem 269:16 469−16 477.
  139. R., Welty D. J., Nakai H. (1996) ClpX protein of Escherichia coli activates bacteriophage Mu transposase in the strand transfer complex for initiation of Mu DNA synthesis. EMBO J. 15:935−944.
  140. Kuo C-F., Zou A., Jayaram M., Getzoff E., Harshey R. (1991) DNA-protein complexes during attachment-site synapsis in Mu DNA transposition. EMBOJ. 10:1585−1591.
  141. Lamberg A., Nieminen S., Qiao M., and Savilahti H. (2001) Efficient Insertion Mutagenesis Strategy for Bacterial Genomes Involving Electroporation of In Vitro-Assembled DNA Transposition Complexes of Bacteriophage Mu. Appl. Env. Microbiol. 68:705−712.
  142. Lambertsen L., Sternberg C., and Molin S. (2004) Mini-Tn7 transposons for site-specific tagging of bacteria with fluorescent proteins. Environ. Microbiol. 6:726−732.
  143. P. J., Peel D., Quayle J. R. (1961) Microbial growth on CI compounds. II. Synthesis of cell constituents by methanol- and formate-grown Pseudomonas AMI, and methanol-grown Hyphomicrobium vulgare. Biochem. J. 81:470−480.
  144. Laukel M., Rossignol M., Borderies G., Volker U., and Vorholt J. A. (2004) Comparison of the proteome of Methylobacterium extorquens AMI grown under methylotrophic and nonmethylotrophic conditions. Proteomics. 4:1247−1264.
  145. Lavoie B. D. and Chaconas G. (1990) Immunoelectroni microscopic analysis of the A, B, and HU protein content of bacteriophage Mu transpososomes. J. Biol. Chem. 265:1623−1627.
  146. B. D., Chan B. S., Allison R. G., Chaconas G. (1991). Structural aspects of a higher order nucleoprotein complex: induction of an altered DNA structure at the Mu-host junction of the Mu type 1 transpososome. EMBO J. 10:3051−3059.
  147. M., Maloy S. (1995) Мш/Sacl, a transposon with strong selectable and counterselectable markers: use for rapid mapping of chromosomal mutations in Salmonella typhimurium. J. Bacteriol. 177:1383−1387.
  148. D. J. (1999) Methylotrophs, industrial applications. In Encyclopedia of Bioprocess Technology: Fermentation, Biocatalysis, and Bioseparation (Flickinger, M.C. and Drew, S.W., eds), pp.1742−1753, John Wiley & Sons.
  149. Lee I., Harshey R. M. (2001) Importance of the conserved CA dinucleotide at Mu termini. J. Mol Biol. 314:433−44.
  150. Lee I., Harshey R. M. (2003) The conserved CA/TG motif at Mu termini: T specifi es stable transpososome assembly. J. Mol. Biol. 330:261−275.
  151. P. C., Teplow D. В., Harshey R. M. (1989). Interaction of distinct domains in Mu transposase with Mu DNA ends and an internal transpositional enhancer. Nature. 338:656−8.
  152. P. C., Harshey R. M. (1991) Two mutations of phage Mu transposase that affect strand transfer or interactions with В protein lie in distinct polypeptide domains. J. Mol. Biol. 219:189−99.
  153. I., Yamauchi M., Baker T. A. (1997) ClpX and MuB interact with overlapping regions of Mu transposase: implications for control of the transposition pathway. Genes. Dev. 11:1561−72.
  154. Lidstrom M. E., Chistoserdova L., Stoliar S., and Springer A. L. (1998) Genetics and regulation of CI metabolism in methylotrophs, pp. 121−134. In E. Vijgenboom and G. Canters (ed.), NATO Symposium on Electron Transfer Chains.
  155. M. E. (2006) Aerobic methylotrophic prokaryotes. In Prokariotes — V.2 Ecophysiology and biochemistry. 618−634.
  156. Lidstrom M. E. and Chistoserdova L. (2002) Plants in the pink: cytokinin production by methylobacterium. J. Bacteriol. 184:1818
  157. MacLennan D. G. et al. (1973) The ICI methanol-bacterium process for the production of single-cell protein. Proc. Roy. Aust. Chem. Inst. 40:54−61.
  158. P., Zalkin H. (1979) Membrane-bound and soluble extracellular a-amylase from Bacillus subtilis. J. Biol. Chem. 254:8540−8547.
  159. S., Namgoong S. Y., Yoon К. H., Jiang H., Harshey R. M. (2000) Domain III function of Mu transposase analysed by directed placement of subunits within the transpososome. J. Biosci. 25:347−360.
  160. C. J., Lindstrom M. E. (2004) Development of an insertional expression vector system for Methylobacterium extorquens AMI and generation of null mutants lacking mtdA and/or fch. Microbiology. 150:9−19.
  161. C. J., Lindstrom M. E. (2001) Development of improved versatile broad host-range vectors for use in methylotrophs and other Gram-negative bacteria. Microbiology. 147:2065−2075.
  162. C. J., Lidstrom M. E. (2002) Broad-host-range Cre-lox system for antibiotic marker recycling in gram-negative bacteria. Biotechniques. 33:1062−1067.
  163. C. J. (2008) Development of a brod-host-range sacB-based vector for unmarked allelic exchange. BMC Research Notes 1:1.
  164. A., Craigie R., Mizuuchi K. (1987) В protein of bacteriophage Muis an ATPase that preferentially stimulates intermolecular DNA strand transfer.
  165. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84:699−703.
  166. Mhammedi-Alaoui A., Pato M., Gama M. J., Toussaint A. (1994) A new component of bacteriophage Mu replicative transposition machinery: the Escherichia coli ClpX protein. Mol. Microbiol. 11:1109−1116.
  167. J. H. (1972) Experiments in Molecular Genetics. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NY.
  168. Minagawa S. et al. (1997) Mitsubishi Gas Chemical Co., Japan. Process for production of bacterial cells containing poly-3-hydroxy butyric acid, US patent 5 667 996.
  169. K. (1983) In vitro transposition of bacteriophage Mu: a biochemical approach to a novel replication reaction. Cell. 35:785−794.
  170. K. (1992) Transpositional recombination: Mechanistic insights from studies of Mu and other elements. Annu. Rev. Biochem. 61:1011−1051.
  171. K., Adzuma K. (1991) Inversion of the phosphate chirality at the target site of Mu DNA strand transfer: evidence for a one-step transesterifi cation mechanism. Cell. 66:129−140.
  172. M., Mizuuchi К. (1989) Efficient Mu transposition requires interaction of transposase with a DNA sequence at the Mu operator: implications for regulation. Cell. 58:399−408.
  173. M., Mizuuchi K. (1993) Target site selection in transposition of phage Mu. Cold. Spring. Harb. Symp. Quant. Biol. 58:515−23.
  174. M., Baker T. A., Mizuuchi K. (1991) DNase protection analysis of the stable synaptic complexes involved in Mu transposition. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88:9031−9035.
  175. M., Baker T. A., Mizuuchi K. (1992) Assembly of the active form of the transposase- Mu DNA complex: a critical control point in Mu transposition. Cell. 70:303−311.
  176. H. (1979) SCP from methanol the norprotein process. Process Biochem. 14: 2−7.
  177. A.T., Nayudu M., Holloway B. W. (1983) Genetic mapping in Methylophilus methylotrophus AS 1. J. Gen. Microbiol. 129:785−799.
  178. H., Yano H., Terasaki Y., Anazawa H. (2001) Overproduction of L-lysine from methanol by Methylobacillus glycogens derivatives carrying a plasmid with a mutated dapA gene. Appl. Environ. Microbiol. 67:30 643 070.
  179. D. Z., Chaconas G. (1997). A new set of Mu DNAtransposition intermediates: alternate pathways of target capture preceding strand transfer. EMBOJ. 16:5227−5234.
  180. H., Doseeva V., Jones J. M. (2001) Handoff from recombinase to replisome: insights from transposition. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98:82 478 254
  181. S. Y., Harshey R. M. (1998) The same two monomers within a MuA tetramer provide the DDE domains for the strand cleavage and strand transfer steps of transposition. EMBOJ. 17:3775−3785.
  182. Nunn D. N. and Lidstrom M. E. (1986a) Isolation and complementation analysis of 10 methanol oxidation mutant classes and identification of the methanol dehydrogenase structural gene of Methylobacterium sp. strain AMI. J. Bacteriol. 166:581−590.
  183. Nunn D. N., and Lidstrom M. E. (1986b) Phenotypic characterization of 10 methanol oxidation mutant classes in Methylobacterium sp. strain AMI. J. Bacteriol. 166:591−597.
  184. Nunn D. N. Bergman S. and Lory S. (1990) Products of three accessory genes, pilB, pilC, pilD, are required for biogenis of Pseudomonas aureginosa pili. J. Bacteriol. 172: 2911−2919.
  185. G. A. (2005) Beyond oil and gas: the methanol economy. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 44:2636−2639.
  186. Omer Z. S. TomboliniR., BrobergA. and GerhardsonB. (2004) Indole-3-acetic acid production by pinkpigmented facultative methylotrophic bacteria. Plant. Growth. Regul. 43:93−96.
  187. A., Suquet C., Konkel M., Hurst J. (2005) Green Fluorescent Protein-Expressing Escherichia coli as a Selective Probe for HOC1 Generation within Neutrophils Biochemistry. 44:6910−6919.
  188. W., Balzer D., Kruft V., Lurz R., Lanka E. (1990) In vitro assembly of relaxosomes at the transfer origin of plasmid RP4. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 87:6555−6559.
  189. S., Vinci V. A., Strobel R. J. (2000) Improvement of microbial strains and fermentation processes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 54:287−301.
  190. M. L., Banerjee M. (1996) The Mu strong gyrase-binding site promotes efficient synapsis of the prophage termini. Mol. Microbiol. 22:283−292.
  191. M. L., Howe M. M., Higgins N. P. (1990) A DNA gyrase-binding site at the center of the bacteriophage Mu genome is required for efficient replicative transposition. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 87:8716−20.
  192. G. (2001). Green fluorescent protein a bright idea for the study of bacterial protein localization. FEMSMicrobiol. Lett. 204:9−18.
  193. F., Wambutt R. (1992) Construction of a new Escherichia coli-Saccharomyces cerevisiae shuttle plasmid cloning vector allowing positive selection for cloned fragments. Folia. Microbiol. 37:193−198.
  194. L. A., Baker T. A. (2001). Differential role of the Mu В protein in phage Mu integration vs. replication: mechanistic insights into two transposition pathways. Mol. Microbiol. 40:141−155.
  195. P., Mizuuchi K. (1995). Structure of the bacteriophage Mu transposase core: A common structural motif for DNA transposition. Cell. 82:209−220.
  196. G. (2007) Marketing research methanol. In Chemical Economics Handbook SRI Consulting
  197. J., Russell D. W. (2001) Molecular Cloning: Laboratory Mannual, 3rd edn. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York
  198. J. A., Thomason L. C., Costantino N., Bubunenko M., Datta S., Court D. L. (2007) Recombineering: in vivo genetic engineering in E. coli, S. enterica, and beyond. Methods Enzymol. 421:171−199.
  199. Schendel F. J., Bremmon С. E., Flickinger M. C., Guettler M. and Hanson R. S. (1990) L-Lysine production at 50 degrees С by mutants of a newly isolated and characterized methylotrophic Bacillus sp. Appl. Environ. Microbiol. 56:963−970.
  200. Schendel F. J. et al. (1997) University of Minnesota, USA. Production of glutamate using wild type Bacillus methanolicus, US patent 6 083 728.
  201. J., Schilling M., Holtmann D., Sell D., Filho M. V., Marx A., Vorholt J. A. (2009) Methanol-based industrial biotechnology: current status and future perspectives of methylotrophic bacteria. Trends Biotechnol. 27:107−115.
  202. H. P. (1993) Two plasmids, XI918 and Z1918, for easy recovery of the xylE and lacZ reporter genes. Gene. 134: 89−91.
  203. J. F., Bruckner R. С., Cox M. M. (1985) The FLP recombinase of the yeast 2-p.m plasmid: characterization of its recombination site. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 82: 7270−7274.
  204. P. J., Windass J. (1980) The ICI single cell protein process. Biotech. Lett. 2:205−210.
  205. L. K. Hunt H. R., Wegner G. H. (1987) High-productivity fermentation process for cultivating industrial microorganisms. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2:79−85.
  206. J. A. (1979). Molecular model for the transposition and replication of bacteriophage Mu and other transposable elements. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 76:1933−1937.
  207. R., Priefer U., Puhler A. (1983) A broad host range mobilization system for in vivo genetic engineering: transposon mutagenesis in gram negative bacteria. Bio/Technology. 1:784−791.
  208. P. Yamane Т., Shimizu S. (1988) L-Serine production from methanol and glycine with an immobilized methylotroph. J. Fermen. Technol. 66:291−297.
  209. Smirnova N. A., Sorokin A. V., Iomantas Y. V., Abalakuna E. G., Kozlov
  210. Y. I. (1988) Mutations in the alpha-amylase gene of Bacillus amyloliquefaciens, leading to a decrease in the temperature of protein inactivation. Mol. Biol. (Mosk) 22:1257−1264.
  211. T. D., Baker T. A. (2003) DNA gyrase requirements distinguish the alternate pathways of Mu transposition. Mol. Microbiol. 47:397−409.
  212. D. I. (1991) Celgene Corp., USA. Novel heteropolysaccharide, US patent 5 071 976.
  213. M. G., Buch S. J., Chaconas G. (1987). Transpososomes: stable protein-DNA complexes involved in the in vitro transposition of bacteriophage Mu DNA. Cell. 49:253−262.
  214. M. G., Lavoie B. D., Chaconas G. (1989) Action at a distance in Mu DNA transposition: an enhancer-like element is the site of action ofsupercoiling relief activity by integration host factor (IHF). EMBO J. 8:34 833 489.
  215. M. G., Chaconas G. (1991). Stimulation of the Mu DNA strand cleavage and intramolecular strand transfer reactions by the Mu В protein is independent of stable binding of the Mu В protein to DNA. J. Biol. Chem. 266:17 306−17 313.
  216. M.G., Chaconas G. (1992) The Mu transpositional enhancer can function in trans: requirement of the enhancer for synapsis but not strand cleavage. Cell. 68:1101−1108.
  217. Suzuki T. et al. (1986a) Mass production of poly-b-hydroxybutyric acid by fed-batch culture with controlled carbon/nitrogen feeding. Appl. Microbiol. Biotechnol. 24:370−374.
  218. Suzuki T. et al. (1986b) Mass production of poly-P-hydroxybutyric acid by fully automatic fed-batch culture of methylotroph. Appl. Microbiol. Biotechnol. 23:322−329.
  219. Swinger К. K. and Rice P. A. (2004) IHF and HU: flexible architects of bent DNA. Curr. Opin. Struct. Biol. 14:28−35.
  220. N., Toussaint A., Putte P., Howe M. (1987) Phage Mu.—New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press.
  221. Y. (1991) Production of useful chemicals by methylotrophs, pp. 253 267. In I. Goldberg, and J. S. Rokem (ed.), Biology of Methylotroph, Butterworth-Heinemann, Cambridge, Mass.
  222. P. K., Goodwin P. M. (1985) Mapping of some genes involved in C-l metabolism in the facultative methylotroph Methylobacterium sp. Strain AMI (Pseudomonas AMI). Arch. Microbiol. 143:169−177.
  223. Taylor L (1963). Bacteriophage-induced mutation in E. coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 50:1043−51.
  224. I. L., Abalakina E. G., Gorshkova N. V., Jomantas Y. V. (2007) Method for inducing L-amino acid auxotrophy to a bacterium belonging to the genus Methylophilus. Patent application RU2007111371 IPC C12N15/63.
  225. Tsujimoto N., Gunji Y., Ogawa-Miyata Y., Shimaoka M., Yasueda H.2006) L-lysine biosynthetic pathway of Methylophilus methylotrophus and construction of an L-lysine producer. J. Biotechnol. 124:327−337.
  226. Y. D., Kazakova S. M. (1987) Development of gene transfer systems in Methylobaccillus flagellatus KT: isolation of auxotrophic mutants. Arch. Microbiol. 149:112−119.
  227. Van Gijsegem F., Toussaint A., Casadaban M. (1987) Mu as genetic tool. Phage Mu. Edited by Symonds N. chapter 14:215−250.
  228. Van Ophem P. W. et al. (1993) Nicotinoprotein NAD (P)-containing. alcohol/aldehyde oxidoreductases. Purification and characterization of a novel type from Amy со latopsis methanolica. Eur. J. Biochem. 212:819−826.
  229. R. В., Powell K. A. (1984) Single-cell protein. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2:285−310.
  230. J. A. (2002) Cofactor-dependent pathways of formaldehyde oxidation in methylotrophic bacteria. Arch. Microbiol. 178:239−249.
  231. Wang В., Liu L., Groisman E.A., Casadaban M.J., Berg C.M. (1987) High frequency generalized transduction by miniMu plasmid phage. Genetics. 116:201−206.
  232. Z., Harshey R. M. (1994). Crucial role for DNA supercoiling in Mu transposition: a kinetic study. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91:699−703.
  233. Ward N., Larsen Q., Sakwa J., Bruseth L., Khouri H., et al. 2004. Genomic insights into methanotrophy: the complete genome sequence of Methylococcus capsulatus (Bath). PloS. Biol. 2:1616−1628.
  234. M. A., Chaconas G. (1996) Three-site synapsis during Mu DNA transposition: a critical intermediate preceding engagement of the active site. Cell. 85:435−445.
  235. T. L., Jackson E. L., Carritte A., Baker T. A. (1999) Organization and dynamics of the Mu transpososome: recombination by communication between two active sites. Genes Dev. 13:2725−2737.
  236. J. D., Worsey M. J., Pioli E. M., Pioli D., Barth P. Т., Atherton К. Т., Dart E.C., Byrom D., Powell K., Senior P. J. (1980) Improved conversion of methanol to single-cell protein by Methylophilus methylotrophus. Nature. 287:396−401.
  237. Wu Z., Chaconas G. (1995) A novel DNA binding and nuclease activity in domain III of Mu transposase: evidence for a catalytic region involved in donor cleavage. EMBO J. 14:3835−43.
  238. K. N. (2002) Watergem Ltd, Great Britain. Catalytic production of methanol from biogas, GB patent 2 375 353.
  239. Xiu Z. L. and Zeng A. P. (2008) Present state and perspective of downstream processing of biologically produced 1,3-propanediol and 2,3-butanediol. Appl. Microbiol. Biotechnol. 78:917−926.
  240. K., Mizuuchi K. (2003). Progressive structural transitions within Mu transpositional complexes. Mol. Cell. 11:215−24.
  241. Yang J. Y., Kim K.^ Jayaram M., Harshey R. M. (1995) A domain sharing model for active site assembly within the Mu A tetramer during transposition: the enhancer may specify domain contributions. EMBO J. 14:2374−84.
  242. Yin X., Leung D.' (2005) Characteristics of the synthesis of methanol using biomass-derived syngas. Energy Fuels. 19:305−310.
  243. Yin Z., Suzuki A., Lou Z., Jayaram M., Harshey R. M. (2007) Interactions of phage Mu enhancer and termini that specify the assembly of a topologically unique interwrapped transpososome. J. Mol. Biol. 372:382−396.
  244. Y. V., Abalakina E. G. (2002) Method for producing L-phenylalanine. U.S. patent 6 350 596.
  245. G. В., Jack D. L., Smith D. W., Saier M. H. (1999) The amino acid/auxin:proton symport permease family. Biochim. Biophys. Acta. 1415:306−322.
  246. J. F., Beniac D. R., Chaconas G., Ottensmeyer F. P. (2005) 3D reconstruction of the Mu transposase and the Type 1 transpososome: a structural framework for Mu DNA transposition. Genes Dev. 19:840−852.
  247. Zabeau M. and Stanley K. (1982) Enhanced expression of cro-/?-galactosidase fusion proteins under the control of the PR promoter of bacteriophage X. EMBO J. 1:1217−1224.
  248. Zhang M. and. Lidstrom M. E. (2003) Promoters and transcripts for genes involved in methanol oxidation in Methylobacterium extorquens AMI. Microbiology 149:1033−1040.
  249. Zhao S., Fan С., Ни X., Chen J. and Feng H. (1993) The microbial production of polyhydroxybutyrate from methanol. Appl. Biochem. Biotechnol. 39−40:191−199.
  250. Ziegelin G., Fiirste J., and Lanka E. TraJ protein of plasmid RP4 binds to a 19-base pair invert sequence repetition within the transfer origin. J. Biol. Chemistry. 264:11 989−11 994.
  251. Н. А., Миронов А. С., Машко С. В. (1SJ94) Снижение уровня DeoR-зависимой репрессии ^/ео-оперона в результате интеграции чужеродных фрагментов ДНК в межоператорный район deo01-deo02 хромосомы Escherichia coli. Генетика 30:1175−1183. i
  252. Е. А., Ахвердян В. З., Лобанов А. О., Каплан А. М., Козлов Ю. И. (2007) Создание mini-Mu системы, лишенной селективных маркеров, для интеграции генов в хромосому бактерии Escherichia coli. Биотехнология. 4:3−17. 1
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!