Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Изучение теплового шока цианобактерии SYNECHOCYSTIS AQUATILIS

Диссертация: Изучение теплового шока цианобактерии SYNECHOCYSTIS AQUATILIS
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Тепловой шок у s. aquatilis приводил к снижению интенсивности выделения кислорода. При повышении интенсивности освещения выделение кислорода уменьшалось. Возможно, что повышенная чувствительность к свету высокой интенсивности связана с эффектом фогоокисления. Этим, видимо, объясняется гибель поврежденных цианобакгерий при репарации на свету с аэрацией суспензии. В таких условиях после 3-часовой… Читать ещё >

Изучение теплового шока цианобактерии SYNECHOCYSTIS AQUATILIS (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Принятые сокращения
  • Введение .б
  • Глава I. Сублегальное действие факторов среды на микроорганизмы .II
    • 1. 1. Терминология.II
    • 1. 2. Повреждающие агенты

    1.3. Факторы, влияющие на чувствительность к повреждающим агентам а) условия культивирования. б) плотность суспензии в) фаза роста культуры. г) состав среды инкубирования д) рН среды инкубирования е) скорость действия фактора.

    1.4. Метод учета поврежденных клеток.

    1.5. Основные повреждения. а) нарушение клеточной оболочки б) повреждение РНК и рибосом в) повреждение ДНК. г) изменение активности ферментных систем д) нарушение процессов дыхания, фотосинтеза и энергообеспечения клетки.

    1.6. Репарация повреждений а) методы изучения. б) условия репарации. в) восстановление клеточного барьера проницаемости. г) восстановление рибосом и РЕК д) репарация ДНК. е) восстановление активности ферментных систем, процессов дыхания и фотосинтеза ж) энергообеспечение репарации

    1.7. Белки теплового шока.

Механизм действия сублегальных температур на микроорганизмы привлекает к себе в настоящее время внимание широкого круга исследователей. Об этом свидетельствует ряд обзорных работ, касающихся различных аспектов данной проблемы (Hurst, 1977; Beuchat, 1978; Busta, 1978; Pierson et al., 1978; Stevenaon, Graumlich, 1978; Witter, 1981), материалы симпозиума «The Survival of Vegetative Microbes», состоявшегося в 1976 г. в Кембридже, и симпозиума, посвященного белкам теплового шока, «Heat Shock: Prom Bacteria to Man», проведенного В мае 1982 г. в Колд Спринг Харборе.

Несмотря на го, что повышенная температура относится к числу наиболее экстремальных воздействий, которые окружающая среда может оказывать на организмы (Амелунксен, Мэдок, 1981) и длительное время используется в микробиологии при стерилизации и пастеризации, механизм ее действия до сих пор неизвестен. Этот факт тем более удивителен на фоне блестящих открытий в области молекулярной биологии и биохимии, расширивших наши знания о структуре и функциях бактериальной клетки.

Долгое время термическую инактивацию бактерий объясняли коагуляцией клеточных белков, хотя резонно предположить, что это — конечный результат воздействия, и он маскирует другие более тонкие изменения, происходящие в бактериальной клетке до коагуляции (Allvrood, Russell, 1970). Еще в 1908 г. Эйкман (Eijkman, 1908: циг. по Aliwood, Russell, 1970), изучая влияние влажного жара на бактерии, установил, что при восстановлении оптимальных температурных условий после сублегального теплового воздействия клетки могут репарировать полученные повреждения и возобновить деление и рост.

Однако систематическое изучение влияния сублегальных температур на микроорганизмы началось лишь в 60-е годы. Необходимость таких исследований была продиктована не только теоретическим интересом, но и практическими задачами: консервирование продуктов, получение из вирулентных культур ослабленных, которые сохраняют при этом свои иммуногенные свойства, подбор сред для выделения чистых культур микроорганизмов из природных изолятов, совершенствование методов управляемого культивирования микроорганизмов и т. д.

В результате интенсивного изучения этой проблемы были выяснены общие механизмы повреждения (Hurst, 1977), определены условия, влияющие на устойчивость бактерий к сублетальному прогреванию. Одновременно интересы исследователей были направлены и на изучение механизмов репарации повреждений. Поврежденные клетки представляют уникальную возможность для изучения сборки рибосом (Jandolo, 1974).

В последние годы особенно возрос интерес к проблеме теплового шока. Это связано с обнаружением синтеза в повревден-ных клетках так называемых белков теплового шока, которые обусловливают устойчивость к повторным сублетальным воздействиям (Yamamori, Yura, 1982). Феномен имеет широкое проявление (от прокариот до млекопитающих) и позволяет предположить, что синтез белков теплового шока представляет собой универсальный адаптивный ответ клеток на внезапное изменение температуры в естественных условиях. Значение этого открытия трудно переоценить. Оно имеет не только теоретический интеpec, но и первостепенное практическое значение. В настоящее время синтез белков теплового шока изучается в качестве модельной системы для анализа генной регуляции прокариот и эука-риот.

Исследование явления теплового шока на разных уровнях организации живого открывает, таким образом, интересные перспективы изучения эволюции механизмов адаптации к экстремальным факторам внешней среды.

В этом плане представляется интересным изучение теплового шока у цианобактерий. Цианобактерии — своеобразная группа организмов, у которой наличие фотосинтеза эукариогического типа сочетается с примитивной морфологической организацией, свойственной прокариотическим организмам (Fogg et al., 1973).

Исследование теплового шока у цианобактерий связано также с перспективами их управляемого массового культивирования для получения кормового белка, аминокислот, витаминов и т. д. (Горюнова и др., 1969).

Однако до сих пор изучение температурного шока у цианобактерий ограничивалось рассмотрением влияния низких темпераг-ГУР (Jansz, Maclean, 1973″ Rao et al., 1977; Ono, Murata, 1981a, б). Литературные данные немногочисленны и совершенно не касаются репарационных процессов.

Целью настоящей работы было выяснение влияния сублетального нагревания на цианобактерию Synechocystis aquatilisизучение повреждений, вызываемых нагреванием, и последующих репарационных процессов.

В связи с этим были сформулированы следующие задачи:

I) определить параметры сублетального воздействия и критерий оценки повреждения;

2) выяснить участки повреждения в клетках;

3) изучить условия репарации повреждений;

4) установить специфичность теплового шока. С этой целью провести сравнительное изучение теплового и кислотного шока;

5) определить устойчивость к повторным сублетальным воздействиям.

В процессе изучения вышеперечисленных вопросов получен фактический материал, показывающий, что тепловой шок приводит к значительным изменениям в структуре и функциях клеток циано-бактерии Synechocystis aquatiiis. Нарушается барьер проницаемости клеток, фотосинтез, дыхание. Впервые для цианобактерий изучены условия репарации после теплового и кислотного шока. Установлено, что для ее прохождения не требуется синтез ДНК, но необходим синтез белка, РНК и АТФ. Впервые для цианобактерий показано появление устойчивости к повторным сублетальным воздействиям после кислотного и теплового шока.

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы (глава I), экспериментальной части (главы II — 1У), заключения, выводов и списка литературы, включающего 218 наименований, из которых 184- на иностранных языках. Работа изложена на 153 страницах машинописного текста, иллюстрирована 12 таблицами и 17 рисунками.

ВЫВОДЫ.

1. Прогрев клеток s. aquatilis при 51° С в течение 5-и минут приводит к сублетальным повреждениям.

2. Поврежденные клетки характеризуются повышением чувствительности HFaCI (0,6 $), лизоциму, у них наблюдается выход в среду соединений, поглощающих УФ свет в области 240−280 нм. Это свидетельствует о нарушении барьера проницаемости.

3. У поврежденных клеток снижается фотосинтетическая активность и возрастает интенсивность темнового дыхания.

4. Вследствие сублетального прогревания у клеток нарушаются процессы репарации УФ-повреждений.

5. В результате теплового шока клетки образуют более мелкие колонии при посевах на агаризованную среду. Это различие не наследуется.

6. Репарация повреждений может происходить на свету и в темноте, в минеральной среде или в да-фосфатном буфере. Аэрация приводит к снижению количества жизнеспособных клеток.

7. Для репарации тепловых повреждений необходим синтез РНК и белка, а также энергия фотосинтеза или темнового дыхания.

8. Кислотный шок приводит к потере солеустойчивости клеток, снижению фотосинтетической активности. По сравнению с тепловым шоком солеустойчивость клеток восстанавливается в более короткий срок.

9. Клетки, восстановившие повреждения после нагревания, также как и после изменения рН среды, приобретают устойчивость к последующему сублегальному тепловому воздействию.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

— Результаты проведенных опытов свидетельствуют о том, что следствием теплового воздействия (5 мин при 51° С) на S. aquatilis является целый ряд структурных и метаболических изменений*.

После нагревания у клеток повышалась чувствительность к 0,6 $ наС1 в среде и лизоциму, наблюдался выход фикоцианина и материала, поглощающего УФ свет в области 240−280 нм. Эти факты свидетельствуют о нарушении барьера проницаемости клеток, связанного, вероятно, g повреждением цигоплазматической и наружной мембран. Нарушение клеточного барьера проницаемости в результате нагревания, охлаждения, замораживания — оттаивания и т. д. неоднократно отмечали в литературе. По-видимому, это общий феномен для всех типов сублегальных воздействий.

Тепловой шок у s. aquatilis приводил к снижению интенсивности выделения кислорода. При повышении интенсивности освещения выделение кислорода уменьшалось. Возможно, что повышенная чувствительность к свету высокой интенсивности связана с эффектом фогоокисления. Этим, видимо, объясняется гибель поврежденных цианобакгерий при репарации на свету с аэрацией суспензии. В таких условиях после 3-часовой инкубации наблюдали снижение жизнеспособности цианобакгерий до 35 $. Причиной снижения выделения кислорода в результате сублегального прогревания, по-видимому, является нарушение связи фикобилисом с гилакоидной мембраной, что приводит к снижению эффективности передачи энергии от фикобилипрогевдов к хлорофиллу, а ФС II. Косвенным доказательством изменения агрегации фикоцианина является его выход из прогретых клеток при инкубации их с лизоцимом.

Вероятно, первичное действие сублетального прогревания сказывается преэде всего на состоянии мембран. Структурные изменения фогосинтетического аппарата приводят, в результате, к нарушению метаболизма: снижению фотосинтетического выделения кислорода.

Вследствие теплового шока происходило повышение интенсивности гемнового поглощения кислорода. Внесение в среду экзогенного источника дыхания не влияло на величину поглощения кислорода. Усиление эндогенного дыхания при тепловом шоке, вызванное разобщением транспорта электронов и окислительного фосфоршшрования, ранее наблюдали у эукариог, но у бактерий такое явление не было отмечено (Graumlich, Stevenson, 1979).

Как известно, механизм действия препаратов, используемых для разобщения окислительного фосфоршшрования (например 2,4 ДНФ), основан на изменении барьера проницаемости мембран. Возможно, что и в случае теплового шока, когда также нарушается барьер проницаемости клеток, усиление эндогенного дыхания происходит вследствие разобщения транспорта электронов и окислительного фосфоршшрования.

Перечисленные повреэдения клеточных функций после теплового воздействия вызывают замедление скорости роста, которое мы регистрировали при сравнении диаметра колоний, образующихся при делении контрольных и прогретых клеток. Литературные данные указывают на то, что замедление роста происходит в результате удлинения ла1>фазы, в течение которой восстанавливаются повреждения. Наши данные подтверждают мнение о том, что действие нагревания, выражающееся в уменьшении размеров колоний, проявляется сразу после воздействия и не наследуется.

Было показано, что тепловые повреэдения растительных и животных клеток могут быть обратимыми (Александров, 1977) .Бактерии также способны к репарации нарушений, вызванных нагреванием (Tomlins, Ordal, 1971 б).В нашей работе было впервые проведено изучение репарации тепловых повревдений у цианобакте-рий. Установлено, что повреждения, полученные в результате теплового шока, обратимы, однако, они восстанавливаются с разной скоростью. Так, репарация солетолерантности заканчивалась через 5 часов инкубации клеток в минеральной среде, а интенсивностьфотосинтетического выделения кислорода к этому времени составляла лишь 5Q% от начального уровня.

Восстановление тепловых повреждений s. aquatilis является метаболически активным процессом и требует синтеза РНК и белка. Синтез ДНК не обязателен для репарации. Данные, полученные в опытах с использованием ДНФ, ротенона, азида На, ДХФМ, позволяют предположить, что репарация требует энергетических затрат. Энергия может образовываться в ходе фотосинтеза, либо темнового дыхания.

Сравнительное изучение теплового и кислотного шока показало, что последствия сублетального изменения рН среды весьма сходны с теми, что были отмечены у s. aquatilis после теплового воздействия. Изменяется солеустойчивость, величина фотосинтетического выделения кислорода, спектры флуоресценции суспензии клеток. Восстановление солеустойчивости после кислотного шока происходит в тех же условиях, что и после теплового, однако в более короткий срок.

Клетки после теплового и кислотного шока приобретали повышенную устойчивость к последующему сублетальному воздействию. Причем устойчивость проявляется независимо от характера первичного шока (теплового или кислотного).

Таким образом, реакцию цианобактерий на сублегальное воздействие можно разделить на 3 тесно взаимосвязанных явления: повреждение — репарация — устойчивость*.

При изучении действия высоких температур на растительные клетки В. Е. Александров (1975) пришел к выводу о комплексности процесса повреядения. При повреждающем действии высокой температуры им отмечены следующие явления:

I-) первичные повреждения, т. е. изменение клеточных компонентов, непосредственно вызванное нагревом;

2) деструктивное последействие — совокупность нарушений, вторично развившихся в звеньях клеточного хозяйства;

3) повышение стабильности клеточных компонентов в ответ на нагрев — адаптация;

4) репарация повреядения.

Эти явления обнаружены и на уровне бактерий. Таким обраг-зом, сравнение наших данных с литературными свидетельствует о сходстве теплового шока цианобактерий с шоком других бактерий, а также растений, что дает основание предполагать существование универсального адаптационного механизма для выживания организмов при действии сублетальных факторов. *.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Я. Клетки, макромолекулы и температура. Л, изд-во «Наука», 1975, 329 с.
  2. В.Я. Репарация теплового повреждения клеток.
  3. В сб.: Проблемы экспериментальной биологии. М., 1977, с.257−268.
  4. Р., Мэдок Э. Жизнь микробов при высоких температурах: механизмы и молекулярные аспекты. В кн.: Жизнь микробов в экстремальных условиях. М., изд-во «Мир», 1981. — 519 с.
  5. Й.А., Боровкова В. М. Патология и физиология микробов. ШМЭИ, 1981, № 9, с.14−19.
  6. Е.Е., Жевнер В. Д. Инактивирующее действие мутагенных факторов на сине-зеленые водоросли Anacystis nidulans И Synechocystia aquatilis. Веогник МГУ, 1970, № 5, с.97−99.
  7. И.Б., Станжевская Т. И. О стойком легальном повреждении в потомстве облученных дрожжевых клегок. Радиобиология, 1978, т.28, вып.2, с.210−213.
  8. Е.И., Самойленко И. И. Репарация повреждений ДНК• и жизнеспособность M.radiodurans после различных экстремальных воздействий. Докл. МОИП, 1980, общ. биол: «Биол.системы в разных условиях"* М., 1982, с.44−45.
  9. М.Г., Семененко В. Е. Интенсивная культура одноклеточных водорослей. М., 1962, 105 с.
  10. Л.М., Красновский А. А., Каюпова Г. А. Световыепревращения пигментного комплекса Anacystis nidu-lans. Физисл.раст., 1975, т.22, вып.1, с.16−26.
  11. С.В., Ржанова Г. Н., Орлеанский В. К. Синезеленыеводоросли (биохимия, физиология, роль в практике). М., изд-во „Наука“, 1969. 228 с.
  12. Л.В. Гетерогенность гистонов покоящихся зародышейи проростков пшеницы. Биохимия, 1967, г. 32, вып. 5, с.959−963.
  13. Л.В., Юрина Н. П., Ромашкин В. И., Опарин А. И. Сравнение гистонопсщобных белков сине-зеленой водоросли Anacystis nidulans с основными белками рибосом водоросли и гистонами зародышей пшеницы. Биохимия, 1975, т.40, вып.5, C. II04-IIII.
  14. .В. Коллекция культур водорослей Биол.ин-га Ленингр. ун-та. Труды Петергофского Биол. ин-га, № 19. „Вопросы микробиологии“, 1965, с.125−130.
  15. .В., Авилов И. А. Влияние условий культивированияна рост сине-зеленой водоросли Synechocystis aqua-tilis Sanv. E428. Физиол.расг., 1969, т.16, № 6, с.1088−1091.
  16. .А., Тегенькин В. А., Бекасова О. Д. Ориентация пигментов и миграция энергии в сине-зеленых водороо-лях и изолированных фикобилисомах* Изв. АН СССР, серия биол., 1981, № 2, с.188−201.
  17. М.В., Никитина К. А. Цианобакгерии (физиология и метаболизм). М», изд-во «Наука», 1979. — 228 с.
  18. Э., Кандлифф Э., Рейнолдс П., Ричмонд М., Уоринг М.
  19. Молекулярные основы действия антибиотиков. М., изд-во «Мир», 1975. 500 с.
  20. Э.Ф. Биоэнергетика и стресс. В сб.: «Регуляцияэнергетического обмена и устойчивость организма». Пущино, 1975, с. 195−200.
  21. Ждан-Пушкина С. М. Основы роста культур микроорганизмов.
  22. Л., изд-во"1енингр.ун-та", 1983, 187 с.
  23. С.Г., Андреева О. В., Евдокимова О.А., Арцатбанов
  24. В.Ю., Перелыгин В. В., Капрельянц А. С., Островский Д. Н. Изучение репарации повреэдений мембранного аппарата, вызванных низкотемпературным замораживанием клеток Escherichia coli. Биохимия, 1982, г. 47, вып. Ю, с.1621−1628.
  25. У., Ингрэм Д. Жизнь микроорганизмов при низких температурах: механизмы и молекулярные аспекты* В кн.: Жизнь микробов в экстремальных условиях. Под ред. Д. Кашнера, изд-во «Мир», М., 1981, с.89−123.
  26. Г. Н. Внутренняя среда организма. М#, изд-во «Наука», 1983, 224 с.
  27. Н.П., Козлов А. В. ДНК-связывающиеся белки цианобактерии Anabaena variabilis. Тез. У Всесоюзн.симп. «Молекулярные механизмы генетических процессов». М., 1983, с. 159.
  28. Е.Р., Левин А. В., Евгеньев М. Б. Тепловой шок удрозофилы и регуляция активности генома" Генетика, 1982, г.28,? II, с. I749−1762.
  29. А.Г. Влияние света на устойчивость растительныхклеток к. повреждению. Успехи совр.биол., 1969, т.67, № I, с.147−150.
  30. Н.Н., Корогяев А.й. Регуляция содержания рибосому бактерий* восстановление синтеза рибосом после сублетального воздействия. В кн.:"Регуляция биохимических процессов у микроорганизмов. Материалы симп. Пущино, 1978″. — Пущино, 1979, с.299−300.
  31. Н.С., Гаврилова И. А., Петухов В. Г., Воронцова Т-В.
  32. Восстановление дыхания и потребления глюкозы бактериями после лиофилизации. Микробиол., 1980, т. 49, вып.2, с.253−256.
  33. В.Е., Лосева Н. Л., Клементьева Г. С. Об энергетическом механизме устойчивости ассимилирующей клетки к стрессовым воздействиям* Физиол.раст., 1983, т.30, вып.6, с.1209−1213.
  34. В.Е., Сейфуллина Н. Х., Лосева Н.Л., Клементьева Г. С.
  35. Спектральная зависимость реактивации фотосинтеза ассимилирующей клетки после теплового повреждения. Физиол.расг., 1979, т.26, вып.6, с.1219−1225.
  36. Е.О., Говорунов И. Г., Евтодиенко Ю. В., Косарев Н.В.
  37. Действие шока, вызванного низкой температурой и внеклеточного образования льда на внешнюю и цитоплазма тиче скую мембраны клеток Escherichia coli. -Микробиол., 1983, г. 52, № I, с.136−139.
  38. ИД., Позмогова И. Н. Хемостатное культивированиеи ингибирование роста микроорганизмов. М., 1979, с.138−146.
  39. Г. На уровне целого организма. М., изд-во «Наука», — 132 с.
  40. А.А., Сафонова Т. С., Внсеканцев И. П., Маркова В.М.,
  41. Adams D. M, Heat injury of bacterial spores. Adv.Appl.
  42. Microbiol., 1978, v.23, p.245−262.
  43. Adhikari P.O. Sensitivity of cholera and EI Tor vibrios tocold shock. J.Gen.Microbiol., 1975, v.87, p.163--166.
  44. Aithal H.U., Kalra V, K., Brodie A.P. Alteration of Mycobacterium phlei membrane structure by freezing and thawing: reversal by heating. Arch.Biochem.Bio-phys., 1975, v.167, p.122−132.
  45. Allwood M.C., Russell A.D. Mechanism of thermal injury in
  46. Staphylococcus aureus. Appl.Microbiol., 1967, v.15, p.1266−1269.
  47. Allwood M.C., Russell A.D. Thermally induced ribonucleicacid degradation and leakage of substances from the metabolic pool in Staphylococcus aureus.
  48. J .Bacterid., 1968, v.95, p.345−349.
  49. Allwood M.C., Russell A.D. Mechanism of thermal injury innonsporulating bacteria. Adv. Appl, Microbiol, 1970, v.12, p.89−118.
  50. Andrews G.P., Martin S.E. Catalase activity during the recovery of heat stressed Staphylococcus aureus MF--31. Appl.Env.Microbiol., 1979, v.38, p.390−394.
  51. Antia H.I., Cheng I.I. Reexamination of the carotenoid pigments of the unicellular blue-green algae Agmenel-lum quadruplicatum. J.Pish.Res.Board.Can., 1977, v.34, p.659−668.
  52. Asahi Т., Jagendorf A.T. A spinach enzyme functioning toreverse the inhibition of cyclic electron flow by p-chlorophenyl-1,1-dimetylurea at high concentrations. Arch.Biochem.Biophys., 1963, v.100, p. 531−537.
  53. Baird-Parker A., Davenport E. The effect of recovery medium on the isolation of Staphylococcus aureus after heat treatment and after storage of frozen or dried cells. J.Appl.Bacteriol., 1965, v.28, p.390--402.
  54. Beuchat L.R. Interaction effects of ph, temperature, andsalt concentration on growth and survival of Vibrio parahaemolyticus. Appl.Microbiol., 1973, v. 25, p.844−846.
  55. Beuchat L.R. Suitability of some enrichment broths and diluents for enumerating cold- and heat-stressed Vibrio parahaemolyticus. Can.J.Microbiol, 1977, v. 23, p.630−633.
  56. Beuchat L.R. Injury and repair of gram-negative bacteriawith special consideration of the involvement of the cytoplasmic membrane. Adv.Appl.Microbiol., 1978, v.23, p.219−241.
  57. Beuchat L.R., Worthington R.E. Relationship between heatresistance and phospholipid fatty acid composition of Vibrio parahaemolyticus. Appl.Env.Microbiol., 1976, v. 31, p.389−394.
  58. Bluhm L., Ordal Z.J. Effect of sublethal heat on the metabolic activiry of Staphylococcus aureus. J. Bac-teriol., 1969, v.97, p.140−150.
  59. Brand J.J. Spectral changes in Anacystis nidulans inducedby chilling. Plant Physiol., 1977, v.59, p.970--973.
  60. Busta P.P. Introduction to injury and repair of microbialcells. Adv.Appl.Microbiol., 1978, v.23, p.195--201.
  61. Busta P.P., Jezeski J.J. Effect of sodium chloride concentration in an agar medium on growth of heat-shocked Staphylococcus aureus. App1.Microbiol., 1963, v. 11, p.404−407.
  62. Calcott P.H., Lee S.K., Macleod R.A. The effect of coolingand wanning rates on the survival of a variety of bacteria. Can.J.Microbiol., 1976, v.22, p. 106−109.
  63. Califano L. Liberation d’acide nuclSique par les cellulesbacteriennes sous l1action de la chaleur. Bull. World Health Organ, 1952, v.6, p.19−34.
  64. Cerny G. AbhSngigkeit der thermischen Abttftung von Mikroorganismen vom ph-Wert der Medien. II. Bakterien und Bacterienssporen. Z. Lensmitted-Untersuch. und Porsch, 1980, v.170, S.180−186.
  65. Chick H. The process of disinfection by chemical agenciesand hot water. J.Hug.Camb., 1910, v.10, p.237--286.
  66. Choo L. Gene expression in stringent and relaxed strainsof Escherichia coli during amino acid deprivation, Biochem.Biophys.Res.Commun, 1977, v.77, p.42--49.
  67. Clark C.W., Ordal Z.J. Thermal injury and recovery of Salmonella typhimurium and its effect on enumeration procedures. Appl. Microbiol, 1969, v.18, p.332
  68. Clark C.W., Witter L.D., Ordal Z.J. Thermal injury and recovery of Streptococcus faecalis. Appl, Microbiol., 1968, v.16, p.1764−1769.
  69. Cooper S., Rueltinger T. Temperature dependent alterationin bacterial protein composition. BBA, 1975, v. 62, p.584−586.
  70. Cotterill O.J., Glauert J. Thermal resistance of salmonellae in egg yolk products containing sugar or salt. Poultry Sci., 1969, v.48, p.1156−1166.
  71. Cronan J.E., Gelmann E.P. Physical properties of membranelipids: biological relevance and regulation. Bac-teriol.Rev., 1975, v.39, p.232−256.
  72. Curran H.R., Evans P.R. The importance of enrichment inthe cultivation of bacterial spores previously exposed to lethal agencies. J.Bacterid., 1937, v. 34, p.179−189.
  73. Dabbah R., Moats W.A., Mattick J.P. Factors affecting resistance to heat and recovery of heat injured bacteria. J.Appl.Bacteriol., 1969, v.52, p.608−614.
  74. Davies R., Sinskey A, J., Botstein D. Deoxyribonucleic acidrepair in a highly radiation. Resistant strain of Salmonella typhimurium. — J.Bacterid., 1973, v.114, p.357−366.
  75. Diamond R.J., Rose A.H. Osmotic properties of spheroplastsfrom Saccharomyces cerevisiae grown at different temperatures. J.Bacterid., 1970, v.102, p.311--319.
  76. Dilella A.G., Sobota A.E. Degradation of 16 S RHA in thermally injured Staphylococcus epidermidis. The Ohio J. of Science, 1980, v.80, p.8−13.
  77. Dimmick R.L. Rhythmic response of Serratia marcescens toelevated temperature. J.Bacteriol., 1965, v.89, p.791−798.
  78. Du Bois I.D., Kapustka L.A. Freeze-recovery physiology ofnitrogenase activity in terrestrial Nostoc sp. Colonies. Appl.Env.Microbiol., 1983, v.46, p.773--778.
  79. Dua R.D., Burris R.H. Stability of nitrogen-fixing enzymesand the reactivation of a cold labile enzyme. -Proc.Hat1.Acad.Sci.USA, 1963, v.50, p.169−174.
  80. Bugle D.L., Dugle J.R. Gamma-ray induced strand breakageof Bacillus subtilis DVA irradiated in vivo. -Can.J.Microbiol., 1971, v.17, p.575−583.
  81. Dultshaever C.L., Jordan D.С. Development of resistanceto Heat and sodium chloride in Streptococcus fae-cium recovering from thermal injury. J. Milk Pood Technol., 1974, v.37, p.382−386.
  82. Edwards O.F., Rettger L.P. The relation of certain respiratory enzymes to the maximum growth temperatures of bacteria. J.Bacteriol., 1937, v.34, p.489−515.
  83. Egan A.P. Enumeration of stressed cells of Escherichia coli. Can.J.Microbiol., 1979, v.25, p.116−118.
  84. Emswiller B.S., Pierson M.D., Shoemaker S.P. Sublethal heat stress of Vibrio parahaemolyticus. Appl.Env. Microbiol., 1976, v.32, p.792−798.
  85. Eubanks V.L., Beuchat L.R. Increased sensitivity of heatstressed Saccharomyces cerevisiae cells to foodgrade antioxidants. Appl.Env.Microbiol., 1982, v.44, p.604−610.
  86. Pirstenberg-Eden R.P., Rowley D.B., Shottuck E. Thermalinactivation and injury of Moraxella-Acinetobacter cells in ground beef. Appl. Env, Microbiol., 1980, v.39, p.159−164.
  87. Flowers R.S., Martin S.E., Brewer D.G., Ordal Z.J. Catalase and enumeration of stressed Staphylococcus aureus, cells. Appl.Env.Microbiol., 1977, v.33, p. 1112−1117.
  88. Fogg G.E., Stewart W.D.P., Pay P., Walsby A.E. The bluegreen algae. Academic Press, London-Hew York, 1973. — 459 p.8 6. Gale P.P. The assimilation of aminoacids by bacteria. -Biochem.J., 1951, v.48, p.286−297.
  89. Gilbert P., Dickinson U.A., Brown M.R. Interrelation of
  90. DNA replication, specific growth rate and growth temperature in the sensitivity of Escherichia coli to cold shock. J.Gen.Microbiol., 1979, v.115, p. 89−94.
  91. Goedheer J.C. Spectral properties of the blue-green algae
  92. Anacystis nidulans grown under different environmental conditions. Photosynthetica, 1976, v.10, p.411−422.
  93. Goepfert J.M., Iskander I.K., Amundson C.H. Relation ofthe heat resistance of Salmonella to the water activity of the environment. Appl. Microbiol, 1970, v. 19, p.429−433.
  94. Gomez R.P., Blais K.D., Herrero A., Sinskey A.J. Effectsof inhibitors of protein, ША and ША synthesis on heat injured Salmonella typhimurium LT-2, -J.Gen.Microbiol, 1976, v.97, p.19−27.
  95. Gomez R.P., Sinskey A.J. Deoxyribonucleic acid breaks inheated Salmonella typhimurium LT-2 after exposure to nutritionally complex media. J.Bacteriol., 1973, v.115, p.522−528.
  96. Gomez R.P., Sinskey A. J, Effect of aeration on minimalmedium recovery of heated Salmonella typhimurium, J.Bacteriol., 1975, v.122, p.106−109.
  97. Gomez R.P., Sinskey A.J., Davies R., Labura T.P. Minimalmedium recovery of heated Salmonella typhimurium lt-2. J.Gen.Microbiol., 1973, v.74, p.267−274.
  98. Gonzalez-Lopez J., Bravo-Mancheno V., Ramos-Cormenzana A.
  99. Thermoresistance of Azotobacter vinelandii ATCC 12 837 in defined and dialysed soil media: filtrab-le forms. Ann.Microbiol. (Inst.Pasteur), 1982, v.133B, p.317−321.
  100. Gordon R.C., Macleod R.A. Mg phospholipid in cell envelops of a marine and a terrestrial pseudomonad. -Biochem.Biophys, Res.Commun., 1966, v.24, p.684--690.
  101. Graumlich T. R, Stevenson K.E. Respiration and viabilityof thermally injured Saccharomyces cerevisiae. -Appl, Env.Microbiol., 1979, v.38, p.461−465.
  102. Gray R.J., Ordal Z.J., Witter L.D. Diluent sensitivity inthermally stressed cells of Pseudomonas fluoresces. Appl. Env, Microbiol, 1977, v.33, р. Ю74--1078.
  103. Griffits R.P., Haight R.D. Reversible heat injury in themarine psychrophilic bacterium Vibrio marinus MP-1. Can.J.Microbiol., 1973, v.19, p.557−561.
  104. Grodzinski В., Colman B. Loss of photosynthetic activityin two blue-green algae as a result of osmotic stress. J.Bacteriol., 1973, v.115, p.456−458.
  105. Grodzinski В., Colman B. The effect of osmotic stress onthe oxidation of glycolate by the blue-green algae Anacystis nidulans. Planta, 1975, v.124, p.125--133.
  106. Grossman L. Enzymes involved in the repair of damaged
  107. ША. Arch.Biochem.Biophys., 1981, v.211, p. 511−522.
  108. Heinis J.J., Beuchat L.B., Boswell P.C. Antimetabolitesensitivity and magnesium uptake by thermally stres sed Vibrio parahaemolyticus. Appl.Microbiol., 1978, v.35, p. Ю35−1040.
  109. Heinis J.J., Beuchat L.R., Jones W.K. Growth of heat-injured Vibrio parahaemolyticus in media supplemented with cations* Appl.Microbiol., 1977, v.33, p.1079−1084.
  110. Henry E.G. Effect of growth conditions on heat resistanсе of Arizona bacteria grown in a chemostat. -Appl.Env.Microbiol*, 1982, v.43, p.1016−1019.
  111. Hitchener B.J., Egan A, P. Outer-membrane damage in sublethal ly heated Escherichia coli K-12. Can.J.Microbiol., 1977, v.23, p.311−318.
  112. Hughes A., Hurst A. Magnesium reguirements of Staphylococcus aureus for repair from sublethal heat injury. Can.J.Microbiol., 1976, v.22, p.1202−1205.
  113. Hurst A. Bacterial injury: a review. Can.J.Microbiol., 1977, v.23, p.935−944.
  114. Hurst A., Hendrey G.S., Hughes A., Paley B. Enumerationof sublethally heated staphylococci in some dried foods. Can.J.Microbiol., 1976, v.22, p.667−683.
  115. Hurst A., Hughes A. Repair of salt tolerance and recoveryof lost D-alanine and magnesium following sublethal heating of Staphylococcus aureus are independent events. Can, J.Microbiol., 1981, v.27, p.627−632.
  116. Hurst A", Hughes A., Beare-Rogers J.L., Collins-Thompson
  117. D.L. Physiological studies on the recovery of salt tolerance by Staphylococcus aureus alter sublethal heating. J.Bacteriol., 1973, v.116, p.901−907.
  118. Hurst A., Hughes D.L., Collins-Thompson D.L., Shah B.G.
  119. Relationship between loss of magnesium and loss of salt tolerance after sublethal heating of Staphylococcus aureus. Can.J.Microbiol., 1974, v. 20, p.1153−1158.
  120. Hurst A., Hughes A., Duckworth M., Buddiley J. Loss of
  121. D-alanine during sublethal heating of Staphylococcus aureus S 6 and magnesium binding during repair. J.Gen.Microbiol., 1975, v.89, p.277−284.
  122. Hwang S. f Homeland W. Survival of algae cultures afterfreezing by controlled and uncontrolled cooling. -Cryobiology, 1965, vi1, p.305−311.
  123. Ingolia D., Craig E.A. Pour small Drosophila heat shockprotein are related to each other and to mammalian c?-crystallin. Proc.Natl.Acad.Sci.(USA), 1982, v.79, p.2360−2364.
  124. Ingram L.O. Changes in lipid composition of Escherichiacoli resulting from growth with organic solvents and with food additives. Appl. Env, Microbiol., 1977, v.33, p.1233−1236.
  125. Jandolo J.J. Repair of stressed-induced macromolecularalterations in Staphylococcus aureus. In: Recent Advances in staphylococcal Research (W.W.Gotis, ed.), Ann.H.Y.Acad.Sci., 1974, v.236, p.160−174.
  126. Jandolo J.J., Ordal Z.J. Repair of thermal injury of Staphylococcus aureus. J. Bacterid, 1966, v. 91, p.134−142.
  127. Jansz E.R., Maclean F. I* Photosynthetic properties of extracts of Anacystis nidulans prepared by lysozyme digestion. Can.J.Microbiol., 1972, v.18, p.1727--1731.
  128. Jansz E.R., Maclean P.I. The effect of cold shock on theblue-green algae Anacystis nidulans. Can.J.Microbiol., 1973, v.19, p.381−387.
  129. Karuki H., Aritsune U., Hajime K. The effect of growthrate of Micrococcus radiodurans on its heat sensitivity. Bull.Jap.Soc.Sci.Pish., 1982, v.48, p. 415−419.
  130. Katsui U., Tsuchido Т., Takano M., Shibasaki I. Viabilityof heat-stressed cells of microorganisms as influenced by pre-incubation and post-incubation temperatures. Appl.Microbiol., 1982, v.53, р. ЮЗ-108.
  131. Kelley P.M., Schlesinger M.J. The effect of amino acidanalogues and heat shock on gene expression in Chiken Embryo fibroblasts- Cell, 1978, v.15, p. 1277−1286.
  132. Kenward M.A., Brown M.R.W. Relation between growth rateand sensitivity to cold shock during logarithmic phase growth. J.Bacterid., 1978, v.39, p.475--484.
  133. Kwast R.H., Verrips C.T. Heat resistance of Salmonellasenftenberg 775 W at various sucrose concentrations in distilled water. Eur.J.Appl.Microbiol, Biotech., 1982, v.14, p.193−201.
  134. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during theassembly of the head of bacteriophage T 4. Nature, London, 1970, v.227, p.680−685″
  135. Lemaux Y.P., Herendeen L.S., Boch P., Eeidhardt L. P, Transient rates of synthesis of individual polypeptides in Escherichia coli following temperature shift. -Cell, 1978, v.13, p.427−434.
  136. Lemke R.M., White H.R. The heat resistance of Escherichiacoli cells from cultures of different ages. J. Appl.Bacterid., 1959, v.22, p. 193−201.
  137. Mackey B. M, Derrick C.M. The effect of sublethal injuryby heating, freezing, drying and gamma-radiation on the duration of the lag phase of Salmonella typhimurium. J.Appl.Bacterid., 1982, v.53, p.243--251.
  138. MacLeod R.A., Smith L.D.H., Gelinas R. Metabolic injuryto bacteria. 1. Effect of freezing and storage on the requirements of Aerobacter aerogenes and Escherichia coli for growth. Can.J.Microbiol., 1966, v.12, p.61−72.
  139. Ma-Lin C.F., Beuchat L.R. Recovery of chill-stressed Vibrio parahaemolyticus from oysters with enrichment broth supplemented with magnesium and iron salts. Appl.Env.Microbiol., 1980, v.39, p.179−185.
  140. Martin S.E., Flowers R.S., Ordal Z.J. Catalase: its effect on microbial enumeration. Appl.Env.Microbiol., 1976, v.32, p.731−734.
  141. Marx J.L. Surviving heat shock and other stresses. Science, 1983, v.221, N 4607, p.251−253.
  142. McAlister L., Finkelstein D.B. Heat shock proteins andthermal resistance in yeast. Biochem.Biophys.Res. Commun., 1980, v.93, p.819−824.
  143. McCoy D.R., Ordal Z.J. Thermal stress of Pseudomonas fluorescens in complex media. Appl.Env.Microbiol., 1979, v.37, p.443−448.
  144. Mc Garrity J.Т., Armstrong J.B. The effect of salt onphospholipid fatty acid composition of Escherichia coli K-12. Biochim.Biophys.Acta, 1975, v.398, p. 258−264.
  145. Miller L. L", Ordal Z. J* Thermal injury and recovery of
  146. Bacillus subtilis. Appl.Microbiol., 1972, v.24, p.878−884.
  147. Minor Т.Е., Marth E.H. Loss of viability by Staphyloccusaureus in acidified media. I. Inactivation by several acids, mixture of acids and salts of acids. — J. Milk Pood Technol., 1972, v.35, p.191−196.
  148. Mitchell P. Osmotic function and structure in bacteria.1.: 6-th Symp.Soc.Gen, Microbiol, Cambridge Univ. Press, London, 1956, p.150−180.
  149. Mitchell H. K, MollerG., Petersen U.S., Lipps-Sormiento L.
  150. Specific protection from phenocopy induction by heat shock. Devel.Gen., 1979, v.1, p. 181−192.
  151. Moats W.A., Dabbah R., Edwards V.M. Survival of Salmonella anatum heated in various media. Appl.Microbiol., 1971, v.21, p.476−481.
  152. Mohanty P., Brown B.Z., Govindjee R., Thornber J.P. Chlorophyll fluorescence characteristics of system I chlorophyll a-protein complex and system II particles at room and liquid nitrogen temperatures. -Plant Cell Physiol., 1972, v.13, p.81−91.
  153. Moss C.W., Speck M.L. Injury and death of Streptococcuslactis due to freezing and frozen storage. Appl. Microbiol., 1963, v.11, p.326−329.
  154. Moss C.W., Speck M.L. Release of biologically active peptides from Escherichia coli at subzero temperatures. J.Bacterid., 1966, v.91, p.1105−1111.
  155. Muller M.J., Xuong Ж., Geiduschek E.P. Quantitative analysis of the heat shock response of Saccharomyces cerevisiae. J.Bacterid., 1982, v. 151, p.311−327.
  156. O’Brien P.A., Haughton J. A, Photoreactivation and excision repair of UV induced pyrimidine dimers in the unicellular cyanobacterium Gloeocapsa alpicola (Synechocystis PCC 63O8). Photochemistry and Photobiology, 1982, v.35, p.359−364.
  157. Ono T.-A., Murata N. Chilling susceptibility of the bluegreen algae Anacystis nidulans. I. Effect of Growth temperature. Plant.Physiol., 1981a, v.67, p.176--181.
  158. Ono Т.-A., Murata H. Chilling susceptibility of the bluegreen algae Anacystis nidulans. II. Stimulation of the passive permeability of cytoplasmic membrane at chilling temperatures. Plant.Physiol., 1981b, v.67, p.182−187.
  159. Pauling C., Beck L.A. Role of ША ligase in the repair ofsingle strand breaks induced in DTLA by mild heating of Escherichia coli, J.Gen.Microbiol., 1975, v. 87, p.181−184.
  160. Pellon J.R., Gomez R.P. Repair of thermal damage to the
  161. Escherichia coli nucleoid. J.Bacteriol., 1981, v.145, p.1456−1458.
  162. Pellon J.R., Ulmer K.M., Gomez R.P. Heat damage to thefolded chromosome of Escherichia coli K-12. Appl. Env.Microbiol., 1980, v.40, p.358−364.
  163. Pierson M.D., Gomez R.P., Martin S.E. The involvement ofnucleic acids in bacterial injury. Adv.Appl.Mic-rofriol., 1978, v.23, p.263−285.
  164. Rahn 0. Physical methods of sterilization of micro-organisms. Bacterid.Rev., 1945, v.9, p.2−48.
  165. Rao S.V., Brand J.J., Wyers J. Cold shock syndrome in
  166. Anacystis nidulans. Plant.Physiol., 1977, v.59,p. 965−969.
  167. Ray В., Janasen D.W., Busta P.P. Characterization of repair of injury induced by freezing Salmonella ana-tum. Appl. Microbiol, 1972, v.23, p.803−809.
  168. Ray В., Jezeski J., Busta P. Repair of injury in freezedried Salmonella anatum. Appl.Microbiol., 1971, v.22, p.401−407.
  169. Ray В., Speck M.L. Repair of injury induced by freezing
  170. Escherichia coli as influenced by recovery medium. Appl.Microbiol., 1972, v.24, p.258−263.
  171. Ray В., Speck M. Preeze-injury in bacteria. Crit.Rev.
  172. Clin.Lab.Sel. 1973, v.4, p.161−213.
  173. Restaino L., Jeter W.S., Hill W.M. Thermal injury of
  174. Yersinia enterocolitica. Appl.Env.Microbiol, 1980, v.40, p.939−949.
  175. Ritossa P. A new puffing pattern induced by heat shockand ШР in Drosophila, Experimentia, 1962, v.18, p.571−573.
  176. Rosenthal L.J., Jandolo J.J. Thermally induced intracellular alteration of ribosomal ribonucleic acid. -J.Bacterid., 1970, v.103, p.833−835.
  177. Russell A.D., Harries D. Some aspects of thermal injuryin Escherichia coli. Appl.Microbiol., 1967, v. 15, p.407−410.
  178. Russell A.D., Harries D. Factors influencing the survivaland revival of heat-treated Escherichia coli. -Appl.Microbiol., 1968, v.16, p.335−339.
  179. Scherrer R., Gerhardt P. Influence of magnesium ions onporosity of the Bacillus megaterium cell wall andmembrane. J.Bacteriol., 1973, v.114, p.888−890.
  180. Schreiber U. Cold-induced uncoupling of energy transferbetween phycobilina and chlorophyll in Anacystis nidulans. FEBS betters, 1979, v.107, p.4−9.
  181. Schreiber U, Rijgersberg C.P., Amesz J. Temperature-dependent reversible changes in phycobilisomes. Thy-ledcoid membrane attachment in Anacystis nidulans. -PEBS Letters, 1979, v.104, p.327−331.
  182. Sedgwick S.C., Bridges B, A, Evidence for indirect production of ША strand scissions during mild heating of Escherichia coli. J.Gen.Microbiol, 1972, v. 71, p.191−193.
  183. Sellner K, G., Lyons L., Perry E.R., Heinmark D. B, Assessing physiological stress in Thalassiosira fluva-tilis (Bacillariophyta) and Dunaliella tertiolec-ta (Chlorophyta) with DCMU-enchanced fluorescence. J.Phycol., 1982, v.18, p.142−148.
  184. Setlow J.K., Brown D.C., Boling M.E., Mattingly A., Gordon M.P. Repair of deoxyribonucleic acid in Haemophilus influenzae. J. Bacteriol, 1969, v.95, p. 546−558.
  185. Silva M.T., Sousa J.C.P. Ultrastructural alterations induced by moist heat in Bacillus cereus, Appl. Microbiol., 1972, v.24, p.463−476.
  186. Silver S., Wendt L. Mechanism of action of phenethyl Alcohol (PEA): breakdown of the cellular permeability barrier. J. Bacteriol, 1967, v.93, p.560--566.
  187. Sinibald R, M., Morris P.W. Putative function of Drosophila melanogaster heat shock protein in the nucleos-keleton. J.Biol.Chem., 1981, v.21, p .Ю735-Ю738.
  188. Sinskey A.J., Silverman G.J. Characterization of injuryincurred by Escherichia coli upon freeze-drying. -J.Bacteriol., 1970, v.101, p.429−437.
  189. Sogin S.I., Ordal Z.J. Regeneration of ribosomes and ribosomal ribonucleic acid during repair of thermal injury to Staphylococcus aureus. J.Bacteriol., 1967, v.94, p.1082−1087.
  190. Stevenson K.E., Graumlich T.R. Thermal stress of yeastsand molds. Adv.Appl.Microbiol., 1978, v.23, p. 203−218.
  191. Stiles M.E., Witter L.D. Thermal inactivation, heat injury and recover of Staphylococcus aureus. J. Dairy Sci., 1965, v. 48, p.677−681.
  192. Strange R.E. Effect of magnesium on permeability controlin chilled bacteria. Nature (London), 1964, v. 203, p.1304−1355.
  193. Strange R.E., Dark P.A. Effect of chilling on Aerobacteraerogenes in aqueous suspension. J.Gen.Microbiol., 1962, v.29, p.719−730.
  194. Strange R.E., Ness A.G. Effect of chilling on bacteriain aqueous suspension. Nature (London), 1963, v. 197, N 4869, p.819−823.
  195. Strange R.E., Shon M. Effects of thermal stress on viability and ribonucleic acid of Aerobacter aerogenes in aqueous suspension. J.Gen.Microbiol., 1964, v.34, p.99−114.
  196. Tanguay R.M. Genetic regulation during heat shock andfunction of heat-shook proteins. Can.J.Biochem., 1983, v.61, p.387−394.
  197. Tanguay R.M., Camato R., Lettre P., Vincent M. Expression of histone genes during heat shock and in arsen-itetreated Drosophila Kc cells. Can.J.Biochem. Cell.Biol., 1983, v.61, p.414−420.
  198. Tanguay R.M., Vincent M. Biosynthesis and characterization of heat shock proteins in Chironomus tentans salivary glands. Can.J.Biochem., 1981, v.59, p. 67−73.
  199. Tischner R., Heise K.-P., Nelle R., Lorenzen H. Changesin pigment content, lipid pattern and ultrastructu-re of synchronous Chlorella after heat and cold shock. Planta, 1978, v.139, p.29−33.
  200. Tomlins R.I., Ordal Z.J. Precursor ribosomal ribonucleicacid and ribosome accumulation in vivo during the recovery of Salmonella typhimurium from thermal injury. J.Bacteriol., 1971a, v.107, р*134−142.
  201. Tomlins R.I., Ordal Z.J. Requirements of Salmonella typhimurium 7136 for recovery from thermal injury. -J.Bacteriol., 1971b, v.105, p.512−518.
  202. Tomlins R.I., Ordal Z.J. Thermal injury and inactivationin vegetative bacteria. In: Inhibition and inactivation of vegetative microbes. Ed. Skinner P.A., Hugo W.B. — Hew York & London: Acad. Press, 1976, p.153−190.
  203. Tomlins R.I., PiersonM.D., Ordal Z.J. Effect of thermalinjury on the TCA cycle enzymes of Staphylococcusaureus MP 31 and Salmonella typhimurium 7136. -Can.J.Microbiol., 1971, v.17, p.759−765.
  204. Tomlins K.I., Vaales G, L, Ordal Z.J. Lipid biosynthesisduring the recovery of Salmonella typhimurium from thermal injury. Can.J.Microbiol., 1972, v.18, p.1015−1021.
  205. Tomlins R.I., Watkins T.R., Gray R.J.H. Membrane lipidalteration and thermal stress in Salmonella typhimurium 7136. Appl, Env.Microbiol., 1982, v.44, p.1110−1117.
  206. Traci P.A., Duncan C.L. Cold shock lethality and injuryin Clostridium perfringens. Appl.Microbiol., 1974, v.28, p.815−821.
  207. Trump B.P., Berezesky I.K., Chang S.H., Pendergrass R.S.,
  208. Mergner W. J, The role of ion shifts in cell injury, «Scann, Electron Microsc.1979, v.3, p.3, p.1−13.
  209. Tsuchido T, Ozawa 0., Shibasaki L. Growth inhibition ofheated cells of Escherichia coli by tylosin, J, Ferment Technol., 1975, v.53, p.363−371.
  210. Van Baalen C, The effect of ultraviolet irradiation ona coccoid blue-green algae: survival, photosynthesis, and photoreactivation, Plant Physiol., 1968, v.43, p.1689−1695.
  211. Velazquez J.M., DiDomenico B.J., Lindquist S. Intracellular localization of heat shock proteins in Droso-phila, Cell, 1980, v.20, p.679−689.
  212. Verrips C, T., Kwast R, H, Heat Resistance of Citrobacterfreundii in media with various water activities. Eur.J.Appl.Microbiol., 1977, v.4, p.225−231.
  213. Webb S.J. The effect of oxygen on the possible repairof dehydration damage by Escherichia coli. J. Gen.Microbiol., 1969, v.58, p.317−321.
  214. Welker H.E. Microbial endurance and resistance to heatstress. In: The survival of vegetative microbes. — Cambridge Univ. Press, 1976, p.241−279.
  215. West S., Emmerson P. Induction of protein synthesis in
  216. Escherichia coli following UV-or-^-irradiation, mitomycine treatment or tif expression. Mol.Gen. Genet., 1977, v.151, p.57−67.
  217. White H.R. The effect of variation in pH on the heat resistance of cultures of Streptococcus faecalis. -J.Appl.Bacterid., 1963, v.26, p.91−99.
  218. Witter L.D. Thermal injury and recover of selected microorganisms. J. Dairy Sci., 1981, v.64, p.174−177.
  219. Wolk P.O. Physiology and cytological chemistry of bluegreen algae. Bact.Revs., 1973, v.37, р.32-Ю1.
  220. Wood Т.Н. Lethal effects of high and low temperature onunicellular organisms. Adv.Biol.Med.Phys., 1956, v.4, p.119−164.
  221. Woodcock E., Grigg G.W. Repair of thermally induced ШАbreakage in Escherichia coli. nature Hew Biology, 1972, v.237, p.76−79.
  222. Yamamori Т., Ito K., Nakamura Y., Yura T. Transient regulation of protein synthesis in Escherichia coli upon shiftup of growth temperature. J.Bacteriol., 1978, v.134, p.1133−1140.
  223. Yamamori Т., Yura Т. Temperature-induced synthesis of specific proteins in Escherichia coli: evidence for transcriptional control. J.Bacteriol., 1980, v. 142, p.843−851.
  224. Yamamori Т., Yura T. Genetic control of heat-shock proteinsynthesis and its bearing on growth and thermal resistance in Escherichia coli K-12. Proc.Natl. Acad. SciJQSA, 1982, v.79, p.860−864.
  225. Zaske S.K., DockinsW.S., Schillinger J.E., Mcfeters G.A.
  226. Hew method to assess bacterial injury in water. -Appl.Env.Microbiol., 1980, v.39, p.656−658.
  227. Zhevner V.D., Shestakov S.V. Studies on the ultravioletsensitive mutants of blue-green algae Synechocys-tis aquatilis Sanv. Arch.Mikrobiol., 1972, v.86, p.349−360.
  228. Zimmerman L. Survival of Serratia marcescens after freezedrying or aerosolization at unfavorable humidity. I. Effects of sugars. J.Bacteriol., 1962, v.84, p.1297−1302.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!