Характеристика нового семейства метил-ДНК связывающих белков, содержащих POZ-домен и цинковые пальцы

Выводы.

— найдены два новых гомолога Kaiso: ZBTB4 и ZBTB38, у которых гомологичны три цинковые пальца и N-концевые BTB/POZ домены.

— показано, что ZBTB4 и ZBTB38 связываются с метилированой ДНК in vitro, причем для связывания достаточно одного метилированого CpGкроме этого ZBTB4 имеет сродство и к неметилированому KBS сайту, также как и Kaiso.

— показано, что ZBTB4 и ZBTB38 связываются с метилированой ДНК in vivo. Данные белки привлекаются к метилированым хромоцентрам и взаимодействуют с метилированым DMR локуса H19/IGF2- при отсутствии метилирования в клетках dnmtl-/- данные белки уже не связываются с хромоцентрами.

— показано, что ZBTB4 и ZBTB38 являются метилчувствительными репрессорами, причем для эффективной репрессии ZBTB4 достаточно трех цинковых пальцев, в то время как для ZBTB38 необходимы как цинковые пальцы, так и BTB/POZ домен. ZBTB4 является более сильным репрессором, чем ZBTB38.

— установлено, что ZBTB4 и ZBTB38 экспрессируются во всех протестированных органах и тканях, хотя и на разном уровне.

Благодарности.

Хочу выразить благодарность своему научному руководителю Прохорчуку Егору Борисовичу за чуткое руководство и возможность работать над интересными темами. Также хочу поблагодарить тех, кто оказал неоценимую помощь: Саложина Сергея, Прохорчук Анну, Айтхожину Дану. Выразить благодарность Мазуру Александру и Дееву Игорю за обсуждение и критику работы.

Отдельно поблагодарить за предоставленные клеточные линии профессора Бёрда и за предоставление мыши — доктора Вольфом Райком, доктора Дефоссеза за предоставленные антитела.

Хочу поблагодарить кафедру биофизики за возможность выбирать лабораторию, особо хочу выразить благодарность Заседателеву Александру Сергеевичу.

Заключение

.

Основным вопросом в области изучения метил-ДНК связывающих белков, как уже упоминалось выше, является тот факт, что животные, у которых удалены гены известных метил-ДНК-связывающих белков: МВЭ2, МеСР2, Ка1зо, МЬс11, — нормально проходят стадию эмбрионального развития. с.

03 1— п.

03 ф.

0) 'ли.

9490 7460.

2370 с Ф 0) о. сп Л сп си.

I * '! ^.

О) с и щт ся 13 Е хГ.

— Ш с ф о 03 о. ф о.

У> 3 Е со н са N.

1350 В.

100 г сл.

00 .си ю к ш щ ю ю ю г.

Ш ш ш.

Рисунок 20. /ВГВ4 экспрессируется во всех протестированных тканях и органах на разном уровне. А. нозерн блот гибридизация с РНК из различных органов, на каждую дорожку нанесено, но 2 мкг РНКверхняя панель: блот был егибридизован с полноразмерной кДНК гВТВ4- нижняя панель: блот гибридизовали с кДНК САРОН В. РТ-ПЦР на РНК, выделенной из различных органов и эмбрионов. Уровень экспрессии ХВТВ4 определяли с помощью РТ-ПЦР и нормализовали по сигналу от Крэ29 транскрипта.

В то время как уменьшение метилированых цитозинов по пятому положению в геноме в результате нокаута гена метил-ДНК-трансферазы dnmt-1 приводит к смерти эмбриона в середине гестации. Одним из возможных объяснений является взаимозаменяемость данных метил-ДНК-связывающих белков. Однако, недавно было показано, что мышь, в которой путем генетического нокаута удалили гены этих трех метил-ДНК-связывающихся белков, развивалась нормально в течение всего эмбрионального периода. Фенотип такой взрослой мыши был практически такой же как и у мыши нокаутной по МеСР2 гену, т. е. с симптомами характерными для Ретт синдрома. Более того в лаборатории профессора Берда (Adrian Bird) на основе siRNA была получена клеточная линия фибробластов из клеток хвоста мыши (нокаутной по Mbd2, МеСР2, Kaiso генам), в которой отсутствовал белок Mbdl (Helle Jorgensen&Adrian Bird, personal communication). Поэтому, вероятно, что данные белки являются не единственными белками, которые могут воспринимать метилированую ДНК.

В данной работе на основе поиска по базе данных данных NCBI, RefSeq проект были найдены два белка, гомологичные Kaiso: ZBTB4 и ZBTB38. Эти белки имеют три гомологичных цинковых пальца и похожую доменную структуру всего белка: на N-конце все три белка содержат BTB/POZ домен. ZBTB4 и ZBTB38 более схожи друг с другом, чем с Kaiso. Возможно эти семейства генов являются результатом двух расхождений от одного общего гена: первое привело к происхождению Kaiso-предшественника и ZBTB4/ZBTB38-npefliuecTBeHHHKa. гВТВ4/гВТВ38-предшественник в свою очередь привел к образованию ZBTB4 и ZBTB38. Данная работа показала, что все три белка связываются с метилированой ДНК. Этот факт говорит в пользу того, что вероятно, общий предшественник данных генов также был наделен этим свойством взаимодействовать с метилированой ДНК, и такая способность связывать метилированую ДНК с помощью цинковых пальцев должна существовать в целом ряде организмов. Практически во всех видах позвоночных были найдены ортологи ZBTB4 и ZBTB38, таким образом можно выделить два семейства: одно содержит ZBTB4, другое ZBTB38. И хотя у некоторых организмов и не были идентифицированы гены того или иного семейства, скорей всего это связано с незаконченностью геномых проектов для данных видов.

Эксперименты по задержке подвижности комплексов белок-ДНК показали, что ZBTB4, также как и Kaiso, обладает сродством к нескольким последовательностям ДНК. In vitro, три цинковых пальца ZBTB4, гомологичные цинковым пальцам Kaiso, могут взаимодействовать как с метилированой ДНК, так и с неметилированым KBS сайтом. Кроме этого, ZBTB4 содержит ещё три дополнительных цинковых пальца (рис.8), которые возможно могут участвовать в распознавании ещё какой-либо последовательности. Такая картина имеет место для ZBTB38 (105). Zenon является крысиным гомологом ZBTB38. Как было показано в работе (105) Zenon связывается с неметилированой ДНК, а точнее с Е-боксом CACCTG. Таким образом, и ZBTB4, и ZBTB38 связываются не только с метилированой ДНК, но и с определенными неметилироваными последовательностями.

Если же рассматривать только свойства данных белков связывать метилированую ДНК, то ZBTB4 и ZBTB38 ведут себя также как и MBD белки: связывают метилированые CpG in vitro, привлекаются на хромоцентры в мышиных клетках и подавляют транскрипцию с метилированой матрицы.

1. Reference List.

2. Walsh, С.P., Chaillet, J.R. & Bestor, T.H. Transcription of IAP endogenous retroviruses is constrained by cytosine methylation. Nat. Genet. 20, 116−117 (1998).

3. Jones, P.A. & Baylin, S.B. The fundamental role of epigenetic events in cancer. Nat. Rev. Genet. 3,415−428 (2002).

4. Bird, A. DNA methylation patterns and epigenetic memory. Genes Dev. 16, 6−21 (2002).

5. Klose, R.J. & Bird, A.P. Genomic DNA methylation: the mark and its mediators. Trends Biochem. Sci. 31, 89−97 (2006).

6. Prokhortchouk, A. et al. The pi20 catenin partner Kaiso is a DNA methylation-dependent transcriptional repressor. Genes Dev. 15, 1613−1618(2001).

7. Лыоин Б. М. Гены, издательство МИР, (1987).

8. Tariq, M. & Paszkowski, J. DNA and histone methylation in plants. Trends Genet. 20, 244−251 (2004).

9. Lander, E.S. et al. Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature 409, 860 921 (2001).

10. Bird, A.P. & Wolffe, A.P. Methylation-induced repression—belts, braces, and chromatin. Cell 99,451−454(1999).

11. Venter, J.C. et al. The sequence of the human genome. Science 291, 1304−1351 (2001).

12. Jones, P.A. DNA methylation errors and cancer. Cancer Res. 56,2463−2467 (1996).

13. Beaujean, N. et al. Non-conservation of mammalian preimplantation methylation dynamics. Curr. Biol. 14, R266-R267 (2004).

14. Santos, F., Hendrich, B., Reik, W. & Dean, W. Dynamic reprogramming of DNA methylation in the early mouse embryo. Dev. Biol. 241, 172−182 (2002).

15. Lucifero, D., Mann, M.R., Bartolomei, M.S. & Trasler, J.M. Gene-specific timing and epigenetic memory in oocyte imprinting. Hum. Mol. Genet. 13, 839−849 (2004).

16. Adams, R.L. & Lindsay,! 1. What is hemimethylated DNA? FEBS Lett. 320,243−245 (1993).

17. Adams, R.L. DNA methylation. The effect of minor bases on DNA-protein interactions. Biochem. J. 265, 309−320 (1990).

18. Adams, R.L. Eukaryotic DNA methyltransferases—structure and function. Bioessays 17, 139−145 (1995).

19. Bestor, T.II. Activation of mammalian DNA methyltransferase by cleavagc of a Zn binding regulatory domain. EMBOJ. 11,2611−2617 (1992).

20. Li, E., Bestor, T.H. & Jaenisch, R. Targeted mutation of the DNA methyltransferase gene results in embryonic lethality. Cell 69,915−926 (1992).

21. Lei, H. ei al. De novo DNA cytosine methyltransferase activities in mouse embryonic stem cells. Development 122, 3195−3205 (1996).

22. Fuks, F., Hurd, P.J., Deplus, R. & Kouzarides, T. The DNA methyltransferases associate with HP1 and the SUV39H1 histone methyltransferase. Nucleic Acids Res. 31, 2305−2312(2003).

23. Tatematsu, K.I., Yamazaki, T. & Ishikawa, F. MBD2-MBD3 complex binds to hemi-methylated DNA and forms a complex containing DNMT1 at the replication foci in late S phase. Genes Cells 5, 677−688 (2000).

24. Howell, C.Y. et al. Genomic imprinting disrupted by a maternal effect mutation in the Dnmtl gene. Cell 104, 829−838 (2001).

25. Ratnam, S. et al. Dynamics of Dnmtl methyltransferase expression and intracellular localization during oogenesis and preimplantation development. Dev. Biol. 245, 304−314 (2002).

26. Okano, M., Bell, D.W., Haber, D.A. & Li, E. DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Cell 99, 247−257 (1999).

27. Gowher,! 1. & Jeltsch, A. Enzymatic properties of recombinant Dnmt3a DNA methyltransferase from mouse: the enzyme modifies DNA in a non-processive manner and also methylates non-CpG correction of non-CpA. sites. J. Mol. Biol. 309, 1201−1208 (2001).

28. Xu, G.L. et al. Chromosome instability and immunodeficiency syndrome caused by mutations in a DNA methyltransferase gene. Nature 402, 187−191 (1999).

29. Bourc’his, D. & Bestor, T.H. Meiotic catastrophe and retrotransposon reactivation in male germ cells lacking Dnmt3L. Nature 431, 96−99 (2004).

30. Webster, K.E. et al. Meiotic and epigenetic defects in Dnmt3L-knockout mouse spermatogenesis. Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A 102, 4068−4073 (2005).

31. Okano, M., Xie, S. & Li, E. Dnmt2 is not required for de novo and maintenance methylation of viral DNA in embryonic stem cells. Nucleic Acids Res. 26, 2536−2540 (1998).

32. Hermann, A., Schmitt, S. & Jeltsch, A. The human Dnmt2 has residual DNA-(cytosine-C5) methyltransferase activity. J. Biol. Chem. 278,31 717−31 721 (2003).

33. Gidekel, S. & Bergman, Y. A unique developmental pattern of Oct-¾ DNA methylation is controlled by a cis-demodification element. J. Biol. Chem. 277,34 521−34 530 (2002).

34. Rand, E., Ben Porath, I., Keshet, I. & Cedar, H. CTCF elements direct allele-specific undermethylation at the imprinted HI9 locus. Curr. Biol. 14, 1007−1012 (2004).

35. Morey, C. el al. The region 3' to Xist mediates X chromosome counting and 113 Lys-4 dimethylation within the Xist gene. EMBOJ. 23, 594−604 (2004).

36. Clerc, P. & Avner, P. Multiple elements within the Xic regulate random X inactivation in mice. Scmin. Cell Dev. Biol. 14, 85−92 (2003).

37. Morey, C. et al. The region 3' to Xist mediates X chromosome counting and H3 Lys-4 dimethylation within the Xist gene. EMBO J. 23, 594−604 (2004).

38. Ogawa, Y. & Lee, J.T. Xite, X-inactivation intergenic transcription elements that regulate the probability of choice. Mol. Cell 11,731−743 (2003).

39. Heard, E. et al. Methylation of histone H3 at Lys-9 is an early mark on the X chromosome during X inactivation. Cell 107, 727−738 (2001).

40. O’Neill, L.P. et al. A developmental switch in H4 acetylation upstream of Xist plays a role in X chromosome inactivation. EMBOJ. 18,2897−2907 (1999).

41. Costanzi, C., Stein, P., Worrad, D.M., Schultz, R.M. & Pehrson, J.R. Histone macroll2Al is concentrated in the inactive X chromosome of female preimplantation mouse embryos. Development 127,2283−2289 (2000).

42. Heard, E. et al. Methylation of histone 113 at Lys-9 is an early mark on the X chromosome during X inactivation. Cell 107, 727−738 (2001).

43. Cohen, D.E. & Lee, J.T. X-chromosome inactivation and the search for chromosome-wide silencers. Curr. Opin. Genet. Dev. 12, 219−224 (2002).

44. Reik, W. & Walter, J. Genomic imprinting: parental influence on the genome. Nat. Rev. Genet. 2, 21−32 (2001).

45. Klenova, E.M., Morse, H.C., III, Ohlsson, R. & Lobanenkov, V.V. The novel BORIS + CTCF gene family is uniquely involved in the epigenetics of normal biology and cancer. Semin. Cancer Biol. 12, 399−414 (2002).

46. Schoenherr, C.J., Levorse, J.M. & Tilghman, S.M. CTCF maintains differential methylation at the Igf2/H19 locus. Nat. Genet. 33, 66−69 (2003).

47. Rand, E., Ben Porath, I., Keshet, I. & Cedar, H. CTCF elements direct allele-specific undermethylation at the imprinted HI9 locus. Curr. Biol. 14, 1007−1012 (2004).

48. Schoenherr, C.J., Levorse, J.M. & Tilghman, S.M. CTCF maintains differential methylation at the Igf2/H19 locus. Nat. Genet. 33, 66−69 (2003).

49. Nicholls, R.D. & Knepper, J.L. Genome organization, function, and imprinting in Prader-Willi and Angelman syndromes. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 2, 153−175 (2001).

50. Robertson, K.D. DNA methylation and human disease. Nat. Rev. Genet. 6,597−610 (2005).

51. Chan, A.O. el al. CpG island methylation in aberrant crypt foci of the colorectum. Am. J. Pathol. 160,1823−1830(2002).

52. Sherr, C.J. Cancer cell cycles. Science 21 A, 1672−1677 (1996).

53. Esteller, M. et al. Hypcrmethylation of the DNA repair gene 0(6)-methylguanine DNA methyltransferase and survival of patients with diffuse large B-cell lymphoma./. Natl. Cancer Inst. 94,26−32 (2002).

54. Rozenblum, E. et al. Tumor-suppressive pathways in pancreatic carcinoma. Cancer Res. 57, 1731−1734(1997).

55. Steenman, M.J. et al. Loss of imprinting of IGF2 is linked to reduced expression and abnormal methylation of 1119 in Wilms' tumour. Nat. Genet. 7,433−439 (1994).

56. Martin, C. & Zhang, Y. The diverse functions of histone lysine methylation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 6, 838−849 (2005).

57. Schneider, R. et al. Histone H3 lysine 4 methylation patterns in higher eukaryotic genes. Nat. Cell Biol. 6, 73−77 (2004).

58. Zegerman, P., Canas, B., Pappin, D. & Kouzarides, T. Histone H3 lysine 4 methylation disrupts binding of nucleosome remodeling and deacetylase (NuRD) repressor complex. J. Biol. Chem. Ill, 11 621−11 624 (2002).

59. Peters, A.H. et al. Partitioning and plasticity of repressive histone methylation states in mammalian chromatin. Mol. Cell 12, 1577−1589 (2003).

60. Garcia-Cao, M., 0'Sullivan, R., Peters, A.H., Jenuwein, T. & Blasco, M.A. Epigenetic regulation of telomere length in mammalian cells by the Suv39hl and Suv39h2 histone methyltransferases. Nat. Genet. 36, 94−99 (2004).

61. Fischle, W. et al. Regulation of HP 1-chromatin binding by histone H3 methylation and phosphorylation. Nature (2005).

62. Mutskov, V. & Felsenfeld, G. Silencing of transgene transcription precedes methylation of promoter DNA and histone H3 lysine 9. EMBOJ. 23, 138−149 (2004).

63. Lindroth, A.M. et al. Dual histone 113 methylation marks at lysines 9 and 27 required for interaction with CHROMOMETHYLASE3. EMBOJ. 23, 4286−4296 (2004).

64. Fuks, F. et al. The methyl-CpG-binding protein MeCP2 links DNA methylation to histone methylation. J. Biol. Chem. 278,4035−4040 (2003).

65. Meehan, R.R., Lewis, J.D., McKay, S., Kleiner, E.L. & Bird, A.P. Identification of a mammalian protein that binds specifically to DNA containing methylated CpGs. Cell 58, 499−507(1989).

66. Lewis, J.D. et al. Purification, sequence, and cellular localization of a novel chromosomal protein that binds to methylated DNA. Cell 69, 905−914 (1992).

67. Stancheva, I., Collins, A.L., Van, d.V., 1, Zoghbi, H. & Meehan, R.R. A mutant form of MeCP2 protein associated with human Rett syndrome cannot be displaced from methylated DNA by notch in Xenopus embryos. Mol. Cell 12,425−435 (2003).

68. Guy, J., Hendrich, B., Holmes, M., Martin, J.E. & Bird, A. A mouse Mecp2-null mutation causes neurological symptoms that mimic Rett syndrome. Nat. Genet. 27,322−326 (2001).

69. Martinowich, K. el al. DNA methylation-related chromatin remodeling in activity-dependent BDNF gene regulation. Science 302, 890−893 (2003).

70. Klose, R.J. et al. DNA binding selectivity of MeCP2 due to a requirement for A/T sequences adjacent to methyl-CpG. Mol. Cell 19, 667−678 (2005).

71. Fujita, N. et al. Mechanism of transcriptional regulation by methyl-CpG binding protein MBD1. Mol. Cell Biol. 20, 5107−5118 (2000).

72. Jorgensen, H.F., Ben Porath, I. & Bird, A.P. Mbdl is recruited to both methylated and nonmethylated CpGs via distinct DNA binding domains. Mol. Cell Biol. 24, 3387−3395 (2004).

73. IIendrich, B. & Bird, A. Identification and characterization of a family of mammalian methyl-CpG binding proteins. Mol. Cell Biol. 18, 6538−6547 (1998).

74. Sarraf, S.A. & StanchevaJ. Methyl-CpG binding protein MBD1 couples histone H3 methylation at lysine 9 by SETDB1 to DNA replication and chromatin assembly. Mol. Cell 15, 595−605 (2004).

75. Fujita, N. el al. Methyl-CpG binding domain 1 (MBD1) interacts with the Suv39hl-HPl heterochromatic complex for DNA methylation-based transcriptional repression.J. Biol. Chem. 278, 24 132−24 138 (2003).

76. Zhao, X. et al. Mice lacking methyl-CpG binding protein 1 have deficits in adult neurogenesis and hippocampal function. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 100, 6777−6782 (2003).

77. IIendrich, B-, Guy, J., Ramsahoye, B., Wilson, V.A. & Bird, A. Closely related proteins MBD2 and MBD3 play distinctive but interacting roles in mouse development. Genes Dev. 15,710−723 (2001).

78. Sansom, O.J. et al. Deficiency of Mbd2 suppresses intestinal tumorigenesis. Nat. Genet. 34,145−147 (2003).

79. Hutchins, A.S. et al. Gene silencing quantitatively controls the function of a developmental trans-activator. Mol. Cell 10, 81−91 (2002).

80. Lee, P.P. et al. A critical role for Dnmtl and DNA methylation in T cell development, function, and survival. Immunity. 15, 763−774 (2001).

81. Wade, P.A. et al. Mi-2 complex couples DNA methylation to chromatin remodelling and histone deacetylation. Nat. Genet. 23, 62−66 (1999).

82. Wong, E. et al. Mbd4 inactivation increases Cright-arrowT transition mutations and promotes gastrointestinal tumor formation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 99, 1 493 714 942 (2002).

83. Hendrich, B. et al. Genomic structure and chromosomal mapping of the murine and human Mbdl, Mbd2, Mbd3, and Mbd4 genes. Mamm. Genome 10, 906−912 (1999).

84. Klug, A. & Schwabe, J.W. Protein motifs 5. Zinc fingers. FASEBJ. 9, 597−604 (1995).

85. Pavletich, N.P. & Pabo, C.O. Zinc finger-DNA recognition: crystal structure of a ZII268-DNA complex at 2.1 A. Science 252, 809−817 (1991).

86. Yokono, M., Saegusa, N., Matsushita, K. & Sugiura, Y. Unique DNA binding mode of the N-terminal zinc finger of transcription factor Spl. Biochemistry 37, 6824−6832 (1998).

87. Isalan, M. & Choo, Y. Engineered zinc finger proteins that respond to DNA modification by Haelll and Hhal methyltransferase enzymes. J. Mol. Biol. 295,471−477 (2000).

88. Isalan, M., Klug, A. & Choo, Y. Comprehensive DNA recognition through concerted interactions from adjacent zinc fingers. Biochemistry 37, 12 026;12033 (1998).

89. Laity, J.H., Dyson, H.J. & Wright, P.E. DNA-induced alpha-helix capping in conserved linker sequences is a determinant of binding affinity in Cys (2)-His (2) zinc fingers. J. Mol. Biol. 295, 719−727 (2000).

90. Nagaoka, M., Nomura, W., Shiraishi, Y. & Sugiura, Y. Significant effect of linker sequence on DNA recognition by multi-zinc finger protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 282, 1001−1007(2001).

91. Dovat, S. et al. A common mechanism for mitotic inactivation of C2H2 zinc finger DNA-binding domains. Genes Dev. 16, 2985−2990 (2002).

92. Jantz, D. & Berg, J.M. Reduction in DNA-binding affinity of Cys2I lis2 zinc finger proteins by linker phosphorylation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 101, 7589−7593 (2004).

93. Hyre, D.E. & Klevit, R.E. A disorder-to-order transition coupled to DNA binding in the essential zinc-finger DNA-binding domain of yeast ADR1. J. Mol. Biol. 279, 929−943 (1998).

94. Collins, T., Stone, J.R. & Williams, A.J. All in the family: the BTB/POZ, KRAB, and SCAN domains. Mol. Cell Biol. 21,3609−3615 (2001).

95. Daniel, J.M. & Reynolds, A.B. The catenin pl20(ctn) interacts with Kaiso, a novel BTB/POZ domain zinc finger transcription factor. Mol. Cell Biol. 19, 3614−3623 (1999).

96. Spring, C.M. et al. The catenin pl20(ctn) inhibits Kaiso-mediated transcriptional repression of the beta-catenin/TCF target gene matrilysin. Exp. Cell Res. 305,253−265 (2005).

97. Kim, S.W. el al. Non-canonical Wnt signals are modulated by the Kaiso transcriptional repressor and pl20-catenin. Nat. Cell Biol. 6, 1212−1220 (2004).

98. Rodova, M., Kelly, K.F., VanSaun, M., Daniel, J.M. & WerIe, M.J. Regulation of the rapsyn promoter by kaiso and delta-catenin. Mol. Cell Biol. 24, 7188−7196 (2004).

99. Prokhortchouk, A. et al. Kaiso-deficient mice show resistance to intestinal cancer. Mol. Cell Biol. 26, 199−208 (2006).

100. Yoon, H.G., Chan, D.W., Reynolds, A.B., Qin, J. & Wong, J. N-CoR mediates DNA methylation-dependent repression through a methyl CpG binding protein Kaiso. Mol. Cell 12, 723−734 (2003).

101. Ruzov, A. et al. Kaiso is a genome-wide repressor of transcription that is essential for amphibian development. Development 131, 6185−6194 (2004).

102. Kim, S.W. et al. Isolation and characterization of XKaiso, a transcriptional repressor that associates with the catenin Xpl20(ctn) in Xenopus laevis. J. Biol. Chem. 277, 8202−8208 (2002).

103. Forne, T. et al. Loss of the maternal H19 gene induces changes in Igf2 methylation in both cis and trans. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 94, 10 243−10 248 (1997).

104. Kiefer, H. et al. ZENON, a novel POZ Kruppel-like DNA binding protein associated with differentiation and/or survival of late postmitotic neurons. Mol. Cell Biol. 25, 1713−1729 (2005).

105. Ramsahoye, B.H. et al. Non-CpG methylation is prevalent in embryonic stem cells and may be mediated by DNA methyltransferase 3a. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 97, 52 375 242 (2000).

106. DeIaval, K. & Feil, R. Epigenetic regulation of mammalian genomic imprinting. Curr. Opin. Genet. Dev. 14, 188−195 (2004).

107. Lehnertz, B. et al. Suv39h-mediated histone H3 lysine 9 methylation directs DNA methylation to major satellite repeats at pericentric heterochromatin. Curr. Biol. 13, 1192−1200 (2003).

108. Jackson-Grusby, L. et al. Loss of genomic methylation causes p53-dependent apoptosis and epigenetic deregulation. Nat. Genet. 27, 31−39 (2001).

109. Sasai, N., Matsuda, E., Sarashina, E., Ishida, Y. & Kawaichi, M. Identification of a novel BTB-zinc finger transcriptional repressor, CIBZ, that interacts with CtBP corepressor. Genes Cells 10, 871−885 (2005).

110. По материалам диссертации опубликованы.

111. FilionG., Zhenilo S., Salozhin S., Yamada D., Prokhortchouk E. and Defossez P-A. A family of human zinc finger proteins that bind methylated DNA and repress transcription. Molecular and Cellular Biology, 2006, Vol. 26(1), 169−81.