Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Влияние микроокружения на функциональную активность в лимфоцитов

Диссертация: Влияние микроокружения на функциональную активность в лимфоцитов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

M 2-меркаптоэтанола (Sigma), и инкубировали в 25 мл культуральном матрасике (Nunc) в течение 12−18 ч при температуре +37°С и 5% С02 в инкубационной камере (Flow). После инкубации неприкрепившиеся клетки собирали, отмывали и переводили в ФСБ, содержащий 0,1% бычьего сывороточного альбумина (БСА). На следующем этапе из суспензии удаляли Т клетки методом негативной иммуномагнитной сепарации (эта… Читать ещё >

Влияние микроокружения на функциональную активность в лимфоцитов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений

Цели и задачи.10.

Научная новизна.12.

Практическая значимость.13.

Основные положения, выносимые на защиту.15.

Часть 1. Обзор литературы.17.

117 Выводы.

1. При адоптивном переносе клеток селезенки мышей СВА мышам CBA/N переносимые В клетки сохраняют свою функциональную активность в организме реципиентов.

2. Неактивные in vivo В клетки брюшной полости мышей СВА начинают синтезировать/секретировать ИГ в микроокружении селезенки мышей CBA/N.

3. Спленоциты мышей СВА в микроокружении брюшной полости мышей CBA/N IgM не продуцируют,.

4. Разработана модель, позволяющая исследовать функциональную активность перитонеальных клеток мышей СВА в микроокружении брюшной полости мышей CBA/N.

5. Активированные in vitro перитонеальные клетки мышей СВА перестают продуцировать IgM в микроокружении брюшной полости мышей CBA/N, при этом в брюшной полости реципиентов В клетки, способные образовывать IgM in vitro сохраняются.

6. Микроокружение брюшной полости угнетает образование IgM В лимфоцитами мыши.

2.7.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Приведенные в обзоре данные свидетельствуют о том, что В лимфоциты представляют сложно организованную систему клеток с разными свойствами. В клетки представлены в различных органах: костном мозге, селезенке, лимфатических узлах, крови, мукозальных лимфоидных тканях, оментуме, полостях тела (перитонеальной и плевральной) и даже в тимусе. Между этими органами в большинстве случаев идет постоянный обмен лимфоцитами. Разные субпопуляции В клеток распределены неодинаково: В-2 преобладают в селезенке и лимфоузлах, В-1 — в брюшной полости, a MZ-B клетки у мышей представлены только в селезенке. Локализация В лимфоцитов во многом определяет их свойства и функциональную активность. Микроокружение влияет на фенотип В клеток, их хоминг, профиль генной экпрессии, способность отвечать на стимулы разного происхождения. Различия выявлены в свойствах В лимфоцитов одной субпопуляции, но разной локализации. И наоборот, В клетки разных субпопуляций, локализованные в одном органе становятся похожими по некоторым своим свойствам.

В перитонеальной полости В клетки находятся в угнетенном состоянии, но при этом сохраняют свою жизнеспособность. Они не продуцируют Ig in vivo, но приобретают эту способность при инкубации in vitro или в другом микроокружении. Для проявления своей функциональной активности В клетки должны покинуть перитонеальную полость и мигрировать в эффекторные сайты. Вместе с тем влияние микроокружения на функциональную активность изучено не достаточно. Неясно, различен ли ответ В-1 и В-2 клеток селезенки и брюшной полости на ТЗ и ТН антигенывлияет ли удаление селезенки на спектр антител к ТЗ и ТН антигенамвозникают ли в брюшной полости и селезенке «новые» В-1 лимфоциты с BCR к экзогенным антигенампочему В лимфоциты селезенки продуцируют антитела in vivo, а лимфоциты перитонеальной полости — нетучаствуют ли В-2 клетки селезенки в образовании нормальных антителизменяются ли свойства В клеток при переносе их из одного микроокружения в другоечто определяет образование В клетками слизистых оболочек в основном IgAнеизвестно как микроокружение брюшной полости повлияет на функциональную активность уже продуцирующих Ig В лимфоцитов и т. д.

В связи с этим целью нашего исследования являлось определение влияния микроокружения брюшной полости и селезенки на функциональную активность В лимфоцитов разной локализации. В задачи исследования входили:

•S Отработка условий внутривенного и внутрибрюшинного переноса клеток селезенки и перитонеальной полости мышей СВА конгенным xid-мышам CBA/N.

•S Выявление распределения перенесенных клеток мышей СВА в селезенке и брюшной полости мышей CBA/N.

•S Определение влияния перитонеального микроокружения селезенки мышей CBA/N на функциональную активность В лимфоцитов селезенки и перитонеальной полости мышей СВА.

•S Определение влияния микроокружения брюшной полости мышей CBA/N на функциональную активность В лимфоцитов селезенки. •S Определение содержания ИГОК в брюшной полости спленэктомированных мышей CBA/N после внутрибрюшинного введения им спленоцитов СВА.

•S Активация перитонеальных В лимфоцитов путем инкубации их in vitro, •f Разработка модели, позволяющей исследовать активность перитонеальных клеток СВА.

V Определение влияния микроокружения брюшной полости мышей CBA/N на синтез/секрецию IgM преинкубированными in vitro перитонеальными клетками мышей СВА.

ЧАСТЬ 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Глава 3. Материалы и методы исследования.

3.1. ЖИВОТНЫЕ.

В опытах использовали самок мышей СВА и CBA/N массой 16−18 г. Мыши СВА были полученных из питомника РАМН «Андреевка» (Москва, Россия). CBA/N мыши были любезно предоставлены ГУ ЦНИИ туберкулеза РАМН (за что мы приносим глубокую благодарность сотрудникам «Лаборатории экспериментальной иммуногенетики») и размножены в виварии ГУ НИИ ВС им. И. И. Мечникова.

3.2. АНТИГЕН И ИММУНИЗАЦИЯ.

Для иммунизации использовали синтетический ТН-2 антиген поливинилпирролидон (ПВП36о). Мышам вводили по 2 мкг ПВП в 100 мкл фосфатного солевого буфера (ФСБ) внутривенно (в подглазничный синус) или внутрибрюшинно. Ответ определяли по числу антитело-образующих клеток (АОК) в селезенке на 4-е сутки после введения антигена.

3.3. СПЛЕНЭКТОМИЯ.

Спленэктомию мышей CBA/N проводили, используя для ингаляционной анестезии диэтиловый эфир. В качестве шовного материала применяли POLYSORB UL-204 (3−0) и полигликолид PGA (3/0). Мышей фиксировали на препаративном столике, разрезали кожу и вскрывали брюшную полость. Селезенку удаляли, предварительно наложив лигатуру на сосуды. После спленэктомии поэтапно закрывали перитонеальную полость и кожу. Для профилактики послеоперационных инфекционных осложнений применяли сульфаниламид и спиртовой раствор бриллиантового зеленого. В опытах использовали животных спустя 4−6 недель после операции.

3.4. ПОЛУЧЕНИЕ КЛЕТОЧНЫХ СУСПЕНЗИЙ.

Моноклеточную суспензию спленоцитов получали, гомогенизируя селезенку в 5 мл среды RPMI 1640 (Gibco). Клетки осаждали центрифугированием при +4°С, на 200 g в течение 7−10 мин. Осадок ресуспендировали и удаляли эритроциты гипотоническим шоком: к осадку добавляли 900 мкл дистиллированной Н20 и перемешивали 10 с, затем добавляли 100 мкл 10-кратного раствора Хэнкса с феноловым красным (МПБП, Россия). После лизиса эритроцитов спленоциты осаждали и дважды отмывали средой RPMI-1640.

Перитонеальные клетки получали, вымывая содержимое брюшной полости 7−10 мл среды RPMI 1640: брюшную полость вскрывали, вводили 23 мл среды, аккуратно суспендировали и отбирали средупроцедуру повторяли 2−3 раза. Затем клетки осаждали и дважды отмывали средой. В полученных суспензиях определяли число живых и мертвых клеток.

3.5. ПОДСЧЕТ ЧИСЛА ЖИВЫХ И МЕРТВЫХ КЛЕТОК.

Подсчет живых и мертвых клеток проводили в камере Горяева, используя 0,1% раствор трипанового синего (Trypan blue stain 0,4%, Gibco) в.

0,9% растворе NaCl. Расчет проводили по формуле: с х*а Ъ*к где: С — концентрация клеток (млн/мл) — х — число просчитанных клетока — разведениеb — число просчитанных «больших» квадратов в камере Горяевак — коэффициент равный 4.

3.6. ПОЛУЧЕНИЕ В-1 ЛИМФОЦИТОВ.

В-1 лимфоциты выделяли из суспензии перитонеальных клеток. Для этого проводили смыв из брюшной полости как описано выше. Для удаления макрофагов отмытые средой перитонеальные клетки переводили в «полную» среду: RPMI-1640 с 5% эмбриональной телячьей сыворотки (ЭТС) (Gibco), 2% хепеса (Gibco), 1% пирувата натрия (Sodium pyruvate lOOmM, Sigma), 1% антибиотиков (Gibco), 1,5% глютамина (L-Glutamine 200 mM, Gibco) и 5×10″ n.

M 2-меркаптоэтанола (Sigma), и инкубировали в 25 мл культуральном матрасике (Nunc) в течение 12−18 ч при температуре +37°С и 5% С02 в инкубационной камере (Flow). После инкубации неприкрепившиеся клетки собирали, отмывали и переводили в ФСБ, содержащий 0,1% бычьего сывороточного альбумина (БСА). На следующем этапе из суспензии удаляли Т клетки методом негативной иммуномагнитной сепарации (эта часть работы была проведена совместно сотрудником нашей лаборатории Гавриловой М. В., за что приношу ей глубокую благодарность). Для удаления Т лимфоцитов использовали магнитные бусы, покрытые антителами к пан-Т клеточному маркеру Thy-1.2 (Dynabead Mouse pan-T (Thy 1.2), Dynal Biotech ASA, Norway). Работу проводили согласно инструкции фирмы. Собранные с культуральных флаконов клетки инкубировали с шариками (из расчета 48 шариков на клетку) в течение 30 мин при +4°С на ротаторе. Присоединившие бусы клетки осаждали на магните, надосадочную жидкость собирали и находящиеся в ней клетки осаждали центрифугированием. Из полученной суспензии удаляли В-2 лимфоциты и оставшиеся макрофаги методом негативной иммуномагнитной сепарации. Для этого использовали крысиные антитела к макрофагальному маркеру F4/80 (Purified anti-mouse F4/80-like receptor (FG12), BD Pharmingen) и поверхностному антигену В-2 лимфоцитов CD23 (Purified rat anti-mouse CD23 (FcsRII)(B3B4), BD Pharmingen) мыши. Для удаления провзаимодействовавших с антителами клеток использовали магнитные бусы, покрытые антителами барана против IgG крысы (Dyanbead М450 Sheep anti Rat IgG, Dynal Biotech ASA). Связавшие шарики клетки осаждали при помощи магнита. Надосадочную жидкость, содержащую выделенные В-1 лимфоциты отбирали.

Содержащиеся в ней клетки отмывали, доводили до необходимой концентрации и использовали в дальнейших экспериментах. Выделенные клетки содержали 85% В-1 лимфоцитов.

3.7. ПОЛУЧЕНИЕ В-2 ЛИМФОЦИТОВ.

В-2 клетки выделяли из суспензии клеток селезенки. Спленоциты получали как описано ранее. Для удаления макрофагов спленоциты инкубировали в среде RPMI-1640 (RPMI-1640, Gibco), содержащей 7% ЭТС (Gibco), 1,5 ч на пластиковых чашках Петри (Ленмедполимер, Россия) при +37°С и 5% СОг в инкубационной камере (Flow). Не прикрепившиеся клетки собирали, отмывали и ресуспендировали в концентрации 100×10б/мл в ФСБ, содержащем 0,1% БСА. В-2 клетки получали с помошью фирменного набора для негативного выделения В-2 лимфоцитов (Dynal Mouse В cell negative isolation kit, Invitrogen Dynal AS) согласно прилагаемой инструкции. К 100 мкл суспензии клеток концентрацией 100×10б/мл добавляли 20 мкл коктейля антител из набора и 20 мкл ЭТС (Gibco), инкубировали 20 мин при +4°С, один раз отмывали в 2 мл ФСБ с 0,1% БСА, ресуспендировали в 800 мкл ФСБ с 0,1% БСА и добавляли 200 мкл суспензии магнитных бус из набора. Клетки инкубировали с шариками 20 мин при комнатной температуре на ротаторе (). Покрытые шариками клетки осаждали на магните. Надосадочную жидкость, содержащую выделяемые В-2 лимфоциты отбирали. В-2 клетки отмывали и использовали в дальнейших экспериментах. Полученная суспензия клеток содержала 86% В-2 клеток.

3.8. ВИТАЛЬНОЕ ОКРАШИВАНИЕ КЛЕТОК CFDA-SE.

Для окрашивания клеток использовали витальный флуоресцентный краситель карбоксифлуоресцеин диацетат сукцинимидиловым эфиром — CFDA-SE (Invitrogen). Суспензию клеток 50×106/мл в ФСБ с 0,1% БСА, смешивали 1:1 с рабочим раствором красителя (40 мкМ) и инкубировали 10 мин при +37°С. (Рабочий раствор CFDA-SE готовили непосредственно перед использованием из 2 мМ сток раствора в диметилсульфоксиде, хранящегося при -20°С). Окрашивание останавливали, добавляя холодную среду RPMI-1640 с 10% ЭТС. Затем клетки дважды отмывали средой без ЭТС, подсчитывали и вводили мышам. Число окрашенных клеток в селезенке и брюшной полости реципиентов определяли при помощи люминесцентной микроскопии на микроскопе ЛЮМАМ (ЛОМО, Россия) и методом проточной цитофлуориметрии с помощью проточного цитофлуориметра (Beckman Coulter EPICS XL).

При люминесцентной микроскопии использовали стекла двух типов: 10-ти луночные мультитестовые стекла (10-well Multitest Slide Fragile, ICN) и 12-ти луночные стекла с адгезионным покрытием (Adhesion slide (Superior), Marinefield). Клетки, окрашенные CFSE (50−100×103), вносили в лунки на стеклах, давали им осесть в течение 30 минут и фиксировали 4% раствором параформальдегида в 0,9% NaCl. После фиксации клеток стекла отмывали ФСБ от формалина и подсчитывали число светящихся клеток в поле зрения микроскопа (просчитывали не менее 5 полей).

При проточной цитофлуориметрии клетки, окрашенные CFSE, фиксировали 1% раствором параформальдегида в 0,9% растворе NaCl и определяли число окрашенных клеток на проточном цитофлуориметре Beckman Coulter EPICS XL. Результаты обрабатывали с помощью программы SYSTEM II (Beckman Coulter).

Данная часть работы была выполнена совместно с сотрудниками нашей лаборатории Гавриловой М. В. и Григорьевым И.В.

3.9. ОКРАШИВАНИЕ КЛЕТОК ФЛУОРЕСЦЕНТНЫМИ АНТИТЕЛАМИ.

Для фенотипической характеристики клеток использовали меченые флуоресцентными красителями антитела: РЕ anti-mouse CD19 (1D3) (BD Pharmingen) и FITC anti-mouse CD3 molecular complex (17A2) (BD Pharmingen). Иммунофлуоресцентное окрашивание клеток проводили в растворе или после фиксации на стеклах.

При окрашивании флуоресцентными антителами на стеклах, клетки (50−100×103) вносили в лунки 10 луночных мультитестовых стекол (ICN), давали им осесть в течение 30 минут и фиксировали 4% раствором параформальдегида в 0,9% NaCl. После фиксации клеток, стекла отмывали от параформальдегида в ФСБ. В лунки вносили растворы меченых флуоресцентным красителем антител в разведении 1/200 в ФСБ и выдерживали 30 минут при +20°С в темной влажной камере. Затем клетки 2 раза отмывали ФСБ от непрореагировавших антител. Число светящихся клеток подсчитывали на люминесцентном микроскопе ЛЮМАМ (JIOMO, Россия).

При окрашивании флуоресцентными антителами в растворе, отмытые средой клетки (200−500×103) ресуспендировали в ФСБ с 0,1% БСА и осаждали. Надосадочною жидкость сливали, осадок ресуспендировали, добавляли к нему по 20 мкл меченых флуоресцентным красителем антител в разведении 1/200 в ФСБ с 1% БСА и инкубировали 30 мин при +4 °С. После инкубации клетки отмывали ФСБ с 0,1% БСА и фиксировали 1% раствором параформальдегида в 0,9% растворе NaCl. Подсчет фиксированных окрашенных клеток проводили на проточном цитофлуориметре Beckman Coulter EPICS XL. Результаты обрабатывали с помощью программы SYSTEM II (Beckman Coulter).

3.10. КУЛЬТИВИРОВАНИЕ КЛЕТОК IN VITRO.

Для культивирования in vitro в разных опытах использовали пулы клеток от 2−10 мышей СВА или CBA/N. Клетки культивировали в 96-луночных плашках (Nunc) в 200 мкл полной среды при +37°С и 5% СОг в инкубационной камере (Flow) в течение 4-х дней. В качестве полной среды для культивирования клеток использовали среду RPMI-1640 (Gibco) с 10% ЭТС (Gibco) и добавлением 2% хепеса (Gibco), 1% пирувата натрия (Gibco), 1% антибиотиков (Gibco), 1,5% глютамина (L-Glutamine 200 mM, Gibco) и п.

5x10 М 2-меркаптоэтанола (Sigma). Среду готовили непосредственно перед получением клеток. В лунки вносили по 1×106 клеток селезенки или по 0,8×106 клеток брюшной полости. По окончании инкубации клетки собирали, отмывали, определяли число Ig-образующих клеток (ИГОК) с помощью ELISPOT. Число пересчитывали на 106 клеток.

3.11. АДОПТИВНЫЙ ПЕРЕНОС КЛЕТОК.

Клетки вводили внутривенно (в подглазничный синус) в 150 мкл среды RPMI-1640 (Gibco) и внутрибрюшинно в 200−500 мкл среды RPMI-1640 (Gibco). Число переносимых клеток варьировало в зависимости от цели опыта. Интактные спленоциты мышам вводили внутривенно по 15×10б клеток или внутрибрюшинно по 5×106 клеток. Интактные клетки брюшной полости вводили по ЗхЮ6 внутривенно или по 1,5−3×10б внутрибрюшинно.

В-2 лимфоциты вводили внутривенно по ЗхЮ6. В-1 лимфоциты вводили внутривенно по 1×10б.

После инкубации in vitro клетки переносили только внутрибрюшинно: спленоциты — по 5×10б клетокклетки брюшной полости — по 1,5−2×10б клеток.

3.12. КЛЕТОЧНЫЙ ИММУНОФЕРМЕНТНЫЙ АНАЛИЗ (ELISPOT).

Для выявления АОК и IgM-ИГОК использовали нитроцеллюлозные планшеты (Millipore), которые сенсибилизировали ПВП (для выявления АОК) или козьими антителами к Ig мыши (Sigma, USA) (для выявления ИГОК). Сайты неспецифической сорбции на нитроцеллюлозе, оставшиеся свободными после сенсибилизации, забивали БСА (в лунки вносили 1% раствор БСА в ФСБ). Поскольку планировалось изучать ответ мышей на ТН-2 антиген ПВП, при выявлении АОК и ИГОК определяли содержание IgM-продуцентов. На сенсибилизированные и отмытые ФСБ нитроцеллюлозные диски наносили клетки селезенки или брюшной полости мышей (по 100×103 для определения АОК и по 10×10 для определения ИГОК) и культивировали их в среде RPMI-1640 с 1% ЭТС в течение 18−24 ч при +37°С и 5% С02 в инкубационной камере (Flow). По окончании инкубации клетки удаляли, диски отмывали, поэтапно добавляли усиливающую кроличью антисыворотку к ц-цепям мыши (инкубация один час при +37°С с последующей отмывкой), пероксидазный конъюгат антител к IgG кролика (инкубация один час при +37°С с последующей отмывкой) и субстратный буфер, содержащий 1,4-хлорнафтол и Н202 (инкубация 20 мин при комнатной температуре в темноте). Реакцию останавливали дистиллированной Н20. После высушивания фильтров число образовавшихся окрашенных комплексов (плаков) подсчитывали под микроскопом и пересчитывали на 106 клеток.

Глава 4. Результаты исследования.

Как говорилось выше, В-1, В-2 и MZ-B клетки распределены в организме неодинаково. Так в селезенке преобладают В-2 лимфоциты, а в брюшной полости — В-1. Свойства В лимфоцитов в значительной степени зависят от их локализации. В первую очередь следовало охарактеризовать клетки селезенки и брюшной полости мышей СВА и CBA/N.

4.1. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА СЛЕТОК СЕЛЕЗЕНКИ И БРЮШНОЙ ПОЛОСТИ МЫШЕЙ СВА И CBA/N.

4.1.1. Определение общего числа клеток в селезенке и брюшной полости мышей СВА и CBA/N.

Суспензии клеток селезенки и брюшной полости получали, как описано в материалах и методах. Для подсчета числа живых и мертвых клеток использовали камеру Горяева. Из селезенки мышей СВА удавалось получить (58,2±3,36)х10б клеток, из них живые составляли 98,1±1,32%, а мертвые не более 1,9±1,32%. Из брюшной полости мышей СВА вымывали (4,58±0,56)х10б клеток, из них 80,7±2,56% живых и 19,3±2,56% мертвых, т. е. порядка 3,7×106 живых клеток. Из селезенки мышей CBA/N удавалось выделить (35±5,34)х10б клеток, из них живые составляли 97,76±0,79%, а мертвые 2,24±0,79%. Из брюшной полости мышей CBA/N получали (0,89±-0,23)х106 клеток, в том числе 69,7±2,24% живых и 30,3±2,24% мертвых, т. е. в среднем 0,7×106 живых клеток. Таким образом, в селезенке мышей CBA/N в целом содержалось в 1,7 раза меньше клеток, чем в селезенке мышей СВА. Число клеток в брюшной полости отличалось еще больше — из перитонеальной полости у мышей CBA/N удавалось выделить в 4,6 раз меньше клеток, чем у мышей СВА.

4.1.2. Определение числа В и Т лимфоцитов в селезенке и брюшной полости мышей СВА и CBA/N.

Поскольку мыши CBA/N иммунодефицитны, можно было предполагать, что клеточный состав селезенки и перитонеальной полости мышей СВА и CBA/N неодинаков. Для определения содержания В и Т лимфоцитов в селезенке мышей СВА и CBA/N клетки окрашивали флуоресцентными конъюгатами антител, специфичных к поверхностным маркерам, характеризующим В и Т лимфоциты (CD 19 и CD3 соответственно) и определяли процент окрашенных клеток методом цитофлуориметрии, как описано в материалах и методах. В селезенке мышей СВА В лимфоциты (CD19+) составляли 44,5*1,2%, а Т лимфоциты (CD3+) — 35,7±1,76%. В брюшной полости мышей этой линии содержалось 50,1±1,92% В клеток и 17,6±0,92% Т лимфоцитов. У мышей CBA/N в селезенке содержалось не больше 16,6±0,9% В лимфоцитов и 48,9±7,24% Т клеток. В брюшной полости В клетки составляли не более 5,28±0,34%, а Т клетки — 20,6±1,08%.

Таким образом, процентное содержание В лимфоцитов как в селезенке, так и в брюшной полости мышей CBA/N было значительно снижено по сравнению с таковым у мышей СВА: в селезенке почти в 2,7 раза, а в брюшной полости — в 5 раз. При этом содержание Т клеток было примерно одинаковым или у мышей CBA/N даже превышало таковое у мышей СВА (табл. 4).

4.1.3. Функциональная активность В лимфоцитов селезенки и брюшной полости мышей СВА и CBA/N.

На следующем этапе следовало выяснить функциональную активность В лимфоцитов селезенки и перитонеальной полости мышей СВА и CBA/N, определямую по числу IgM-ИГОК, выявляемых методом ELISPOT. Содержание ИГОК в спленоцитах интактных мышей СВА в различных опытах варьировало и составляло 3041±230 IgM-ИГОК на 10б клетокв брюшной полости при этом удавалось выявить 20±13 IgM-ИГОКхЮ6 клеток,.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Alugupalli K.R., Gerstein R.M. Divide and conquer: division of labor by В-1 В cells // Immunity. — 2005. — Vol. 23. — P. 1−2.
  2. Alugupalli K.R., Leong J.M., Woodland R.T., Muramatsu M., Honjo Т., Gerstein R.M. Bib lymphocytes confer T cell-independent long-lasting immunity // Immunity. — 2004. — Vol. 3. — P. 379−390.
  3. Ansel K.M., Harris R.B., CysterJ.G. CXCL13 is required for B1 cell homing, natural antibody production, and body cavity immunity. Immunity. — 2002. — Vol. 16. — P. 67−76.
  4. Attanavanich K., Kearney J.F. Marginal zone, but not follicular В cells, are potent activators of naive CD4 T cells // J. Immunol. — 2004. — Vol. 172.—P. 803−811.
  5. Balazs M., Martin F., Zhou Т., Kearney J. Blood dendritic cells interact with splenic marginal zone В cells to initiate T-independent immune responses // Immunity. — 2002. — Vol. 17. — P. 341−352.
  6. Banchereau J., Briere F., Caux C. et al. Immunobiology of dendritic cells // Annu Rev Immunol. — 2000. — Vol. 18. — P. 767−811.
  7. Benson M.J., Erickson L.D., Gleeson M.W., Noelle R.J. Affinity of antigen encounter and other early B-cell signals determine B-cell fate // Curr Opin Immunol. — 2007. — Vol. 19(3). — P. 275−280.
  8. Berberich S., Forster R., Pabst O. The peritoneal micromolleu commits В cells to home to body cavities and the small intestine // Blood. — 2007. — Vol. 109.—N. 11. —4627−4634.
  9. Berenson C.S., Ryan J.L. Murine peritoneal macrophage gangliosides inhibit lymphocyte proliferation // Leukoc Biol. — 1991. —1. Vol. 50(4). —P. 393−401.
  10. BerlandR., Wortis H.H. Origins and functions of B-l cells with notes on the role of CD5 // Annu Rev Immunol. — 2002. — Vol. 20. — P. 253 300.
  11. Bjerke K., Brandtzaeg P., Rognum Т.О. Distribution of immunoglobulin producing cells is different in normal human appendix and colon mucosa // Gut. — 1986. — Vol. 27. — 667−674.
  12. Brandtzaeg P. Immunohistochemical characterization of intracellular J-chain and binding site for secretory component (SC) in human immunoglobulin (Ig)-producing cells // Mol Immunol. — 1983. — Vol. 20.—P. 941−966.
  13. Brandtzaeg P. Presence of J chain in human immunocytes containing various immunoglobulin classes // Nature.— 1974.— Vol.252.— P. 418−420.
  14. Brandtzaeg P. Role of J chain and secretory component in receptor-mediated glandular and hepatic transport of immunoglobulins in man // Scand J Immunol. — 1985. — Vol. 22. — P. 111−146.
  15. Brandtzaeg P., Farstad I.N., Johansen F-E., Morton H.C., Norderhaug I.N., Yamanaka T. The B-cell system of human mucosae and exocrine glands // Immunol Rev. — 1999. — Vol. 171. — P. 45−87.
  16. Brandtzaeg P, Johansen F.E. Mucosal В cells: phenotypic characteristics, transcriptional regulation, and homing properties // Immunol Rev. — 2005. — Vol. 206. — P. 32−63.
  17. Caligaris-Cappio F., Gobbi M., Bofill M., Janossy G. Infrequent normal В lymphocytes express features of В-chronic lymphocytic leukemia // J. Exp. Med. — 1982. — Vol. 155. — P. 623−628.
  18. Cariappa A., Pillai S. Antigendependent B-cell development // Curr. Opin. Immunol. —2002.—Vol. 14, —P. 241−249.
  19. Cariappa A., Liou H.C., Horwitz B.H., Pillai S. Nuclear factor кВ is required for the development of marginal zone В lymphocytes // J. Exp. Med. — 2000. — Vol. 192. — P. 1175−1182.
  20. Carlsen H.S., Baekkevold E.S., Johansen F-E., Haraldsen G., Brandtzaeg P. В cell attracting chemokine 1 (CXCL13) and its receptor CXCR5 are expressed in normal and aberrant gut associated lymphoid tissue // Gut. — 2002. — Vol. 51. — P. 364−371.
  21. Casali P., Burastero S.E., Nakamura M., Inghirami G., and Notkins A. L. Human lymphocytes making rheumatoid factor and antibody to ssDNA belong to Leu-1+ В cell subset // Science. — 1987. — Vol. 236. — P. 7781.
  22. Chumley M.J., Dal Porto J.M., Cambier J.C. The unique antigen receptor signaling phenotype of B-l cells is influenced by locale but induced by antigen // J Immunol. — 2002. — Vol. 169(4). — P. 1735−1743.
  23. Chumley M.J., Dal Porto J.M., Kawaguchi S., Cambier J.C., Nemazee D., Hardy R.R. A VH11V kappa 9 В cell antigen receptor drives generation of CD5+ В cells both in vivo and in vitro II J Immunol. — 2000. — Vol. 164(9). — P. 4586−4593.
  24. Cong Y.Z., Rabin E., Wortis H.H. Treatment of murine CD5- В cells with anti-Ig, but not LPS, induces surface CD5: two В cell activation pathways // Int. Immunol. — 1991. — Vol. 3. — P. 467−476.
  25. Crago S.S., Kutteh W.H., Mora I., Allansmith M.R., Radl J., Haaijman J.J., Mestecky J. Distribution of IgAl-, IgA2-, and J chain-containing cells in human tissues//J Immunol. — 1984. —Vol. 132(1).—P. 16−18.
  26. M., Tovar Z., Talal N. В cells expressing CD5 are increased in Sjogren’s syndrome // Arthritis. Rheum. — 1988. — Vol. 31. — P. 642 647.
  27. Djaldetti M., Bergman M., Salman H., Cohen A.M., Fibach E., Bessler H. On the mechanism of post-splenectomy leykocytosis in mice// Eur. J. Clin. Investig. — 2003. — Vol. 33. — P. 811−817.
  28. Fagarasan S., Honjo T. Intestinal IgA synthesis: regulation of front-line body defences // Nat Rev Immunol. — 2003. — Vol. 3. — P.63−72.
  29. Fagarasan S., Kinoshita K., Muramatsu M., Ikuta K., Honjo T. In situ class switching and differentiation to IgA-producing cells in the gut lamina propria // Nature. — 2001. — Vol. 413. — P. 639−643.
  30. Fagarasan S., Watanabe N., Honjo T. Generation, expansion, migration and activation of mouse B1 cells // Immunol Rev.— 2000.— Vol. 176, —205−215.
  31. Fujihashi K., McGhee J.R., Kweon M.N., Cooper M.D., Tonegawa S., Takahashi I., Hiroi Т., Mestecky J., Kiyono H. Gamma/delta T cell-deficient mice have impaired mucosal immunoglobulin A responses // J Exp Med.— 1996, — Vol. 183(4). —P. 1929−1935.
  32. Fujihashi K., McGhee J.R., Yamamoto M., Hiroi Т., Kiyono H. Role of gamma delta T cells in the regulation of mucosal IgA response and oral tolerance // Ann N Y Acad Sci. — 1996. — Vol. 778. — P. 55−63.
  33. Ghosn E.E., Yang Y., Tung J., Herzenberg L.A., Herzenberg L.A. CD1 lb expression distinguishes sequential stages of peritoneal B-l development // Proc Natl Acad Sci USA. — 2008. — Vol. 105(13). — P. 5195−5200.
  34. Gray D., MacLennan I.C., Bazin H., Khan M. Migrant mu+ delta+ and static mu+ delta- В lymphocyte subsets // Eur. J. Immunol. — 1982. — Vol. 12.—P. 564−569.
  35. Guinamard R., Okigaki M., Schlessinger J., Ravetch J.V. Absence of marginal zone В cells in Рук-2-deficient mice defines their role in the humoral response // Nat. Immunol. — 2000. — Vol. 1. — P. 31−36.
  36. Ha S.A., Tsuji М., Suzuki К., Meek В., Yasuda N, Kaisho T, Fagarasan S. Regulation of B1 cell migration by signals through Toll-like receptors // J Exp Med. — 2006. — Vol. 203. — P. 2541−2550.
  37. K.M., Рое J.C., Steeber D.A., Tedder T.F. B-la and B-lb cells exhibit distinct developmental requirements and have unique functional roles in innate and adaptive immunity to S. pneumoniae // Immunity. — 2005.—Vol. 23. —P. 7−18.
  38. Hamaguchi Y., Uchida J., Cain D.W. et al. The peritoneal cavity provides a protective niche for B1 and conventional В lymphocytes during anti-CD20 immunotherapy in mice // J Immunol.— 2005.—-Vol. 174.— P. 4389−4399.
  39. Hao Z., Rajewsky K. Homeostasis of peripheral В cells in the absence of В cell influx from the bone marrow // J. Exp. Med.— 2001.— Vol. 194. —P. 1151−1164.
  40. Hardin J. A., Yamaguchi K., Sherr DH. The role of peritoneal stromal cells in the survival of sIgM+ peritoneal В lymphocyte populations // Cell Immunol. — 1995. — Vol. 161(1). — P. 50−60.
  41. R.R. В-1 В cell development // J Immunol.— 2006.— Vol. 177(5). — P. 2749−2754.
  42. Hardy, R.R., Hayakawa K. A developmental switch in В lymphopoiesis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1991. —Vol. 88.—P. 11 550−11 554.
  43. Hardy, R.R., Hayakawa К., Shimizu M., Yamasaki K., Kishimoto T. Rheumatoid factor secretion from human Leu-1 В cells // Science. — 1987. — Vol. 236. — P. 81−83.
  44. Hastings W.D., Gurdak S.M., Tumang J.R., Rothstein T.L. CD5+/Mac-1-peritoneal В cells: a novel В cell subset that exhibits characteristics of B-l cells // Immunol Lett. — 2006. — Vol. 105(1). — P. 90−96.
  45. Hastings W.D., Tumang J.R., Behrens T.W., Rothstein T.L. Peritoneal B-2 cells comprise a distinct B-2 cell population with B-lb-like characteristics // Eur J Immunol.— 2006.— Vol. 36(5). — P. 1114— 1123.
  46. Hayakawa K., Hardy R.R., Parks D.R., Herzenberg L.A. The «Ly-l B» cell subpopulation in normal immunodefective, and autoimmune mice // J Exp Med. — 1983. — Vol. 157(1). — P. 202−218.
  47. Herzenberg LA. B-l cells: the lineage question revisited // Immunol Rev. — 2000. — Vol. 175. — P. 9−22.
  48. Hopken U.E., Achtman A.H., Kruger K., Lipp M. Distinct and overlapping roles of CXCR5 and CCR7 in B-l cell homing and early immunity against bacterial pathogens // J Leukoc Biol. — 2004. — Vol. 76.—P. 709−718.
  49. Hsu S.M. Phenotypic expression of В lymphocytes. III. Marginal zone В cells in the spleen are characterized by the expression of Tac and alkalinephosphatase // J. Immunol. — 1985. — Vol. 135. — P. 123−130.
  50. Janeway C.A.Jr., Medzhitov R. Innate immune recognition // Annu Rev Immunol. — 2002. — Vol. 20. — P. 197−216.
  51. Johansen F.E., Braathen R., Brandtzaeg P. Role of J chain in secretory immunoglobulin formation // Scand J Immunol. — 2000. — Vol. 52. — P. 240−248.
  52. Kantor A.B., Herzenberg L.A. Origin of murine В cell lineages // Annu. Rev. Immunol. — 1993. — Vol. 11. — P. 501−538.
  53. Kantor A.B., Stall A.M., Adams S., Herzenberg L.A. Adoptive transfer of murine B-cell lineages // Ann NY Acad Sci.— 1992.— Vol.651.— P. 168−169.
  54. Kantor A.B., Stall A.M., Adams S., Herzenberg L.A. and Herzenberg L.A. Differential development of progenitor activity for three B-cell lineages // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1992. — Vol. 89. — P. 33 203 324.
  55. Kantor A.B., Stall A.M., Adams S., Watanabe K., Herzenberg L.A. De novo development and self-replenishment of В cells // Int Immunol. — 1995. — Vol. 7(1). — P. 55−68.
  56. Kantor A. A new nomenclature for В cells // Immunol. Today.— 1991, —Vol. 12.—P. 388.
  57. Kantor A.B. The development and repertoire of B-l cells (CD5 В cells) // Immunol Today. — 1992. — Vol. 13.
  58. KawaharaT., Ohdan H., Zhao G., Yang Y.G., Sykes M. Peritoneal cavity В cells are precursors of splenic IgM natural antibody-producing cells // J Immunol. —2003. —Vol. 171(10). —P. 5406−5414.
  59. Kenny J.J., Rezanka L.J., Lustig A. et al. Autoreactive В cells escape clonal deletion by expressing multiple antigen receptors // J Immunol. — 2000. —Vol. 164.—P. 4111−4119.
  60. Klinman D.M., Holmes K.L. Differences in the repertoire expressed by peritoneal and splenic Ly-1 (CD5)+ В cells // J Immunol. — 1990.— Vol. 144(12).—P. 4520−4525.
  61. Korsrud F.R., Brandtzaeg P. Quantitative immunohistochemistry of immunoglobulinand J-chain-producing cells in human parotid and submandibular glands // Immunology.— 1980.— Vol.39.— P. 129 140.
  62. Kroese F.G., Butcher E.C., Stall A.M. et al. Many of the IgA producing plasma cells in murine gut are derived from self-replenishing precursors in the peritoneal cavity // Int Immunol. — 1989. — Vol. 1. — P. 75−84.
  63. Lam K.P., Rajewsky К. В cell antigen receptor specificity and surface density together determine B-l versus B-2 cell development // J. Exp. Med. — 1999. —Vol. 190.—P. 471−477.
  64. Lortan J., Gray D., Kumararatne D.S. et al. Regulation of the size of the recirculating В cell pool of adult rats // Adv. Exp. Med. Biol. — 1985. — Vol. 186. —P. 593−601.
  65. Macpherson A.J., Gatto D., Sainsbury E. et al. A primitive T cellindependent mechanism of intestinal mucosal IgA responses to commensal bacteria // Science. — 2000. — Vol. 288. — P. 2222−2226.
  66. Martin F., Kearney J.F. Marginal zone В cells П Nat. Rev. Immunol. — 2002. — Vol. 2. — P. 323−335.
  67. Martin F., Oliver A.M., Kearney J.F. Marginal zone and BIB cells unite in the early response against T-independent blood-borne particulate antigens // Immunity. — 2001. — Vol. 14. — P. 617−629.
  68. Masmoudi H., Mota-Santos Т., Huetz F. et al. All T15 Id-positive antibodies (but not the majority of VHT15 antibodies) are produced by peritoneal CD5+ В lymphocytes // Int. Immunol. — 1990. — Vol. 2. — P. 515−520.
  69. Mestecky J., McGhee J.R. Immunoglobulin A (IgA): molecular and cellular interactions involved in IgA biosynthesis and immune response // Adv Immunol. — 1987. — Vol. 40. — P. 153−245.
  70. Montecino-Rodriguez E., Dorshkind K. New perspectives in В-1 В cell development and function // Trends Immunol. — 2006. — Vol. 27(9). — P. 428−433.
  71. Montecino-Rodriguez E., Leathers H., Dorshkind K. Identification of a B-1 В cell-specified progenitor // Nat Immunol. — 2006. — Vol. 7(3). — P. 293−301.
  72. Mosmann T.R., Gravel Y., Williamson A.R., Baumal R. Modification and fate of J chain in myeloma cells in the presence and absence of polymeric immunoglobulin secretion // Eur J Immunol. — 1978. — Vol. 8. — P. 94 101.
  73. Murakami M., Nakajima K., Yamazaki K. et al. Effects of breeding environments on generation and activation of autoreactive B-l cells in anti-red blood cell autoantibody transgenic mice // J Exp Med. — 1997. — Vol. 185. —P. 791−794.
  74. Murakami M., Tsubata Т., Okamoto M. et al. Antigen-induced apoptotic death of Ly-1 В cells responsible for autoimmune disease in transgenic mice // Nature. — 1992. — Vol. 357. — P. 77−80.
  75. Murakami M., Yoshioka H., Shirai T. et al. Prevention of autoimmune symptoms in autoimmune-prone mice by elimination of B-l cells // Int Immunol. — 1995. — Vol. 7(5). — P. 877−882.
  76. Murphy K., Travers P., Walport M. et al. Janeway’s immunobiology. Seventh edition. — New York and London: Garland sciense, 2008. — 888 p.
  77. O’Connor B.P., Vogel L.A., Zhang W. et al. Imprinting the fate of antigen-reactive В cells through the affinity of the В cell receptor // J Immunol. — 2006. — Vol. 177(11). — P. 7723−7732.
  78. Okamoto M., Shimizu A., Ozaki S. et al. A transgenic model of autoimmune hemolytic anemia // J Exp Med. — 1992. — Vol. 175. — P. 71−79.
  79. Oliver A.M., Martin F., Gartland G.L. et al. Marginal zone В cells exhibit unique activation, proliferative and immunoglobulin secretory responses // Eur. J. Immunol. — 1997. — Vol. 27. — P. 2366−2374.
  80. Oliver A.M., Martin F., Kearney J.F. IgMhighCD21high lymphocytes enriched in the splenic marginal zone generate effector cells more rapidly than the bulk of follicular В cells // J. Immunol. — 1999. — Vol. 162. — P. 7198−7207.
  81. Pachynski R.K., Wu S.W., Gunn M.D., Erie D.J. Secondary lymphoid-tissue chemokine (SLC) stimulates integrin alpha 4 beta 7-mediated adhesion of lymphocytes to mucosal addressin cell adhesion molecule-1
  82. MAdCAM-1) under flow 11 J Immunol. — 1998. — Vol. 161(2). — P. 952−956.
  83. Park J.H., Kim Y.G., Shaw M. et al. Nodl/RICK and TLR signaling regulate chemokine and antimicrobial innate immune responses in mesothelial cells // J Immunol. — 2007. — Vol. 179(1). — P. 514−521.
  84. Paus D., Phan T.G., Chan T.D., Gardam S., Basten A., Brink R. Antigen recognition strength regulates the choice between extrafollicular plasma cell and germinal center В cell differentiation // J Exp Med. — 2006. — Vol. 203(4). —P. 1081−1091.
  85. Pillai S., Cariappa A., Moran S.T. Marginal zone В cells // Annu Rev Immunol. —2005. — Vol. 23. — P. 161−196.
  86. Pillai S., Cariappa A., Moran S.T. Positive selection and lineage commitment during peripheral B-lymphocyte development // Immunol. Rev. — 2004. — Vol. 197. — P. 206−218.
  87. Pinho Mde F., Hurtado S.P., El-Cheikh M.C., Borojevic R. Haemopoietic progenitors in the adult mouse omentum: permanent production of В lymphocytes and monocytes // Cell Tissue Res. — 2005. — Vol. 319(1). — P. 91−102.
  88. Prior L., Pierson S., Woodland R.T., Riggs J. Rapid restoration of B-cell function in XID mice by intravenous transfer of peritoneal cavity В cells // Immunology. — 1994. — Vol. 83. — P. 180−183.
  89. Rothstein T.L. Cutting edge commentary: two B-l or not to be one // J. Immunol. — 2002. — Vol. 168(9). — P. 4257−4261.
  90. Salmi M., Jalkanen S. Lymphocyte homing to the gut: attraction, adhesion, and commitment // Immunol Rev. — 2005. — Vol. 206. — P. 100−113.
  91. Sato S., Ono N., Steeber D.A. et al. CD 19 regulates В lymphocyte signaling thresholds critical for the development of B-l lineage cells and autoimmunity // J. Immunol. — 1996. — Vol. 157. — P. 4371.
  92. Stall A.M., Adams S., Herzenberg L.A., Kantor A.B. Characteristics and development of the murine B-lb (Ly-1 В sister) cell population // Ann. NY Acad. Sci. — 1992. — Vol. 651. — P. 33−43.
  93. Stoermann В., Kretschmer K., Diiber S., Weiss S. B-la cells are imprinted by the microenvironment in spleen and peritoneum // Eur J Immunol. — 2007. — Vol. 37(6). — P. 1613−1620.
  94. Tanigaki K., Han H., Yamamoto N. et al. Notch-RBP-J signaling is involved in cell fate determination of marginal zone В cells // Nat.1.munol. — 2002. — Vol. 3. — P. 443−450.
  95. Tominaga A., Takaki S., Koyama N. et al. Transgenic mice expressing a В cell growth and differentiation factor gene (interleukin 5) develop eosinophilia and autoantibody production // J. Exp. Med. — 1991. — Vol. 173. —P. 429.
  96. Tumang J.R., Hastings W.D., Bai C., Rothstein T.L. Peritoneal and splenic B-l cells are separable by phenotypic, functional, and transcriptomic characteristics // Eur J Immunol. — 2004. — Vol. 34(8). — P. 2158−2167.
  97. Waldschmidt T.J., Kroese F.G., Tygrett L.T. et al. The expression of В cell surface receptors. III. The murine low-affinity IgE Fc receptor is not expressed on Ly 1 or 'Ly 1-like' В cells // Int. Immunol. — 1991. — Vol. 3, —P. 305−315.
  98. H., Boehm Т., Dear N., Carsetti R. В-1 а В cells that link the innate and adaptive immune responses are lacking in the absence of the spleen // J Exp Med. — 2002. — Vol. 195. — P. 771−780.
  99. Wasserman R., Li Y.S., Shinton S.A. et al. A novel mechanism for В cell repertoire maturation based on response by В cell precursors to pre-B receptor assembly // J Exp Med. — 1998. — Vol. 187. — P. 259−264.
  100. Weih D.S., Yilmaz Z.B., Weih F. Essential role of RelB in germinal center and marginal zone formation and proper expression of homingchemokmes//J. Immunol. — 2001.— Vol. 167,—P. 1909−1919.
  101. Wells S.M., Kantor A.B., Stall A.M. CD43 (S7) expression identifies peripheral В cell subsets // J Immunol. — 1994. — Vol. 153(12). — P. 5503−5515.
  102. Wen L., Brill-Dashoff J., Shinton S.A. et al. Evidence of marginal-zone В cell-positive selection in spleen // Immunity. — 2005. — Vol. 23. — P. 297−308.
  103. Whitmore A.C., Haughton G., Arnold L.W. Phenotype of В cells responding to the thymus-independent type-2 antigen polyvinylpyrrolidinone // Int Immunol. — 1996. — Vol.8(4). — P.533−42.
  104. Witt C.M., Won W.J., Hurez V., Klug C.A. Notch2 haploinsufficiency results in diminished BIB cells and a severe reduction in marginal zone В cells // J Immunol. — 2003. — Vol. 171(6). — P. 2783−2788.
  105. Wong S.C., Chew W.K., Tan J.E. et al. Peritoneal CD5+ B-l cells have signaling properties similar to tolerant В cells // J Biol Chem. — 2002. — Vol. 277(34). — P. 30 707−30 715.
  106. Wortis H.H., Berland R. Cutting edge commentary: origins of B-l cells // J Immunol. — 2001. — Vol. 166. — P. 2163−2166.
  107. Xiong N., RauletD.H. Development and selection of gammadelta T cells // Immunol Rev. — 2007. — Vol. 215. — P. 15−31.
  108. Xu Z., Butfiloski E.J., Sobel E.S., Morel L. Mechanisms of peritoneal B-la cells accumulation induced by murine lupus susceptibility locus Sle2 // J Immunol. — 2004. — Vol. 173. — P. 6050−6058.
  109. Yellen-Shaw A., Monroe J.G. Differential responsiveness of immature-and mature-stage murine В cells to anti-IgM reflects both FcR-dependent and -independent mechanisms // Cell Immunol. — 1992. — Vol. 145. — P. 339−350.
  110. И.Н., Гаврилова M.B., Чернышева И. Н., Сидорова Е. В. Влияние микроокружения на функциональную активность В-лимфоцитов мыши // Биологические Мембраны. — 2008. — Т. 25. — № 5. —С. 360−366.
  111. И.Н., Григорьев И. В., Сидорова Е. В., Чернышова И. Н. Функциональная активность В клеток мыши. Роль микроокружения // Медицинская Иммунология. — 2008. — Т. 10. — № 1. — С. 51−58.
  112. И.В. В-1-лимфоциты: физиология, функции, популяционная гетерогенность // Иммунология.— 2004.— № 1.— С. 46−54.
  113. Е.В. Королевство В лимфоцитов // Медицинская иммунология. — 2004.
  114. Е.В. Что нам известно сегодня о В-клетках // Успехи современной биологии. — 2006. — № 3. — С. 227−241.
  115. Дм .А. Биология дендритных клеток // Биол. мембраны. — 2008. — Т. 25. — С. 403−419.
  116. С.В., Козлов Р. С., Гельфанд Е. Б., Сидоренко С. В., Попов Т. В. Антимикробная терапия перитонита // Инфекции и антимикробная терапия. — 2007. — Т. 9. — № 1. — С. 15−17.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!