Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Вариабельность ДНК-маркеров (RAPD, ISSR) при сомаклональной изменчивости у кукурузы

Диссертация: Вариабельность ДНК-маркеров (RAPD, ISSR) при сомаклональной изменчивости у кукурузы
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Итак, в результате проделанной работы показано, что RAPDи ISSR-методы могут служить быстрым и достаточно надежным способом выявления на молекулярном уровне генетических различий между исходной линией кукурузы и регенерантами, полученными из каллусных культур, а также позволяют проследить динамику возникновения данных различий. Обнаружение специфических RAPDи ISSR-фрагментов, характерных для… Читать ещё >

Вариабельность ДНК-маркеров (RAPD, ISSR) при сомаклональной изменчивости у кукурузы (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Глава 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Сомаклональная изменчивость
      • 1. 1. 1. Причины сомаклональной изменчивости
      • 1. 1. 2. Факторы, влияющие на сомаклональную изменчивость
      • 1. 1. 3. Возможные механизмы сомаклональной изменчивости
      • 1. 1. 4. Изменения, возникающие в процессе сомаклональной изменчивости
      • 1. 1. 5. Практическое использование сомаклональной изменчивости
    • 1. 2. Молекулярные маркеры, применяемые для изучения сомаклональной изменчивости
      • 1. 2. 1. Белковые маркеры
      • 1. 2. 2. RFLP-маркеры
      • 1. 2. 3. PCR-маркеры
        • 1. 2. 3. 1. МААР-маркеры
        • 1. 2. 3. 1. 1. МААР-маркеры с праймерами произвольной последовательности
        • 1. 2. 3. 1. 2. МААР-маркеры с праймером, комплементарным микросателлитному повтору
        • 1. 2. 3. 2. STS-маркеры
        • 1. 2. 3. 2. 1. STS-маркеры, основанные на полиморфизме микросателлитов
        • 1. 2. 3. 2. 2. STS-маркеры, созданные на основе МААР
        • 1. 2. 3. 2. 3. STS-маркеры, основанные на выявлении точковых мутаций при введении нуклеотидных замен в прайм еры
        • 1. 2. 3. 3. REMAP-маркеры
        • 1. 2. 3. 4. Маркеры, сочетающие рестрикцию, гибридизацию и PCR-методы
        • 1. 2. 3. 4. 1. Использование в качестве мишени ПЦР-продукта
        • 1. 2. 3. 4. 2. Использование рестрицированной геномной ДНК в качестве основы для ПЦР
        • 1. 2. 3. 4. 3. FISH (зонды могут быть получены спомощью ПЦР)
        • 1. 2. 3. 5. Комплексный подход к анализу сомаклональной изменчивости с помощью молекулярных маркеров
  • Глава 2. Материалы и методы исследования
    • 2. 1. Исходный материал
    • 2. 2. Выделение ДНК для PCR-анализа
    • 2. 3. Амплификация ДНК
    • 2. 4. Проведение электрофореза в агарозном геле
    • 2. 5. Качественная и количественная оценка полиморфизма
    • 2. 6. Выделение фрагмента из геля
    • 2. 7. Клонирование фрагмента
    • 2. 8. Выделение плазмиды
    • 2. 9. Секвенирование
    • 2. 10. Подбор SCAR-праймеров и амплификация с ними
    • 2. 11. Синтез праймеров
    • 2. 12. Выделение ДНК для блотт-гибридизации по Саузерну
    • 2. 13. Блот-гибридизация по Саузерну
    • 2. 14. Анализ последовательностей специфических SCAR-фрагментов
  • Глава. Э. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Характеристика сомаклонов
    • 3. 2. RAPD-анализ: первая серия опытов
    • 3. 3. Воспроизводимость RAPD- и ISSR-спектров
    • 3. 4. RAPD- и ISSR-анализ: вторая серия опытов
    • 3. 5. Количественная оценка RAPD- и ISSR-полиморфизма
    • 3. 6. SCAR-анализ
    • 3. 7. Наследование SCAR-маркеров
    • 3. 8. Анализ нуклеотидных последовательностей SCAR-маркеров
    • 3. 9. Блот-гибридизация
    • 3. 10. Секвенирование участка гена анодной пероксидазы кукурузы (ZmApl)

Актуальность проблемы. Феномен сомаклональной изменчивости растений представляет собой резкое повышение наследственной вариабельности культивируемых клеток и тканей, выявляемой в потомстве регенерантов (Murashige and Nakano, 1966; Бутенко и сотр., 1967; Sacristan andMelchers, 1969).

Изучение сомаклональной изменчивости может быть интересно как в фундаментальных исследованиях в качестве модели эволюции и дивергенции генов в популяции, так и в практической селекции, как доступный источник генетического разнообразия. В том случае, когда целью служит получение однородного материала, сомаклональную вариабельность желательно свести к минимуму, если требуется дополнительная генетическая изменчивость, необходимо усилить степень вариабельности. Однако для того, чтобы управлять сомаклональной вариабельностью, важно понять причины ее возникновения и размах. С этой целью используют комплексный подход, включающий различные методы и анализы.

При морфологическом анализе регенерантов можно обнаружить лишь те изменения, которые имеют фенотипическое проявление, кроме того, неизвестно, обусловлены ли данные отличия генетическими модификациями или носят эпигенетический характер.

Появление различных фенотипических вариантов может быть связано с грубыми кариотипическими изменениями и хромосомными перестройками, которые позволяет установить кариологический анализ, однако, данный метод не выявляет менее заметные мутации, например, точковые.

На сегодняшний день одним из наиболее доступных и быстрых способов обнаружить вариабельность, а затем выяснить природу сомаклональной изменчивости является применение молекулярных методов, основанных на полимеразной цепной реакции (П1ДР) и создание с их помощью маркеров ДНК, отличающих сомаклоны от исходного генотипа.

Цель и задачи работы. В связи с вышеизложенным целью данной работы стало выявление полиморфизма ДНК среди ранее полученных и исследованных сомаклонов кукурузы и выяснение природы сомаклональной изменчивости на молекулярном уровне с помощью RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA) и ISSR (Inter Simple Sequence Repeat) методов, основанных на ПЦР.

В соответствии с поставленной целью были определены следующие задачи:

1. Модифицировать методику постановки RAPDи ISSR-анализов: определить подходящие условия реакции, подобрать праймеры для работы с образцами ДНК кукурузы.

2. Выявить RAPD и ISSR маркеры, отличающие сомаклоны от исходной линии.

3. Клонировать полиморфные фрагменты, секвенировать концевые участки данных фрагментов для создания SCAR (Sequence Characterized Amplified Region) маркеров.

4. С помощью SCAR-праймеров подтвердить полиморфность фрагментов, проследить их наследуемость в поколениях R2, R3, R4, полученных при самоопылении, а также в поколениях Fi, F2, полученных в результате возвратного скрещивания с исходной линией А188, и в случае успеха секвенировать фрагмент целиком.

5. Полученные нуклеотидные последовательности сравнить с имеющейся базой данных. По результатам сравнения сделать предположения о характере сомаклональной изменчивости.

выводы.

1) Отработаны методы применения молекулярных маркеров для изучения сомаклональной изменчивости у кукурузы. Выявлен высокий уровень ДНК-полиморфизма сомаклонов.

2) Показано, что сомаклональные варианты отличались от исходной линии на молекулярном уровне. Выявлены ДНК-маркеры, характерные как для индивидуальных растений, так и для групп сомаклонов.

3) Исходя из степени генетических различий, полученных по результатам анализа RAPDи ISSR-данных, сомаклоны разделялись на 2 кластера. Распределение сомаклонов по кластерам соответствовало их происхождению. Регенеранты, полученные после более продолжительного культивирования, отличались большим уровнем дивергенции от исходной линии, а также большим разнообразием внутри самого кластера.

4) Выявленные у регенерантов изменения наследуются при самоопылении и гибридизации их с исходной линией по доминантному и кодоминантному типам наследования.

5) На основании специфичных фрагментов были созданы SCAR-маркеры, которые дают возможность идентификации сомаклонов и исходной линии. Проведенное секвенирование SCAR-маркеров и сравнение их нуклеотидных последовательностей с имеющейся базой данных показало наличие в данных фрагментах повторяющихся последовательностей.

6) При сравнении фрагментов QR-A, характерного для исходной линии, и QR-2, характерного для сомаклонов, в последовательности QR-A обнаружена делеция с 490 по 944 позицию, которая, вероятно, является результатом сомаклональной изменчивости.

7) На основании сиквенса гена пероксидазы ZmApl на участке 165−1043 п.н. в геноме регенеранта R11, по сравнению с исходной линией А188 обнаружили точковые мутации, которые являются результатом сомаклональной изменчивости.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Анализ изменчивости ДНК-маркеров выявил многочисленные отличия всех проанализированных регенерантов от исходной линии кукурузы А188. При изучении сомаклонов с помощью морфологического и биохимического анализов было показано, что некоторые признаки подвергаются сомаклональной изменчивости у всех растений (Долгих и др., 1992; Хавкин и Забродина, 1994). С помощью молекулярного анализа также обнаружили маркер QR-2 (1018 п.н.), характерный для всех сомаклонов. Наличие общих признаков, характерных для независимо полученных групп сомаклонов и регистрируемых различными методами, позволяет предположить, что в процессе сомаклональной изменчивости уже на ранних этапах культивирования происходят сходные генетические преобразования, способствующие адаптации растительной клетки к условиям жизни in vitro. С другой стороны, возможен отбор клеток, имеющих преимущества при культивировании, которые и дают затем начало регенерантам.

По ряду других морфологических признаков разные по происхождению группы сомаклонов различались. Среди используемых праймеров некоторые также выделяли две анализируемые группы. Сомаклоны второй группы, регенерированные после более продолжительного культивирования каллусов, характеризовались большим полиморфизмом фрагментов ДНК, что полностью соответствуют морфологическим данным. Наличие общих фрагментов у сомаклонов внутри группы (Q-20 и М-10) вероятно, связано с общностью их происхождения. Кроме того, были найдены праймеры, выявляющие специфические ампликоны у отдельных сомаклонов второй группы (NO-15 и Leb), что может свидетельствовать о накоплении изменений ДНК на более позднем этапе культивирования.

RAPDи ISSR-анализы подтвердили закономерности сомаклональной изменчивости, показанные другими методами, а также мутационную природу вариаций.

На основании определения последовательностей нуклеотидов SCAR-маркеров можно сказать, что наиболее вариабельными являются повторяющиеся последовательности. Обнаружение ретротранспозона в одном из фрагментов (М-10) соответствует предположению о возможной активизации мобильных элементов в культуре in vitro как одной из причин возникновения генетических изменений (Swarncar et al., 1986).

Итак, в результате проделанной работы показано, что RAPDи ISSR-методы могут служить быстрым и достаточно надежным способом выявления на молекулярном уровне генетических различий между исходной линией кукурузы и регенерантами, полученными из каллусных культур, а также позволяют проследить динамику возникновения данных различий. Обнаружение специфических RAPDи ISSR-фрагментов, характерных для сомаклонов в целом, каждой из групп сомаклонов, отдельных регенерантов, преобразование их в SCAR-маркеры и секвенирование способствуют, по нашему мнению, лучшему пониманию молекулярной природы сомаклональной изменчивости.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Атаева Д. М, Долгих Ю. И., Дубровина М. В., Хавкин Э. Е., Шамина З. Б. Хромосомный и изоферментный анализ сомаклональных вариантов инбредной линии кукурузы А188 // Докл. ВАСХНИЛ. 1991. № 5. С. 2−5.
  2. Атаева Д. М, Дубровина М. В., Долгих Ю. И., Шамина З. Б. Изменчивость гетерохроматических районов хромосом первого семенного поколения растений-регенерантов кукурузы // Цитология и генетика. 1994. Т. 28. № 1. С. 15−20.
  3. С.А., Петрова Т. Ф., Гапоненко Л. К. Полиплоидия и политения в культивируемых in vitro клетках злаков // Генетика. 1995. Т. 31. С. 678−683.
  4. В.М., Боброва В. К., Троицкий А. В., Антонов А.С. RAPD-анализ ДНК рода манжетка // Фармация. 1998. № 2. С. 38−41.
  5. Р.Г., Шамина З. Б., Фролова Н. В. Индуцированный органогенез и характеристика растений, полученных в культуре тканей табака. // Генетика. 1967. Т. 3. № 3. С. 29−33.
  6. В.И., Созинов И. А. Генетика изоферментов животных и растений. Киев, «Урожай». 1993.
  7. Ю.И. Генетическая изменчивость по признаку чувствительности в культуре клеток женьшеня. Автореф. дис. канд. биол. наук. М. ИФР. 1986. С. 1−18.
  8. Ю.И., Шамина З. Б. Современные представления о причинах и механизмах сомаклональной изменчивости. В кн.: Молекулярные механизмы генетических процессов. М. «Наука». 1991. С. 123−127.
  9. Й., Новак Ф. Й. Кариологичсские изменения в ходе дедифференцировки клеток чеснока. // В кн.: Культура клеток растений и биотехнология. М. «Наука». 1986. С. 20−25.
  10. Ю.Н., Козыренко М. М., Артюкова Е. В., Реунова Г. Д., Илюшко М. В. ДНК-типирование дольневосточных видов рода Iris L. с помощью метода RAPD-PCR // Генетика. 1998. Т. 34. № 3. С. 368−372.
  11. О.В., Алексеева И. В., Чернецкий В. П., Кунах В.А, Влияние кинетина и глиацидина на культуру тканей табака // В кн.: Культура клеток растений и биотехнология. М. «Наука». 1986. С. 37−41.
  12. О.В., Кунах В. А. Цитофизиологические и цитогенетические эффекты производных аденина и культуре тканей Haplopappus gracilis // Физиология растений. 1987. Т. 34. С. 584−594.
  13. Е.И. Участие ауксинов в регуляции экспрессии генов бактерий и растений // Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С. 565−576.
  14. B.C., Сидорова Н. В. Характер метилирования генов рДНК в каллусной ткани озимой пшеницы. // Проблемы теоретической и прикладной генетики в Казахстане: Матер. Респ. конф. (Алма-Ата, 18−22 ноября 1990). Алма-Ата. 1990. С. 62−63.
  15. О.В. Идентификация, клонирование и исследование молекулярных маркеров генома гороха. Дис. канд. биол. наук. М. ИОГЕН. 2003. С. 116−118.
  16. М.М., Артюкова Е. В., Лауве Л. С., Журавлев Е. В., Реунова Г. Д. Генетическая изменчивость каллусных линий женьшеня {Panax Ginseng). 11 Биотехнология. 2001. № 1. С. 19−26.
  17. З.Г., Боброва В. К., Вальехо-Роман К.М., Гостимский С. А., Троицкий А. В. RAPD-анализ сомаклональной и межсортовой изменчивости гороха // Докл. Рос. акад. наук. 1997. Т. 355. № 1. С. 134−136.
  18. З.Г., Боброва В. К., Петрова Т. В., Гостимский С. А., Троицкий А. В. Генетический полиморфизм сортов, линий и мутантов гороха по данным RAPD-анализа // Генетика 1998. Т. 34. № 6. С. 771−777.
  19. В.Н., Плашке И., Бернер А., Картель НА. II Генетика. 1995. Т. 31. С. 12 821 286.
  20. Л.И., Серов О. Л., Пудовкин А. И. и др. Генетика изоферментов. Наука, М&bdquo- 1977.
  21. В. Jl. Геномная изменчивость соматических клеток растений. 1. Изменчивость в онтогенезе. // Биополимеры и клетка. 1994. Т. 10. С. 5−35.
  22. В. А. Геномная изменчивость соматических клеток растении. 3. Каллусообразование in vitro. 11 Биополимеры и клетка. 1997. Т. 13. С. 362−371.
  23. В. А. Геномная изменчивость соматических клеток растений. 4. Изменчивость при дедифференцировке и каллусообразовании in vitro. // Биополимеры и клетка. 1998. Т. 14. С. 298−319.
  24. В.А. Изменчивость растительного генома в процессе дедифференцировке и каллусообразовании. // Физиология растений. 1999. Т. 46. № 6. С. 919−929.
  25. В.А., Алпатова Л. К. Роль фитогормопов в изменчивости числа хромосом в культуре тканей Haplopappus gracilis //ДАН СССР. 1979. Т. 245. С. 967−970.
  26. В.А., Захленюк О. В. Диплоизация культуры тканей растений с помощью 5-урацил-тиоуреидоглюкозы (тиацила). // Докл. АН СССР. 1984. Т. 279. № 5. С. 1241−1244.
  27. В.А., Зосимович В. П. Влияние кинетина на уровень и типы аберраций хромосом в культуре тканей Haplopappus gracilis II Генетика. 1977. Т. 13. С.1355−1365.
  28. Л.А. Индуцированный морфогенез в культуре тканей риса и их использование для создания исходного селекционного материала. В кн.: Культура клеток растений и биотехнология. М. «Наука». 1986. С. 211−213.
  29. Г. С., Бутенко Р. Г., Тихоненко Т. И., Прокофьев М. И. Клеточные технологии в сельскохозяйственной науке и практике. В кн.: Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М. «Агропромнздат». 1990. С. 202−208.
  30. Е.С., Кокаева З. Г., Троицкий А. В., Долгих Ю. И., Шамина З. Б., Гостимский С.А. RAPD-анализ сомаклонов кукурузы // Генетика. 2001. Т. 37. № 1. С. 91−96.
  31. М.К., Тимохша Н. Т., П1вень М.М., Шупта Л. В., Малюк B.I., Мариновська Л. В. Репродукция in vitro клгган Beta vilgaris L. при спланованих модифжащях поживного середовища // Укр. ботан. журн. 1977. Т. 34. С. 252−256.
  32. Л.И., Зыкова Е. С., Каюшин А. Л., Коростелева М. Д., Мирошников А. И. Новая система ДНК-диагностики, позволяющая обнаруживать и идентифицировать гомозиготные и гетерозиготные точковые мутации. // Биоорганическая химия. 1998. Т. 24. № 3. С. 194−200.
  33. Л.И. ДНК-диагностика и ДНК-типирование. В кн.: Экспрессия генов. М. «Наука». 2000. С. 452−477.
  34. В.А., Пивень Н. М., Глеба Ю. Ю., Сытник К. М. Соматическая гибридизация пасленовых. Киев: «Наук, думка». 1985. С. 130.
  35. В.А. Биотехнология растений. Клеточная селекция. Киев: «Наук. Думка». 1990. С. 280.
  36. В. А., Сидорова Н. В. Сомаклональная изменчивость источник генетического разнообразия у растений. // Цитология и генетика. 1987. Т. 21. № 3. С. 230−234.
  37. У.Р. Сомаклональная изменчивость: миф о клональном единообразии. Мобильность генома растений. М «Агропромиздат». 1990. С. 228 255.
  38. Э.Е., Забродина М. В. Наследуемые изменения в спектрах пероксидаз и эстераз у сомаклонов кукурузы // Физиология растений. 1994. Т.41. N.6. С. 859−867.
  39. JI.M., Седнина Г. В., Бутенко Р. Г. Возможности методов культуры тканей для выявления вариабельности генотипов картофеля // Докл. ВАСХНИЛ. 1983. № 10. С. 21−23.
  40. И.А., Кочиева Е. З., Хадеева Н. В. Изменение спектров пероксидаз у регенерантов Stachys sieboldii (Miq.) в результате гормональных и мутагенных воздействий // Генетика. 2000. Т. 36. № 8. С. 1093−1099.
  41. А.В., Ахунов Э. Д., Вахитов В. А. Секвенирование ДНК. М.: «Наука». 1999.
  42. З.Б. Генетическая изменчивость в популяциях соматических клеток растений в культуре: Дис.. докт. биол. наук. J1.1988. С. 34.
  43. К. Полимеразная цепная реакция и молекулярно-генетический анализ биоптатов. В кн.: Молекулярная клиническая диагностика. Методы. М. «Мир». ~ 1999. С.395−427.
  44. Ali S., Muller C.R., Epplen J.T., DNA fingerprinting by oligonucleotide probes specific for simple repeats // Hum. Genet 1986. V. 74. P. 239−243.
  45. Annil D., Noel E.T.H. Deleted forms of plastid DNA in abbino plants from cereal anther culture. // Curr. Genet. 1985. V. 9. № 8. P. 671−678.
  46. Anderson S., Lewis-Smith A.C., Smith S.M. Methylation of Ribosomal RNA Genes in Petunia Hybrid Plants, Callus Cultures and Regenerated Shoots // Plant Cell Repts. 1990. V. 8. P. 554−557.
  47. Ammirato P.V. Embryogenesis // Handbook of plant cell culture. New York. London: Macmillan. 1983.V. 1. P. 82−123.
  48. Bardini M., Labra M., Winfield M., Sala F. Antibiotic-induced DNA methylation changes in calluses of Arabidopsis thaliana II Plant Cell Tissue Organ Cult. 2003. V. 72. № 2. P. 157−162.
  49. Bassam BJ., Caetano-Anolles G. Automated «Hot Start» PCR using mineral oil and paraffin wax // Biotechniques. 1993. V. 14. № 1. P. 30−34.
  50. Bayliss M.W. Chromasomal variation in plant tissues in culture // Int. Rev. Cytol. 1980. V.11 A. P. 113−114.
  51. Beavis W.D., Grant D., Albertsen M., Fincher R. Quantitative trait loci for plant height in four maize populations and their associations with qualitative genetic loci II Theor. Appl. Genet. 1991. V. 83. P. 141−145.
  52. Becker J., Heun M. Mapping of digested and undigested random amplified microsatellite polymorphisms in barley. // Genome. 1995. V. 38. P. 991−998.
  53. Beckmann. J.S., Seller M. Towards unified approach to the genetic mapping of eukaryotes based on sequence tagged microsatellite sites. // Bio/Technology. 1990. V. 8. P. 930−932.
  54. Bennici A., Cuffaro L. Karyological Behavior during the first phases of differentiation and habituation in Nicoliaiiti bigelovii//Protoplasma. 1985. V. 124.
  55. Bil’danova L.L., Salina E.A., Pershina L.A. Study of the backcross progeny of barley-wheat hybrids by the RAPD and RAMPO methods // Genetika. 2002. V. 38. № 3. P. 332 339.
  56. Bogani P., Simoni A., Lio P., Scialpi A., Buiatti M. Genome flux in tomato cell clones cultured in vitro in different physiological equilibria. П. A RAPD analysis of variability // Genome. 1996. V. 39. P. 846−853.
  57. Bogani P., Simoni A., Lio P., Germinario A., A., Buiatti M. Molecular variation in plant cell populations evolving in vitro in different physiological contexts // Genome. 2001. V. 44. P. 549−558.
  58. Borgo L., Serani В., Conti S. Molecular profiling of GM-maize lines as related to the issue of essential derivation // Proceedings of the XLVI Italian Society of Agricultural Genetics SIGA Annual Congress Giardini Naxos. Italy. 18/21 September. 2002.
  59. Brown P.T.H., Gobel E., Lorz H. RFLP analysis of Zea mays callus cultures and their regenerented plants // Theor. Appl. Genet. 1991. V. 81. P. 227−232.
  60. Bush S.R., Earle E.D., Langhans R.W. Plantlets from petal epidermis and shoot tips ofpericlinal chimera Chrysanthemum moriloium // Indianapolis, 1976, vol. 63, p. 729−737.
  61. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gresshoff P.M. DNA amplification fingerprinting using very short arbitrary oligonucleotide primers // Bio/Technology. 1991. V. 9. P. 553−557.
  62. Carninci P., Kvam C., Kitamura A., Ohsumi T. et al. High-Efficiency Full-Length cDNA Cloning by Biotinylated CAP Trapper // Genomics. 1996. V. 37. P. 327−336.
  63. Casa A.M., Brouwer C., Nagel A., Wang L., Zhang Q., Kresovich S., Wessler S.R. The MITE family Heartbreaker (Hbr): Molecular markers in maize // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. № 18. P. 10 083−10 089.
  64. Changtragoon S., Szmidt A.E., Wang X. The use of molecular markers in the study of genetic diversity in rattan: preliminary results. // Molecular genetic techniques for plant genetic resources. 1997. P. 39−43.
  65. Chen W.H., Chen T.M., Fu Y.M., Hsieh R.M., Chen W.S. Studies on somaclonal variation in Phalaenopsis) // Plant Cell Reports. 1998. V. 18. № ½. P. 7−13.
  66. Chen X., Mariappan S.V., Moyzis R.K., Bradbury E.M., Gupta, G. Hairpin induced slippage and hyper-methylation of the fragile X DNA triplets // J. Biomol. Struct. Dyn. 1998. V. 15. P. 745−756.
  67. Cifarelli R.A., Gallitelli M., Cellini F. Random amplified hybridization microsatellites (RAHM): isolation of a new class of microsatellite-containing DNA clones // Nucleic Acids Res. 1995.V. 23. № 18. P. 3802−3803.
  68. Chowdhury M.K.U., Vasil V., Vasil I.K. Molecular analysis of plants regenerated from embryogenic cultures of wheat (Triticum aestivum L.) //Theor. Appl. Genet. 1994. V. 87. № 7. P. 821−828.
  69. Chriqui D., Bercetche J. Faclure Hormonaux et Phenomenes Amitotiques dans les Explants Vegetaux Cultives in vilro II Bull. Soc. Bot. Fr. Actual. Bot. 1985. V. 132. P.152.
  70. Cullis C.A., Cleary W. DNA Variation in Flax Tissue Culture // Can. J. Genet. Cytol. 1986. V. 28. P. 247−251.
  71. Dahleen L.S. Molecular marker analysis of hypoploid regenerants from cultures of barley x Canada wild rye // Genome. 1996. V. 39. № 2. P. 367−372.
  72. Dale P.J. Protoplast culture and plant regeneration of cereals and other recalcitrant crops //Protoplast. 1983. Lecture Proceedings. Basel: Birkhauser. 1983. P. 31−42.
  73. D' Amato F. // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. Ed. J. Reinert and Y.S. Bajcy. Berlin: Springer Verlag. 1977. P. 343−357.
  74. D' Amato F. Chromosom number variation in cultured ceiis and regenerated plants // Frontiers of plant tissue culture. 1978. Calgary: IAPTC. 1978. P. 287−295.
  75. Davis T.M., Yu H. Haigis K.M., McGowan P.J. Template mixing: A method of enhancing detection and interpretation of codominant RAPD markers // Theor. Appl. Genet. 1995. V. 91. P. 582−588.
  76. Day A., Ellis Т. H. N. Chloroplast DNA deletions associated with wheat plant regenerated from pollen: possible basis for maternal inheritance of chloroplasts. // Cell. 1984. V. 63. № 39. P. 359−368.
  77. Devos KM., Atkinson M.D., Chinoy C.N., Francis H.A., Harcourt R.J., Koebner R.M.D., Liu C. J., Masojc P., Xie D.X. Gale MD. Chromosomal rearrangements in the rye genome relative to that of wheat // Theor. Appl. Genet. 1993. V. 85. P. 673−680.
  78. Diwan N., Cregan P.B. Automated sizing of fluorescentlabeled simple sequence repeat (SSR) markers to assay genetic variation in soybean. // TAG. 1997. V. 95. P. 723−733.
  79. Dolgikh Yu.l., Larina S.N., Shamina Z.B. Genetic variability on maize callus culture //
  80. Abstr. 39th Ann. ETCS Meeting. Kracow, 1991. P. 36.
  81. Edallo S., Zucchinali, M. Perenzin, F. Salamini. Chromosomal variation and freqency of spontaneous mutation associated with in vitro culture and plant regeneration in maize. // Maydica. 1981. V. 26. № 1. P. 39−56.
  82. Edwards A., Civitello A., Hanimond H.A., Caskey C.T. DNA typing and genetic mapping with trinieric and tetrameric tandem repeats. // 1991.Am. J. Hum. Genet. 49: 746−756.
  83. Ender A., Schwenk K., Stadler Т., Streit В., Schierwater B. RAPD identification of microsatellites inDaphnia// Mol. Ecol. 1996. V. 5. № 3. P. 437−41.
  84. Evans D.A., Gamborg O.L. Chromosome stability of cell suspension cultures of Nicotiana spp. // Plant and Cell Rep. 1982. V. 1. № 1. P. 104−107.
  85. Felsenstein J. Confidence Limits on Phylogenies: An Approach Using the Bootstrap // Evolution. 1985. V.38. P.783−791.
  86. Frolova L.V., Shamina Z.B., Ponert J. Artificial reducion on the chromosome number improvement: Proc. Int. Symp. (Olomouc. 24−29 Sept. 1984) // Eds. Novak F.T., Havel L., Dolezel F. Prague. 1984. P. 315−316.
  87. Gaponenko A.K., Shayachmetov I.F., Babayeva S.A., Ochrimenko G.N. Analysis of esterases, ADH, GDH and GOT isozymes of regenerants of Triticum aestivum L and T durum DESFИ Genetika. 1993. V. 29. № 2. P. 323−328.
  88. Gautheret R.J. La culture des tissus vegetaux. // Masson et C. Paris. 1959. P. 665−669.
  89. Ghosh P.K., Chaterjee A. En vitro Induction and Maintenance of Epicotyl Derived Callus Culture of Jute // Indian Biol. 1990. V. 22. P. 38−39.
  90. Gianfranceschi L., Seglias N., Tarchini R., Komjanc M., Gessler C. Simple sequence repeats for the genetic analysis of apple. // Teor. Appl. Genet. 1998. V. 96. P. 1069−1076.
  91. Gill G.P., Harvey C.F., Gardner R.C., Fraser L.G. Development of sex-linked PCR markers for gender identification in Actinidia. // Teor. Appl. Genet. 1998. V. 97. P. 439 445.
  92. Godwin I.D., Sangduen N., Kunanuvatchaidach R., Piperidis G., Adkins S.W. RAPD polymorphisms among variant and phenotypically normal Rice (Oryza sativa Var Indica) somaclonal progenies // Plant Cell Reports. 1997. V. 16. № 5. P. 320−324.
  93. P.M., Sefton L., Farr C.J. // Philos. Trans. R. Soc. Lond. Biol. Sci. 1993. V. 339. P. 139−146.
  94. Gosch-Wackerle G., Avivi L., Galun E. Induction, culture and differentiation of callus from immature rachises, seeds and embryos of Triticum // Z. Pflanzenphysiol. 1979. V. 91. № 3. P. 267−278.
  95. Groose R.W., Bingham E.T. Variation in plants regenerated from tissue culture of tetraploid alfalfa heterozygous for several traits. Crop. Sci. 1984.
  96. Gubur E.K., Kunakh V.A. C-banding in Zea mays // Biotechnology in Agriculture and Forestry. V. 25. Maize / Ed. Bajaj Y.P.S. Berlin: Heidelberg: Springer. 1994. P. 366−381.
  97. Gupta N., Carlson P. S. Preferential grouwth of haploid plant cell in vitro. // Nature New Biol. 1972. V. 239. № 1.P. 86.
  98. Hallden C, Hansen M., Nilsson N.-O., Hjerdin A., Sail T. Competition as source of errors in RAPD analysis // Theor. Appl. Genet. 1996. V.93. № 1. P. 185−1192.
  99. Haluskova J., Cellarova E. RFLP analysis of Hypericum perforatum L somaclones and their progenies // EUPHYTICA. 1997. V. 95. № 2. P. 229−235.
  100. Harris H. and Hopkinson D.A. Handbook of Enzyme Electrophoresis in Human Genetics. North-Holland, Amsterdam, 1976.
  101. Hayashi M., Nakajima T. Genetic stability in regenerated plants derived from tobacco mesophyll protoplasts through three-step culture // Jap. F. Breed. 1992. V. 34. № 4. P. 409−415.
  102. Hashmi G., Huettel R., Meyer R., Krusberg L., Hammerschlag F. RAPD analysis of somaclonal variants derived from embryo callus cultures of peach // Plant Cell Reports 1997. V. 16. P. 624−627.
  103. Hernandez P., Martin A., Dorado G., Development of SCARs by direct sequencing of RAPD products: a practical tool for the introgression and marker-assisted selection of wheat // Mol. Breeding. 1999. V.5. P. 245−253.
  104. Hodgson J. Making the transition to applied technology // Biotechnol. 1990. V. 8. P. 714.
  105. Hosaka K., Matsubayasi M., Kamijima 0. Peroxidase isozyme in various tissues for discrimination of two tuberose Solanum spesies. // Japan. J. Breed. 1985. V. 35. P. 375 382.
  106. Inze D., Ferreira P., Hemerly A., Montagu V. Control of Cell Division in Plants // Biochem. Soc. Trans. 1991. V. 20. P.80−84.
  107. Jaligot E, Beule T, Rival A. Methylation-sensitive RFLPs: characterisation of two oil palm markers showing somaclonal variation-associated polymorphism // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 104. № 8. P. 1263−1269.
  108. Jha S., Sen S. Induction of Mitosis in Polytene Nuclei and Hormonal Effect on Nuclear Changes during Callus Initiation in Diploid Urginea indica Kunth. (Liliaceae) // Genetica. 1990. V. 80. P. 9−15.
  109. Jiang N., Bao Z., Zhang X., Hiroshika H" Eddy S.R., McCouch S., Wessler S.R. An active DNA transposon family in rice // Naure. 2003. V. 421. P. 163−166.
  110. Jones L.H., Scott T.R. Transfer Nucleic Acid Modification and its Relationship to Tumorous and Nontumorous Plant Growth // Plant Physiol. 1981. V. 67. P. 535−538.
  111. Kalendar R.T.G., Grob Т., Regina M., Suoniemi A., Schulman A. IRAP and REMAR: two new retrotransposon-based DNA fingerprinting techniques // Teor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P.704−711.
  112. Kaneko K. Karyologieal Studies on Callus Cells of Haplopappus gracilis // Kromosoma. 1974. № 95. P.2943−2949.
  113. Kaneko К. Karyologieal Studies on Callus Cells from Stem, Anther and Ovule Cultures of Huplopappus gracilis //Bull. FukuokaUniv. Nat. Sci. 1975. V. 25. P. 77−87.
  114. Kantety R. V, Zeng X. P, Bennetzen J. L, Zehr B.E. Assessment of genetic diversity in Dent and Popcorn {Zea mays L.) inbred lines using inter-simple sequence repeat (ISSR) amplification. // Mol. Breed. 1995. V. 1. P. 365−373.
  115. Karp A. Somaclonal variation as a tool for crop improvement // Euphytiw 85. 1995. P. 295−302. 1995. Kleever Academic Publishers. Printed in the Netherland.
  116. Karp A., Maddock S.E., Chromosome variation in wheat plants regenerated from cultured immature embryos. // Theor. Appl. Genet. 1984. V. 67. № 3. P. 249−255.
  117. Karp A., Nelson R.S., Thomas E., Bring S.W.I. Chromosome variation in protoplasts derived potato plants // Theor. Appl. Genet. 1982. V. 63. P. 265−272.
  118. Kemble R.T., Flavell R. B, Brettell R.I.S., Mitochondrial DNA analysis of fertile and sterile maize plants from tissue culture with the Sexas male sterile citoplasm // Theor. Appl. Genet. 1982. V. 62. P. 213−217.
  119. Konieczny A., Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using co-dominant ecotype-specific PCR-based markers // Plant. J. 1993. V. 4. P. 403−410.
  120. Kwok S., Kellog D.E., McKinney N., Spasic D., Goda L., Levenson C., Sninsky J.J. Effects of primer-template mismatches on the polymerase chain reaction: Human immunodeficiency virus type 1 model studies. // Nucl. Acids Res. 1990. V.18. P. 9 991 005.
  121. Larkin P.J., Ryan S.A., Brettel R.I.S., Skowcroft W.R. Heritable somaclonal variation in wheat. // Theor. Appl. Genet. 1984. V. 67. P. 443−455.
  122. Larkin P.J., Scowcroft W.R. Somaclon variation a novel source of variability from cell culture for plant improvement// Theor. Appl. Genet. 1981. V. 60. № 2. P. 197−214.
  123. Laurie D.A., Snape J.W., Gale M.D. II Barley Genetics: Molecular Biology and Biotechnology / Shewry P.R., Ed. Wallingford: CAB International. 1992. P. 115−132.
  124. Lee S.H., Ryu J.A., Do G.S., Seo B.B., Рак J.H., Kim I.S., Song S.D. Chromosome Analysis by Fluorescence in-Situ Hybridization of Callus-Derived Regenerants in Allium Cyaneum R II Plant Cell Reports. 1998. V. 18. № ¾. P. 209−213.
  125. Leroy X. J., Leon K., Branchard M. ISSR and somaclonal variation: a new moleculartechnique for an important in vitro phenomenon. 11 Electronic Journal of Biotechnology V. 3. URL: http://www.ejb.Org/content/vol3/issue2/full/2/bip.
  126. Litt M., Luty J.A. A hypervariable microsatelliterevealed by in vitro amplification of a dinucleotide repeat within cardiac muscle actin gene // Am. J. Hum. Genet. 1989 V. 44. P. 397−401.
  127. Lorz H., Scowcroft W.R. Variability among plants and their progeny regenerated from protoplasts of Su/su heterozygotes of Nicotiana tabacum II Theor. Appl. Genet. 1983. V. 66. № 4. P. 67−75.
  128. Lu H.J., Bernardo R., Ohm H.W. Mapping QTL for popping expansion volume in popcorn with simple sequence repeat markers. // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 106. P. 423−427.
  129. Manchenko G.P. Handbook of Detection of Enzymes on Electrophoretic Gels. CRC Press. 1994.
  130. Mangolin C.A., Prioli A.J., Machado M.F.P.S. Isozyme variability in plants regenerated from Calli of Cereus peruvianus (Cactaceae) // Biochem. Genet. 1997. V. 35. № 5−6. P. 189−204.
  131. McClintock B. Chromosome organization and genie expression. // Cold Spr. Harb. Quant. Biol. 16. 1982. P. 13−47.
  132. McCoy T.J., Phillips R.L., Chromosome stability in maize (Zea mays) tissue cultures and sectoring in some regenerated plants // Can. J. Genet. Cytol. V. 24. 1982. P. 559−565.
  133. McCoy T.J., Phillips R.L., Rines R.L. Cytogenetic analysis of plants regenerated from oat (Avena sativa) tissue cultures: high frequency of partial chromosome loss, mutations in Tradescantia stamen hairs 11 Can. J. Genet. Cytol. 1982. V. 24. P. 37−50.
  134. Meijer E.G.M. Keller W.A. Simmonds D.H. Cytological Abnormalities and Aberrant Microtubule Organization during Early Divisions in Mesophly Protoplast Cultures of Medicago sativa and Nicotiana tahacum // Physiol. Plant. 1988. V. 74. P. 233−239.
  135. Meins F. Heritable variation in plant cell culture // Ann. Rev. Plant. Physiol. 1983. V. 34. P. 327−346.
  136. Melotto M., Afanador L., Kelly J.D. Development of a SCAR marker linked to the 1 gene in common bean. // Genome. 1996. V. 39. P. 1216−1219.
  137. Meyer W., Lieckfeldt, E., Kuhls K" Freedman E. Z., Burner, Т., Mitchell T.G., in: Pena, S. D. J., Chakraborty R., Epplen J. Т., Jeffreys A. J. (Eds.), DNA Fingerprinting: State of the Science, Birkhauser. Basel. 1993. P. 311−320.
  138. Michelmore R.W., Kesseli R.V., Francis D.M., Paran I., Fortin M.G., Yang C.-H. // Molecular plant pathology 2. A practical approach / Eds Suit S.J., McPherson M.T., Bowles O.S. Oxford, U.K.: Oxford University Press. 1992. P.233−288.
  139. Milbourne D., Meyer R., Bradshaw J.E., Baird E., Bonar N., Provan J., Powell W., Waugh R. Comparison of PCR-based marker systems for the analysis of genetic relationships in cultivated potato. // Molecular Breeding. 1997. V. 3. P. 127−136.
  140. Moller E.M., Bahnurg G., Sandermann H., Jeiger H.H. A simple and efficient protocol for isolation of high molecular weight DNA from filamentos fungi, fruit bodies and infected plant tissues//Nucl. Acids Res. 1992.V. 20. № 22. P. 6115−6116.
  141. Mongkolporn O., Pang E.C.K., Kadkol G.P., Taylor P.W.J. Evaluation of scar markers for shatter resistance in brassicas // «New Horizons for an old crop» Proceedings of the 10th International Rapeseed Congress, Canberra, Australia. 1999. P. 1−6.
  142. Mullis K.B., Faloona F.A. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction // Methods Enzymol. 1987. V. 155. P. 335−350.
  143. Munthali M.T., Newbury H.J., Ford-Lloyd B.V. The detection of somaclonal variants of beet using RAPD // Plant Cell Reports 1996. V. 15. P. 474−478.
  144. Murashige Т., Nakano R. Tissue culture as a potential tool in obtaining polyploid plants // J. Hered. 1966. V. 57. P.114−118.
  145. Murashige Т., Nakano R. Chromosom complement as a determinant of the morphogenetic potential of tobacco cells // Amer. J. Bot. 1967. V. 54. P. 963−970.
  146. Murashige Т., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures //Physiol. Plant. 1962. V. 15. № 4. P. 473−497.
  147. Nagaraju J., Kathirvel M., Subbaiah E.V., Muthulakshmi M., Kumar L.D. FISSR-PCR: a simple and sensitive assay for highthroughput genotyping and genetic mapping // Mol. Cell Probes. 2002. V. 16. № 1. P. 67−72.
  148. Nambisan P., Chopra V.L., Mohapatra T. DNA polymorphism in Cab locus of tomato induced by tissue culture // Indian. J. Exp. Biol. 1992. V. 30. № 3. P. 178−80.
  149. Nei M., Li W.-H. Matematical model for studying genetic variation in term of restriction endonucleases // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 5269−5273.
  150. Newton C.R., Graham A., Heptinstall L.E., Powell S.J., Summers C., Kalsheker N., Smith J.C., Markham A.F. Analysis of any point mutation in DNA. The amplification refractory mutation system (ARMS) //Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. № 7. P. 2503−2516.
  151. Nicolosi E., Deng Z.N., Gentile A., La Malta S., Continella G., Tribulato E. Citrus phylogeny and genetic origin of important species as investigated by molecular markers. // Teor. Appl. Genet. 2000. V. 100. P. 1155−1166.
  152. Ogihara Y. Tissue culture in Haworthia. // Theor. Appl. Genet. 1981. V. 60. P. 353−363.
  153. Oono K. Putative homozygous mutations in regenerated plants of rice. // Mol.Gen.Genet. 1985. V. 198. № 3. P. 377−384.
  154. Orton T.J. Spontaneous electrophoretic and chromosomal variability in callus cultures and regenerated plants of celery // Theor. Appl. Genet. 1983. V. 67. № 4. P. 17−24.
  155. Palombi M.A., Damiano C. Comparison between RAPD and SSR molecular markers in detecting genetic variation in kiwifruit (Actinidia deliciosa A. Chev) II Plant Cell Reports. 2002. V. 20. № 11. P.
  156. Paran I., Kesseli R.V., Michelmore R.W. Identification of RFLP and RAPD markers linked to downy mildew resistance genes in lettuce using near-isogenic lines // Genome. 1991. V. 35. P. 1021−1027.
  157. Paran I., Michelmore R.W. Development of reliable PCR-based markers linked to downy mildew resistance genes in lettuce // Theor. Appl. Genet. 1993. V. 85. P. 985−993.
  158. Patzak J. Assessment of somaclonal variability in hop (.Humulus lupulus L.) in vitro meristem cultures and clones by molecular methods // Euphytica.2003. V. 131. № 3. P. 343−350.
  159. Perring Т. M., Cooper A. U., Rodriguez R. J., Farrar C. A., Bellows, T. S. Identification of whitefly species by genomic and behavioural stadies // Science. 1993. V. 259. P. 74−77
  160. Peschke V.M., Phillips R.L. Activation of the Maize Transposable Element Suppressor-Mutator (Spm) in Tissue Culture // Theor. Appl. Genet. 1991. V. 81. P. 90−97.
  161. Polanco M.C., Ruiz M.L. AFLP analysis of somaclonal variation in Arabidopsis thaliana regenerated plants. // Plant Sci. 2002. V. 162. № 5. P. 817−824.
  162. Procunier J.D., Knox R.E., Bemier A.M. et al. DNA markers linked to T 10 loose smut resistance gene in wheat (Triticum aestivum L.). II Genome. 1997. V. 40. P. 176−179.
  163. Qureshi J.A., Hud P., Karma K.K. Is somaclonal variation a reliable tool for spring wheat improvement? // Euphitica, 1982. V. 60. P. 221−228.
  164. Rahman M.H., Rajora O.P. genetics and genomics: Microsatellite DNA somaclonal variation in micropropagated trembling aspen (Populus tremuloides). II Plant Cell Reports. 2001. V. 20. P. 531−536.
  165. Richards R.I., Sutherland G.R. Dynamic Mutations: A new class of mutations causing human disease // Cell. 1992. V. 70. P.709−712.
  166. Richardson B.J., Baverstock P.R. and Adams’M. Allozyme electrophoresis: A Handbook for Animal Systematics and Population Studies. Academic Press, Sydney, 1986.
  167. Richardson Т., Cato S., Ramser J. et al. Hybridization of microsatellites to RAPD: a new source of polymorphic markers. //Nucl. Acids Res. 1995. V. 23. P. 3798−3799.
  168. Roth E.F., Weber G., Lark K.G. Use of isopropyl-N (3-chlorophenyl)carbomrate (CIPC) to produce partial haploid cells from suspension culture of soybean (Glicine max). H Plant Cell Rep. 1982. V. 4. № 4. P. 205−208.
  169. Rouppe van der Voort J., Wolters P., Folkertsma R., Hutten R., van Zandvoort P. et all. Mapping of the cyst nematode resistance locus Gpa 2 in potato using a strategy based on comigrating AFLP markers. // Teor. Appl. Genet. 1997. V. 95. P. 874−880.
  170. Rychlik W. Selection of primers for polymerase chain reaction. // Mol. Biotechnol. 1995. V. 3. P. 129−134.
  171. Sacristan M.D. Karyotypic changes in callus cultures from haploid and diploid plants of Crepis capillaris L. // Chromosoma. 1971. V. 33. P. 273−283.
  172. Sacristan M.D., Melchers G. The caryological analesis of plants regenerated from tumorous and other callus culture of tobacco // Mol. Gen. Genet. 1969. V. 105. № 4. P. 317−333.
  173. Saghai-Maroof M.A., Soliman K.M., Jorgensen R.A., Allard R.W. Ribosomal DNA spacer-length polymorphisms in barley: Mendelian inheritance, chromosomal location, and population dynamics // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994. V. 81. P. 8014−8018.
  174. Saiki R.K., Scharf S" Faloona F., Mullis K.B., Erlich H.A., Arnheim N. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia // Science. 1985. Y.230. P. 1350.
  175. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S" Schafr S.J., Higuchi R" Horn G.T., Mullis K.B., Erlich H.A. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase // Science. 1988. V. 239. P. 487−491.
  176. Saitou N, Nei M. The neibor-joining method: a new method for reconstructing fhylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406−425.
  177. Schena M., Shalon D., Davis R.W., Brown P.O. Quantitative monitoring of gene expression patterns with a complementary DNA microarray // Science. 1995. V. 270. P. 467−470.
  178. Schierholt A., Becker H.C., Ecke W. Mapping a high oleic acid mutation in winter oilseed rape (Brassica napus L.). II Teor. Appl. Genet. 2000. V. 101. P. 897−901.
  179. Shepard J.F., Bidney D., Shalin E. Potato protoplasts in crop improvement. // Science. 1980. V. 208. P. 17- 24.
  180. Singh R., Matthes M., Karp A., Cheah S.-C. Variation in oil palm (Elaeis guineensis jacq.) tissue culture-derived regenerants reveald by AFLPs with methylation-sensitive enzymes // Teor Appl. Genet. 2001. V. 102. № 6/7.
  181. Sobir, Ohmori Т., Murata M., Motoyoshi F. Molecular characterization of the SCAR markers tightly linked to the Tm-2 locus of the genus Lycopersicon. // Teor. Appl. Genet.2000. V. 101. P. 64−69.
  182. Southern, E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis // J. Mol. Biol. 1975. V. 98. P. 503−517.
  183. Stegemann H., Francksen H., Masco V. Potato proteins: Genetic and physiological changers, evaluated by one- and two-dementional PAA-gel-techniques. // Zeitschrift fur Naturforschung. 1973. V. 23. P. 722−732.
  184. Stepansky A., Kovalski I., Perl-Treves R. Intraspecific classification of melons (Cucumis melo L.) in view of their phenotypic and molecular variation. // Plant Syst. and Evol. 1999. V. 217. P. 313−332.
  185. Swapna T.S. Esterase as molecular marker for salt tolerance in regenerated plants of rice 0Oryza sativa L.) // Cell Mol. Biol. Lett. 2002. V. 7. № 4. P. l 111−1120.
  186. Swarnkar P.L., Bohra S.P., Chandra N. Biochemical Studies on Initiation of Callus in Solarium surattense // Plant Physiol. 1986. V. 126. P. 293−296.
  187. Tai Т., Dahlbeck D., Stall R.E., Peleman J., Staskawicz B.J. Hign-resolution genetic and pnysical mapping of the region containing the Bs2 resistance gene of pepper. // Teor. Appl. Genet. 1999. V. 99. P. 1201−1206.
  188. Tautz, D. Hypervariability of simple sequences as a general source of polymorphic DNA markers // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6463−6471.
  189. Tiwari K.R., Penner G.A., Warkentin T.D. Identification of coupling and repulsion phase RAPD markers for powdery mildew resistance gene er-1 in pea. // Genome. 1998. V. 41. P. 440−444.
  190. Van de Peer Y., De Wachter R. Treecon for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for Microsoft Windows environment // Comput. Appl. Biosci. 1994. V. 10. P. 569−570.
  191. Taylor P.W.Y., Eraser T.A., Ко H-T., Henry R.Y. RAPD analysis of sugarcane during tissue culture. // Current Issues in Plant Molec. And Cell Biol., (Terry M., Cella R., Falavigna A., eds) Kluver Acad. Publishers, 1995 Dordrecht et al. P. 241−246.
  192. Van den Broeck D., Maes Т., Sauer M.J., De Keukeleire P., D’Hauw M., Van Montagu M., Gerats T. Transposon display identifies individual elements transposable in high copy number lines//Plant J. 1998. V. 13. P. 121−129.
  193. Van Harten A.M., Bouter H., Broerties C. In vitro adventicious bud techniques for vegetative propagation and mutation breeding of potato (Solanum tuberosum L.). 2. Significance for mutation breeding // Euphytica. 1981. V. 30. P. 1−8.
  194. Vendrame W.A., Kochert G., Wetzstein H.Y. AFLP analysis of variation in pecan somatic embryos. // Plant Cell Reports. 1999. V. 18. P. 853−857.
  195. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., Van de Lee Т., Homes M., Frij’ters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zabeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. // Nucleic Acids Research. 1995. V. 23. P. 4407−4444.
  196. Wakasa K. Variatins in the plants differentiated from tissue culture of pineapple // Jap. J. Breed. 1979. V. 29. P. 13−22.
  197. Z. (C-A) and (G-A) anchored simpl sequence repeats (ASSR) generated polymorphism in soybean (Glycine max L. Merr.) II Teor. Appl. Genet. 1998. V. 96. P. 1086−1096.
  198. Weber J., Diez J., Selosse M.-A., Tagu D., Le Tacon F. SCAR markers to detect mycorrhizas of an American Laccaria bicolor strain inoculated in European Douglas-fir plantations // Mycorrhiza. 2002. V. 12. P. 19−27.
  199. Weber J.L., May P.E. Abundant class of DNA polymorphisms which can be typed using the polymerase chain reaction. Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 388−396.
  200. Weeden N.F., Timmerman G.M., Hemmat M., Kneen B.E., Lodhi V.A. Inheritance and reliability of RAPD markers // Applications of RAPD Technology to Plant Breeding. 1993. P. 12−17.
  201. Weising K., Kaemmer D., Epplen J.T., Weigand F., Saxena M., Kahl G. DNA fingerprinting of Ascochyta rabieri with synthetic oligodeoxynucleotides // Current Genet 1991. V. 19. P. 483−489.
  202. Welsh, J., McClelland M., Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. №. 22. P. 7213−7218.
  203. Weng C., Kubisiak T.L., Stine M. SCAR markers in a longleaf pine x slash pine Fi family // Forest Genetics. 1998. V. 5. № 4. P. 239−247.
  204. Williams, J.G.K., Kibelik, A.R., Livak, K.J., Rafalski Y.A., Tingey S.V. DNA Polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic Acids Res. 1990. V.18. № 22. P. 6531−6535.
  205. Williams K.J., Fisher J.M., Langridge P. Identification of RFLP markers linked to the cereal cyst nematode resistance gene (Cre) in wheat.// Theor. Appl. Genet. 1994. V. 89. P. 927−930.
  206. Wu K.S., Jones R., Danneberger L., Scolnik P. Detection of microsatellite polymorphisms without cloning. // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 3257−3258.
  207. Zhang L.H., Ozias-Akins P., Kochert G., Kresovich S., Dean R., Hanna W. Differentiation of bermuda grass (Cynodon spp.) genotypes by AFLP analyses. // Teor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P. 895−902.
  208. Yang H., Tabei Y., Kamada H., Kayano Т., Takaiwa F. Detection of somaclonal variation in cultured Rice cells using digoxigenin-based Random Amplified Polymorphic DNA // Plant Cell Reports. 1999. V. 18. № 6. P. 520−526.
  209. Zacchini M., Marotta A., De Agazio M. Tolerance to salt stress in maize callus lines with different polyamine content // Plant Cell Reports. 1997. V. 17. P. 119−122.
  210. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by sequence repeat (SSR) anchored polymerase chain reaction amplification. // Genomics. 1994. V. 20. P. 176 183.1. БЛАГОДАРНОСТИ.
  211. В заключение автор благодарит Шамину З. Б., Долгих Ю. И. и Гостимского С. А. за научное руководство, поддержку и ценные замечания, высказанные при обсуждении работы.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!