Каталитические системы получения водорода биофотолизом воды

Биоэнергетика в последние 10−15 лет стала занимать все более заметное место в мировом производстве тепла, электричества и моторных топлив [1].

Всплеск интереса к биомассе связан с истощением запасов ископаемого топлива, стремлением к энергосбережению и национальной энергобезопасности и необходимостью сокращения эмиссии парниковых газов, поэтому использование этого возобновляемого источника энергии находит все большее распространение как в развивающихся, так и в промышленно развитых странах [2,3]. Биомасса — шестой по запасам из доступных на настоящий момент источников энергии после горючих сланцев, урана, угля, нефти и природного газа и пятый по производительности после прямой солнечной, ветровой, гидро и геотермальной энергии [4]. Ее классифицируют на древесную (до 80%), травяную и плодовую биомассу. Также к ней относят отходы пищевой, сельскохозяйственной и лесоперерабатывающей промышленностей [5].

Повышенное внимание на сегодняшний день уделяется биомассе кислород-продуцирующих микроорганизмов, т. е. микроводорослям и цианобактериям. Это обусловлено тем, что их культивирование в сравнении с другими представителями биомассы обладает рядом существенных преимуществ [6]:

1 — микроводоросли способны расти круглый год в фотобиореакторах закрытого типа;

2 — микроводоросли растут в водной среде, содержащей минимальное количество питательных веществ, что упрощает процесс самого культивирования;

3 — размещение фотобиореакторов может быть на непахотных землях, что сводит к минимуму экологические последствия, связанные с землепользованием;

4 — микроводоросли улучшают качество воздуха, поскольку могут фиксировать ССЬ (1 кг сухой биомассы водорослей может использовать до 1,83 кг ССЬ);

5 — выращивание микроводорослей не требует применения гербицидов и пестицидов в отличие от сельскохозяйственных культур, что имеет огромное экономическое и экологическое значение.

Кроме этого кислород-продуцирующие микроорганизмы являются углеводсодержащим сырьем, что позволяет их использовать в качестве субстрата для анаэробного сбраживания клетками бактерий, продуцирующих водород.

Водород является одним из основных претендентов на использование в качестве топлива, т.к. он превышает по энергоемкости на единицу массы все соединения, использующиеся в качестве топлива. Практически единственным продуктом его сгорания является вода [1]. В современной промышленности большую часть водорода получают паровой конверсией метана или каталитической конверсией углеводородов. Однако серьезным недостатком этих методов является наличие высоких выбросов ССЬ в атмосферу. Кроме того, в технологическом процессе получения водорода данным способами используется высокопотенциальная энергия, на получение которой в свою очередь затрачивается дефицитное ископаемое топливо (уголь, природный газ, нефтепродукты), что делает такое производство экономически не выгодным. Также водород можно синтезировать путем электролиза воды, но из-за высокой стоимости электроэнергии доля такого способа в мировом производстве не превышает 5% [7].

В связи с описанным выше актуальным является получение водорода биологическим путем. Это позволяет избежать загрязнения окружающей среды и является идеальной альтернативой топливам, получаемым из полезных ископаемых. Такой выбор обусловлен тем, что биологический процесс, в отличие от химического или электрохимического, катализируется микроорганизмами в водной среде при условиях (температуре и давлении), характерных для их жизнедеятельности, что позволяет создать экологически чистые каталитические системы производства водорода, функционирующие в отсутствие высоких температур и давления в рабочем реакторе.

На сегодняшний день методы получения водорода биологическим путем находятся на стадии технологических разработок. Достаточно много известно о темновых анаэробных процессах, осуществляемых, например, при брожении углеводов клетками Clostridium. Однако их недостатками являются низкий выход водорода и наличие побочных продуктов. С помощью микроводорослей можно реализовать прямой биофотолиз (т.е. сначала на свету в клетках микроводорослей происходит фотосинтез, затем в темноте Fe-гидрогсназы в них активируются, и выделяется водород), но токсическое действие кислорода на Fe-гидрогеназу ограничивает возможности его использования [7, 8]. Низкие эффективность и скорости процессов, осуществляемых цианобактериями, также создают ряд проблем. Перспективными являются пурпурные несерные бактерии, поэтому в последнее время интенсифицировались работы по поиску дешевых субстратов и оптимальных условий для этих микроорганизмов [7, 9].

Интересен процесс биофотолиза воды в две стадии разными микроорганизмами, который состоит из: 1) разложения воды под действием света с выделением кислорода (фотосинтез) — 2) получения водорода из продуктов фотосинтеза. Этот процесс является весьма перспективным в связи с тем, что он требует единственного и исключительно чистого источника энегрии, имеющего неограниченные резервы, — света [10, 11], но вместе с тем он представляет собой малоизученную область.

Таким образом, осуществление биофотолиза воды в две стадии, т. е. накопление биомассы клеток кислород-продуцирующих микроорганизмов, способных осуществлять фотосинтез, с последующей ее анаэробной конверсией клетками водород-продуцирующих бактерий, имеет огромное практическое значение с точки зрения получения альтернативных видов топлив. Применение иммобилизованных клеток в обсуждаемых процессах, как ожидается, может позволить повысить выходы конечных продуктов, упростить операции выращивания и хранения культур микроорганизмов, а также позволяет создать новую перспективную технологию получения водорода.

Кроме этого, интерес представляет собой исследование возможности «зацикливания» процесса биофотолиза, т. е. возможность использования культуральной жидкости, получаемой после анаэробной конверсии субстрата на второй стадии биофотолиза, для культивирования клеток кислород-продуцирующих микроорганизмов на первой стадии.

Целью данной работы была разработка системы сопряжения процессов фоторазложения воды и образования водорода на основе иммобилизованных клеток микроорганизмов.

Принципиальная схема разрабатываемой системы с сопряжением процессов фоторазложения воды (I) и образования водорода (II) представлялась следующим образом:

Для ее реализации были сформулированы следующие основные задачи работы: 1 — разработать биокатализатор на основе иммобилизованных клеток бактерий рода С1о$ 1гкИит, продуцирующих водород в процессе ацетон-бутанол-этанольной 9 ферментации, оптимизировать его состав и условия его функционирования, а также определить основные каталитические характеристики биокатализатора;

2 — определить возможность использования биомассы различных кислород-продуцирующих микроорганизмов для ее конверсии иммобилизованными клетками бактерий рода Clostridium в водород, и отобрать культуры кислород-продуцирующих микроорганизмов, позволяющие накапливать биомассу, подлежащую наиболее эффективной конверсии в целевой продукт;

3 — разработать методы эффективного накопления биомассы клеток кислород-продуцирующих микроорганизмов для их конверсии в водород, а также метод иммобилизации клеток этих микроорганизмов;

4 — определить возможность использования культуральной жидкости, получаемой после стадии применения иммобилизованных клеток рода Clostridium в качестве среды для накопления биомассы клеток кислород-продуцирующих микроорганизмов.

5 — установить режим эффективного функционирования биокаталитической системы получения водорода биофотолизом воды из биомассы кислород-продуцирующих микроорганизмов.

1. Варфоломеев С. Д., Ефременко Е. Н., Крылова Л. П. Биотоплива. // Усп. Химии, 2010. Т.79(6). С. 544 — 564.

2. Чернова Н. И., Коробкова Т. П., Киеилева C.B. Биомасса как источник энергии // Вестник РАЕН, 2010. T. 1.С.54−60.

3. Demirbas A. Use of algae as biofuel sources // Energ. Convers. Manag., 2010. V. 51. P.2738 2749.

4. Berndes G., Hoogwijk M., van den Broek R. The contribution of biomass in the future global energy supply: a review of 17 studies // Biomass Bioenerg., 2003.V. 25. P. 1 28.

5. Saxena R.C., Adhikari D.K., Goyal H.B. Biomass-based energy fuel through biochemical routes: a review // Renew. Sustain. Energ. Rev., 2009. V. 13. P. 167 178.

6. Mata T.M., Martins A.A., Caetano N.S. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review // Renew. Sustain. Energ. Rev., 2010. V. 14. P. 217 232.

7. Цыганков А. А. Получение водорода // Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И.Менделеева), 2006. Т. 50(6). С. 26 33.

8. Das D., Veziroglu T. N. Advances in biological hydrogen production processes // Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 6046 6057.

9. Melis A, Melnicki M.R. Integrated biological hydrogen production // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 1563- 1573.Ю.Варфоломеев С. Д. Конверсия энергии биокаталитическими системами / Изд-во Моск. унив-та, 1981. 256 с.

10. Варфоломеев С. Д., Медман Д. Я., Пинчукова Е. Е., Чан Динь Тоай. Биофотолиз воды в сопряженных по метаболитам культурах микроорганизмов // Доклады Академии Наук СССР, 1985. Т. 284(5). С. 1275 1277.

11. Das D., Veziroglu T.N. Advances in biological hydrogen production processes // Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 6046 6057.

12. Lee D.-J., Show K.-Y., Su A. Dark fermentation on biohydrogen production: Pure culture // Bioresour.Technol., 2011. V. 102. P. 8393 8402.

13. Kirtay E. Recent advances in production of hydrogen from biomass // Energ. Convers. Manag., 2011. V. 52. P. 1778- 1789.

14. Winkler M., Hemsehemeier A., Gotor C., Melis A., Happe T. Fe.- hydrogenase in green algae: photo-fermentation and hydrogen evolution under sulfur deprivation // Int. J. Hydrogen Energ., 2002. V. 27. P. 1431 1439.

15. Liu J., Bukutin V.E., Tsygankov A.A. Light energy conversion into H2 by Anabaena variables mutant PK84 dense culture exposed in nitrogen limitations // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 1591 1596.

16. Neil G., Nicholas D.J.D., Bockris J.O.M., McCann J.F. The photosynthetic production of hydrogen // Int. J. Hydrogen Energ., 1976. V. 1. P. 45 48.

17. Ozturk Y., Yucel M., Daldal F., Mandacl S., Gunduz U., Turker L. Hydrogen production by using Rhodobacter capsulatas mutants with genetically modified electron transfer chains // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 1545 1552.

18. Fabiano В., Perego P. Thermodynamic study and optimization of hydrogen production by Enterobacter aerogenes II Int. J. Hydrogen Energ., 2002. V. 27. P. 149−156.

19. Kumar N., Das D. Enhancement of hydrogen production by Enterobacter cloacae IIT-BT 08 // Process. Biochem., 2000. V. 35. P. 589 593.

20. Fang H.H.P., Zhu H., Zhang T. Phototrophic hydrogen production from glucose by pure and co-culture of Clostridium butyricum and Rhodobacter sphaeroides II Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 2223−2230.

21. Benemann J.R. Hydrogen production by microalgae // J. Appl. Phycol., 2000. V. 12. P. 291 -300.

22. Melis A., Happe T. Hydrogen production. Green algae as a source of energy // Plant Physiol., 2001. V. 127. P. 740−748.

23. Цыганков А. А. Получение водорода биологическим путем // Росс. Хим. Журнал, 2007. Т. 50(6). С. 26−33.

24. Laurinavichene T.V., Fedorov A.S., Ghirardi M.L., Seibert M., Tsygankov A.A. Demonstration of sustained hydrogen photoproduction by immobilized, sulfur-deprived Chlamydomonas reinhardtii cells // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 659 667.

25. Miyamoto K., Matsuoka S., Miura Y., Negoro N. Immobilized cells of a unicellular green alga and a photosynthetic bacterium for use in a biophotolysis system // Appl. Biochem. Biotechnol., 1992. V. 34/35. P. 459 466.

26. Mahro В., Grimme L.H. H2-photoproduction by green algae: The significance of anaerobic pre-incubation periods and of high light intensities for H2-photoproductivity of Chlorella fusca II Arch. Microbiol., 1982. V. 132. P. 82 86.

27. Tsygankov A.A., Borodin V.B., Rao K.K., Hall D.O. H2 photoproduction by batch culture of Anabaena variabilis ATCC 29 413 and its mutant PK84 in a photobioreactor // Biotechnol. Bioeng., 1999. V. 64(6). P. 709 715.

28. Eroglu i., Tabanoglu A., Gundiiz U., Eroglu E., Yiicel M. Hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides O.U.OOl in a flat plate solar bioreactor // Int. J. of Hydrogen energ., 2008. V. 33(2). P. 531 541.

29. Aoyama K., Uemura I., Miyake J., Asada Y. Photosynthetic bacterial hydrogen production with fermentation products of cyanobacterium Spirulina platensis // BioHydrogen, edited by Zaborsky et al. Plenum Press, New York, 1998. V. 38. P. 305 -309.

30. Ikuta Y., Akano Т., Shioji N., Maeda I. Hydrogen production by photosynthetic microorganisms // BioHydrogen, edited by Zaborsky et al. Plenum Press, New York, 1998. V. 40. P. 319−328.

31. Melis A., Melnicki M.R. Integrated biological hydrogen production // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 1563 1573.

32. Ren Y., Wang J., Liu Z., Ren Y., Li G. Hydrogen production from the monomelic sugars hydrolyzed from hemicellulose by Enterobacter aerogenes II Renew. Energ., 2009. V. 34(12). P. 2774−2779.

33. Kim J.K., Nhat L., Chun Y.N., Kim S.W. Hydrogen production conditions from food waste by dark fermentation with Clostridium beijerinckii KCTC 1785 // Biotechnol. Bioproc. Eng., 2008. V. 13(4). P. 499 504.

34. Jo J.H., Lee D.S., Park D., Park J.M. Biological hydrogen production by immobilized cells of Clostridium tyrobutyricum JM1 isolated from a food waste treatment process // Bioresour. Technol., 2008. V. 99(14). P. 6666 6672.

35. Hsien-Long Chin, Zu-Shia Chen, C. Perry Chou. Fedbatch operation using Clostridium acetobutylicum suspension culture as biocatalyst for enhancing hydrogen production // Biotechnol. Progr., 2003. V. 19. P. 383 -388.

36. Jianlong Wang, Wei Wan Factors influencing fermentative hydrogen production: A review // Int. J. Hydrogen Energ., 2009. V. 34. P. 799 811.

37. Промышленная микробиология. Под ред. Н. С. Егорова. / М.: Издательство «Высшая школа», 1989. С. 469 472.

38. Brosseau J.D., Zajic J.E. Hydrogen-gas production with Citrobacter intermedins and Clostridium pasteurianum II J. Chem. Tech. Biotechnol., 1982. V. 32. P. 496 502.

39. Chen C., Yang M., Yeh K., Liu C., Chang J. Biohydrogen production using sequential two-stage dark and photo fermentation processes // Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 4755 4762.

40. Kotay S.M., Das D. International biohydrogen as a renewable energy resource — prospects and potentials // J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 258 263.

41. Ni Y., Sun Z. Recent progress on industrial fermentative production of acetone-butanol-ethanol by Clostridium cicetobutylicum in China // Appl. Microbiol. Biotechnol., 2009. V. 83. P. 415−423.

42. Kapdan I.K., Kargi F. Bio-hydrogen production from waste materials // Enzym. Microb. Tech., 2006. V. 38. P. 569 582.

43. Lin P.-Y., Whang L.-M., Wu Y.-R., Ren W.-J., Hsiao C.-J., Li S.-L., Chang J.-S. Biological hydrogen production of the genus Clostridium', metabolic study and mathematical model simulation // Int. J. Hydrogen Energ., 2007. V. 32. P. 1728 1735.

44. Zhang H., Bruns M.A., Logan B.E. Biological hydrogen production by Clostridium cicetobutylicum in an unsaturated flow reactor// Water Res., 2006. V. 40. P. 728 734.

45. Pan C.-M., Fan Y.-T., Zhao P., Hou H.-W. Fermentative hydrogen production by the newly isolated Clostridium beijerinckii Fanp3 // Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 5383 -5391.

46. Collet C., Adler N., Schwitzgu 1 ebel J.-P., Pleringer P. Hydrogen production by Clostridium thermolacticum during continuous fermentation of lactose // Int. J. Hydrogen Energ., 2004. V. 29. P. 1479 1485.

47. Taguchi F., Mizukami N., Taki T.S., Hasegawa K. Hydrogen production from continuous fermentation of xylose during growth of Clostridium sp. strain No-2 // Can. J. Microbiol., 1995. V. 41(6). P. 536−540.

48. Ferchichi M., Crabbe E., Hintz W., Gil G., Almadidy A. Influence of culture parameters on biological hydrogen production by Clostridium saccharoperbutylacetonicum ATCC 27 021 // World J. Microbiol. Biotechnol., 2005. V. 21. P. 855 862.

49. Islam R., Cicek N., Sparling R., Levin D. Effect of substrate loading on hydrogen production during anaerobic fermentation by Clostridium thermocellum 27 405 // Appl. Microbiol. Biotechnol., 2006. V. 72. P. 576 583.

50. Wang C.-H., Chang J.-S. Continuous biohydrogen production from starch with granulated mixed bacterial microflora // Energ. Fuel., 2008. V. 22. P. 93 97.

51. Liu G., Shen J. Effects of culture and medium conditions on hydrogen production from starch using anaerobic bacteria // J. Biosci. Bioeng., 2004. V. 98(4). P. 251 256.

52. Lay J.-J. Modeling and optimization of anaerobic digested sludge converting starch to hydrogen // Biotechnol. Bioeng., 2000. V. 68(3). P. 269 278.

53. Yokoi H., Saitsu A., Uchida H., Hirose J., Hayashi S., Takasaki Y. Microbial hydrogen production from sweet potato starch residue // J. Biosci. Bioeng., 2001. V. 91(1). P. 58 -63.

54. Yokoi H., Maki R., Hirose J., Hayashi S. Microbial production of hydrogen from starch-manufacturing wastes // Biomass Bioenerg., 2002. V. 22. P. 389 395.

55. Thang V.H., Kanda K., Kobayashi G. Production of acetone-butanol-ethanol (ABE) in direct fermentation of Cassava by Clostridium saccharoperbutylacetonicum N1−4 // Appl. Biochem. Biotechnol., 2010. V. 161. P. 157 170.

56. Cappelletti B.M., Reginatto V., Amante E.R., Antonio R.V. Fermentative production of hydrogen from cassava processing wastewater by Clostridium acetobutylicum II Renew. Energ., 2011. V. 36. P. 3367 3372.

57. Saratale G.D., Chen S.-D., Lo Y.-C., Saratale R.G., Chang G.-S.Outlook of biohydrogen production from lignocellulosic feedstock using dark fermentation a review // J. Sci. Ind. Res., 2008. V. 67. P. 962 — 979.

58. Cheng C.-L., Lo Y.-C., Lee K.-S., Lee D.-J., Lin C.-Y., Chang J.-S. Biohydrogen production from lignocellulosic feedstock // Bioresour. Technol., 2011. V. 102. P. 8514 -8523.

59. Levin D.B., Carere C.R., Cicek N., Sparling R. Challenges for biohydrogen production via direct Iignocellulose fermentation // Int. J. Hydrogen Energ., 2009. V. 34. P. 7390 -7403.

60. Levin D., Islam R., Cicek N., Sparling R., Hydrogen production by Clostridium thermocellum 27 405 from cellulosic biomass substrates // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 1496−1503.

61. Magnusson L., Islam R., Sparling R., Levin D., Cicek N. Direct hydrogen production from cellulosic waste materials with a single-step dark fermentation process // Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 5398 5403.

62. Pattra S., Sangyoka S., Boonmee M., Reungsang A. Bio-hydrogen production from the fermentation of sugarcane bagasse hydrolysate by Clostridium butyricum II Int. J. Hydrogen Energ., 2008. V. 33. P. 5256 5265.

63. Han S.-K., Shin H.-S. Biohydrogen production by anaerobic fermentation of food waste // Int. J. Hydrogen Energ., 2004. V. 29. P. 569 577.

64. Ren N.Q., Chua H., Chan S.Y., Tsang Y.F., Wang Y.J., Sin N. Assessing optimal fermentation type for bio-hydrogen production in continuous-flow acidogenic reactors // Bioresour. Technol., 2007. V. 98. P. 1774- 1780.

65. Ren N., Li J., Li В., Wang Y., Liu S. Biohydrogen production from molasses by anaerobic fermentation with a pilot-scale bioreactor system // Int. J. Hydrogen Energ., 2006. V. 31. P. 2147−2157.

66. Калюжный С. В. Биотехнологическое получение водорода: фундаментальные принципы и лимитирующие факторы // Катализ в промышленности, 2006. № 6. С. 33−41.

67. Ефременко Е. Н. Гетерогенные биокатализаторы на основе иммобилизованных клеток микроорганизмов: фундаментальные и прикладные аспекты. //Дисс. д.б.н., Москва, 2009. 433 с.

68. Yang X.-Y., Tian G., Jiang N., Su B.-L. Immobilization technology: a sustainable solution for biofuel cell design // Energ. Environ. Sci., 2012. V. 5. P. 5540 5563.

69. Lozinsky V.I., Plieva F.M. Poly (vinyl alcohol) cryogels employed as matrices for cell immobilization. 3. Overview of recent research and developments // Enzym. Microb. Tech., 1998. V. 23. P.227 242.

70. Lienhardt J., Schripsema J., Qureshi N., Blaschek H.P. Butanol production by Clostridium beijerinckii BA101 in an immobilized cell biofilm reactor // Appl. Biochem. Biotechnol., 2002. V. 98−100. P. 591 598.

71. Zhang Y., Ma Y., Yang F., Zhang C. Continuous acetone-butanol-ethanol production by corn stalk immobilized cells // J. Ind. Microbiol. Biotechnol., 2009. V. 36. P. 1117 -1121.

72. Huang W., Ramey D.E., Yang S. Continuous production of butanol by Clostridium acetobutylicum immobilized in a fibrous bed bioreactor // Appl. Biochem. Biotechnol., 2004. V. 113−116. P. 887−898.

73. Yokoi H., Maeda Y., Hirose J., Hayashi S., Takasaki Y. Ho production by immobilized cells of Clostridium butyricum on porous glass beads // Biotechnol. Tech., 1997. V. 11(6). P. 431 -433.

74. Zhang Z.-P., Show K.-Y., Tay J.-H., Liang D.T., Lee D.-J. Enhanced continuous biohydrogen production by immobilized anaerobic microflora // Energ. Fuel., 2008. V. 22. P. 87−92.

75. Zhang Z.-P., Show K.-Y., Tay J.-H., Liang D.T., Lee D.-J., Su A. The role of acid incubation in rapid immobilization of hydrogen-producing culture in anaerobic upflow column reactors // Int. J. Hydrogen energ., 2008. V. 33. P. 5151 5160.

76. Karube I., Urano N., Matsunaga T., Suzuki S. Hydrogen production from glucose by immobilized growing cells of Clostridium butyricum II Eur. J. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1982. V. 16. P. 5 9.

77. Karube I., Suzuki S., Matsunaga T., Kuriyama S. Biochemical energy conversion by immobilized whole cells / Annals New York Academy of Sciences, 1981. P. 91 98.

78. Zhao L., Cao G" Wang A., Guo W., Liu B., Ren H., Ren N., Ma F. .Enhanced biohydrogen production by immobilized Clostridium sp. T2 on a new biological carrier // Int. J. Hydrogen Energ., 2012. V. 37. P. 161 166.

79. Karube I., Matsunaga T., Tsuru S., Suzuki S. Continuous hydrogen production by immobilized whole cells of Clostridium butyricum II Biochim. Biophys. Acta, 1976. V. 444. P. 338−343.

80. Matsunaga T., Karube I., Suzuki S. Some observations on immobilized hydrogen-producing bacteria: behavior of hydrogen in gel membranes // Biotechnol. Bioeng., 1980. V. 22. P. 2607−2615.

81. Nguyen-Ngoc H., Tran-Minh С. Sol-gel process for vegetal cell encapsulation // Mater. Sci. Eng., 2007. V. 27(4). P. 607 611.

82. Hashimoto S., Furukawa К., Наша H. Immobilization of activated sludge and its treatment capability. // J. Japan Sewege Works Assoc., 1986. V. 23(1). P. 16 22.

83. Ariga O., Takagi H., Nishizawa H. Immobilization of microorganisms with PVA hardened by iterative freezing and thawing. // J. Ferment. Technol., 1987. V. 65(6). P. 651 -658.

84. Lozinsky V.I., Zubov A.L., Titova E.F. Swelling behavior of poly (vinyl alcohol) cryogels employed as matrices for cell immobilization // Enzym. Microb. Tech., 1996. V. 18. P. 561 -569.

85. Lozinsky V.I. Polymeric cryogels as a new family of macroporous and supermacroporous materials for biotechnological purposes // Russ. Chem. Bull., 2008. V. 57(5). P. 1015 -1032.

86. Kokufuta E., Jinbo E. A hydrogel capable of facilitating polymer diffusion through the gel porosity and its application in enzyme immobilization. // Macromolecules, 1992. V.25(13). P. 3549−3552.

87. Lee S., Cho М.О., Park С.Н., Chung Y., Kim J.H., Sang В., Um Y. Continuous butanol production using suspended and immobilized Clostridium beijerinckii NCIMB 8052 with Supplementary Butyrate // Energ. Fuel., 2008. V. 22. P. 3459 3464.

88. Bai M.-D., Chao Y.-C., Lin Y.-H., Lu W.-C., Lee H.-T. Immobilized biofilm used as seeding source in batch biohydrogen fermentation // Renew. Energ., 2009. V. 34. P. 1969; 1972.

89. Варфоломеев С. Д. Конверсия энергии биокаталитическими системами / Изд-во МГУ, 1981.256 с.

90. Maksimova I.V., Bratkovskaya L.B., Plekhanov S.E. Extracellular carbohydrates and polysaccharides of the alga Chlorella pyrenoidosa Chick S-39 // Biol. Bull., 2004. V. 31(2). P. 175−181.

91. Sameera V., Sameera C., Ravi T.Y. Current strategies involved in biofuel production from plants and algae // Microb. Biochem. Tech., 2011. V. 1. P. 1−9.

92. Harun R., Singh M., Forde G.M., Danquah M.K. Bioprocess engineering of microalgae to produce a variety of consumer products // Renew. Sustain. Energ. Rev., 2010. V. 14. P. 1037- 1047.

93. Sialve B., Bernet N., Bernard O. Anaerobic digestion of microalgae as a necessary step to make microalgal biodiesel sustainable // Biotechnol. Adv., 2009. V. 27. P. 409 416.

94. Bertocchi C., Navarini L., Cesaro A., Anastasio M. Polysaccharides from cyanobacteria //Carbohydr. Polymer., 1990. V. 12. P. 127- 153.

95. Takeda H. Classification of Chlorella strains by cell wall sugar composition // Phytochemistry, 1988. V. 27(12). P. 3823 3826.

96. Bailey J.M., Neish A.l. Starch synthesis in Chlorella vulgaris II Can. J. Biochem. Physiol., 1954. V. 32. P. 452 464.

97. Paulsen B.S., Vieira A.A.H. Structure of capsular and extracellular polysaccharides produced by the desmid Spondylosium panduriforme (Chlorophyta) // J. Phycol., 1994. V. 30. P. 638−641.

98. Kiemle S.N., Domozych D.S., Gretz M.R. The extracellular polymeric substances of desmids (Conjugatophyceae, Streptophyta): chemistry, structural analyses and implications in wetland biofilms // Phycologia, 2007. V. 46(6). P. 617 627.

99. Handbook of microalgal culture: biotechnology and applied phycology. Edited by Amos Richmond. / Blackwell Publishing Ltd, 2004. P. 3 19.

100. Brown M.R. The amino-acid and sugar composition of 16 species of microalgae used in mariculture // J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1991. V. 145. P. 79−99.

101. Mussgnug J.H., Klassen V., Schluter A., Kruse O. Microalgae as substrates for fermentative biogas production in a combined biorefinery concept // J. Biotechnol., 2010. V. 150. P. 51 -56.

102. Forsberg C.W., Donaldson L., Gibbins L.N. Metabolism of rhamnose and other sugars by strains of Clostridium acetobutylicum and other Clostridium species // Can. J. Microbiol., 1987. V. 33. P. 21 26.

103. Lakaniemi A.-M., Hulatt C.J., Thomas D.N., Tuovinen O.H., Puhakka J.A. Biogenic hydrogen and methane production from Chlorella vulgaris and Dunaliella iertiolecta biomass // Biotechnol. Biofliels, 2011. V. 4(34). P. 1 12.

104. Chen R.H., Oswald W.J. Thermochemical treatment for algal fermentation // Environ. Int., 1998. V. 24(8). P. 889 897.

105. Sialve B., Bernet N., Bernard O. Anaerobic digestion of microalgae as a necessary step to make microalgal biodiesel sustainable // Biotechnol. Adv., 2009. V. 27(4). P. 409 -416.

106. Sun J., Yuan X., Shi X., Chu C., Guo R., Kong H. Fermentation of Chlorella sp. for anaerobic bio-hydrogen production: influences of inoculum-substrate ratio, volatile fatty acids and NADH // Bioresour. Technol., 2011. V. 102. P. 10 480 10 485.

107. Carver S.M., Hulatt C.J., Thomas D.N., Tuovinen O.H. Thermophilic, anaerobic co-digestion of microalgal biomassand cellulose for H2 production // Biodegradation, 2011. V. 22.1. 4. P. 805−814.

108. Yang Z., Guo R., Xu X., Fan X., Luo S. Hydrogen and methane production from lipid-extracted microalgal biomass residues // Int. J. Hydorgen Energ., 2011. V. 36(5). P. 3465 3470.

109. Yun Y.-M., Jung K.-W., Kim D.-H., Oh Y.-K., Shin H.-S. Microalgal biomass as a feedstock for bio-hydrogen production // Int. J. Hydrogen Energ., 2012. DOI: 10.1016/j.ijhydene.2012.02.017.

110. Yang Y., Gao K. Effects of C02 concentrations on the freshwater microalgae, Chlamydomonas reinhardtii, Chlorella pyrenoidosa and Scenedesmus obliquus (Chlorophyta) // J. Appl. Phycol., 2003. V. 15. I. 5. P. 379−389.

111. Liu C.-H., Chang C.-Y., Cheng C.-L., Lee D.-J., Chang J.-S. Fermentative hydrogen production by Clostridium butyricum CGS5 using carbohydrate-rich microalgal biomass as feedstock // Int. J. Hydrogen Energ., 2012. DOI: 10.1016/j.ijhydene.2012.04.076.

112. Prat S. Algarum, hepaticarum, muscorumque in culturis collectio. / Prague, Preslia, 1948. XXII-XXIII. P. 1 -12.

113. Tamiya H., Ywamura T., Shibata K., Hase E., Niliei T. Correlation between photosynthesis and light-independent metabolism in the growth of Chlorella II Biochim. Biophys. Acta, 1953. V. 1. P. 25−40.

114. Abou-Shanab R.A.I., Matter I.A., Kim S.N., Oh Y.K., Choi J., Jeon B.H. Characterization and identification of lipid-producing microalgae species isolated from a freshwater lake // Biomass Bioenerg., 2011. V. 35. P. 3079 3085.

115. Jin J., Yang L., Chan S.M.N., Luana T., Li Y., Tam N.F.Y. Effect of nutrients on the biodegradation of tributyltin (TBT) by alginate immobilized microalga, Chlorella vulgaris, in natural river water// J. Hazard. Mater, 2011. V. 185. P. 1582 1586.

116. Lin K.C., Lee Y.L., Chen C.Y. Metal toxicity to Chlorella pyrenoidosa assessed by a short-term continuous test // J. Hazard. Mater., 2007. V. 142. P. 236 241.

117. Mutlu Y.B., Isik O., Uslu L., Koc K., Durmaz Y. The effects of nitrogen and phosphorus deficiencies and nitrite addition on the lipid content of Chlorella vulgaris (Chlorophyceae) // Afr. J. Biotechnol., 2011. V. 10(3). P. 453 456.

118. Liu Z.Y., Wang G. C, Zhou B.C. Effect of iron on growth and lipid accumulation in Chlorella vulgaris II Bioresour. Technol., 2008. V. 99. P. 4717 4722.

119. Chen C.-Y., Yeh K.-L., Aisyah R., Lee D.-J., Chang J.-S. Cultivation, photobioreactor design and harvesting of microalgae for biodiesel production: a critical review // Bioresour. Technol., 2011. V. 102. P. 71 81.

120. Heredia-Arroyo T., Wei W., Ruan R., Hu B. Mixotrophic cultivation of Chlorella vulgaris and its potential application for the oil accumulation from non-sugar materials // Biomass bioenerg., 2011. V. 35(5). P. 2245 2253.

121. Liang Y., Sarkany N., Cui Y. Biomass and lipid productivities of Chlorella vulgaris under autotrophic, heterotrophic and mixotrophic growth conditions // Biotechnol. Lett., 2009. V. 31. P. 1043- 1049.

122. Wang L., Min M., Li Y., Chen P., Chen Y., Liu Y., Wang Y., Ruan R. Cultivation of green algae Chlorella sp. in different wastewaters from municipal wastewater treatment plant// Appl. Biochem. Biotechnol., 2010. V. 162. P. 1174- 1186.

123. Пульц О. Плоскостной биореактор закрытого типа для продукции биомассы микроводорослей // Физиология растения, 1994. Т. 41(2). С. 292 298.

124. Qu С.-В., Wu Z.-Y., Shi Х.-М. Phosphate assimilation by Chlorella and adjustment of phosphate concentration in basal medium for its cultivation // Biotechnol. Lett., 2008. V. 30. P. 1735- 1740.

125. Zeng X., Danquah M.K., Chena X.D., Lu Y. Microalgae bioengineering: from ССЬ fixation to biofuel production // Renew. Sustain. Energ. Rev., 2011. V. 15. P. 3252 -3260.

126. Powell E.E., Mapiour M.L., Evitts R.W., Hill G.A. Growth kinetics of Chlorella vulgaris and its use as a cathodic half cell // Bioresour. Technol., 2009. V. 100. P. 269 -274.

127. Lv J.-M., Cheng L.-H., Xu X.-H., Zhang L., Chen H.-L. Enhanced lipid production of Chlorella vulgaris by adjustment of cultivation conditions // Bioresour. Technol., 2010. V. 101. P. 6797−6804.

128. Sostaric M., Golob J., Bricelj M., Klinar D., Pivec A. Studies on the growth of Chlorella vulgaris in culture media with different carbon sources // Chem. Biochem. Eng. Q., 2009. V. 23(4). P. 471 477.

129. Kumar A., Ergas S., Yuan X., Sahu A., Zhang Q., Dewulf J., Malcata F.X., van Langenhove H. Enhanced ССЬ fixation and biofuel production via microalgae: recent developments and future directions // Trends Biotechnol., 2010. V. 28. P. 371 380.

130. Lee J.-S., Kim D.-K., Lee J.-P., Park S.-H., Koh J.-H., Cho H.S., Kim S.-W. Effects of S02 and NO on growth of Chlorella sp. KR-1 // Bioresour. Technol., 2002. V. 82. P. 1 -4.

131. Douskova I., Doucha J., Livansky K., Machat J., Novak P., Umysova D., Zachleder V., Vitova M. Simultaneous flue gas bioremediation and reduction of microalgal biomass production costs // Appl. Microbiol. Biotechnol., 2009. V. 82. P. 179- 185.

132. Цоглин Jl.H., Габель Б. В., Фалькович Т. Н., Семененко В. Е. Фотобиореакторы закрытого типа для культивирования микроводорослей // Физиология растений, 1996. Т. 43(1). С. 149- 155.

133. Phukan M.M., Chutia R.S., Konwar B.K., Kataki R. Microalgae Chlorella as a potential bio-energy feedstock // Appl. Energ., 2011. V. 88(10). P. 3307 3312.

134. Hogewoning S.W., Douwstra P., Trouwborst G., van Ieperen W., Harbinson J. An artificial solar spectrum substantially alters plant development compared with usual climate room irradiance spectra // J. Exp. Bot., 2010. V. 61(5). P. 1267 1276.

135. Wahal S., Viamajala S. Maximizing algal growth in batch reactors using sequential change in light intensity// Appl. Biochem. Biotechnol., 2010. V. 161. P. 511 522.

136. Barbosa M.J., Janssen M., Ham N., Tramper J., Wijffels R.H. Microalgae cultivation in air-lift reactors: modeling biomass yield and growth rate as a function of mixing frequency// Biotechnol. Bioeng., 2003. V. 82(2). P. 170- 179.

137. Grobbelaar J.U. Microalgal biomass production: challenges and realities // Photosynth. Res., 2010. V. 106. P. 135- 144.

138. Цоглин Jl.H., Акыев А. Я., Шапигузов Ю. М., Клячко-Гурвич Г. Л. Управление химическим составом и газообменом культуры микроводорослей посредством формирования возрастной структуры популяции // Физиология растений, 1995. Т. 42(4). С. 576−581.

139. Цоглин JI.H., Акыев А. Я. СЬ-газообмен и накопление биомассы в клеточном цикле Chlorella IPPAS С-1 в зависимости от содержания СЬ в культуральной среде //Физиология растений, 1994. Т. 41(2). С. 203−208.

140. Michelini Е., Roda A. Staying alive: new perspectives on cell immobilization for biosensing purposes // Anal. Bioanal. Chem., 2012. V. 402. P. 1785 1797.

141. Kayano H., Matsunaga Т., Karube I., Suzuki S. Hydrogen evolution by co-immobilized Chlorella vulgaris and Clostridium butyricum cells // Biochim. Biophys. Acta, 1981. V. 638. P. 80−85.

142. Song W., Rashid N., Choi W., Lee K. Biohydrogen production by immobilized Chlorella sp. using cycles of oxygenic photosynthesis and anaerobiosis // Bioresour. Technol., 2011. V. 102(18). P. 8676−8681.

143. Ruiz-Marin A., Mendoza-Espinosa L.G., Stephenson T. Growth and nutrient removal in free and immobilized green algae in batch and semi-continuous cultures treating real wastewater// Bioresour. Technol., 2010. V. 101. P. 58−64.

144. Robinson P.K., Dainty A.L., Goulding K.H., Simpkins I., Trevan M.D. Physiology of alginate-immobilized Chlorella II Enzym. Microb. Tech., 1985. V. 7(5). P. 212 216.

145. Megharaj M., Pearson H. W., Venkateswarlu K. Removal of nitrogen and phosphorus by immobilized cells of Chlorella vulgaris and Scenedesmus bijugatus isolated from soil // Enzym. Microb. Technol., 1992. V. 14. P. 656 658.

146. Lau P. S., Tarn N.F.Y., Wong Y.S. Effect of carrageenan immobilization on the physiological activities of Chlorella vulgaris II Bioresour. Technol., 1998. V. 63(2). P. 115−121.

147. Lau P. S., Tarn N.F.Y., Wong Y.S. Wastewater nutrients (N and P) removal by carrageenan and alginate immobilized Chlorella vulgaris И Environ. Tech., 1997. V. 18(9). P. 945−951.

148. Duncan J.R., Brady D., Wilhelmi B. Immobilization of yeast and algal cells for bioremediation of heavy metals // Bioremediation Protocols (Methods in Biotechnology), 1997. V. 2. P. 91−97.

149. Nakajima A., Horikoshi Т., Sakaguchi T. Recovery of uranium by immobilized microorganisms // Eur. J. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1982. V. 16. P. 88 91.

150. Johnson M.B., Wen Z. Development of an attached microalgal growth system for biofuel production // Appl. Microbiol. Biotechnol., 2010. V. 85. P. 525 534.

151. Travieso L., Canizares R. O., Borja R., Benitez F., Dominguez A. R., Dupeyron R., Valiente V. Heavy metal removal by microalgae // Bull. Environ. Contam. Toxicol., 1999. V. 62. P. 144- 151.

152. Trabelsi L., Ben Ouada H., Bacha H., Ghoul M. Combined effect of temperature and light intensity on growth and extracellular polymeric substance production by the cyanobacterium Arthrospira platensis II J. Appl. Phycol., 2009. V. 21. P. 405 -412.

153. Chinnasamy S., Bhatnagar A., Hunt R.W., Das K.C. Microalgae cultivation in a wastewater dominated by carpet mill effluents for biofuel application // Bioresour. Technol., 2010. V. 101(9). P. 3097−3105.

154. Matsumot G.I., Yamada S., Ohtani S., Broady P.A., Nagashima H. Biogeochemical features of hydrocarbons in cultured cyanobacteria and green algae from Antarctica // Proc. NIPR Symp. Polar. Biol., 1996. V. 9. P. 275 282.

155. Otero A., Vincenzini M. Extracellular polysaccharide synthesis by Nostoc strains as affected by N source and light intensity // J. Biotechnol., 2003. V. 102. P. 143 152.

156. Maid U., Steinmuller R., Zetsche K. Structure and expression of plastid-encoded groEL homologous heat-shock gene in a thermophilic unicellular red alga // Curr. Genet., 1992. V. 21(6). P. 521 -525.

157. Руководство к практическим занятиям по микробиологии / Под ред. Егорова Н. С., М.: Изд. МГУ. 1995.224с.

158. Folch J., Lees М., Stanley G.H.S. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues // J. Biol. Chem., 1957. V. 226(1). P. 497 509.

159. Dawson R.M.C., Elliott D.C., Elliott W.H., Jones K.M. Data for Biochemical Research (Third Edition) / Oxford Science Publications, OUP, Oxford, 1986. ISBN 0−19−8 553 587.

160. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Anal. Chem., 1956. V. 28(3). P.350 -356.

161. Дементьева Е. И., Кутузова Г. Д., Люндовщих И. А., Угарова Н. Н. Реагент для определения аденозин-5'-трифосфата. // Патент РФ на изобретение № 2 164 241. 2001.

162. Перт С.Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток / М.: Изд. Мир. 1978.332с.

163. Практикум по микробиологии. Под ред. А. И. Нетрусова. М: Издательский центр «Академия», 2005. 571с.

164. О. I. Shapovalov, L. A. Ashkinazi. Biobutanol: Biofuel of Second Generation // Russ. J. Appl. Chem., 2008. V. 81(12). P. 2232 2236.

165. Efremenko E.N., Spiricheva O.V., Veremeenko D.V., Lozinsky V.I. New approaches to the production of lactic acid: Biocatalyst on the base of immobilized fungi cells // Chem. Industry, 2004. V. 58. P. 116 117.

166. Stepanov N.A., Efremenko E.N. Perspective heterogeneous biocatalyst for the wine fermentation // Biocatalysis and Biocatalytic Technologies (Ed. Zaikov G.E.): сб. науч. тр. / Nova Science Publishers Inc. N.-Y., 2006. P.67 — 75.

167. Efremenko E., Senko O., Zubaerova D., Podorozhko E., Lozinsky V. New biocatalyst with multiple enzymatic activities for treatment of complex food wastewater // Food Technol. Biotechnol., 2008. Vol. 46(2). P.208 212.

168. Efremenko E., Lyagin I., Gudkov D., Varfolomeyev S. Immobilized biocatalysts for detoxification of neurotoxic organophosphorous compounds // Biocatal. Biotransfor., 2007. Vol. 25(2−4). P.359 364.

169. Лозинский В. И. Криотропное гелеобразование растворов поливинилового спирта // Усп. Химии, 1998. Т. 67(7). С.641 655.

170. Riley M.R., Muzzio F.J., Reyes S.C. Experimental and modeling studies of diffusion in immobilized cell systems // Appl. Biochem. Biotechnol., 1999. V. 80. P. 151 188.

171. R. Gheshlaghi, J.M. Scharer, M. Moo-Young, C.P. Chou. Metabolic pathways of Clostridia for producing butanol // Biotechnol. Adv., 2009. V. 27. P. 764 781.

172. M.G.N. Hartmanis, T. Klason, S. Gatenbeck. Uptake and activation of acetate and butyrate in Clostridium acetobutylicum II Appl. Microbiol. Biotechnol., 1984. V. 20. P. 66−71.

173. Durre P. Handbook on Clostridia / Boca Raton, USA: CRC Press & Taylor and Francis Group, 2005. 920 p. — ISBN 0−8493−1618−9.

174. He G.Q., Kong Q., Ding L.X. Response surface methodology for optimizing the fermentation medium of Clostridium butyricum II Lett. Appl. Microbiol., 2004. V. 39. P. 363−368.

175. Y. Iwata. PIXE application for multi-element analysis of marine micro-algae and measurement of the concentration factor of zinc // J. Radioanal. Nucl. Chem., 2001. V. 249(2). P. 343 348.

176. G. Markou, D. Georgakakis. Cultivation of filamentous cyanobacteria (blue-green algae) in agro-industrial wastes and wastewaters: a review // Appl. Energ., 2011. V. 88. P. 3389−3401.

177. A.H. Scragg, J. Morrison, S.W. Shales. The use of a fuel containing Chlorella vulgaris in a diesel engine // Enzym. Microb. Tech., 2003. V. 33. P. 884 889.

178. K.-L. Yeh, J.-S. Chang. Effects of cultivation conditions and media composition on cell growth and lipid productivity of indigenous microalga Chlorella vulgaris ESP-31 // Bioresour. Technol., 2012. V. 105. P. 120- 127.

179. K.-S. Chang, M.-Z. Lai, T.-C. Chang, Y.-H. Chang, H.-D. Jang. Pretreatment and hydrolysis of cellulosic agricultural wastes with a cellulase-producing Streptomyces for bioethanol production // Biomass Bioenerg., 2011. V. 35(5). P. 1878 1884.

180. F. Yang, M. A Hanna, R. Sun. Value-added uses for crude glycerol a byproduct of biodiesel production // Biotechnol. Biofuels, 2012. V. 5. P. 13 — 23.

181. Moreno-Garrido I. Microalgae immobilization: current techniques and uses // Bioresour. Technol., 2008. V. 99. P. 3949 3964.

182. Mallick N. Biotechnological potential of immobilized algae for wastewater N, P and metal removal: a review // BioMetals, 2002. V. 15. P. 377 390.

183. Zeng X., Danquah M.K., Halim R., Yang S., Chen X.D., Lu Y. Comparative physicochemical analysis of suspended and immobilized cultivation of Chlorella sp. II J. Chem. Technol. Biotechnol., 2012. DOI: 10.1002/jctb.3821.

184. Hameed M.S.A., Ebrahim O.H. Biotechnological potential uses of immobilized algae // Int. J. Agri. Biol., 2007. V. 9(1). P. 183 192.

185. Hameed M.S.A. Continuous removal and recovery of lead by alginate beads, free and alginate-immobilized Chlorella vulgaris //Afr. J. Biotechnol., 2006. V. 5(19). P. 1819 -1823.

186. Chu W.-L., See Y.-C., Phang S.-M. Use of immobilized Chlorella vulgaris for the removal of colour from textile dyes // J. Appl. Phycol., 2009. V. 21. P. 641 648.A.