Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Пространственная структура комплекса рибосомного белка S15 с фрагментом 16S рибосомной РНК из Thermus thermophilus

Диссертация: Пространственная структура комплекса рибосомного белка S15 с фрагментом 16S рибосомной РНК из Thermus thermophilus
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Белок S15 — один из наиболее изученных рибосомных белков. Он входит в число белков малой рибосомной субчастицы, независимо связывающихся с 16S рибосомной РНК. Белок S15 связывается с центральным доменом 16S рРНК и входит в состав «платформы» малой субчастицы рибосомы (Held et al. 1974). «Платформа» — функционально важная структура рибосомы, поскольку необходима для сборки целой рибосомы… Читать ещё >

Пространственная структура комплекса рибосомного белка S15 с фрагментом 16S рибосомной РНК из Thermus thermophilus (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР Современные представления о структуре рибосом
  • 1. Введение
  • 2. Структура рибосом и отдельных субчастиц
    • 2. 1. Электронно-микроскопические исследования рибосом
    • 2. 2. Исследования рибосом рентгеноструктурным методом
      • 2. 2. 1. Структура 30S рибосомной субчастицы Т. thermophilics с разрешением 5.5A
      • 2. 2. 2. Структура 30S рибосомной субчастицы Т. thermophilics с разрешением 4.5A
      • 2. 2. 3. Структура 50S рибосомной субчастицы Haloarcula marismortui с разрешением 5.0A
      • 2. 2. 4. Структура 70S рибосомы Т. thermophilics с разрешением 7.8A
  • 3. Структуры отдельных компонентов рибосом
    • 3. 1. Структурные исследования рибосомной РНК
    • 3. 2. Структурные исследования рибосомных белков
    • 3. 3. Взаимодействие рибосомных белков с рРНК
    • 3. 4. Пространственные структуры РНК-белковых комплексов
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ. Материалы и методы
  • 1. Материалы
    • 1. 1. Химические реактивы и ферменты
    • 1. 2. Буферы
    • 1. 3. Среды
  • 2. Методы
    • 2. 1. Методы генной инженерии
      • 2. 1. 1. Выделение плазмидной ДНК из небольших объёмов культуры
      • 2. 1. 2. Выделение и очистка плазмидной ДНК из больших объёмов культуры
      • 2. 1. 3. Полимеразная цепная реакция
      • 2. 1. 4. Электрофорез в агарозном геле
      • 2. 1. 5. Очистка фрагментов ДНК
      • 2. 1. 6. Лигирование ДНК
      • 2. 1. 7. Получение компетентных клеток Е. col
      • 2. 1. 8. Трансформация компетентных клеток плазмидной ДНК
      • 2. 1. 9. Определение первичной структуры ДНК
      • 2. 1. 10. Обработка информации о последовательностях нуклеотидов и белков
    • 2. 2. Препаративное выделение и очистка РНК
      • 2. 2. 1. Синтез РНК-фрагментов с помощью транскрипции in vitro
      • 2. 2. 2. Очистки. РНК-фрагментов с псмопткю гел"-фяпътр?щии
      • 2. 2. 3. Очистка РНК-фрагментов ионообменной хроматографией
      • 2. 2. 4. Электрофорез в ПААГ/8М мочевине при денатурирующих условиях
      • 2. 2. 5. Электрофорез в ПААГ в нативных условиях
      • 2. 2. 6. Очистка РНК-фрагментов электрофорезом на геле в денатурирующих условиях
    • 2. 3. Экспериментальные процедуры при работе с белками
      • 2. 3. 1. Электрофорез в ПААГ/SDS
      • 2. 3. 2. Суперпродукция рибосомного белка S15 T. thermophilus в клетках
  • Е. col
    • 2. 3. 3. Выделение рибосомного белка S15 T. thermophilus
    • 2. 3. 4. Суперпродукция и выделение рибосомного белка S15 Т. thermophilus с заменой метионинов на селенометионины
    • 2. 3. 5. Спектроскопический анализ белков
    • 2. 4. Получение и кристаллизация комплекса Т. thermophilus S15/PHK
    • 2. 4. 1. Получение комплекса S15/PHK Т. thermophilus
    • 2. 4. 2. Кристаллизация комплекса S15/РНК T. thermophilus
    • 2. 5. Методы рентгеновской кристаллографии
    • 2. 5. 1. Условия замораживание кристаллов
    • 2. 5. 2. Условия получения тяжелоатомных производных кристаллов
    • 2. 5. 3. Сбор и обработка рентгеновских дифракционных данных
    • 2. 5. 4. Определение структуры комплекса
    • 2. 5. 5. Уточнение структуры
    • 2. 5. 6. Анализ полученной структуры
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 1. Получение и кристаллизация комплекса S15-рРНК
    • 1. 1. Получение и очистка РНК-фрагментов
    • 1. 2. Получение и выделение белка T. thermophilus SI5 дикого типа и мутантных
    • 1. 3. Получение кристаллов комплексов S15 с фрапиентамк рРНК
  • 2. Определение пространственной структуры комплекса рибосомного белка
  • S15-рРНК из T. thermophilus
    • 2. 1. Нахождение условий замораживания
    • 2. 2. Определение стартового набора фаз
    • 2. 3. Расчет фаз, полученных методами изоморфного замещения и методом аномального рассеивания на многих длинах волн
    • 2. 4. Построение и уточнение пространственной модели комплекса
  • 3. Анализ пространственной структуры комплекса рибосомного белка S15 с фрагментом 16S рРНК из T. thermophilus
    • 3. 1. Особенности структуры белка в комплексе
    • 3. 2. Структура РНК-фрагмента
    • 3. 3. Взаимодействие белка S15 с молекулами РНК
      • 3. 3. 1. Области связывания белка S15 с 16S рРНК
      • 3. 3. 2. Предполагаемая модель связывания белка S15 с 16S рРНК
      • 3. 3. 3. Предполагаемая модель взаимодействия белка S15 с мРНК
      • 3. 3. 4. Предполагаемая модель взаимодействия белка S15 с 23S рРНК
  • ВЫВОДЫ

Все живые клетки осуществляют биосинтез белка на рибосомахчрезвычайно сложных молекулярных машинах. Для того, чтобы понять, почему этот процесс протекает точно и эффективно, необходимо знать детальное устройство рибосомы. Структурные исследования рибосомы широко ведутся уже в течении 40 лет, но только в последние два года благодаря достижениям в разработке методов криоэлектронной микроскопии и рентгеновской кристаллографии был достигнут существенный прогресс в этом направлении: получены структуры большой субчастицы из Haloarcula marismortui с разрешением 5A (Clemons et al, 1999), малой субчастицы из Thermits thermophilus с разрешением 5.5A (Ban et al, 1999), а также целой 70S рибосомы из Т. thermophilus с разрешением выше 8A (Cate et al, 1999).

В основе структурной организации и функционирования рибосомы лежит взаимодействие трех рибосомных РНК и нескольких десятков белков. Несмотря на интенсивные исследования, взаимодействия между рибосомными белками и рРНК изучены достаточно слабо. В последний год сделан заметный шаг впередопределены первые структуры рРНК-белковых комплексов с атомным разрешением, существенно расширившие наши знания в области РНК-белковых взаимодействий. Эти структуры можно использовать также при построении детальной модели рибосомы, поскольку отдельные элементы рибосом можно встраивать в модели рибосомных субчастиц, получая достаточно точные модели рибосомы на атомарном уровне.

В Институте бежа РАН в сотрудничестве с зарубежными лабораториями методами рентгеновской кристаллографии ведутся исследования структур рибосомных белков из экстремально-термофильного организма Т. thermophilus. Белки из Т. thermophilus имеют высокую гомологию с соответствующими белками из E. coli, что позволяет аппроксимировать многочисленные функциональные данные для белков из мезофильной Е. coli на структуры белков из термофила. За несколько лет были определены структуры 5 белков из Т. thermophilics: LI. J 22, L30, S6, S8, структуры белка LI из Methanococcus jannaschii и Methanococcus thermolitothrophicus. Данная работа является частью комплексных исследований структуры рибосомы Т. thermophilus и логичным продолжением работ по определению пространственных структур рибосомных белков с выходом на более сложные объекты — комплексы рибосомных белков с фрагментами рРНК.

Белок S15 — один из наиболее изученных рибосомных белков. Он входит в число белков малой рибосомной субчастицы, независимо связывающихся с 16S рибосомной РНК. Белок S15 связывается с центральным доменом 16S рРНК и входит в состав «платформы» малой субчастицы рибосомы (Held et al. 1974). «Платформа» — функционально важная структура рибосомы, поскольку необходима для сборки целой рибосомы из отдельных субчастиц и служит местом связывания тРНК в Р-участке рибосомы (Lee et al. 1997, Moazed & Noller 1990). Как и некоторые другие рибосомные белки, белок S15 является репрессором трансляции своей собственной мРНК (Philippe et al. 1993). Недавно было показано, что белок S15 может специфически взаимодействовать с петлей 23S рРНК, выступающей из большой рибосомной субъединицы в сторону малой (Culver et al. 1999). Таким образом, белок S15 важен для функционирования и сборки рибосомы и является чрезвычайно интересным объектом для исследования механизмов взаимодействия белков с РНК, поскольку взаимодействует с тпрмя различными РНК.

В результате данной работы были получены кристаллы комплекса белка S15 T. thermophilus со специфическим фрагментом 16S рибосомной РНК и определена структура комплекса с разрешением 2.8A. Детальный анализ структуры комплекса представлен в разделе «Результаты и обсуждение» .

Литературный обзор посвящен современному представлению о структуре рибосомы и её отдельных компонентов — рибосомных белков, рибосомной РНК, а также взаимодействиям между рибосомными белками и РНК.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР Современные представления о структуре рибосом.

1.

Введение

.

История открытия рибосом начинается в 1940 годах, когда А. Клод (Claude 1940) выделил из животных клеток цито плазматические РНК-сод ержащие гранулы меньшие, чем митохондрии. Эти гранулы были размером 50−200 мкм в диаметре, и позднее Клод назвал из «микросомами». Химический анализ показал, что микросомы являются фосфолипид-рибонуклеопротеидными комплексами. В 1956 год}' Дж. Палад (Palade & Siekevitz 1956) описал маленькие гранулы, прикрепленные к мембранам эндоплазматического ретикулума или свободно перемещающиеся в цитоплазме. Микросомы Клода являлись фрагментами эндоплазматического ретикулума с прикрепленными частицами Палада. Последние оказались рибонуклеопротеидными частицами, содержащими большую часть РНК, участвующую в белковом синтезе.

В нескольких лабораториях в середине 50-х годов удалось выделить эти частицы в свободном состоянии из различных организмов: из дрожжей (Chao and Schachman 1956), из растений (Ts'о et al. 1956), из животных (Petermann and Hamilton 1957) были выделены 80S частицы, а из бактерий Е. coli (Tissieres and Watson 1958) — 70S частицы. В 1958 году состоялся первый симпозиум в Массачусетском технологическом институте, посвященным этим частицам и их участию в биосинтезе белков. Там они получили название «рибосомы», которое используется и сейчас. Так начиналась история исследования рибосом, которая длится уже более 40 лет.

выводы.

Разработаны новые условия получения и очистки фрагментов 16S рРНК с использованием самоотщепляющихся рибозимов, что позволило наработать в препаративных количествах фрагменты РНК высокой степени чистоты. Получен и выделен ряд мутантных белков S15. Получены кристаллы комплексов мутантных белков с фрагментом РНК.

Определена пространственная структура комплекса белка S15 с фрагментом 16S рРНК из T. thermophilus с разрешением 2.8A.

Показано, что структура белка S15 в комплексе с 16S рРНК не отличается от структуры белка в свободном состоянии.

Обнаружена новая уникальная структура соединения трех спиралей в молекуле 16S рРНК.

Показано, что рибосомный белок S15 связывается с 16S рРНК в двух пространственно удаленных участках: в одном происходит специфическое узнавание аминокислотными остатками оснований рРНК, в другомстабилизация уникальной укладки рРНК за счет взаимодействия аминокислотных остатков белка с сахарофосфатным остовом РНК. Впервые на молекулярном уровне показан механизм узнавания аминокислотами белка G*U пары малого желобка РНК.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Несмотря на успех в кристаллографии рибосомы и рибосомных субчастиц, исследования комплексов между рибосомными белками и фрагментов рибосомной РНК весьма актуальны и в настоящее время. Модели рибосомных субчастиц имеют недостаточно высокое разрешение для анализа взаимодействий между белками и РНК на атомарном уровне, в то время как структуры комплексов позволяют достичь такого разрешения,.

В данной работе впервые определена структура комплекса рибосомного белка S15 с фрагментом рибосомной РНК, что позволило рассмотреть взаимодействия между рибосомным белком и 16S рРНК с высоким разрешением и показать важную роль рибосомных белков при сворачивании рРНК. Предполагаемый нами механизм стабилизации структуры рРНК может оказаться важным и распространенным при сворачивании рРНК в процессе сборки рибосомных субчастиц. Знание этих деталей может активно использоваться для исследований механизма биосинтеза белков на рибосомах и влияния на этот процесс антибиотиков.

На основе полученных данных по взаимодействию белка S15 нами были предложены две модели взаимодействия этого белка с другими РНК — с мРНК и с 23 S рРНК из другой субчастицы.

Методика получения фрагментов РНК высокой чистоты в препаративных количествах с использованием самоотщепляющихся рибозимов на концах транскрипта может быть весьма полезна в биохимических и кристаллографических исследованиях РНК и комплексов РНК с белками. Методика получения и использования мутантных белков со вставками дополнительных селенометионинов может широко применяться для рентгеноструктурных исследований макромолекул с помощью метода аномального рассеяния на нескольких длинах волн.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Abdel-Meguid S.S., Moore P.B., Steitz Т.А. (1983) Crystallization of a ribonuclease-resistant fragment of Escherichia coli 5 S ribosomal RNA and its complex with protein L25. J Mol Biol, 171, 207−215.
  2. J.P. & Leslie A.G.W. (1996) Methods used in the structure determination of bovine mitochondrial Fl ATPase. Acta Cryst. D42, 905−921.
  3. F.M., Atkins J.F., Gesteland R.F. (1996) Ribosomal protein L9 interactions with 23S rRNA: the use of a translational bypass assay to study the effect of amino acid substitutions. J Mol Biol, 261, 357−371.
  4. D.E., Kolb V.A., Spirin A.S. (1997) Proteins on ribosome surface: measurements of protein exposure by hot tritium bombardment technique. Proc Natl Acad Sei USA, 94, 12 892−12 897.
  5. S.V., Prasad G.S., Funke P.V., Stout C.D., Williamson J.R. (2000) Structure of the S15, S6, S18-rRNA Complex: Assembly of the ?>0S Ribosome Central Domain. Science, 288, 107−112.
  6. Agrawal R.K. and Frank J. (1999) Structural studies of the translational apparatuses. Curr. Opinion in Struct. Biol. 9, 215−221.
  7. R.K., Lata R.K., Frank J. (1999) Conformational variability in Escherichia coli 70S ribosome as revealed by 3D cryo-electron microscopy. Int J Biochem Cell Biol, 31, 243−254.
  8. R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Frank J. (1998) Visualization of elongation factor G on the Escherichia coli 70S ribosome: the mechanism of translocation. Proc Natl Acad Sei USA, 95, 6134−6138.
  9. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Li Y., Leith A., Nierhaus K.H., Frank J. (1996) Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science, 271, 1000−1002.
  10. F. H., Howe P. W., Neuhaus D., Varani G. (1997) Structural Basis of the RNA-Binding Specificity of Human U1A Protein. EMBOJ. 16, 5764
  11. A. A., Dodson E. J., Dodson G. G., Greaves R. В., Chen X.-P., Gollnick P. (1999) Structure of the trp RNA-binding Attenuation Protein, TRAP, Bound to RNA.821. Nature, 401,235
  12. Ban N., Freeborn B., Nissen P., Penczek P., Grassucci R.A., Sweet R., Frank J., Moore P.B., Steitz T.A. (1998) A 9A resolution X-ray crystallographic map of the large ribosomal subunit. Cell, 93,1105−1115
  13. Ban N., Nissen P., Hansen J., Capel M., Moore P.B., Steitz T.A. (1999) Placement of protein and RNA structures into a 5A-resolution map of the SOS ribosomal subunit. Nature, 400, 841−847.
  14. Basavappa R. and Silger P.B. (1991) The 3A crystal structure of yeast initiator tRNA: functional implications in initiator/elongator discrimination. EMBOJ., 10, 3105−3 111.
  15. R.T. & Willamson J.R. (1996) Interaction of the Bacillus stearothermophilus ribosomal protein S15 with 16S rRNA: II. Specificity Determinants of RNA-protein recognition. J. Mol. Biol. 261, 550−567.
  16. R.T. & Willamson J.R. (1998) Effects of polyvalent cations on the folding of rRNA three-way junction and binding of ribosomal protein S15. RNA, 4, 984−997.
  17. Beckmann R., Bubeck D., Grassucci R., Penczek P., Verschoor A., Blobel G., Frank J.1997) Alignment of conduits for the nascent polypeptide chain in the ribosome-Sec61 complex. Science, 278, 2123−2226.
  18. Benard, L., Mathy N, Grunberg-Manago M, Ehresmann B, Ehresmann C, Portier C.1998) Identification in a pseudoknot of a U. G motif essential for the regulation of the expression of ribosomal protein S15. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95, 2564−2567.
  19. Berglund, H., Rak, A., Serganov, A., Garber, M., Hard, T. (1997) Solution Structure of the Ribosomal RNA Binding Protein SI5 from Thermus Thermophilus. Nat.Struct.Biol. 4, 20−23.
  20. Betzel C, Lorenz S., Furste J. P., Bald R., Zhang M., Schneider T. R., Wilson K. S., Erdmann V. A. (1994) Crystal Structure of Domain A of Thermus flavus 5S rRNA and the Contribution of Water Molecules to Its Structure. FEBS Lett. 351, 159
  21. R., Maly P., Zwieb C. (1983) The struciuie of ribosomal RNA and its organization relative to ribosomal protein. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 28, 1−48
  22. Briinger A.T. Adams P.D., Clore G.M., Delano W.L., Gros P., Grosse-Kunstleve, R.W., Jiang J.-S., Kuszewski J., Nilges M., Pannu, N.S., Read, R.J., Rice, L.M., Simonson, T.,
  23. G.L. (1998) Crystallography & NMR System: a new software suite for macromolecular structure determination. Acta Cryst. D54, 905−921.
  24. Bullock W.O. et al (1987) Bio Techniques, 5, 376−387.
  25. Cate J.H., Gooding A.R., Podell E., Zhou K, Golden B.L., Kundrot C.E., Cech T.R., Doudna J.A. (1996) Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing. Science, 273, 1678−1685.
  26. J.H., Yusupov M.M., Yusupova G.Zh., Earnest T.N., Noller H.F. (1999) X-ray crystal structure of 70S ribosome functional complexes. Science, 285, 2095−2104.
  27. C., Uhlenbeck O.C. (1994) RNA template-directed RNA synthesis by T7 RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 91, 6972−6976.
  28. Chao F.-C. & Schachman H.K. (1956) The isolation and characterization of a macromolecular ribonucleoprotein from yeast. Arch. Biochem. Biophys. 61,220−230.
  29. Clemons, W. M., Davies, C., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1998) Conformational Variability of the N-Terminal Helix in the Structure of Ribosomal Protein SI5. Structure, 6, 429−438.
  30. COLLABORATIVE COMPUTATIONAL PROJECT, NUMBER 4. (1994) The CCP4 Suite: Programs for Protein Crystallography. Acta Cryst. D50, 760−763
  31. G. L., Draper D. E., Lattman E. E., Gittis A. G. (1999) Crystal structure of a conserved ribosomal protein-RNA complex. Science, 284, 1171
  32. C. C., Wool I. G., Munishkin A. (1999) The two faces of the Escherichia coli 23 S rRNA sarcin/ricin domain: the structure at 1.11 A resolution. J.Mol.Biol. 292, 275
  33. Correll C.C., Munishkin A., Chan Y-L., Ren Z., Wool I. G., Steitz T. A. (1998) Crystal Structure of the Ribosomal RNA Domain Essential for Binding Elongation Factors. Proc.Nat.Acad.Sci.USA, 95,13 436
  34. Cox R.A. (1966) The secondary structure of ribosomal RNA in solution. Biochem. J. 98, 841−857.
  35. G.M., Cate J.H., Yusupova G.Zh., Yusupov M.M., Noller H.F. (1999) Identification of an RNA-protein bridge spanning the ribosomal subunit interface. Science, 285,2133−2135.
  36. A., Moore P.B. (1997) The loop E-loop D region of Escherichia coli 5S rRNA: the solution structure reveals an unusual loop that may be important for binding ribosomal proteins. Structure, 5, 1639−1653.
  37. C., Ramakrishnan V., White S.W. (1996b) Structural evidence for specific S8-RNA and S8-protein interactions within the 30S ribosomal subunit: ribosomal protein S8 from Bacillus stearothermophilus at 1.9A resolution. Structure, 4, 1093−1104.
  38. Davies, C., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1996a) The Crystal Structure of Ribosomal Protein L14 Reveals an Important Organizational Component of the Translational Apparatus. Structure 4, 55
  39. Deo R. C., Bonanno J. B., Sonenberg N., Burley S. K. (1999) Recognition of polyadenylate RNA by the poly (A)-binding protein. Cell, 98, 835
  40. Dijk J. and Littlechild J. (1979) Purification of ribosomal proteins from Escherichia coli under 1'iondenaturing conditions. Methods Enzymol. 59, 481−502.
  41. Donly B.C. and Mackie G.A. (1988) Affinities of ribosomal protein S20 and C-terminal deletion mutants for 16S rRNA and S20 mRNA. Nucleic Acids Res, 16, 997−1010.
  42. D.E. (1996) Ribosomal protein-RNA interactions. In Ribosomal RNA: structure, evolution, processing and function in protein biosynthesis. Eds.
  43. Zimmermann R.A., Dahlberg A.E. Boca Raton, Florida, CRC Press, 171−198.
  44. D.E. (1999) Themes in RNA-protein recognition. J. Mol. Biol., 293, 255−270.
  45. Draper D.E. and Reynaldo L.P. (1999) RNA. binding strategies of ribosomal proteins. Nucleic Acid Res, 27, 381−388.
  46. Dube P., Wieske M., Stark H., Schatz M., Stahl J., Zemlin F., Lutsch G., van Heel M. (1998a) The SOS rat liver ribosome at 25A resolution by electron cryomicroscopy and angular reconstruction. Structure, 6, 389−399.
  47. A. & Giege R. (1997) Crystallization of nucleic acids and proteins. A practical approach. Oxford University Press.
  48. Ferre-D'Amare A. R., Zhou K., Doudna J. A. (1998) Crystal Structure of a Hepatitis Delta Vims Ribozyme. Nature, 395, 567
  49. Fourmy D., Recht M. I., Blanchard S. C., Puglisi J, D. (1996) Structure of the a Site of Escherichia coli 16S Ribosomal RNA Complexed with an Aminoglycoside Antibiotic. Science, 274,1367
  50. D., Yoshizawa S., Puglisi J. D. (1998) Paromomycin Binding Induces a Local Conformational Change in the A-Site of 16 S rRNA. J.Mol.Biol. 277, 333−345.
  51. J., Radermacher M., Wagenknecht T., Verschoor A. (1988) Methods for studying ribosome stricture by electron microscopy and computer image processing. Methods Enzymol. 164, 3−35.
  52. Frank J., Zhu J., Penczek P., Li Y., Srivastata S., Verschoor A., Radermacher M., Grassucci R., Lata R.K. & Agrawal R.K. (1995) A model of protein synthesis based oncryo-electron microscopy of the E. coli ribosome. Nature, 376, 441−444.
  53. J.R., Alberts B.M., & Doty P. (1960) Some molecular details of secondary structure of ribonucleic acids. Nature 188, 98−104.
  54. I.S., Agrawal R.K., Grassucci R.A., Frank J. (1999) Structure and structural variations of the E. coli SOS ribosomal subunit as revealed by three-dimensional cryo-electron microscopy. J! Mol. Biol., 286, 1285−1291.
  55. B.L., Hoffman D.W., Ramakrishnan V., White S.W. (1997) Ribosomal protein SI7: characterization of the three-dimensional structure by 1H and 15N NMR. Biochemistry, 32,12 812−12 820.
  56. Golden, B. L., Ramakrishnan, V., White, S. W. (1993) Ribosomal Protein L6: Structural Evidence of Gene Duplication from a Primitive RNA-Binding Protein. EMBG J. 12, 4901−4908.
  57. Green R. and Noller H.F. (1997) Ribosomes and translation. Annu. Rev. Biochem, 66, 679−716.
  58. R.R. (1996) Comparative sequence analysis and the structure of 16S and 23S rRNA in Ribosomal RNA: structure, evolution, processing and function in protein biosynthesis. Eds. Zimmermann R.A., Dahlberg A.E. Boca Raton, Florida, CRC Press, 111−128.
  59. Handa N., Nureki O., Kurimoto K., Kim I., Sakamoto H., Shimura Y., Muto Y., Yokoyama S. (1999) Structural Basis for Tra mRNA Precursor Recognition by the Sex-Lethal Protein. Nature, 398, 579
  60. H.A., Volkmann N., Piefke J., Glotz C., Weinstein S., Makowski I., Meyer S., Wittmann H.G., Yonath A. (1990) Crystals of complexes mimicking protein biosynthesis are suitable for crystallographic studies. Biochim Biophys Acta 1050, 1−7.
  61. Harauz G., Beniac D.R., Wu J. and Zuzan H. (1994) Does the eucariotic large ribosomal subunit have a channel passing through it? Biochem. Biophys. Res. Commun. 205, 18 691 874.
  62. Hard T., Rak A., Allard P., Kloo L., Garber M. (2000) The Solution Structure of Ribosomal Protein L36 from Thermus Thermophilus Reveals a Zinc-Ribbon-Like Fold. J.Mol.Biol. 296, 169.
  63. Held W.A., et al. (1974) Assembly mapping of 30S ribosomal proteins from Escherichia coli. J. Biol. Chem. 249, 3103−3111.
  64. Helgstrand M., Rak A.V., Allard P., Davydova N., Garber M.B., Hard T. (1999) Solution structure of the ribosomal protein S19 from Thermus thermophilus. J Mol Biol, 292, 1071−1081.
  65. Hendrickson W.A. and Ogata C.M. (1997) Phase determination from multiwavelength anomalous diffraction measurements. Methods in Enzymology, 276, 494−522.
  66. D.C., Bleasby A.J., Fuchs R. (1991) CLUSTAL V: improved software for multiple sequence alignment. CABIOS, 8, 189−191.
  67. Hoffman, D. W., Davies, C" Gerchman, S. E., Kycia, J. H., Porter, S. J., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1994) Crystal Structure of Prokaryotic Ribosomal Protein L9: A Bi-Lobed RNA-Binding Protein. EMBOJ. 13, 205−212.
  68. T.A., Zhou J.Y., Cowan S.W. & Kjeldgaard M. (1991) Improved methods for the building of protein models in electron density maps and the location of errors in these models. Acta Cryst. Ml, 110−119.
  69. K., Nikonowicz E. P. (1998) NMR Structure Determination of the Binding Site for Ribosomal Protein S8 from Escherichia coli 16 S rRNA. J.Mol.Biol. 280, 639 654.
  70. S. (1989) Ribulose 1,5-Bisphosphate Carboxylase/Oxygenase A Structural Study, Thesis, Swedish University of Agricultural Sciences, Uppsala.
  71. M., Steitz T. A. (2000) Structure of E. coli Ribosomal Protein L25 Complexed with a5S rRNA Fragment at 1.8A resolution. Proc.Nat.Acad.Sci. USA in press
  72. Mao H., White S. A., Willamson J. R. (1999) A Novel Loop-Loop Recognition Motif in the Yeast Ribosomal Protein L30 Autoregulatory RNA Complex. Nat.Struct.Biol. 6, 1139
  73. Mao, H., Willamson, J. R. (1999) Local Folding Coupled to RNA Binding in the Yeast Ribosomal Protein L30. J.Mol.Biol. 292, 345−359.
  74. M.A., Gerstner R.B., Draper D.E., Torchia D.A. (1999) Refining the overall structure and subdomain orientation of ribosomal protein S4 delta41 with dipolar couplings measured by NMR in uniaxial liquid crystalline phases. J Mol Biol, 292, 375 387.
  75. Markus, M. A., Hinck, A. P., Huang, S., Draper, D. E., Torchia, D. A. (1997) High Resolution Solution Structure of Ribosomal Protein L11-C76, a Helical Protein with a Flexible Loop that Becomes Structured Upon Binding to RNA. Nat.Struct.Biol. 4,70−77.
  76. McCutcheon J.P., Agrawal R.K., Philips S.M., Grassucci R.A., Gerchman S.E., Clemons W.M. Jr., Ramakrishnan V., Frank J. (1998) Location of translational initiation factor IF3 on the small ribosomal subunit. Proc Natl Acad Sci USA, 96,4301−4306.
  77. , E.A. & Bacon, D.J. (1997) Raster3D Photorealistic Molecular Graphics. Methods in Enzymology 277, 505−524.
  78. D. & Noller H.F. (1990) Binding of tRNA to the ribosomal A and P sites protects two distinct sets of nucleotides in 16S rRNA. J. Mol. Biol. 211, 135−145.
  79. D., Noller H.F. (1986) Transfer RNA shields specific nucleotides in 16S ribosomal RNA from attack by chemical probes. Cell, 47, 985−994
  80. D., Noller H.F. (1987) Interaction of antibiotics with functional sites in 16S ribosomal RNA. Nature, 327, 389−394
  81. W., Groene A., Terhorst C., Amons R. (1972) 50-S ribosomal proteins. Purification and partial characterization of two acidic proteins, A1 and A2, isolated from 50-S ribosomes of Escherichia coli. Eur. J. Biochem. 25, 5−12.
  82. Mueller F. and Brimacombe R.A. (1997) A new model for the three-dimensional folding of Escherichia coli 16S ribosomal RNA. II. The RNA-protein interaction data. J. Mol. Biol, 271, 545−565.
  83. Nakagawa, A., Nakashima, T., Taniguchi, M., Hosaka, H., Kimura, M., Tanaka, I. (1999) The Three-Dimensional Structure of the RNA-Binding Domain of Ribosomal Protein L2- a Protein at the Peptidyl Transferase Center of the Ribosome. EMBO J. 18, 1459−1467.
  84. Nevskaya N., Tishchenko S., Fedorov R., Al-Karadaghi S., Liljas A., Kraft A., Piendl W., Garber M. and Nikonov S. (2000) Archaeal ribosomal protein LI: the structure provides new insights into RNA binding of the LI protein family. Structure, 8, 363−371.
  85. Nicholas K.B. and Nicholas H.B.Jr. (1996) GeneDoc: a tool for editing and annotating multiple sequence alignments. Distributed by the authors.
  86. Nikulin A, Serganov A, Ennifar E, Tishchenko S, Nevskaya N, Shepard W, Portier C, Garber M, Ehresmann B, Ehresmann C, Nikonov N and Dumas P. (2000) Crystal structure of S15-rRNA complex. Nature Structural Biology, 7, 273−277.
  87. M., Held W.A. (1974) in Ribosomes. Eds. Nomura M., Tissieres A., Lengyel P. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 193−224.
  88. Orengo, C.A. and Thornton, J.M. (1993). Alpha plus beta folds revisited: some favoredmotifs. Structure, 1, 105−120.
  89. Orr J.W., Hagerman P.J. & Williamson J.R. (1998) Protein and Mg2±induced conformational changes in the S15 binding site of 16S ribosomal RNA. J. Mol. Biol. 275, 453−464.
  90. Z. & Minor W. (1996) Processing of X-ray diffraction data collected in oscillation mode. Methods in Enzymology 276A, 307−326
  91. Oubridge C., Ito N., Evans P. R., Teo C.-H., Nagai K. (1994) Crystal Structure at 1.92 Angstroms Resolution of the RNA-Binding Domain of the U1A Spliceosomal Protein Complexed with an RNA Hairpin. Nature, 372, 432
  92. Oubridge C., Ito N., Evans P.R., Teo C.H., Nagai K. (1994) Crystal structure at 1.92A resolution of the RNA-binding domain of the U1A spliceosomal protein complexed with an RNA hairpin. Nature, 372, 432−438.
  93. G.E. & Siekevitz P. (1956) Pancreatic microsomes: An integrated morphological and biochemical study. J. Biophys. Biochem. Cyto1. 2, 671−691.
  94. M.L. & Hamilton M.G. (1957) The purification and properties of cytoplasmic ribonucleoprotein from rat liver. J. Biol. Chem. 224, 725−736.
  95. Philippe C., et al. (1993) Ribosomal protein S15 from Escherichia coli modulates its own translation by trapping the ribosome on the mRNA loading site. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 4396−4398.
  96. Picking W.D., Odom O.W., Tsalkova T., Serdyuk I. and Hardesty B. (1991) The conformation of the nascent polylysine and polyphenylalanin peptides on ribosomes. J. Biol. Chem., 266, 1534−1542.
  97. J.A., Derrick M.L., Uhlenbeck O.C. (1998) T7 RNA polymerase produced 5' end heterogeneity during in vitro transcription from certain templates. RNA, 4, 1313−1317.
  98. T. & Noller H. (1995) Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S rRNA. RNA 1, 194−209
  99. Powers T. and Noller H.F. (1995) Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S ribosomal RNA. RNA, 1, 194−209.
  100. S. R., Evans P. R., Nagai K. (1998) Crystal Structure of the Spliceosomal U2B"-U2A' Protein Complex Bound to a Fragment of U2 Small Nuclear RNA. Nature 394,645
  101. J.B., Taylor B.H., Thurlow D.L., Ofengand J., Zimmermann R.A. (1982) Covalent crosslinking of tRNAlVal to 16S RNA at the ribosomal P site: identification of crosslinked residues. Proc. Natl Acad Sci USA, 79, 5450−5454.
  102. E. v., Green R., Noller H. F., Puglisi J. D. (1997) Stracture of a Conserved RNA Component of the Peptidyl Transferase Centre. Nat.Struct.Biol. 4, 775
  103. M., Wagenknecht T., Verschoor A., Frank J. (1987) Three-dimensional reconstitution from a single-exposure, random conical tilt series applied to the 5OS ribosomal subunit of E.coli. J. Microsc. 146, 113−136.
  104. Ramakrishnan V. and White S.W. (1998) Ribosomal protein structures: insights into the architecture, machinery and evolution of the ribosome. TIBS, 23, 208−212.
  105. V., Gerchman S.E. (1991) Cloning, sequencing, and overexpression of genes for ribosomal proteins from Bacillus stearothermophilus. J Biol Chem, 266, 880 885.
  106. Ramakrishnan, V., White, S. W. (1992) The Structure of Ribosomal Protein S5 Reveals Sites of Interaction with 16S rRNA. Nature, 358, 768−771.
  107. J. P., Moore P. B. (1998) The Structure of a Methylated Tetraloop in 16S Ribosomal RNA. Structure, 6, 747
  108. Ryabova L.A., Selivanova O.M., Baranov V.I., Vasiliev V.D. and Spirin A.S. (1988) Does the channel for nascent peptide exist inside the ribosome? Immune electron microscopy study. FEBS Lett. 226, 255−260.
  109. Ryan P.C., Lu M., Draper D.E. (1991) Recognition of the highly conserved GTPase center of 23 S ribosomal RNA by ribosomal protein LI 1 and the antibiotic thiostrepton. JMolBiol, 221,1257−1268.
  110. J. M., Schultz S. C. (1998) Molecular basis of double-stranded RNA-protein interactions: structure of a dsRNA-binding domain complexed with dsRNA. EMBO J. 17, 7505
  111. R.R., Green R., Noller H.F. (1995) A base pair between tRNA and 23S rRNA in the peptidyl transferase centre of the ribosome. Nature, 377, 309−314. (Erratum, Nature, 378,419)
  112. Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T. (1989). Molecular cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring harbor Laboratory Press.
  113. I.N., Zaccai G., Spirin A.S. (1978) Globular conformation of some ribosomal proteins in solution. FEBS Lett. 94, 349−352.
  114. A.S. (1960) On macromolecular structure of native high-polymer ribonucleic acid in solution. J. Mol. Biol. 2, 436−446.
  115. Stade K., Junke N. and Brimacom’be R. (1995) Mapping the path of the nascent peptide chain through the 23S RNA in the 50S ribosomal subunit. Nucleic Acids Res., 23, 23 712 380.
  116. Stark H, Orlova E. V, Rinke-Appel J, Junke N, Mueller F, Rodnina M, Wintermeyer W, Brimacombe R. and Marin van Heel (1997) Arrangemant of tRNAs in Pre- and Posttranslocational Ribosomes Revealed by Electron Cryomicroscopy. Cell, 88, 19−28.
  117. Stark H., Mueller F., Orlova E.V., Schatz M., Dube P., Erdemir T., Zemlin F., Brimacombe R. and Marin van Heel. (1995) The 70S Escherichia coli ribosome at 23 A resolution: fitting the ribosomal RNA. Structure, 3, 815−821.
  118. S., Powers T., Changchien L.M., Noller H.F. (1989) RNA-protein interactions in 30S ribosomal subunits: folding and function of 16S rRNA. Science, 244, 783−790.
  119. Stoldt M., Wohnert J., Gorlach M., Brown L.R. (1998) The NMR structure of
  120. Escherichia coli ribosomal protein L25 shows homology to general stress proteins and glutaminyl-tRNA synthetases. EMBO J. 17, 6377−6384.
  121. Stoldt M., Wohnert J., Ohlenschlager O, Gorlach M., Brown L. R. (1999) The NMR Structure of the 5S rRNA E-Domain-Protein L25 Complex Shows Preformed and Induced Recognition. EMBO J. 18, 6508
  122. Studier F.W. and Moffat B.A. (1986) Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J. Mol. Biol. 189, 113−130.
  123. A.A., Moore P.B. (1995) The sarcin/ricin loop, a modular RNA. J. Mol. Biol, 247, 81−98.
  124. A.A., Moore P.B., Chang Y.L., Wool I.G. (1993) The conformation of the sarcin/ricin loop from 28S ribosomal RNA. Proc Natl Acad Sei USA 90, 9581−9585.
  125. A. & Watson J.D. (1958) Ribonucleoprotein particles from E. coli. Nature 182, 778−780.
  126. S., Yusupov M. Shirokov V., Garber M., Mitshler A., Ruff M., Thierry J.C., Moras D. (1989) Preliminary X-ray investigation of 70 S ribosome crystals from Thermus thermophilus. J. Mol. Biol., 209, 327−328.
  127. S.D., Yusupov M.M., Agalarov S.Ch., Garber M.B., Ryazantsev S.N., Tischenko S.V., Shirokov V.A. (1987) Crystallization of 70S nbosomes and 30S ribosomal subunits from Thermus thermophilus. FEBS Lett, 220, 319−322.
  128. Ts’o P.O.P., Bonner J. & Vinograd J. (1956) Microsomal nucleoprotein particles from pea seedlings. J. Biophys. Biochem. Cytol. 2, 451−465.
  129. Uma K, Nikonowicz EP, Kaluarachchi K, Wu H, Wower IK, Zimmermann RA (1995) Structural characterization of Escherichia coli ribosomal protein S8 and its binding site in 16S ribosomal RNA. Nucleic Acids Symp Ser, 33, 8−10.
  130. Unge J., Aberg A., Al-Karadaghi S., Nikulin A., Nikonov S., Davydova N., Nevskaja N., Garber M. (1998) The Crystal Structure of Ribosomal Protein L22 from Thermus
  131. Thermophilics: Insights Into the Mechanism of Erythromycin Resistance. Structure, 6, 1577−1586.
  132. Unge J., Al-Karadaghi S., Liljas A., Jonsson B-H., Eliseikina I., OssinaN., NevskayaN., Fomenkova N., Garber M. and Nikonov S. (1997) A mutant form of the ribosomal protein LI reveals conformational flexibility. FEBS Lett, 411, 53−59.
  133. Van Acken U. (1975) Protein chemical studies on ribosomal proteins S4 and S12 from ram (ribosomal ambiguity) mutants of Escherichia coli. Mol Gen Genet, 140, 61−68.
  134. Van Den Worm S., Stonehouse N. J., Valegard K., Murray J. B., Walton C., Fridborg K., Stockley P. G., Liljas L. (1998) Crystal Structure of MS2 Mutants in Complex with Wild-Type RNA Operator Fragments. Nucleic Acids Res. 26, 1345
  135. V.D. (1974) Morphology of the ribosomal 30S subparticle according to electron microscopic data. Acta. Biol. Med. Germ. 33, 779−793.
  136. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Baranov V.I. and Spirin A.S. (1983b) Structural study of translating 70S ribosomes from E.coli. I. Electron microscopy. FEBS Lett. 155, 167 172.
  137. V.D., Selivanova O.M., Ryazantsev S.N. (1983a) Structure of the E.coli 50S ribosomal subunit. J. Mol. Biol, 171, 561−569.
  138. Verschoor A., Srivastata S., Grassucci R. and Frank J. (1996) Native 3D structure of eucariotic 80S ribosome: morphological homology with the E. coli 70S ribosome. Journal of Cell Biology, 133, 495−505.
  139. A., Warner J.R., Srivastava S., Grassucci R.A., Frank J. (1998) Three-dimensional structure of the yeast ribosome. Nucleic Acids Res, 26, 655−661.
  140. M.C., Bourenkov G.B., Bartunik H.D., Huber R. (1999) Flexibility, conformational diversity and two dimerization modes in complexes of ribosomal protein U2.EMBOJ, 19,174−186.
  141. Westhof E., Romby P., Romaniuk P. J., Ebel J-P., Ehresmann C., Ehresmann B. (1989)
  142. Computer Modeling from Solution Data of Spinach Chloroplast and of Xenopus Laevis Somatic and Oocyte 5S R/rRNA. J.Mol.Biol. 207, 417
  143. White S. A., Nilges M., Huang A., Brunger A. T., Moore, P. B. (1992) NMR Analysis of Helix I from the 5S RNA of Escherichia coli. Biochemistry, 31,1610−1621.
  144. K.S., Appelt K., Badger J., Tanaka I., White S.W. (1986) Crystal structure of a prokaryotic ribosomal protein. Proc Natl Acad Sci USA, 83, 7251−7255.
  145. K.S., Noller H.F. (1998) Mapping the position of translational elongation factor EF-G in the ribosome by directed hydroxyl radical probing. Cell, 92, 131−139.
  146. Wimberly, B. T., White, S. W., Ramakrishnan, V. (1997) The Structure of Ribosomal Protein S7 at 1.9A Resolution Reveals a Beta- Hairpin Motif that Binds Double-Stranded Nucleic Acids. Structure, 5, 1187−1198.
  147. H.G. (1982) Components of bacterial ribosomes. Annu Rev Biochem, 51, 155 183.
  148. Wittmann H.G., Mussig J., Gewitz H.S., Piefke J., Rheinberger PI-J. and Yonath A. (1982) Crystallization of E. coli ribosome. FEBSLett. 146, 217−220.
  149. Wittmann-Liebold B., Ashman K., Dzionara M. (1984) On the statistical significance of homologous structures among the Escherichia coli ribosomal proteins. Mol Gen Genet, 196, 439−448.
  150. Wittmann-Liebold B., Greuer B. (1978) The primary structure of protein S5 from the small subunit of the Escherichia coli ribosome. FEBS Lett, 95, 91−98.
  151. Woodson S.A. and Leontis N.B. (1998) Structure and dynamics of ribosomal RNA. Curr Opin Struct Biol, 8, 294−300.
  152. Worbs M., Huber R. and Wahl M. (2000) Crystal structure of ribosomal protein L4 shows RNA-binding sites for ribosome incorporation and feedback control of the S10 operon. EMBOJ., 19, 807−818.
  153. I., Kowaleski M.P., Sears L.E., Zimmermann R.A. (1992) Mutagenesis ofribosomal protein S8 from Escherichia coli: defects in regulation of the spc operon. J Bacteriol, 174, 1213−1221.
  154. Y., Draper D.E. (1995) Stabilization of a ribosomal RNA tertiary structure by ribosomal protein LI 1. JMol Biol, 249, 319−331.
  155. Y., Draper D.E. (1996) Cooperative interactions of RNA and thiostrepton antibiotic with two domains of ribosomal protein LI 1. Biochemistry, 35, 1581−1588.
  156. Yonath A, Leonard K. R, Wittmann H.G. (1987) A tunnel in the large ribosomal subunit revealed by three-dimensional image reconstruction. Science, 236, 813−816.
  157. Yonath A. and Wittmann H.G. (1989) Challenging the three-dimensional structure of ribosome. Trends Biochem. Sci., 14, 329−335.
  158. Yonath A., Glotz C" Gewitz H.S., Barteles K.S., Von Bohlen K., Makowski I., Wittmann H.G. (1988) Characterization of crystals of small ribosomal subunits. J. Mol. Biol., 203, 831−834.
  159. Yonath A., Missing J., Teshe В., Lorenz S., Erdmann V. and Wittmann H.G. (1980) Crystallization of ribosomal subunit from B. stearothermophilus. Biochem. Int., 1, 428 435.
  160. M.M., Garber M.B., Vasiliev V.D., Spirin A.S. (1991) Thermus thermophilus ribosomes for crystallographic studies. Biochimie, 73, 887−897.
  161. M.M., Tischenko S.V., Trakhanov S.D., Ryazantsev S.N., Garber M.B. (1988) A new crystalline form of 30S ribosomal subunits from Thermus thermophilus. FEBS lett. 238, 113−115.
  162. R.A. (1974) in Ribosomes. Eds. Nomura M., Tissieres A., Lengyel P. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 225−269.
  163. Т. и Джонсон Л. Кристаллография белка. М. Мир, 1979, 620 с.
  164. Е.А., Сердюк И. Н., Тарховский Ю. В., Орлова Е. В., Боровягин В. Л. (1986) Кристаллизация рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 289, 1263−1266.
  165. В.А., Коммер A.A., Спирин A.C. (1987) Существует ли канал для синтезируемого на рибосоме пептида? Мечение транслирующих рибосом атомарным тритием. Доклады АН СССР, 296, 1497−1501.
  166. C.B., Фоменкова Н. П., Никулин А. Д., Федоров Р. В., Невская H.A. (1998) Структура рибосомы: РНК-белковые и белок-белковые взаимодействия. Молекулярная биология (Molecular biology Moscow), 32, 1−9
  167. A.A. (1997) Изучение РНК-связывающих свойств рибосомного белка S15 из Thermus thermophilic. Диссертация, МГУ.
  168. М.М., Траханов С. Д., Барынин В. В., Боровягин B.JL, Гарбер М. Б., Седельникова С. Э., Селиванова О. М., Тищенко C.B., Широков В. А., Единцов И. М. (1987) Кристаллизация 30S субчастиц рибосом Thermus thermophilus. Докл. АН СССР, 292, 1271−1274.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!