Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Организация протеолиза в средней кишке насекомых

Диссертация: Организация протеолиза в средней кишке насекомых
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Низкий уровень процессов протеолиза в AM определяется как величиной рН содержимого этого отдела, но главным образом обусловлен присутствием высокоактивных ингибиторов протеиназ. За синтез этих веществ, по литературным данным (Engelmann, 1969), возможно, ответственны слепые выросты. Охарактеризованные нами ингибиторы были активны как по отношению к экзогенным протеиназам (бычий трипсин… Читать ещё >

Организация протеолиза в средней кишке насекомых (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Свойства и классификация протеолитических ферментов
      • 1. 1. 1. Экзопептидазы
      • 1. 1. 2. Протеиназы
        • 1. 1. 2. 1. Сериновые протеиназы
        • 1. 1. 2. 2. Цистеиновые протеиназы
        • 1. 1. 2. 3. Аспартатные протеиназы
        • 1. 1. 2. 4. Металлопротеиназы
        • 1. 1. 2. 5. Протеиназы неопределённой специфичности
    • 1. 2. Характеристика пищеварительных протеиназ и эндогенных ингибиторов из насекомых
      • 1. 2. 1. Пищеварительные протеиназы
        • 1. 2. 1. 1. Сериновые протеиназы
        • 1. 2. 1. 2. Цистеиновые протеиназы
        • 1. 2. 1. 3. Аспартатные протеиназы
      • 1. 2. 2. Ингибиторы протеиназ
    • 1. 3. Морфофункциональная характеристика пищеварительной системы насекомых
      • 1. 3. 1. Общий план строения пищеварительной системы насекомых
      • 1. 3. 2. Физиологическая роль перитрофической оболочки (ПО)
      • 1. 3. 3. Организация пищеварения в средней кишке (общие вопросы)
      • 1. 3. 4. рН в кишечнике насекомых из различных отрядов
      • 1. 3. 5. Окислительно-восстановительный потенциал (гН) кишечника насекомых
      • 1. 3. 6. Организация пищеварения в отрядах Blattoptera, Coleoptera и
    • Lepidoptera. отряд Blattoptera (таракановые). отряд Coleoptera (жесткокрылые или жуки). отряд Lepidoptera (чешуекрылые или бабочки)
  • Глава II. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Получение кишечных препаратов
      • 2. 1. 1. Тараканы Nauphoeta cinerea
      • 2. 1. 2. Личинки большого мучного хрущака Tenebrio molitor
      • 2. 1. 3. Гусеницы мельничной огнёвки Ephestia kuehniella
    • 2. 2. Определение рН в средней кишке
    • 2. 3. Определение протеолитической активности
    • 2. 4. Исследование свойств протеолитических ферментов
    • 2. 5. Определение активности амилаз
    • 2. 6. Электрофоретическое исследование активностей протеиназ и амилаз
    • 2. 7. Определение активности эндогенных ингибиторов протеиназ из насекомых
    • 2. 8. Гель-фильтрация
    • 2. 9. Очистка ингибитора трипсина из AM N. cinerea
  • Глава III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. рН содержимого средней кишки
    • 3. 2. Сравнение протеолитической активности в суммарных препаратах АМиРМ
      • 3. 2. 1. Nauphoeta cinerea
      • 3. 2. 2. Tenebrio molitor
      • 3. 2. 3. Ephestia kuehniella
    • 3. 3. Фракционирование и характеристика среднекишечных протеиназ
      • 3. 3. 1. Nauphoeta cinerea
      • 3. 3. 2. Tenebrio molitor
      • 3. 3. 3. Ephestia kuehniella
    • 3. 4. Ингибиторы протеиназ из средней кишки насекомых
      • 3. 4. 1. Nauphoeta cinerea
      • 3. 4. 2. Tenebrio molitor
      • 3. 4. 3. Ephestia kuehniella
  • Глава IV.
  • Заключение
  • ВЫВОДЫ

Актуальность исследования.

Исследования пищеварительного протеолиза в средней кишке насекомых начались довольно давно, еще в 60-тые годы XX века. И на сегодняшний день существует немало работ, посвященных пищеварительным протеазам насекомых (обзоры: Terra and Ferreira, 1994; Terra et al., 1996; Reeck et al., 1999). Многие ферменты получены в чистом виде, для ряда из них выделены гены и, базируясь на данных об их нуклеотидной последовательности, представлены полные аминокислотные последовательности ферментов, что позволило провести детальное сравнение их с ферментами позвоночных (Girard and Jouanin 1999; Muharsini et al., 2001; Zeng et al., 2002). Однако спектр всего протеолитического комплекса и организация протеолиза в объёме средней кишки у насекомых изучены слабо. Организация протеолиза — пространственно-временное распределение этапов переваривания пищевых белков — давно и подробно изучено у человека и млекопитающих. Их пищеварительный тракт дифференцирован на специализированные отделы, в которые изливаются пищеварительные секреты различных желез. У насекомых кишечник менее дифференцирован, а специализированные на секреции пищеварительных ферментов железы представлены лишь слюнными (лабиальными или мандибулярными). Большинство пищеварительных ферментов, в том числе и протеиназ, синтезируется и выделяется эпителием средней кишки, в полости которой и происходят все основные процессы гидролиза пищевых веществ (Billingsley and Lehane, 1996). Принимая во внимание сравнительно мелкие размеры насекомых и довольно большое разнообразие имеющихся у них пищеварительных ферментов, вопрос о пространственно-временной организации процессов пищеварения и протеолиза в частности, приобретает здесь особый интерес.

Однако эта проблема стала рассматриваться лишь в последнее время (80−90 годы XX века) (Terra and Ferreira, 1994), когда в связи с развитием и упрощением биохимических методов, стал доступен комплексный подход, включающий одновременный анализ нескольких или всех групп протеаз и других пищеварительных ферментов (карбогидраз и липаз) с учётом их локализации в различных частях морфологически однородной средней кишки и физико-химических условий (например, рН содержимого) соответствующих отделов. Однако насекомые — слишком большая и разнообразная группа, и до сих пор таких подробных исследований для представителей многих крупных отрядов не проведено. Почти не изучены и обнаруженные у некоторых насекомых эндогенные кишечные ингибиторы протеиназ (Engelmann and Geraerts, 1980; Houseman, 1980; Stiles, 1991), функции которых до сих пор не установлены.

Целью данной работы было сравнительное исследование организации протеолиза в средней кишке насекомых из трёх различных отрядов. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. определить рН содержимого в разных участках средней кишки у исследуемых насекомых;

2. сравнить протеолитические активности как по общим (белковым) субстратам (азоказеин и желатин), гак и по специфическим «-нитроанилидным субстратам в различных частях средней кишки;

3. провести частичную очистку и характеристику препаратов протеиназ (ингибиторный анализ, рН-оптимум, рН-стабильность);

4. исследовать присутствие ингибиторов протеиназ в различных частях средней кишки у насекомых из трёх рассматриваемых отрядов, изучить их свойства и возможную роль в пищеварении.

Научная новизна.

Впервые изучена организация протеолиза в средней кишке пепельно-серого таракана Nauphoeta cinerea (Blattoptera: Blaberidae). Показано, что большая часть суммарной активности протеиназ локализована в задней части средней кишки (РМ). В передней части средней кишки (AM) этого вида выявлены ингибиторы протеиназ, активные по отношению к собственным протеиназам средней кишки, а также высокая активность а-амилаз. В щелочных условиях содержимого РМ ингибиторы теряют активность, допуская возможность протеолиза в этом отделе, который осуществляется преимущественно под действием необычной SH-зависимой протеиназы. Предложена схема организации пищеварения в средней кишке таракана N. cinerea с учётом регуляторной роли среднекишечных ингибиторов протеиназ.

Впервые методом зимографии охарактеризован спектр пищеварительных протеиназ личинок большого мучного хрущака Tenebrio molitor (Coleoptera: Tenebrionidae). Показана множественность цистеиновых протеиназ в AM и РМ, различия в соотношении отдельных фракций в этих двух отделах средней кишки, а также исследованы их свойства. Предложена схема организации протеолиза в средней кишке личинок Т. molitor. Впервые в средней кишке этого вида обнаружены ингибиторы бактериального субтилизина, а также собственных трипсиноподобных протеиназ.

Впервые изучены пищеварительные протеиназы и организация протеолиза у гусениц мельничной огнёвки Ephestia kuehniella (Lepidoptera: Phycitidae). В средней кишке этого вида выявлены лишь сериновые протеиназы, среди которых наиболее активной является трипсиноподобная. Показано, что по набору пищеварительных протеиназ и характеру организации протеолиза этот вид, являющийся вторичным детритофагом, мало отличается от изученных ранее гусениц-фитофагов.

Практическое значение.

Подробное изучение организации пищеварения у насекомых важно как с теоретической, так и с практической точки зрения, поскольку позволит подобрать наиболее эффективные агенты, для защиты растений от насекомых-вредителей. Перспективным является использование белковых ингибиторов пищеварительных протеиназ, а также токсинов Bacillus thuringiensis, в активации которых участвуют среднекшлечные пищеварительные протеиназы насекомых. Эти соединения находят всё более широкое применение в защите растений, как более безопасные и селективные, по сравнению с традиционными инсектицидами. Исследование всего спектра пищеварительных протеиназ насекомых, возможно, позволит выявить «ключевые протеиназы», запускающие протеолиз пищевых белков, что существенно повысит эффективность методов защиты растений с помощью белковых ингибиторов протеиназ.

Благодарности.

Автор выражает глубокую благодарность научным руководителям д.б.н. Д. П. Жужикову, и к.б.н. Е. Н. Элпидиной, а также сотрудникам кафедры энтомологии Биологического факультета МГУ Л. И. Лютиковой и Н. В. Беляевой и отдела функциональной биохимии НИИ ФХБ им. А. Н. Белозерского профессору М. А. Белозерскому и д.б.н. Я. Е. Дунаевскому.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

AM (=anterior mesenteron) — передняя часть средней кишки,.

РМ (=posterior mesenteron) — задняя часть средней кишки,.

ПО — перитрофическая оболочка, МС — мальпигиевы сосуды,.

часть Кто — константа Миаэлиса.

DTT — дитиотреитол, SDS — додецилсульфат натрия, DMFA — диметилформамид, ТС, А — трихлоруксусная кислота ПААГ — полиакриламидный гель.

Синтетические субстраты:

BApNA — ^-бензоил-ОЬ-аргинин-и-нитроанилид,.

В ANA — N-бензоилDL-аргинин-Р-нафтиламид,.

TAME — я-тозил-Ь-аргинин метиловый эфир,.

ВАЕЕ — бензоил-Ь-аргинин этиловый эфир,.

ZAMCA — 1ч[-карбобензокси-аргинин-7-амидо-4-метил кумарин,.

ВАА — бензоил-Ь-аргинин амид,.

GlpFpNA — пироглютамил-фенилаланин-я-нитроанилид,.

BTpNA — Ы-бензоил-Ь-тирозин-и-нитроанилид, ATpNA — К-ацетил-Ь-тирозин-и-нитроанаилид, ZTNE — карбобензокси-тирозин-и-нитрофениловый эфир, ZFF — карбобензокси-фенилаланил-фенилаланин, ВТЕЕ — N-бензоил-Ь-тирозин этиловый эфир, АТЕЕ — N-ацетил-Ь-тирозин этиловый эфир, GlutFpNA — глютарил-фенилаланил-я-нитроанилид,.

S (A)2PFpNAN-сукцинил-аланил-аланил-пролил-фенилаланил-и-нитроанилид,.

8(А)2РЬрЫА-Ы-сукцинил-аланил-аланил-пролил-лейцил-и-нитроанаилид.

GlpAALpNA — пироглютамил-аланилаланил-лейцин-й-нитроаниалид,.

ZAALpNA — N-карбобензокси-аланил-аланил-лейцин-л-нитроанилид,.

GlpFApNA — пироглютамил-фенилаланил-аланин-wнитроанилид,.

ArgNA — L-аргинин-р-нафтиламид.

Ингибиторы:

DFP — диизопропилфторфосфат,.

AEBSF — 4-(2-аминоэтил)бензенсульфонилфторид.

PMSF — фенилметилсульфонилфторид,.

TLCK — Na тозил-L-лизин хлорметилкетон,.

BPTI — бычий панкреатический ингибитор трипсина,.

SBTI — соевый ингибитор трипсина Кунитца,.

BBI — ингибитор трипсина Баумана-Бирк,.

LBTI — ингибитор трипсина из лимской фасоли,.

CpTI — ингибитор трипсина из коровьего гороха,.

OMTI — ингибитор трипсина из овомукоида,.

ТРСК — тозил-Ь-фенилаланин хлорметилкетон, рСМВ — и-хлормеркурийбензоат,.

Е-64 — L-транс эпоксисукцинил-лейциламидо (4-гуанидино) бутан, IAA — йодацетамид,.

OCI и ОСИ оризацистатин I и II,.

SQAPI — ингибитор аспартатной протеиназы из тыквы,.

DAN — диазоацетилнорлейцин,.

EDTA этилендиаминтетрауксусная кислота.

Жирным шрифтом обозначены использованные в работе субстраты и ингибиторы.

ВЫВОДЫ.

1. В средней кишке N. cinerea и Т. molitor выявлен резкий градиент рН: у N. cinerea от 6,0−7,2 в AM, до 8,8−9,3 в РМ, а у Г. molitor от 5,2−5,6 в AM до 7,8−8,2 в РМ. У Е. kuehniella содержимое всей средней кишки имеет щелочной рН от 8,0 до 9,3.

2. Изучено распределение протеолитической активности вдоль средней кишки у N. cinerea, Е. kuehniella и Т. molitor. Показано, что у N. cinerea общая протеолитическая активность, имеющая высокощелочной оптимум рН, преобладает в РМ. У Т. molitor и Е. kuehniella общая протеолитическая активность преобладает в AM, и максимальна у Т. molitor при нейтральных, а у Е. kuehniella при щелочных рН.

3. Изучение спектра протеиназ у N. cinerea с применением ингибиторного анализа, зимографии в ПААГ и препаративного фракционирования методом гель-фильтрации показало, что преобладающей протеиназой средней кишки тараканов является необычная SH-зависимая протеиназа, кроме того в РМ этого вида присутствуют сериновые (трипсино-, химотрипсинои субтилизиноподобные) и цистеиновые протеиназы, но отсутствуют аспартатные и металлопротеиназы.

4. В средней кишке Т. molitor выявлены цистеиновые протеиназы, локализованные преимущественно в AM, и сериновые протеиназы (трипсинохимотрипсинои субтилизиноподобные), локализованные главным образом в РМ. Аспартатные и металлопротеиназы выявлены не были. В первичном протеолизе пищевых белков у Т. molitor, по-видимому, участвуют именно цистеиновые протеиназы, активность и стабильность которых низки при щелочных рН в РМ.

5. В средней кишке Е. kuehniella обнаружены только сериновые протеиназы: трипсино-, химотрипсинои, возможно, субтилизино-подобные.

6. В передней части средней кишки N. cinerea выявлены ингибиторы бактериального субтилизина, бычьего трипсина, и эндогенной необычной SH-зависимой протеиназы. Предложена схема регуляции протеолиза пищевых белков в средней кишке N. cinerea с участием исследованных ингибиторов.

7. В передней части средней кишки Т. molitor также выявлены ингибиторы бактериального субтилизина и собственной трипсиноподобной протеиназы, однако их регулягорная роль в кишечнике маловероятна. В средней кишке гусениц Е. kuehniella не было обнаружено ингибиторных активностей как по отношению к экзогенным, так и по отношению к собственной доминирующей трипсиноподобной протеиназе.

8. Сравнение организации протеолиза пищевых белков у представителей трёх различных отрядов выявило существенную разницу между ними. У двух неспециализированных детритофаговN. cinerea и Т. molitor спектр пищеварительных протеиназ довольно широк и включает как сериновые, так и цистеиновые протеиназы, а у таракана ещё и необычную SH-зависимую протеиназу. В то же время у гусениц Е. kuehniella, являющихся вторичными детритофагами, сохраняется исходная предковая сериновая система протеолиза, характерная для гусениц-фитофагов.

IV.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Пищеварительная часть кишечника у таракана N. cinerea включает объёмистый зоб и среднюю кишку и на большем его протяжении, (в зобе и в AM), активность протеиназ низка, так, что в этих отделах не происходит расщепления пищевых белков. Напротив, здесь высока активность пищеварительных карбогидраз (в основном а-амилаз слюнного происхождения), активно расщепляющих пищевые углеводы. Этому способствует слабокислый-нейтральный рН AM и зоба, т.к. рН оптимумы амилаз тараканов лежат в этой области.

Низкий уровень процессов протеолиза в AM определяется как величиной рН содержимого этого отдела, но главным образом обусловлен присутствием высокоактивных ингибиторов протеиназ. За синтез этих веществ, по литературным данным (Engelmann, 1969), возможно, ответственны слепые выросты. Охарактеризованные нами ингибиторы были активны как по отношению к экзогенным протеиназам (бычий трипсин и субтилизин В. subtilis), так и по отношению к собственным протеиназам таракана (трипсино-, субтилизиноподобной, а также необычной SH-зависимой протеиназам). Следовательно, большая часть протеолитической активности в AM, оказывается заблокированной специфическими ингибиторами. В РМ рН кишечного содержимого возрастает, доходя до 8,89,3 и при этом рН высока активность протеиназ. Тогда как, ингибиторы трипсина и необычной SH-зависимой протеиназы в этих условиях отличаются очень низкой стабильностью, теряя при рН 9,0 до 80% активности и, следовательно, при попадании в РМ они не оказывают существенного воздействия на пищеварительные протеиназы. Таким образом, именно в РМ в основном и протекает протеолиз пищевых белков, в котором у таракана главную роль играет необычная SH-зависимая протеиназа, а также в этом процессе участвуют трипсино-, химотрипсиноподобные и цистеиновые протеиназы.

Одной из возможных причин ингибирования протеолитической активности в содержимом AM, и, следовательно, одной из возможных функций ингибиторов может быть необходимость пространственного разделения процессов расщепления углеводов и белков, что исключает возможный гидролиз амилаз пищеварительными протеиназами. Возможность такого гидролиза была показана нами в специальных экспериментах. В обобщённом виде описанные результаты представлены на рисунке 4.1.

AM.

РМ.

ТТГРРДНЭТЯ КТЛ1ТТК-Д 3WO амидщцги iipmcj-u-ttu, I v/u ап.1гшпч1.1Г1 n[juiwnnai КИШКА in ni i п DH-оптимум 10.0−11.0.

Рис. 4.1. Организация протеолиза в средней кишке таракана N cinerea.

У большого мучного хрущака Т. molitor активность протеиназ доминирует в AM, хотя здесь также, как и у таракана, вдоль средней кишки наблюдается градиент рН (от кислых значений в AM, до слабощелочных в РМ). Протеолитическая активность в AM обусловлена в основном действием цистеиновых протеиназ, тогда как в РМ их активность ниже, и там преобладающей оказывается активность сериновых ферментов, трипсинои химотрипсиноподобных. Активность амилаз, по литературным данным (Terra et al., 1985), также выше в AM, где они работают вместе с цистеиновыми протеиназами, которые у большого мучного хрущака, по-видимому, участвуют в начальных этапах гидролиза пищевых белков. Цистеиновые протеиназы Т. molitor сохраняют высокий уровень активности в диапазоне рН от 5,0 до 7,0 и, следовательно, их активность максимальна в передней и средней частях средней кишки. В последней трети средней кишки они оказываются чрезвычайно нестабильными, теряя в условиях рН содержимого РМ (рН 7,9) 60−80% активности. Таким образом, в задней трети средней кишки Т. molitor происходит смена характера протеолиза с цистеинового на сериновый (рис. 4.2).

AM РМ.

ПЕРЕДНЯЯ ЧАСТЬ СРЕДНЕЙ КИШКИ ЗАДНЯЯ ЧАСТЬ СРЕДНЕЙ КИШКИ рН 5,2−5,6 рН 5,9−6,5 рН 7,8−8,2.

60% протеолитической ак-ти.

80% активности цистеиновых протеиназ.

40% активности сериновых протеиназ.

40% протеолитической ак-т.

20% активности цистеиновых протеиназ.

60% активности сериновых протеиназ.

СРЕДНЯЯ КИШКА.

Рис. 4.2. Организация протеолиза в средней кишке личинок большого мучного хрущака Т. molitor.

В средней кишке мельничной огнёвки Е. kuehniella не выявлено резкого градиента рН, как у двух предыдущих видов. Вдоль всей средней кишки поддерживается щелочной рН в диапазоне 8,0−9,3, и преобладающими протеиназами являются сериновые Рис. 4.3.

AM РМ.

ПЕРЕДНЯЯ ЧАСТЬ СРЕДНЕЙ КИШКИ ЗАДНЯЯ ЧАСТЬ СРЕДНЕЙ КИШКИ рН 8,0−8,4 рн 8,8−9,3.

СРЕДНЯЯ КИШКА.

Организация протеолиза в средней кишке гусениц мельничной огнёвки Е. kuehniella трипсино-, химотрипсинои, возможно, субтилизиноподобные). Активность протеиназ наиболее высока в содержимом AM и, следовательно, именно в этом отделе, начинается активное переваривание пищевых белков, что также согласуется с литературными данными (Shinbo et al., 1996) (рис. 4.3).

Таким образом, у всех трёх исследованных нами видов в морфологически однородной средней кишке наблюдаются различия в организации протеолиза в разных её частях. Наиболее чётко они выражены у N. cinerea и Т. molitor, причём важным фактором, определяющим эти различия в AM и РМ у обоих видов, является градиент рН, а у таракана также наличие в AM эндогенных белковых ингибиторов протеиназ. Одной из причин таких различий может являться выявленная у некоторых насекомых морфологическая и функциональная гетерогенность эпителиальных клеток вдоль средней кишки. Так, у того же большого мучного хрущака показано, что примерно в 2/3 средней кишки преимущественно присутствуют эпителиальные клетки одной формы (высота 54 мкм, ширина 5,3 мкм), тогда как в остальной части средней кишки, как раз в той задней трети, где рН увеличивается до щелочных значений, клетки становятся уже и выше (высота 58−97 мкм, ширина 4,2−2,8 мкм). И именно эти клетки ответственны за синтез трипсина, тогда как другие по форме эпителиальные клетки AM синтезируют а-амилазу (Cristofoletti et al., 2001). У изученного нами вида таракана не описана структура среднекишечного эпителия, но можно предположить, что различия присутствуют и здесь, поскольку они были выявлены у другого вида Blatella germanica (Blattoptera: Blattellidae) (Day and Powning, 1949), а также в средней кишке саранчовых (Marana et al., 1997). Таким образом, можно предположить, что, несмотря на отсутствие чётких макроскопических отделов, средняя кишка насекомых по своей длине оказывается гетерогенной на клеточном уровне, что может приводить к выявленным нами различиям в протекании процессов пищеварения, и протеолиза в частности.

Описанная нами схема организации протеолиза в средней кишке таракана N. cinerea не является всеобщей для отряда Blattoptera, как может показаться, если принять во внимание, отсутствие каких-либо чётких различий в пищевых предпочтениях этих насекомых (Schal et al., 1984). На основании имеющихся данных можно предположить, что она свойственна лишь представителям семейства Blaberidae. Действительно, сходная организация протеолиза была выявлена у таракана Leucophaea maderea (Engelmann, 1969; Engelmann and Geraerts, 1980), а присутствие эндогенных ингибиторов в среднекишечном содержимом было показано ещё у Blaberus craniifer, Gromphadorrhinaportentosa (Zhuzhikov, 1996) и Blaptica dubia (Engelmann and Geraerts, 1980). У американского таракана Periplaneta americana (Blattoptera: Blattidae) в средней кишке наблюдается прямо противоположная схема организации протеолиза с высокой протеолитической активностью в области слепых выростов и AM. Активность а-амилазы при этом также высока в этом отделе (Day and Powning, 1949; Baumann, 1990), а активность ингибиторов протеиназ в AM не выявлена (Engelmann and Geraerts, 1980). У пруссака Blatella germanica (Blattoptera: Blattellidae) отсутствует чёткая разница по величине общей протеолитической активности между слепыми выростами, а также AM и РМ (Day and Powning, 1949), однако состав спектра протеиназ по длине средней кишки этого вида никто не исследовал. Таким образом, при неспециализированном характере питания организация протеолиза может существенно различаться даже в пределах одного отряда, представители которого по характеру питания мало отличаются друг с другом. В этом случае выявляемые различия могут быть обусловлены разной филогенией этих групп (Terra and Ferreira, 1994).

Данных по организации протеолиза в средней кишке жуков (ColeopteraPolyphaga) очень мало. В целом это достаточно разнородная группа, как по типу питания, так и, вероятно, по организации протеолиза в средней кишке. Различия в продольной организации этого процесса, возможно, присутствуют в ряде неспециализированных групп этого отряда, тогда как в наиболее молодых и специализированных по типу питания семействах.

Chrysomelidae (Thie and Houseman, 1990b) и Bruchidae (Wieman and Nielsen, 1988) они утеряны.

Чешуекрылые (Lepidoptera) представляют собой довольно однородную группу, в которой различия в организации протеолиза по длине средней кишки незначительны. У всех представителей этой группы, как у доминирующих по численности фитофагов, так и у изученного здесь вторичного детритофага (Ephestia kuehniella) (Загуляев, 1965) доминирующими в кишечнике являются сериновые протеиназы, и протеолиз протекает довольно активно по всей длине средней кишки при щелочных рН содержимого. Такая редко встречаемая среди систематической группы в ранге отряда однородность в организации протеолиза может быть результатом узкой пищевой специализации, а именно, адаптации к питанию живыми растительными тканями. Действительно, первые находки Lepidoptera датируются нижним мелом, что как раз совпало с временем возникновения покрытосеменных растений (Сукачёва, 1980). При этом даже при переходе от фитофагии к детритофагии не происходит изменения общей предковой схемы организации протеолиза.

У всех насекомых организация пищеварения в кишечнике — результат сложных адаптаций произошедших у их предковых форм (Terra and Ferreira, 1994). Быстрое изменение набора пищевых протеиназ как адаптация к изменению типа питания, возможно и у специализированных рецентных форм (Broadway, 1995; Bolter & Jongsma, 1995; Jongsma et al., 1995; Wu-Ying Ru et al., 1997), но при этом никогда не происходит смены типа протеолиза (например, с цистеинового на сериновый), поскольку такие глобальные изменения требуют перестройки более сложных физиологических механизмов, поддерживающих постоянство физико-химических условий (рН и гН) в содержимом средней кишки.

На основании наших данных, а также, принимая во внимание литературные данные можно заключить, что при узкой специализации в питании происходит сужение спектра пищеварительных протеиназ, работающих в кишечнике. Действительно адаптация к питанию на растениях, наблюдаемая в ряде семейств жуков (Coleoptera: Chrysomelidae и Bruchidae) и у бабочек (Lepidoptera), приводит к доминированию цистеиновых протеиназ, у первых, и сериновых — у вторых. В то же время у изученных здесь полифагов: таракана N. cinerea и большого мучного хрущака Т. molitor — в кишечнике активны, как сериновые так и цистеиновые протеиназы. По-видимому, такое состояние является свойственным всем базовым (неспециализированным) группам, из которых в результате адаптации к определённым узким типам диет возникли более специализированные в питании формы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.К. 1991. Химия протеолиза. Москва: Наука, 504 с.
  2. Д.П., Дубровин Н. Н. 1969. рН содержимого средней кишки личинок кровососущих комаров (Diptera: Culicidae). Энтомологическое обозрение, т. XLYIII, стр. 463−469.
  3. Д.П., Чоудхри Ш. Х. 1971. Мембранное пищеварение у личинок коретры Chaoborus obscuripes (Diptera: Chaoboridae). В сборнике Эволюция вегетативных функций. Под редакцией Е. М. Крепса. JI. Наука, стр. 132−136.
  4. Д.П. 1997. Ингибитор сериновых протеиназ в кишечнике пепельно-серого таракана Nauphoeta cinerea. Ж. Эвол. Биохим. Физиол. т. 33, стр. 592−598.
  5. А.К. Моли и огнёвки вредители зерна и продовольственных запасов. М. Л.: Наука, 1965,271 с.
  6. А.В., Мосолов В. В. 1996. Новый ингибитор цистеиновых протеиназ из соевых бобов. Биохимия, т. 61, стр. 1193−1200.
  7. Ю.Ю. Справочник по аналитической химии. М.: Химия, 1979,480 с.
  8. Л.А., Хайду И., Баландина Г. Н., Филиппова И. Ю., Маркарян А. Н., Лысогорская Е. Н., Оксенойт Е. С., Степанов В. М. 1987. и-Нитроанилиды пироглютамилпептидов -хромогенные субстраты сериновых протеиназ. Биоорганическая химия, т. 13, стр. 748 753.
  9. Л.И., Винокуров К. С., Жужиков Д. П., Элпидина Е. Н. 2002. Фунгистатическая активность в кишечнике таракана Nauphoeta cinerea Oliv. (Dictyoptera). XII Съезд РЭО, сПб, Тезисы докладов, стр. 214−215.
  10. В.В., Валуева Т. А. 1993. Растительные белковые ингибиторы протеолитических ферментов. Москва: 207 с.
  11. Т.Н. 1994. Новые подсемейства субтилизинов. Биоорганическая химия, т. 20, с. 475−484.
  12. И.Д. Отряд Papilionida. Чешуекрылые или бабочки. Историческое развитие класса насекомых. Под редакцией Б. Б. Родендорфа и А. П. Расницына. М. Наука, 1980. стр. 110−112.
  13. В.П. Основы физиологии насекомых. Ч. 1, Физиология метаболических систем. Изд-во ЛГУ, Л., 1976, 363 с.
  14. В.В., Корнеева A.M., Крашенинников И. А., Ванюшин Б. Ф. и др. Малый практикум по биохимии. М.: Издательство МГУ, 1979, 212 с.
  15. J.C., Tramu G. 1985. Ultrastructural and immunohistochemical study of endocrine cells in the midgut of the cockroach Blaberus craniifer. Cell Tissue Res. v. 240, pp. 323−332.
  16. Z., Saleemuddin M., Siddi M. 1980. Purification and characterization of three alkalineproteases from the gut of the larvae of army worm, Spodoptera litura. Insect Biochem. v.10, pp. 667−673.
  17. S.W. 1985. Biochemistry of digestion. In: In: Comprechensive Physiol., Biochem. and Pharmacol, of Insects. Eds. Kerkut G.A. and Gilber L.I. Oxford: Pergamon Press, vol. 4, pp. 279−311.
  18. J.E., Fabrick J.A. 2000. Host hemolymph proteins and protein digestion in larval
  19. Habrobracon hebetor (Hymenoptera: Braconidae). Insect Biochem. Mol. Biol. v. 30, pp. 937−946.
  20. M.D. 1998. Subtilisin. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  21. Barillas-Mury C., Graf R., Hagedorn H.H., Wells M.A. 1991. cDNA and deduced amino acid sequence of a blood meal-induced trypsin from the mosquito, Aedes aegypti. Insect Biochem. v. 21, pp. 825−831.
  22. A.J. 1972. A new assay for cathepsin B1 and other thiol proteinases. Anal. Biochem. v. 47, pp. 280−293.
  23. A. J. 1977. Cathepsin D and other carboxyl proteinases. In: Proteinases of mammalian cells and tissues. Ed. Barrett A.J. Amsterdam: Elsevier/North-Holland Biomedical Press, pp. 209 248.
  24. A. J. 1980. The many forms and functions of cellular proteinases. In: Proceedings of the Federation of American Societies for Experimental Biology, v. 39, № 1, pp. 9−14.
  25. A.J., Kirschke H. 1981. Cathepsin B, cathepsin H and cathepsin L. Methods of Enzymol. v. 80, pp. 535−561.
  26. A.J. 1986. An introduction to the proteinases. In: Proteinase inhibitors. Eds. Barrett A.J., Salvesen. Elsevier Science Publishers, pp. 3−22.
  27. A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. 1998. Introduction. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  28. E. 1990. Isolation and partial characterization of a chymotrypsin-like endoprotease from cockroach intestinal system. Insect Biochem. v. 20, pp. 761−768.
  29. A., Schechter I. 1970. Mapping of the active site of papain with the aid of peptide substrates and inhibitors. Phil. Trans. R. Soc. London, ser B, v. 257, pp. 249−264.
  30. R., Tedeschi G., Ronchi S., Palmieri S. 1996. Isolation and some molecular properties of a trypsin-like enzyme from larvae of european corn borer Ostrinia nubilalis Htibner. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 26, 883−889.
  31. Bian X., Shaw B.D., Han Y., Christeller J.T. 1996. Midgut proteinase activities in larvae of
  32. Anoplophora glabripennis (Coleoptera: Cerambycidae) and their interaction with proteinase inhibitors. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 31, pp. 23−37.
  33. P.F., Lehane MJ. 1996. Structure and ultrastructure of the insect midgut. In: Biology of the insect midgut. Eds. Lehane M J. and Billingsley P.F. London. Chapman & Hall. pp. 330.
  34. J.G. 1998. Pancreatic elastase I and II. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett
  35. A J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  36. D. E. 1981. Nutrition and digestion. In: The American Cockroach. Eds. Bells W.J. and Adiyodi K. G. London: Chapman and Hall, pp. 57−86.
  37. Biggs D.R., McGregor P.G. 1996. Gut pH and amylase and protease activity in larvae of the New Zealand grass grub (Costelytra zealandica- Coleoptera: Scarabaeidae) as a basis for selecting inhibitors. Insect Biochem. Mol. Biol, v.26, pp. 69−75.
  38. Blanco-Labra A., Martinez-Gallardo N.A., Sandoval-Cardoso L., Delano-Frier J. 1996. Purification and characterization of a digestive cathepsin D proteinase isolated from Tribolium castaneum larvae. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 26, pp. 95−100.
  39. Boigegrain RA, Pugniere M, Paroutaud P, Castro B, Brehelin M. 2000. Low molecular weightserine protease inhibitors from insects are proteins with highly conserved sequences. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 30, pp. 145−152.
  40. Boylan M.T. and Sussex I.M. 1987. Purification of an endopeptidase involved with storage protein degradation in Phaseolus vulgaris L. cotyledons. Planta, v. 170, pp. 343−352.
  41. R.M. 1995. Are insects resistant to plant proteinase inhibitors? J. Insect Physiol, v. 41, pp. 107−116.
  42. Briegel H., Lea A.O. 1975. Relationship between protein and proteolytic activity in the midgut of mosquitoes. J. Insect Phys. v. 21, pp. 1579−1604.
  43. Brunelle F., Nguyen-Quoc В., Cloutier C., Michaud D. 1999. Protein hydrolysis by Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata, digestive proteases: the catalytic role of cathepsin D. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 42, pp. 88−98.
  44. R.L. 1975. Carbohydrate digestion in the adult moth Heliothis zea. J. Insect Physiol, v. 21, pp. 1855−1857.
  45. J., Tomarelli R.M. 1947. A colorimetric method for the determination of the proteolytic activity of duodenal juice. J. Biol. Chem., v. 171, pp. 501−505.
  46. A.C., Gooding R.H. 1970. A study of trypsin in Calosoma calidum (FAB.) and Carabus taedatus FAB. Сотр. Biochem. Physiol, v. 37, pp. 331−338.
  47. M.T., Pritchard G. 1984. Spatial organization of digestive processes in adult carabidbeetle, Scaphinotus marginatus (Coleoptera: Carabidae). Can. J. Zool. v. 62, pp. 1200−1203.
  48. J.T., Shaw B.D., Gardiner S.E., Dymock J. 1989. Partial purification andcharacterization of the major midgut proteases of grass grub larvae (Costelytra zealandica), (Coleoptera: Scarabaeidae). Insect Biochem. v. 19, pp. 221−231.
  49. J.T., Laing W.A., Markwick N.P., Burgess E.PJ. 1992. Midgut proteinase activities in 12 phytophagous lepidopteran larvae: dietary and protease inhibitor interactions. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 22, pp. 735−746.
  50. G., East P., Cooper P. 2001. Preliminary characterization of digestive proteases of the green mirid, Creontiades dilutus (Hemiptera: Miridae). Insect Biochem. Mol. Biol. v. 31, pp. 415−423.
  51. G.E. 1998. Cathepsin D. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A. J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  52. P.D., Vulcano R. 1997. Regulation of pH in the digestive system of the cricket, Teleogryllus commodus Walker. J. Insect Physiol, v. 43, pp.495−499.
  53. P.T., Ribeiro A.F., Terra W.R. 2001. Apocrine secretion of amylase and exocytosis of trypsin along the midgut of Tenebrio molitor larvae. J. Insect Physiol, v.47, pp. 143−155.
  54. Day M.F., Powning R.F. 1949. A study of the processes of digestion in certain insects. Aust. J. Sci. Res. ser. B, v. 2, pp. 175−215.
  55. Davis C.A., Riddell D.C., Higgins M.J., Holden J.J.A., White B.N. 1985. A gene family in
  56. Drosophila melanogaster coding for trypsin-like enzymes. Nucl. Acid. Res. v. 13, pp. 66 056 619.
  57. M., Iwamoto A. 1976. Alkaline proteases in the midgut tissue and digestive fluid of the silkworm, Bombyx mori. Insect Biochem. v. 6, pp. 491−496.
  58. F. 1969. Food-stimulated synthesis of intestinal proteolytic enzymes in the cockroach Leucophaea maderae. J. Insect Physiol, v. 15, pp. 217−235.
  59. Engelmann F., Geraerts W.P.M. 1980. The proteases and the protease inhibitor in the midgut of Leucophaea maderae. J. Insect Physiol, v. 26, pp. 703−710.
  60. B.F., Kokowsky N., Cohen W. 1961. The preparation and properties of two new chromogenic substrates of trypsin. Arch. Biochem. Biophys. v. 95, pp. 271−278.
  61. Espinoza-Fuentes F.P., Ferreira C, Terra W.R. 1984. Spatial organization of digestion in the larval and imaginal stages of the sciarid fly Trichosia pubescens. Insect Biochem. v. 14, pp. 631 638.
  62. Espinoza-Fuentes F.P., Terra W.R. 1987. Physiological adaptations for digesting bacteria. Water fluxes and distribution of digestive enzymes in Musca domestica larval midgut. Insect Biochem. v. 17, pp. 809−817.
  63. Evans W.A.L., Payne D.W. 1964. Carbohydrases of the alimentary tract of the desert locust, Schistocerca gregaria Forsk. J. Insect Physiol, v. 10, pp. 657−674.
  64. G.W., Duffey S.S. 1991. Reassessment of the role of gut alkalinity and detergency in insect herbivory. J. Chem. Ecol. v. 17, pp. 1831−1836.
  65. Ferreira C, Ribeiro A.F., Garcia E.S., Terra W.R. 1988. Digestive enzymes trapped between and associated with the double plasma membranes of Rhodnius prolixus posterior midgut cells. Insect Biochem. v. 18, pp. 521−530.
  66. Ferreira C, Terra W.R. 1989. Spatial organisation of digestion, secretory mechanisms and digestive enzyme properties in Pheropsophus aequinictialis (Coleoptera: Carabidae). Insect Biochem. v. 19, pp. 383−391.
  67. C., Oliveira M. C., Terra W.R. 1990a. Compartmentalization of the digestive process in Abracris flavolineata (Orthoptera: Acrididae) adults. Insect Biochem. v. 20, pp. 267−274.
  68. C., Bellinello G.L., Ribeiro A.F., Terra W.R. 1990b. Digestive enzymes associated with the glycocalyx, microvillar membranes and secretory vesicles from midgut cells ofTenebrio molitor larvae. Insect Biochem. v. 20, pp. 839−847.
  69. C., Capella A.N., Sitnik R., Terra W.R. 1994. Properties of digestive enzymes and thepermeability of the peritrophic membrane of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera) larvae. Сотр. Biochem. Physiol, ser. A, v. 107, pp. 631−640.
  70. Ferreira-DaSilva C.T., Gombarovits M.E.C., Masuda H., Oliveira C.M., Carlini C.R. 2000.
  71. Proteolytic activation of canatoxin, a plant toxic protein, by insect cathepsin-like enzymes. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 44, pp. 162−171.
  72. Fisk F.W., Rao B. R. 1964. Digestive carbohydrases in the cuban burrowing cockroach. Ann. Ent. Soc. Am. v. 57, pp. 40−44.
  73. A.C., Kanost M.R., Gotz P., Vilcinskas A. 2000. Isolation and characterization of novel inducible serine protease inhibitors from larval hemolymph of the greater wax moth Galleria mellonella. Eur J. Biochem. v. 267, pp. 2046−2053.
  74. Gatehouse A.M.R., Gatehouse J.A., Dobie P., Kilminster A.M., Boulter D. 1979. Biochemical basis of insect resistance in Vigna unguiculata. J. Sci. Food Agric. v. 30, pp. 948−958.
  75. Gatehouse A.M.R., Norton E., Davison G.M., Babbe S.M., Newell C.A., Gatehouse J.A. 1999.
  76. Digestive proteolytic activity in larvae of tomato moth, Lacanobia oleracea- effects of plant protease inhibitors in vitro and in vivo. J. Insect Phys. v. 45, pp. 545−558.
  77. W., Zwilling R., Pfleiderer G. 1971. The evolution of endopeptidases XII. The proteolytic enzymes of honeybee (Apis mellifica L.). Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 38, pp. 197 210.
  78. C., Jouanin L. 1999. Molecular cloning of cDNA encoding a range of digestive enzymes from a phytophagous beetle, Phaedon cochleariae. Insect Biochemistry and Molecular Biology, v. 29, pp. 1129−1142.
  79. R.H. 1969. Studies on proteinases from some blood-sucking insects. Proc. Ent. Soc. Ont. v. 100, pp. 139−145.
  80. R.H., Huang C.T. 1969. Trypsin and chymotrypsin from the beetle Pterostichus melanarius. J. Insect Physiol, v. 15, pp. 325−339.
  81. R.H., 1974. Digestive processes of haematophagous insects. V. Inhibitors of trypsin from Glossina morsitans morsitans (Diptera: Glossinidae). Can. Entomologist, v. 106, pp. 39−44.
  82. S.G., Denlinger D.L. 2002. Genes encoding two cystatins in the flesh fly Sarcophagacrassipalpis and their distinct expression patterns in relation to pupal diapause. Gene. v. 292, pp. 121−127.
  83. R., Briegel H. 1985. Isolation of trypsin isozymes from mosquito Aedes aegypti (L.). Insect Biochem. v. 15, pp. 611−618.
  84. Graf R., Raikhel A.S., Brown M.R., Lea A.O., Briegel H. 1986. Mosquito trypsin: immunocytochemical localization in the midgut of blood-fed Pedes' aegypti. Cell Tiss. Res. v. 245, pp.19−27.
  85. R., Boehlen P., Briegel H. 1991. Structural diversity of trypsin from different mosquito species feeding on vertebrate blood. Experientia v. 47, pp. 603−609.
  86. L. 1998. Chymotrypsin. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  87. J.M. 1958. Digestive tract pH of six species of Coleoptera. Ann. Entomol. Soc. Am. v. 51, pp. 403−405.
  88. В., Paretsky D. 1955. Proteolytic enzymes in the house fly, Musca domestica (L.). Ann. Entomol. Soc. Am. v. 48, pp. 46−50.
  89. В., Kowalski J., Karpus J. 1970. Micro-potentiometric pH determination of the gut of Periplaneta americana fed three different diets. J. Econ. Entomol. v. 63, pp. 1795−1797.
  90. S., Craik C.S. 1998. Trypsin. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A .J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  91. B.S. 1960. Proteolytic enzymes. Ann. Rev. Biochem. v. 29, pp. 45−72.
  92. Y., Hori K. 1989. Comparison of biochemical properties of proteinases from the midgut of two blood-sucking insects Haematobia irritans (L.) and Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). Appl. Entomol. Zool. v. 24, pp. 245−252.
  93. K. 1971. Physiological conditions in the midgut in relation to starch digestion and the salivary amylase of the bug Lygus disponsi. J. Insect Physiol, v. 17, pp. 1153−1167.
  94. J.G. 1978. A thiol-activated digestive proteinase from adults of Rhodniusprolixus Stal (Hemiptera: Reduviidae). Can. J. Zool. v. 56, pp. 1140−1143.
  95. J.G. 1980. Anterior midgut proteinase inhibitor from Glossina morsitans morsitans
  96. Westwood (Diptera: Glossinidae) and its effect upon tsetse digestive enzymes. Can. J. Zool. v. 58., P. 79−87).
  97. Houseman J.G., Downe A.E.R. 1982. Identification and partial characterization of digestiveproteinases from two species of bedbug (Hemiptera: Cimicidae). Can. J. Zool. v. 60, 18 371 840.
  98. Houseman J.G., Downe A.E.R. 1983. Cathepsin D-like activity in the posterior midgut of hemipteran insects. Сотр. Biochem. Physiol, ser B, v. 75, pp. 509−512.
  99. Houseman J.G., MacNaughton W.K., Downe A.E.R. 1984. Cathepsin В and aminopeptidase in the posterior midgut of Euschistus euschistoides (Hemiptera: Pentatomidae). Can. Entomol. v. 116, pp. 1393−1396.
  100. Houseman J.G., Morrison P.E., Downe A.E.R. 1985. Cathepsin В and aminopeptidase in theposterior midgut of Phymata wolffii Stal (Hemiptera: Phymatidae). Can. J. Zool. v. 63, pp. 1288−1291.
  101. J.G., Campbell F.C., Morrison P.E., 1987. A preliminary characterization of digestive proteases in the posterior midgut of the stable fly Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). Insect Biochem. v. 17, pp. 213−218.
  102. W. 1974. Etude du pH intestinal d’un Collembole (Insecte, Apterygote). Rev. D’Ecol. et Biol. Sol. vol. 11, pp. 89−97.
  103. K.D., Pfleiderer G., Molitoris H.P. 1974. Purification and some physical properties of achymotrypsin-like protease of the larvae of the hornet, Vespa orientalis. Eur. J. Biochem. v. 42, pp. 419−428.
  104. K.D., Haug H., Ishay J. 1978a. Trypsin-like endopeptidases from the midguts of the larvae from the hornets of Vespa orientalis and Vespa crabro. Insect Biochem. v. 8, pp. 221−230.
  105. K.D., Haug H., Pfleiderer G., Ishay J. 1978b. Enzymatic and chemical properties of anendopeptidase from the larvae of hornet Vespa crabro. Biochemistry, v. 17, pp.4675−4682.
  106. Q., Hall M., Noriega F.G., Wells M. 1997. cDNA cloning and pattern of expression of anadult, female-specific chymotrypsin from Aedes aegypti midgut. Insect Biochem. Mol. Biol, v. 27, pp. 283−289.
  107. Johnston K.A., Lee M.J., Gatehouse J.A., Anstee J.H. 1991. The partial purification andcharacterization of serine protease activity in midgut of larval Helicoverpa armigera. Insect Biochem. v. 21, pp. 389−397.
  108. Johnston K.A., Lee M.J., Brough C., Hilder V.A., Gatehouse A.M.R., Gatehouse J.A. 1995. Protease activities in the larval midgut of Heliothis virescens: evidence for trypsin and chymotrypsin-like enzymes. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 25, pp. 375−383.
  109. K.S., Felton G.W. 1996. Physiological and dietary influences on midgut redox conditions in generalist Lepidopteran larvae. J. Insect. Phys. v. 42, pp. 191−198.
  110. K.S., Rabosky D. 2000. Phylogenetic distribution of cysteine proteinases in beetles: evidence for an evolutionary shift to an alkaline digestive strategy in Cerambycidae. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 126, pp. 609−619.
  111. M.A., Bakker P.L., Peters J., Bosch D., Stiekema W.J. 1995. Adaptation of Spodopteraexigua larvae to plant proteinase inhibitors by induction of gut proteinase activity insensitive to inhibition. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. v. 92, pp. 8041−8045.
  112. Joshi L., St Leger R.J., Bidochka M.J. 1995. Cloning of a cuticle-degrading protease from theentomopathogenic fungus, Beauveria bassiana. FEMS Microbiol. Lett. v. 125, pp. 211−217.
  113. Jouanin L., Bonade-Bottino M., Girard C., Morrot G., Giband M. 1998. Transgenic plants for insect resistance. Plant Science, v. 131, pp. 1−11.
  114. M.R., Prasad S.V., Wells M.A., 1989. Primary structure of a member of the serpinsuperfamily of proteinase inhibitors from an insects Manduca sexta. J. Biol. Chem., v. 264, pp.965−972.
  115. M.R. 1990. Isolation and characterization of four serine proteinase inhibitors (serpins) from hemolymph of Manduca sexta. Insect Biochem. v.20, pp. 141−147.
  116. H. Cathepsin L. 1998a. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A. J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  117. H. Cathepsin H. 1998b. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  118. H. Cathepsin S. 1998c. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  119. L.W., Murdock L.L. 1986. Partial characterization of a major gut thiol proteinase from larvae of Callosobruchus maculatus (F.). Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 3, pp. 561−575.
  120. S.M., Nazarov A.Yu., Tarasenko N.V., Yaltsev A.G., Filippovitch Yu.B. 1994.1.vestigation of peptidehydrolases and their inhibitors in silk gland of silkworm Bombyx mori. 5th European Congress of Entomology, York UK, Abstract book, p. 279.
  121. S.R., Ribeiro A.F., Terra W.R., Ferreira C. 1997. Ultrastructure and secretory activity of Abracris flavolineata (Orthoptera: Acrididae) midguts. J. Insect Physiol, v. 43, стр. 465 473.
  122. Mazumbar-Leighton S., Broadway R.M. 2001. Identification of six chymotrypsin cDNAs from larval midguts of Helicoverpa zea and Agrotis ipsilon feeding on the soybean (Kunitz) trypsin inhibitor. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 31, pp. 633−644.
  123. McLellan T. 1982. Electrophoresis buffer for polyacrylamide gels at various pH. Anal. Biochem. v. 126, pp. 94−99.
  124. D., Faye L., Yelle S. 1993. Electrophoretic analysis of plant cysteine and serineproteinases using gelatin-containig polyacrylamide gels and class-specific proteinase inhibitors. Electrophoresis, v. 14, pp. 94−98.
  125. D. 1998. Gel electrophoresis of proteolytic enzymes. Anal. Chim. Acta v. 372, pp. 173 185.
  126. Miller J.W., Kramer K.J., Law J.H. 1974. Isolation and partial characterization of the larval midgut trypsin from the tobacco hornworm, Manduca sexta (Lepidoptera: Sphingidae). Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 48, pp. 117−129.
  127. Milne R.E., Pang A.S.D., Kaplan H. 1995. A protein complex from Choristoneura fumiferana gut-juice involved in the precipitation of 8-endotoxin from Bacillus thuringiensis subsp. sotto. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 25, pp. 1101−1114.
  128. Modder W. W. D. 1967. The distribution and activity levels of carbohydrases in the alimentarycanal of the cockroach Blaberus craniifer Burmeister. Ceylon J. Sci. (Bio. Sci.). v. 7, pp. 923.
  129. J.S. 1998a. Cathepsin B. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  130. J.S. 1998b. Cathepsin K. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  131. MullerH.M., Catteruccia F., Vizioli J., Delia Torre A., Crisanti A. 1995. Constitutive and blood-meal induced trypsin genes in Anopheles gambiae. Exp. Parasitol. v. 81, pp. 371−385.
  132. L.L., Brookhart G., Dunn P.E., Foard D.E., Kelley S., Kitch L., Shade R.E., Shukle R.H., Wolfson J.L. 1987. Cysteine digestive proteinases in Coleoptera. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 87, pp. 783−787.
  133. C., Castanera P., Ortego F. 1997a. Inhibition of digestive trypsin-like proteases from larvae of several lepidopteran species by the diagnostic cysteine protease inhibitors E-64. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 27, № 3, pp. 247−254.
  134. C., Castanera P., Ortego F. 1997b. Characterization and distribution of chymotrypsin-like and other digestive proteases in Colorado potato beetle larvae. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 36, pp. 181−201.
  135. F.G., Wells M.A. 1999. A molecular view of trypsin synthesis in the midgut of Aedes aegypti. J. Insect Physiol, v. 45, pp. 613−620.
  136. O’Riordan A.M. 1969. Electrolyte movement in the isolated midgut of the cockroach (Periplaneta americana). J. Exp. Biol. v. 51, pp. 699−714.
  137. В. 1999. Protease interactions with Bacillus thuringiensis insecticidal toxins. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 42, pp. 1−12.
  138. S., Yelle S., Cloutier C. 1998. Occurrence of digestive cysteine proteases in Perillusbioculatus, a natural predator of the Colorado potato beetle. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 120, pp. 191−195.
  139. Peterson A.M., Barillas-Mury C.V., Wells M.A. 1994. Sequence of three cDNAs encoding analkaline midgut trypsin from Manduca sexta. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 24, pp. 463−471.
  140. Peterson A.M., Fernando G.J.P., Wells M.A. 1995. Purification, characterization and cDNAsequence of an alkaline chymotrypsin from the midgut of Manduca sexta. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 25, № 7, pp. 765−774.
  141. A., Wilusz T. 1996. Serine proteinase inhibitors from insect hemolymph. Acta Bioch. Pol. v. 43, pp. 445−454.
  142. Ramos A., Mahowald A., Jacobs-Lorena M. 1993. Gut-specific genes from the black-fly Similium vittatum encoding trypsin-like and carboxypeptidase-like proteins. Insect Mol. Biol. v. 1, pp. 149−163.
  143. Rawlings N.D., Barrett, A J. 1993. Evolutionary families of peptidases. Biochem. J. v. 290, pp. 205 218.
  144. N.D. 1998a. Introduction: cysteine peptidases and their clans. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  145. N.D. 1998b. Papain. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A. J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  146. N.D. 1998c. Introduction: aspartic peptidases and their clans. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A.J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  147. N.D. 1998d. Introduction: metallopeptidases and their clans. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A. J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  148. G., Oppert В., Denton M., Kanost M., Baker J., Kramer K. 1999. Insect proteinases. In: Proteases new perspective. Ed. by Turk V. Basel: Birkhauser Verlag, pp. 125−148.
  149. A.G., Richards P. A. 1977. The peritrophic membranes of insects. Ann. Rev. Entomol., v. 22, pp. 219−240.
  150. J., Ryan D.S. 1978. Susceptibility of the major storage protein of the bean, Phaseolus vulgaris L., to in vitro enzymatic hydrolisis. J. Agric. Food Chem. v. 26, pp. 784−788.
  151. E., Applebaum S.W., Birk Y. 1988. Purification and characterization of Locusta migratoria chymotrypsin. Int. J. Pept. Prot. Res. v. 32, pp. 590−598.
  152. C.D., Ferreira C., Terra W.R. 1983. Consumption of food and spatial organization of digestion in the cassava homworm, Erinnyis ello. J. Insect Physiol, v. 29, pp. 707−714.
  153. C.D., Terra W.R. 1984. Plasma membrane-associated amylase and trypsin: intracellulardistribution of digestive enzymes in the midgut of cassava hornworm, Erinnyis ello. Insect Biochem. v.14, pp.587−595.
  154. Т., Suzuki Y. 1982. Alkaline proteases in digestive juice of the silkworm, Bombyx mori. Biochimica et Biophysica Acta. v. 703, pp. 1−10.
  155. Schal C., Gautier J.-Y., Bell W.J. 1984. Behavioural ecology of cockroaches. Biol. Rev., v. 59, pp. 209−254.
  156. Schumaker T.T.S., Cristofoletti P.T., Terra W.R. 1993. Properties and compartmentalization of digestive carbohydrases and proteases in Scaptotrigona bipunctata (Apidae: Meliponinae) larvae. Apidologie v. 24, pp. 3−17.
  157. Shao Z., Cui Y., Yi H., Ji J., Yu Z. 1998. Processing of 5-endotoxin of Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki HD-1 in Heliothis armigera midgut juice and the effects of protease inhibitors. J. Invert. Pathol, v. 72, pp. 73−81.
  158. H., Konno K., Hirayama C., Watanabe K. 1996. Digestive sites of dietary proteins and absorptive sites of amino acids along the midgut of the silkworm, Bombyx mori. J. Insect Phys. v. 42, pp. 1129−1138.
  159. C.P., Terra W. R. 1994. Digestive and adsorptive sites along the midgut of the cotton seed sucker bug Dysdercusperuvianas (Hemiptera: Pyrrhocoridae). Insect Biochem. Mol. Biol, v. 24, pp. 493−505.
  160. C.P., Terra W. R., Lima R.M. 2001. Differencies in midgut serine proteinases from larvae of the bruchid beetles Callosobruchus maculatus and Zabrotes subfasciatus. Arch. Insect Biochem. Physiol., v. 74, pp. 18−28.
  161. Silverman G.A., Bird P.I., Carrell R.W., Church F.C., Coughlin P.B. et al. 2001. The serpins are an expanding superfamily of structurally similar but functionally diverse proteins. J. Biol. Chem., v. 276, pp. 33 293−33 296.
  162. R.N. 1959. The hydrogen-ion concentration in the alimentary canal of beetles infesting stored grain and grain products. Ann. Entomol. Soc. Am. v. 52, pp. 763−765.
  163. D.R. 1975. Hydrogen ion concentration (pH) in certain Lepidopterans. Dtsch. Ent. Z. v. 22, pp. 187−191.
  164. L., Kobayashi D.Y., Bunting Т.Е., Hillman B.I., Belanger F.C. 1999. Fungal proteinaseexpression in the interaction of the plant pathogen Magnaporthe poae with its host. Gene. v. 235, pp. 121−129.
  165. J.K., Wallbanks K.R., Molyneux D.H. 1991. The use of casein substrate gels for determinig trypsin-like activity in the midgut of Glossina palpalis spp. (Diptera: Glossinidae) J. Insect Physiol, v. 37, pp. 247−254
  166. Т., Natori S. 1985. Purification and characterization of an inhibitor of the cysteine protease from the hemolymph of Sarcophaga peregrina larvae. J. Biol. Chem. v. 260, pp. 5115−5120.
  167. J. 1998. Pepsin A. In: Handbook of proteolytic enzymes. Eds. Barrett A. J., Rawlings N.D., Woessner J.F. London: Academic Press. Electronic version on PC CD-ROM.
  168. Teo L.H., Woodring J.P. 1985. Digestive enzymes in the house cricket Acheta domesticus with special reference to amylase. Сотр. Biochem. Physiol., ser. A, v. 82, pp. 871−877.
  169. Terra W.R., Ferreira C., De Bianchi A.G. 1979. Distribution of digestive enzymes among the endo-and ectoperitrophic spaces and midgut cells of Rhynchosciara and its physiological significance. J. Insect Physiol, v. 25, pp. 487−494.
  170. W.R., Ferreira C. 1981. The physiological role of the peritrophic membrane and trehalase: digestive enzymes in the midgut and excreta of starved larvae of Rhynchosciara. J. Insect Physiol, v. 27, pp. 325−331.
  171. W.R., Ferreira C. 1983. Further evidence that enzymes involved in the final stages ofdigestion by Rhynchosciara do not enter the endoperitrophic space. Insect Biochem. v. 13, pp. 143−150.
  172. W.R., Ferreira C., Bastos F. 1985. Phylogenetic consideration of insect digestion.
  173. Disaccharidases and the spatial organization of digestion in the Tenebrio molitor larvae. Insect Biochem. v. 15, pp. 443−449.
  174. W.R., Ferreira C., Garcia E.S. 1988. Origin, distribution, properties and functions of the major Rhodniusprolixus midgut hydrolases. Insect Biochem. v. 18, pp. 423−434.
  175. W.R. 1990. Evolution of digestive systems of insects. Ann. Rev. Entomol. v. 35, pp. 181−200.
  176. W.R., Ferreira C. 1994. Insect digestive enzymes: properties, compartmentalization and function. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 109, № 1, pp. 1−62.
  177. W.R., Cristofoletti P.T. 1996. Midgut proteinases in three divergent species of Coleoptera. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 113, pp. 725−730.
  178. W.R., Ferreira C., Baker J.E. 1996. Compartmentalization of digestion. In: Biology of the insect midgut. Eds. Lehane M J. and Billingsley P.F. London. Chapman & Hall. pp. 206 235.
  179. W.R. 2001. The origin and function of the insect peritrophic membrane and peritrophic gel. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 47, pp. 47−61.
  180. Thie N.M.R., Houseman J.G. 1990a. Cysteine and serine proteolytic activities in larval midgut of yellow mealworm, Tenebrio molitor L. (Coleoptera: Tenebrionidae). Insect Biochem. v. 20, pp. 741−744.
  181. Thie N.M.R., Houseman J.G. 1990b. Identification of cathepsin B, D and H in the larval midgut of Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata Say (Coleoptera: Chrysomelidae). Insect Biochem. v. 20, pp. 313−318.
  182. A.W., Rolseth B.M., Gooding R.H. 1976. Digestive processes of hematophagous insects. IX. Some properties of two trypsins from female horse flies and deer flies (Diptera: Tabanidae). J. Med. Entomol. v. 13, pp. 341−346.
  183. K.K., Nation J.L. 1984b. Protease, amylase and lipase activities in the midgut and hindgut of the cricket, Gryllus rubens and mole cricket Scapteriscus acletus. Сотр. Biochem. Physiol, ser. A, v. 79, pp. 297−304.
  184. N.T., Imhoff J.M., Lecroisey A., Keil B. 1981. Hypodermin A, a trypsin-like neutralproteinase from the insect Hypoderma lineatum. Biochimica et Biophysica Acta. v. 658, pp. 209−219.
  185. J.E. 1957. Glucose absorption in the cockroach. J. Exp. Biol. v. 34, pp. 478−485.
  186. A.H. 1979. Simuliid larval midgut pH and its implications for control. Mosquito News. v. 39, pp. 391−392.
  187. A.P. 1995. Gypsy moth midgut proteinases: purification and characterization of luminal trypsin, elastase and the brush border membrane leucine aminopeptidase. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 25, pp. 139−149.
  188. Visal S., Taylor M.A.J., Michaud D. 1998. The proregion of papaya proteinase IV inhibits Colorado potato bbtle digestive cysteine proteinases. FEBS Letters v. 434, pp. 401−405.
  189. P., Vishniakova V.N., Rasnitsyn A.P. 2002. ORDER BLATTIDA Latreille, 1810. THE COCKROACHES. In: History of Insects. Eds. Rasnitsyn A. P., Quicke D. L. J. Dordrecht: Kluwer Academic Publishers. 517p.
  190. C.W. 1975a. Properties and specificity of the major metal-chelator-sensitive proteinase in the keratinolytic larvae of the webbing clothes moth. Biochim. biophys. Acta, v. 384, pp. 215 227.
  191. C.W. 1975b. Resolution of proteases in the keratinolytic larvae of the webbing clothes moth. Aust. J. Biol. Sci. v. 28, pp. 1−23.
  192. D.F. 1949. The hydrogen ion concentration in the alimentary canal of larval and adult Lepidoptera. Aust. J. Sci. Res. ser. B, v. 2, pp. 428−437.
  193. D.F. 1952. Studies on the digestion of wool by insects. VI The pH and oxidation-reduction potential of the alimentary canal of the clothes moth larva (Tineola bisselliella (Humm.)). Aust. J. Sci. Res. ser. B, v. 5, pp. 178−188.
  194. A., Handler P., Smith E.L., Hill R.L., Leman R. 1978. Principles of biochemistry. NY: McGraw-Hill book company, 1473 p.
  195. S.T., Blum M.S., Travis J. 1998. Proteolytic enzymes from larvae of the fire ant, Solenopsis invicta. J. Biol. Chem. v. 273, pp. 14 430−14 434.
  196. K.F., Nielsen S.S. 1988. Isolation and partial characterization of a major gut proteinase from larval Acanthoscelides obtectus Say (Coleoptera: Bruchidae). Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 89, pp.419−426.
  197. S.E., Elden Т. C., Brzin J., Smigocki A.C. 2000a. Inhibition of cysteine and aspartyl proteinases in the alfalfa weevil midgut with biochemical and plant-derived proteinase inhibitors. Insect Biochem. Mol. Biol. v. 30, pp. 1181−1188.
  198. S.E., Elden T. C., Puizdar V., Armstrong S., Smigocki A.C. 2000b. Inhibition of aspartyl and serine proteinases in the midgut of sugarbeet root maggot with proteinase inhibitors. Entomol. Exp. Appl. v. 97, pp. 229−233.
  199. V. B. 1927. Digestion in the cockroach. II. The digestion of carbohydrates. -Biochem. J. v. 21, pp. 797−811.
  200. V.B. 1972. The principles of insect physiology. London: Methuen. 827 pp.
  201. Y., Watabe S., Kageyama Т., Takahashi S.Y. 1999. Purification and characterization of Bombyx cysteine proteinase specific inhibitors from the hemolymph of Bombyx mori. Arch. Insect Biochem. Physiol., v. 42, pp. 119−129.
  202. F., Cohen A.C. 2001. Induction of elastase in a zoophytophagous heteropteran Lygus hesperus (Hemiptera: Miridae). Ann. Ent. Soc. Am. v. 94, pp. 146−151.
  203. Zeng F., Zhu Y., Cohen A.C. 2002. Molecular cloning and partial characterization of a trypsin-like protein in salivary glands of Lygus hesperus (Hemiptera:Miridae). Insect Biochem. Mol. Biol. v. 32, pp. 455−464.
  204. D.P. 1996. The serine proteinase inhibitors in cockroach intestines. In «Proceedings of XX International Congress of Entomology» Firenze, Italy, p. 181.119
  205. Zhu Y., Baker J.E. 1999. Characterization of midgut trypsin-like enzymes and three trypsinogencDNAs from the lesser grain borer, Rhyzopertha dominica (Coleoptera: Bostrichidae). Insect Biochem. Mol. Biol. v. 29, pp. 1053−1063.
  206. Zhu Y., Baker J.E. 2000. Molecular cloning and characterization of a midgut chymotrypsin-likeenzyme from the lesser grain borer, Rhyzopertha dominica. Arch. Insect Biochem. Physiol, v. 43, pp. 173−184.
  207. Zinkler D, Polzer M. 1992. Identification and characterization of digestive proteinases from the firebrat Thermobia domestica. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 103, pp. 669−673.
  208. ZwillingR. 1968. Zur evolution der endopeptidasen. IV. a- and р-protease aus Tenebrio molitor. Hoppe-Seyler's Z.Physiol. Chem. v. 349, pp. 326−332.
  209. R., Medugorac L., Mella K. 1972. The evolution of endopeptidases. XIV. Non-tryptic cleavage specificity of a BAEE hydrolyzing enzyme (P-protease) from Tenebrio molitor. Сотр. Biochem. Physiol, ser. B, v. 43, pp. 419−424.
  210. R., Neurath H. 1981. Invertebrate proteases. Methods Enzymol. v. 80, pp. 633−664.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!