Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Образование и использование АТФ в гепатоцитах круглоротых и амфибий

Диссертация: Образование и использование АТФ в гепатоцитах круглоротых и амфибий
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Энергетический метаболизм в гепатоцитах миноги в период преднерестовой миграции. Рассмотренные выше параметры энергетического метаболизма круглоротых и амфибий относятся к периодам активного метаболизма животных. Между тем, одной из существенных особенностей большинства холоднокровных позвоночных является способность к обратимой метаболической депрессии. Поэтому, существенная часть работы была… Читать ещё >

Образование и использование АТФ в гепатоцитах круглоротых и амфибий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Обзор литературы
    • 1. 1. Принципы организации энергетического метаболизма в клетках позвоночных животных
      • 1. 1. 1. Структура клеточного энергетического метаболизма. Потребление кислорода клетками
      • 1. 1. 2. Межвидовые различия скорости энергетического метаболизма в клетках позвоночных животных
    • 1. 2. Регуляция энергетического метаболизма в клетках позвоночных животных
    • 1. 3. Метаболическая депрессия
      • 1. 3. 1. Что является сигналом к снижению метаболической скорости?
      • 1. 3. 2. Баланс процессов синтеза и гидролиза АТФ при метаболической депрессии
      • 1. 3. 3. Поддержание ионного гомеостаза
      • 1. 3. 4. Молекулярные механизмы развития метаболической депрессии
  • 2. Материалы и методы.,
  • 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Структура энергетического метаболизма в гепатоцитах круглоротых и амфибий в активные периоды жизненных циклов
      • 3. 1. 1. Размеры и масса гепатоцитов эктотермных и эндотермных позвоночных
      • 3. 1. 2. Эндогенное потребление кислорода гепатоцитами. Митохондриальное и немитохондриальное дыхание. Распределение митохондриального дыхания
      • 3. 1. 3. Содержание адениновых нуклеотидов в гепатоцитах и ткани печени миног и лягушек в периоды активного метаболизма
      • 3. 1. 4. Взаимосвязь скорости потребления кислорода гепатоцитами и массы тела у эктотермных позвоночных. Сравнение с млекопитающими
    • 3. 2. Энергетический метаболизм в гепатоцитах миноги в период преднерестовой миграции
      • 3. 2. 1. Жизненный цикл миног. Краткое описание
      • 3. 2. 2. Дыхание и адениновые нуклеотиды в гепатоцитах мигрирующих миног. Феномен обратимой метаболической депрессии
      • 3. 2. 3. Регуляция окислительного метаболизма в гепатоцитах миноги
    • 3. 3. Влияние замедления энергетического метаболизма на жизнеспособность изолированных гепатоцитов
    • 3. 4. Влияние замедления энергетического метаболизма в гепатоцитах миноги на ионный гомеостаз

АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ.

Одна из аксиом молекулярной логики живого, сформулированная Альбертом Ленинжером, гласит: «Живые организмы создают и поддерживают присущую им упорядоченность за счет внешней среды, степень упорядоченности которой в результате этого уменьшается.» (Ленинджер, 1974). Высокий уровень молекулярной организации живых систем поддерживается путем извлечения из окружающей среды свободной энергии, которая затем возвращается организмом обратно в виде тепла и других форм, дальнейшее использование которых организмом затруднено. Таким образом, превращение между собой различных форм энергии в организме является основой существования жизни. Неудивительно, что исследованиями энергетического метаболизма занимается огромное количество биологов различных специальностей, успехи этих исследований можно проследить по Нобелевским премиям, неоднократно присуждавшимся ученым в этой области знаний (последняя — в 1997 за открытие принципа функционирования АТФ-синтетазного комплекса и за исследования Na+/K+АТФазы).

С момента открытия окислительного фосфорилирования В. А. Энгельгардтом (Энгельгардт, 1931) прошло уже почти 70 летмногие проблемы мембранной биоэнергетики за это время уже решены, однако, несмотря на быстрый прогресс в понимании принципов превращения энергии в клетках, существует ряд вопросов, до сих пор требующих разрешения. Так, нет единой теории регуляции окислительного фосфорилирования в клетке ш vivo-, неясно, как поддерживается баланс скоростей синтеза и гидролиза АТФ при изменениях скорости метаболизмамы очень мало знаем об эволюции «энергетической машины» клетки. Последнее обстоятельство особенно показательно: основные работы по изучению энергетического метаболизма ведутся на клетках и митохондриях млекопитающих, относительно большое внимание привлечено также к изучению биоэнергетики микроорганизмов и растений, однако энергетический метаболизм клеток эктотермных позвоночных до сих пор еще мало изучен. Мы в той или иной степени представляем себе, как происходит трансформация энергии в клетках млекопитающих, однако, мало знаем о том, что происходило с «энергетической машиной» клетки в процессе эволюции животного мира.

Логично было бы предположить, что за миллионы лет эволюции биоэнергетические мембраны достигли наивысшей степени эффективности, то есть наивысшей степени сопряженности потребления кислорода с окислительным фосфорилированием. Однако, в начале 90х годов стало окончательно ясно, что это не так: существенная часть (20−30%) кислорода, потребляемого клеткой млекопитающего, расходуется в результате пассивной утечки протонов через внутреннюю мембрану митохондрий и не сопряжена с синтезом АТФ (Murphy, 1989; Brand, 1990аBrand, 1990bBrown and Brand, 1991; Brown, 1992; Brand et al., 1994a). Более того, было показано (Brand et al., 1991, Brookes et al., 1998), что скорость утечки протонов в митохондриях эктотермных позвоночных ниже, чем у млекопитающих и птиц.

Другой интригующий вопрос эволюции энергетического метаболизма связан с различиями удельной скорости энергетического метаболизма у эктои эндотермных животных. Известно, что удельная скорость метаболизма эктотермных позвоночных в 5−10 раз ниже, чем у эндотермных (при одинаковой массе и температуре тела). Различия того же порядка сохраняются и при сравнении удельных скоростей метаболизма изолированных клеток эктои эндотермных животных. При этом, митохондрии, изолированные из клеток эктотермных позвоночных, способны in vitro функционировать со скоростями, присущими митохондриям теплокровных животных (Cassuto, 1971; Smith, 1973; Савина, 1985; Hulbert and Else, 1989; Савина, 1992). Таким образом, здесь мы сталкиваемся с явным нарушением принципа симморфоза, который гласит, что биологические структуры организованы таким образом, чтобы соответствовать максимальным потребностям организма, но не превышать их (Tailor and Weibel, 1981; Шмидт-Нильсен, 1987; Tailor et al., 1996).

Исследование энергетического метаболизма эктотермных позвоночных интересно еще с одной точки зрения. Спектр экологических адаптаций этих животных необычайно широк, и многие состояния, такие как переохлаждение, голодание, обезвоживание, существование в условиях крайне скудного снабжения кислородом, которые для большинства млекопитающих являются стрессорными, патологическими или вообще несовместимыми с жизнью, оказываются приемлемыми для холоднокровных животных в определенные фазы их жизненного цикла. Многие эктотермные животные обладают способностью снижать скорость базального метаболизма в ответ на неблагоприятные условия окружающей среды (феномен метаболической депрессии) до крайне низких значений, — вплоть до 5% от нормального уровня (Storey and Storey, 1990), что позволяет экономить энергетические ресурсы и переживать неблагоприятные условия в течение длительного времени. Поэтому изучение окислительного метаболизма эктотермных животных может быть полезным при формировании новых терапевтических подходов для защиты клеток от последствий гипоксии (ишемии), нарушений водно-солевого обмена, неправильного питания или голодания.

Для изучения энергетического метаболизма клеток эктотермных позвоночных в данной работе были выбраны миноги (Lampetra fluviatilis) и лягушки (Rana temporaria). Миноги являются интересным объектом сравнительных исследований клеточного энергетического метаболизма по нескольким причинам. Во-первых, эти животные — представители самого древнего из ныне живущих класса позвоночных животных — Круглоротых. Кроме того, миноги обладают своеобразным жизненным циклом, в котором, в контексте настоящей работы, наиболее интересным является период преднерестовой миграции, на протяжении которого животные не питаются в течение 8 месяцев, у них практически полностью атрофируется желудочно-кишечный тракт и дренажная система печени. Развитие гонад и такой весьма активный с точки зрения энергетического метаболизма процесс как нерест протекают исключительно за счет эндогенных субстратов, накопленных в период активного питания. Будучи моноцикличными, миноги умирают после нереста. Известно также, что в зимние месяцы миграции в печени миног наблюдается феномен обратимой метаболической депрессии (Савина, 1985, 1992; Savina and Gamper, 1998).

Выбор второго экспериментального животного, лягушки, которое является представителем другого класса эктотермных позвоночных — Амфибий, обусловлен тем, что эти животные доступны для эксперимента в периоды активного питания (в отличие от миног).

Гепатоциты были выбраны в качестве объекта исследования по нескольким соображениям: 1) использование живых клеток позволяет исследовать «энергетическую машину» клетки в естественном окружении, что невозможно при работе с изолированными митохондриями- 2) печень вносит существенный вклад в энергетический метаболизм организма- 3) гепатоциты относительно легко выделить и они долго сохраняют жизнеспособность в изолированном состоянии- 4) в литературе имеется большое количество данных по энергетическому метаболизму гепатоцитов млекопитающих, что облегчает сопоставление полученных результатов.

Цели и задачи исследования можно сформулировать следующим образом.

ЦЕЛИ РАБОТЫ:

1) изучение структуры энергетического метаболизма (соотношения между основными процессами, сопряженными с потреблением кислорода, производством и потреблением АТФ) клеток эктотермных позвоночных на примере гепатоцитов миноги Lampetra fluviatilis и лягушки Rana temporaria', сравнение полученных результатов с литературными данными для гепатоцитов млекопитающих- 2) Изучение феномена обратимой метаболической депрессии в гепатоцитах миноги в зимние месяцы преднерестовой миграции.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ:

1) Определить скорость потребления кислорода гепатоцитами миног и лягушек. Оценить вклад в потребление кислорода клетками митохондриального и немитохондриального дыхания, потребления кислорода в процессе окислительного фосфорилирования и в результате утечки протонов через внутреннюю мембрану митохондрийопределить вклад активного транспорта натрия и калия в скорость производства и потребления АТФ в клетке.

2) Сравнить скорости потребления кислорода гепатоцитами миноги и лягушки со скоростями потребления кислорода клетками печени других эктотермных позвоночных разной массы тела и млекопитающих. На основании полученных данных построить зависимость скорости потребления кислорода гепатоцитами от массы тела для эктотермных позвоночных.

3) Подтвердить наличие депрессии энергетического метаболизма в клетках печени миног в период преднерестовой миграцииисследовать механизмы регуляции окислительного метаболизма в гипометаболическом состоянииизучить влияние замедления скорости метаболизма на жизнеспособность изолированных клеток и поддержание в них ионного гомеостаза.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА РЕЗУЛЬТАТОВ.

В результате проведенных исследований впервые было продемонстрировано, что несмотря на 3−5 кратные различия в скорости клеточного дыхания, структура энергетического метаболизма в гепатоцитах круглоротых и амфибий сходна с описанной для млекопитающих: удельный вклад в потребление кислорода клетками таких процессов как митохондриальное и немитохондриальное дыхание, потребление кислорода, обусловленное окислительным фосфорилированием и утечкой протонов через внутреннюю мембрану митохондрий, а также потребление кислорода в результате функционирования Na+/K+ATOa3bi одинаково в исследованных гепатоцитах и в гепатоцитах крысы. Доступные литературные данные по этому в отношении эктотермных позвоночных вопросу касаются только рептилий (Brand et al., 1991).

Впервые было получено уравнение зависимости скорости потребления кислорода гепатоцитами от массы тела у эктотермных позвоночных. Подобные уравнения для клеток млекопитающих были опубликованы в 1995 году (Porter and Brand, 1995а, 1995b), однако для эктотермных позвоночных таких данных до сих пор представлено не было.

На изолированных гепатоцитах миноги были подтверждены более ранние данные, полученные на тканевых гомогенатах и изолированных митохондриях печени (Савина 1985, 1992), о наличии в этих клетках в зимние месяцы преднерестовой миграции обратимой метаболической депрессии, которая выражается в 2-Зх кратном снижении скорости потребления кислорода клетками, снижении интенсивности окислительного фосфорилирования, существенном уменьшении концентрации АТФ.

Впервые были исследованы принципы регуляции энергетического метаболизма при обратимой метаболической депрессии в гепатоцитах мигрирующих на нерест миног. Было показано, что скорость потребления кислорода клетками, а также скорость окислительного фосфорилирования в гепатоцитах миноги регулируется доступностью для окисления жирных кислот — основного энергетического субстрата в этих клетках. Также была получена ценная информация об активности Na+/K+ATOa3bi в клетках, находящихся в гипометаболическом состоянии.

НАУЧНО-ПРАКТИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ.

Теоретическое значение работы заключается в расширении представлений о принципах функционирования и регуляции энергетического метаболизма у эктотермных позвоночных, выявлении черт сходства и различия биоэнергетики клеток эктои эндотермных позвоночных. Была обнаружена зависимость скорости потребления кислорода гепатоцитами холоднокровных позвоночных от массы тела, сходная с известной для млекопитающих, а также сходное соотношение процессов потребления кислорода, синтеза и гидролиза АТФ в клетках этих животных. Эти закономерности позволяют по-новому взглянуть на проблему многократных различий в скоростях метаболизма между эктои эндотермными позвоночными.

Результаты исследования регуляции энергетического метаболизма при обратимой метаболической депрессии позволяют глубже понять феномен в целом, сформировать представления о принципах выживания клеток при низких скоростях дыхания и производства АТФ, что может найти применение в медицине.

В процессе работы усовершенствована методика выделения гепатоцитов (Lappova and Leibush, 1995), что сделало ее пригодной для выделения жизнеспособных гепатоцитов, находящихся в гипометаболическом состоянии Также, была разработана новая методика определения нуклеотидов в биологических образцах методом высокоэффективной анионообменной жидкостной хроматографии, которая нашла практическое применение в лабораториях Научно-исследовательского центра Медицинской Академии последипломного образования (НИЦ МАПО), где ее используют для определения нарушений энергетического метаболизма в лимфоцитах больных с хронической почечной недостаточностью, а также в Клинике нервных болезней Военно-Медицинской Академии, где методику применяют для определения адениновых нуклеотидов в цереброспинальной жидкости больных с черепно-мозговыми травмами для оценки степени повреждения.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ.

Результаты исследования докладывались на Втором съезде Биохимического общества РАН в Москве 19−23 мая 1997; XXXIII Международном Конгрессе физиологических наук в Санкт-Петербурге 30 июня -5 июля 1997; XIX Конгрессе Европейского общества сравнительной физиологии и биохимии в Турку, Финляндия, 23−26 августа 1998; в течение 2ой Финско — Русской школы «Рост и развитие. От молекул к организму», проходившей с 6 по 13 февраля 1998 на базе Хельсинского Университета в Финляндии. Методика определения адениновых нуклеотидов методом ВЭЖХ была представлена на Десятом Международном Симпозиуме по капиллярному электрофорезу и изотахофорезу в Праге, Чехия, 17−20 сентября 1996; Международном Конгрессе по аналитической химии в Москве 15−21 июня 1997 и на 22ом Международном Симпозиуме по хроматографии в Риме, Италия, 1318 сентября 1998. В декабре 1997 г работа получила вторую премию на конкурсе научных работ молодых сотрудников Института эволюционной физиологии и биохимии им. И. М. Сеченова РАН.

ПУБЛИКАЦИИ.

По теме диссертации опубликовано три статьи, одна статья направлена в редакцию журнала Journal of Experimental Biology, кроме того опубликовано семь тезисов докладов.

СТРУКТУРА И ОБЪЕМ РАБОТЫ.

Работа занимает 138 страниц, содержит 17 рисунков и 16 таблиц и состоит из следующих глав: Введение, Обзор литературы, Материалы и методы, Результаты и обсуждение, Заключение, Выводы, Список литературы.

Список литературы

содержит 272 источника, 8 на русском и 264 на английском языке.

1.3, ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Настоящее исследование посвящено изучению структуры энергетического метаболизма в гепатоцитах круглоротых и амфибий, выявлению черт сходства и различия принципов организации энергетического метаболизма в клетках экто-и эндотермных позвоночных, изучению феномена метаболической депрессии в гепатоцитах миног, а также вопросу регуляции окислительного фосфорилирования при метаболической депрессии. В связи с этим обзор литературы будет состоять из 3 частей: в первой (1.1.) мы обсудим принципы организации энергетического метаболизма в клетках позвоночных животных, и имеющиеся в литературе данные о сходстве и различиях биоэнергетики клеток эктои эндотермных позвоночныхвторая часть (1.2.) будет содержать краткую историю и современное состояние вопроса о регуляции энергетического метаболизма в клетках позвоночныхтретья часть (1.3.) будет посвящена рассмотрению феномена метаболической депрессии.

Перед тем как перейти к обсуждению перечисленных вопросов, необходимо дать несколько определений используемых ниже терминов. Под энергетическим метаболизмом в настоящей работе подразумевается совокупность процессов преобразования различных форм энергии в клетке (органе, организме), в частности, образование и использование АТФ. Скорость энергетического метаболизма или метаболическая скорость — интенсивность обменных процессов, измеренная по скорости потребления кислорода клеткой (органом, организмом). Удельная метаболическая скорость — потребление кислорода, отнесенное к массе клетки (органа, организма). Структура энергетического метаболизма — вклад в потребление кислорода клеткой (органом, организмом), различных процессов трансформации энергии. Базалъный метаболизм, или метаболизм покоя — энергетический метаболизм бодрствующего животного, не совершающего работы, сытого, но не переваривающего пищу, находящегося при температуре, оптимальной для данного вида. Состояние покоя изолированных клеток и тканевых препаратовсостояние, при котором отсутствует какое-либо стимулирование или ингибирование обменных процессов in vitro.

5. ВЫВОДЫ.

1. Структура энергетического метаболизма в гепатоцитах миноги и лягушки близка к таковой гепатоцитов млекопитающих и рептилий: примерно 20% общей скорости потребления кислорода клетками составляет немитохондриальное дыхание (у лягушек 30%), 15−20% - потребление кислорода, сопряженное с утечкой протонов, 55−65% - потребление кислорода в процессе производства АТФпримерно 10% потребляемого гепатоцитами кислорода расходуется в результате потребления АТФ Ма+/К+АТФазой.

2. Скорость потребления кислорода гепатоцитами эктотермных позвоночных.

0 17 зависит от массы тела животного согласно уравнению Уо2 = 1.60М" Показатель степени (-0.17) в полученном уравнении близок к таковым в уравнениях, полученных для млекопитающих (-0.18 — -0.20). Таким образом, как и для млекопитающих, для эктотермных позвоночных зависимость скорости метаболизма от массы тела справедлива и на клеточном уровне. Гепатоциты миног и лягушек потребляют кислород в 3 — 5 раз медленнее чем гепатоциты млекопитающих соответствующей массы.

3. В гепатоцитах миног в зимние месяцы преднерестовой миграции наблюдается обратимая депрессия энергетического метаболизма. Она выражается в 2−3 кратном снижении скорости потребления кислорода клетками, уменьшении интенсивности окислительного фосфорилирования, снижении клеточного содержания АТФ. Регуляция скорости энергетического метаболизма в гепатоцитах миноги в этот период осуществляется, главным образом, через доступность для окисления жирных кислот — основного окисляемого субстрата в этих клетках.

4. Снижение интенсивности энергетического метаболизма в гепатоцитах сопровождается падением жизнеспособности изолированных клеток. Закисление сред выделения и инкубации до рН 6.6 способно полностью предотвратить гибель клеток.

5. Баланс скоростей активного входа и пассивного выхода калия в гепатоцитах миноги поддерживается в широком физиологическом диапазоне внутриклеточного содержания АТФ. Сильное снижение скорости активного транспорта этого иона наблюдается лишь при падении содержания АТФ в клетке ниже 0.5 нмоль/106 клеток. При метаболической депрессии поддержание внутриклеточного гомеостаза концентраций Ыа+ и К+ требует большей доли производимой клеткой АТФ, чем в активном состоянии.

4.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Особенности энергетического метаболизма гепатоцитов круглоротых и амфибий в активные периоды жизненных циклов. Исследования энергетического метаболизма гепатоцитов круглоротых и амфибий в периоды активного метаболизма позволяют сделать вывод о том, что скорость потребления кислорода гепатоцитами миног и лягушек в 2.5 — 4 раза меньше, чем гепатоцитами крыс. В расчете на мг сухого веса клеток, гепатоциты миноги потребляют кислород в 1.8 — 3.3, а гепатоциты лягушки — в 3.9 раза медленнее, чем гепатоциты крысы, причем эта разница многократно возрастает, если скорость дыхания рассчитывать на клетку, поскольку гепатоциты млекопитающих имеют в несколько раз большую массу, чем гепатоциты холоднокровных позвоночных (табл. 6). Однако, несмотря на столь сильные различия в скоростях эндогенного дыхания гепатоцитов, соотношения между основными процессами, сопряженными с потреблением кислорода, производством и потреблением АТФ в этих клетках примерно одинаковы. Так, в клетках крысы (Rattus norvegicus), лягушки (Rana Temporaria) и миноги (Lampetra fluviatilis) потребление кислорода за счет немитохондриальных процессов составляет примерно 15−20% от скорости эндогенного дыхания (у лягушки несколько выше), остальные 80−85% составляет потребление кислорода митохондриями (табл. 8, Brand et al., 1991) — потребление кислорода в процессе окислительного фосфорилирования составляет 50−60% от эндогенного дыхания и 70−80% от митохондриального потребления кислорода, соответственно дыхание, сопряженное с утечкой протонов через внутреннюю мембрану митохондрий составляет примерно 15−20% от эндогенного дыхания и 25−30% от митохондриального. Поддержание гомеостаза внутриклеточных концентраций Na+ и К+ требует гидролиза АТФ. Для обеспечения этого процесса тратится примерно 10% эндогенного дыхания или 15−20% от производимой клеткой АТФ (табл. 8, Brand et al., 1991). Подобные соотношения найдены также в гепатоцитах ящерицы Amphybolurus vitticeps (Brand et al., 1991). Приведенные результаты позволяют предположить, что структура энергетического метаболизма в гепатоцитах позвоночных животных достаточно консервативна и не зависит от филогенетического положения вида.

Взаимосвязь скорости потребления кислорода гепатоцитами и массы тела у эктои эндотермных позвоночных. Другой общей для эктои эндотермных позвоночных закономерностью оказалась взаимосвязь скорости потребления кислорода гепатоцитами и массы тела животного (Рис. 6). Корреляция между метаболизмом покоя и массой тела известна давно, более того, для млекопитающих показано, что эта взаимосвязь сохраняется и на уровне отдельных органов, тканевых срезов и клеток (Else and Hulbert, 1985; Шмидт-Нилльсен, 1987; Couture and Hulbert, 1995; Porter and Brand, 1995). Так, Портер и Бранд (Porter and Brand, 1995aPorter and Brand, 1995b) показали, что зависимость удельной скорости потребления кислорода гепатоцитами от массы тела млекопитающего может быть описана уравнениями Vo2 = 7.09М" 0'20 или V02 = 6.83М" 018. В настоящей работе показано, что скорость потребления кислорода гепатоцитами эктотермных позвоночных зависит от массы тела согласно уравнению Vo2 = 1.60М" 017. Сравнение приведенных выше уравнений для гепатоцитов млекопитающих с полученным нами уравнением для эктотермных позвоночных позволяет заключить, что показатели степени во всех трех уравнениях примерно равны и приближаются к показателю степени в уравнении для зависимости удельной скорости потребления кислорода животным от массы тела для млекопитающих: VO2 ~ М" (Kleiber, 1932) и рептилий VO2 ~ М" 017 (Шмидт-Ниельсен, 1987).

Данные, полученные в группе Бранда и Портера (Porter and Brand, 1993; Porter and Brand, 1995; Porter et al, 1996), свидетельствуют о том, что в гепатоцитах млекопитающих различной массы структура энергетического метаболизма сохраняется неизменной, т. е. скорости митохондриального и немитохондриального дыхания, скорости потребления кислорода при окислительном фосфорилировании и в результате утечки протонов имеют зависимости от массы тела животного, сходные с таковой для общей скорости эндогенного дыхания (Porter and Brand, 1995). То же можно сказать и об активности.

Na /К АТФазы (Couture and Hulbert, 1995). Это значит, что при многократных различиях в скорости энергетического метаболизма, связанных с массой тела (гепатоциты мелких животных имеют в несколько раз большую скорость потребления кислорода, чем гепатоциты крупных) или филогенетическим положением вида (гепатоциты эктотермных позвоночных имеют примерно в 5 раз меньшую скорость потребления кислорода, чем гепатоциты млекопитающих той же массы и температуры тела) структура энергетического метаболизма в гепатоцитах не меняется. Следовательно, можно предположить, что межвидовые различия в скорости энергетического метаболизма в гепатоцитах связаны с пропорциональными изменениями всех перечисленных параметров.

Энергетический метаболизм в гепатоцитах миноги в период преднерестовой миграции. Рассмотренные выше параметры энергетического метаболизма круглоротых и амфибий относятся к периодам активного метаболизма животных. Между тем, одной из существенных особенностей большинства холоднокровных позвоночных является способность к обратимой метаболической депрессии. Поэтому, существенная часть работы была посвящена исследованию особенностей энергетического метаболизма гепатоцитов миноги в период преднерестовой миграции, когда в этих клетках наблюдается снижение интенсивности обменных процессов. В это время животные полностью перестают питаться. Жизненная активность в течении 8 месяцев миграции, развитие гонад, а также весенняя поведенческая активация, связанная с нерестом, обеспечиваются энергией исключительно за счет утилизации липидов и белков (главным образом, мышечной ткани), накопленных в период активного метаболизма. Будучи моноцикличными, миноги погибают после нереста (в мае). Важно отметить, что прекращение питания в данном случае не является следствием недоступности пищи, «голодание» (синхония) миноги является генетически «запрограммированным» и регулируемым поведенческим феноменом.

Явление обратимой супрессии энергетического метаболизма в печени миноги в зимние месяцы анадромной миграции впервые было описано Савиной на изолированных митохондриях и препаратах ткани печени (Савина, 1985; Савина, 1992). Однако опыты с изолированными митохондриями или замороженной в жидком азоте тканью печени не позволяют исследовать энергетический метаболизм как субъект внутриклеточной регуляции. Поэтому для более глубокого изучения феномена нами был проведен ряд исследований на изолированных гепатоцитах.

Мониторинг скорости эндогенного дыхания гепатоцитов, проведенный нами в течение двух сезонов преднерестовой миграции миног, показал, что в зимние месяцы миграции наблюдается существенное (в 2−3 раза) замедление скорости эндогенного дыхания этих клеток (рис. 8). Скорость потребления кислорода гепатоцитами достоверно (р < 0.05) снижалось от осени к зиме, достигая минимума в феврале, однако весной, с приближением нереста, дыхание клеток вновь возрастало, приближаясь к уровню осенних значений. Так, в сезон миграции 1996;1997 гг., скорость потребления кислорода гепатоцитами (в нмоль Ог/мин/мг влажной массы клеток) составляла: 1.19 ± 0.08 в ноябре, 0.53 ± 0.06 в феврале и 0.88 ± 0.03 — в апреле. Подобные изменения наблюдались также и в сезон 1997;1998 гг.

Падение скорости эндогенного потребления кислорода гепатоцитами сопровождались аналогичными изменениями скорости фосфорилирующего дыхания (окислительного фосфорилированиярис. 9,10). Скорости потребления кислорода в результате немитохондриального окисления и утечки протонов менялись в значительно меньшей степени, поэтому вклад утечки протонов в потребление кислорода митохондриями гепатоцитов увеличивался с 25% в ноябре до 47% в феврале, а вклад окислительного фосфорилирования в этот период падал с 75% до 53% (рис. 10). Весной status quo восстанавливался. Таким образом, в гепатоцитах миноги в исследуемый период наиболее подвержена супрессии именно система окислительного фосфорилирования. Снижение скорости производства АТФ в гепатоцитах сопровождалось также значительным снижением содержания АТФ в клетках.

Регуляция окислительного метаболизма в гепатоцитах миноги.

Исследуемый нами феномен обратимой супрессии энергетического метаболизма в гепатоцитах мигрирующих миног интересен еще тем, что изменения метаболической скорости в клетках печени в этом случае, по-видимому, не связаны напрямую с изменениями условий окружающей среды: животные в период миграции не испытывают ни недостатка кислорода, ни сильного переохлаждения, они перестают питаться, но это, как мы уже отмечали выше, не связано с недостатком пищи в окружающей среде. Более того, метаболическая депрессия, по-видимому, не затрагивает в равной мере все ткани организма миноги. По крайней мере в мышцах миног в зимние месяцы преднерестовой миграции не наблюдается снижения содержания АТФ (Савина, 1985; Савина, 1992). Таким образом, должны существовать соответствующие внутренние, тканеспецифические механизмы контролируемого снижения метаболической скорости, позволяющие животному экономить энергию для нереста в условиях длительного отсутствия экзогенных источников пищи.

Впервые на мысль о том, что скорость энергетического метаболизма в гепатоцитах миноги регулируется через доступность субстратов для окисления нас натолкнул ряд косвенных данных, полученных в сезон миграции 19 961 997гг. Было показано, что скорость дыхания гепатоцитов в присутствии разобщителя (БССР) подвержена сезонным изменениям, очень близким к обнаруженным для эндогенного дыхания (см рис. 8 и 15- г = 0.69, р < 0.01). Вещества, подобные БССР увеличивают проницаемость митохондриальной мембраны для протонов. В этой ситуации расход ДрН увеличивается и скорость потребления кислорода, соответственно, возрастает, вплоть до тех пор, когда ее уже начинает лимитировать скорость окисления дыхательных субстратов, всякая регуляция скорости потребления кислорода клетками со стороны системы синтеза и гидролиза АТФ при этом отсутствует. Таким образом, снижение разобщенного дыхания в зимние месяцы миграции указывало на снижение скорости окисления субстратов в этот период. Было сделано предположение, что снижение скорости окисления субстратов, или снижение доступности субстратов для окисления регулирует скорость окислительного фосфорилирования в гепатоцитах миноги.

К аналогичному выводу приводили данные об изменении содержания адениновых нуклеотидов в клетках (рис. 11, табл.12). Оказалось, что снижение скорости потребления кислорода в гепатоцитах миноги не связано с падением содержания АДФ в клетке, увеличением АТФ/АДФ или увеличением энергетического заряда Аткинсона, более того, два последних показателя наоборот уменьшались зимой. Следовательно, классические представления о ведущей роли АТФ-потребляющих процессов в регуляции клеточного дыхания неприменимы в данном случае. Считая, что доступность кислорода в этой системе не лимитирована, можно было предположить, что основная регуляция скорости дыхания осуществляется через доступность субстратов для окисления.

Для проверки этого предположения мы провели ряд исследований окисления субстратов в гепатоцитах миноги в период анадромной миграции, в результате которых было выяснено, что ни гликолиз, ни окисление аминокислот не играют существенной роли в энергетическом метаболизме гепатоцитов миноги в исследуемый период, основным дыхательным субстратом в этих клетках являются жирные кислоты.

Опыты по инкубации гепатоцитов в средах, содержащих в качестве субстрата лауриновую кислоту (2 мМ) подтвердили предположение о том, что именно доступность субстратов для окисления лимитирует скорость эндогенного дыхания и окислительного фосфорилирования в гепатоцитах миноги в исследуемый период (рис. 14). Добавление лауриновой кислоты в среду инкубации гепатоцитов вызывало увеличение скорости потребления кислорода клетками, причем эффект добавления жирной кислоты по усилению клеточного дыхания оказался идентичным добавлению в среду инкубации пирувата вместе с манатом. В отличие от эндогенного дыхания, дыхание гепатоцитов в присутствии субстрата не подвержено выраженным сезонным изменениям, таким образом, именно доступность жирных кислот для окисления является основным фактором регуляции окислительного фосфорилирования в гепатоцитах миноги в период преднерестовой миграции. Снабжение жирными кислотами, по-видимому, находится здесь под жестким, генетически запрограммированным, гормональным контролем и ограничивается зимой в целях экономии ресурсов для обеспечения нереста. Интересно отметить, в частности, что сезонная динамика скорости эндогенного дыхания гепатоцитов, обнаруженная в данной работе, оказалась очень близка к опубликованной ранее динамике содержания инсулина в плазме крови мигрирующих на нерест миног: было показано, что концентрация этого гормона уменьшается от осени к зиме (минимум в феврале) и вновь увеличивается весной, с приближением нереста (Plisetskaya, 1985). Возможно, транспорт жирных кислот в гепатоциты находится под контролем инсулина, как это было показано для аминокислот (Graf and Haussinger, 1996).

Некоторые метаболические последствия снижения скорости окислительного фосфорилирования и содержания АТФ в гепатоцитах миноги. Замедление энергетического метаболизма в гепатоцитах миноги в зимние месяцы миграции отрицательно влияет на жизнеспособность изолированных гепатоцитов. При выделении и инкубации клеток, находящихся в гипометаболическом состоянии, в средах с обычным для данной процедуры рН — 7.4 — 7.6, наблюдалось снижение выхода клеток при выделении, снижение дыхательных контролейпри дальнейшей инкубации таких гепатоцитов наблюдалось образование пузырьков на поверхности цитоплазматической мембраны (blebbing), слипание клеток, и, в итоге, их гибель. Закисление сред выделения и инкубации гепатоцитов восстанавливает их жизнеспособность.

Полученные нами и литературные данные о влиянии закисления на выживание клеток с блокированным энергетическим метаболизмом (Harrison et al. 1991; Nazaki et al. 1989; Gores etal. 1988; Bonventre and Cheung, 1985; Sakaida et al. 1992; Neiminen et al. 1990) позволяют сделать вывод, что понижение рН является универсальным стабилизирующим механизмом при метаболической депрессии. Причем этот механизм реализуется не только при гипоксии (накопление лактата), но и при других видах замедления метаболизма, за счет изменения Рсо2 в тканях, изменения буферной емкости физиологических жидкостей (Donnohoe et al. 1998) и пр. Одно из возможных объяснений положительного влияния закисления на жизнеспособность клеток стабилизация мембран за счет подавления мембранных фосфолипаз (в частности, фосфолипазы Аг, рН оптимум которой находиться в щелочной области (Chang et al. 1987; Sakaida et al. 1992; Harrison et al. 1991; Nieminen et al. 1994).

В работе также было проведено исследование влияния снижения метаболической скорости и содержания АТФ в гепатоцитах миноги на поддержание ионного гомеостаза в этих клетках. Поддержание высокой внутриклеточной концентрации калия и низкой — натрия за счет «работы» Ма+/К+АТФазы критически важно для жизнедеятельности клетки. Кроме того, этот процесс является одним из самых крупных потребителей АТФ в клетке. Как уже обсуждалось в главе «Обзор литературы», вклад Na+/K+ATOa3bi в оборот АТФ в клетках при метаболической депрессии, связанной с гипоксией, существенно возрастает (НосИасЫса et а1, 1996; НосИасЬка et а!., 1997), поэтому, в контексте настоящей работы, представлялось целесообразным изучить влияние другого вида метаболической депрессии на активность этого фермента.

Вклад № /К АТФазы в использование произведенной в клетке АТФ можно оценить по отношению уабаин-чувствительного дыхания к фосфорилирующему. Было показано, что скорость уабаин-чувствительного дыхания гепатоцитов миноги оставалась относительно постоянной в течение всего обследованного периода и составляла величину порядка 0.15 нмоль Ог/мин/Ю6 клеток, тогда как его доля в олигомицин-чувствительном дыхании значительно увеличивалась в зимние месяцы. Так, в ноябре скорость уабаин-чувствительного дыхания составляла 16.3% от скорости олигомицин-чувствительного дыхания, в феврале — 54.2% (р < 0.05), а в апреле — 28.3% (табл. 16). Таким образом, в зимние месяцы более 50% от всей производимой клеткой АТФ идет на поддержание ионного гомеостаза. При этом, не наблюдалось явления «блокады каналов» — уменьшения пассивной проницаемости цитоплазматической мембраны для ионов, описанного в гепатоцитах черепахи при гипоксии (НойгасИка et а&bdquo- 1996; НосИасЬка et а!., 1997). Опыты по определению однонаправленных потоков К+ в гепатоцитах миноги показали, что скорость пассивного выхода этого иона из клеток не зависит от содержания АТФ в клетке (рис. 17). Скорость активного транспорта в гепатоцитах также мало зависит от клеточного содержания АТФ пока оно находится выше определенного «критического» значения (около 0.5 нмоль АТФ/106 клеток). Анализируя данные по сезонной динамике уабаин-чувствительного дыхания (табл. 16) и данные о зависимости потоков К+ от содержания АТФ в гепатоцитах (рис. 17), можно сделать вывод, что активность Ыа+/К+АТФазы в гепатоцитах, находящихся в гипометаболическом состоянии сохраняется на прежнем уровне, что позволяет избежать снижения пассивной ионной проницаемости цитоплазматической мембраны, и, таким образом, снижения ее восприимчивости к внешним сигналам, которое происходит во многих тканях при метаболической депрессии, вызванной гипоксией (СЫс1г а1, 1989; ЫИэзоп а1, 1993; ЬШ: г апё МЬвоп, 1997). С другой стороны, увеличение вклада №+/К+АТФазы в оборот АТФ в клетке должно сопровождаться снижением интенсивности прочих АТФ-потребляющих процессов. Это предположение хорошо сочетается с ранее полученными данными о том, что скорость глюконеогенеза в печени миноги в зимние месяцы миграции снижается более чем в 10 раз (Савина 1985; Савина, 1992).

В заключение изложения и обсуждения результатов исследования следует подчеркнуть, что настоящая работа посвящена изучению структуры и регуляции клеточного энергетического метаболизма эктотермных позвоночных. Полученные результаты углубляют представления об эволюции энергетического метаболизма позвоночных животных, в частности, сравнение структурных соотношений процессов производства и потребления АТФ в гепатоцитах млекопитающих, рептилий, амфибий и круглоротых позволяют выдвинуть принцип эволюционной консервативности структуры энергетического метаболизма в этих клетках. Изучение феномена обратимой метаболической депрессии в гепатоцитах миног позволило выявить механизм регуляции окислительного метаболизма через доступность субстратов окисления, а также ряд защитных механизмов, позволяющих клеткам в течение длительного времени существовать в гипометаболическом состоянии. Эти данные позволяют глубже понять принципы адаптации организма к неблагоприятным условиям окружающей среды. Завершить работу хочется словами известного физиолога Кнута Шмидт-Нильсена: «By comparing different animals and examining how each has solved its problem of living within the constraints of the available environment, we gain insight into general principles that otherwise might remain obscure.» (Schmidt-Nielsen, 1997).

Показать весь текст

Список литературы

  1. А. Биохимия. М.: Мир, 1974.- 957 с.
  2. . М.В. Особенности структуры и функции тканевых энергетических систем круглоротых (LAMPETRA FLUVIATILIS L.). Дисс. д. б. н., Л., 1985.
  3. М.В. Механизмы адаптации тканевого дыхания в эволюции позвоночных. СПб.: Наука, 1992. 200 с.
  4. М.В., Скульский И. А., Глазунов В. В., Иванова Т. И., Коротков С. М. Особенности функционирования митохондрий печени миноги LAMPETRA FLUVIATILIS // Ж. эвол. биохим. физиол. 1989. Т XXV. С.710−717.
  5. В.П. Нефосфорилирующее дыхание как механизм, предотвращающий образование активных форм кислорода // Мол. биол. 1995. Т. 29. С. 1199−1209.
  6. .Н. Управление молекулярными превращениями в полиферментных системах: количественная теория регуляции метаболизма // Мол. биол. 1988. Т. 22, С. 1238−1256
  7. Шмидт-Нильсен К. Размеры животных: почему они так важны? М.: Мир, 1987.-259 с.
  8. В.А. Анаэробный распад и аэробный ресинтез пирофосфата в красных кровяных клетках птиц // Казан, мед. журн. 1931. Т. 27. С. 496−504.
  9. Alston Т.A. Suicide substrates for mitochondrial enzymes // Pharm. Ther. 1981. Vol. 12. P. 1−41.
  10. Anundi I. and de Groot H. Hypoxia liver cell death: critical PO2 and dependence of viability from glycolysis // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 257. P. G58-G64.
  11. Anundi I., King J., Owen D.A., Schneider H. and Lemasters J.J. Fructose prevents cell death in liver // Am. J. Physiol. 1987. Vol. 253. P. G390-G397.
  12. Aprille J. R. Regulation of the adenine nucleotide pool size in liver: mechanism and metabolic role // FASEB J. 1988. Vol. 2. P. 2547−2556.
  13. Asimakis G.K. and Aprille J.R. In vitro alterations of the size of the liver mitochondria adenine nucleotide pool: correlation with respiratory functions // Arch. Biochem. Biophys. 1980. Vol. 203. P.307−316.
  14. Astrup J., Sorensen P.M. and Sorensen M.P. Oxygen and glucose consumption related to Na±K+ transport in canine brain // Stroke. 1981. Vol. 12. P. 726−730.
  15. Atkinson D.E. Cellular energy metabolism and its regulation. New York etc.: Academic Press. 1977,-293p.
  16. Aurochordogny T.J., Hofmann G.E. and Hand S.C. Extension of enzyme half-life during quiescence in Artemia embryos // Am. J. Physiol. 1993. vol. 256. R85-R-89.
  17. Autori P. and Bertolini B. A study of some acid hydrolases in the liver of larval and adult lamprey // Z. Zellforsch. Microsk. Anat. 1965. Vol. 68. P.818−829.
  18. Aw, T.W. and Jones D.P. Cyanide toxicity in hepatocytes under aerobic and anaerobic conditions // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 257. P. C435-C441.
  19. Balaban R.S. Regulation of oxidative phosphorylation in the mammalian cell // Am. J. Physiol. Vol. 1990. 258. P. C373-C389.
  20. Balaban R.S. and Mandel L.J. Metabolic substrate utilization by rabbit proximal tubule. An NADH fluorescent study // Am. J. Physiol. 1988. Vol. 254. P. F407-F416.
  21. Barnhart M.C. and McMahon B.R. Discontinuous CO2 release and metabolic depression in dormant land snails // J. Exp. Biol. 1987. Vol. 128. P. 123−138.
  22. Barnhart M.C. and McMahon B.R. Depression of aerobic metabolism and intracellular pH by hypercapnia in land snails, Otala lactea II J. Exp. Biol. 1988. Vol. 138. P. 289−299.
  23. Beamish F.W.H. Migration and spawning energetics of the anadromous sea lamprey Petromyzon marinus II Environ. Biol. Fish. 1979. Vol. 4. P. 3−7.
  24. Bennett A.F. Activity metabolism of lower vertebrates 11 Ann. Rev. Physiol. 1978. Vol.40. P.447−469.
  25. Berry M.N., Edwards A.M. and Barritt G.J. Isolated hepatocytes: preparation, properties and applications. Amsterdam.: Elsevier, 1991. P. 121−178.
  26. Bienengraber M. Echtay K.S. and Klingenberg M.-transport by uncoupling protein (UCP-1) is dependent on a histidine pair absent in UCP-2 and UCP-3 // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 3−8.
  27. Blaxter K. Energy metabolism in animals and man. Cambridge, UK: Cambridge University Press, 1989.-258 p.
  28. Bodola F. and Benedict C.R. Measurement of the release of adenine nucleotides during platelet aggregation by small-bore isocratic high-performance liquid chromatography//J. Chrom. 1988. Vol. 459. P. 281−289.
  29. Bonventre J.V. and Cheung J.Y. Effects of metabolic acidosis on viability of cells exposed to anoxia // Am. J. Physiol. 1985. Vol. 249. P. C149-C159.
  30. Boschmann M., Halangk W. and Bohnensack R. Interrelation between mitochondrial respiration, substrate supply and redox ratio in perifused permeabilized rat hepatocytes // Biochim Biophys Acta. 1996. Vol. 1273. P. 223 230.
  31. Boutilier R.G., Donohoe P.H., Tattersall G.J. and West, T.G. Hypometabolic homeostasis in overwintering aquatic amphibians // J. Exp. Biol. 1997. Vol. 200. P. 387−400.
  32. Boutilier R.G., Ferguson R.A., Henry R.P. and Tufts B.L. Exhaustive exercise in the sea lamprey (Petromyzon marinus): relationship between anaerobic metabolism and acid-base balance // J. Exp. Biol. 1993. Vol. 178. P. 71−88.
  33. Boyer P.D., Chance B., Ernster L., Mitchell P., Racker E. and Slater E.C. Oxidative phosphorylation and photophosphorylation // Annu. Rev. Biochem. 1977. Vol. 46. P. 955−1026.
  34. Brand M.D. The contribution of the leak of protons across the mitochondrial inner membrane to standard metabolic rate // J. Theor. Biol. 1990a. Vol. 145. P. 267−286.
  35. Brand M.D. The proton leak across the mitochondrial inner membrane // Biochim. Biophys. Acta. 1990b. Vol. 1018. P. 128−133.
  36. Brand M.D. Regulation analysis of energy metabolism // J. Exp. Biol. 1997. Vol. P. 193−202.
  37. Brand M.D., Chien L.-F., Ainscow E.K., Rolfe D.F.S and Porter R.K. The causes and function of mitochondrial proton leak // Biochim. Biophys. Acta. 1994a. Vol. 1187. P. 132−139.
  38. Brand M.D., Chien L.-F. and Diolez P. Experimental discrimination between proton leak and redox slip during mitochondrial electron transport // Biochem. J. 1994b. Vol. 297. P. 27−29.
  39. Brand M.D. Chien L.-F. and Rolfe D.F.S. Control of oxidative phosphorylation in liver mitochondria and hepatocytes // Biochem. Soc. Trans. 1993. Vol. 21 P. 757 762.
  40. Brand M.D., Couture P., Else P.L., Whiters K.W. and Hulbert A.J. Evolution of energy metabolism. Proton permeability of the inner membrane of liver mitochondria is greater in a mammal than in reptile // Biochem. J. 1991. Vol. 275. P. 81−86.
  41. Brooks S.P.J, and Story K.B. Influence of hormones, second messengers and pH on expression of metabolic responses to anoxia in a marine whelk // J. Exp. Biol. 1989. Vol. 145. P. 31−43.
  42. Brown G.C. The relative proton stoichiometrics of the mitochondrial proton pumps are independent of the mitochondrial proton-motive force // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 64. P. 14 704−14 709.
  43. Brown G.C. Control of respiration and ATP synthesis in mammalian mitochondria and cells // Biochem. J. 1992. Vol. 284. P. 1−13.
  44. Brown G.C. and Brand M.D. Changes in permeability to protons and other cations at high proton motive force in rat liver mitochondria // Biochem J. 1986. Vol. 234. P. 75−81.
  45. Brown G.C. and Brand M.D. On the nature of mitochondrial proton leak // Biochim. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1059. P. 55−62.
  46. Brown G.C., Hafner R.P. and Brand M.D. A «top-down» approach to the determination of control coefficients in metabolic control theory // Eur. J. Biochem. 1990a. Vol. 188. P. 321−325.
  47. Brown G.C., Lakin-Tomas P.L. and Brand M.D. Control of mitochondrial respiration and ATP synthesis in isolated rat liver cell // Eur. J. Biochem. 1990b. Vol. 192. P. 355−362.
  48. Buck L.T. and Hochachka P.W. Anoxic suppression of Na+K+ ATPase and constant membrane potential in hepatocytes: support for channel arrest // Am. J. Physiol. 1993. Vol. 265. P. R1020-R1025.
  49. Buck L.T., Land, S.C. and Hochachka P.W. Anoxia-tolerant hepatocytes: model system for study of reversible metabolic suppression // Am. J. Physiol. 1993. Vol. 265. P. R49-R56.
  50. Buono RJ. and Sheffield J.B. Changes in distribution of mitochondria in developing chick retina// Exp. Eye Res. 1991. Vol. 53. P. 178−198.
  51. Busa W.B. and Nuccitelli R. Metabolic regulation via intracellular pH // Am. J. Physiol. 1984. Vol. 246. P. R409-R438.
  52. Buttgereit F. and Brand M.D. A hierarchy of ATP-consuming processes in mammalian cells // Biochem. J. 1995. Vol.312. P.163−167.
  53. Buttgereit F., Brand M.D. and Muller M. ConA-induced changes in energy metabolism of rat thymocytes // Biosci. Rep. 1992. Vol. 12. P. 381−386.
  54. Buttgereit F., Muller M. and Rapoport S.M. Quantification of ATP-producing and consuming processes in quiescent pig spleen lymphocytes // Biochem. Int. 1991. Vol. 24. P. 59−67.
  55. Cassuto Y. Oxidative activities of liver mitochondria from mammals, birds, reptiles and amphybia as function of temperature // Comp. Biochem. Physiol. 1971. Vol. 39B. P. 919−923.
  56. Castellini M.A., Kooyman G.L. and Ponganis P.J. Metabolic rates of freely diving Weddel seals: correlations with oxygen stores, swim velocity and diving duration // J. Exp. Biol. 1992. Vol. 165. P. 181−194.
  57. Chance B. and Williams G.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation //Adv. Enzymol. 1956. Vol.17. P. 65−134.
  58. Chang J., Musser J.H. and McGregor H. Phospholipase A2: function and pharmacological regulation // Biochem. Pharm. 1987. Vol. 36. P. 2422−2436.
  59. Chih C.P., Feng Z.C., Rosenthal M., Lutz P.L. and Sick T.J. Energy metabolism, ion homeostasis and evoked potentials in anoxic turtle brain // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 257. P. R854-R860.
  60. Clausen T.C., van Hardeveld C. and Everets M.E. Significance of cation transport in control of energy metabolism and thermogenesis // Physiol Rev. 1991. Vol. 71. P. 733−774.
  61. Clegg J.S. Metabolic consequences of the extent and disposition of the aqueous intracellular environment // J. Exp. Zool. 1981. Vol. 215. P. 303−313.
  62. Clegg J.S. Respiration of Artemia franciscana embryos after continuos anoxia over 1-year period//J. Comp. Physiol. 1993. Vol. 163B. P. 48−51.
  63. Connet R.J., Gayeski T.E.J, and Honig C.R. Energy sources in fully aerobic rest-work transitions: a new role for glycolysis // Am. J. Physiol. 1985. Vol. 248. P. H922-H929.
  64. Couture P. and Hulbert A.J. On the relationship between body mass, tissue metabolic rate and sodium pump activity in mammalian liver and kidney cortex // Am. J. Physiol. 1995. Vol. 268. P. R641-R650.
  65. Czyzyk-Krzeska M.F. Molecular aspects of oxygen sensing in physiological adaptation to hypoxia // Respir. Physiol. 1997. Vol. 110. P. 99−111.
  66. Davis J.E. and Davis-Van Thienen W.A. Control of mitochondrial metabolism by the ATP/ADP ratio // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1978. Vol. 83. P. 12 601 266.
  67. Davis J.E. and Lumeng L. Relationships between the phosphorylation potentials generated by liver mitochondria and respiratory state under conditions of adenosine diphosphate control // J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250. P.2275−2282.
  68. Davis J.E., Lumeng L. and Bottoms D. On the relationship between the stoichiometry of oxidative phosphorylation potential of the rat liver mitochondria as function of respiratory state // FEBS Lett. 1974. Vol. 39. P. 9−12.
  69. Dobson G.P. and Hochachka P.W. Role of glycolysis in adenylate depletion and repletion during work and recovery in teleost white muscle // J. Exp. Biol. 1987. Vol. 129. P. 125−140.
  70. Doll C.J., Hochachka P.W. and Hand S.C. A microcalorimetric study of turtle cortical slices: insights into brain metabolic depression // J. Exp. Biol. 1994. Vol. 191. P. 141−153.
  71. Doll C.J., Hochachka P.W. and Reiner P.B. Reduced ionic conductance in turtle brain//Am. J. Physiol. 1993. Vol. 265. P. R929-R933.
  72. Donohoe P.H. and Boutilier R.G. The protective effects of metabolic rate depression in hypoxic cold submerged frogs // Respir. Physiol. 1998. Vol. 111. P. 325−336.
  73. Drabkin D.L. The distribution of chromoproteins, haemoglobin, mioglobin and cytochrome c in the tissues of the different species and the relationship of the total content of each chromophore to body mass // J. Biol. Chem. 1950. Vol. 182. P. 317−333.
  74. Dubinsky W.P. and Cockrell R.S. Respiratory control and mitochondrial monovalent cation permeability of isolated liver cells // Biochem. Biophys. Res. Communs. 1974. Vol.56. P.415−422.
  75. Duszynski J., Groen A.K., Wanders J.A., Vervoorn R.C. and Tager J.M. Quantification of the role of the adenine nucleotide translocator in the control of mitochondrial respiration in isolated rat-liver cells // FEBS Lett. 1982. Vol. 146. P. 116−119.
  76. Else, P.L. Oxygen consumption and sodium pump thermogenesis in a developing mammal // Am. J. Physiol. 1991. Vol. 261. P. R1575-R1578.
  77. Else P.L. and Hulbert A.J. Comparison of the «mammal machine» and «reptile machine»: energy production // Am. J. Physiol. 1981. Vol. 240. P. R3-R.9.
  78. Else P.L. and Hulbert A.J. An allometric comparison of the mitochondria from mammalian and reptilian tissues: the implications for the evolution of endothermy // J. Comp. Physiol. 1985a. Vol. 156B. P. 3−11.
  79. Else P.L. and Hulbert A.J. Mammals: an allometric study of metabolism at the tissue and mitochondrial level // Am. J. Physiol. 1985b. Vol. 248. P. R415-R421.
  80. Else P.L. and Hulbert A.J. Evolution of mammalian endothermic metabolism: «leaky» membranes as a source of heat // Am. J. Physiol. 1987. Vol. 253. P. R1-R7.
  81. Else P.L., Windmill D.J. and Markus V. Molecular activity of sodium pumps in endotherms and ectotherms // Am. J. Physiol. 1996. Vol. 271. P. R1287-R1294.
  82. Erecinska M. and Silver I.A. ATP and brain function // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1989. Vol. 234. P. C82-C89.
  83. Erecinska M., Wilson D.F. and Nichiki K. Homeostatic regulation of cellular energy metabolism: experimental characterisation in vivo and fit to a model // Am. J. Physiol. 1978. Vol. 234. P. C82-C89.
  84. Eveback S., Jacobsson A., Simson E.M., Guerra C., Yamashita M., Harper M.-E. and Kozak L.P. Mice lacking uncoupling protein are cold-sensitive but not obese // Nature. 1997. Vol. 387. P. 90−94.
  85. Faggioni R., Shigenage J., Moser A., Feingold K.R. and Grunfield C. Induction of UCP-2 gene expression by LSP: a potential mechanism for increasing thermogenesis during infection // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. Vol. 244. P. 75−78.
  86. Famme P., Kundsen J. and Hansen E.S. The effect of oxygen on the aerobic-anaerobic metabolism in the marine bivalve, Mutilus edulus II Mar. Biol. Lett. 1981. Vol. 2. P. 345−351.
  87. Fergusson R.A. and Boutilier R.G. Metabolic-membrane coupling in red blood cells of trout: the effects of anoxia and adrenergic stimulation // J. Exp. Biol. 1989. Vol. 143. P. 149−164.
  88. Fishman A.P., Pack A.J., DeLaney R.G. and Galante RJ. In: The biology and the evolution of langfish. Bemis W.E., Burggren W.W. and Kemp N.E. (eds.) New York: AlanR. Liss. 1982. P. 237−248.
  89. Flanigan J.E., Withers P.C., Fuery C.J. and Guppy M. Metabolic depression and Na+/K+ gradients in the aestivating frog, Neobatrachus wilsmorei II J. Comp. Physiol. 1993. Vol. 163B. P. 587−593.
  90. Flanigan J.E., Withers P. C and Guppy M. In vivo metabolic depression of tissues from the aestivating frog Neobatrachus wilsmorei II J. Exp. Biol. 1991. Vol. 161. P. 273−283.
  91. Freese E., Olempska-Beer Z. and Eisenberg M. Nucleotide composition of cell extracts analyzed by full spectrum recording in high-performance liquid chromatography//J. Chrom. 1984.Vol. 284. P. 125−142.
  92. From A.H.L., Zimmer S.D., Michurski S.P., Mohanakrishnan P., Ulstad V.K., Thoma W.J. and Ugurbil K. Regulation of the oxidative phosphorylation rate in the intact cell // Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 3731−3743.
  93. Geiser F. Reduction of metabolism during hibernation and daily torpor in mammals and birds: temperature effect or physiological inhibition? // J. Comp. Physiol. 1988. Vol. 158B. 25−37.
  94. Glasheen J.S. and Hand S.C. Anhydrobiosis in embryos of brine shrimp Artemia: characterization of metabolic arrest during reductions in cell-associated water // J. Exp. Biol. 1988. Vol. 135. P. 363.-380.
  95. Gnaiger E., Steinlechner-Maran R., Mendez G., Eberl T. and Margreiter R. Control of mitochondrial and cell respiration by oxygen // J. Bioenerg. Biomembr. 1995. Vol. 27. P. 583−596.
  96. Gores G.J., Neiminen A.-L., Fleishman K.E., Dawson T.L., Herman B. and Lemasters J.J. Extracellular acidosis delays onset of cell death in ATP-depleted hepatocytes // Am. J. Physiol. 1988. Vol. 255. P. C315-C322.
  97. Graf J. and Haussinger D. Ion transport in hepatocytes: mechanisms and correlations to cell volume, hormone actions and metabolism // J. Hepatol. 1996. Vol. 24. P. 53−77.
  98. Groen A.K., Wanders R.J.A., Westerhoff H.V., van der Meer R. and Tager J.M. Quantification of contribution of various steps to control of mitochondrial respiration // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257. P. 2754−2757.
  99. Gross L. and Yeung E.S. Indirect fluorimetric detection and quantification in capillary zone electrophoresis of inorganic anions and nucleotides // J. Chrom. 1989. Vol.480. P. 169−178.
  100. Hamman H.C. and Haynes R.G. Elevated intramitochondrial adenine nucleotides and mitochondrial functions // Arch. Biochem. Biophys. 1983. Vol. 223. P. 85−94.
  101. Hammer D.F., Unverferth D.V., Kelly, R.E., Harvan P.A. and Altshuld R.A. Extraction and measurement of myocardial nucleotides and purine bases by highperformance liquid chromatography//Anal. Biochem. 1988. Vol. 169. P. 300−305.
  102. Hand S.C. and Gnaiger E. Anaerobic dormancy quantified in Artemia embryos: a calorimetric test of the control mechanisms // Science. 1988. Vol. 239. P. 14 251 427.
  103. Hand S.C. Metabolic dormancy in aquatic invertebrates. In: Advances in comparative and environmental physiology. Gilles R. (ed.) Vol. 8. New York: Springer-Verlag. 1991. P. 1−47.
  104. Hardisty M.W. and Potter I.S. The biology of lampreys. London New York: Academic Press, 1971, Vol. 1, — 423p.
  105. Harper M.E. Obesity research continues to spring leaks // Clin. Invest. Med. 1997. Vol. 20. P. 239−244.
  106. Harper M.-E., Ballantyne J.S., Leach M. and Brand M.D. Effects of thyroid hormones on oxidative phosphorylation // Biochem. Soc. Trans. 1993. Vol. 21. P. 785−792.
  107. Harper M.-E. and Brand M.D. Hyperthyroidism stimulates mitochondrial proton leak and ATP turnover in rat hepatocytes but does not change the overall kinetic of substrate oxidation reactions // Can. J. Physiol. Pharmacol. 1994. Vol. 72. P. 899 908.
  108. Harris S.I., Balaban R.S., Barret L. and Mandel L.J. Mitochondrial respiratory capacity and Na+ and K±dependent adenosintriphosphate-mediated ion transport in the intact renal cell // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256. P. 10 319−10 328.
  109. Harrison D.C., Lemasters J.J. and Herman B. A pH-dependent phospholipase A2 contributes to loss of plasma membrane integrity during chemical hypoxia in rat hepatocytes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. Vol. 174. P. 654−659.
  110. Heinrich R and Rappoport T.A. A linear steady-state treatment of enzymatic chains //Eur. J. Biochem. 1974. Vol. 42. P. 89−95.
  111. Heinrich R. Rapoport S.M. and Rapoport T.A. Metabolic regulation and mathematical models // Prog. Biophys. Molec. Biol. 1977. Vol. 32. P. 1−82.
  112. Henderson R.J. and Griffin C.A. Analysis of adenosine, inosine and hypoxantine in suspensions of cardiac miocytes by high-performance liquid chromatography // J. Chrom. 1981. Vol. 226. P. 202−207.
  113. Hochachka P.W. Defense strategies against hypoxia and hypothermia //Science. 1986. Vol. 23l.P. 234−241.
  114. Hochachka P.W. Muscles and molecular and metabolic machines. Boca Raton FL: CRC Press. 1994,-157p.
  115. Hochachka P.W., Buck L.T., Doll C.J. and Land S.C. Unifying theory of hypoxia tolerance: molecular/metabolic defense and rescue mechanisms for surviving oxygen lack //. Proc. Natl. Acad. Sci. 1996 Vol. 93. P. 9493−9498.
  116. Hochachka P.W. and Guppy M. Metabolic arrest and the control of biological time. Cambrige, MA: Harvard University Press. 1987, — 237p.
  117. Hochachka P.W., Land S.C. and Buck L.T. Oxygen sensing and signal transduction in metabolic defense against hypoxia: lessons from vertebrate facultative anaerobes // Comp. Biochem. Physiol. 1997. Vol. 118A. P. 23−29.
  118. Hochachka P.W. and Mateheson G.O. Regulation of ATP turnover over board dynamic muscle work ranges // J. Appl. Physiol. 1992. Vol. 73. P. 1697−1703.
  119. Hochachka P.W. and McCleland G.B. Cellular metabolic homeostasis during large-scale change in ATP turnover rates in muscles // J. Exp. Biol. 1997. Vol. 200. P. 381−386.
  120. Hofmann G.E. and Hand S.C. Arrest of cytochrome c oxidase synthesis coordinated with catabolic arrest in dormant Artemia embryos // Am. J. Physiol. 1990. Vol. 258. P. R1184-R1191.
  121. Hofmann G.E. and Hand S.C. Comparison of messenger RNA pools in active and dormant Artemia franciscana embryos: evidence for translational control // J. Exp. Biol. 1992. Vol. 164. P. 103−116.
  122. Holian A., Owen C.S., Wilson D.F. Control of respiration in isolated mitochondria: quantitative evaluation of the dependence of respiratory rates on ATP., [ADP] and [Pi] //Arch. Biochem. Biophys. 1977. Vol. 181. P. 164−171.
  123. Holiday M.A., Potter D., Jarrah A. and Bearg S. The relation of metabolic rate to body weight and organ size // Pediatr. Res. 1967. Vol. 1. P. 185−195.
  124. Hotta S.S. Oxidative metabolism of isolated brain mitochondria- changes caused by aminoxyacetate // Archs. Biochem. Biophys. 1968. Vol. 127. P. 132−139.
  125. Hulbert A.J. and Else P.L. Comparison of the «mammal machine» and «reptile machine»: energy use and thyroid activity // Am. J. Physiol. 1981. Vol. 241. P. R350-R.356.
  126. Hulbert A.J. and Else P.L. Evolution of mammalian endothermic metabolism: mitochondrial activity and cell composition // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 256. P. R63-R69.
  127. Hulbert A J. and Williams C.A. Thyroid function in lizard, a tortoise and a crocodile, compared with mammals // Comp. Biochem. Physiol. 1988. Vol. 90A. P. 41−48.
  128. Jankowsky D., Hottop W. and Seibert H. Influence of thermal acclimation on glucose production and ketogenesis in isolated eel hepatocytes // Am. J. Physiol. 1984. Vol. 246. P. R471-R478.
  129. Jansky L. Total cytochrome oxidase activity and its relation to the basal and maximal metabolism//Nature. 1961. Vol. 189. P. 921−922.
  130. Jobis F.J., Keizer J.H., La Manna J.C. and Rosenthal M. Reflectance spectroscopy of cytochrome aas in vivo II J. Appl. Physiol. 1977. Vol. 43. P. 858 872.
  131. Kacser H. and Burns J. A. The control of flux // Symp. Soc. Exp. Biol. 1973. Vol. 32. P. 64−104.
  132. Kelly D.A. and Storey K.B. Organ-specific control of glycolysis in anoxic turtles // Am. J. Physiol. 1988. Vol. 255. P. R744-R779.
  133. Kingsly-Hickman P.B., Sako E.Y., Mohanachrishnan P., Robitaille P.M.L., From A.H.L., Foker J.E. and Ugurbil K. 31P NMR studies of ATP synthesis and hydrolysis kinetics in the intact myocardium // Biochemistry. 1987. Vol. 26. P. 7501−7510.
  134. Kleiber M. Body size and metabolism // 1932. Hilgardia. Vol. 6. P. 315−353.
  135. Klingenberg M. Reversibilitat der energiumwandhegen in der atmungskette // Angew. Chem. 1963. Vol. 75. P. 900−907
  136. Kobayashi H., Nomani T., Kurokawa T., Sugiyama S., Ozawa T. and Takagi H. Effects of preceding ishemic time on the recovery course of energy metabolism in rat liver //Biochem. Int. 1990. Vol. 22. P. 227−223.
  137. Korzeniewski B. Regulation of ATP supply during muscle contraction: theoretical studies // Biochem. J. 1998. Vol. 330. P. l 189−1195.
  138. Koretsky A.P. and Balaban R.S. Changes in pyridine nucleotides levels and extramitochondrial phosphates after oxygen consumption in isolated mitochondria: a 31P NMR and fluorescence study // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 893. P. 398−408.
  139. Krebs H.A. Body size and tissue respiration // Biochim. Biophys. Acta. 1950. Vol. 4. P. 249−269.
  140. Krumschnabel G., Biasi C., Schwarzbaum P.J. and Weiser W. Membrane-metabolic coupling in anoxia-tolerant and anoxia-intolerant hepatocytes // Am. J. Physiol. 1996. Vol. 270. P. R614-R620.
  141. Krumschnabel G., Biasi C., Schwarzbaum P.J. and Weiser W. Acute and chronic effects of temperature and of nutritional state, on ion homeostasis and energy metabolism in teleost hepatocytes // J. Comp. Physiol. 1997. Vol. 167B. P. 280 286.
  142. Kunkel H.O., Spalding J.F., Franciscis J. and Futrell M.F. Cytochrome oxidase activity and body weight in rats and three species of large animals //Am. J. Physiol. 1956. Vol. 186. P. 203−206.
  143. Kunz W., Bohnensack R., Bohme G., Kuster U. Letko G. and Schonfeld P. Relations between extramitochondrial and intramitochondrial adenine nucleotide systems // Arch. Biochem. Biophys. 1981. Vol. 209. P. 219−229
  144. Kusaka M. and Ui M. Tracer kinetic analysis of Cori cycle activity in the rat: effect of feeding // Am. J. Physiol. 1977. Vol. 232. P. E136-E144.
  145. Kushmerick M.J., Meyer R.A. and Brown T.P. Regulation of oxygen consumption in fast- and slow-twitch muscle // Am. J. physiol. 1992. Vol. 263. P. C598-C606.
  146. Kuster U., Bohnensack R. and Kunz W. Control of oxidative phosphorylation by the extramitochondrial ATP/ADP ratio // Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 440. P.391−402.
  147. Lakin-Tomas P.L. and Brand M.D. Stimulation of respiration by mitogens in rat timocytes is independent of mitochondrial calcium // Biochem. J. 1988. Vol. 256. P. 167−173.
  148. Land S.C., Buck L.T. and Hochachka P.W. Response of protein synthesis to anoxia and recovery in anoxia tolerant hepatocytes // Am. J. Physiol. 1993. Vol. 265. P. R41-R48.
  149. Land S.C. and Hochachka P.W. Protein turnover during metabolic arrest in turtle hepatocytes: role and energy dependence of proteolysis // Am. J. Physiol. 1994. Vol. 266. P. C1028-C1036.
  150. La Noue K., Strzelecki T. and Finch F. The effect of glucagon on hepatic respiratory capacity // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259. P. 4116−4121.
  151. La Noue K.F., Jefferies F.M. and Rada G.K. Kinetic control of mitochondrial ATP synthesis // Biochemistry. 1986. Vol. 25. P. 7667−7675.
  152. Lappova Y.L. and Leibush B.N. Receptor-mediated endocytosis of insulin in lower vertebrates: internalization and intracellular processing of I-insulin in isolated hepatocytes of lamprey and frog // Gen. Comp. Endocrinol. 1995. Vol.100. P. 1−9.
  153. Lardy H.A. and Wellman H. Oxidative phosphorylation: role of innorganic phosphate as an acceptor system in control of metabolic rates //J. Biol. Chem. 1952. Vol. 195. P. 215−224.
  154. Larsen L.O. Effects of gonadectomy in the cyclostome // Gen. Comp. Endocrinol. 1969. Vol. 35. P. 197−204.
  155. Larsen L.O. Physiology of adult lampreys, with special regard to natural starvation, reproduction, and death after spawning // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1980. Vol. 37. P. 1762−1779.
  156. Lemasters J.J., DiGuiseppi J., Nieminen A.-L. and Herman B. Blebbing, free Ca2+ and mitochondrial membrane potential preceding cell death in hepatocytes // Nature 1987. Vol. 325. P. 78−81.
  157. Lehninger A.L., Nelson D.L. and Kox M.M. Principles of biochemistry. Second edition. New York: Worth Publishers, 1993, — 1020p.
  158. Longmuir I.R. Respiration rate of rat-liver cells at low oxygen concentrations // Biochem. J. 1957. Vol. 65. P. 378−382.
  159. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L. and Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. Vol. 193. P. 265−275.
  160. Lutz P.L. and Nilsson G.E. Contrasting strategies for anoxic brain survival -glycolysis up or down // J. Exp. Biol. 1997. Vol. 200. P. 411−419.
  161. Luvisetto S., Schmecl I., Intravia E., Conti E. and Azzone G.F. Mechanism of loss of thermodynamic control in mitochondria due to hyperthyroidism and temperature //J. Biol. Chem. 1993. Vol. 267. P. 15 348−15 355.
  162. Lyman C.P., Willis J.S., Malan A. and Wang L.C.H. (eds.) Hibernation and torpor in mammals and birds. New York: Academic Press. 1982, — 317p.
  163. Malik A. High performance capillary electrophoresis of basic proteins and nucleotides on highly cross-linked polymer-coated columns // Eighteen international symposium on capillary chromatography, May 20−24, 1996. Vol. III. P. 2165−2177.
  164. Maxwell P.H., Pugh C.W. and Ratcliffe P.J. Inducible operation of the erythropoetin 3' enchancer in multiple cell lines: evidence for a widespread oxygen-sensing mechanism // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. Vol. 90. P. 2423−2427.
  165. McCormack J.G. and Denton R.M. The role of mitochondrial Ca2+ transport and matrix Ca in signal transduction in mammalian tissues. // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1018. P. 287−291.
  166. Mead R.A. Embryonic diapause in vertebrates // J. Exp. Zool. 1993. Vol. 266. P. 629−641.
  167. Muller M., Siems W., Buttgereit F., Dumdey R. and Rappoport S.M. Quantification of ATP-producing and consuming processes in Ehrlich ascites tumour cells // Eur. J. Biochem. 1986. Vol. 161. P. 701−705.
  168. Murphy M.P. Slip and leak in mitochondrial oxidative phosphorylation //Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol. 977. P. 123−141.
  169. Murphy M.P. and Brand M.D. Variable stoichiometry of proton pumping by mitochondrial respiratory chain//Nature. 1987. Vol. 329. P. 170−172.
  170. Murphy M.P. and Brand M.D. Membrane-potential dependent changes in the stoichiometry of charge translocation by the mitochondrial electron transport chain // Eur. J. Biochem. 1988a. Vol. 173. P. 637−644.
  171. Murphy M.P. and Brand M.D. The stoichiometry of charge translocation by cytochrome oxidase and cytochrome bci complex of mitochondria of high membrane potential // Eur. J. Biochem. 1988b. Vol. 173. P. 645−665.
  172. Nakazawa T. and Nunokawa T. Energy transduction and adenine nucleotides in mitochondria from rat liver after hypoxic perfusion // J. Biochem. 1977. Vol. 82. P. 1575−1583.
  173. Nazaki N., Thomas A.P., Hoek J.B. and Farber J.L. Intracellular acidosis protects cultured hepatocytes from the toxic consequences of a loss of mitochondrial energization//Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 272. P. 152−161.
  174. Neiminen A.-L., Saylor A.K., Herman B. and Lemasters J.J. ATP depletion rather than mitochondrial depolarization mediates hepatocyte killing after metabolic inhibition // Am. J. Physiol. 1994. Vol. 267. P. C67-C74.
  175. Nichols D.G. The influence of respiration and ATP hydrolysis on the proton-electrochemical gradient across the inner membrane of rat liver mitochondria as determined by ion distribution //1994. Eur. J. Biochem. Vol. 50. P. 305−315.
  176. Nichols B.J. and Denton R.M. Towards the molecular basis for the regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions // Mol. Cell Biochem. 1995. Vol. 149−150. P. 203−212.
  177. Nilsson G.E. A comparative study of aldehyde dehydrogenase and alcohol dehydrogenase in crucian carp and three other vertebrates: apparent adaptations to the ethanol production // J. Comp. Physiol. 1988. Vol. 158B. P. 479−485
  178. Nobes C.D., Lakin-Thomas P.L. and Brand M.D. The contribution of ATP turnover by the Na/K-ATPase to the rate of respiration of hepatocytes. Effects of thyroid status and fatty acids // Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol. 976. P. 241 245.
  179. Perez-Pinzon M., Rosenthal M., Sick T., Lutz P.L., Pablo P. and Marsh D. Down regulation of sodium channels during anoxia: a putative survival strategy of turtle brain // Am. J. Physiol. 1992. Vol. 262. P. R712-R715.
  180. Pietrobon D., Azzone G.F. and Walz D. Effect of funiclocin and antimicin A on the redox driven H+ pumps: on the nature of «leaks» // Eur. J. Biochem. 1981. Vol. 117. P. 389−394.
  181. Pietrobon D., Zoratti M. and Azzone G.F. Molecular slipping in redox and ATPase H+ pumps // Biochim. Biophys. Acta. 1983. Vol. 723. P. 317−321.
  182. Plisetskaya E. Some aspects of hormonal regulation of metabolism in agnathans. In: Evolutionary biology of primitive fishes. Foreman R.E., Gorbman A., Dodd J.M. and Olsson R. (eds.) New York and London: Plenum press. 1985.- P. 339 361.
  183. Porter R.K. and Brand M.D. Body mass dependence of H+ leak in mitochondria and its relevance to metabolic rate //Nature. 1993. Vol. 362. P. 628−630.
  184. Porter R.K. and. Brand M.D. Cellular oxygen consumption depends on body mass // Am. J. Physiol. 1995a. Vol.269. P. R226-R228.
  185. Porter R.K. Brand M.D. Causes of differences in respiration rate of hepatocytes from mammals of different body mass // Am. J. Physiol. 1995b. Vol.269. P. R1213-R1224.
  186. Porter R.K. and Brand M.D. Mitochondrial proton conductance and H+/0 ratio are independent of electron transport rate in isolated hepatocytes // Biochem. J. 1995c. Vol. 310. P. 379−382.
  187. Porter R.K., Hulbert AJ. and Brand M.D. Allometry of mitochondrial proton leak: influence of membrane surface area and fatty acid composition // Am. J. Physiol. 1996. Vol. 271. R1550-R1560.
  188. Reeds P.J. and Harris C.I. Protein turnover in animals: man in his content. In: Nitrogen metabolism in man, J.C. Waterlow and J.M.L. Stephen (eds.). Essex UK.: Appl. Sci. 1981,-P. 391−408.
  189. Reipschlager A. and Portner H.O. Metabolic depression during environmental stress: the role of extracellular versus intracellular pH in sipunculus nudus II 1996. J. Exp. Biol. Vol. 199. P. 1801−1806.
  190. Richalet J.P. Oxygen sensors in the organism: Examples of regulation under altitude hypoxia in mammals // Comp. Biochem. Physiol. 1997. Vol. 118A. P. 914.
  191. Riccardi A., Servidei T., Losorella A. and Riccardi R. High-performance liquid chromatography assay for cytosine arabinoside and uracil arabinoside in cerebrospinal fluid and plasma II J. Chrom. 1989. Vol. 497. P. 302−307.
  192. Richter C., Schwezer M., Cossarizza A. and Franceschi C. Control of apoptosis by the cellular ATP level // FEBS Lett. 1996. Vol. 378. P. 107−110.
  193. Rolfe D.F.S. and Brand M.D. The contribution of mitochondrial proton leak to the rate of respiration in rat skeletal muscle and to SMR // Am. J. Physiol. 1996a. Vol. 271. P. C1380-C1389.
  194. Rolfe D.F.S. and Brand M.D. Proton leak and control of oxidative phosphorylation in perfused rat skeletal muscle // Biochim. Biophys. Acta. 1996b. Vol. 1188. P. 405−416.
  195. Rolfe D.F. and Brand M.D. The physiological significance of mitochondrial proton leak in animal cells and tissues // Biosci. Rep. 1997. Vol.17. P. 9−16.
  196. Rolfe D.F.S and Brown G.C. Cellular energy utilisation and molecular origin of standard metabolic rate in mammals // Physiol. Rev. 1997. Vol. 77. P. 731−758.
  197. Rosenthal M., La Manna J.C., Jobsis F.F., Levasseurr J.E., Koutos H.A. and Patterson J.L. Effects of respiratory gases on cytochrome a in intact cerebral cortex: is there a critical P02? //Brain Res. 1976. Vol. 108. P. 143−154.
  198. Sakaida T., Thomas A.P. and Farber J.L. Phospholipid metabolism and intracellular Ca2+ homeostasis in cultured rat hepatocytes intoxicated with cyanide //Am. J. Physiol. 1992. Vol. 263. P. C684-C690.
  199. Savina M.V. and Gamper N.L. Respiration and adenine nucleotides of Baltic lamprey (Lampetra fluviatilis L.) hepatocytes during spawning migration 11 Comp. Biochem. Physiol. 1998. Vol. 120B. P. 375−383.
  200. Savina M.V. and Derkachev E.F. Switch on and switch off phenomenon of liver gluconeogenic function in lamprey (Lampetra fluviatilis L.) under the influence of season and temperature // Comp Biochem. Physiol. 1983. Vol. 75B. P. 531−539.
  201. Schmidt-Nielsen K. Animal physiology. Adaptation and Environment. Cambridge, UK: Cambridge University Press, 1997.- 607 p.
  202. Scholz T.D., Laughlin M.R., Balaban R.S., Kupriyanov V.V. and Heineman F.W. Effect of substrate on mitochondrial NADH, cytosolic redox state, and phosphorylated compounds in isolated hearts // Am. J. Physiol. 1995. Vol. 268. P. H82-H91.
  203. Seibert H. Viability control and oxygen consumption of isolated hepatocytes from thermally acclimated rainbow trout (Salmo gairdneri) II Comp. Biochem. Physiol. 1985. Vol. 80B. P. 677−683.
  204. Semenza G.L., Roth P.H., Fang H.-M. and Wang G.L. Transcriptional regulation of genes encoding glycolytic enzymes by hypoxia-inducible factor 1 // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. P. 23 757−23 763.
  205. Shick J.M., de Zwaan A. and de Bout A.M.T. Anoxic metabolic rate in the mussel Mutilus edulus L. estimated by direct calorimetry and biochemical analysis // Physiol. Zool. 1983. Vol. 56. P. 56−63.
  206. Sholz R. and Bucher T. Hemoglobin-free perfusion of rat liver. In: Control of energy metabolism, Chance B. (ed.). New York: Academic Press, 1965, P. 393 414.
  207. Shutz Y. The basis of direct and indirect calorimetry and their potentials // Diabetes metab. Rev. 1995. Vol. 383−408.
  208. Sick T.J., Rosenthal M., Lemanna J.C. and Lutz P.L. Brain potassium ion homeostasis, anoxia and metabolic inhibition in turtles and rats // Am. J. Physiol. 1982. Vol. 243. P. R281-R288.
  209. Siems W., Dubiel W., Dumdey R., Holzhutter H.-G., Rathmann J. and Rappoport S.M. Quantification of pathways of glucose utilisation and balance of energy metabolism of rabbit reticulocytes // Eur. J. Biochem. 1982. Vol. 124. P. 567−576.
  210. Siems W., Dubiel W., Dumdey R., Muller M. and Rappoport S.M. Accounting for the ATP-consuming processes in rabbit reticulocytes // Eur. J. Biochem. 1984. Vol. 139. P. 101−107.
  211. Skulachev V.P. Uncoupling: new approaches to an old problem of bioenergetics // Biochimica. Biophysica Acta. 1998. Vol. 1363. P. 100−124.
  212. Smith C.L. The temperature dependence of oxidative phosphorylation and of the activity of various enzyme systems in liver mitochondria from cold- and warmblooded animals // Comp. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 46B. P. 445−46 L
  213. Smith R.E. Quantitative relations between liver mitochondrial metabolism and total body weight in mammals //Ann. NY. Acad. Sci. 1956. Vol. 62. P. 403−422.
  214. Sobol S. Regulation of energy metabolism in liver // J. Bioenerg. Biomembr. 1995. Vol. 27. P. 571−582.
  215. Soltof S.P. ATP and regulation of renal cell function // Annu. Rev. Physiol. 1986. Vol. 48. P. 9−31.
  216. Storey K.B. Freeze tolerance in terrestrial frogs // Cryo Lett. 1985. Vol. 6. P. 115 134.
  217. Storey K.B. and Storey J.M. Freeze tolerance in animals // Physiol Rev. 1988. Vol. 68. P. 27−84.
  218. Storey K.B. and Storey J.P. Metabolic rate depression and biochemical adaptation in anaerobiosis, hibernation and estivation // Qart. Rev. Biol. 1990. Vol.65. P. 145 174.
  219. Tager J.M. Wanders R.J.A., Groen A.K., Kunz W., Bohnensack R., Kuster U., Letko G., Bohme G., Duszynski J. and Woitczak L. Control of mitochondrial respiration//FEBS Lett. V 1983. Vol. 151. P. 1−9.
  220. Tailor C.L. and Waibel E.R. Design of mammalian respiratory system. I Problem and strategy//Resp. Physiol. 1981. Vol. 44. P. 1−10.
  221. Tailor C.R., Weibel E.R., Weber J.-M., Vock R., Hoppeler H., Roberts T.J. and Brichon G. Design of the oxygen and substrate pathways. I. Model and strategy to test symmorphosis in a network structure //J. Exp. Biol. 1996. Vol. 199. P. 16 431 649.
  222. Tauber M.J., Tauber C.A. and Masaki S. Seasonal adaptations of insects. New York: Oxford University Press. 1986, — 41 lp.
  223. Thillart van den G. Adaptations of fish energy metabolism to hypoxia and anoxia // Mol. Physiol. 1982. Vol. 2. P. 49−61.
  224. Thillart van den G., Kesbeke F. and Waarde van A. Anaerobic energy-metabolism of goldfish, Carassius auratus (L.). Influence of hypoxia and anoxia on phosphoiylated compounds and glycogen // J. Comp. Physiol. 1980. Vol. 136B. P. 45−52.
  225. Ultch G.G. and Jackson D.C. Long term submergence at 3 °C of the turtle chrysemys picta bellii in normoxic and severely hypoxic water // J. Exp. Biol. 1982. Vol. 96. P. 11−28.
  226. Vera M.F., Almeida-Val L., Buck T. and Hochachka P.W. Substrate and acute temperature effect on turtle heart and liver mitochondria // Am. J. Physiol. 1994. Vol. 266. P. R858-R862.
  227. Vorhaben J.E., Klotz A.V. and Campbell J.W. Activity and oxidative metabolism of the land snail. Helix aspersa II Physiol. Zool. 1984. Vol. 57. P. 357−365.
  228. Waarde van A., Thillart van den G. and Kesbeke F. Anaerobic energy metabolism of the European eel, Anguilla anguilla L. // J. Comp. Physiol. 1983. Vol. 149B. P. 469−475.
  229. Wang G.L. and Semenza G.L. General involvement of hypoxia induced factor 1 in transcriptional response to hypoxia // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. Vol. 90. P. 4304−4308.
  230. Wasser J.S., Jackson D.C., Chang S.Y. and Warburton S.J. Maintenance of high extracellular pH does not influence cell pH or metabolism of submerged anoxic bullfrogs //J. Exp. Zool. 1993. Vol. 265. P. 619−626.
  231. Waterlow J.C. Protein turnover with special reference to man // Q. J. Exp. Physiol. 1984. Vol. 69. P. 409−438.
  232. West T.G. and Boutilier R.G. Metabolic suppression in anoxic frog muscle // J. Comp. Physiol. 1998. Vol. 168B. P. 273−280.
  233. Whitman R. In: the cellular functions of membrane transport. Hoffman J.P.(ed.). Prentice Hall: Engcewood Cliffs, 1974.- P. 139−154.
  234. Wilson D.F. Factors affecting the rate and energetics of mitochondrial oxidative phosphorylation//Med. Sci. Sports Exerc. 1994. Vol.26. P.37−43.
  235. Wilson D.F. and Erecinska M. The oxygen dependence of cellular energy metabolism // Adv Exp Med Biol. 1986. Vol. 194. P. 229−239.
  236. Wilson D.F., Erecinska M., Drown C. and Silver I.A. The oxygen dependence of cellular energy metabolism // Arch. Biochem. Biophys. 1979. Vol. 195. P. 485−493.
  237. Wilson D.F., Owen C., Mela. L. and Weiner L. Control of mitochondrial respiration by the phosphate potential // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1973. Vol. 53. P. 326−333.
  238. Wulfson A.N. and Yakimov S.A. HPLS of nucleotides. II. General methods and their development for analysis and preparative separation. An approach to selectivity control // J. High Resol. Chrom. 1984. Vol. 8. P. 442−460.
  239. Yacoe M.E. Protein metabolism in the pectoralis muscle and liver of hibernating bats, Eptesicus fuscus II J. Comp. Physiol. 1983. Vol. 152B. P. 137−144.
  240. Zakaria M. and Brown P.R. High-performance liquid column chromatography of nucleotides, nucleosides and bases // J. Chrom. 1981. Vol. 226. P. 267−290.
  241. Ziegler M., Dubiel W., Pimenov A.M., Tikhonov Y.V., Toguzov R.T., Henke W. and Gerber. G. Purine compounds in mitochondria: a quantitative evaluation // Biomed. Biochim. Acta. 1989. Vol. 48. P. 57−61.
  242. Zhegunov G.F., Mikulinsky Y.E. and Kudokotsev E.V. Hyperactivation of protein synthesis in tissues of hibernating animals on arousal //Cryo Lett. 1988. Vol. 9. P. 236−245.
  243. Zolkiewska A., Zablocka B., Duszynsky J. and Woitczak L. Resting state respiration of mitochondria: reappraisal of the role of passive ion fluxes // Arch. Biochem. Biophis. 1989. Vol. 275. P. 580−590.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!