Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы

Диссертация: Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Один из аспектов касается динамики МТ цитоскелета в делении растительной клетки. Как мы уже неоднократно отмечали, смена этапов клеточного деления закономерно сопровождается изменениями в конфшурации микротрубочкового цитоскелета, то есть переходом из одной системы МТ в другую. Однако неизвестно, как осуществляется этот переход. Процесс образования фрагмопласта является своего рода демонстрацией… Читать ещё >

Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Глава 1. Введение
  • Глава 2. Обзор литературы
    • 2. 1. Динамика микротрубочек цитоскелета при образовании и функционировании фрагмопласта в различных типах растительных клеток
    • 2. 2. Функциональное значение фрагмопласта
    • 2. 3. Роль актина в построении и функции фрагмопласта
    • 2. 4. Формирование клеточной пластинки
    • 2. 5. Образование дочерних мембран
      • 2. 5. 1. Основные морфологические процессы
      • 2. 5. 2. Молекулярные механизмы образования дочерних мембран
    • 2. 6. Пространственная регуляция цитокинеза
      • 2. 6. 1. Препрофазное кольцо микротрубочек
      • 2. 6. 2. Регуляция плана деления в бесстеночных клетках
    • 2. 7. Клеточный цикл и цитокинез
    • 2. 8. Мутации, нарушающие цитокинез

Актуальность проблемы. Процесс разделения цитоплазмы — цитокинез или цитотомия, является таким же важным этапом клеточного цикла, как кариокинез и интерфаза. Именно в результате цитокинеза окончательно обособляются дочерние клетки. Но для растительных организмов важность этого процесса не ограничивается только репродукцией клеток. Так как клетки растений покрыты ригидной оболочкой и поэтому лишены подвижности, они не способны радикально менять свою форму. Вследствие этого для процессов роста и дифференцировки чрезвычайно важна точная пространственная ориентация каждого деления цитоплазмы, которое может быть продольным, поперечным, тангенциальным, симметричным, асимметричным и т. д. И зачастую от типа деления зависит не только морфология дочерних клеток, но и их онтогенетическая судьба.

Интерес к этой теме не ослабевает уже около ста лет, и, несмотря на полученный за это время огромный фактический материал, остаются серьезные пробелы в понимании этого процесса на всех уровнях его организации. В частности, нельзя считать законченным изучение структурно-морфологических основ цитокинеза. Недостаток морфологических данных ощущается особенно остро, когда необходимо точнее интерпретировать результаты молекулярных и биохимических исследований и поставить в соответствие молекулярным факторам определенные клеточные структуры или события. Кроме того, остаются не выявленными многие структурные механизмы, лежащие в основе работы цитокинезного аппарата. Неизвестно, как осуществляется пространственная регуляция цитокинеза, включение и отключение целого каскада событий, связанных с этим процессом, каков механизм центробежного движения клеточной пластинки и образования дочерних мембран. Восполнить недостаток этих данных может только детальная картина морфологических преобразований, происходящих во время делеиия цитоплазмы. В настоящее время идет интенсивный поиск подходов и методов, позволяющих детализировать процесс цитокинеза, разложить его на элементарные события и проанализировать с учетом динамики отдельных структур и компонентов (например, с точки зрения динамики элементов цитоскелета или мембран). Со своей стороны мы предложили достаточно эффективный, на наш взгляд, подход для решения целого ряда задач, связанных с изучением цитокинеза. Данный подход предусматривает использование в качестве модели аномальное мейотическое деление в материнских клетках пыльцы. Мы приняли во внимание следующие основные достоинства этой модели: во-первых, аномалии любого сложного, многофакторного процесса позволяют представить его в виде автономных событий, выявить значение той или иной структуры, установить связь или независимость отдельных компонентовво-вторых, источник аномалий мейоза в материнских клетках практически неисчерпаем. Это могут быть отдаленные гибриды, мейотические мутанты, аллоплазматические линии, гаплоиды, полиплоиды и т. д. На сегодняшний день мы располагаем довольно обширной коллекцией мейотических аномалий, затрагивающих различные этапы цитокинеза.

Использование мейоцитов в качестве модельной системы дает возможность получить дополнительную информацию об особенностях мейотического деления у растений. Традиционно изучение мейоза сосредоточено на организации ядерного аппарата, хромосом и механизмах кариокинеза. Однако предпосылкой образования нормальных гамет является не только правильное расхождение хромосом, но и успешное деление цитоплазмы, тогда как последнему феномену не всегда уделялось достаточное внимание.

Кроме того, нарушения цитокинеза в материнских клетках пыльцы можно рассматривать как важный фактор мейотической реституции, что, в свою очередь, играет положительную роль в отдаленной гибридизации и имеет значение в эволюции растений.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы является изучение механизмов цитокинеза у высших растений посредством детального цитологического скрининга нормального и аномального мейоза в материнских клетках пыльцы. Это подразумевает анализ перестройки, динамики и взаимодействия различных субклеточных структур на этапе построения дочерней мембраны.

Задачи исследования:

1. Анализ динамики микротрубочек цитоскелета в нормальном мейотическом делении материнских клеток пыльцы в период поздней анафазы-раннсго интеркинсза, то есть стадий перехода от веретена деления к фрагмопласту, построения фрагмопласта и клеточной пластинки, их центробежного движения, и, наконец, перехода от фрагмопласта к интерфазному цитоскелету.

2. Цитологический анализ аномального мейоза в коллекции растений, представленной мейотическими мутантами, отдаленными гибридами, а также отдельными экземплярами моносомных линий и гаплоидов.

3. Систематизация и распределение аномалий цитокинеза в соответствии с конкретными этапами этого процесса.

Научная новизна и практическая ценность работы. В настоящей работе представлены данные, полученные’с помощью подхода, который может быть с успехом применен для решения широкого круга цитологических задач, связанных с изучением сложноорганизованных клеточных процессов.

Детальный структурно-морфологический анализ нормальной и измененной цитологической картины позволил установить неизвестные ранее особенности и закономерности цитокинеза в клетках высших растений. В частности был детально описан механизм образования фрагмопласта с точки зрения реорганизации микротрубочек в мейозе однодольных и двудольных растений. Были получены убедительные доказательства того, что центробежный рост клеточной пластинки обусловлен динамикой микротрубочковых фибрилл фрагмопласта. Это опровергает существующие в настоящее время представления о том, что эти фибриллы пассивно раздвигаются маргинально растущей клеточной пластинкой. На основе полученных новых данных была предложена альтернативная модель центробежного движения фрагмопласта/клеточной пластинки. Нам удалось показать, что существует специфический сигнальный фактор, обеспечивающий временную регуляцию цитокинеза, и этот сигнал связан с определенными структурами и событиями на клеточном уровне.

Все описанные нами аномалии цитокинеза были систематизированы и соотнесены с определенными этапами этого процесса, что может иметь значение при интерпретации результатов цитологического анализа у различных мутантных форм, характеризующихся нарушениями деления цитоплазмы.

Апробация работы. Результаты данного исследования были доложены на Отчетной сессии ИЦиГ СО РАН 2001 года и международном симпозиуме «Cytoskeleton: A Key for Biotechnology» в Ялте (1998 г.).

Вклад автора. Автор самостоятельно занимался приготовлением препаратов методами световой, флуоресцентной и электронной микроскопии, а также принимал участие в сборе материала и поддержании коллекции некоторых использованных для работы растений. Анализ и обобщение полученных данных были сделаны совместно с руководителем диссертационной работы Шаминой Н.В.

ВЫВОДЫ.

Цитологический анализ широкого спектра аномалий цитокинеза в мейотическом делении материнских клеток пыльцы у различных представителей однодольных и двудольных растений позволил выявить следующие, ранее неизвестные, структурные и функциональные механизмы этого процесса.

1. Основой структурной и функциональной организации цитокинеза являются радикальные изменения в динамике микротрубочкового цитоскелета: а) При сукцессивном цитокинезе фрагмопласт формируется в результате перераспределения фибрилл веретена деления. В структуре фрагмопласта они продолжают центробежное движение, и с появлением в конце цитокинеза радиально ориентированных микротрубочек, присоединяются к интерфазному цитоскелету. б) Симультанному цитокинезу предшествует массовое образование новых микротрубочек, которые являются основой будущего радиального цитоскелета. Большая часть из них локализуется между дочерними ядрами и участвует в формировании дочерних мембран, выполняя функцию фрагмопласта.

2. Центробежное движение фрагмопласта является функцией микротрубочковых фибрилл, образующих эту структуру, и не зависит от клеточной пластинки. Предложена модель, объясняющая механизм центробежного движения.

3. Деление цитоплазмы растительной клетки регулируется специальным механизмом временного контроля: а) Независимость начала цитокинеза от окончания ядерного цикла, а также возможность перехода от симультанного цитокинеза к сукцессивному, указывает на наличие особого сигнального фактора, запускающего цитокинез. б) Окончание цитокинеза также контролируется специальным сигнальным фактором, «отключающим» весь комплекс внутриклеточных процессов, связанных с образованием дочерних мембран. При наличии этого фактора необходимым условием окончания цитокинеза является контакт клеточной пластинки с материнской мембраной.

4. Нарушения цитокинеза, которые вызывают блок формирования дочерних мембран, благоприятны для мейотичеекой реституции, и могут быть рассмотрены как клеточный механизм, обусловливающий фертильность у отдаленных гибридов.

Список публикаций по теме диссертации.

1. Дорогова Н. В., Шамина Н. В. Особенности цитокинеза в клетках высших растений. Цитология. 1994. Т. 36. № 9−10. С. 899−915.

2. Шамина Н. В. Дорогова Н.В. Изучение ультраструктуры аномального мейоза у мутанта ms43 кукурузы. Цитология. 1995. Т. 37.№ 7. С. 561−566.

3. Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S. Abnonnalities of spindle and cytokinesis behavior leading to the formation of meiotic restitution nuclei in intergeneric cereal hybrids.1999. Cell Biol. Internatinal. V. 23. No 12. P. 863−870.

4. Dorogova N.V., Shamina N.V., Maletskii S.I. The mutational variation of cytoskeletone and forming of unreduced male gametes in sugar beet. 1999. Sugar Tech. Vol. 1(3). P. 89−92.

5. Дорогова H.B., Шамина Н. В. Аномалии микротрубочек цитоскелета в мутантной линии сахарной свеклы. Цитология.2000. Т. 42. №. 4. С. 372−377.

6. Дорогова Н. В., Шамина Н. В. Феномен чрезмерного цитокинеза в фенотипе мейотической мутации рат кукурузы. Цитология. 2001. Т.43. № 5. С. 471−476.

7. Шамина Н. В., ДороговаН.В. Нарушения мумсского мейоза у гороха Pisum sativum L., вызываемые мутацией ms3., 2000. Цитология.Т. 42. N 4. С. 404−411. 8. Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S. Radial spindle and the phenotype of the maize meiotic mutant, dv. 2000. Cell Biol. Internat. Vol. 24. No. 10. P. 729−736.

9. Шамина H.B., Дорогова H.B., Загорская A.A., Дейиеко Е. В., Шумный В. К. Аномалии мейоза, вызывающие мужскую стерильность, в трансгенной линии табака res 91.2000. Цитология. Т. 42., N.12. С. 1159−1164.

10. Шамина Н. В., Вайсман Н. Я., Дорогова Н. В., Малецкий С. И. Интерзональные микротрубочки и мсйотичсская реституция двудольных. 2001. Цитология. Т.43. № 1. С. 33−38.

11. Shamina N.V., Dorogova N.V., Sidorchuk Iu.V., Deineko E.V., Shumny V.K. Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA tagged mutation in tobacco (Nicotiana tabacum L). 2001. Cell Biol. Internat. V.25. No. 1. P. 75−77.

12. Shamina N.V. Dorogova N.V. Excessive cytokinesis distortion of cell division caused by meimutationpaml. 997. Cell Biol. Internat. V. 21. No.12. P. 292−293.

Глава 5.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Цитокинез является комплексным многокомпонентным процессом, включающим в себя множество элементарных событий и протекающим в несколько этапов. Все это создаст значительные трудности для цитологического анализа цитокинеза и объясняет существенный недостаток данных о структурных механизмах этого процесса. Предложенный нами подход позволил обойти многие из этих трудностей, поскольку с его помощью можно разложить процесс цитокинеза на отдельные события и промежуточные стадии, и проследить участие в нем конкретных клеточных структур и компонентов. Благодаря такому подходу нам удалось проанализировать процессы перестройки, динамики и взаимодействия различных субклеточных структур на этапе построения дочерней мембраны. Это дало возможность не просто получить новую информацию об особенностях цитокинеза у высших растений, но существенно расширить представления об основных структурно-морфологических закономерностях этого процесса. К обобщенной схеме цитокинеза, изложенной нами в заключительной главе обзора литературы, мы добавили следующие важные этапы и механизмы: 1) переход отделения ядра к делению цитоплазмы индуцируется специальным молекулярным сигналом — активатором цитокинеза- 2) механизм образования фрагмопласта достаточно пластичен и может быть обусловлен, как полимеризацией новых микротрубочковых фибрилл, так и перестройкой и реорганизацией уже существующих стабильных пучков МТ, входящих в состав веретена деления- 3) фрагмопласт является автономной структурой, способной к самостоятельному центробежному движению, которое происходит благодаря динамики образующих его МТ- 4) контакт клеточной пластинки с материнской мембраной является не просто заключительным этапом цитокинеза, но также сигналом к образованию дочерних мембран и включению механизма «выхода» из цитокинеза. Для активации такого механизма также необходим специальный молекулярный фактор, который ингибирует все события, связанные с этим процессом.

Наряду с общими механизмами деления цитоплазмы в растительной клетке в настоящей работе было уделено внимание некоторым специфическим чертам этого процесса, которые проявляются при делении материнских клеток пыльцы. Был детально описан характер различий между симультанным и сукцессивным цитокинезом, продемонстрирован механизм образования различных типов тетрад микроспор, показана роль аномалий цитокинеза в мейотической реституции.

Полученные нами данные можно анализировать не только в рамках поставленных здесь проблем и вопросов, связанных с цитокинезом, но и также с точки зрения некоторых общих аспектов деления клеток растений.

Один из аспектов касается динамики МТ цитоскелета в делении растительной клетки. Как мы уже неоднократно отмечали, смена этапов клеточного деления закономерно сопровождается изменениями в конфшурации микротрубочкового цитоскелета, то есть переходом из одной системы МТ в другую. Однако неизвестно, как осуществляется этот переход. Процесс образования фрагмопласта является своего рода демонстрацией структурного механизма, лежащего в основе этого процесса. Учитывая, что нам удалось обнаружить и описать два принципиально различных типа образования фрагмопласта, можно сделать вывод, что этот механизм достаточно гибкий и может модифицироваться в зависимости от внутриклеточных условий. Так, при сукцессивном цитокинезе фрагмопласт является производной веретена деления. Фактически при переходе к цитокинезу фибриллы веретена перегруппировываются и берут на себя функцию построения клеточной пластинки. Подобный механизм невозможен при симультанном цитокинезе, поскольку в этом случае необходима дополнительная полимеризация, и она на самом деле происходит за счет реактивации полюсных районов бывшего веретена деления. Таким образом, в клетках растений образование одной и той же в функциональном отношении системы может происходить как за счет реорганизации более ранней структуры, так и за счет образования новых фибрилл. А это означает, что микротрубочковые структуры нового порядка могут формироваться не только благодаря процессам деполимеризацииреполимеризации, что является общепризнанным механизмом. Но и также благодаря пространственному перемещению и перераспределению стабильных пучков МТ. На аналогичном механизме основано и центробежное движение фрагмопласта. Функциональная активность фрагмопласта обусловлена, на наш взгляд, динамичным взаимодействием МТ с моторными белками, о значении которых в цитокинезе известно на основании литературных данных. Сопоставление этих данных с характером изменения морфологии микротрубочковых фибрилл, который мы наблюдали при сукцессивном цитокинезе, позволило нам обосновать новую модель центробежного движения фрагмопласта. Линии ППГ, у которых обнаружен цитологический фенотип «фрагмопласт без клеточной пластинки», можно рассматривать как перспективные клеточные системы для проверки этой модели и дальнейшего изучения механизмов этого процесса.

Другой аспект связан с изучением закономерностей мсйотического деления, как такового. Значительную часть нашей коллекции составляла группа мейотических мутантов с ранее неизвестным первичным морфологическим эффектом. В результате нашей работы был описал цитологический фенотип этих линий и определено ключевое нарушение мейотического события, вызванного соответствующей мутацией. Это дает представление о клеточной функции гена, экспрессия которого в результате данной мутации нарушена. И сама по себе эта информация может быть хорошим заделом для дальнейших исследований на молекулярно-гснетическом уровне, позволяющими определить, какие гены экспрессируются в процессе мейоза.

Еще один важный аспект касается временного контроля клеточного деления. Можно было с большой долей вероятности предполагать существование специального сигнала — «активатора» цитокинеза, так же как и сигнала, отключающего этот процесс. Однако, никаких экспериментальных данных, подтверждающих это предположение, получено не было. Наши результаты являются фактическим подтверждением существования таких сигналов, как на структурном, так и па молекулярном уровне.

И последний аспект, на который нам хотелось бы обратить внимание, связан с механизмами мейотичеекой реституции. Этот аспект в значительной степени носит прикладной характер, поскольку образцы растений, демонстрирующие различные варианты блока цитокинеза, формируют нередуцированные гаметы, что является ценным селекционным признаком. Но, кроме того, понимание механизмов реституции дает представление об одном из путей эволюции растений. В литературе описан только единственный факт, когда нарушения цитокинеза приводят к появлению жизнеспособных нередуцированных гамет. Это — преждевременный цитокинез после первого деления мейоза в сочетании с отсутствием сегрегации хромосом во втором делении. Мы показали на конкретных примерах, что для мейотичеекой реституции благоприятны все варианты нарушений цитокинеза, которые сопровождаются блоком образования клеточной пластинки, либо предотвращающие последний этап цитокинеза — слияние мембранных пузырьков.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.Е. Сравнительная структурно-функциональная характеристика цитоскелета животных и высших растений //Журнал Общей Биологии. 1996. Т. 57. С. 293−324.
  2. Голубовская И. Н, Машнснков А. С. Множественные нарушения мейоза у кукурузы, вызываемые одной рецессивной мутацией // Генетика. 1977. Т. 13 (11). С. 1910−1915.
  3. Н.А. Аномалии мейоза у пшеницы Мильтурум 553, моносомнон по хромосоме 3D // Цитология и Генетика. 1990. Т. 24. С. 7−10.
  4. Э. Н. Получение мейотических тетраплоидов сахарной свеклы с помощью мутации, приводящей к образованию иередуцированных гамет // Генетика сахарной свеклы. Новосибирск. 1984. С. 161−182.
  5. О. С. О путях образования нередуцированных микроспор у черешни //Цитология и генетика. 1979. Т. 13. № 3. С. 343—346.
  6. Т. А., Щапова А. И. Мейоз у фертильных пшенично-пырейных полигаплоидов//Цитология. 1989. Т. 31,№ 1. С. 108—110.
  7. Н.В., Дорогова Н. В., Загорская А. А., Дейнеко Е. В., Шумный В. К. Аномалии мейоза, вызывающие мужскую стерильность, в трансгснной линии табака res 91 // Цитология. 2000. Т. 42. №.12. С. 1159−1164.
  8. Н.В. Динамика микротрубочек цитоскелета в мейозе высших растений. 1. Околоядерное кольцо микротрубочек и построение мейотического веретена // Цитология. 2003 Т. 45. Ш. С. 650−654.
  9. Н. В., Рузапкина Я. С., Соспихнна С. П. Нарушение структуры веретена деления мутацией mei 10 в мужском мейозе у ржи // Цитология. 1994. Т. 36, № 2. С. 189—194.
  10. А. И., Потапова Т. А. Генетическая обусловленность образования реституционных ядер в мейозе полигаплоидов // Цитогенетика сельскохозяйственных растений. Новосибирск. 1989. С. 4—17.
  11. А. И., Потапова Т. А., Кравцова JI. А. Гснстичсская обусловленность нерасхождения хромосом в мейозе пшенично-ржаных полигаплоидов // Генетика. 1987 (а). Т. 23, № 1. С. 473—481.
  12. А. И., Потапова Т. А., Кравцова JI. А. Причины отсутствия редукции числа хромосом в гаметах пшенично-ржаных гибридов // Цитология. 1987 (б). Т. 29. С. 831−840.
  13. Allen R.D., BowenC.C. Fine structure of Psiloium nudum during division // Cariologia. 1966. V. 19. P. 299−342.
  14. Alfano F, Errico A., Conicclla C. Potato mciotic mutants and importance of changes in the cytoskelcton // Cell Biol. Intemat. 1997.V. 21. P. 3−5.
  15. Amor Y., Haigler C.H., Johnson S., Wainscott M., Delmer D.P. A membrane-associated form of sucrose synthase and its potential role in synthesis of cellulose and callose in plant // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 9353−9357.
  16. Assaad F.F., Mayer U., Lukowitz W., Jucrgcns G. Cytokinesis in somatic plant cells// Plant. Phisiol. Biochem. 2001. V. 35. P. 177−184.
  17. Asada Т., Sonobe S., Shibaoka II. Microtubule translocation in the cytokinetic apparatus of cultured tobacco cells // Nature. 1991. V. 350. P. 238−241.
  18. Asada T, Shibaoka H. Isolation of polypeptides with microtubule with microtubule-translocating activity from phragmoplast of tobacco BY-2 cells // J. Cell Sci. 1994. V. 107. P. 2249−2257.
  19. Asada Т., Kuriyama R., Shibaoka H. TKRP125, a kinesin-related protein involved in the centrosome-independcnt organization of the cytokinetic apparatus in tobacco//J. Cell Sci. 1997. V. 110. V. 179−189.
  20. Apostolakos P., Galatis B. Induction, polarity and spatial control of cytokinesis in some abnormal subsidinaiy mother cclls of Zea mays. Protoplasma. 1987. V.140. P. 26−42.
  21. Bajer A. Fine studies on phragmoplast and cell platee formation. Chromosoma 1968. V. 24. P. 383−417.
  22. Bajer A., Allen R.D. Role of phragmoplast filaments in cell plate formation // J. Cell Sci. 1966. V. 1. P. 455−462.
  23. Bajer A.S., Mole-Bajer J. Asters, poles and transport properties within spindlelike micrptubule arrays //Cold Spring Harbor Symp. 1982. V. 46. P. 263−283.
  24. Bajer A., Mole-Bajer J. Reorganization of microtubules in endosperm cells and cell fragments of the higher plant Haemanthus in vivo //J. Cell Biol. 1986. V.102. P. 263−281.
  25. Barroso C, Chan J, Allan V, Doonan J, Husscy P, Lloyd C. Two kincsin-rclated proteins associated with the cold-stable cytoskeleton of carrot cells: characterization of a novel kinesin, DcKRP120−2. // Plant J. 2000. V. 24. P. 859−68
  26. Bogre L., Calderini O., Binarova P., Mattauch M., Till S. A MAP kinase is activated late in plant mitosis and becomes localized to the plane of cell division // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 101−113.
  27. Brown R., Dyer A.F. Cell division in higher plants // Plant Phisiol. 1972. V. 6. P. 49−90.
  28. Brown R.S., Lemmon B.E. The cytokinctic apparatus in meiosis: control of division plane in the absence of a preprophase band of microtubules // The cytoskeletal basis of plant growth and form. Academic Press. 1991. P. 259−273.
  29. Brown R.C., Lemmon B.E. Nuclear cytoplasmic domain, microtubules and organelles in microsporocytes of the slipper orchid Cypripedium californicum A. Gray dividing by simultaneous cytokinesis // Sex. Plant Rcprod. 1996. V. 9. P. 145 152.
  30. Brown R.C., Lemmon B.E. Transition from mitotic apparatus to cytokinetic apparatus in pollen mitosis of the slipper orchid // Protoplasma. 1997. V. 198. P. 4352.
  31. Brown R.C., Lemmon B.E. The cytoskeleton and polarization during pollen development in Carex blanda (Cyperaceac) // Am J Bot. 2000. V. 87(1). P. 1−11.
  32. Brown R.C., Lemmon B.E. The cytoskeleton and spatial control of cytokinesis in the plant life cycle//Protoplasma. 2001. V. 215. P. 35−49.
  33. Brumfield R.T. Asimmetrical spindle in the first microspore division of certain angiosperms// Amer. J. Bot. 1941. V. 28. P. 707−721.
  34. Buvat R. Electron microscopy of plant protoplasma // Int. Rev. Cytol. 1963. V. 69. P. 14−41.
  35. Burgess R.W., Deiteher D.L., Sehvvarz T.L. The synaptic protein syntaxinl is required in dividing for ccllularization of Drosophila embryos // J. Cell Biol. 1997. V. 138. P. 861−875.
  36. Byers T.J., Armstrong P.B. Membrane protein redistribution during Xenopus first cleavage. J. Cell Biol. 1986. V. 102. P. 2176−2184.
  37. Caldcrini O., Borgc L., Viccntc O., Binarova P., Hcbcrlc-Bors E., Wilson СНА ccll cycle regulated MAP kinase with a possible role in cytokinesis in tobacco cells. 1998. J. Cell Sci. V. 111. P. 3091 -3100.
  38. Chan J., Jensen C.G., Jensen L.C.W., Bush M., Lloyd C.W. The 65-kDa carrot microtubule-associated protein forms regularly arranged filamentous cross-bridges between microtubules//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 14 931−14 936.
  39. Cho S-O, Wick S.M. 1990. Distribution and function of actin in developing stomatal complex of winter rye (Secale cereale cv. Puma). Protoplasma. 157: 154 164.
  40. Clayton L., Black C.M., Lloyd C.W. Microtubule nucleating sites in higher plant cells identified by an auto-antibody against pericentriolar material. J. Cell Biol. 1985. V. 101. P. 319−324.
  41. Clayton L., Lloyd C.W. Actin organization during the cell cycle in meristemattc plant cells. Actin is present in the cytokinctic phragmoplast. Exp Ccll Res. 1985. V. 156. P. 231−238.
  42. Cronshaw J., Esau K. Cell division in leaves of Nicotiana II Protoplasma. 1968. V. 65. P. 1−24.
  43. Cutter E.G., Hung C.Y. Symmetric and asymmetric mitosis and cytokinesis in the root tip of Hydrocharis morsus-ranac (L). J. Cell Sci. 1972. V. 2. P. 723−737.
  44. Dauwalder M., Whaley W.G. Pattern of incorporation of H-galactose of Zea mayz root tips // J. Cell Sci. 1974. V. 14. P. 11−27.
  45. DeMey J., Lambert A.M., Bajer A.S., Moeremans M., DeBrabander M. Visualization of microtubules in interphase and mitotic plant cells of Haemanthus endosperm with the immunogold staining method // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1982. V. 79. P. 1898−1902.
  46. Dustin P. Microtubules. New York, Springer-Verlag, 1978. 98 p.
  47. Euteneuer U., Mcintosh J.R. Polarity of midbody and phragmoplast microtubules //J. Cell Biol. 1980. 87: 509−515.
  48. Evert R.F., Deshpande B.P. An ultrastructural study of cell division in the cambium //Amer. J. Bot. 1970. V. 57. P. 942−961.
  49. Fishking D.J., Wang Y-L. New horizons for cytokinesis // Curr. Biol. 1995. V. 7. P.23−31.
  50. Frey-Wyssling A., Lopez-Saez J.F., Muhlenthaler K. Formation and development of the cell plate //J.Ultrastr. Res. 1964. V. 10. P. 422−432.
  51. Fukuda K, Sakamoto S. Studies on unreduced gamete formation in hybrids between tetraploid wheats and Aegilops squarrosa L. // Hereditas. 1992. V. 116. P. 253−255.
  52. Galatis В., Apostolakos P., Katsarov C. Experimental studies and function of cortical cytoplasmic zone of preprophase microtubule band involved in the development of stomata of Vigna sinensis (L) // Protoplasma. 1984. V. 22. P. 11−26.
  53. Gallagher K., Smith L.G. Discordia mutations specifically misorient asymmetric cell division during development of maize leaf epidermis // Development. 1999. V. 117. P. 149−162.
  54. Genualdo G., Errico A., Tiezzi A., Conicella C. a-Tubulin and F-actin distribution during microsporogenesis in a 2n pollen producer of Solanum. Genome. 1998. V.41.P. 636−641.
  55. Goddard R.H., Wick S.M., Silflow C.D., Snustad D.P. Microtubule components of the plant cell cytoskelcton // Plant Physiol. 1994. V. 104. P. 1−6.
  56. Gu X., Verma D.P.S. Dynamics of phragmoplastin in living cells during cell plate formation and uncoupling of cell division// Plant Cell 1997. V. 9. P.157−169.
  57. Guertin D. A, Venkatram S., Gould K.L., McCollum D. Dmal prevents mitotic exit and cytokinesis by inhibiting the septation initiation network (SIN) // Dev Cell. 2002. V. 3(6). P. 779−90.
  58. Gunning B.E.S. The cytokinetic apparatus: its development and spatial regulation // In: The Cytoskelcton in Plant Growth and Development. Acadcmic Press, London, 1982. 229−292 p.
  59. Gunning B.E.S., Steer M. Ultrastructure and the biology of plant cell. London, Arnold. 1975.312 р.
  60. Gunning B.E.S., Wick S. Preprophase bands, phragmoplasts, and spatial control of cytokinesis. J. Cell Sci. 1985. Suppl. 2. P. 157−179.
  61. Hasezawa S., Kumagai F. Dynamic changes and the role of the cytoskeleton during the ccll cycle in higher plant cclls // Int. Rev. Cytol. 2002. V.214. P161 -91.
  62. Hasezawa S., Nagata T. Microtubule organizing ccntcrs in plant cells // Protoplasma. 1993. V. 176. P. 64−74.
  63. Hawes C.R., Juniper BE, Home J.C. Low and high voltage electron microscopy of mitosis and cytokinesis in maize roots // Planta. 1981.V. 152. P. 397−407.
  64. Hulskamp M., Parekh N.S., Grini P., Schneitz K., Zimmerman I. The STUD gene is required male-specific cytokinesis after telophase 2 of mciosis in Arabidopsis thaliana mutant // Plant J. 1997. V. 11. P. 659−669.
  65. Ileese M., Mayer U., Jurgcnz G. Cytokinesis in flowering plants: ccllular process and developmental integration // Curr. Opin. Plant Biol. 1998. V. 1. P. 486−4
  66. Hepler PK. Membranes in the mitotic apparatus in barley cells // J. Cell Biol. 1980. V. 86. P. 490−499.
  67. Hepler P.K. Endoplasmic reticulum in the formation of the cell plate and plasmodcsmata//Protoplasma. 1982. V. 111. P. 121−133.
  68. Hepler P. K, Bonsignore C.L. Caffeine inhibition of cytokinesis: ultrastructure of cell plate formation/degeneration//Protoplasma. 1990. V. 157. P. 182−192.
  69. Hepler P. K, Jackson W. Isopropil N-phcnylcarbamatc affects spindle microtubule orientation in dividing endosperm cells of Haemanthus katherinae Baker//J. Cell Sci. 1969. V. 5. P. 727−743.
  70. Hepler P.K., Newcomb E.H. Fine structure of the cell plate formation in the apical meristem Phaseolus roots//J. Ultrastr. Res. 1967. V. 19. P. 498−513.
  71. Hepler P.K., Wolniak S.M. Membranes in the mitotic apparatus: their structure and function//Int. Rev. Cytol. 1980. V. 90. P. 169−238.
  72. Hong Z., Delaney A.J., Verma D.P.S. A cell plate-specific callose synthase and its interaction with phragmoplastin // Plant Cell. 2001. V. 9. P. 157−169.
  73. Ilogan С. Microtubule patterns during mciosis in two higher plant species // Protoplasma. 1987. V. 138. P. 126−136.
  74. Jones M.G.K., Payne H.L. Cytokinesis in Impatiens balsamina and the effect caffeine//Cytobios. 1977. V.20. P. 79−91.
  75. Joshi H.C., Palevitz B.A. y-tubulin and microtubule organization in higher plants //Trend Cell Biol. 1996. V. 6. P. 41−44.
  76. Juneper B.E., Lawton J.R. The effect of caffeine, different fixation regimes and low temperature on microtubules//Planta. 1979. V. 145. P.411−415.
  77. Kakimoto T, Shibaoka H. Actin filaments and microtubules in the preprophase band and phragmoplast of tobacco cells//Protoplasma. 1987. V. 140. P. 151−156.
  78. Kakimoto Т., Shibaoka H. Cytoskclctal ultrastructurc of pragmoplast-nuclei complexes isolated from tobacco cells // Protoplasma. 1988. Suppl.2. P. 95−103.
  79. Karsenti E. Self-organization of microtubules into bipolar spindles around artificial chromosomes in Xenopus egg extracts // Nature. 1996. V. 382. P. 420−425.
  80. Kilmartin J.V., Adams A.E.M. Structural rearrangement of tubulin and actin during the ccll cycle of the yeast Saccharomyces, // J. Cell Biol. 1984. V. 98. P. 922−933.
  81. Kozlov M.M. Dynamin: possible mechanism of «Pinchase» action // Biophys J. 1999. V. 77(1). P. 604−616.
  82. Kreitzer G., Marmorstain A., Okamota P., Valce R., Rodrigucs-Boulan E. Kinesin and dynamin are required for post-GoIgi transport of plasma-membrane protein //Nat. Ccll Biol. 2000. V. 2. P. 125−127.
  83. Kropf D.L., Quatrano R. S. Localization of membrane-associated calcium during development of fucoid algae, using chlorotetracycline // Planta. 1987. V.171. P. 158 170.
  84. Lam S. L. Origin and formation of unreduced gametes in the potato //J. Heredity. 1974. V. 65. P. 175−178.
  85. Lambert A-M. Microtubule-organizing centers in higher plants — evolving concepts//Bot. Acta 1995. V. 108. P. 535−537.
  86. Lambert M. A, Bajer A. Microtubule distribution and reversible arrest of chromosome movement induced by low temperature // Cytobiologie. 1972. V.15. P. 1−12.
  87. Lambert A.M., Lloyd C.W. The higher plant microtubule cycle. In: Microtubules. Wiley-Liss, Inc. 1994. P.325−341.
  88. Lauber M.N., Waithenegger I., Steinmann Т., Schwarz H., Mayer U. The Arabidopsis KNOLLE protein is a cytokinesis specific syntaxin //J. Cell Biol. 1997. V. 139. P. 1485−1493.
  89. Lim S., Hering G.E., Borisy G.G. Widespread occurrence of anti-troponin T crossreacting component in non-muscle cells // J. Cell. Sci.1986. V. 85. P. 1−19.
  90. Liu C.M., Johnson S., Wang T.L. Cyd, a mutant of pea that alter cmbrio morphology is defective cytokinesis // Dev. Genet. 1995. V. 16. P.321−331.
  91. Liu В., Cyr R.J., Palevitz B.A. A kinesin-like protein KatAp, in the cells of Arabidopsis and other plants//Plant Cell. 1996. V. 8. P. 119−132.
  92. Lloyd C. W, Hussey P. Microtubule-associated proteins in plants — why we need a map //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. V. 2. P. 40−47.
  93. Lloyd C.W. Actin in plants//J. Cell Sci. 1988. V. 90. P. 185−188.
  94. Lopez-Saes J. F., Risueno M.C., Gimenez-Martin G. Inhibition of cytokinesis in plants//Eur. J. Cell Biol. 1966. V. 14. P. 1851−90.
  95. Lukovitz W., Mayer U., Jurgens G. Cytokinesis in the Arabidopsis embrio involves the syntaxin-related KNOLLE gene product // Cell. 1996. V. 84. P. 61−71.
  96. Maan S.S., Sasakuma T. Fertility of amphihaploids in Triticinae. J. Hered. 1977. V. 68. P. 87— 94.
  97. Marc J. Microtubule-organizing centres in plants // Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 223−230.
  98. Machida Y., Nakashima M., Morikiyo K., Banno H., Ishikawa M., Soyano T. MAPKK-related protein kinase NPK1: regulation of the M phase of plant ccll cycle //J. Plant Res. 1998. V. 111. P. 243−246.
  99. Magnard J. L, Yang M., Chen Y. C, Leary M., McCormick S. The Arabidopsis gene tardy asynchronous meiosis is required for the nonnal pace and synchrony of cell division during male meiosis // Plant Physiol. 2002 V.127 (3). P. 1157−66.
  100. McElver J., Patton D., Rumbaugh M, Liu C., Yang L.J., Meinke D. The TITAN5 gene of Arabidopsis cncodcs a protein related to the ADP ribosylation factor family of GTP binding proteins // Plant Cell. 2000. V. 12(8). P. 1379−1392.
  101. Mendiburu A.O., Peloquin S.J. Sexual polyploidization and depolyploidization: some terminology and definitions //Theor. Appl. Genet. 1976. V. 49. P. 53−61.
  102. Mew M., Sek F.J., Moore R., Volkmann D., Gunning B.E.S., John P.C.L. Mitotic cyclin distribution during maize division: implication for sequence diversity and function of cyclins in plants//Protoplasma. 1997. V.200. P. 128−145.
  103. Mineyuki Y., Gunning B.E.S. A role for preprophase bands of microtubules in maturation of new cell walls and a general proposal on the function of preprophase band sites in the division of higher plants //J. Cell Sci. 1990. V.97. P. 527−537.
  104. Mineyuki Y. The preprophase band of microtubules: its function as a cytokinetic apparatus in higher plants // Int. Rev. Cytol. 1999. V. 187. P. 1−49.
  105. Mitchison T.J. Compare and contrast actin filaments and microtubules // Mol. Biol. Cell. 1992. V. 3(12). P. 1309−1315.
  106. Мок D.W.S., Peloquin S.J. Three mechansms of 2n pollen formaton in diploid potatoes//Can. J. Genet. Cytol. 1975. V. 17. P. 217−225.
  107. Mollenhauer H. U., Mollenhaucr B. A. Changes in the secretory activity of Golgi apparatus during the cell cycle in root tips of maize (Zea mays L.) II Planta. 1978. V. 138. P. 113−118.
  108. Nakamura S., Miki-IIirosigi II. Coated vesicles and cell plate formation in the microspore mother cell. J. Ultrastruct. Res. 1982. V. 80. P. 302−311.
  109. Nacry P., Mayer U., Jurgens G. Genetic dissection of cytokinesis // Plant Mol. Biol. 2000. V. 43. P. 719−733.
  110. Nickle T.C., Meynke D.W. A cytokinesis-defective mutant of Arabidopsis (cyt I) characterized by embryonic lethality, incomplete ccll walls, and cxccssivc callosc accumulation//Plant J. 1995. V. 15. P. 321−332.
  111. Newcomb E.H. Plant microtubules II Ann. Rev. Plant Physiol. 1969. V. 20. P. 253−288.
  112. Nguyen H., Brown R.C., Lemmon B.E. Patterns of cytoskcletal organization reflect distinct developmental domains in endosperm of Coronopus Didytmis II Int. J. Plant Sci. 2001. V.162 (1). P. 1−14.
  113. Otegui M., Staehelin L.A. Cytokinesis in flowering plants: more than one way to divide a cell //Curr. Opin. Plant Biol. 2001. V.3. P.493 -502.
  114. Owen H.A., Makaroff C.A. Ultrastructure of microsporogenesis and microgametogenesis in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. ecotype Wassilewskija // Protoplasma. 1995. V. 185. P. 7−21.
  115. Palevitz B.A. Comparative effects of phalloidin and cytochalasin В on motility and morphogenesis in Allium И Can. J. Bot. 1980. V. 58. P. 773−785.
  116. Palevitz B.A. Actin in the preprophase band of Allium сера II J. Cell Biol. 1987. V. 104. P. 1515−1519.
  117. Palevitz B.A., Hepler P.K. The control of the plane of division during stoiuatal differentiation in Allium. I. Spindle reorientation // Chromosoma. 1974a. V.46. P. 297−326.
  118. Palevitz B. A, Hepler P.K. The control of the plane of division during stomatal differentiation in Allium. II. Drug studies//Chromosoma. 1974b. V.46. P. 327−341.
  119. Park S.T., Twell D. Novel patterns of ectopic cell plate growth and lipid body distribution in the Arabidopsis gemini pollen I mutant // Plant Physiol. 2001. V. 126 (2). P. 899−909.
  120. Parke J., Miller C., Anderton В. H. Higher plant myosin heavy-chain identified using a monoclonal antibody//Eur. J. Cell Biol. 1986. V. 41. P. 9−13.
  121. D. С., Goff С. W. Comparative effects of caffein, its analogues and calcium deficiency on cytokinesis//Exp. Cell Res. 1973. V. 78. P. 399−413.
  122. Pickett-Heaps J. D, Northcote D.H. Organization of microtubules and endoplasmic reticulum during mitosis and cytokinesis in wheat meristems // J. Cell Sci. 1966. V. l.P. 109−120.
  123. Peloquin S.J., Boteux L.S., Carputo D. Mcotic mutants in potato: valuable variants //Genetics. 1999. V. 153. P. 1493−1499.
  124. Pickett-Heaps J. D., Northcote D. H. Organization of microtubules and endoplasmic reticulum during mitosis and cytokinesis in wheat meristem // J. Cell Sci. 1972. V. l.P. 109−120.
  125. Porter K. R., Machado R. D. Studies on the endoplasmic reticulum. IV. Its form and distribution during mitosis in cclls of onion root tip // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1960. V. 7. P. 167−180.
  126. Preuss D., Rhce S., Davis R. W. Tetrad analysis possible in Arabidopsis with mutation of QUARTET (QRT) genes // Science. 1994. V. 264. P. 1458−1460.
  127. Putnam-Evans C., Harmon A.C., Palevitt B. A., Fechheimer M., Cormier M. J. Calcium-dependent protein kinase in localized with F-actin in plant cells // Cell Motil. Cytoskel. 1959. V. 12. P. 12−22.
  128. Ramanna M.S. The origin of unreduced microspores due to aberrant cytokinesis in the meiocytes of potato and its genetic signifcance // Euphytica. 1974. V. 23. P. 20−30.
  129. M.S. 1979. A re-examination of the mechanisms of 2n gamete formation in potato and its implications for breeding // Euphytica. V. 28. P. 537−561.
  130. Ramanna M.S. First division restitution gametes through fertile desynaptic mutants of potato //Euphytica. 1983. V. 32. P. 337−350.
  131. Ray L.B., Sturgill T.W. Rapid stimulation by insulin of a serine/threonine kinase in 3T3-L1 adipocytes that phosphorylates microtubule-associated protein 2 in vitro//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84(6). P.1502−1506.
  132. Reynolds J.O., Eisses J.F., Sylvester A.W. Balancing division and expancion during maize leaf morphogenesis: analysis of mutant, warty-1 //Development. 1998. V.125. P. 259−268.
  133. M. С., Gimencs-Martin G., Lopcs-Saci J. F. Experimental analysis of plant cytokinesis// Exp. Cell Res. 1968. V. 49. P. 136−147.
  134. Riley R, Chapman V. Haploids and polyhaploids in Aegilops and Triticum // Heredity. 1957. V. 11. P. 195—207.
  135. Roper W., Roper S. Centripetal wall formation in roots of Vida faba after caffcin treatment//Protoplasma. 1977. 93: 89−100.
  136. Sato S. Electrone microscope studies on the mitotic figure, phragmoplast and cell plate//Cytotogia. 1959. V. 24. P. 98−106.
  137. Samuels A.L., Giddings Jr.T.H., Staehclin L.A. Cytokinesisin tobacco BY-2 and root tip cells: a new model of cell plate formation in higher plants // J. Cell Biol. 1995. V. 130. P. 1345−1357.
  138. Schmit A. C, Vantard M., DeMey J., Lambert A.M. Aster-like microtubule centers establish spindle polarity during interphasc-mitosis transition in higher plant cells // Plant Cell Rep. 1983. V. 2. P. 285−288.
  139. Schmit A.C., Lambert A.M. Characterization and dynamics of cytoplasmic F-actin in higher plant endosperm cells during interphase, mitosis and cytokinesis // J. Cell Biol. 1987. V. 105. P. 2157−2166.
  140. Schmit A. C., Lambert A. M. Microinjected phalloidin in vivo reveals the F-actin dynamics and in vivo reveals the F-actin in higher plant cclls // Plant Cell. 1990 V. 2. P. 129−138.
  141. Schmit L.G., Gerttula S.M., Han S., Levy J. TANGLED 1: a microtubule binding protein for the spatial control of cytokinesis in maize. J Cell Biol. 2001. V. 152. P. 231−236.
  142. Schopeer C.R., Hepler P.K. Distribution of membranes and cytoskeletone during cell plate formation in the pollen mother cells of Tradescancia // J. Cell Sci. 1991. V. 100 P. 717−728.
  143. Siddigi I., Ganesh G., Grossniklaus U., Subbiah V. The dyad gene is required for progression through female meiosis in Arabidopsis // Development. 2000. V.127. P. 197−207.
  144. Shao X.G., Fernandez I., Zhang X.Y. Rizo J. Synaptotagminsyntaxin interaction: the C2 domain as a Ca-dcpendent electrostatic switch // Neuron. 1997. V. 18. P. 133−142.
  145. Smirnova E. A, Bajer A.S. Spindle poles in higher plant mitosis // Cell Motil. Cytoskel. 1992. V. 23. P. 1−7.
  146. Smirnova E.A., Cox D.L., Bajer A.S. Antibodies against phosphorylatcd proteins MPM-2 recognizes mitotic microtubules in endosperm cells of higher plant Haemanthus// Cell Motil. Cytoskelet. 1995. V.41. P.271−280.
  147. Smirnova E.A., Rcddy A.S., BowscrJ., Bajer A.S. Minus end-directed kinesin-like motor protein, Kcbp, localizes to anaphase spindle poles in Haemanthus endosperm//Cell Motil. Cytoskeletone. 1998. V.41. P. 271−280.
  148. Smith L.G. Divide and conquer: cytokinesis in plant cells // Curr. Opin. Plant Biol. 1999. V.2. P.447−453.
  149. Song I-I., Golovkin M., Rcddy A. S, Endow SA. In vitro motility of AtKCBP, a calmodulin-binding protein of Arabidopsis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 322−327.
  150. Sollner R., Glasser G., Wanner G., Somerville C.R., Jurgens G., Assaad F.F. Cytokinesis-defective mutants of Arabidopsis // Plant Physiol. 2002. V. 129(2). P. 678−690.
  151. Spielman M., Preuss D., Li F-L., Browne W.E., Scott R.J. Tetraspore is required for male meiotic cytokinesis in Arabidopsis thaliana // Development. 1997. V. 124. P. 2645−2657.
  152. Staehelin L.A., Hepler P.K. Cytokinesis in higher plants // Cell. 1996. V.84. P. 821−824.
  153. Staiger C. H, Cande W.Z. Microtubule distribution in dv, a maize meiotic mutant defective in the prophase to mctaphase transition // Developmental Biology. 1990. 138:231−242.
  154. Staiger C. H, Cande W.Z. Microfilament distribution in maize meiotic mutants correlates with microtubule organization // Plant Cell. 1991. V. 3. P. 637−644.
  155. Staiger С. II, Cande W.Z. Cytoskcletal analysis of maize meiotic mutants. In: Molecular and Cell Biology of the Plant Cell Cycle. Kluver Academic Press, 1993. P. 157−171.
  156. Staiger C. H, Schliwa M. Actin localization and function in higher plants. Protoplasma. 1987. V. 141. P. 1−12.
  157. Stals H., Bauwcns S., Traas J., Van Montagu M., Engler G., Inzc D. Plant CDC2 is not only targeted to the pre-prophase band, but also co-localizes with the spindle, phragmoplast, and chromosomes // FEBS Letters. 1997. V. 418. P. 229−234.
  158. Stoppin V., Vantard M., Schmit A. M, Lambert A.M. Isolated plant nuclei nucleate microtubule assembly: the nuclear surface in higher plants has centrosome-like activity //Plant Cell. 1994. V. 6. P. 1099−1106.
  159. Sylvester A.W. Division decisions and the spatial regulation of cytokinesis // Curr. Opin. Plant Biol. 2000. V. 3.P. 58−66.
  160. Traas J.A., Bellini C., Nacry P., Kronenberger J., Bouchez D. Normal differentiation pattern in plants lacking microtubular preprophase band // Nature. 1995. V.375. P. 676−677.
  161. Traas J.A., Doonan J.H., Rawlins D.J., Shaw P.J., Watts J., Lloyd C.W. An actin network is present in cytoplasm throughout the cell cycle of carrot cells and associates with the dividing nuclcus HI. Ccll Biol. 1987. V. 105. P. 387−395.
  162. Traas J. A., Burgain S., Dumas de Vaulx R. The organization of the cytoskeleton during meiosis in eggplant Solanum melongena L.: Microtubules and F-actin are both necessary for coordinated meiotic division // J. Cell Sci. 1989. V. 92. P. 541 550.
  163. Torres-Ruiz R.A., Jurgens G., Mutations in the FASS gene uncouple pattern formation and morphogenesis in Arabidopsis development // Development. 1994. V. 120(10). P. 2967−2978.
  164. Valster A.H., Pierson E.S., Valenta R., Hepler P.K., Emons A.M.C. Probing the plant actin cytoskeleton during and interphase by prolllin microinjection // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 1815−1824.
  165. Van der Wounder W.J., Morre D.J., Bracker C.E. Isolation and characterization of secretory vesicles in germinated pollen in Liliutn LongiJJorum И J. Cell Sci. 1971. V. 8. P. 331−351.
  166. VanLammeren A.A.M., Keijzer C.J., Willemse M.T.M., Kiefl H. Structure and function of the microtubular cytoskeleton during pollen development in Gasteria verrucosa (Mill.) H. Duval //Planta. 1985. V. 165. P. 1−11.
  167. Vantard M., Levilliers N., Hill A. M, Adoutte A, Lambert A.M. Incorporation of Paramecium tubulin into higher plant cells reveals functional sites of microtubule assembly // Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. USA 87: 8825−8829.
  168. Vantard M, Stoppin V, Lambert AM. Ccll cycle dependent nucleation and assembly of plant microtubular proteins. Int. Rev. Cytol. 179: 302−318.
  169. Vaughn K.C., Hoffman J.C., Hahn M.G., Stachclin L.A. The herbicide dichlobenil disrupts cell plate formation: immunogold characterization // Protoplasma. 1996. V. 194. P. 145−149.
  170. Vaughn K.C., Harper J.D. Microtubule-organizing centers and nucleating sites in land plants//Int. Rev. Cytology. 1998. V. 181. P. 75−141.
  171. Veilleux R.E., McHale N.A., Lauer F.I. 2n gametes in diploid Solanum: frequency and types of spindle abnormalities // Can. J. Genet. Cytol. 1982. V. 24. P. 301−314.
  172. Venverloo C.J., Goosen-dcRoo L., van Spronsen P.C., Libbenga K.R. 1984. Effect of 2,4-dichlorobenzonitrile on phragmosome, band of microtubules and cytokinesis//J. Plant Phisiol. 1984. V. l 16. P.225−234.
  173. Venverloo C. J, Libbenga K.R. Regulation of the plane of cell division in vacuolated cells. I. The function of nuclear positioning and phragmosome formation //J. Plant Physiol. 1987. V. 131. P. 267−284.
  174. Verma D.P.S. Cytokinesis and building of the ccll plate in plants // Annu. Rev. Plant Mol. Biol. 2001. V.52. P. 751−784.
  175. Verma D.P.S., Gu X. Vesicle dynamics during cell plate formation in plants // Trends Plant Sci. 1996. V. 1. P. 145−149.
  176. Vorsa N, Ortiz R. Cytology of 2n pollen formation in a blueberry aneuploid (2n= 4x+9=57) // J. Hercd. 1992.V. 83. P. 346−349.
  177. Wada В. The mechanism of mitosis based on studies of the submicroscopic structure and of the living state of Tradescancia cells // Cytologia. 1950. V.10. P. 158−179.
  178. Wada B, Kusunoki F. Spindle membrane in meiosis of pollen mother cells of Tradescantia and in mitosis of endosperm cells of Zephyranthes И Cytologia. 1964 (Tokyo). V. 29. P. 109−111.
  179. Watanabe K, Peloquin S.J. Cytological basis of 2n pollen formation in a wide range of 2x, 4x, and 6x from tuber-bearing Solamtm species // Genome. 1993. V.36. P. 8−13.
  180. Werner J. E, Peloquin S.J. Occurrence and mechanisms of 2n egg formation in 2x potato // Genome. 1991. V. 34. P. 975−982.
  181. Wick S. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cells. III. Transition between mitotic/cytokinetic and interphase microtubule arrays //Cell Biol. Intern. Rep. 1985. V. 9. P. 357−371.
  182. Wick S.M., Duniec J. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cclls. I. Prcprophase band development and concomitant appearance of nuclear-associated tubulin //J. Cell Biol. 1983. V.97. P. 235−243.
  183. Wick S. M, Duniec J. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cclls. II. Transition between the pre-prophase band and the mitotic spindle // Protoplasma. 1984. V. 122. P. 45−55.
  184. Wilson H.J. Endoplasmatic reticulum and microtubule formation in dividing cells // Planta. 1970. V.94. P. 184−190.
  185. Zhang D, Wadsworth P., Hepler P.K. Microtubule dynamics in living dividing plant cells: Confocal imaging of microinjected fluorescent brain tubulin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 8820−8824.
  186. Zuo J., Niu Q-W., Nishizawa N., Wu Y" Kost В., Chua N-H. KORRIGAN an Arabidopsis endo-1,4 glucanase, localized to the cell plate by polarized targeting is essential for cytokinesis //Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1137−1152.
  187. Yasuhara H., Muraoka M., Shogaki H., Mori II., Sonobe S. TMBP200, a microtubule bundling polypeptide isolated from telophase tobacco BY-2 cells is a MORI homologue // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43(6). P. 595−603.
  188. Yasuhara II., Sonobc S., Shibaoka II. Effects of brcfeldin A on the formation of the cell plate in tobacco BY-2 cells // Eur. J. Cell. Biol. 1995. V.66. P. 21−29.
  189. Yasuhara H., Sonobe S., Shibaoka II. Effects of taxol on the development of the cell plate and of the phragmoplast in tobacco BY-2 cells // Plant Cell Physiol. 1993. V. 34. P. 21−29.
  190. Yeoman M.M. Cell division in higher plants. London: Acad. Press, 1976. P. 435−438.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!