Структурно-функциональное исследование теломеразы дрожжей Saccharomyces cerevisiae

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Длина теломер регулируется благодаря многочисленным белкам, ассоциированным с теломерной ДНК. Непосредственно синтез теломеры осуществляется сложным рибонуклеопротеидным комплексом — теломеразой. Практически сразу после открытия активности, удлиняющей теломер-подобные олигонуклеотиды, в клеточных лизатах многих организмов, было показано, что синтез теломерной ДНК осуществляется с помощью реакции… Читать ещё >

Структурно-функциональное исследование теломеразы дрожжей Saccharomyces cerevisiae (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

Глава I. Обзор литературы. Структура теломеразного комплекса
- 1. Структура и функции теломеразных РНК
  - 1. 1. Первичная структура теломеразных РНК
  - 1. 2. Матричный район теломеразных РНК
  - 1. 3. Роль элементов вторичной структуры РНК в функционировании теломеразы
- 2. Теломеразные обратные транскриптазы
  - 2. 1. Структурные особенности теломеразных обратных транскриптаз
  - 2. 2. Регуляция экспрессии ТЕЫТ позвоночных--.,
- 3. Белки, ассоциированные с теломеразным комплексом
Глава II. Результаты и их обсуждение
- 1. Выделение и очистка теломеразного комплекса Я. сеге>Ыае
  - 1. 1. Ультрацентрифугирования в градиенте плотности глицерина
  - 1. 2. Ионообменная хромтография
- 2. Функциональные свойства теломеразного комплекса Я. сегеу’тав
  - 2. 1. Процессивность
  - 2. 2. Нуклеазная активность
  - 2. 3. ДНК-зависимая-ДНК-полимеризующая активность
- 3. Структурное исследование теломеразного РНП
  - 3. 1. Метод фотоаффинного химического сшивания
  - 3. 2. Введение аффинных эпитопов в первичную структуру Ев12р
  - 3. 3. Идентификация некоторых компонентов теломеразного комплекса
Глава III. Материалы и методы
- 1. Реактивы.
- 2. Биопрепараты
- 3. Штаммы
  - 3. 1. Escherichia col
  - 3. 2. Saccharomyces cerevisiae
- 4. Буферы, наиболее часто используемые в работе
- 5. Выделение суммарного дрожжевого экстракта
- 6. Фракционирование S100 экстракта в градиенте плотности глицерина 15−40%
- 7. Анионообменная хроматография на DEAE-агарозе
- 8. РНК-блот-гибридизация
- 9. Определение теломеразной активности
- 10. Детекция нуклеазной активности
- 11. Делетирование гена теломеразной РНК в составе хромосомы
  - 11. 1. Трансформация клеток Escherichia col
  - 11. 2. Выделение суммарной ДНК дрожжей
  - 11. 3. Создание конструкций для делеции TLC
    - 11. 3. 1. Получение фрагмента ДНК, соответствующего гену
TLC1 и 5'-прилегающего района
- 11. 3. 2. Получение конструкции pYTR+
  - 11. 3. 2. Получение конструкции pYTR+TRP
  - 11. 4. Трансформация клеток Saccharomyces cerevisiae
  - 11. 5. Анализ полученных трансформантов
  - 11. 5. 1. ПЦР.НО
  - 11. 5. 2. Выделение суммарной РНК дрожжей
- 12. Определение первичной структуры олигонуклеотидов методом Максама-Гилберта
- 13. Детекция ДНК-зависимой-ДНК-полимеризующей активности
- 14. Фотоаффинное химическое сшивание
- 15. Введение аффинных эпитопов в первичную структуру Est2p
  - 15. 1. Создание конструкций для введения аффинных эпитопов
    - 15. 1. 1. Получение фрагмента ДНК, соответствующего 3'району гена EST2 и прилегающей к нему области
    - 15. 1. 2. Получеие конструкции МЕР
    - 15. 1. 3. Получение конструкции MES
    - 15. 1. 4. Определение первичной структуры ДНК по Сэнгеру
    - 15. 1. 5. Получение конструкций pMEMl и рМЕМ
    - 15. 1. 6. Получение конструкции pMEZ
  - 15. 2. Трансформация клеток дрожжей фрагментами ДНК и анализ трансформантов
    - 15. 2. 1. ПЦР
    - 15. 2. 2. Иммуноблотинг
- 16. Иммунное осаждение теломеразного комплекса
- 17. Идентификация компонентов теломеразного комплекса с помощью MALDI- и ESI-масс-спектрометрии
Выводы

Около 30 лет назад руский ученый А. М. Оловников сформулировал проблему репликации концов линейных эукариотических хромосом [1]. Она состоит в том, что обычные ДНК-зависимые-ДНК-полимеразы осуществляют синтез ДНК с помощью затравки в направлении 3'-конца растущей цепи [2], после удаления РНК-затравки З'-конец линейной матричной цепи ДНК остается недо-реплицированным и дочерняя клетка после сегрегации получит хромосому, у которой с одного из концов выступает З'-одноцепочечный фрагмент ДНК (так называемый З'-оверхэнг). Последующие клеточные деления должны приводить к дальнейшему укорочению хромосомной ДНК при условии отсутствия компенсаторного механизма [1]. И действительно, было показано [3], что при культивировании обычных соматических клеток (фибробластов человека) происходит постепенное укорочение терминальных районов хромосом. Достигнув некоторого критического значения (что составляет примерно 40−50 клеточных удвоений), укорочение хромосом замедлялось, но в большинстве случаев сопровождалось остановкой клеточного деления. Крайне интересным оказалось то, что подобного укорочения хромосом не происходит в клеточных культурах раковых клеток, чья способность к поддержанию в культуре поистине уникальна для клеток высших эукариот. Таким образом, возникла теория о существовании, во-первых, так называемого репликативного потенциала клеток, который составляет 40−50 делений в случае соматических и практически неограничен в случае раковых клеток, и, во-вторых, некоторого клеточного механизма, который при каждом делении раковых клеток компенсирует укорочение хромосомной ДНК [1]. Однако только спустя 12 лет в клетках простейших эукариот Те^акутепа МегторЬИа исследователям удалось обнаружить фермент — теломеразу, являющуюся частью предсказанного Оловниковым компенсаторного механизма [4].

Концы линейных эукариотических хромосом представляют собой особые ДНК-белковые структуры: теломерная ДНК состоит из множества тандемных повторов (от нескольких десятков до тысяч) и ассоциированных с ними белков [5]. Теломерный повтор образуют короткие (6−25 н.о.) последовательности нуклеотидов, в которых одна цепь богата остатками гуанина (О-цепь). Именно эта О-цепь образует З'-одноцепочечный выступающий фрагмент (О-оверхэнг) на концах линейных хромосом.

Функции теломер не ограничиваются только защитой хромосом от деградации и слияния, как полагали раньше [6]. Теломерные кластеры участвуют также в процессах транскрипционного молчания (теломерный эффект положения — ТЭП) [7, 8], расхождения хромосом в митозе [9, 10], контроле клеточного цикла [11], движении хромосом и в формировании архитектуры ядра [12, 13].

Длина теломер регулируется благодаря многочисленным белкам, ассоциированным с теломерной ДНК [5]. Непосредственно синтез теломеры осуществляется сложным рибонуклеопротеидным комплексом — теломеразой. Практически сразу после открытия активности, удлиняющей теломер-подобные олигонуклеотиды, в клеточных лизатах многих организмов, было показано [4], что синтез теломерной ДНК осуществляется с помощью реакции обратной транскрипции по РНК-матрице, которая является компонентом теломеразного комплекса. В составе теломеразной РНК находится небольшая последовательность (9−30 н.о.), называемая матричным участком, которая взаимодействует с одноцепочечным 3'-выступающим концом теломеры с образованием гибридного РНК-ДНК дуплекса (рис. 1). Удлинение З'-конца теломерной цепи по матричному участку теломеразной РНК осуществляет обратно-транскриптазиая субъединица теломеразы (ТЕЩ). По достижении конца матричного района, элонгация останавливается, однако новообразованный 3-конец не диссоциирует, а лишь перемещается в начало матричного районатранслоцирует — и синтез продолжается снова. Таким образом, границы матрицы задают размер теломерного повтора, а способность фермента к множественным раундам элонгации-транслокации (процессивности) определяют длину самих теломер.

Рисунок 1. Предполагаемая схема удлинения З'-конца теломерной ДНК теломеразным РНП.

Есть основания полагать, что теломеры являются своего рода «молекулярными часами», отсчитывающими время жизни клетки: длина теломер уменьшается с каждым делением соматической клетки, достигая некоторого критического значения, когда клетка перестает делиться. Причем теломеразная активность в таких клетках полностью отсутствует, поскольку репрессирована экспрессия гена, кодирующего обратно-транскриптазную субъединицу.

Тенамершная обратная транскриптаза Связывание) «Элонгация) теломеразы. Однако при спонтанной или индуцируемой иммортализации (неопластическая трансформация или трансформация онкогенами) длина теломер не изменяется и остается стабильной при последующих клеточных делениях, а теломеразная активность резко возрастает. Интересно, что у большинства раковых клеток уровень теломеразной активности крайне высок, что делает теломеразу заманчивым объектом в антираковых исследованиях. Но настоящий «бум» произвели результаты, полученные в ходе следующего эксперимента [14]: раличные соматические клетки, у которых отсутствовала теломеразная обратная транскриптаза, трансформировали векторной ДНК, экспрессирующей ген ТЕШ. Клетки, у которых «репликативный потенциал» составлял 40−50 удвоений, преодолевали этот барьер и продолжали делиться, причем проведенные исследования показали, что такие клетки не являются раковыми, что открывает широкие перспективы в использовании таких культур.

Несмотря повышенный интерес к теломерам и теломеразе, вопрос о структуре комплекса и регуляции его активности в настоящее время пока остается открытым. Существуют многочисленные данные, свидетельствующие о том, что помимо РНК и обратной транскриптазы в состав теломеразного РНП входят и другие компоненты, участвующие в регуляции теломеразной активности и обуславливающие многообразие функциональных особенностей комплекса. Поскольку регуляция активности теломеразы связана с процессами клеточного развития (дифференцировки, развития раковых опухолей, аппоптоза и др.), исследования, направленные на изучение структуры и функционирования теломеразного РНП, являются достаточно актуальными.

Дрожжи являются благодарным объектом в случае структурно-функционального исследования теломеразы. Культивирование клеток дрожжей не является столь дорогостоящим и трудоемким процессом, как в случае культур высших эукариот. Кроме того, современный уровень развития генетики дрожжей позволяет достаточно просто делетировать или изменять любой ген внутри природного контекста хромосомы. Высокая гомология родственных генов дрожжей и высших эукариот дает основания полагать, что идентификация компонентов дрожжевой теломеразы позволит обнаружить соответствующих гомологов и в других организмах.

Таким образом, основными задачами настоящего исследования явились выделение, частичная очистка теломеразного комплекса дрожжей Басскаготусея сегеу1я1ае, изучение функциональных особенностей фермента и разработка стратегии определения полного белкового состава теломеразного комплекса.

выводы.

1. Выделены два теломеразных комплекса.

2. Показано, что с теломеразным комплексом сегеу1я1ае ассоциирована ДНК-зависимая-ДНК-полимераза.

3. Разработан подход, основанный на методе фотоаффинного химического сшивания, позволяющий исследовать структурную организацию активного и ДНК-связывающего центров.

4. Получен ряд дрожжевых штаммов, синтезирующих химерный белок Ез12р, слитый с различными аффинными эпитопами, под контролем нативного промотора, что позволило ввести стадию аффинной хроматографии в процедуру очистки теломеразного комплекса.

5. Методом иммунного осаждения и последующего анализа с помощью масс-спектрометрии было показано, что с теломеразным комплексом дрожжей ассоциированы коронин и актин.

Показать весь текст

Список литературы

Olovnikov A.M. A theory of marginotomy. The incomplete copying of template margin in enzymic synthesis of polynucleotides and biological significance of the phenomenon. (1973) J.Theor. Biol., 41, 181−190
Kornberg A. DNA replication. (1988) J. Biol. Chem., 263,1 -4.
Hayflick J., and Moorhead P. The serial cultivation of human diploid cell strains. (1961) Exp. Cell Res., 25, 585−621
Greider C.W., and Blackburn E.H. Identification of a specific telomere terminal transferase activity in Tetrahymena extracts (1985) Cell, 43, 405−413.
Greider C.W. (1995) в Telomeres, edn. 1, Colg Spring Harbor Laboratory Press, 35−68
McClintock B. The fusion of broken ends of chromosomes following nuclear fusion. (1942) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 28, 458−463
Gottschling D.E., Aparicio O.M., Billington B.L., and Zakian V.A. Position effect at S. cerevisiae telomeres: reversible repression of Pol II transcription. (1990) Cell, 63, 751−62.
Aparicio O.M., and Gottschling D.E. Overcoming telomeric silencing: a trans-activator competes to establish gene expression in a cell cycle-dependent way. (1994) Genes Dev., 8, 1133−1146.
Chua P.R., and Roeder G.S. Taml, a telomere-associated meiotic protein, functions in chromosome synapsis and crossover interference. (1997) Genes Dev., 11,1786−1800.
Conrad M.N., Dominguez A.M., and Dresser M.E. Ndj lp, a meiotic telomere protein required for normal chromosome synapsis and segregation in yeast. (1997) Science, 276, 1252−1255.
Nugent C.I., Hughes T.R., Lue N.F., and Lundblad V. Cdcl3p: a single-stranded telomeric DNA-binding protein with dual role in yeast telomere maintenance. (1996) Science, 274, 249−252
Palladino F., Laroche T., Gilson E., Axelrod A., Pillus L., and Gasser S.M. SIR3 and SIR4 proteins are required for the positioning and integrity of yeast telomeres. (1993) Cell, 75, 543−555.
Klein F., Laroche T., Cardenas M.E., Hofmann J.F., Schweizer D., and Gasser S.M. Localization of RAP 1 and topoisomerase II in nuclei and meiotic chromosomes of yeast. (1992) J Cell. Biol, 117,935−948.
Yu G.L., Bradley J.D., Attardi L.D., and Blackburn E.H. In vivo alteration of telomere sequences and senescence caused by mutated Tetrahymena telomerase RNAs. (1990) Nature, 344,126−132.
Romero D.P., and Blackburn E.H. A conserved secondary structure for telomerase RNA. (1991) Cell, 67, 343−353
Hinkley C.S., Blasco M.A., Funk W.D., Feng J., Villeponteau B., Greider C.W., and Herr W. The mouse telomerase RNA 5'-end lies just upstream of the telomerase template sequence. (1998) Nucl. Acid. Res., 26, 532−536.
Zhao J.Q., Hoare S.F., McFarlane R., Muir S., Parkinson E.K., Black D.M., Keith W.N. Cloning and characterization of human and mouse telomerase RNA gene promoter sequences. (1998) Oncogene, 16, 1345−1350.
Chapon C., Cech T.R., and Zaug A.J. Polyadenilation of telomerase RNA in budding yeast. (1997) RNA, 3,1337−1351.
McCormic-Graham M., and Romero D.P. Ciliate telomerase RNA structural features. (1995) Nucl. Asid. Res., 23,1091−1097.
Singer M.S., and Gottschling D.E. TLC1: template RNA component of Saccharomyces cerevisiae telomerase (1994) Science, 266,404−409
Feng J., Funk W.D., Wang S.S., Weinrich S.L., Avilion A.A., Chiu C.P., Adams R.R., Chang E., Allsopp R. C, and Yu J. (1995) Science, 269,1236−1241.
Bhattacharyya A., and Blackburn E.H. Architecture of telomerase RNA (1994) EMBOJ., 13, 5721−5731
Greider C.W. Telomere length regulation. (1996) Ann. Rev. Biochem., 65, 337−365
Blasco M.A., Funk W., Villeponteau B., and Greider C.W. (1995) Science, 269, 1267−1270.
Ares M. U2 RNA from yeast is unexpectedly large and contains homology to vertebrate U4, U5, and U6 small nuclear RNAs. (1986) Cell, 47,49−59
Sogin M., Ingold A., Karlok M., Nielsen H., and Engberg J. Phylogenetic evidence for the acquisition of ribosomal RNA introns subsequent to the divergence of some of the major Tetrahymena groups. (1986) EMBOJ., 5, 36 253 630
Shumyatsky G., and Reddy R. Compilation of small RNA sequences. (1992) Nucl. Acid. Res., 20, 2159−2163.
Autexier C., and Greider C.W. Functional reconstitution of wild-type and mutant
Tetrahymena telomerase. (1994) Genes Dev., 8, 563−575.
Gilley D., and Blackburn E.H. Specific RNA residue interaction required for enzymatic functions of Tetrahymena telomerase. (1996) Mol. Cell. Biol, 16, 6675.
Gilley D., Lee M.S., and Blackburn E.H. Altering specific telomerase RNA template residues affects active site function. (1995) Genes Dev., 9, 2214−2226.
Yu G.-L., and Blackburn E.H. Developmentally programmed healing of chromosomes by telomerase in Tetrahymena. (1991) Cell, 67, 823−832.
Ware T.L., Wahg H., and Blackburn E.H. Three telomerases with complete non-telomeric template replacements are catalytically active. (2000) EMBO J., 19, 3119−3131.
McCormick-Graham M., and Romero D.P. A single telomerase RNA is sufficient for the synthesis of variable telomeric DNA repeats in ciliates of the genus Paramecium. (1996) Mol. Cell. Biol, 16,1871−1879.
McCormic-Graham M., Haynes W.J., and Romero D.P. Variable telomeric repeat synthesis in Paramecium tetraurelia is consistent with misincorporation by telomerase. (1997) EMBO J., 16,3233−3242.
Ye A.J., Haynes W.J., Romero D.P. Expression of mutated Paramecium telomerase RNAs in vivo leads to templating errors that resemble those made by retroviral reverse transcriptase. (1999) Mol. Cell Biol, 19,2887−2894.
Collins K., and Greider C.W. Tetrahymena telomerase catalyzes nucleolytic cleavage and nonprocessive elongation. (1993) Genes Dev., 7, 1364−1376.
Kirk K.E., Harmon B.P., Reichardt I.K., Sedat J.W., and Blackburn E.H. Block in anaphase chromosome separation caused by a telomerase template mutation. (1997) Science, 275,1478−1481.
Funabiki H., Hagan I., Uzawa S., and Yanagida M. Cell cycle-dependent specific positioning and clustering of centromeres and telomeres in fission yeast. (1993) J. Cell. Biol., 121, 961−976.
Scherthan H., Bahler J., and Kohli J. Dynamics of chromosome organization and pairing during meiotic prophase in fission yeast. (1994) J. Cell. Biol., 127, 273 285.
Prescott J., and Blackburn E.H. Telomerase RNA mutations in Saccharomyces cerevisiae alter telomerase action and reveal nonprocessivity in vivo and in vitro (1997) Gen. Dev., 11, 528−540.
Cohn M., and Blackburn E.H. Telomerase in yeast. (1995) Science, 269, 404−409.
Prescott J., and Blackburn E.H. Functionally interacting telomerase RNAs in the yeast telomerase complex. (1997) Gen. Dev., 11,2790−2800.
McEachern M.J., and Blackburn E.H. Runaway telomere elongation caused by telomerase RNA gene mutations. (1995) Nature, 376, 403−409.
Fulton T.B., and Blackburn E.H. Identification of Kluyveromyces lactis telomerase: discontinuous synthesis along the 30-nucleotide-long templating domain. (1998) Mol. Cell. Biol., 18, 4961−4970.
Cohn M., McEachern M.J., and Blackburn E.H. Telomeric sequence diversity within the genus Saccharomyces. (1998) Curr. Genet., 33, 83−91.
McEachern M.J., Lyer S., Fulton T.B., and Blackburn E.H. Telomere fusion caused by mutating the terminal region of telomeric DNA. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97,11 409−11 414.
Prescott J., and Blackburn E.H. Telomerase RNA template mutations reveal sequence-specific requirements for the activation and repression of telomerase action at telomeres. (2000) Mol. Cell. Biol, 20,2941−2948.
Murray A.W., Claus T.E., and Szostak J.W. Characterization of two telomeric DNA processing reactions in Saccharomyces cerevisiae. (1988) Mol. Cell. Biol., 8, 4642−4650.
Nakamura T.M., Cooper J.P., and Cech T.R. Two modes of survival of fission yeast without telomerase. (1998) Science, 282, 493−496.
Lingner J., Hendrick L.L., and Cech T.R. Telomerase RNAs of different ciliates have a common secondary structure and a permutated template. (1994) Genes Dev., 8,1984−1998.
Autexier C., and Greider C.W. Mutational analysis of the Tetrahymena telomerase RNA: identification of residues affecting telomerase activity in vitro. (1998) Nucl. Acids Res., 26, 787−795.
Licht J.D., and Collins K. Telomerase RNA function in recombinant Tetrahymena telomerase. (1999) Genes Dev., 13,1116−1125.
Tinoco I., Publishi J.D., and Wyatt J.R. RNA folding. (1990) Nucleic acids and molecular biology, New York: Springer-Verlag, v.4,205−226.
Lai C.K., Mitchell J.R., and Collins K. RNA binding domain of telomerase reverse transcriptase. (2001) Mol. Cell. Biol, 21, 990−1000.
Zaug A. J., and Cech T.R. Analysis of the structure of Tetrahymena nuclear RNAs in vivo: telomerase RNA, the self-splicing rRNA intron, and U2 snRNA (1995) RNA, 1, 363−374.
Kozlov Y.V., Rupasov V.V., Adyshev D.M., Belgelarskaya S.N., Agranovsky A.A., Mankin A.S., Morozov S.Y., Dolja V.V., and Atabekov J.G. (1984) Nucl. Acid. Res., 12, 4001−4009.
Chen J.L., Blasco M.A., and Greider C.W. Secondary structure of vertebrate telomerase RNA. (2000) Cell, 100, 503−514.
Mitchell J.R., Cheng J., and Collins K. A box H/ACA small nucleolar RNA-like domain at the human telomerase RNA 3' end. (1999), Mol. Cell. Biol., 19, 567 576.
Blasco M.A., Lee H.-W., Hande M.P., Samper E., Lansdorp P.M., DePinho R., and Greider C.W. Telomere shortening and tumor formation by mouse cells lacking telomerase RNA. (1997) Cell, 91, 25−34.
Martin-Rivera L., and Blasco M.A. Identification of functional domains and dominant negative mutations in vertebrate telomerase RNA using an in vivo reconstitution system. (2001)J. Biol. Chem., 276, 5856−5865.
Gilley D., and Blackburn E.H. The telomerase RNA pseudoknot is critical for the stable assembly of a catalytically active ribonucleoprotein. (1999) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96,6621−6625
Mitchell J.R., and Collins K. Human telomerase activation requires two independent interactions between telomerase RNA and telomerase reverse transcriptase. (2000) Mol. Cell, 6, 361−371.
Ganot P., Caizergues-Ferrer M., and Kiss T. The family of box ACA small nucleolar RNAs is defined by an evolutionarily conserved secondary structure and ubiquitous sequence elements essential for RNA accumulation. (1997) Genes Dev., 11, 941−956.
Roy J., Fulton T.B., and Blackburn E.H. Specific telomerase RNA residues distant from the template are essential for telomerase function (1998) Genes Dev., 12, 3286−3300.
Peterson S.E., Stellwagen A.E., Diede S.J., Singer M.S., Haimberger Z.W., Johnson C.O., Tzoneva M., and Gottschling D.E. The function of a stem-loop in telomerase RNA is linked to the DNA repair protein Ku. (2001) Nature Genetics. 27, 64−67.
Lingner J., Hughes T.R., Shevchenko A., Mann M., Lundblad V., and Cech T.R. Reverse transcriptase motifs in the catalytic subunit of telomerase. (1997) Science, 276, 561−567.
Lendvay T.S., Morris D.K., Sah J., Balasubramanian B., and Lundblad V. Senescence mutants of Saccharomyces cerevisiae with a defect in telomere replication identify three additional EST genes. (1996) Genetics, 144, 1399−1412.
Collins K., and Gandhi L. The reverse transcriptase component of the Tetrahymena telomerase ribonucleoprotein complex. (1998) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 8485−8490.
Bryan T.M., Sperger J.M., Chapman K.B., and Cech T.R. Telomerase reverse transcriptase genes identified in Tetrahymena thermophila and Oxytricha trifallax. (1998) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 8479−8484.
Nakamura T.M., Morin G.B., Chapman K.B., Weinrich S.L., Andrews W.H., Lingner J., Harley C.B., and Cech T.R. Telomerase catalytic subunit homologsfrom fission yeast and human. (1997) Science, 277, 955−959.
Oguchi K., Liu H., Tamura K., and Takahashi H. Molecular cloning and characterization of AtTERT, a telomerase reverse transcriptase homolog in Arabidopsis thaliana. (1999) FEBSLett., 457,465−469.
Malik H.S., Burke W.D., and Eickbush T.H. Putative telomerase catalytic subunits from Giardia lamblia and Caenorhabditis elegans. (2000) Gene, 251,101−108.
Harrington L., Zhou W., McPhail T., Oulton R., Yeung D.S., Mar V., Bass M.B., and Robinson M.O. Human telomerase contains evolutionarily conserved catalytic and structural subunits. (1997) Genes Dev., 11, 3109−3115.
Greenberg RA, Allsopp RC, Chin L, Morin GB, DePinho RA. Expression of mouse telomerase reverse transcriptase during development, differentiation and proliferation. (1998) Oncogene, 16,1723−1730.
Xiong Y., and Eickbush T.H. Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences. (1990) EMBO J., 9, 3353−3362.
O’Reilly M., Teichmann S.A., aand Rhodes D. Telomerases. (1999) Curr. Opin. Struc. Biol., 9, 56−65.
Biessmann H., Mason J.M., Ferry K., d’Hulst M., Valgeirsdottir K., Traverse K.L., and Pardue M.L. Addition of telomere-associated HeT DNA sequences «heals» broken chromosome ends in Drosophila. (1990) Cell, 61, 663−673.
Pardue M.L., Danilevskaya O.N., Lowenhaupt K., Slot F., and Traverse K.L. Drosophila telomeres: new views on chromosome evolution. (1996) Trends Genet., 12,48−52.
Luan DD, Korman MH, Jakubczak JL, Eickbush TH. Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition. (1993) Cell, 72, 595−605.
Zimmerly S., Guo H., Eskes R., Yang J., Perlman P. S., and Lambowitz A.M. A group II intron RNA is a catalytic component of a DNA endonuclease involved in intron mobility. (1995) Cell, 83, 529−538.
Ricchetti M., and Buc H. A reiterative mode of DNA synthesis adopted by HIV-1 reverse transcriptase after a misincorporation. (1996) Biochemistry, 35, 1 497 014 983.
Huang H., Chopra R., Vardine G.L., and Harrison S.C. Structure of a covalently trapped catalytic complex of HIV-1 reverse transcriptase: implications for drug resistance/ (1998) Science, 282, 1669−1675.
Kohlstaedt L.A., Wang J., Friedman J.M., and Steitz T.A. Crystal structure at 3.5 A resolution of HIV-1 reverse transcriptase complexed with an inhibitor. (1992) Science, 256, 1783−1790.
Чех T.P., Накамура T.M., и Лингнер И. Теломераза как истинная обратная транскриптаза. (1997) Биохимия, 62, 1407−1410.
Xia J., Peng Y., Mian I.S., and Lue N.F. Identification of functionally important domains in the N-terminal region of telomerase reverse transcriptase. (2000) Mol. Cell. Biol, 20, 5196−5207.
Friedman K.L., and Cech T.R. Essential functions of amino-terminal domains in the yeast telomerase catalytic subunit revealed by selection for viable mutants. (1999) Genes Dev., 13, 2863−2874.
Hammond P.W., Lively T.N., and Cech T.R. The anchor site oftelomerase from Euplotes aediculatus revealed by photo-cross-linking to single- and double-stranded DNA primers. (1997) Mol. Cell. Biol., 17,296−308.
Haering C.H., Nakamura T.M., Baumann P., and Cech T.R. Analysis of telomerase catalytic subunit mutants in vivo and in vitro in Schizosaccharomycespombe. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 6367−6372.
Weinrich S.L., Pruzan R., Ma L" Ouellette M., Tesmer V.M., Holt S.E., Bodnar A.G., Lichtsteiner S., Kim N.W., Trager J.B., Taylor R.D., Carlos R., Andrews W.H., Wright W.E., Shay J.W., Harley CB, Morin G.B. (1997) Nature Genet., 17, 498−502.
Greider C.W. Telomerase activation one step on the road to cancer. (1999) Trends Genet., 15,109−112.
Jha K.K., Banga S., Patejwala V., and Ozer H.L. SV40-mediated immortalization. (1998) Exp. Cell. Res., 245,1−7.
Hausen H Viruses in human cancer. (1991) Science, 254,1167−1173.
Wright W.E., Pereira-Smith O.M., and Shay J.W. Reversible cellular senescence: a two-stage model for the immortalization of normal diploid fibroblasts. (1989) Mol. Cell. Biol., 9, 3088−3092.
Liu K., Schoonmaker M.M., Levine B.L., June C.H., Hodes R.J., and Weng N.-P. Constitutive and regulated expression of telomerase reverse transcriptase (hTERT) in human lymphocytes. (1999) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 5147−5152.
Wright W.E., Piatyszek M.A., Rainey W.E., Byrd W., and Shay J.W. Telomerase activity in human germline and embryonic tissues and cells. (1996) Dev. Genet., 18, 173−179.
Ulaner G.A., and Giudice L.C. Developmental regulation of telomerase activity in human fetal tissues during gestation. (1997) Mol Hum. Reprod., 3,769−773.
Nakamura T.M., Morin G.B., Chapman K.B., Weinrich S.L., Andrews W.H., Lingner J., Harley C.B., and Cech T.R. Telomerase catalytic subunit homologs from fission yeast and human. (1997) Science, 277, 955−999.
Wang J., Xie L.Y., Allan S/. Beach D., and Hannon G.J. Myc activates telomerase. (1998) Genes Dev., 12, 1769−1774.
Wu K.-J., Grandori C., Amacker M., Simon-Vermont N., Polack A., Lngner J., and Dalla-Favera R. Direct activation of TERT transcription by c-Myc. (1999) Nature Genet., 21,220−224.
Dang C.V. c-myc Targets genes involved in cell growth, apoptosis, and methabolism. (1999) Mol. Cell. Biol., 19,1−11.
Land H., Parada L.F., and Weinberg R.A. Tumorigenic conversion of primary rat embryo fibroblasts requires at least two cooperating oncogenes. (1983) Nature, 304, 596−602.
Falcetti M.L., Falcone G., D’Ambrosio E., Verna R., Alema S., and Levi A. Induction of telomerase activity in v-myc-transformed avian cells. (1999) Oncogene, 18, 1515−1519.
Klingelhutz A.J., Foster S.A., and McDuglas J.K. Telomerase activation by the E6 gene product of human papillomavirus type 16. (1996) Nature, 380, 79−82.
Hiyama E., Hiyama K., Yokoyama T., Matsuura Y., Piatyszek M.A., and Shay J.W. Correlating telomerase activity levels with human neuroblastoma outcomes. (1995) Nature Med., 1, 249−255.
FujimotoK., and Takahashi M. Telomerase activity in human leukemic cell lines is inhibited by antisense pentadecadeoxynucleotides targeted against c-myc mRNA. (1997) Biochem. Biophys. Res. Commun., 241, 775−781.
Cerni C. Telomeres, telomerase, and myc. An update. (2000) Mut. Research, 462, 31−47.
Wick M., Zubov D., and Hagen G. Genomic oragization and promoter characterization of the gene encoding the human telomerase reverse transcriptase (hTERT). (1999) Gene, 232, 97−106.
Cong Y.-S., Wen J., and Bacchetti S. The human telomerase catalytic subunit hTERT: oragnization of the gene and characterization of the promoter. (1999) Human Mol. Genet., 8,137−142.
Takakura M., Kyo S., Kanaya T., Hirano H., Takeda J., Yutsudo M., and Inoue M. (1999) Cancer Res., 59, 551−557.
Yin L., Hubbard A.K., and Giardina C. NF-kB regulates transcription of the mouse telomerase catalytic subunit. (2000) J. Biol. Chem., 275, 36 671−36 675.
Kyo S, Takakura M, Kanaya T, Zhuo W, Fujimoto K, Nishio Y, Orimo A, Inoue M. Estrogen activates telomerase. (1999) Cancer Res., 59, 5917−5921.
Wang Z., Kyo S., Takakura M.. Progesteron regulates human telomerase reverse transcriptase gene expression via activation of mitogen-activated protein kinase signaling pathway. (2000) Cancer Res., 60, 5376−5381.
Cruzalegui F. H, Cano E., and Treisman R. ERK activation induces phosphorylation of Elk-1 at multiple S/T-P motifs to high stoichiometry. (1999) Oncogene, 18, 7948−7957.
Buday L., and Downward J. Epidermal growth factor regulates p21 ras through the formation of a complex of receptor, Grb2 adapter protein, and Sos nucleotide exchange factor. (1993) Cell, 73,611−620.
Migliaccio A., Di Domenico M., Castoria G., de Falco A., Bontempo P., Nola E., and Auricchio F. Tyrosine kinase/p21 ras /MAP-kinase pathway activation by estra-diol-receptor complex in MCF-7 cells. (1996) EMBOJ., 15,1292−1300.
Pfeffer L.M. Biological properties of recombinant a-interferons: 40th anniversary of the discovery of interferons. (1998) Cancer Res., 58, 2489−2499.
Einhorn S., and Strander H. Interferon treatment of human malignancies—a short review. (1993) Med. Oncol. Tumor. Pharmacother., 10, 25−29.
Xu D., Wang Q., Gruber A., Bjorkolm M., Chen Z., Zaid A., Selivanova G., Peterson K., Wilman K.G., and Pisa P. Downregulation of telomerase reverse transcriptase mRNA expression by wild type p53 in human tumor cells. (2000) Oncogene, 19,5123−5133.
Kallassy M., Martel N., Damour 0., Yamaskai H., and Nakazawa H. Growth arrest of immortalized human keratinocytes and suppression of telomerase activity by p21WAFl gene expression. (1998) Mol. Carcinog., 21,26−36.
Oh S., Song Y., Yim J., and Km T.K. The Wilm’s tumor 1 suppressor gene represses transcription of the human telomerase reverse transcriptase gene. (1999) J. Biol. Sci, 274, 37 473−37 478.
Asker C., Wiman K.G., and Selivanova G. p53-induced apoptosis as a safeguard against cancer. (1999). Biochem. Biophy. Res. Commun., 265,1−6.
Bargonetti J., Chicas A., White D., and Prives C. p53 represses Spl DNA binding and HIV-LTR directed transcription. (1997) Cell. Mol. Biol., 43, 935- 949.
Li H., Cao Y., Berndt M.C., Funger J.W., and Liu J.P. Molecular interactions between telomerase and the tumor suppressor protein p53 in vitro. (1999) Oncogene, 18, 6785- 6794.
Kallassy M., Martel N., Damour O., Yamaskai H., and Nakazawa H. Growth arrest of immortalized human keratinocytes and suppression of telomerase activity by p21WAFl gene expression. (1998) Mol. Carcinog., 21,26−36.
Englert C. WTl-more than a transcription factor? (1998) Trends Biochem. Sci., 23, 389−393.
Hensler P.J., Annab L.A., Barrett J.C., and Pereira-Smith O.M. A gene involved in control of human cellular senescence on human chromosome lq. (1994) Mol. Cell. Biol., 14,2291−2297.
Ulaner G.A., Hu J.F., Vu T.H., Giudice L.C., and Hoffman A.R. Tissue-specific alternate splicing of human telomerase reverse transcriptase (hTERT) influences telomere lengths during human development. (1998) Int. J. Cancer, 58, 41 684 172.
Kilian A., Bowtell D.D., Abud H.E., Hime G.R., Venter D.J., Keese P.K., Duncan E.L., Reddel R.R., and Jefferson R.A. (1997) Hum. Mol. Genet., 6,2011−2019.
Mandal M., and Kumar R. Bcl-2 modulates telomerase activity. (1997) J. Biol. Chem., 272, 14 183−14 187.
Weng N.P., Grander L., and Hodes R.J. Telomere lengthening and telomerase activation during human B cell differentiation. (1997) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 10 827−10 832.
Li H., Zhao L.L., Funder J.W., and Liu J.-P. Protein phosphatase 2A inhibits nuclear telomerase activity in human breast cancer cells. (1997) J. Biol. Chem., 272,16 729−16 732.
Li H., Zhao L., Yang Z., Funder J.W., and Liu J.-P. Telomerase is controlled by protein kinase Ca in human breast cancer cells. (1998) J. Biol. Chem., 273, 33 436−33 442.
Kang S.S., Kwon T., Kwon D.Y., and Do S.H. Akt protein kinase enhances telomerase activity through phosphorilation of telomerase reverse transcriptase subunit. (1999) J. Biol. Chem., 274,13 085−13 090.
Bodnar A.G., Kim N.W., Effros R.B., and Chiu C.-P. Mechanism of telomerase induction during T cell activation. (1996) Exp. Cell. Res., 228, 58−64.
Ku W.C., Cheng A. J., and Wang T.C. Inhibition of telomerase activity by PKC inhibitors in human nasopharyngeal cancer cells in culture. (1997) Biochem. Biophys. Res. Commun., 241, 730−736.
Franke T.F., Kaplan D.R., Cantly L.C., and Toker A. Direct regulation of the Akt proto-oncogene product by phosphatidylinositol-3,4-bisphosphate. (1997) Science, 275, 665−668.
Nugent C.I., and Lundblad V. The telomerase reverse transcriptase: components and regulation. (1998) Genes Dev., 12, 1073−1085.
Collins K., Kobayashi R., and Greider C.W. Purification of Tetrahymena telomerase and cloning of genes encoding the two protein components of the enzyme.(1995) Cell, 81, 677−686.
Harrington L., Hull C., Crittenden J., and Greider C. Gel shift and UV cross-linking analysis of Tetrahymena telomerase. (1995) J. Biol. Chem., 270, 88 938 901.
Harrington L., McPhail T., Mar V., Zhou W., Oulton R., Program E., Bass M.B., Arruda I., and Robinson M.O. A mammalian telomerase accociated protein. (1997) Science, 275,973−977.
Goodrivh J.A., and Tjian R. Transcription factors HE and IIH and ATP hydrolysis direct promoter clearance by RNA polymerase II. (1994) Cell, 77, 145−156
Kassavetis G.A., and Geiduschek E.P. RNA polymerase marching forward. (1993)1. Science, 259,944−945
Miller M.C., and Collins K. The Tetrahymena p80/p95 complex is required for proper telomere length maintenance and micronuclear genome stability (2000) Mol. Cell, 6, 827−837.
Nakayama J., Saito M., Nakamura H., Matsuura A., and Ishikawa F. TLP1: a gene encoging a protein component of mammalian telomerase is a novel member of WD repeats family. (1997) Cell, 88, 875−884.
Harrington L., Zhou W., McPhail T., Oulton R., Yeung D.S.K., Mar V., Bass M.B., and Robinson M.O. Human telomerase contains evolutionary conserved catalytical and structural subunits. (1997) Genes. Dev., 11, 3109−3115.
Beattie T.L., Zhou W., Robinson M.O., and Harrington L. Reconstitution of human telomerase activity in vitro. (1998) Curr. Biol, 8,177−180.
Kickhoefer V.A., Stephen A.G., Harrington L., Robinson M.O., and Rome L.H. Vaults and telomerase share a common subunit, TEP1. (1999) J. Biol. Chem., 274, 32 712−32 717.
Dragon F., Pogacic V., and Filipowicz W. In vitro assembly of human H/ACA small nucleolar RNPs reveals unique features of U17 and telomerase RNAs. (2000) Mol. Cell. Biol., 20, 3037−3048.
Mitchell J. R., Wood E., and Collins K. A telomerase component is defective in the human disease dyskeratosis congenita. (1999) Nature, 402, 551−555.
Pogac V., Dragon F., and Filipowitcz W. Human H/ACA small nucleolar RNPs and telomerase share evolutionarily conserved proteins NHP2 and NOP 10. (2000) Mol. Cell. Biol., 20, 9028−9040.
Politz J.C., Yarovoi S., Kilroy S.M., Gowda K., Zwieb C., and Pederson T. Signal recognition particle components in the nucleolus. (2000) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 55−60.
Blasco M.A., Gasser S.M., and Lingner J. Telomeres and telomerase. (1999) Genes Dev., 13, 2353−2359.
LaBranche H., Dupuis S., Ben-David Y., Bani M.R., Wellinger R.J., and Chabot B. Telomere elongation by hnRNP A1 and a derivative that interacts with telomeric repeats and telomerase. (1998) Nature Genet., 19,199−202.
Ford L.P., Suh J.M., Wright W.E., and Shay A.J. Heterogeneous nuclear ribonucleoproteins CI and C2 associate with the RNA component of human telomerase. (2000) Mol. Cell. Biol., 20, 9084−9091.
Seto A.G., Zaug A.J., Sobel S.G., Wolin S.L., and Cech T.R. Saccharomyces cerevisiae telomerase is an Sm small nuclear ribonucleoprotein particle. (1999) Nature, 401, 177−180.
Lingner J., Cech T.R., Hughes T.R., and Lundblad V. Three Ever Shorter Telomere (EST) genes are dispensable for in vitro yeast telomerase activity.1997) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94, 11 190−11 195.
Zhou J., Hidaka K., and Futcher B. The Estl subunit telomerase binds the Tlcl telomerase RNA. (2000) Mol. Cell. Biol., 20, 1947−1955.
Virta-Perlman V.D., Morris D.K., and Lundblad V. Estl has the properties of a single-stranded telomere end-binding protein. (1996) Genes Dev., 10, 3094−3104.
Aigner S., Lingner J., Goodrich K.J., Grosshans C.A., Shevchenko A., Mann M., and Cech T. Euplotes telomerase contains an La motif protein prodced by apparent translational frameshifting. (2000) EMBOJ., 19, 6230−6239.
HughesT.R., Evans S.K., Weilbaecher R.G., and Lundblad V. The Est3 protein is a subunit of yeast telomerase. (2000) Curr. Biol., 10, 809−812.
Pardue M.L., Danilevskaya O.N., Lowenhaupt K., Slot F., and Traverse K.L. Drosophila telomeres: new views on chromosome evolution. (1996) Trends Genet., 12, 48−52.
Holt S.E., Aisner D.L., Baur J., Tesmer V.M., Dy M., Oullette M., Toft D.O., Trager J.B., Morin G.B., Wright W.E., Shay J.W., and White M.A. Functional requirement of p23 and Hsp90 in telomerase complexes. (1999) Genes Dev., 13, 817−827.
Forsythe H.L., Jarvis J.L., Turner J.W., Elmore L.W., and Holt S.E. Stable association of hsp90 and p23, but not hsp70, with active human telomerase. (2001) J. Biol. Chem., accepted on March, 23, in press.
Featherstone C., and Jackson S.P. Ku, a DNA repair protein with multiple cellular functions? (1999) Mutat. Res., 434, 3−15.
Gravel S., Larrivee M., Labrecque P., and Wellinger R.J. Yeast Ku as a regulator of chromosomal DNA end structure. (1998) Science, 280, 741−744.
Polotnianka R.M., Li J., and Lustig A.J. The yeast Ku heterodimer is essential forprotection of the telomere against nu-cleolytic and recombinational activities. (1998) Curr. Biol, 8, 831−834.
Allsopp R.C., Vaziri H., Patterson C., Goldstein S., Younglai E.V., Futcher A.V., Greider C.W., and Harley C.B. Telomere length predicts replicative capacity of human fibroblasts. (1992) Proc. Natl. Acad. Sci USA, 89,10 114−10 118.
Kolquist K.A., Ellisen L.W., Counter C.M., Meyerson M., Tan L.K., Weinberg R.A., Haber D.A., and Gerald W.L. Expression of TERT in early premalignant lesions and a subset of cells in normal tissues (1998) Nat. Genet., 19,182−186.
Collins K., Koybayashi R., and Greider C.W. Purification of Tetrahymena telomerase and cloning of genes encoding the two protein components of the enzyme (1995) Cell, 81, 677−686.
Lundblad V., and Blackburn E.H. An alternative pathway for yeast telomere maintenance rescues estl- senescence (1993) Cell, 81, 1127−1135.
Lendvay T.S., Morris D.K., Sah J., Balasubramanian B., and Lundblad V. Senescence mutants of Saccharomyces cerevisiae with a defect in telomere replication identify three additional EST genes (1996) Genetics, 144,1399−1412.
Steiner B.R., Hidaka K., and Futcher B. Association of the Estl protein with telomerase activity in yeast (1996) Proc. Natl. Acad. Sci USA, 93, 2817−2821.
Lohr D. Isolation of yeast nuclei and chromatin for studies of transcription-related processes (1985) Yeast: a practical approach, IRL Press, 125−145.
Ansari A., and Schwer B. SLU7 and a novel activity, SSF1, act during the PRP16dependent step of yeast pre-mRNA splicing (1995) EMBOJ., 14, 4001−4009.
Donini P., Charbonneau M. персональные сообщения.
Lue N.F., and Wang J.C. ATP-dependent processivity of a telomerase activity from Saccharomyces cerevisiae (1995) J. Biol. Chem., 270, 21 453−21 456.
Lue N.F., and Peng Y. Negative regulation of yeast telomerase activity through an interaction with an upstream region of the DNA primer. (1998) Nucl. Acid. Res., 26,1487−1494.
Diede S., and Gottschling D.E. Telomerase-mediated telomere addition in vivo requires DNA primase and DNA polymerases alpha and delta. (1999) Cell, 99, 723−733.
Lue N.F., and Xia J. Species-specific and sequence-specific recognition of the dG-rich strand of telomeres by yeast telomerase. (1998) Nucl. Acid. Res., 26, 14 951 502.
Kyrion G., Boakye K.A., and Lustig A.J. C-terminal truncation of RAP1 results in the deregulation of telomere size, stability, and function in Saccharomyces cerevisiae (1992) Mol. Cell. Biol., 12, 5159−5173.
Marcand S., Gilson E., and Shore D. A protein-counting mechanism for telomere length regulation in yeast (1997) Science, 275, 986−990.
Wotton D., and Shore D. A novel Raplp-interacting factor, Rif2p, cooperates with Riflp to regulate telomere length in Saccharomyces cerevisia (1997) Gen. Dev., 11,748−760.
Marcand S., Brevet V., and Gilson E. Progressive cis-inhibition of telomerase upon telomere elongation. (1999) EMBOJ., 18, 3509−3519.
Greene E.C., and Shippen D.E. Developmentally programmed assembly of higher order telomerase complexes with distinct biochemical and structural properties.1998) Gen. Dev., 12,2921−2931.
Bednenko J., Melek M., Greene E.C., and Shippen D.E. Developmental regulated initiation of DNA synthesis by telomerase: evidence for factor-assisted de novo telomere formation. (1997) EMBO J., 16, 2507−2518.
Greene E.C., Bednenko J., and Shippen D.E. Flexible positioning of the telomerase-associated nuclease leads to preferential elimination of nontelomeric DNA. (1998)Mol Cell. Biol., 18, 1544−1552.
Melek M., Greene E.C., and Shippen D.E. Processing of nontelomeric 3' ends by telomerase: default template alignment and endonucleolytic cleavage. (1996) Mol. Cell. Biol, 16, 3437−3445.
Rudd M.D., Izban M.G., and Luse D.S. The active site of RNA polymerase II participates in transcript cleavage within arrested ternary complexes (1994) Proc. Natl Acad. Sci. USA, 91, 8057−8061.
Surratt C., Milan S.C., and Chamberlin M.J. Spontaneous cleavage of RNA in ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase and its significance for the mechanism of transcription. (1991) Proc. Natl Acad. Sci. USA, 88, 7983−7987.
Borukhov S.V., Sagitov V., and Goldfarb A. Transcript cleavage factors from E. coli. (1993) Cell, 72,459−466.
Reines D., Ghanoui P., Li Q., and Mote J. The RNA polymerase II elongation complex. Factor-dependent transcription elongation involves nascent RNA cleavage (1992) J. Biol Chem., 267, 15 516−15 522.
Niu H., Xia J., and Lue N. Characterization of the interaction between the nuclease and reverse transcriptase activity of the yeast telomerase complex (2000) Mol Cell Biol, 20, 6806−6815.
Maxam A.M., and Gilbert W. A new method for sequencing DNA. (1977) Proc.
Natl. Acad. Sci. USA, 74, 560−564.
Perach M, and Hizi A. Catalytic features of the recombinant reverse transcriptase of bovine leukemia virus expressed in bacteria. (1999) Virology, 259, 176−189.
Prasad R., Widen S.G., Singhal R.K., Watkins J., Prakash L., and Wilson S.H. Yeast open reading frame YCR14C encodes a DNA beta-polymerase-like enzyme. (1993) Nucl. Acids Res., 21, 5301−5307.
Burgers M.J. (1995) Methods in Enzymology, 262, 49−62.
Прайс K.M. Синтез теломерной С-цепи. (1997) Биохимия, 62, 1423−1431.
Lavrik O.I., Zakharenko A.G., Prasad R., Vlasov V.A., Bogachev V.S., and Favre A. dNTP, covalently bound to DNA polymerases through a base, active in nucleotidyl transfer reactions (1998) Mol. Biol., 32, 1−8.
Favre A., Saitome C., Fourrey J.-L., Clivio P., and Laugaa P. Thionucleobases as intrinsic photoaffmity probes of nucleic acid structure and nucleic acid-protein interactions. (1997) J. Photochem. Photobiol., 42,109−124.
Deutscher M.P. (1990) Methods in Enzymology, 182, 318−331.
Knop M., and Schiebel E. Spc98p and Spc97p of the yeast gamma-tubulin complex mediate binding to the spindle pole body via their interaction with
Spell Op. (1997) EMBO J., 16,6985−6995.
Siegers K., Waldmann T., Leroux M.R., Grein K., Shevchenko A., Schiebel E., Hartl F.U. Compartmentation of protein folding in vivo: sequestration of non-native polypeptide by the chaperonin-GimC system. (1999) EMBO J., 18, 75−84.
Smith D.B., and Johnson K.S. Single-step purification of polypeptides expressed in Escherichia coli as fusions with glutathione S-transferase. (1988) Gene, 67, 3140.
Kellerman, O.K. and Ferenci, T. (1982) Methods in Enzymology, 90,459−463.
Evan G.I., Lewis G.K., Ramsay G., and Bishop J.M. Isolation of monoclonal antibodies specific for human c-myc proto-oncogene product (1985) Mol. Cell. Biol., 5,3610−3616.
Bi E., and Pringle J.R. ZDS1 and ZDS2, genes whose products may regulate Cdc42p in Saccharomyces cerevisiae (1996) Mol. Cell. Biol. 16, 5264−5275.
Munro S., and Pelham H.R. A C-terminal signal prevents secretion of luminal ER proteins (1987) Cell, 48, 899−907.
Longtine M.S., Fares H., and Pringle J.R. Role of the yeast Gin4p protein kinase in septin assembly and the relationship between septin assembly and septinfunction. (1998) J: Cell. Biol., 143,719−736.
Tyers M., Tokiwa G. and Futcher B. Comparison of the Saccharomyces cerevisiae G1 cyclins: Cln3 may be an upstream activator of Clnl, Cln2 and other cyclins. (1993) EMBOJ., 12,1955−1968.
Knop M., Siegers K., Pereira G., Zachariae W., Winsor B., Nasmyth K., and Schiebel E. Epitope tagging of yeast genes using a PCR-based strategy: more tags and improved practical routines. (1999) Yeast, 15, 963−972.
Dougherty W.G., and Semler D.L. Expression of virus-encoded proteinases: functional and structural similarities with cellular enzymes. (1993) Microbiol. Rev., 57, 781−822.
Ruiz J.F., Dominguez O., Lain de Lera T., Garcia-Diaz M., Bernad A., and Blanco L. DNA polymerase mu, a candidate hypermutase? (2001) Philosophical Transactions: Biological Sciences, 356, 99−109.
Wigge P.A., Jensen O.N., Holmes S., Soues S., Mann M., and Kilmartin J.V. Analysis of the Saccharomyces spindle pole by matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) mass spectrometry. (1998) J. Cell. Biol., 141, 967−977.
Zachariae W., Shevchenko A., Andrews P.D., Ciosk R., Galova M., Stark M.J., and Mann M. Mass spectrometric analysis of the anaphase-promoting complex from yeast: identification of a subunit related to cullins. (1998) Science, 279, 1216−1219.
Zhao Y., Qin J., and Chait B.T. (1998) 46th ASMS Conference, Orlando, FL, 767.
Neubauer G., King A., Rappsilber J., Calvio C., Watson M., Ajuh P., Sleeman J., Lamond A., and Mann M. Mass spectrometry and EST-database searching allows characterization of the multi-protein spliceosome complex (1998) Nat. Genet., 20, 46−50.
Steiner B.R., Hidaka K., and Futcher B. Association of the Estl protein with telomerase activity in yeast (1996) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93,2817−2821.
Neer E.J., and Smith T.F. G protein heterodimers: new structures propel new questions. (1996) Cell, 84, 175−178.
Pelham R.J., and Chang F. Role of actin polymerization and actin cables in actin-patch movement in Schizosaccharomyces pombe (2001) Nat. Cell. Biol., 3,235
Neer E.J., Schimdt C.J., Nambudrioad R., and Smith T.F. (1994) Nature, 371, 297−300.
Saito T., Matsuda Y., Suzuki T., Hayashi A., Yuan X., Saito M., Nakayama J., Hori T., and Ishikawa F. Comparative gene mapping of the human and mouse TEP1 genes, which encode one protein component of telomerases. (1997) Genomics, 46, 46−50.
Kirk K.E., Harmon B.P., Reichardt I.K., Sedat J.W., and Blackburn E.H. Block in anaphase chromosome separation caused by a telomerase template mutation (1997) Science, 275, 1478−1481.
Konkel L.M., Enomoto S., Chamberlain E.M., McCune-Zierath P., Iyadurai S.J., and Berman J. A class of single-stranded telomeric DNA-binding proteins required for Raplp localization in yeast nuclei. (1995) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 5558−5562.
Прайд Ф.Е., и Льюис Э.Д. Теломеры Saccharomyces cerevisiae. (1997)1. Биохимия, 62,1442−1452.
Le S., Moore J.K., Haber J.E., and Greider C.W. RAD50 and RAD51 Define two pathways that collaborate to maintain telomeres in the absence of telomerase. (1999) Genetics, 152,143−152.
Teng S.-C., Chang J., McCowan В., and Zakian V.A. Telomerase-independent lengthening of yeast telomeres occurs by an abrupt Rad5 Op-dependent, Rif-inhibited recombinational process. (2000) Mol. Cell, 6, 947−952.
Cooper J.P., Watanabe Y., and Nurse P. Fission yeast Tazl protein is required for meiotic telomere clustering and recombination. (1998) Nature, 392, 828−831.
Capco D.G., Wan K.M., and Penman S. The nuclear matrix: three-dimensional architecture and protein composition. (1982) Cell, 29, 847−858.
Nakayasu H., and Ueda K. Association of actin with the nuclear matrix from bovine lymphocytes. (1983) Exp. Cell Res., 143, 55−62.
Peters K.E., Okada T.A., and Comings D.E. Chinese hamster nuclear proteins. An electrophoretic analysis of interphase, metaphase and nuclear matrix preparations. (1982) Eur. J. Biochem., 129,221−232.
Lallena M.J., Martinez C., Valcarcel J., and Correas I. Functional association of nuclear protein 4.1 with pre-mRNA splicing factors (1998) J. Cell Sci., Ill, 1963−1971.
Zhao, K., Wang W., Rando O.J., Xue Y., Swiderek K., Kuo A., and Crabtree G.R. Rapid and phosphoinositol-dependent binding of the SWI/SNF-like BAF complex to chromatin after T lymphocyte receptor signaling. (1998) Cell, 95, 625−636.
Дарбе А. Практическая химия белка. (1989) Москва, «Мир». С. 301.
Maniatis Т., Fritsch E.F., and Sambrook J. Molecular cloning a laboratory manual. (1982) Cold Sping Harbor Laboratory Press, New York.
Rothstein R. Targeting, disruption, replacement, and allele rescue: integrative DNA transformation in yeast. In Guthrie C., and Fink G.R. Guide to yeastgenetics and molecular biology. (1991) Methods in enzymology, 194,281−302.
Kohrer K., and Domdey H. Preparation of high molecular weight RNA. In Guthrie C., and Fink G.R. Guide to yeastgenetics and molecular biology. (1991) Methods in enzymology, 194, 398−405.
Kunkel T.A. Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotypic selection. (1985) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 488−492.
Horvath A., and Riezman H. Rapid protein extraction from Saccharomyces cerevisiae. (1994) Yeast, 10, 1305−1310.
Shevchenko A., Wilm M, Vorm O., and Mann M. Mass spectrometric sequencing of proteins from silver stained polyacrylamidegels. (1996) Anal. Chem., 68, 850−858.

Заполнить форму текущей работой