Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Клетки целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L., обладающие свойствами стволовых клеток

Диссертация: Клетки целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L., обладающие свойствами стволовых клеток
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Процесс регенерации предполагает существование в организме стволовых клеток того или иного уровня (плюрипотентных, мультипотентных или унипотентных), присутствующих в циркулирующих жидкостях или тканях в форме клеток-предшественниц, готовых принять участие в репарации или процессе регенерации. Признаками стволовых клеток являются способность к пролиферации и дифференцировке в разнообразные линии… Читать ещё >

Клетки целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L., обладающие свойствами стволовых клеток (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Общие замечания
    • 1. 2. Краткое описание объекта исследования
    • 1. 3. Регенеративный потенциал у иглокожих
    • 1. 4. Экспериментальные модели регенерации на примере иглокожих
    • 1. 5. Вопрос о происхождении целомоцитов
    • 1. 6. Целомоциты (ЦЦ) — клетки целомической жидкости (ЦЖ)
    • 1. 7. Роль ЦЦ в регенеративных процессах
    • 1. 8. Характеристики стволовых клеток
    • 1. 9. Культивирование клеток морских беспозвоночных
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Объект исследования
    • 2. 2. Условия травмирования животных
    • 2. 3. Выделение суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ, а также субпопуляции клеток, слабо связанных с ЦЭ (ЦЭ-с)
    • 2. 4. Анализ пролиферативной активности клеток in vivo
    • 2. 5. Окраска препаратов антителами
    • 2. 6. Антитела, используемые для непрямой иммунофлуоресценции
    • 2. 7. Гистологический анализ суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с
    • 2. 8. Визуализация мембраны малых клеток после окраски суспензий клеток ЦЭ и ЦЭ-с мембранным красителем DIL
    • 2. 9. Анализ белкового состава суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с,
    • 2. 10. Анализ возможности миграции клеток ЦЭ-с из состава ЦЭ
    • 2. 11. Анализ суспензий клеток методом проточной цитофлуориметрии
    • 2. 12. Определение локализации малых клеток в составе ЦЭ
      • 2. 12. 1. Приготовление и окраска полутонких срезов метиленовым синим,
      • 2. 12. 2. Приготовление и окраска тотальных препаратов whole-mount антителами к тубулину и DAPI
    • 2. 13. Культивирование клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с
    • 2. 14. Анализ пролиферативной активности клеток в культуре
    • 2. 15. Выбор субстрата для культивирования
      • 2. 15. 1. Нанесение лигандов на стекла
      • 2. 15. 2. Распластывание клеток на различных субстратах, окраска препаратов родамин-фаллоидином и DAPI
      • 2. 15. 3. Оценка среднего количества клеток, прикрепившихся к разным подложкам и классификация прикрепленных и распластанных клеток
    • 2. 16. Культивирование клеток ЦЭ на ламиинине (Лм)
    • 2. 17. Анализ пролиферативной активности клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с при культивировании на Лм
    • 2. 18. Микроскопия
    • 2. 19. Статистическая обработка результатов
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Пролиферативная активность клеток ЦЖ, ЦЭ, ЦЭ-с, аксиального органа (АО) и тидемановых телец (ТТ) in vivo
      • 3. 1. 1. Анализ ДНК-синтетической активности методом включения аналога тимидина — бромодезоксиуридина (BrdU)
      • 3. 1. 2. Митотическая активность клеток (окраска клеток AT к НЗ-фосфогистону)
    • 3. 2. Гистологический анализ суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с после окраски азур-эозином, определение доли малых клеток в составе популяций
      • 3. 2. 1. Гистологический анализ популяции клеток ЦЖ
  • Динамика клеточного состава в ответ на травмирование
    • 3. 2. 2. Гистологической анализ суспензий клеток ЦЭ
  • Динамика клеточного состава в ответ на травмирование
    • 3. 2. 3. Анализ популяции клеток ЦЭ-с
    • 3. 3. Окраска суспензий клеток ЦЭ и ЦЭ-с мембранным красителем DIL
    • 3. 4. Идентификация некоторых типов клеток ЦЭ
    • 3. 4. 1. Жгутиковые клетки ЦЭ,
    • 3. 4. 2. Безъядерные элементы в составе ЦЭ
    • 3. 5. Анализ белкового состава суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с
    • 3. 6. Оценка возможности миграции малых эпителиоцитов из условно-интактного" эпителия
    • 3. 7. Окраска суспензий клеток AT к транскрипционному фактору
  • Oct-4, маркеру стволовых клеток
    • 3. 8. Анализ суспензий клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с методом проточной цитофлуориметрии
    • 3. 9. Определение локализации малых клеток в составе ЦЭ
    • 3. 10. Культивирование клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с
    • 3. 10. 1. Поведение клеток ЦЖ при культивировании
    • 3. 10. 2. Поведение клеток ЦЭ при культивировании
    • 3. 10. 3. Анализ включения BrdU in vitro
    • 3. 11. Морфофункциональный анализ клеток ЦЖ, ЦЭ и ЦЭ-с, способных прикрепляться к различным подложкам, с целью выбора субстрата для культивирования
    • 3. 11. 1. Особенности распластывания клеток ЦЖ на Фн, ламинине, Пл и стекле
    • 3. 11. 2. Особенности распластывания клеток ЦЭ и ЦЭ-с на
  • Фн, ламинине, Пл и стекле
    • 3. 11. 3. Качественный состав популяций ЦЦ после прикрепления к Фн, ламинину, Пл или стеклу и динамика состава в ответ на травмирование,
    • 3. 11. 4. Качественный состав популяций ЦЭ после прикрепления к Фн, ламинину, Пл или стеклу и динамика состава в ответ на травмирование
    • 3. 11. 5. Качественный состав популяций ЦЭ-с после прикрепления к Фн, ламинину, Пл или стеклу и динамика состава в ответ на травмирование
    • 3. 13. Культивирование клеток ЦЭ на ламинине, анализ пролиферативной активности
    • 3. 13. 1. Культивирование клеток ЦЭ на стеклах, покрытых
    • 3. 13. 2. Пролиферативная активность клеток ЦЭ и ЦЭ-с в культуре,
    • 3. 14. Митотические клетки
    • 3. 15. Окраска культивируемых клеток ЦЖ и ЦЭ AT к транскрипционному фактору Oct-4 — маркеру стволовых клеток
    • 3. 16. Возможность дифференцировки малых клеток в клетки других типов
  • 4. ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Классификация ЦЦ, клеток ЦЭ и ЦЭ-с
    • 4. 2. Клетки, занимающие пограничное положение между цел омической полостью и ЦЭ
    • 4. 3. Пролиферативная активность клеток ЦЖ и ЦЭ in vivo и in vitro
    • 4. 4. Культивирование клеток ЦЖ и ЦЭ
    • 4. 5. Дифференцировка клеток у беспозвоночных
    • 4. 6. Характеристики стволовых клеток

Актуальность исследования.

Иглокожие, древнейшие представители группы Deuterostomia (Вторичноротые) характеризуются повышенной способностью к восстановлению утраченных частей тела и являются излюбленным объектом для изучения механизмов регенерации. Предполагают, что процесс регенерации является комбинацией двух процессов — эпиморфоза и морфаллаксиса (Morgan, 1901; Короткова, 1997; Moss et al., 1998; Thorndyke et al., 2001; Candia-Carnevali., 2006; Rinkevich, Matranga, 2009). Первый процесс предполагает восстановление утраченных тканей и органов за счет образования бластемы, состоящей из недифференцированных клеток, которые интенсивно делятся в зоне повреждения. Второй механизм заключается в миграции уже дифференцированных, либо малодифференцированных клеток из определенных клеточных депо.

Процесс регенерации предполагает существование в организме стволовых клеток того или иного уровня (плюрипотентных, мультипотентных или унипотентных), присутствующих в циркулирующих жидкостях или тканях в форме клеток-предшественниц, готовых принять участие в репарации или процессе регенерации. Признаками стволовых клеток являются способность к пролиферации и дифференцировке в разнообразные линии клеток. Кроме того, стволовые клетки характеризуются малыми размерами, высоким ядерно-цитоплазматическим отношением (отношением диаметра ядра к общему диаметру клетки) и отсутствием морфологических признаков цитодифференцировки. Отмечают высокую теломеразную активность, незначительное количество в тканях и связьклеток с микроокружением, а также асимметричное деление. Существует также набор молекулярных маркеров, характеризующих стволовые клетки (Candia-Carnevali, 2006; Rinkevich, Matranga, 2009; Исаева и др., 2009; Isaeva, 2011).

Темпы регенерации являются видоспецифичной характеристикой. Для морской звезды Asterias rubens L. характерны достаточно медленные темпы регенерации, однако существует одна тканевая система, способная к быстрому восполнению. Это аналог кроветворной системы позвоночных животных — клетки целомической жидкости (ЦЖ) — целомоциты (ЦЦ). Основная функция ЦЦзащитная, они принимают участие в уничтожении патогенов, образовании тромба в области повреждения стенки тела, кроме того, им приписывают функции в регенерации утраченных органов. Восполнение клеточной популяции ЦЦ происходит достаточно быстро — в течение 5−6 ч (Vanden Bossche, Jangoux, 1976). Механизмы этого процесса до сих пор не выяснены.

Для A. rubens показано, что пролиферативная активность ЦЦ находится на очень низком уровне и на ранних сроках после травмирования не увеличивается, таким образом, по-видимому, восполнение популяции ЦЦ проходит за счет миграции клеток из определенных клеточных депо (Moss et al., 1998). Полагают, что наиболее вероятным источником клеток ЦЖ является целомический эпителий (ЦЭ). С использованием ферритиновой метки было показано, что при нескольких последовательных «кровопусканиях» происходит выход клеток из ЦЭ в целомическую полость (Vanden Bossche, Jangoux, 1976). Кроме того, согласно электронно-микроскопическим данным «зрелые» (дифференцированные) ЦЦ были обнаружены в составе ЦЭ (Cobb, 1978; Schoenmakers et. al., 1981; Горшков и др., 2009). Эти данные свидетельствуют в пользу преобладания морфаллактических процессов в ходе быстрого восстановления популяции ЦЦ за счет миграции уже дифференцированных клеток из состава ЦЭ в целомическую полость.

Из литературных источников известно, что изменения состава клеточной популяции ЦЦ в ответ на травмирование не выявлено (Vanden Bossche, Jangoux, 1976; Pinsino et al., 2007). Однако, в предыдущей работе, проведенной в нашей группе, было показано, что при определенном, «тяжелом», травмировании происходит изменение клеточного состава популяции ЦЦ за счет увеличения доли клеток с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением (Козлова и др., 2006). Этот факт позволяет предположить, что восполнение популяции ЦЦ может происходить не только за счет «зрелых», но и за счет малых клеток. Существуют также данные, что на ранних сроках регенерации у A. rubens пролиферативной активностью обладают клетки ЦЭ с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением (Moss et al., 1998).

Цели и задачи исследования.

Целью работы является морфофункциональная характеристика малых клеток ЦЖ и ЦЭ. Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследование пролиферативной активности клеток ЦЖ и ЦЭ с помощью анализа включения аналога тимидина — бромодезоксиуридина, а также после окраски антителами (AT) на НЗ-фосфогистон, являющегося маркером митотических клеток. Анализ суспензий клеток ЦЖ и ЦЭ методом проточной цитофлуориметрии.

2. Гистологический анализ суспензий клеток ЦЖ и ЦЭ после окраски азур-эозином, определение доли малых клеток в составе популяцийдинамика клеточного состава в ответ на травмирование.

3. Определение локализации малых клеток в составе ЦЭ, оценка способности к миграции из состава ЦЭ.

4. Исследование возможности культивирования клеток ЦЖ и ЦЭ.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Пролиферативной активностью в составе ЦЖ и ЦЭ обладают малые клетки с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением — малые эпителиоциты (малые ЭЦ).

2. Малые ЭЦ выявлены как в составе популяции клеток ЦЖ, так и в составе популяции клеток ЦЭ, причем обнаружена новая субпопуляция клеток ЦЭ, обогащенная этим типом клеток. Малые ЭЦ способны выходить из состава ЦЭ в целомическую полость.

3. Малые ЭЦ при культивировании сохраняют пролиферативную активность в течение длительного времени.

4. Малые ЭЦ обладают избирательным сродством к ламинину, белку внеклеточного матрикса.

5. При культивировании клеток ЦЭ на ламинине наблюдается повышенная пролиферативная активность, которая сохраняется в течение длительного времени.

6. Малые ЭЦ целомического эпителия проявляют черты стволовых клеток.

Научная новизна работы.

В работе впервые охарактеризован клеточный состав ЦЭ и описаны морфофункциональные свойства малых клеток ЦЖ и ЦЭ. В составе ЦЭ впервые обнаружена новая субпопуляция клеток ЦЭ, обогащенная малыми эпителиальными клетками с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением, характеризующимися дискретным распределением хроматина. Часть популяции клеток этого типа обладает пролиферативной активностью, и, кроме того, по данным проточной цитофлуориметрии, часть популяции малых ЭЦ в составе новой субпопуляции ЦЭ находится в G2 стадии клеточного цикла. Приоритетными являются полученные данные, свидетельствующие о способности малых ЭЦ выходить в циркуляцию, что говорит о том, что восполнение популяции ЦЦ происходит не только за счет «зрелых» клеток, но и за счет клеток с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением. В работе выявлено обогащение популяции клеток малыми клетками при посадке на ламинин. Клетки ЦЭ и субпопуляции клеток ЦЭ при культивировании на ламинине остаются жизнеспособными в течение длительного времени и формируют колоние-подобные агрегаты малых ЭЦ, обладающих пролиферативной активностью. Малые ЭЦ окрашиваются AT к транскрипционному фактору, маркеру стволовых клеток, Oct-4 in vivo и in vitro. Характеристики малых клеток свидетельствуют о том, что малые ЭЦ проявляют свойства стволовых клеток.

Теоретическое и практическое значение работы.

Работа имеет фундаментальную направленность. Полученные данные вносят существенный вклад в область изучения механизмов восполнения популяции ЦЦ в ответ на травмирование у морских звезд, а также предоставляют новый материал для сравнительного анализа эволюционного многообразия феномена регенерации. Теоретические результаты могут быть использованы в курсах сравнительной гистологии, зоологии беспозвоночных и биологии стволовых клеток.

Объем и структура диссертации.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, включающего 198 ссылок. Диссертация изложена на 155 страницах. Иллюстративный материал содержит 35 рисунков и 8 таблиц.

выводы.

1. ДНК-синтетической и митотической активностью характеризуются 2 типа малых эпителиальных клеток с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением — клетки диаметром 4 мкм с дискретным распределением хроматина (малые эпителиоциты 1 типа), и клетки диаметром 2−3 мкм с конденсированным хроматином (малые эпителиоциты 2 типа). Часть популяции малых клеток находятся в, а стадии клеточного цикла.

2. Малые эпителиоциты 1 типа обнаружены как в составе популяций ЦЦ, так и в составе популяций клеток ЦЭ. Обнаружена новая субпопуляция клеток ЦЭ, обогащенная малыми эпителиальными клетками 1 типа, доля этих клеток достигает 50%. Доля этих клеток изменяется в ответ на травмирование. Клетки этого типа способны выходить в целомическую полость из состава ЦЭ.

3. Малые эпителиоциты 1 типа локализуются в соединительной ткани ЦЭ, в составе ЦЭ, не содержащего жгутиковых клеток, а также как большие скопления клеток в участках эпителия, обедненных жгутиковыми клетками.

4. Выявлено обогащение популяции клеток ЦЭ малыми клетками при посадке на ламинин. При культивировании клеток ЦЭ на ламинине наблюдается сохранение пролиферативной активности в течение длительного времени.

5. Морфологические характеристики малых ЭЦ, пролиферативная активность, способность к миграции, поведение в культуре, сродство к ламинину, а также способность окрашиваться АТ к транскрипционному фактору, маркеру стволовых клеток, Оа-4 свидетельствуют о том, что малые ЭЦ проявляют свойства стволовых клеток.

Автор выражает искреннюю благодарность Отделу клеточных культур Института цитологии, а в особенности научному руководителю Ольге Александровне Петуховой за неоценимый вклад в профессиональную подготовку и поддержку во всем, заведующему Отделом клеточных культур Георгию Петровичу Пинаеву за всестороннюю помощь, Миральде Ивановне Блиновой за поддержку и обучение методам культивирования морских беспозвоночных, Ирине Владимировне Воронкиной за предоставленный ламинин, а также всем, кто принимал участие в экспедициях и оказывал помощь в выполнении части экспериментов — C.B. Шабельникову, H.A. Шубину, Д. Е. Бобкову. Автор выражает благодарность руководству и сотрудникам ББС ЗИН РАН, мыс Картеш, обеспечивших возможность проводить экспериментальную часть работы. Отдельную благодарность автор выражает сотрудникам Отдела клеточных культур — Т. Н. Ефремовой, A.M. Кольцовой, Е. С. Божокиной и O.A. Цаплиной.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ.

ДИССЕРТАЦИИ:

1. Шарлаимова Н. С., Пинаев Т. П., Петухова O.A. Сравнительный анализ поведения и пролиферативной активности в культуре клеток целомической жидкости и клеток различных тканей морской звезды Asterias rubens L. полученных из нормальных и травмированных животных//Цитология, 2010, Т. 52 (4), С. 317−325.

2. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Характеристика популяций клеток целомической жидкости и целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L., способных прикрепляться и распластываться на различных субстратах.// Цитология, 2011, Т. 53 (11). С. 891−902.

3. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A., Пинаев Г. П. Клетки целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L. в культуре как тест на функциональное состояние ткани целомического эпителия после ранения// Международная конференция «Стволовые клетки, регенерация, клеточная терапия», 25−27 октября 2004 г. С. 948−949.

4. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A., Пинаев Г. П. Оценка пролиферативной активности клеток в тканях Asterias rubens L на ранних сроках регенерации// Всероссийский симпозиум «Биология клетки в культуре», Санкт-Петербург, 17−19 октября 2006 г. С. 810.

5. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A., Пинаев Г. П. Анализ адгезивных свойств клеток целомической жидкости морской звезды Asterias rubens L. на ранних сроках заживления раны// VIII научная сессия Морской Биологической Станции Санкт-Петербургского Университета, Санкт-Петербург, 8 февраля 2007 г. С. 93−94.

6. Шарлаимова Н. С. Морфо-функциональный анализ популяции клеток целомической жидкости и тканей морской звезды Asterias rubens L. на ранних сроках регенерации// Двенадцатая Санкт-Петербургская ассамблея молодых ученых и специалистов, 29 ноября 2007, С. 45.

7. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Анализ адгезивных свойств клеток целомической жидкости и целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L. на ранних сроках заживления раны// IX научная сессия Морской Биологической Станции Санкт-Петербургского Университета, 8 февраля 2008 г. С. 78−80.

8. Шарлаимова Н. С. Морфофункциональный анализ клеток целомической жидкости и целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L. в условиях первичной культуры// Тринадцатая Санкт-Петербургская ассамблея молодых ученых и специалистов, 15 декабря 2008 г., С. 50.

9. Шаралаимова H.С., Петухова O.A. Культивирование клеток целомической жидкости и цел омического эпителия морской звезды Asterias rubens L., выделенных на ранних сроках после нанесения раны. // Школа-конференция для молодых ученых «Методы культивирования клеток». Санкт-Петербург, 6 октября 2008 г. С. 831.

10. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Характеристика субпопуляции клеток, слабо связанных с целомическим эпителием морской звезды Asterias rubens L. при культивировании на ламинине. // Всероссийский симпозиум по биологии клетки в культуре «Культивируемые клетки как основа клеточных технологий», Санкт-Петербург, 12−14 октября 2009 г. С. 793−794.

11. Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Характеристика субпопуляции клеток целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L.// X научная сессия Морской Биологической станции СПбГУ. Санкт-Петербург, 9 февраля 2009 г. С. 69.

12.Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Морфофункциональная характеристика новой субпопуляции клеток целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L.// III Всероссийский с международным участием конгресс студентов и аспирантов-биологов «Симбиоз-Россия 2010». Нижний Новгород, 24−28 мая, 2010 г. С. 157 158.

13.Шарлаимова Н. С., Зенин В. В., Шабельников C.B., Петухова O.A. Субпопуляции клеток целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L., характеризующаяся высоким ядерно-цитоплазматическим отношением.// XII научная сессия Морской Биологической Станции Санкт-Петербургского Университета. Санкт-Петербург, 4 февраля 2011 г. С. 80−81.

14.Шарлаимова Н. С., Петухова O.A. Пролиферирующие клетки целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L. in vivo и in vitroll IV Всероссийский с международным участием конгресс студентов и аспирантов-биологов «Симбиоз-Россия 2011». Воронеж, 23−27 мая, 2011. С. 218−220.

15.Петухова O.A., Шарлаимова Н. С., Шабельников C.B. Гистологический анализ прогениторых клеток целомического эпителия морской звезды Asterias rubens L.//TI Всероссийская конференция с международным участием и Школа для молодых специалистов и студентов «Современные проблемы эволюционной морфологии животных» Санкт-Петербург, 17−19 октября 2011 г.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В работе исследован состав популяций клеток ЦЖ и ЦЭ морской звезды А. тЬет, предложена собственная классификация клеток, причем состав суспензий клеток ЦЭ охарактеризован впервые. Выявлены типы клеток, которые занимают пограничное положение между ЦЭ и целомической полостью. Это крупные агранулоциты и гранулоциты, а также малые клетки с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением, характеризующиеся дискретно окрашиваемым ядром (7-го типа). Выявлены значительные изменения доли этих клеток в составе ЦЭ и ЦЖ, вызванные травмированием. Обнаружена новая субпопуляция клеток ЦЭ, слабо связанных с ЦЭ, обогащенная малыми эпителиальными клетками 1 типа, в которой доля этих клеток достигает 50%. Показана возможность миграции малых клеток 1 типа из состава ЦЭ в ЦЖ. Эти данные позволяют предположить, что, помимо «зрелых» ЦЦ, выходящих из состава ЦЭ в целомическую полость после травмирования, для восполнения пула ЦЦ, предшественниками ЦЦ также могут являться клетки без выраженных признаков цитодифференцировки с высоким ядерно-цитоплазматическим отношением.

Анализ локализации малых клеток в составе ЦЭ, проведенный в случайно выбранных фрагментах эпителия, выявил несколько позиций: в соединительной ткани ЦЭ, в составе ЦЭ, не содержащего жгутиковых клеток, а также как большие скопления клеток в участках эпителия, обедненных жгутиковыми клетками. Эти данные показали необходимость более детального исследования всей поверхности луча звезды, устланного ЦЭ, для уточнения локализации малых клеток на поверхности ЦЭ другими методами.

Иммунофлюоресцентный анализ показал, что только незначительная часть малых клеток характеризуется ДНК-синтетической и митотической активностью. Эти данные подтверждаются результатами, полученными с помощью метода проточной цитометрии, который демонстрирует, что часть популяции малых ЭЦ в составе новой субпопуляции ЦЭ находятся на, а стадии клеточного цикла. Следовательно, часть популяции малых ЭЦ способна к пролиферации, а значительный пул клеток готов к выходу в целомическую полость и дальнейшей дифференцировке. Таким образом, создана методическая основа для исследования клеточного цикла суспензий клеток ЦЭ.

Анализ клеток ЦЖ и ЦЭ при культивировании in vitro с помощью маркеров ДНК-синтетической и митотической активности показал сохранение нестимулированной пролиферативной активности клеток ЦЭ в течение длительного времени (до двух месяцев), тогда так в работах других авторов максимальный срок деления в условиях культуры не превышает 10−14 дней. Важным результатом, создающим основы для культивирования и анализа клеток in vitro, является факт обогащения популяции клеток малыми клетками при посадке клеток на ламинин и увеличение доли пролиферирующих клеток по сравнению с in vivo.

Способность окрашиваться AT к транскрипционному фактору, маркеру стволовых клеток, Oct-4, проявляющаяся у малых ЭЦ in vivo и при культивировании можно рассматривать только как предварительный результат, так как ген oct-4 у иглокожих не выявлен.

В вопросе о возможных путях дифференцировки малых клеток сделаны только первые шаги на уровне анализа морфологии клеток.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Н. 1964. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. М.: Наука. 432 с.
  2. Н.И., Оводова Р. Г., Мороз C.B., Одинцова H.A., Ермак A.B., Оводов Ю. С. 1994. Выделение и общая характеристика лектина из асцидии. Биоорганическая химия. 20: 89.
  3. Т. Л. 1970. О соотношении полов Asterias rubens L. Биология Белого моря (Труды Беломорской биологической станции МГУ). Издательство Московского Университета. С. 88−90.
  4. А.Н., Блинова М. И., Пинаев Г. П. 2009. Ультраструктура целомического эпителия и целомоцитов морской звезды Asterias rubens L. в норме и после нанесения раны. Цитология. 51(8):650−662.
  5. И.В., Блинова М. И. 1982. Культивирование in vitro соматических клеток морских моллюсков и иглокожих (методические подходы). Биология моря. 1: 59−61.
  6. В.А. 1981. Зоология беспозвоночных (7-е издание). Москва. «Высшая школа». С. 614.
  7. И.Ю. 2009. Регенерация пищеварительной системы у голотурий // Журнал общей биологии. 2009. Т. 70, № 4. С. 316−327.
  8. Ю.П. 1967. Получение перевиваемой клеточной линии Mytilus galloprovencislis. Цитология и генетика. 1: 61−64.
  9. A.B., Одинцова H.A. 1996. Влияние адгезивных факторов на дифференцировку и рост клеток эмбрионов морских ежей в первичной культуре. Биология моря. 22(6): 371−377.
  10. Л.А. 1951. Руководство по зоологии. Том 3. часть 2. Беспозвоночные: пентастомиды, тардиграды, пантоподы, первиночтрахейные, многоножки, насекомые, иглокожие, щетинкочелюстные Под редакцией J1.A. a. M.-JI.: Биомедгиз, 608 с.
  11. В., Коренбаум Е. 1989. Иммунитет иглокожих. Биология моря. 6: 3−14.
  12. В.В. 1994. Клетки в морфогенезе. М.: Наука. 224 с.
  13. В.В., Ахмадиева A.B., Александрова Я. Н., Шукалюк А. И. 2009. Морфофункциональная организация стволовых резервных клеток, обеспечивающих бесполое и половое размножение беспозвоночных животных. Онтогенез. 40(2):83−97.
  14. А.Б., Петухова O.A., Пинаев Г. П. 2006. Анализ клеточных элементов целомической жидкости на ранних сроках регенерации морской звезды Asterias rubens L. Цитология. 48 (3): 175−183.
  15. Коптяева (Ермак) A.B. 1998. Влияние факторов адгезии на морфофункциональные характеристики эмбриональных клеток моллюсков и иглокожих в культуре. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук, Владивосток, 1998.17. Коренбаум
  16. Е.С., Воробьев В. А. (1988). Клетки целомической жидкости морской звезды //Биология моря, 1: 27−33.
  17. Г. П. 1997. Регенерация животных. Изд-во СпбГУ. 480 С. 20. Никишин, 2007
  18. H.A. 2009. Стволовые клетки морских беспозвоночных: регуляция пролиферации и индукция дифференцировки in vitro. Цитология. 51(4) С 367−372.
  19. O.A., Туроверова Л. В., Кропачева И. В., Пинаев Г. П. 2004. Анализ морфологических особенностей популяции клеток эпидермоидной карциномы А431, распластанных на иммобилизованных лигандах. Цитология 46(1): 5−15.
  20. О.И., Исаева В. В. 1985. Тромбообразовательная функция клеток-морул целомической жидкости морского ежа// Биология моря, 5: 26−31.
  21. Р., Кофмен Т. 1986. Эмбрионы, гены и эволюция ч. 1, Москва &bdquo-Мир" 404 с.
  22. JI.C. 1975. Регенерация пилорических выростов у морской звезды Asterias rubens L. (Echinodermata: Asteroidea). Вопросы сравн. и эксперим. морфол. Морских организмов. Апатиты. 95−98.
  23. O.A., Калмыкова Н. В., Воронкина И. В., Арэ А.Ф., Горелик Ю. В., Пинаев Г. П. 2002. Различия в характере взаимодействия нормальных и трансформированных кератиноцитов человека с изоформами ламинина. Цитология 44(2):151—158.
  24. К., Saito Y., Nakajima Е. 2007. Unifying principles of regeneration I: Epimorphosis versus morphallaxis. Develop. Growth Differ. 49, 73−78.
  25. К., Watanabe К. 1999. Molecular and cellular aspects of planarian regeneration. Semin Cell Dev Biol. 10(4):377−83.
  26. J.M. 1965. Studies on visceral regeneration in seastars. II. Regeneration of pyloric caeca in Asteriida with notes on the source of cells in regenerating organs. Biol. Bull. 122 (1): 1−23.
  27. J., Salo E., Romero R. 198. Effects of activators and antagonists of the neuropeptides substance P and substance K on cell proliferation in planarians. Int. J. Dev. Biol. 33:261−264.
  28. Bannister R., McGonnell I.M., Graham A., Thorndyke M.C., Beesley P.W. 2008. Coelomic expression of a novel bone morphogenetic protein in regenerating arms of the brittle star Amphiurafiliformis. Dev. Genes Evol. 218(l):33−8.
  29. Bannister R., McGonnell I.M., Graham A., Thorndyke M.C., Beesley P. W. 2005. Afuni, a novel transforming growth factor-beta gene is involved in arm regeneration by the brittle star Amphiura filiformis. Dev Genes Evol. 215(8):393−401.
  30. C.J. 1998. Invertebrate cell culture considerations: insects, ticks, shellfish, and worms. Methods Cell Biol. 57:187−201.
  31. G., Habicht G.S. 1986. Isolation and characterization of a primitive interleukin1. like protein from an invertebrate, Asterias forbesi. Proc Natl Acad Sci U S1. A. 83(19):7429−33.
  32. Benson S., Smith L, Wilt F., Shaw R. 1990. The synthesis and secretion of collagen by cultured sea urchin micromeres. Exp Cell Res. 188(1):141—146.
  33. BerrierAL., Yamada K.M. 2007. Cell-matrix adhesion. J Cell Physiol. 213(3): 565−573.
  34. J.E., Hedges S.B. 2005. Molecular phylogeny and divergence times of deuterostome animals. Mol Biol Evol. 22(ll):2275−84.
  35. M.I., Goryunova L.B., Leibson N.L. 1993. Cell culture of regenerating tissues of the sea cucumber Stichopus japonicus. J. Biologiya morya. 2:84−91.
  36. H.R. 1996. The interstitial cell lineage of hydra: a stem cell system that arose early in evolution Journal of Cell Science 109:1155−1164.
  37. R.A., Giese A.C. 1958. Coelomic corpuscles of echinoderms. Biol. Bull., 115:53−63.
  38. F., Nicholson B.L. 1979. In vitro maintenance of amoebocytes from the american oyster Crassostrea virginica. J. Fish. Res. Board Can. 36 (4):461−467.
  39. C., Leclerc M., Binaghi R.A., Luquet G. 1984. Specific immune response in the sea star Asterias rubens: production of «antibody-like» factors. Cell Immunol. 84(1):138—144.
  40. C., Leclerc M., Luquet G. 1986. Mitogens, induced regulation of sea star axial organ cell humoral immune response in vitro. Cell Biol. Int. Reports. 10 (8): 667 675.
  41. R. A., Nizinski M. S., Ross S.W., Sulak K. J. 2007. Frequency of sublethal injury in a deepwater ophiuroid, Ophiacantha bidentata, an important component of western Atlantic Lophelia reef communities. Marine Biol. 152:307−314.
  42. V.P., Kiselev K.V., Yakovlev K.V., Zhuravlev Y.N., Gontcharov A.A., Odintsova N.A. 2006. Agrobacterium-mediated transformation of sea urchin embryos. Biotechnol J. 1(4):454−61.
  43. V.P., Odintsova N.A., Plotnikov S.V., Kiselev K.V., Zacharov E.V., Zhuravlev Y.N. 2002. Gal4~gene-dependent alterations of embryo development and cell growth in primary culture of sea urchins. Mar. Biotechnol. (NY).4(5):480−6.
  44. Burke RD, Watkins RF. 1991. Stimulation of starfish coelomocytes by interleukin-1. Biochem Biophys Res Commun. 180(2):579−84.
  45. Candelaria A.G., Murray G., File S.K., Garcia-Arraras J.E. 2006. Contribution of mesenterial muscle dedifferentiation to intestine regeneration in the sea cucumber Holothuria glaberrima. Cel Tissue Research. 325(1): 55−65.
  46. Candia Carnevali M.D. 2006. Regeneration in Echinoderms: repair, regrowth, cloning. Invertebrate Survival Journal 3: 64−76
  47. Candia Carnevali M.D., Bonasoro F. 2001. Introduction to the biology of regeneration in echinoderms. Microsc Res Tech. 55(6):365−8.
  48. Candia Carnevali MD, Bonasoro F, Biale A. 1997. Pattern of bromodeoxyuridine incorporation in the advanced stages of arm regeneration in the feather star Antedon mediterranea. Cell Tissue Res. 289(2):363−74.
  49. Candia-Carnevali M.D., Thorndyke M.C., Matranga V. 2009. Regenerating Echinoderms: A Promise to Understand Stem Cells Potential. In: Stem cells in Marine Organisms
  50. Canicatti C, Rizzo A. 1991. A 220 kDa coelomocyte aggregating factor involved in Holothuria polii cellular clotting. Eur J Cell Biol. 56(l):79−83.
  51. M., Sanfilippo R., Isola G., Virruso L., Scalia G., Cammarata G., Gambino R. 1999. Phosphorylation-dependent regulation of skeletogenesis in sea urchin micromere-derived cells and embryos. Dev Growth Differ. 41(6):769−75
  52. M., Arizza V., Lattuca G., Parrinello N., Matranga V. 1994. Detection ofvitellogenin in a subpopulation of sea urchin coelomocytes. Eur J Cell Biol. 64(2):314−9.
  53. M., Matranga V. 1989. Evidence of a precursor-product relationship between vitellogenin and toposome, a glycoprotein complex mediating cell adhesion. Cell Differ Dev. 26(l):67−76.
  54. Chen S.-N., Wen C.-M. 1999. Establishment of cell line derived from oyster, Crassostrea gigas Thunberg and hard clam, Meretrix lusoria Roding. Methods in Cell Science. 21: 183−192.
  55. S.N., Wang C.S. 1999. Establishment of cell lines derived from oyster, Crassostrea gigas Thunberg and hard clam, Meretrix lusoria Roding. Methods Cell Sci.21(4):183−92.
  56. Cheng Th., Bayne Ck 1979. Physiology and biochemistry of mollusks. TCA Report. 13 (1): 19−20.
  57. R.M., Rangan P., Lehmann R. 2008. Germ cells are forever. Cell. 132(4):559−62.
  58. Clow LA, Raftos DA, Gross PS, Smith LC. 2004. The sea urchin complement homologue, SpC3, functions as an opsonin. J Exp Biol. 207 (12):2147−55.
  59. Cobb. L.S.J. 1978. An Ultrastructural Study of the Dermal Papulae of the Starfish, Asterias rubens, with Special Reference to Innervation of the Muscles Cell Tiss. Res. 187,515−523.
  60. Coteur G., DeBecker G., Warnau M., Jangoux M., Dubois P. 2002. Differentiation of immune cells challenged by bacteria in the common European starfish, Asterias rubens (Echinodermata). Eur J Cell Biol.81(7):413−8.
  61. M.S. 1999. Mutagensis and cell transformation in cell culture. Methods Cell Sei. 21(4):245−53.
  62. E.H., Peterson K.J., Cameron R.A. 1995. Origin of Bilaterian Body Plans: Evolution of Developmental Regulatory Mechanisms. Science. 270(5240): 1319−1325.
  63. I. Y., Ginanova T.T. 2009. Post-autotomy regeneration of respiratory trees in the holothurian Apostichopus japonicus (Holothuroidea, Aspidochirotida). Cell Tissue Res. 336:41−58.
  64. Dolmatov I. Y, Ginanova T.T. 2001. Muscle regeneration in holothurians. Microsc. Res. Tech. 55(6):452−63. Review.
  65. I.Y., Eliseikina M.G., Ginanova T.T. 1995. Muscle repair in the holothurian Eupentacta fraudatrix is realized at the expense of transdifferentiation of the coelomic epithelium cells. Biology Bull. 22:490−5.
  66. Domart-Coulon /., Doumenc D., Auzoux-Bordenave S., Le Fichant Y. 1994. Identification of media supplements that improve the viability of primarily cell cultures of Crassostrea gigas oysters. Cytotechnology. -16(2):109−20.
  67. P., Ameye L. 2001. Regeneration of spines and pedicellariae in echinoderms: a review. Microsc Res Tech. 55(6):427−37.
  68. S., Thorndyke M.C. 2006. Growth or differentiation? Adaptive regeneration in the brittlestar Amphiurafiliformis. J. Exp. Biol. 209(19): 3873−81. about regen
  69. K. T. 1980. The formation and elongation of filopodia during transformation of sea urchin coelomocytes. Cell Motil. 1: 131−140.
  70. K.T. 1977. Dynamic aspects of fdopodial formation by reorganization of microfilaments. J. Cell Biol. 73:479−91.
  71. K.T. 1979. Isolation and characterization of two forms of a cytoskeleton. J. Cell Biol. 83(1):109−15.
  72. K.T. 1993. Effects of cytochalasin and colcemid on cortical flow in coelomocytes. Cell Motil Cytoskeleton. 26:262−73.
  73. Elmore L.W., Norris M.W., Sircar S., Bright A.T., McChesney P.A., Winn R.N., Holt S.E. 2008. Upregulation of telomerase function during tissue regeneration. Exp Biol Med (Maywood). 233(8):958−967.
  74. Ettensohn Ch.A., McClay D.R. 1987. A new method for isolation primary mesenchyme cells of sea urchin embryo. Exp. Cell Res. 168: 431−438.
  75. C.G. 2007. Evolution of the bilaterian germ line: lineage origin and modulation of specification mechanisms. Integr Comp Biol. 47(5):770−85.
  76. C.G., Akam M. 2003. Mechanisms of germ cell specification across the metazoans: epigenesis and preformation. Development. 130(24):5869−84.
  77. J.C. 1984. Translocative functions of the enigmatic organs of starfish the axial organ, hemal vessels, tiedemann’s bodies, and rectal caeca: an autoradiographic study. Biol. Bull. 166: 140−155
  78. U., Plickert G., Muller W.A. 2009. Cnidarian interstitial cells: the dawn of stem cell research. In: Rinkevich B, Matranga V (eds) Stem cells in marine organisms.
  79. Springer, The Netherlands, pp 33−59.
  80. U., Rinkevich B. 1999. Scyphozoan jellyfish’s mesoglea supports attachment, spreading and migration of anthozoans' cells in vitro. Cell Biol Int. -23(4):307-l 1.
  81. C.A., Hall M.R. 1999. Studies on primary cell cultures derived from ovarian tissue of Penaeus monodon. Methods Cell Sci. 21(4):213−8.
  82. L. T., Dolmatov I. Yu. 2010. Microscopic Anatomy of the Digestive System in Normal and Regenerating Specimens of the Brittlestar Amphipholis kochii. Biol. Bull. 218:303−316
  83. E., Segre J.A. 2000. Stem cells: a new lease on life. Cell. 100(l):143−55.
  84. N., Nakatsukasa M., Mohri K., Masuda Y., Agata K. 2010. Piwi expression in archeocytes and choanocytes in demosponges: insights into the stem cell system in demosponges. Evol Dev. 12(3):275−87.
  85. Garcia-Arraras J. E., Dolmatov I.Yu. 2010. Echinoderms- potential model systems for studies on muscle regeneration. Curr Pharm Des. 16(8): 942−955.
  86. Garsia-Arraras J.E., Greenberg M.J. 2001. Visceral Regeneration in Holothurians. MICROSCOPY RESEARCH AND TECHNIQUE 55:438−451.
  87. T. T. 2007. Participation of the coelomic epithelium of the body wall in muscle regeneration in Apostichopus japonicus (Holothuroidea: Aspidochirota). Russian Journal of Marine Biology. 33(6): 411−416.
  88. R., • Ladurner P., Nimeth K., • Rieger R. 2001. Stem cells in a basal bilaterian S-phase and mitotic cells in Convolutriloba longifissura (Acoela, Platyhelminthes). Cell Tissue Res. 304:401−408.
  89. H. P. Koeffler, R. Billing, A. J. Lusis, R. Sparkes, D. W. Golde. 1980. An Undifferentiated Variant Derived From the Human Acute Myelogenous Leukemia Cell Line (KG-i). Blood. 56: 265−273.
  90. E.L. 1976. A cell line from embryos Biomphalaria glabrata (Pulmonata): establishment and characterization. Invertebrate Tissue Culture. N.-Y. Acad. Press. P. 75−99.
  91. V. 2006. Blood cells and blood cell development in the animal kingdom. Annu Rev Cell Dev Biol. 22:677−712.
  92. B., Farahani F., Brunborg G., Dupont S., Dejmek A., Skold H.N. 2010. Possibility of mixed progenitor cells in sea star arm regeneration. J. Exp. Zool. B. Mol.Dev. Evol. 314(6):457−68.
  93. Hertzler P.L., McClay D.R. 1999. AlphaSU2, an epithelial integrin that binds laminin in the sea urchin embryo. Dev Biol. 207:1−13.
  94. Higuchi S., Hayashi, Hon I., Shibata N., Sakamoto H., Agata K. 2007. Characterization and categorization of fluorescence activated cell sorted planarian stem cells by ultrastructural analysis. Develop. Growth Differ. 49: 571−581.
  95. B.J., Vacquier V.D. 2003. Amassin, an olfactomedin protein, mediates the massive intercellular adhesion of sea urchin coelomocytes. J. Cell Biol. 160(4):597−604.
  96. N. D., Phillips J. 11., Giese A. C. 1965. An autoradiografic investigation of coelomocytes production in the purple sea urchin (Strongelocentrotus purpuratus). Biol. Bull., 128: 259−270.
  97. Holm K., Dupont S., Skifld H., Stenius A., Thorndyke M. and Hernroth B. 2008. Induced cell proliferation in putative haematopoietic tissues of the sea star, Asterias rubens (L.). J. Exp. Biol. 211: 2551−2558.
  98. Hu G.B., Wang D., Wang C.H., Yang K.F. 2008. A novel immortalization vector for the establishment of penaeid shrimp cell lines. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 44(3^t):51−6.
  99. Hui H., Tang Y" Hu M., Zhao X. 2011. Stem Cells: General Features and Characteristics In: STEM CELLS IN CLINIC AND RESEARCH Ed. Ali Gholamrezanezhad. InTech.3−21.
  100. Hynes R.0.1999. Cell adhesion: old and new questions. Trends Cell Biol. 9(12): 33−37.
  101. V.V. 2011. Pluripotent Gametogenic Stem Cells of Asexually Reproducing Invertebrates. In: Embryonic Stem Cells Basic Biology to Bioengineering. Ed: Kallos M.S. InTech. pp. 449−478.
  102. T., Maeda M., Kondo M., Takahashi Y. 1999. Primary culture of lymphoid organ cells and haemocytes of kuruma shrimp, Penaeus japonicus. il Methods Cell Sci. 21(4):237−44.
  103. Jangoux M., Vanden Bossche J.-P. 1975. Morphology and dynamics of the coelomocytes of Asterias rubens L. (Echinodermata, Asteroidea) I I Forma Functio, 8: 191−208.
  104. R.A. 2000. Evolution of animal body plans: the role of metazoan phylogeny at the interface between pattern and process. Evol Dev. 2(4):208−21.
  105. M.W., Keyser P., Sritunyaluksana K., Soderhall K. 2000. Crustacean hemocytes and haematopoiesis. Aquaculture. 191:45−52.
  106. P.T. 1969. The coelomic elements of sea urchins (Strongylocentrotus). I. The normal coelomocytes- their morphology and dynamics in hanging drops. J. Invertebr. Pathol. 13(1):25—41,
  107. Juliano C. E, Wessel G.M. 2009. An evolutionary transition of Vasa regulation in echinoderms. Evol Dev. ll (5):560−73.
  108. C.E., Swartz S.Z., Wessel G.M. 2010. A conserved germline multipotency program. Development. 137(24) :4113−26.
  109. E.S., Karp R. 1980. The ultrastructure of coelomocytes of the sea star Dermasterias imbricata. Biol. Bull., 159: 295−310.
  110. K.T., 1982. In vitro studies on the effect of cell-free coelomic fluid, calcium, and/or magnesium on clumping of coelomocytes of the sea star Asterias forbesi (Echinodermata:Asteroidea). Biol. Bull. 163:438−452.
  111. K.T. 1984. The coelomocytes of asteroid Echinoderms. In T.C.Cheng (ed) Comparative Pathobiology, 6: 7−39.
  112. H. 1986. Behavior of sea urchin primary mesenchyme cells in artificial extracellular matrices. Exp Cell Res. 162:401−410.
  113. K., Takeoka S., Takahashi S., Sunanaga T. 2006. In vitro culture of mesenchymal lineage cells established from the colonial tunicate Botryllus primigenus. Zoolog Sci. 23(3):245−54.
  114. M., Akasaka K. 2010. Regeneration in crinoids. Develop. Growth Differ. 52, 57−68.
  115. Ladurner P, Rieger R, Baguna J. 2000. Spatial distribution and differentiation potential of stem cells in hatchlings and adults in the marine platyhelminth macrostomum sp.: a bromodeoxyuridine analysis. Dev, Biol.226(2):231−41.
  116. U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the headof bacteriophage T4. Nature. 15−227(5259):680−5.
  117. M. 2000. Human kappa-like expression in the axial organ of the sea star Asterias rubens (Echinoderma). Eur. J. Morphol. 38:206−7.
  118. D.T., Smith A.B. 1995. A combined morphological and molecular phylogeny for sea urchins (Echinoidea: Echinodermata). Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 347(1320):213−34. Review.
  119. G., Leclerc M. 1987. In vitro effect of phytohemmaglutinin on the sea star (Asterias rubens) axial organ cell. Medical Science Res. 15: 397.
  120. Marshak, D.R., Gottlieb, D. & Gardner, R.L. 2001. Introduction: Stem Cell Biology, In: StemCell Biology, Eds. Marshak, D.R., Gardner, R.L. & Gottlieb, D. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York, pp. 1−16,
  121. V.S., Dolmatov I.Y., Heinzeller T. 2005. Transdifferentiation in holothurian gut regeneration. Biol. Bull. 209:184−93.
  122. N., Cooley L. 2001. Comparative aspects of animal oogenesis. Dev Biol. 231(2):291−320.
  123. V., Kuwasaki B., Noll H. 1986. Functional characterization of toposomes from sea urchin blastula embryos by a morphogenetic cell aggregation assay. EMBO J. 5(12):3125−32.
  124. V. 1996. Molecular aspects of immune reactions in Echinodermata. Prog Mol Subcell Biol. 15:235−47.
  125. J. (ed.) 1989. Invertebrate cell system application. I, II. Boca Ration, FL: GRS Press.
  126. Mochizuki K., Nishimiya-Fujisawa C., Fujisawa T. 2001. Universal occurrence ofthe vasa-related genes among metazoans and their germline expression in Hydra. Dev Genes1. Evol. 211(6):299−308.
  127. K.A., Lemischka l.R. 2006. Stem Cells and Their Niches Science 311, 18 801 885
  128. T.H. 1901. Regeneration. New York, The Macmillan Company- London, Macmillan & Co., ltd. P. 348.
  129. C., Hunter A.J., Thorndyke M.C. 1998. Patterns of bromodeoxyuridine incorporation and neuropeptide immunoreacticity during arm regeneration in the starfish Asterias rubens. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B 353: 421−436.
  130. Mozzi D., Dolmatov I. Yu., Bonasoro F., Candia Carnevali M. D. 2006. Visceral regeneration in the crinoid Antedon mediterranea: basic mechanisms, tissues and cells involved in gut regrowth. Central European Journal of Biology. 1(4): 609−635.
  131. W.E. 2006. The stem cell concept in sponges (Porifera): Metazoan traits. Semin Cell Dev Biol. 17(4):481−91.
  132. Munoz-Chapuli R, Carmona R, Guadix J A, Macias D, Perez-Pomares JM. 2005. The origin of the endothelial cells: an evo-devo approach for the invertebrate/vertebrate transition of thecirculatory system. Evo. l Dev. 7(4):351−8.
  133. Murray G., Garcia-Arraras J.E. 2004. Myogenesis during holothurian intestinalregeneration. Cell Tissue Res. 318(3):515−24.
  134. Naganuma T, Degnan BM, Horikoshi K, Morse DE. 1994. Myogenesis in primary cell cultures from larvae of the abalone, Haliotis rufescens. Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 3(3):131−40.
  135. H. 2008. Development of the appendicularian Oikopleura dioica: culture, genome, and cell lineages. Dev Growth Differ. 1:239−56.
  136. P.B. 1970. Coelomocyte aggregation in Cucumaria frondosa: effect of ethylenediaminetetraacetate, adenosine, and adenosine nucleotides. Biol. Bull. 139(3):549−56.
  137. N. A., Dolmatov I. Yu., Mashanov V. S. 2005. Regenerating holothurian tissues as a source of cells for long-term cell cultures. Marine Biology. 146: 915−921
  138. Odinisova /V., Dyachuk V., Kiselev K., Shelud’ko N. 2006. Expression of thick filament proteins during ontogenesis of the mussel Mytilus trossulus (Mollusca: Bivalvia). Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 144(2):238−44.
  139. N.A., Ageenkova N.V., Kiselev K.V., Saninac N.M., Kostetsky E.Y. 2006. Analysis of marine hydrobiont lipid extracts as possible cryoprotective agents. International Journal of Refrigeration. 29:387−395 cryo
  140. Odintsova N.A., Belogortseva N.I., Ermak A.V., Molchanova V.I., Luk’yanov P. A. 1999. Adhesive and growth properties of lectin from the ascidian Didemnum ternatanum on cultivated marine invertebrate cells. Biochim Biophys Acta. 1448(3):381−9.
  141. N.A., Dolmatov I.Yu., Mashanov V.S. 2005. Regenerating holothurian tissues as a source of cells for long-term cell cultures Marine Biology. 146: 915−921.
  142. N.A., Dyachuk V.A., Nezlin L.P. 2010. Muscle and neuronal differentiation in primary cell culture of larval Mytilus trossulus (Mollusca: Bivalvia). Cell Tissue Res. 339(3):625−37.
  143. N.A., Khomenko A.V. 1993. Primary cell culture from embryos of the Japanese scallop Mizuhopecten yessoensis (Bivalvia). Cytotechnology. 6: 49−54.
  144. Odintsova N.A., Kiselev K.V., Bulgakov V.P., Kol’tsova E.A., Iakovlev K.V. 2003. Influence of the activator of transcription GAL4 on growth and development of embryos and embryonic cells in primary cultures of sand dollarOntogenez. 34(4):267−72.
  145. N.A., Nesterov A.M., Korchagina D.A. 1992. Growth factor from the tissues of the marine mollusk Mytilus edulis. Tsitologiia. 34(10):90−6. Russian.
  146. Ott S.R. 2008. Confocal microscopy in large insect brains: Zinc-formaldehyde fixation improves synapsin immunostaining and preservation of morphology in whole-mounts. Journal of Neuroscience Methods. 172: 220−230.
  147. L., Smith J. 1999. Early attempts at production of prawn cell lines. Methods in cell science. 21:207−211.
  148. C., Skold H., Pinsino A., Matranga V., Hernroth B. 2008. Manganese effects on haematopoietic cells and circulating coelomocytes of Asterias rubens (Linnaeus). Aquatic Toxicology 89. (2): 75−81.
  149. Patruno M., Thomdyke M.C., Candia Carnevali M.D., Bonasoro F., Beesley P. 2001. Changes in ubiquitin conjugates and Hsp72 levels during arm regeneration in echinoderms. Mar Biotechnol (NY). 3(1):4−15
  150. Pinsino A, Thomdyke MC, Matranga V. 2007. Coelomocytes and post-traumatic response in the common sea star Asterias rubens Cell Stress Chaperones. l2(4):331−41.
  151. Piscopo S, De Stefano R, Thorndyke MC, BrowFn ER. 2005. Alteration and recovery of appetitive behaviour following nerve section in the starfish Asterias rubens. Behav Brain Res. 164(1): 36−41.
  152. C., Rinkevich B. 2004. In vitro delayed senescence of extirpated buds from zooids of the colonial tunicate Botryllus schlosseri. J Exp Biol. 207(Pt 9): 1523−32.
  153. S.G., Schacher S. 1986. Synaptic plasticity in vitro: cell culture of identified Aplysia neurons mediating short-term habituation and sensitization. J Neurosci. 6(3):759−63
  154. RazE.2000. The function and regulation of vasa-like genes in germ-cell development. Genome Bioll (3): 1017.
  155. B. 2005. Marine invertebrate cell cultures: new millennium trends. Mar Biotechnol (NY).7(5):429−39.
  156. B. 2011. Cell cultures from marine invertebrates: new insights for capturing endless sternness. Mar Biotechnol (NY). 13(3):345−54.
  157. Rinkevich B., Matranga V. Stem Cells in Marine Organisms. 2009. SpringerLink. London. 367 P.
  158. Rodriguez A. J., Seipel S.A., Hamill D.R., Romancino D.P., DI Carlo M., Suprenant K.A., Bonder E.M. 2005. Seawi-a sea urchin piwi/argonaute family member is a component of MT-RNP complexes. RNA. ll (5):646−56.
  159. R., Lundberg L. 2004. Photoperiodic activity pattern in the brittle star Amphiurafiliformis. Marine Biology. 145: 651−656.
  160. Schoenmakers H.J.N., Colenbrander P.H.J.M., Peute J., van Oordt P.G.W.J. 1981. Anatomy of the Ovariesof the Starfish Asterias rubens (Echinodermata) A Histological and Ultrastructural Study Cell Tissue Res. 217:577−597
  161. Sea Urchin Genome Sequencing Consortium. 2006. The genome of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Science. 314:941−52.
  162. N., Rouhana L., Agata K. 2010. Cellular and molecular dissection of pluripotent adult somatic stem cells in planarians. Dev Growth Differ. 52(1):27−41.
  163. A.I., Isaeva V.V. 2011 (in press). Molecular and sub-cellular gametogenic machinery of stem and germline cells across Metazoa. In: Cell Biology. Rijeka: InTech.
  164. Silva J.R.M.C., Peck L. 2000. Induced in vitro phagocytosis of the Antarctic starfish Odonaster validus at 0 °C. Polar biology. 23: 225−230.
  165. G., Goodman C.L., Stanley D. 2009. Insect cell culture and applications to research and pest management. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 45(3−4):93−105.
  166. , V. J. 1981. The echinoderms. In Invertebrate Blood Cells, (ed. Ratcliffe, N. A. and Rowley, T.) pp. 513−562: Academic Press, London, про отсутствие маркеров
  167. Song Y., Qu Y., Yu X., Zhang W. 2007. Purification and in vitro cultivation of archaeocytes (stem cells) of the marine sponge Hymeniacidon perleve (Demospongiae). Cell Tissue Res. 328(l):223−37.
  168. Stancyk S. E" Golde H. M., Pape-Lindstrom P. A. and Dobson W. E. 1994. Born to lose. I. Measures of tissue loss and regeneration by the brittlestar Microphiopholis gracillima (Echinodermata: Ophiuroidea). Marine Biology. 118(3): 451—462
  169. Sun L., Song Y., Qu Y., Yu X., Zhang W. 2007. Purification and in vitro cultivation of archaeocytes (stem cells) of the marine sponge Hymeniacidon perleve (Demospongiae) Cell Tissue Res. 328(1):223.
  170. M.C., Patruno M., Chen W.C., Beesley P.W. 2001. Stem cells and regeneration in invertebrate Deuterostomes. Symp Soc Exp Biol. 53:107−20.
  171. Toraya T, Maoka T, Tsuji H, Kobayashi M. 1995 Purification and structural determination of an inhibitor of starfish oocyte maturation from a Bacillus species Appl Environ Microbiol. 61 (5): 1799−804.
  172. J. Y. 1999. Crustacean primary cell culture: A technical approach. Methods Cell Sci. -21(4):193−8.
  173. Turbeville JM, Schulz JR, Raff RA. 1994. Deuterostome phylogeny and the sister group of the chordates: evidence from molecules and morphology. Mol Biol Evol. ll (4):648−55.
  174. Vanden Bossche J.P., Jangoux M. 1976. Epithelial origin of starfish coelomocytes. Nature. 261: 227−228.
  175. A.J., Weissman I.L. 2004. Plasticity of Adult Stem Cells. Cell. 116: 639−648.
  176. I.L. 2000. Stem Cells: Units of Development, Units of Regeneration, and Units in Evolution. Cell, Vol. 100, 157−168.
  177. West L., Mahony T., McCarthy F., Watanabe J., Hewitt D., Hansford S. 1999. Primary cell cultures isolated from Penaeus monodon prawns. Methods Cell Sei. 21(4):219−23.
  178. I.C. 2001. Autotomy as a Prelude to Regeneration in Echinoderms. Microscopy research and technique. 55: 369−396.
  179. W., Perovich S., Kruse M. 1999. Origin of the integrin-mediated signal transduction. Eur. J. Biochem. 260: 156−165.
  180. C. J., Sullivan J., Cameron C.B., Swalla B.J., Mallatt J. 2002. Evaluating Hypotheses of Deuterostome Phylogeny and Chordate Evolution with New LSU and SSU Ribosomal DNA Data. Mol. Biol. Evol. 19(5):762−776.
  181. B.J., Brown D.R., Michels K.M. 1991. Statistical Principles in Experimental Design. (3rd ed.). New York: McGraw-Hill. 399 P.
  182. M., Kiyomoto M. 2006. Study of Larval and Adult Skeletogenic Cells in Developing Sea Urchin Larvae. Biol. Bull. 211: 183−192.
  183. Young H.E., Duplaa C., Romero-Ramos M. et al. 2004. Adult Reserve Stem Cells and Their Potential for Tissue Engineering. Cell Biochemistry and Biophysics. 40(1): 1−80.
  184. Zhang X., Le Pennec G., Steffen R., Muller W.E., Zhang W. 2004. Application of a MTT assay for screening nutritional factors in growth media of primary sponge cellculture. Biotechnol Prog. 20(l):151−5.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!