Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Морфофункциональная компартментализация ядра ооцитов беспозвоночных

Диссертация: Морфофункциональная компартментализация ядра ооцитов беспозвоночных
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Другим революционным шагом на пути к утверждению современной концепции структурно-функциональной компартментализации ядра (Spector et al., 1991; Spector, 1993, 1996, 2001; Lamond, Earnshow, 1998; Strouboulis, Wolffe, 1996; Matera, 1999; Dundr, Misteli, 2001) стало открытие в 1980;х гг. в сыворотке крови больных аутоиммунными заболеваниями антител, распознающих дискретные структуры… Читать ещё >

Морфофункциональная компартментализация ядра ооцитов беспозвоночных (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Введение
  • 2. Ядерные домены и проблема структурно-функциональной компартментализации ядра эукариотических клеток: обзор литературы
    • 2. 1. Компартментализация ядерных функций и пространственная организация работы генома
      • 2. 1. 1. Пространственная компартментализация транскрипции
      • 2. 1. 2. Связь транскрипции и других этапов экспрессии генов
    • 2. 2. Некоторые особенности хромосомного аппарата ооцитов
      • 2. 2. 1. Хромосомы типа ламповых щеток
      • 2. 2. 2. Кариосфера
    • 2. 3. Ядрышко
      • 2. 3. 1. Молекулярный состав и строение ядрышек
      • 2. 3. 2. Амплификация генов рРНК в ооцитах
      • 2. 3. 3. Сегрегация ядрышек
    • 2. 4. Структуры интерхроматиновой области ядра
      • 2. 4. 1. Структуры перихроматиновых зон интерхроматинового пространства
      • 2. 4. 2. Кластеры интерхроматиновых гранул
      • 2. 4. 3. ТельцаКахала
        • 2. 4. 3. 1. Малые ядерные РНП и другие компоненты телец Кахала
        • 2. 4. 3. 2. Коилин
        • 2. 4. 3. 3. Структурная связь телец Кахала и некоторых ядерных доменов
      • 2. 4. 4. Некоторые другие домены
        • 2. 4. 4. 1. PML-тельца
        • 2. 4. 4. 2. «Paraspeckles»
        • 2. 4. 4. 3. «Хромосомные тела» ооцитов птиц
  • 3. Материал и методика
    • 3. 1. Животные. Препаровка гонад
    • 3. 2. Общеморфологические методики
      • 3. 2. 1. Светооптическая микроскопия и гистохимия
      • 3. 2. 2. Электронная микроскопия
    • 3. 3. Авторадиография
    • 3. 4. Иммуноцитохимия
      • 3. 4. 1. Антитела
      • 3. 4. 2. Иммунофлуоресцентная микроскопия
      • 3. 4. 3. Иммуноэлектронная микроскопия
    • 3. 5. Электрофоретическое разделение белков и иммуноблотинг
    • 3. 6. Ингибиторный анализ 124 3 .6.1. Актиномицин D 124 3.6.2. DRB
    • 3. 7. Синтез РНК in vitro
      • 3. 7. 1. мРНК шус-коилина
      • 3. 7. 2. рРНК
    • 3. 8. Гибридизация рРНК-РНК in situ
    • 3. 9. Микроинъекции
      • 3. 9. 1. мРНК шус-коилина
      • 3. 9. 2. ШмяРНК
      • 3. 9. 3. Бромо-УТФ
      • 3. 9. 4. (и)22-метилолигонуклеотид
  • 4. Результаты и обсуждение
    • 4. 1. Коилин беспозвоночных: фантом или реальность?
    • 4. 2. Ядро ооцитов при автотрофном типе оогенеза 139 4.2.1. Ядерные структуры ооцитов домового сверчка Acheta domesticus
      • 4. 2. 1. 1. Общая характеристика морфодинамики ядерных структур
      • 4. 2. 1. 2. Оценка транскрипционной активности ядер ооцитов
      • 4. 2. 1. 3. Ядерные тельца. Особенности строения и молекулярного состава телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул
      • 4. 2. 1. 3. 1. Общая характеристика ядерных телец. Идентификация кластеров интерхроматиновых гранул. Ультраструктура и морфодинамика телец Кахала
      • 4. 2. 1. 3. 2. Идентификация телец Кахала с помощью антител к коилину, фибрилларину и микроинъекций U7 мяРНК
      • 4. 2. 1. 3. 3. Распределение факторов сплайсинга (мяРНП и SR-белка SC35) в составе сложных телец Кахала ооцитов
  • A. domesticus
    • 4. 2. 1. 3. 4. Некоторые дополнительные замечания об особенностях строения, состава и динамики телец Кахала в ооцитах
  • A. domesticus
    • 4. 2. 1. 3. 5. Локализация некоторых компонентов, непосредственно связанных с транскрипцией, осуществляемой РНК-полимеразой II, в ядерных структурах ооцитов
  • A. domesticus в норме и при действии ингибиторов
    • 4. 2. 1. 3. 6. Тельца Кахала ооцитов A. domesticus в связи с моделью функционирования этих органелл
    • 4. 2. 2. Ядро ооцитов насекомых с вторичными паноистическими яичниками: к обсуждению
    • 4. 2. 3. Ядерные структуры ооцитов паука-крестовика Araneus diadematus
    • 4. 2. 4. Ядерные структуры ооцитов турбеллярий-лецитоэпителиат из рода Geocentrophora
      • 4. 2. 4. 1. Введение в раздел
      • 4. 2. 4. 2. Состояние хроматина и перихроматиновых участков как показатель его синтетической активности
      • 4. 2. 4. 3. Экстрахромосомные ядерные домены ооцитов
      • 4. 2. 4. 3. 1. Кластеры интерхроматиновых гранул и тельца Кахала
      • 4. 2. 4. 3. 2. Постъядрышко
      • 4. 2. 5. Ядерные структуры ооцитов брюхоногого моллюска A chatina fulica
      • 4. 2. 5. 1. Амфинуклеолус
      • 4. 2. 5. 2. Хроматин и перихроматиновые фибриллы
      • 4. 2. 5. 3. Ядерные тельца
      • 4. 2. 5. 4. Действие актиномицина D на ядерные структуры ооцитов
  • A. julica
    • 4. 3. Ядро ооцитов при гетеротрофном типе оогенеза
      • 4. 3. 1. Ядерные структуры ооцитов скорпионницы Panorpa communis
        • 4. 3. 1. 1. Предварительные замечания
        • 4. 3. 1. 2. На стадии диплотены в ядрах ооцитов P. communis отсутствуют ядрышки
        • 4. 3. 1. 3. «Докариосферная» стадия. Морфодинамика ультраструктуры кариосферы и экстрахромосомных ядерных образований
        • 4. 3. 1. 4. Оценка транскрипционной активности хромосомного аппарата в оогенезе P. communis
        • 4. 3. 1. 5. Ультраструктурная характеристика ядерных телец и экстрахромосомного материала кариосферы
        • 4. 3. 1. 6. Локализация компонентов телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул
        • 4. 3. 1. 6. 1. Локализация poly (A)±PHK в ядрах ооцитов P. communis в связи с SC35-coдержащими доменами
        • 4. 3. 1. 7. Ядерные тельца ооцитов P. communis-, тельца Кахала или кластеры интерхроматиновых гранул? Обсуждение
        • 4. 3. 1. 8. Динамика ядерных структур в оогенезе P. communis: обсуждение
      • 4. 3. 2. Ядерные тельца вителлогенных ооцитов серой мясной мухи Sarcophaga
      • 4. 3. 3. Ядерные структуры ооцитов Hemiptera
        • 4. 3. 3. 1. Предварительные замечания
        • 4. 3. 3. 2. Иммуноцитохимическая характеристика ядерных телец ооцитов
        • 4. 3. 3. 2. 1. Notos tira elongata
        • 4. 3. 3. 2. 2. Capsodes gothicus
        • 4. 3. 3. 2. 3. Velia capra
        • 4. 3. 3. 3. Ядерные тельца ооцитов Hemiptera и проблема идентификации телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул
      • 4. 3. 4. Ядерные структуры ооцитов жука-чернотелки ТепеЬгю тоШог
        • 4. 3. 4. 1. Строение яичников и оогенез. Общие замечания
        • 4. 3. 4. 2. Отсутствие ядрышек и синтеза рРНК в ооцитах жуков-чернотелок
        • 4. 3. 4. 3. Ядро на стадиях, предшествующих формированию кариосферы
        • 4. 3. 4. 3. 1. Хроматин, перихроматиновые районы и транскрипционная активность хромосом
        • 4. 3. 4. 3. 2. Ядерные тельца
        • 4. 3. 4. 4. Морфодинамика кариосферы
        • 4. 3. 4. 4. 1. Ретикулярная кариосфера
        • 4. 3. 4. 4. 2. Компактная кариосфера
        • 4. 3. 4. 4. 3. Кольцевидная кариосфера
        • 4. 3. 4. 4. 4. Оценка транскрипционной активности хромосомного аппарата в ходе развития кариосферы
        • 4. 3. 4. 5. Ядерные тельца ооцитов в период развития кариосферы
        • 4. 3. 4. 5. 1. Морфологическая характеристика
        • 4. 3. 4. 5. 2. Иммуноцитохимическая характеристика
        • 4. 3. 4. 5. 2.1. Светооптические данные
        • 4. 3. 4. 5. 2.2. Электронно-микроскопические данные

Ядро является важнейшей частью эукариотической клетки. Его открытие связывают прежде всего с именем Броуна (R. Brown), который, описывая строение растительных тканей, собственно, и предложил данный термин в 1833 г., т. е. еще до формулировки и обоснования Шлейденом (М. Schleiden) и Шванном (Т. Schwann) в 1838−39 гг. клеточной теории. Вместе с тем, ряд исследователей наблюдали ядра в еще более ранний период, охватывающий XVIII — начало XIX вв. (Gall, 1996). В этой связи нельзя не вспомнить хорошо известный факт, непосредственно связанный с предметом данной работы, а именно то, что ядро ооцитов, или зародышевый пузырек (термин, не потерявший актуальности по сей день!), на самом деле было открыто Пуркинье (J.E. Purkine) за несколько лет до выхода в свет работы Броуна (Збарский, 1988; Gall et al., 2004).

Основная функция ядра как вместилища генетической информации состоит в регуляции экспрессии генов и в осуществлении репликации ДНК в ходе клеточного цикла. Являясь местом осуществления транскрипции, ядро отделяет этот процесс и связанные с ним события от трансляции, осуществляемой в цитоплазме, обеспечивая тем самым новые дополнительные уровни регуляции экспрессии генов, которые невозможны у прокариот.

Издавна в поисках решений ряда общецитологических проблем, особенно связанных с вопросами функциональной морфологии ядерных структур, многие исследователи рассматривали в качестве перспективных модельных объектов ооциты благодаря уникальному функциональному статусу этих клеток. По нашему мнению, с развитием новых методов молекулярной и клеточной биологии значение ооцитов как модельных систем будет неуклонно возрастать. Прежде всего это определяется их высоким уровнем метаболизма, при котором многие ядерные функции оказываются дополнительно тем или иным способом интенсифицированы. Классическими примерами являются амплификация рибосомных генов (Cave, 1982; Macgregor, 1982) и развитие активно транскрибирующих гигантских хромосом типа ламповых щеток (Callan, 1986).

Очевидна важность изучения ооцитов и с точки зрения биологии развития, поскольку именно оогенез — решающий этап проэмбрионального развития, когда в половой клетке осуществляется сборка компонентов, обеспечивающих ранний эмбриогенез (Davidson, 1986; Wassarman, Kinloch, 1992). В соответствии с теорией квантованности онтогенеза, предложенной Светловым (1978), т. е. наличия критических периодов развития, когда происходит детерминация морфогенетических процессов, проэмбриональный период является одним из таких ключевых этапов.

Именно до оплодотворения и образования зиготы — в оогенезе — происходит накопление значительной морфогенетической информации и необходимых для будущего зародыша макромолекул, формируется белоксинтезирующая система, функционирующая на ранних стадиях эмбриогенеза, создается ооплазматическая сегрегация, лежащая в основе первичной дифференцировки клеток. В этой связи следует отметить ряд имеющихся прямых указаний на реальную возможность перехода некоторых факторов сплайсинга (малых ядерных [мя] РНП) из ооцитов в зиготу и ранние эмбрионы (Lobo et al., 1988; Dean et al., 1989; Prather, Rickords, 1992; Watson etal., 1992).

Сами же ооциты дают уникальную возможность изучать ядерные структуры в динамике, на фоне поэтапного изменения метаболической активности ядер в оогенезе, а сравнительный подход, учитывающий особенности различного микроокружения развивающейся яйцеклетки (например, сравнение солитарного оогенеза и системы ооцит-трофоциты при нутриментарном оогенезе), вносит существенный вклад в понимание фундаментальных принципов организации ядра и его функциональных особенностей у животных с разными типами оогенеза.

Преимущества ооцитов как цитологических объектов по сравнению с соматическими клетками значительно усиливаются благодаря гигантским размерам этих клеток в целом, а также их ядер и субъядерных структур — хромосомно-ядрышкового аппарата и экстрахромосомных ядерных телец (ЯТ) — в частности.

Вместе с тем, растущие ооциты — весьма специализированные клетки, причем находящиеся в процессе деления (в профазе мейоза). На необходимость учитывать этот факт указывал еще Вильсон (1936) в своей классической монографии, а также ряд современных исследователей (Gall et al., 2004).

Стратегия" оогенеза у всех развивающихся половым путем организмов в конечном итоге подчинена общим задачам осуществления перекомбинации генетического материала и «материального» обеспечения ранних этапов развития зародыша и клеточной дифференцировки, т. е. оно определяется не столько потребностями самой клетки, сколько «устремлено» в будущее. Ясно, что эти и другие особенности ооцитов не могут не найти отражения в особенностях структурно-функциональной организации их ядер.

С современной точки зрения ядро — очень сложное и крайне неоднородное образование, в котором выделяются структурно-функциональные компартменты, или домены, многие из которых представлены морфологически оформленными ЯТ (Spector, 1993, 2001; Lamond, Earnshow, 1998; Dundr, Misteli, 2001). При этом существует прямая взаимозависимость между их структурой и функциями (Iborra,.

Cook, 2002). Доминирующее в настоящее время представление об эукариотическом ядре в целом подразумевает, что на регуляцию экспрессии генов и координацию составляющих ее многостадийных событий наряду с особенностями упаковки генетического материала в хроматине, специфической позицией собственно хромосом в ядре существенное влияние оказывают именно экстрахромосомные ядерные домены — высокоорганизованные структуры нуклеоплазмы (Misteli, Spector, 1998; Misteli, 2007).

К формированию первых представлений о ядерных компартментах привели успехи классической морфологии клетки, достигнутые в середине XX в. благодаря интенсивному развитию техники электронной микроскопии (Pederson, 2002). В результате были заново описаны многие структуры и получены сведения об их тонкой организации.

Компартментализация клеточного ядра представляется многоуровневой. Первый (самый очевидный) уровень связан с существованием ядерного компартмента в целом, обособленного от цитоплазмы ядерной оболочкой. Второй уровень компартментализации подразумевает наличие трех основных хорошо известных морфологических областей клеточного ядра: хроматина, ядрышек и так называемого интерхроматинового РНП-содержащего пространства (nucleoplasmic RNP spaceRaska et al., 1992).

Компартментализация хроматина стала очевидна с развитием методов гибридизации нуклеиновых кислот in situ, которые позволили выявлять специфические последовательности ДНК и индивидуальные хромосомы. Этот уровень компартментализации подразумевает, что хромосомы в интерфазном ядре расположены не случайно, а занимают определенные участки — хромосомные территории (Cremer, Cremer, 2001). Более того, оказалось, что отдельные локусы внутри хромосомной территории также распределены определенным образом: участки, несущие гены, в большинстве случаев находятся на периферии хромосомной территории, причем это положение не зависит от активности самих генов, а некодирующие последовательности располагаются случайным образом или внутри хромосомной территории (Kurz et al., 1996).

Третий и четвертый уровни компартментализации по существу трудно разделить, и нередко они оказываются тождественны.

Один из них (морфологический), по нашим представлениям, подразумевает существование дискретных субъядерных образований (органелл) интерхроматинового пространства, либо наличие морфологически оформленных областей в составе той или иной сложной органеллы: например, известные ультраструктурные компоненты ядрышка — фибриллярные центры, плотный фибриллярный и гранулярный компоненты (Goessens, 1984) или компоненты сложных телец Кахала (ТК) в ооцитах амфибий или сверчка (см. ниже).

Другой уровень (функциональный) вытекает из постулированной недавно гипотезы о модульной организации ядерных структур на примере ТК (Lemm et al., 2006), которая подразумевает наличие особых функциональных доменов, «ответственных» за различные ядерные функции. Этот уровень компартментализации напрямую связан с установленной в настоящее время мультифункциональностью некоторых ядерных органелл, включая ядрышки (Pederson, 1998; Leung et al., 2003), ТК (Gall et al., 1995, 1999) и кластеры интерхроматиновых гранул (КИТ) (Lamond, Spector, 2003; Hall et al., 2006).

Представления об интерхроматиновом пространстве как о высокоорганизованной и сложно структурированной области ядра были заложены работами Моннерона и Бернара (Bernhard, 1969; Monneron, Bernhard, 1969), которые разработали метод селективного выявления РНП-содержащих структур на ультратонких срезах с помощью их регрессивного контрастирования с использованием этилендиаминтетрауксусной кислоты (EDTA) и описали в ядрах соматических клеток млекопитающих благодаря использованию этого метода ряд новых экстрахромосомных доменов, оказавшихся позднее универсальными в клетках различного происхождения.

Другим революционным шагом на пути к утверждению современной концепции структурно-функциональной компартментализации ядра (Spector et al., 1991; Spector, 1993, 1996, 2001; Lamond, Earnshow, 1998; Strouboulis, Wolffe, 1996; Matera, 1999; Dundr, Misteli, 2001) стало открытие в 1980;х гг. в сыворотке крови больных аутоиммунными заболеваниями антител, распознающих дискретные структуры интерхроматинового пространства ядра (Tan, 1982; цит. по: Gall, 2000), что наводило на мысль о неслучайном характере распределения ядерных белков. Существенный вклад в анализ такого распределения и установление четкой локализации ядерных антигенов в конкретных структурах привнесла техника иммуноэлектронной микроскопии (immunogold labeling electron microscopy) (Fakan, Puvion, 1980; Spector et al., 1983; Fakan et al., 1984; Fakan, 2004) и гибридизации нуклеиновых кислот in situ на ультраструктурном уровне (Visa et al., 1993a, bPuvion-Dutilleul, Puvion, 1996; Cmarko, Koberna, 2007).

Несмотря на эти очевидные успехи, в современной кариологии в настоящее время налицо ряд существенных методологических и гносеологических противоречий. Несомненно, что развитие в последние годы новых методов обеспечило несомненный прогресс в понимании функций ядерных доменов (Misteli, 2001b, 2007; Carmo-Fonseca, 2002; Ogg, Lamond, 2002; Lamond, Spector, 2003; Sleeman, 2004; Handwerger, Gall, 2006). Вместе с тем, многие молекулярнобиологические подходы, раскрывшие молекулярные и биохимические механизмы транскрипции, процессинга РНК, транспорта макромолекул и т. д. не могут объяснить, как эти процессы структурированы, встроены в трехмерную архитектонику ядерного пространства и как надмолекулярные комплексы, обеспечивающие скоординированное осуществление ядерных функций, взаимосвязаны и взаимодействуют между собой.

С другой стороны, цитоморфологические описательные подходы даже с применением методов иммуноцитохимии и гибридизации нуклеиновых кислот in situ часто позволяют лишь косвенно судить о функциях ядерных структур. К слову, ограниченность метода электронной микроскопии как единственного для изучения структуры и функции клеточного ядра справедливо подчеркивалась еще в 1970;е гг. (Ченцов, Поляков, 1974), т. е. в эпоху наивысшего расцвета морфологических ультраструктурных исследований как в нашей стране, так и за рубежом.

Нередко трудности, связанные со структурной или функциональной интерпретацией результатов, возникают из-за того, что целые направления исследований замыкаются в рамках стандартных объектов, например культивируемых in vitro клеток млекопитающих, что вряд ли оправдано с общебиологической точки зрения.

Парадоксально, но анализ обширной литературы 1960;80-х гг., посвященной ультраструктурным исследованиям ядер ооцитов и соматических клеток, создает впечатление, что исследователи в этих областях проводили свои исследования как бы в двух параллельных плоскостях и за редким исключением (например, Gruzova et al., 1972) не сопоставляли полученных результатов и не проводили очевидных параллелей. По-видимому, отсюда, в частности, проистекает весьма существенная терминологическая путаница в описаниях ядерных структур ооцитов, которую мы наблюдаем до сих пор.

Из несомненных, наиболее ярких успехов последних лет, связанных с использованием современного комплексного цитоморфологического похода к изучению ядерных структур клеток, отличных от соматических клеток млекопитающих, можно указать работы, связанные с идентификацией ТК в клетках Drosophila, в ходе которых были открыты тельца гистоновых локусов (histone locus bodies, HLBsLiu et al., 2006a, b), представляющие собой новый класс экстрахромосомных ядерных структур, родственных ТК, а также установление природы так называемых «белковых тел» в ооцитах птиц как особого и, не исключено, универсального экстрахромосомного домена, ассоциированного с центромерными участками хромосом типа ламповых щеток (Krasikova et al., 2004, 2005; Красикова, 2007).

AAA.

Одной из отправных точек нашей работы послужили представления о том, что особенности морфологической и функциональной организации ядер ооцитов во многом определяются особенностями микроанатомического окружения растущего ооцита и теми структурно-функциональными взаимоотношениями, в которые он вступает со вспомогательными (акцессорными) клетками гонады (Грузова, 1971; Гагинская, 1975).

С развитием функционального подхода в морфологии клетки и биологии проэмбрионального развития еще в 1970;е гг. стала звучать определенная критика в адрес классической классификации гаметогенеза (сперматои оогенеза) Коршельта и Гайдера, предложенной в самом начале XX в. (Korscheit, Heider, 1902), но до сих пор еще применяющейся довольно широко при общем подходе к описанию разнообразных форм развития половых клеток Metazoa.

В основу этой классификации были положены фундаментальные в морфологическом отношении признаки: наличие или отсутствие морфологически оформленных гонад — соответственно, локализованный и диффузный оогенез — и наличие или отсутствие специализированных вспомогательных структур, клеток или тканей — алиментарный (фолликулярный + нутриментарный) и солитарный оогенез (см. также: Айзенштадт, 1984). Очевидно, однако, что эта классификация носит весьма формальный характер, будучи схематичной и ограниченной в том плане, что она не только не охватывает всего имеющегося разнообразия морфологических типов оогенеза, особенно у низших Metazoa (Равен, 1964), но прежде всего она мало применима при функциональном подходе к изучению различных аспектов оогенеза, затрагивая лишь пространственно-гистологические взаимоотношения между клетками (Гагинская, 1975).

При разных типах оогенеза участие клеток в вегетативных функциях представляется сходным. Например, как при солитарном, так и при фолликулярном типах оогенеза большая часть РНК синтезируется в ядре самого ооцита, в то время как при нутриментарном основную часть РНК, поступающую в ооцит, синтезируют питающие клетки, или трофоциты (Айзенштадт, 1984; Berry, 1985). Рассматривая характер оогенеза на основании особенностей синтеза РНК, Гагинская (1975) предложила очень привлекательную, на наш взгляд, классификацию, оказавшуюся особенно удобной при изучении морфофункциональной организации ядра в оогенезе. Согласно этой классификации, солитарный и фолликулярный типы оогенеза характеризуют автотрофное развитие ооцита, а нутриментарныйгетеротрофное.

Те же принципы заложены в основу более современного выделения гипертранскрипционного типа оогенеза, который протекает с участием хромосом типа ламповых щеток, и полигеномного, при котором имеет место проявление принципа кооперативности при подключении к формированию яйцеклетки большого числа однотипных геномов питающих клеток (Дондуа, 2005). По существу того же мнения придерживается Голл (J.G. Gall), говоря о «двух типах ооцитов» (Liu et al., 2006а).

Принято считать, что основной тенденцией (но, по-видимому, не жестким правилом) в организации ядра ооцита при автотрофном оогенезе является сохранение им транскрипционной активности в течение всего периода роста ооцитахромосомы при этом часто приобретают форму ламповых щеток, в ядре не формируется кариосфера (см. ниже) и часто наблюдается амплификация генов ядрышкового организатора. При гетеротрофном (полигеномном) оогенезе, наоборот, всегда существует более или менее длительная стадия кариосферы, а стадия ламповых щеток, если существует, то весьма коротка. При таком типе оогенеза, кроме того, имеет место тенденция к редукции нуклеолярного аппарата ооцитов вплоть до полного отсутствия ядрышек и синтеза рРНК в ядрах ооцитов (Грузова, 1971, 1977, 1979аСоколов, 1966; Гагинская, 1975; Gruzova, Parfenov, 1993; Грузова и др., 1995).

Следует подчеркнуть, что многие из вышеизложенных положений вытекают из работ 20−30- и даже 40-летней давности, выполненных рутинными методами светооптической микроскопии, авторадиографии и стандартной электронной микроскопии. Например, до начала наших исследований практически не были представлены данные о том, в какой степени в ядрах ооцитов при нутриментарном (гетеротрофном) оогенезе будут присутствовать ведущие компоненты экспрессии генов, включая РНК-полимеразу II, другие факторы транскрипции и факторы процессинга разных типов РНК.

Возникал ряд вопросов. Будут ли одинаковыми характер ассоциации этих факторов с основными ядерными структурами ооцитов (кариосферой и внутриядерными тельцами)? Каковы особенности их распределения в трехмерном объеме ядра ооцитов животных, обладающих разными типами оогенеза, соответственно — разными источниками РНК в оогенезе и, как следствие, различной метаболической активностью ядер ооцитов?

До начала наших исследований практически не было известно о характере морфодинамики внутриядерных телец в ооцитах и о том, меняется ли их состав на разных стадиях оогенеза, скоординирована ли трансформация экстрахромосомных и хромосомного доменов в ходе роста ооцита. В ходе выполнения данной работы требовалось проверить наши рабочие гипотезы: а) о присутствии ТК и КИГ в ооцитах животных с различными типами оогенеза вне зависимости от активности ядер ооцитовб) о возможном существовании единых принципов организации и функционального сходства ЯТ у животных с солитарным и фолликулярным (автотрофным) оогенезом и у видов с нутриментарным (гетеротрофным) оогенезом на активных стадиях, т. е. до формирования в ядрах кариосферы.

Изучение морфодинамики кариосферы — особого ядерного домена, формирующегося в оогенезе некоторых животных (а при гетеротрофном оогенезе у подавляющего большинства видов) на диплотене профазы мейоза за счет агрегации в ограниченном участке крупного ядра ооцита конденсированных бивалентов — занимало специальное место в наших исследованиях. Наша работа в области функциональной морфологии ядерных структур ооцитов в связи с формированием кариосферы является логическим продолжением того направления исследований, которое было заложено в нашей стране работами проф. И. И. Соколова и на протяжение 40 лет успешно развивавшегося в Лаборатории морфологии клетки ИНЦ РАН проф. М. Н. Грузовой и ее коллегами.

Кариосфера — уникальная структура половых клеток. Помимо конденсированного хроматина в ее составе нередко обнаруживаются и экстрахромосомные структуры различных типов. Принято считать, что формирование кариосферы отражает существование в оогенезе этих животных периода естественной (физиологически детерминированной) инактивации хромосомного аппарата в период большого роста ооцита, когда прекращается в ядрах ооцитов синтез РНК.

Однако в последние годы эта структура, характеризующая оогенез более 120-ти изученных видов, относящихся к 4-м типам (12-ти классам) животных — от кишечнополостных до млекопитающих, включая человека (Огагоуа, Ра^епоу, 1993), практически выпала из поля зрения современных исследователей. Лишь единичные работы, опубликованные в последнее время (Ц)а?аеуа е! а1., 2005; Гуапоуэка а1., 2005; Кгаэ^коуа е! а1., 2004, 2005), немного приоткрыли завесу тайны, окутывающей молекулярные механизмы формирования кариосферы и ее функции, но лишь приоткрыли — не более того.

Приступая к написанию нашей работы, мы не ставили перед собой даже такую цель в части, касающейся исследований кариосферы. На нынешнем этапе для нас важно было провести ревизию и обобщить в свете современных представлений о структуре и функциях клеточного ядра те разрозненные (а подчас противоречивые) сведения об организации кариосферы и тесно связанных с ней экстрахромосомных доменов в ооцитах некоторых беспозвоночных животных, обладающих разными типами оогенеза.

В начале наших исследований настоятельно требовал переисследования даже сам известный постулат о выключении хромосомного аппарата ооцита на стадии кариосферы из транскрипционных процессов (Gruzova, Parfenov, 1993), поскольку во многих работах прежних лет неоднократно отмечалось включение 3Н-уридина как предшественника синтеза РНК в область кариосферы в ооцитах различных насекомых при проведении авторадиографических экспериментов (Buning, 1972; Chaminade, Laverdure, 1976; Ray, Ramamurty, 1979 и др.), а также локализация в области кариосферы поли (А)±РНК (Cardoen et al., 1986), что свидетельствовало о том, что геном ооцитов на исследованных стадиях не был полностью инактивирован.

Несмотря на многочисленные морфологические описания кариосферы, в литературе до сих пор слабо освещен вопрос о том, какие экстрахромосомные элементы входят в состав кариосферы на разных стадиях ее развития, каковы их состав и функции, имеют ли они отношение к дефинитивным образованиям интерхроматиновой области ядра, прежде всего так или иначе связанным с процессингом различных РНК. Среди таких структур основное внимание мы уделили поиску аналогов универсальных ЯТ эукариотических клеток — КИТ и ТКв ооцитах беспозвоночных.

Как события, связанные с формированием кариосферы, скоординированы с поведением ЯТ, обогащенных компонентами генной экспрессии? Происходит ли прекращение синтеза РНК в ядрах ооцитов к концу диплотены и если да, то на каких стадиях? Насколько транскрипционно активны хромосомы ооцита в начале формирования кариосферы? Поиск ответов на эти вопросы и обобщение накопленных к настоящему времени литературных данных являлись существенной частью данной работы. л & &.

Следует сказать несколько слов об объектах нашей работы. Их выбор определялся не филогенетическим положением тех или иных видов в системе животного царства, а прежде всего определенным типом оогенеза, характеризующим конкретный видпри этом мы ожидали наблюдать определенную структурную организацию ядер ооцитов в соответствии с общими тенденциями, рассмотренными выше.

Большая часть работы выполнена на ядрах ооцитов насекомых, которые уже очень давно представляются весьма перспективными объектами в исследованиях подобного рода (Bauer, 1933; Грузова, 1979а). С нашей точки зрения, среди беспозвоночных животных насекомые представляют собой одну из наиболее удобных моделей для изучения ядерных структур в оогенезе. Для исследования нами были выбраны виды, имеющие строение яичников, типичное для каждого базового типа: паноистического, мероистического политрофного и мероистического телотрофного.

Необходимо сделать небольшое отступление и кратко пояснить значение некоторых терминов, имеющих отношение к женским гонадам насекомых (подробнее см.: King, Buning, 1985; Buning, 1994), которые мы будем неоднократно использовать в нашей работе.

Анатомической и функциональной единицей женской гонады насекомых является яйцевая трубка (овариола), количество которых в гонадах разных видов может варьировать от единиц до сотен (Buning, 1994).

Овариолы насекомых вне зависимости от типа строения гонад имеют два основных отдела: гермарий, расположенный апикально, и вителлярий (рис. 1). В разных типах яичников и на разных стадиях эмбриогенеза эти отделы овариолы по своему клеточному составу существенно различаются (Buning, 1994). Однако во всех случаях гермарий является отделом овариолы, в котором на определенных стадиях развития половой системы происходят оогониальные деления, а вителлярий является местом созревания ооцитов (от позднего превителлогенеза до конца вителлогенеза) по мере их продвижения от гермария к выводному протоку.

В XIX в. было предложено разделение яичников насекомых на паноистические (от греч. 7rav — весь, coov — яйцо) и мероистические (от греч. ?ispogчасть, coov — яйцо) (Brandt, 1874- цит. по: Bilinski, 1998).

В паноистических яичниках ооциты развиваются в окружении только слоя фолликулярных клеток, а вся РНК ооцита синтезируется в самом его ядре, что полностью соответствует РНК-синтетической «стратегии», характерной доя амфибий и других животных с фолликулярным типом оогенеза (Berry, 1985). В мероистических яичниках развивающиеся ооциты оказываются напрямую связанными посредством цитоплазматических мостов или питающих тяжей с высоко полиплоидными и синтетически активными питающими клеткамитрофоцитами (Telfer, 1975; Buning, 1994), в то время как ядро ооцитов в оогенезе инактивируется (Bier et al., 1967; Gruzova, Parfenov, 1993; Bogolyubov, 2007). Именно ядра трофоцитов служат главным источником РНК ооцитов в мероистических яичниках (Berry, 1985), и эта их функция оказывается идентичной вне зависимости от типа строения мероистического яичника — политрофного или телотрофного (Bilinski, 1998).

Разделение мероистических яичников на эти два подтипа было предложено в начале XX в. (Gross, 1903; цит. по: Bilinski, 1998). В мероистических телотрофных яичниках все трофоциты сосредоточены в гермариях (трофариях), а в политрофных трофоциты «сопровождают» развивающиеся ооциты по всей длине овариолыпри этом в вителляриях расположены питающие камеры, состоящие из ооцита и нескольких питающих клеток (рис. 1).

Рис. 1. Яйцевые трубки насекомых из яичников паноистического (а), мероистического телотрофного (б) и мероистического политрофного (в) типов (по: Ries, Gersch, 1953, из: Соколов, 1966). Черным показан фолликулярный эпителий.

Интересно, что в эволюции насекомых мероистические яичники возникали неоднократно: политрофные — дважды, а телотрофные — 4 раза (Bilinski, 1998).

Возвращаясь к объектам нашей работы, отметим, что для расширения сравнительного-цитологического подхода при решении некоторых вопросов к исследованию были также привлечены животные, обладающие типичным солитарным оогенезом — брюхоногий моллюск и паук.

Кроме того, первыми объектами данного исследования послужили несколько видов ресничных червей-лецитоэпителиат (Plathelminthes-Turbellaria: Lecithoepitheliata). Цитологической характеристике женских гонад этих червей была посвящена кандидатская диссертация автора (Боголюбов, 1993). В ходе ее выполнения оказалось, что эти черви обладают уникальным типом оогенеза с признаками «алиментарности». Вместе с тем, последующие исследования.

Боголюбов, Грузова, 1994; Боголюбов, 2000, 2007) показали, что организация ядер ооцитов этих червей довольно типична для автотрофного оогенеза (см. разд. 4.2.4).

При выборе объектов немаловажную роль играла их массовость и доступность, а также возможность содержания некоторых животных в лабораторных условиях без использования специального дорогостоящего оборудования.

Для сравнительных целей были также использованы данные, полученные автором в соавторстве с другими исследователями на материале позвоночных животных — ооцитах травяной лягушки Rana temporaria (Цветков и др., 2002) и 2-клеточных эмбрионах мыши (Bogolyubova et al., 2006). Эти данные привлечены для обсуждения в соответствующих разделах диссертации. а &.

Работа была проведена в русле разрабатываемого в Лаборатории морфологии клетки ИНЦ РАН комплексного направления «Организация и иммуноморфологическая характеристика ядерных и цитоплазматических структур при репродукции, дифференцировке и регенерации в составе организма и в клеточных культурах».

Исходя из этого, основная цель нашей работы заключалась в сравнительном исследовании структурно-функциональной организации ядерных доменов ооцитов у ряда беспозвоночных животных, обладающих разными типами оогенезаспециальное внимание было уделено параллельному анализу поведения хромосомного аппарата, строения кариосферы и динамики взаимоотношений двух ведущих экстрахромосомных доменов — телец Кахала (ТК) и кластеров интерхроматиновых гранул (КИГ).

Конкретные задачи работы состояли в следующем.

1. Идентифицировать в ядрах ооцитов беспозвоночных ТК и К ИГ, выявить их структурные и молекулярные особенности и провести сравнение этих доменов с ТК и КИТ соматических клеток млекопитающих, которые были приняты за определенный «эталон».

2. В ядрах ооцитов у ряда беспозвоночных исследовать структурно-композиционные характеристики уникальных комплексов, тесно объединяющих компоненты телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул в составе единых структур.

3. С помощью комплексного подхода (электронная микроскопия, флуоресцентная и ультраструктурная иммуноцитохимия, микроинъекции) локализовать ряд ведущих компонентов экспрессии генов, характеризующих ТК и КИГ, в ядрах ооцитов животных, обладающих разными типами оогенеза: автотрофным (активно ядро самого ооцита) и гетеротрофным (РНК поступает в ооплазму из питающих клеток).

4. Подтвердить существование поэтапной инактивации хромосомного аппарата ооцитов в ходе развития кариосферы при гетеротрофном (нутриментарном) типе оогенеза с помощью микроинъекций в ооциты предшественника синтеза РНК (бромоуридинтрифосфата). Исследовать ультраструктуру кариосферы, выявить особенности ее строения у разных видов, проследить ее морфодинамику и вскрыть особенности молекулярного состава экстрахромосомного материала кариосферы.

5. Проверить гипотезу об отсутствии синтеза рибосомной РНК и ядрышек в ооцитах некоторых животных при нутриментарном оогенезе с использованием для этого гибридизации нуклеиновых кислот in situ.

6. В условиях инактивации ядер ооцитов (в естественных условиях и при действии ингибиторов транскрипции) изучить связь с ядерными структурами ряда ведущих компонентов экспрессии генов, включая компоненты голоэнзима РНК-полимеразы II, белков-коактиваторов транскрипции и факторов сплайсинга пре-мРНК.

А, А А.

Начальные этапы нашей работы (1986;1989 гг.) связаны с кафедрой эмбриологии (ныне биологии развитиязав. — д.б.н., проф. А.К. Дондуа) Ленинградского (ныне Санкт-Петербургского) государственного университета. Вся остальная, большая часть работы (1989;2008 гг.) выполнена в Лаборатории морфологии клетки (зав. — д.б.н., проф. В.Н. Парфенов) Института цитологии РАН (Санкт-Петербург). Экспедиционная часть работы, связанная с изучением байкальских турбеллярий (1988, 1990, 1991 гг.), проведена на базе Лаборатории гидробиологии и систематики водных организмов (зав. — д.б.н. O.A. Тимошкин) Лимнологического института СО РАН (г. Иркутск). Сбор образцов Hemiptera, определение видов и фиксация их гонад осуществлены на базе Кафедры общей зоологии Зоологического института при Университете г. Вроцлав (Польша) (зав. -д.б.н., проф. А. Огожалек).

А, А А.

Данная работа была бы невозможна без многолетнего плодотворного сотрудничества автора с рядом сотрудников ИНЦ РАН, которым автор выражает глубокую и искреннюю благодарность.

Изучение ядер ооцитов скорпионницы проводилось совместно с к.б.н. Ф. М. Баталовой. Соавтором исследований, проведенных на сверчке, мясной мухе и моллюске является к.б.н. И. С. Степанова, материалы магистерской и кандидатской диссертаций которой, выполненные под научным руководством автора, частично были включены в данную работу. Соавтором исследований ядерных доменов ооцитов паука является к.б.н. И. О. Боголюбова. Опыты по синтезу РЕК in vitro и гибридизации нуклеиновых кислот in situ были проведены совместно с к.б.н., с.н.с. А. Г. Цветковым.

Научные консультации по ряду проблем, связанных с данным исследованием, были получены у проф. В. Н. Парфенова. Своим интересом к ядерным структурам ооцитов автор целиком и полностью обязан своему учителю, проф. М. Н Грузовой.

6. ВЫВОДЫ.

1. В ядрах ооцитов, развивающихся по автотрофному типу (при отсутствии питающих клеток), у исследованных беспозвоночных животных, принадлежащих к различным таксонам (Geocentrophora [Plathelminthes-Turbellaria], Achatina [Mollusca-Gastropoda], Acheta [Insecta], Araneus [Aranei]), кариосфера не формируется, а хромосомы сохраняют транскрипционную активность вплоть до завершающих этапов роста ооцита. В ооцитах животных с нутриментарным (гетеротрофным) оогенезом (Panorpa [Insecta-Mecoptera], Tenebrio [Insecta-Coleoptera]), напротив, образуется кариосфера, и ее формирование связано с периодом превителлогенеза.

2. Морфодинамика кариосферы сходна у видов, принадлежащих к разным отрядам насекомых, но различаются детали ее строения. В ходе развития кариосферы происходит высокая конденсация хроматина, что сопровождается полным выключением хромосом ооцита из РНК-синтетических процессов, а также реорганизацией экстрахромосомного материала кариосферы в морфологически оформленные ядерные тельца.

3. У насекомых с нутриментарным типом оогенеза существует тенденция к инактивации ядрышкового аппарата ооцитову некоторых видов наблюдается полное отсутствие ядрышек и синтеза рибосомной РНК. Крайнее разделение функций между ядрами ооцитов и трофоцитов в отношении синтеза рибосомной РНК в эволюции насекомых происходило неоднократно — по крайней мере, дважды: у Месор1ега и Со1еор1ега-Ро1ур}^а.

4. Эквиваленты телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул соматических клеток млекопитающих присутствуют в ооцитах всех исследованных видов беспозвоночных животных, далеко отстоящих друг от друга в филогенетическом отношении, вне зависимости от типа оогенеза. Таким образом, на широком круге беспозвоночных животных подтверждена концепция универсальности и эволюционной консервативности телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул. Присутствие этих доменов в ооцитах не зависит от транскрипционного статуса ядер.

5. Кластеры интерхроматиновых гранул и тельца Кахала ооцитов беспозвоночных представляют собой сложные гетерогенные образования, включающие структурно-функциональные субдомены, обогащенные различными компонентами экспрессии генов (РНК-полимераза II, ряд транскрипционных факторов, факторов сплайсинга пре-мРНК). Существуют видовые особенности ультраструктурной организации и молекулярного состава телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул ооцитов беспозвоночных животных.

6. Среди беспозвоночных животных существует тенденция к объединению телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул ооцитов в единые комплексы, сочетающие компоненты этих двух доменов с различной степенью их морфологической обособленности. Выдвинута гипотеза о возможности существования в ядрах ооцитов единого экстрахромосомного домена, объединяющего структурные и молекулярные черты телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул.

7. Подавление транскрипции (в ооцитах Acheta) вызывает согласованную реакцию структурных элементов телец Кахала и кластеров интерхроматиновых гранул, входящих в состав комплексных образований ооцитов, что приводит не только к изменению их тонкого строения, но и к перераспределению факторов сплайсинга в их составе. В то же время, оно не влияет на внутриядерную локализацию коилина, фибрилларина, РНК-полимеразы II и некоторых сопутствующих ей факторов (TFIID, СВР/рЗОО).

5.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В нашем исследовании, используя, с одной стороны, набор определенных антител для иммуноцитохимического выявления маркерных белков, с другой — ультраструктурный анализ, а также некоторые специальные подходы, включая микроинъекции в ооциты U7 мяРНК, (и)22-метилолигонуклеотида или мРНК шус-коилина, мы сумели идентифицировать в ядрах ооцитов ряда беспозвоночных животных структурные аналоги ТК и КИГ, что, безусловно, подчеркивает универсальность и эволюционную консервативность этих ядерных доменов (Gall, 2003; Gall et al., 2004).

Вместе с тем, ЯТ ооцитов беспозвоночных — как КИГ, так и ТКпродемонстрировали ряд особенностей, которые заметно отличают их от типичных ТК и КИГ соматических клеток млекопитающих. Эти особенности касаются как ультраструктурной организации, так и молекулярного состава. Мы еще очень мало знаем о функциях КИГ и ТК в ооцитах, но и в этом отношении также очевидно, что они должны обладать некоторыми специфическими чертами.

КИГ ооцитов беспозвоночных в большинстве случаев содержат гранулы, которые значительно крупнее типичных интерхроматиновых гранул (Monneron, Bernhard, 1969). В ооцитах КИГ практически всегда представляют собой морфологически хорошо оформленные структуры (исключение — ооциты Turbellaria-Lecithoepitheliata), т. е. это именно «тельца», а не простые аморфные агрегаты гранул, как это нередко имеет место в соматических клетках млекопитающих.

В ооцитах насекомых, если рассматривать в целом, КИГ оказались по организации сходными вне зависимости от типа строения яичников, хотя в ряде случаев (Panorpa, Tenebrio) прослеживается их усложнение в ходе оогенеза при переходе от активных к неактивным стадиям.

У насекомых в составе КИГ ооцитов обычно четко выражен фибриллярный компонент, из-за чего сам термин «кластер гранул» становится в определенной степени условным. При этом фибриллярный и гранулярный компоненты КИГ могут быть хаотичным образом перемешаны между собой, но часто фибриллярный материал занимает сегрегированные области, отличающиеся различной электронной плотностью и плотностью упаковки фибрилл в их составе. Любопытно, что некоторые из таких областей аккумулируют РНК-полимеразу II (преимущественно ее нефосфорилированную форму).

Таким образом, фибриллярные области в составе КИГ ооцитов насекомых следует, по-видимому, рассматривать как их специализированные субдомены. Следует, однако, подчеркнуть, что при этом далеко не очевидно, насколько такие области соответствуют IGAZ соматических клеток (Visa et al., 1993а) или фибриллярным областям в составе КИГ ооцитов млекопитающих (Parfenov et al., 1998).

Что касается маркерного белка КИГ — SC35, то фактически становится правилом, что распределение этого белка в КИГ ооцитов не ограничено гранулами, и он часто присутствует в заметных количествах в различных фибриллярных структурах. Таким образом, есть все основания говорить применительно к ооцитам беспозвоночных не о КИГ, а об «SC35-содержащем домене» (Hall et al., 2006), что исключает ультраструктурный мотив в этом определении.

Интересно, что SC3 5-содержащий домен в ооцитах насекомых может не иметь характерной для КИГ гранулярной структуры даже на активных стадиях оогенеза (Tenebrio).

Весьма существенно, что в 8С35-содержащих доменах ооцитов насекомых была выявлена четкая локализация другого важного компонента КИГ — poly (A)±РНК, причем ее присутствие в этих доменах не зависело от транскрипционного статуса ядра.

Мы пока не знаем ничего о том, какие именно полиаденилированные РНК присутствуют в КИГ ооцитов насекомых, а решение этого вопроса могло бы способствовать выяснению функций КИГ ооцитов на разных стадиях оогенеза.

Весьма своеобразны в ооцитах беспозвоночных ТК (коилин-содержащие домены). По ультраструктурной организации они могут быть фибриллярными, фиброгранулярными или даже гранулярными образованиями. Очень редко они морфологически напоминают типичные ТК соматических клеток млекопитающих. Среди изученных нами объектов только в ооцитах Panorpa communis (Insecta) и отчасти в ооцитах Geocentrophora baltica (Turbellaria) встречались структуры, состоящие из характерных перекрученных тяжей. Однако по литературным данным, как обсуждалось выше (разд. 4.3.1.7), в ооцитах Drosophila (Liu et al., 2006a) и жука-долгоносика Anthonomus pomorum (Swiqtek, Jaglarz, 2004) такие «скрученные тельца» (вспомним прежнее название ТК!) не содержат молекулярные компоненты ТК, прежде всего коилин.

Почему популяция ТК и родственных им структур в ооцитах беспозвоночных столь гетерогенна по своей ультраструктуре? Почему морфологические особенности ТК и их молекулярный состав сильно варьируют вне зависимости от таксономического и филогенетического положения конкретного вида? Почему имеет место слабая корреляция между ультраструктурной организацией ТК ооцитов и их молекулярным составом? Эти и другие вопросы до сих пор остаются без ответа и открывают перспективы для дальнейших исследований.

Если ранее на большом числе объектов при исследовании ядер соматических клеток млекопитающих была установлена функциональная связь между ТК и КИТ (Dundr, Misteli, 2001; Lamond, Spector, 2003), то ооциты дают возможность проследить еще и структурную связь между ними.

До начала наших работ хорошо известным и практически единственным примером объединения ТК и КИТ в единую структуру служили ооциты амфибий (Wu et al., 1991; Gall et al., 1995). Ооциты же беспозвоночных дают уникальную возможность проследить различные варианты такого объединения: от присутствия в ядре независимых структур (Geocentrophora) до формирования структурных комплексов, в которых, однако, составляющие их компоненты, в первую очередь КИТ, могут иметь разную степень выраженности.

Как было отмечено выше (разд. 4.2.1.3, 4.2.5.3, 4.3.3.2), могут существовать единые домены, в которых компоненты ТК и КИТ сохраняют свою структурную индивидуальность вместе с присутствием свободных КИТ в нуклеоплазме (Acheta, частично Notostira, а за пределами насекомых — Achatina). У клопа-слепняка N. elongata крупные ядерные домены представляют собой комплекс ясно различимой области ТК, содержащей коилин и нефосфорилированную РНК-пол II, а также эквивалент КИТ, оформленный в виде своеобразных периферических «почек» SC3 5-содержащего материала. Однако у другого слепняка (Capsodes gothicus), а также у водомерки Velia caprai структурные различия зон центральных, содержащих коилин, и периферических, содержащих белок SC35, -фактически размываются. Ядерные домены, объединяющие коилини SC35-содержащие составляющие при этом представлены фибриллярным материалом, а различия затрагивают лишь плотность его упаковки в различных частях этих образований.

Наконец, полное слияние в единую структуру демонстрируют ядерные домены ооцитов Araneus (разд. 4.2.3), в которых коилин и белок SC35 четко колокализуются в едином образовании, которое на светооптическом уровне выглядит однородным, однако требуется проведение ультраструктурного анализа (рис. 108).

Очень трудно провести четкую «демаркационную линию» между ТК и КИГ в транскрипционно неактивных ооцитах (Panorpa, Tenebrio), и в ряде случаев нам представляется более уместным говорить о существовании единого экстрахромосомного домена, объединяющего черты по крайней мере ТК и КИГ.

В этой связи интересно вспомнить гипотезу о «модульной» структуре ТК, которая была недавно предложена для соматических клеток млекопитающих (Lemm et al., 2006). По мнению авторов, ТК включают определенные функциональные модули, обеспечивающие различные ядерные функции. Эти модули могут, очевидно, по-разному комбинироваться в разных типах клеток в зависимости от их физиологического состояния.

Если распространить эту гипотезу на экстрахромосомный домен (ТК+КИГ) таких специализированных клеток как ооциты, то можно себе представить, что на фоне разнообразных цитофизиологических особенностей оогенеза сочетание структурно-функциональных модулей ТК и КИГ может заметно варьировать.

Acheta ЫоШИга СархосЬя Агапеш коилин V: 8С35.

Рис. 108. Схема, демонстрирующая варианты связей между компонентами телец К ахала (ТК) и кластеров интерхроматиновых гранул (КИГ) в составе сложных телец Кахала ооцитов некоторых беспозвоночных животных (Ьюейа + Агапе!).

Рисунок В. Н. Парфенова и автора. от стадии к стадии и от вида к виду. К сожалению, ни доказать, ни опровергнуть эту гипотезу пока не представляется возможным.

Существование в оогенезе многих животных закономерной инактивации ядер ооцитов (прежде всего это касается подавляющего большинства насекомых с мероистическими яичниками) со всей определенностью подводит к мысли о том, что функции ТК и КИГ на активных и неактивных стадиях оогенеза должны каким-то образом различаться.

По-видимому, вполне логично «примерять» современные модели функционирования ТК и КИГ, разрабатываемые для транскрипционно активных соматических клеток млекопитающих, к активным стадиям оогенеза. Однако о каком существенном участии в процессинге мяРНК (ТК) или функционировании в качестве «коммутаторов» различных ядерных процессов, связанных с экспрессией генов (КИГ) (Hall et al., 2006; Nunez et al., 2008), можно говорить в тех случаях, когда уровень транскрипционной активности настолько низок, что места транскрипции невозможно локализовать с помощью стандартных методик с использованием бромо-УТФ?

Очевидно, что в этом случае и ТК, и КИГ представляют собой не «коммутаторы» (hubs), а «аккумуляторы», накапливающие неактивные молекулярные компоненты, включая РНК-пол II и различные факторы сплайсинга, вовлеченные в транскрипцию и процессинг РНК на ранних (активных) стадиях оогенеза. В этих доменах, возможно, происходит утилизация этих избыточных компонентов.

Однако нельзя полностью исключить наше предположение о том, что рассматриваемые структуры могут также являться ядерными доменами, в которых в оогенезе запасаются компоненты экспрессии генов для их последующего использования при возобновлении транскрипции в раннем эмбриогенезе.

В этой связи ТК и КИГ ооцитов с инактивированными ядрами вполне попадают под определение гетерогенных эктопических РНП-содержащих доменов (heterogeneous ectopic RNP-derived structuresHERDS), которые являются маркерами транскрипционной инактивации различных клеток как в норме (спермиогенез, эритропоэз, спячка и т. д.), так и при патологических состояниях (апоптоз, экспериментальное воздействие ингибиторов) (Biggiogera, Pellicciari, 2000).

По мнению авторов, формирование этих доменов в различных условиях, приводящих к инактивации ядра, особенно при ее обратимости, способно быстро удовлетворить потребность в большом количестве различных факторов при возобновлении транскрипции. По нашему мнению, это применимо и к ТК и КИГ ооцитов на неактивных стадиях оогенеза, когда количество таких доменов особенно велико по сравнению с неактивными стадиями, а при активации эмбрионального генома существует необходимость быстрого вовлечения большого количества различных молекулярных компонентов в процессы экспрессии генов.

Остаются совершенно не понятными механизмы, посредством которых формируются ядерные домены. Популярные в настоящее время гипотезы об их самосборке (Misteli, 2001а) и даже о лежащих в основе такой самосборки явлений, которые можно объяснить с позиций коллоидной физики или молекулярного «уплотнения» (molecular crowding) (Iborra, 2007), не лишены, конечно, оснований.

Например, мы совершенно не представляем себе, как формируется центральная полость с внутренним КИГ в сложных ТК ооцитов Acheta. Не исключено, что здесь определенную роль может играть локальное повышение концентрации в определенный момент времени какого-то гидрофобного фактора внутри ТК.

Тем не менее, при всем своем разнообразии ультраструктура ЯТ ооцитов, как мы видели, практически всегда видоспецифична, что вряд ли можно объяснить исключительно с точки зрения вероятностных и физико-химических процессов.

В заключение хочется отметить, что поиск фундаментальных закономерностей функционирования ядра в целом, а также специфических функциональных особенностей ядра в оогенезе невозможен без широкого сравнительного подхода на современном уровне. Если ядро соматической клеткичрезвычайно сложное и в высокой степени компарментализованное образование, то ядро ооцита несоизмеримо сложнее.

Нам остается воскликнуть вслед за Макгрегором (Macgregor, 1982): как же управляется столь сложная система? How does it manage?

Показать весь текст

Список литературы

  1. Т.Б. 1984. Цитология оогенеза. М., Наука, 247 с.
  2. O.A. 1991. Капсула кариосферы как форма упаковки продуктовхромосомной активности в ядрах ооцитов двух видов жуков-чернотелок. Цитология. 33 (9): 49.
  3. O.A. 1992. Внутриядерные тельца и формирование капсулыкариосферы в ооцитах жука-чернотелки Tentyria nomas taurica. Цитология. 34 (6): 30−37.
  4. O.A., Боголюбов Д. С., Грузова М. Н. 1995. Кариосфера ивнутриядерные тельца в ядрах ооцитов жука-чернотелки Tenebrio molitor. Цитология. 37 (12): 1142−1150.
  5. O.A., Боголюбов Д. С., Цветков А. Г. 1999. Синтез рРНК вовариолах жуков-чернотелок Tentyria nomas taurica и Tenebrio molitor. Цитология. 41 (1): 60−65.
  6. Ф.М. 2000. Ядрышки и перинуклеолярные тельца в трофоцитах
  7. Panorpa communis содержат факторы сплайсинга пре-мРНК. Цитология. 42 (7): 624−634.
  8. Ф.М., Цветков А. Г. 1998. Ядерные структуры ооцитовскорпионовой мухи Panorpa communis. Цитология. 40 (10): 826−834.
  9. Ф.М., Степанова И. С., Боголюбов Д. С. 2000. Тельца Кахала в ядрахооцитов скорпионницы Panorpa communis. Цитология. 42 (11): 1037−1047.
  10. Ф.М., Боголюбов Д. С., Парфенов В. Н. 2005. Кариосфера иэкстрахромосомные ядерные тельца ооцитов скорпионницы Panorpa communis. Цитология. 47 (10): 847−859.
  11. В.Н. 1949. Ресничные черви (ТигЬеПапа). В кн.: Жизнь пресныхвод. М.-Л., Изд-во АН СССР, 2: 10−34.
  12. Д.С. 1991. Электронно-микроскопическое исследование оогенезабайкальской турбеллярии ОеосеШгоркога рог/теуае. Цитология. 33 (9): 5455.
  13. Д.С. 1993. Сравнительно-цитологическое исследование оогенезатурбеллярий представителей отряда ЬескЬоерйЬе^а. Дис.. канд. биол. наук., СПб. 106 с.
  14. Д.С. 1994а. Оогенез турбеллярий рода ОеосеШгоркога по даннымсветовой и электронной микроскопии. II. Ядро вителлоцитов. О так называемой «гигантской нуклеоли». Цитология. 36 (3): 283−288.
  15. Д.С. 19 946. Оогенез турбеллярий рода СеосеШгорЪога по даннымсветовой и электронной микроскопии. III. Цитоплазма вителлогенных ооцитов. Цитология. 36 (4): 330−337.
  16. Д.С. 1994в. Оогенез турбеллярий рода (}еосеп1горкога по даннымсветовой и электронной микроскопии. IV. Ультраструктура цитоплазмы желточных клеток. Цитология. 36 (4): 338−344.
  17. Д.С. 2000. Оогенез турбеллярий рода СеосеШгорИога по даннымсветовой и электронной микроскопии. V. Ядерные структуры ооцитов, содержащие факторы сплайсинга пре-мРНК и процессинга пре-рРНК. Цитология. 42 (2): 136−145.
  18. Д.С. 2003. Тельца Кахала в ооцитах насекомых. I. Идентификация ииммуноцитохимическая характеристика телец Кахала в вителлогенных ооцитах жука-чернотелки. Цитология. 45 (11): 1083−1093.
  19. Д.С., Боголюбова И. О. 2007. Фактор сплайсинга SC35 и коилинсовместно локализуются во «внутренних тельцах» ядерных структурах ооцитов паука-крестовика. Цитология. 49 (6): 497−501.
  20. Д. С., Грузова М. Н. 1994. Оогенез турбеллярий рода Geocentrophoraпо данным световой и электронной микроскопии. I. Ядро ооцитов. Цитология. 36 (3): 275−282.
  21. Д.С., Тимошкин O.A. 1993. Сравнительная характеристика женскихгонад Lecithoepitheliata (Plathelminthes) с выводами о таксономии отряда. Зоол. журн. 72 (2): 17−26.
  22. Д.С., Бабаева Н. С., Мамкаев Ю. В., Тимошкин O.A. 1990.
  23. Д.С., Александрова O.A., Цветков А. Г. 1997. Ядро ооцитов жукачернотелки Tenebrio molitor. (Электронно-микроскопическое, цитохимическое и авторадиографическое исследование). Цитология. 39 (8): 643−650.
  24. И.О., Парфенов В. Н. 2000. Факторы сплайсинга пре-мРНК в ядрахдвухклеточных зародышей мышей. Цитология. 42 (9): 885−890.
  25. Э. 1936. Клетка и ее роль в развитии и наследственности. М.-Л, Гос. изд-во биол. и мед. лит-ры, 1, 564 с.
  26. Е.Р. 1972. Ядерные структуры в ооцитах половозрелых птиц. II.
  27. Белковые тела и кариосфера. Цитология. 14 (5): 568−577.
  28. Е.Р. 1975. О классификации типов оогенеза. Онтогенез. 6 (6): 539 545.
  29. Е.Р., Грузова М. Н. 1969. Особенности оогенеза зяблика. Цитология.11 (10): 1241−1251.
  30. Е.Р., Грузова М. Н. 1975. Выявление амплифицированной рДНК вклетках яичников некоторых насекомых и птиц методом гибридизации нуклеиновых кислот на препаратах. Цитология. 17 (10): 1132−1137.
  31. М.Н. 1960. Образование кариосферы в оогенезе сетчатокрылыхнасекомых рода Chrysopa. Цитология. 2 (5): 519−527.
  32. М.Н. 1962. Образование кариосферы в оогенезе Panorpa. Цитология. 42.: 150−159.
  33. М.Н. 1971. Функциональная морфология ядерных структур в связи сразными типами овогенеза. Усп. соврем, генет. 3: 206−212.
  34. М.Н. 1974. Ядерные структуры в овариолах бабочки Laspeyresiapomonella. О половом хроматине в трофоцитах. Онтогенез. 5 (6): 622−632.
  35. М.Н. 1977. Ядро в оогенезе. (Структурно-функциональный аспект).
  36. В кн. Современные проблемы оогенеза. М, Наука, 51−98.
  37. М.Н. 1979а. Функциональная морфология ядерных структур воогенезе в связи с образованием кариосферы. Дис.. докт. биол. наук. JL, 366 с.
  38. М.Н. 19 796. Ядерные структуры в телотрофных овариолах жуковчернотелок. I. Трофоциты В1аря ШЫ/ега (Тепес1гютс1ае, Ро1урЬа§ а). Светооптические и электронно-микроскопические данные. Онтогенез. 10 (1): 13−23.
  39. М.Н. 1979в. Ядерные структуры в телотрофных овариолах жуковчернотелок (ТепеЬпошс1ае, Ро1урЬа§ е). Ядро ооцитов. Электронно-микроскопические данные. Онтогенез. 10 (4): 332−339.
  40. М.Н., Баталова Ф. М. 1979. Ядерные структуры в телотрофныховариолах жуков-чернотелок (ТепеЬпошс1ае, Ро1ур1^е). II. Ядро ооцитов В1ар$ 1еШ/ега и Спар (ог ярШтапш. Светооптические данные. Онтогенез. 10 (4): 323−331.
  41. М.Н., Дзюба С. М. 1973. Солитарный тип оогенеза на примерепластинчатожаберного моллюска МегикореМеп уе$$оет1 $. Цитология 15 (3): 283−290.
  42. М.Н., Цветков А. Г., Почукалина Г. Н., Парфенов В. Н. 1995.
  43. Формирование кариосферы в оогенезе некоторых насекомых и амфибий. Цитология. 37 (8): 744−769.
  44. А.К. 2005. Биология развития. 1: Начала сравнительной эмбриологии.
  45. СПб, Изд. Санкт-Петербургского университета, 295 с.
  46. И.М. 1972. Данные по гаметогенезу бескишечной турбеллярии
  47. СопуоШа сопуоЫа (АЫМ§ аагс). Вестн. ЛГУ. 9: 28−39.
  48. А.Л., Парфенов В. Н. 1983. Актиновые филаменты в ядрах ооцитовтравяной лягушки. ДАН СССР. 273 (5): 1237−1240.
  49. И.Б. 1988. Организация клеточного ядра. М., Медицина, 368 с.
  50. E.B. 1975. Электронномикроскопическое исследование хромосом типаламповых щеток и продуктов их активности в оогенезе кролика. Цитология. 17(8): 875−880.
  51. A.B., Мамкаев Ю. В. 1973. Ресничные черви (Turbellaria), ихпроисхождение и эволюция. Филогенетические очерки. Л., Наука, 221 с.
  52. Н.И., Грузова М. Н. 1975. Дифференцировка ооцитов и питающихклеток в яичниках насекомых с разным строением овариол. Цитология. 17 (6): 607−614.
  53. Н.И., Пасичник М. И. 1979. Дифференцировка ооцитов’и питающихклеток в телотрофных овариолах жука Coccinella septempunctata. Цитология. 21 (10): 1145−1149.
  54. Н.И., Грузова М. Н., Хохлов Г. Н. 1976. Влияние аллатектомии ианалога ювенильного гормона на оогенез клопа Eurygaster integriceps. Цитология. 18 (7): 824−833.
  55. A.B. 2007. Центромерные районы хромосом и ассоциированные сними структуры в ядрах растущих ооцитов птиц. Автореф.. дис. канд. биол. наук. СПб, 18 с.
  56. Т.В., Злотина А. М., Красикова A.B., Дерюшева С. Е., Гагинская Е.Р.2007. Структуры, содержащие поли (А)±РНК в ядрах ооцитов на стадии ламповых щеток. Цитология. 49 (9): 765−766.
  57. Г. Ф. 1973. Биометрия. М., Высш. школа, 343 с.
  58. Методы биологии развития. 1974. М., Наука, 619 с.
  59. В.Н. 1995. Преобразования ядерных структур в оогенезе некоторыхпозвоночных. (К вопросу о морфогенезе капсулы кариосферы). Дис.. докт. биол. наук, в форме научн. докл. СПб, 48 с.
  60. В.Н., Галактионов К. И. 1987. Внутриядерные актиновыефиламенты в ооцитах травяной лягушки. Цитология. 29 (2): 142−149.
  61. Г. Н., Парфенов В. Н. 2006. Ядрышко в ооцитах многослойныхфолликулов мыши: топография фибрилларина, РНК-полимеразы I и коилина. Цитология. 48 (8): 641−652.
  62. Г. Н., Девис Д. С., Костючек Д. Ф., Мурти К. Г., Парфенов В.Н.1998. Факторы сплайсинга в ядрах ооцитов из антральных фолликулов человека. Цитология. 40 (4): 237−249.
  63. X. 1964. Оогенез. Накопление морфогенетической информации. М., 1. Мир, 306 с.
  64. И.Б. 1978. Ядро простейших. Морфология и эволюция. Л., Наука, 328 с.
  65. Л.Г. 1977. Сравнительное изучение структуры амфинуклеолуса воогенезе пластинчатожаберных моллюсков. Цитология. 19 (11): 1225−1231.
  66. Л.Г. 1985. Ультраструктура ядра и цитоплазмы ооцитов моллюска
  67. ЬШоппа яашйТю. III. Строение ядрышка. Цитология. 24 (4): 383−391.
  68. Г. И., Левинсон С. Ю. 1957. Микроскопическая техника. М.-Л., 1. Советская наука, 467 с.
  69. П.Г. 1978. Физиология (механика) развития. 1: Процессыморфогенеза на клеточном и организменном уровнях. Л., Наука, 279 с.
  70. Г. Г., Неганова Н. Э., Боголюбова Н. А., Почукалина Г.Н., Парфенов
  71. В.Н. 1997. Ядро и ядерно-цитоплазматические отношения на стадии активации эмбрионального генома у мышей. Цитология. 39 (1): 101.
  72. И.И. 1966. Цитологические основы полового размножениямногоклеточных животных. В сб. Руководство по цитологии. M.-JL, Наука, 2: 390−460.
  73. И.С. 2007. Организация и динамика телец Кахала и кластеровинтерхроматиновых гранул в ооцитах домового сверчка Acheta domesticus. Автореф.. дис. канд. биол. наук. СПб, 20 с.
  74. И.С., Боголюбов Д. С. 2003. РНК-полимераза II и факторысплайсинга пре мРНК в ядрах диплотенных ооцитов гигантской африканской улитки Achatina fulica. Цитология. 45 (2): 166−178.
  75. O.A. 1984а. Новые виды рода Geocentrophora (Turbellaria,
  76. Prorhynchidae) из озера Байкал. Зоол. журн. 63 (10): 1464−1470.
  77. O.A. 19 846. Особенности биологии и строения видов рода
  78. Geocentrophora (Lecithepitheliata, Prorhynchidae) из озера Байкал. Зоол. журн. 63 (8): 1125−1135.
  79. O.A. 1991. Ресничные черви оз. Байкал. I. Turbellaria Prorhynchidae.
  80. Морфология, систематика и филогения Lecithoepitheliata. В кн.: Морфология и эволюция беспозвоночных. Новосибирск, Наука, 63−185.
  81. А.Г., Грузова М. Н., Голл И. 1996. Сферы из ядер ооцитов домовогосверчка и стрекозы-красотки содержат факторы сплайсинга пре-мРНК и процессинга пре-рРНК. Цитология. 38 (3): 311−318.
  82. А.Г., Сковородкин И. А., Боголюбов Д. С., Квасов И. Д., Парфенов В.Н.2002. Экстрахромосомные структуры, содержащие малые ядерные РНП и коилин, в ядрах поздних вителлогенных ооцитов зимующих травяных лягушек. Цитология. 44 (11): 1037−1045.
  83. Ю.С., Поляков В. Ю. 1974. Ультраструктура клеточного ядра. М., 1. Наука, 174 с.
  84. В.Я. 1925. Биология и история превращения Panorpa communis L.
  85. Русск. энтом. обозр. 19: 27−40.
  86. Abbott J., MarzluffW.F., GallJ.G. 1999. The stem-loop binding protein (SLBP1) ispresent in coiled bodies of theXenopus germinal vesicle. Mol. Biol. Cell. 10: 487 499.
  87. Achsel Т., Brahms H" Kastner В., Bachi A., Wilm M, Luhrmann R. 1999. Adoughnut-shaped heteromer of human Sm-like proteins binds to the 3 '-end of U6 snRNA, thereby facilitating U4/U6 duplex formation in vitro. EMBO J. 18: 57 895 802.
  88. AlbiezH., CremerM., Tiberi C., Vecchio L., Schermelleh L., Dittrich S., Kupper К,
  89. E.R., Cave M.D. 1972. Nucleolar organization in oocytes of gryllid crickets: subfamilies Gryllinae and Nemobiinae. J. Morphol. 137: 433−447.
  90. M.C., Alliegro M.A. 1998. Protein heterogeneity in the coiled bodycompartment. Exp. Cell Res. 239: 60−68.
  91. Almeida F" Saffrich R., Ansorge W., Carmo-Fonseca M. 1998. Microinjection ofanti-coilin antibodies affects the structure of coiled bodies. J. Cell Biol. 142: 899 912.
  92. Alvarez M" Nardocci G., Thiry M., Alvarez R., Reyes M., Molina A., Vera M.I.2007. The nuclear phenotypic plasticity observed in fish during rKNA regulation entails Cajal bodies dynamics. Biochem. Biophys. Res. Commun. 360: 40−45.
  93. Andersen J.S., Lyon C.E., Fox A.H., Leung A. K., Lam Y.W., Steen H., Mann M, 1. mond A.I. 2002. Directed proteomic analysis of the human nucleolus. Curr. Biol. 12: 1−11.
  94. Andersen J.S., Lam Y.W., LeungA.K., Ong S.E., Lyon C.E., LamondA.I., MannM.2005. Nucleolar proteome dynamics. Nature. 433: 77−83.
  95. E. 1964. Oocyte differentiation and vitellogenesis in the roach
  96. Periplaneta americana. J. Cell Biol. 20: 131−155.
  97. Andrade L.E.C., Chan E.K.L., Raska I., Peebles C.L., Roos G, Tan EM. 1991.
  98. Human antibody to a novel protein of the nuclear coiled body: immunological characterization and cDNA cloning of p80-coilin. J. Exp. Med. 173: 1407−1419.
  99. Andrade L.E.C., Tan E.M., Chan E.K.L. 1993. Immunocytochemical analysis of thecoiled body in the cell cycle and during cell proliferation. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 90: 1947−1951.
  100. N., Lepoint A., Baeckeland E., Goessens G. 1988. Ultrastructuralcytochemistry of the nucleolus in rat oocytes at the end of folliculogenesis. Histochemistry. 89: 221−226.
  101. C.A., Maul G.G. 1991. Identification of a novel nuclear domain. J. Cell Biol.112: 785−795.
  102. T.N., Schumperli D. 2003. Evolutionary conservation of the U7 smallnuclear ribonucleoprotein in Drosophila melanogaster. RNA. 9: 1532−1541.
  103. Z., Simiczyjew B., Kubrakiewicz J. 2002. Ovary structure and oogenesis in
  104. Pholcusphalangioides (Aranei: Pholcidae). Zool. Polon. 47, Suppl.: 7.
  105. Bakken A., Morgan G., Sollner-Webb B., Roan J., Busby S., Reeder R.H. 1982.
  106. Mapping of transcription initiation and termination signals on Xenopus laevis ribosomal DNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 79: 56−60.
  107. Barcaroli D., Dinsdale D., Neale M.H., Bongiorno-Borbone L., Ranalli M.,
  108. Munarriz E., Sayan A.E., McWUliam J.M., Smith T.M., Fava E., Knight R.A., Melino G., De Laurenzi V. 2006. FLASH is an essential component of Cajal bodies. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 103: 14 802−14 807.
  109. Batalova F.M., Stepanova LS., Skovorodkin I.N., Bogolyubov D.S., Parfenov V.N.2005. Identification and dynamics of Cajal bodies in relation to karyosphere formation in scorpionfly oocytes'. Chromosoma. 113: 428−439.
  110. H. 1933. Die wachsenden Oocytenkerne einiger Insekten in ihrem Verhaltenzur Nuklealfarbung. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat. 18: 252−296.
  111. Bauer D. W., GallJ.G. 1997. Coiled bodies without coilin. Mol. Biol. Cell. 8: 73−82.
  112. Bawab F.M., el-SheriefS.S., Abd-el-Kerim H.M. 1992. The gonad of the desert snail
  113. Eremina ehrenbergi Roth, 1839 (Stylommatophora-Gastropoda) and its role in the production of the male gametes. Funct. Dev. Morphol. 2: 103−110.
  114. Becker M., Baumann C., John S., Walker D.A., Vigneron M., McNally J.G., Hager
  115. G.L. 2002. Dynamic behavior of transcription factors on a natural promoter in living cells. EMBO Rep. 3: 1188−1194.
  116. L. 1966. The electron microscopy and cytochemistry of oogenesis and thecytochemistry of embryonic development of the prosobranch gastropod Bembicium nanum L. J. Embryol. Exp. Morphol. 15: 15−37.
  117. M. 2000. Coilin, more than a molecular marker of the Cajal (coiled) body.1. Bioessays. 22: 861−867.
  118. M., Gall J.G. 1998. Coilin can form a complex with the U7 small nuclearribonucleoprotein. Mol. Biol. Cell. 9: 2987−3001.
  119. M., Gall J.G. 1999. Coilin shuttles between the nucleus and cytoplasm in
  120. Xenopus oocytes. Mol. Biol. Cell. 10: 3425−3434.
  121. D. 1999. Coupling RNA polymerase II transcription with pre-mRNAprocessing. Curr. Opin. Cell Biol. 11: 347−351.
  122. D.L. 2005. Rules of engagement: co-transcriptional recruitment of premRNA processing factors. Curr. Opin. Cell Biol. 17: 251−256.
  123. Berciano M.T., Villagrd N.T., PenaE., Navascues J., Casafont I., LafargaM. 2002.
  124. Structural and functional compartmentalization of the cell nucleus in supraoptic neurons. Microsc. Res. Tech. 56: 132−142.
  125. Berciano M.T., Novell M, Villagra N.T., Casafont I., Bengoechea R., Val-Bernal
  126. J.F., Lafarga M. 2007. Cajal body number and nucleolar size correlate with the cell body mass in human sensory ganglia neurons. J. Struct. Biol. 158: 410−420.
  127. W. 1969. A new staining procedure for electron microscopical cytology. J.
  128. Ultrastruct. Res. 27: 250−265.
  129. S.J. 1985. RNA synthesis and storage during insect oogenesis. In:
  130. Developmental Biology. A comprehensive synthesis. New York, London, Plenum Press, 351−384.
  131. A.F., Simpson G.G., Brown J.W., Shaw P.J. 1995. The organization ofspliceosomal components in the nuclei of higher plants. J. Cell Sei. 108: 509−518.
  132. M., Pellicciari C. 2000. Heterogeneous ectopic RNP-derived structures
  133. HERDS) are markers of transcriptional arrest. FASEB J. 14: 828−834.
  134. Bier K" Kuntz W., Ribbert D. 1967. Struktur und Funktion der
  135. Oocytenchromosomen und Nukleolen sowie der Extra-DNS wahrend der Oogenese panoistischer und meroistischer Insekten. Chromosoma. 23: 214−254.
  136. Bier K, Kuntz W., Ribbert D. 1969. Insect oogenesis with and without lampbrushchromosomes. Im Chromosomes today. Edinburgh, Oliver & Boyd. 2: 107−115.
  137. S.M. 1991. Are accessory nuclei involved in the establishment ofdevelopmental gradients in hymenopteran oocytes? Ultrastructural studies. Roux’s Arch. Dev. Biol. 199: 423−426.
  138. S.M. 1998. Filogeneza owadow a struktura i ultrastruktura ich jajnikow.1. Przegl^d Zool. 42: 35−51.
  139. Bilinski S.M., KlocM. 2002. Accessory nuclei revisited: the translocation of snRNPsfrom the germinal vesicle to the periphery of the future embryo. Chromosoma 111: 62−68.
  140. S.M., Klag J., Kubrakiewicz J. 1993. Morphogenesis of accessory nucleiduring final stages of oogenesis in Cosmoconus meridionator (Hymenoptera: Ichneumonidae). Roux’s Arch. Dev. Biol. 203: 100−103.
  141. S.M., Burning J., Simiczyjew B. 1998. The ovaries of Mecoptera: basicsimilarities and one exception to the rule. Folia Histochem. Cytobiol. 36: 189 195.
  142. Bird G., Zorio D.A.R., Bentley D.L. 2004. RNA polymerase II carboxy-terminaldomain phosphorylation is required for cotranscriptional pre-mRNA splicing and 3f-end formation. Mol. Cell. Biol. 24: 8963−8969.
  143. D. 2007. Localization of RNA transcription sites in insect oocytes usingmicroinjections of 5-bromouridine 5'-triphosphate. Folia Histochem. Cytobiol. 45: 129−134.
  144. Bogolyubov D" Parfenov V. 2001. Immunogold localization of RNA polymerase IIand pre-mRNA splicing factors in Tenebrio molitor oocyte nuclei with special emphasis on karyosphere development. Tissue Cell. 33: 549−561.
  145. Bogolyubov D" Parfenov V. 2004. Do nuclear bodies in oocytes of Tenebrio molitor
  146. Coleoptera: Polyphaga, Tenebrionidae) contain two forms of RNA polymerase II? Tissue Cell. 36: 13−17.
  147. D., Stepanova I. 2007. Interchromatin granule clusters in vitellogenicoocytes of the fleshfly, Sarcophaga sp. Folia Histochem. Cytobiol. 45: 401−403.
  148. D., Alexandrova O., Tsvetkov A., Parfenov V. 2000. Animmunoelectron study of karyosphere and nuclear bodies in oocytes of mealworm beetle, Tenebrio molitor (Coleoptera: Polyphaga). Chromosoma. 109: 415−425.
  149. D.S., Batalova F.M., Ogorzaiek A. 2007. Localization of interchromatingranule cluster and Cajal body components in oocyte nuclear bodies of the hemipterans. Tissue Cell. 39: 353−364.
  150. I.O., Bogoliubova N.A., Bogolyubov D.S., Parfenov V.N. 2006.
  151. Nuclear structure in early mouse embryos: a comparative ultrastructural and immunocytochemical study with special emphasis on the «2-cell block in vitro». Tissue Cell. 38: 389−398.
  152. K., Ferreira J.A., Lamond A.I. 1995. Mutational analysis of p80 coilinindicates a functional interaction between coiled bodies and the nucleolus. J. Cell Biol. 131: 817−831.
  153. Boisvert F.-M., Hendzel M.J., Bazett-Jones D.P. 2000. Promyelocytic leukemia
  154. PML) nuclear bodies are protein structures that do not accumulate RNA. J. Cell Biol. 148: 283−292.
  155. Boisvert F.-M., Cote J., Boulanger M.-C., Cleroux P., Bachand F., Autexier C.,
  156. S. 2002. Symmetrical dimethylarginine methylation is required for the localization of SMN in Cajal bodies and pre-mRNA splicing. J. Cell Biol. 159: 957−969.
  157. Boisvert F.-M., van Koningsbruggen S., Navascues J., Lamond A.I. 2007. Themultifunctional nucleolus. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8: 574−585.
  158. Bolognari A., Licata A., RiccaM.B. 1976. Primary nucleolus and amphinucleoli inthe oocytes of Patella coerulea L. (Moll. Gast.). Experientia. 32: 1008−1010.
  159. W. 1973. Larnpenburstenchromosomen und Amphinucleolen in
  160. Oocytenkernen der Schnecke Bythinia tentaculata L. Chromosoma. 42: 175−190.
  161. Bourquin J.-P., Stagljar I., Meier P., Moosmann P., Silke J., Baechi T., Georgiev
  162. O., Schaffner W. 1997. A serine/arginine-rich nuclear matrix cyclophilin interacts with the C-terminal domain of RNA polymerase II. Nucleic Acids Res. 25: 20 552 061.
  163. Bouteille M., Laval M., Dupuy-Coin A.M. 1974. Localization of nuclear functions asrevealed by ultrastructural autoradiography and cytochemistry. In: The Cell Nucleus. New York, London, Academic Press. 1: 3−71.
  164. Brahms H., Raymackers J., Union A., de Keyser F., Meheus L., Ltirmann R. 2000.
  165. The C-terminal RG dipeptide repeats of the spliceosomal Sm proteins D1 and D3contain symmetrical dimethylarginines, which form a major B-cell epitope for anti-Sm autoantibodies. J. Biol. Chem. 275: 17 122−17 129.
  166. M.R., Pombo A. 2007. Chromosome organization: new facts, new models.
  167. Trends Cell Biol. 17: 127−134.
  168. Brasch K, Ochs R.L. 1992. Nuclear bodies (NBs): a newly «rediscovered"organelle. Exp. Cell Res. 202: 211−223.
  169. Bregman D.B., Du L., van der Zee S., Warren S.L. 1995. Transcription-dependentredistribution of the large subunit of RNA polymerase II to discrete nuclear domains. J. Cell Biol. 129: 287−298.
  170. Bridger J.M., Kalla C., Wodrich H., Weitz S., King J.A., Khazaie K, Krausslich
  171. H.G., Lichter P. 2005. Nuclear RNAs confined to a reticular compartment between chromosome territories. Exp. Cell Res. 302: 180−193.
  172. S., Sato T.A., Rosbash M. 2002. Ribosome components are associated withsites of transcription. Mol. Cell. 10: 93−104.
  173. Buhler M, Wilkinson M.F., Muhlemann O. 2002. Intranuclear degradation ofnonsense codon-containing mRNA. EMBO Rep. 3: 646−651.
  174. J. 1972. Untersuchungen am Ovar von Bruchidius obtectus Say.
  175. Coleoptera-Polyphaga) zur Klarung des Oocytenwachstums in der Pravitellogenese. Z. Zellforsch. Mikrosk. Anat. 128: 241−282.
  176. J. 1980. The ovary of Raphidia flavipes is telotrophic and of the Sialis type1. secta, Raphidioptera). Zoomorphologie. 95: 127−131.
  177. J. 1994. The Insect Ovary: Ultrastructure, Previtellogenic Growth and
  178. Evolution. London, Chapman & Hall.
  179. H., Smetana K. 1970. The Nucleolus. New York, Academic Press.
  180. D.L., Dahmus M.E. 1987. Messenger RNA synthesis in mammalian cells iscatalyzed by the phosphorylated form of RNA polymerase II. J. Biol. Chem. 262: 12 468−12 474.
  181. H.G. 1986. Lampbrush chromosomes. Springer-Verlag.
  182. E.G., Gall J.G., Murphy C. 1991. Histone genes are located at the sphereloci of Xenopus lampbrush chromosomes. Chromosoma. 101: 245−251.
  183. D.G., Jeffery W.R. 1979. Origin and spatial distribution of maternalmessenger RNA during oogenesis in an insect Oncopeltus fasciatus. J. Cell Sci. 39: 63−76.
  184. Carmo-Fonseca M. 2002. New clues to the function of the Cajal body. EMBO Rep.3: 726−727.
  185. Carmo-Fonseca M., Pepperhok R» Carvalho M.T., Lamond A.I. 1992.
  186. Transcription-dependent colocalization of the Ul, U2, U4/U6, and U5 snRNPs in coiled bodies. J. Cell Biol. 117: 1−14.
  187. Carmo-Fonseca M., FerreiraJ., Lamond A.I. 1993. Assembly of snRNP-containingcoiled bodies is regulated in interphase and mitosis evidence that the coiled body is akinetic nuclear structure. J. Cell Biol. 120: 841−852.
  188. Carmo-Fonseca M., Mendes-Soares L., Campos I. 2000. To be or not to be in thenucleolus. Nat. Cell Biol. 2: E107-E112.
  189. K.C., Taneja K.L., Lawrence J.B. 1991. Discrete nuclear domains of poly (A)
  190. RNA and their relationship to the functional organization of the nucleus. J. Cell Biol. 115: 1191−1202.
  191. Carter K.C., Bowman D., Carrington W., Fogarty K., McNeil J.A., Fay F.S., 1. wrence J.B. 1993. A three-dimensional view of precursor messenger RNA metabolism within the mammalian nucleus. Science. 259: 1330−1335.
  192. CaveM.D. 1973. Synthesis and characterization of amplified DNA in oocytes of thehouse cricket Acheta domesticus (Orthoptera: Gryllidae). Chromosoma. 42: 1−22.
  193. M.D. 1975. Absence of ribosomal DNA amplification in the meroistictelotrophic) ovary of the large milkweed bug Oncopeltus fasciatus (Dallas) (Hemiptera: Lygaeidae). J. Cell Biol. 66: 461−469.
  194. M.D. 1976. Absence of rDNA amplification in the uninucleolate oocyte of thecockroach Blattella germanica (Orthoptera: Blattidae). J. Cell Biol. 71: 49−58.
  195. M.D. 1982. Morphological manifestation of ribosomal DNA amplificationduring insect oogenesis. In. Insect Ultrastructure. New York, London, Plenum Press. 1: 86−117.
  196. CaveM.D., Allen E.R. 1969. Extra-chromosomal DNA in early stages of oogenesisin Acheta domesticus. J. Cell Sci. 4: 593−609.
  197. CaveM.D., Allen E.R. 1974. Nucleolar DNA in oocytes of crickets: representativesof the subfamilies Oecanthinae and Gryllotalpinae (Orthoptera: Gryllidae). J. Morphol. 142: 379−394.
  198. Cazalla D., ZhuJ., Manche L., Huber E., Krainer A.R., Caceres J. F. 2002. Nuclearexport and retention signals in the RS domain of SR proteins. Mol. Cell Biol. 22: 6871−6882.
  199. B.A., Reich E., Ward D.C., Goldberg I.H. 1967. The interaction ofactynomycin with DNA: requirement for the 2-amino group of purines. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 57: 1036−1042.
  200. L., Debrand E., Mitchell J. A., Osborne C.S., Fraser P. 2005. Replicationand transcription: shaping the landscape of the genome. Nat. Rev. Genet. 6: 669 677.
  201. Chaminade M.M., Laverdure, A.-M. 1976. Etude quantitative des syntheses d’ARNnucleaires dans l’ovaire de Tenebrio molitor adulte. C. R. Acad. Sci. Hebd. Seances Acad. Sci. Ser. D. 282: 1297−1300.
  202. K., Rajewsky N. 2007. The evolution of gene regulation by transcriptionfactors and microRNAs. Nat. Rev. Genet. 8: 93−103.
  203. ChiodiL, BiggiogeraM., DenegriM, CorioniM, Weighardt F., Cobianchi F., Riva
  204. S., Biamonti G. 2000. Structure and dynamics' of hnRNP-labelled nuclear bodies induced by stress treatments. J. Cell Sci. 113: 4043−4053.
  205. W.C., Nagl W. 1976. Electron microscopic study of the differentiation anddevelopment of trophocytes and oocytes in Gerris najas (Heteroptera). Cytobios. 17: 47−62.
  206. L.A. 1975. A light- and electron-microscope study of the oocyte nucleusduring development of the antral follicle in the prepubertal mouse. J. Cell Sci. 17: 589−615.
  207. CioceM., Lamond A.I. 2005. Cajal bodies: a long history of discovery. Annu. Rev.
  208. Cell. Dev. Biol. 21: 105−131.
  209. CioceM., Boulon S., MateraA.G., LamondA.I. 2006. UV-induced fragmentation of
  210. Cajal bodies. J. Cell Biol. 175: 401−413.
  211. D., Kobema K. 2007. Electron microscopy in situ hybridization: tracking of
  212. DNA and RNA sequences at high resolution. Methods Mol. Biol. 369: 213−228.
  213. Cmarko D., Verschure P.J., Martin T.E., Dahmus M.E., Krause S., Fu X.-D., van
  214. R., Fakan S. 1999. Ultrastructural analysis of transcription and splicing in the cell nucleus after bromo-UTP microinjection. Mol. Biol. Cell 10: 211−223.
  215. Cmarko D., Verschure P.J., Rothblum L.I., Hernandez-Verdun D., Amalric F, van
  216. R., Fakan S. 2000. Ultrastructural analysis of nucleolar transcription in cells micro injected with 5-bromo-UTP. Histochem. Cell Biol. 113: 181−187.
  217. C.N., Scarcelli J.J. 2006. Transport of messenger RNA from the nucleus to thecytoplasm. Curr. Opin. Cell Biol. 18: 299−306.
  218. Collier S., Pendle A., Boudonck K., van Rij T., Dolan L" Shaw P. 2006. A distantcoilin homologue is required for the formation of Cajal bodies in Arabidopsis. Mol. Biol. Cell. 17: 2942−2951.
  219. Colwill K., Paw son T., Andrews B., Prasad J., Manley J.L., Bell J.C., Duncan P.I.1996. The Clk/Sty protein kinase phosphorylates SR splicing factors and regulates their intranuclear distribution. EMBO J. 15: 265−275.
  220. P.R. 1999. Organization of replication and transcription. Science. 284: 17 901 795.
  221. P.R. 2002. Predicting three-dimensional genome structure from transcriptionalactivity. Nat. Genet. 32: 347−352.
  222. J.A., Field A.S., Luse D.S. 1983. Promoter-proximal pausing by RNApolymerase II in vitro: transcripts shorter than 20 nucleotides are not capped. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 80: 1251−1255.
  223. J.L. 1990. Tails of RNA polymerase II. Trends Biochem. Sei. 15: 383−387.
  224. J.L., Patturajan M. 1997. A CTD function linking transcription to splicing.
  225. Trends Biochem. Sei. 22: 413−416.
  226. Coute Y., Burgess J.A., Diaz J. J., Chichester C., Lisacek F., Greco A., Sanchez J.C.2006. Deciphering the human nucleolar proteome. Mass Spectrom. Rev. 25: 215 234.
  227. Cramer P., Srebrow A., Kadener S., Werbajh S., de la Mata M., Melen G., Nogues
  228. G., Kornblihtt A.R. 2001. Coordination between transcription and pre-mRNA processing. FEBS Lett. 498: 179−182.
  229. T., Cremer C. 2001. Chromosome territories, nuclear architecture and generegulation in mammalian cells. Nat. Rev. Genet. 2: 292−301.
  230. T., Cremer M., Dietzel S., Muller S., Solovei I., Fakan S. 2006.
  231. Chromosome territories—a functional nuclear landscape. Curr. Opin. Cell Biol. 18: 307−316.
  232. N., Kanka J., Motlik J., Fluka J. 1986. Nucleolar fine structure and RNAsynthesis in bovine oocytes from antral follicles. Gamete Res. 14: 65−73.
  233. Cuello P., Boyd D.C., DyeMJ., Proudfoot N.J., Murphy S. 1999. Transcription ofthe human U2 snRNA genes continues beyond the 3' box in vivo. EMBO J. 18: 2867−2877.
  234. B.R. 2003. Nuclear RNA export. J. Cell Sei. 116: 587−597.
  235. M.E. 1996. Reversible phosphorylation of the C-terminal domain of RNApolymerase II. J. Biol. Chem. 271: 19 009−19 012.
  236. B. 1992. The transcribed template and the transcription loop in Balbianirings. Cell Biol. Int. Rep. 16: 709−715.
  237. X., Jady B.E., Verheggen C., Kiss A.M., Bertrand E., Kiss T. 2002. Cajalbody-specific small nuclear RNAs: a novel class of 2'-0-methylation and pseudouridylation guide RNAs. EMBO J. 21: 2746−2756.
  238. Y. 1981. Perichromatin granules. In The Cell Nucleus. New York, London,
  239. Academic Press. 8: 117−137.
  240. E.H. 1986. Gene activity in early development. London, Acad. Press.
  241. P., Bentley D., Kornblihtt A.R. 2003. A slowRNA polymerase II affects alternative splicing in vivo. Mol. Cell. 12: 525−532.
  242. Dean W.L., Seufert A.C., Schultz G.A., Prather R.S., Simerly C., Schatten (}., Pilch
  243. D.R., Marzluff W.F. 1989. The small nuclear RNAs for pre-mRNA splicing are coordinately regulated during oocyte maturation and early embryogenesis in the mouse. Development. 106: 325−334.
  244. M., Thiry M., Goessens G. 1990. Ultrastructural cytochemistry of themammalian cell nucleolus. J. Histochem. Cytochem. 38: 1237−1256.
  245. M., Farabegoli F., Trere D. 1993. Localization of DNA in the fibrillarcomponents of the nucleolus: a cytochemical and morphometric study. J. Histochem. Cytochem. 41: 829−836.
  246. Derenzini M., Pasquinelli G., O’Donohue M.F., Ploton D" Thiry M. 2006.
  247. Structural and functional organization of ribosomal genes within the mammalian cell nucleolus. J. Histochem. Cytochem. 54: 131−145.
  248. S., Gall J. G. 2004. Dynamics of coilin in Cajal bodies of the Xenopusgerminal vesicle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101: 4810−4814.
  249. I., Doronkin S., Beckendorf S.K. 2005. Src64 is involved in fusomedevelopment and karyosome formation during Drosophila oogenesis. Dev. Biol. 284: 143−156.
  250. Dominski Z, Marzluff W.F. 1999. Formation of the 3' end of histone mRNA. Gene.239: 1−14.
  251. D.R., Struhl K. 2000. Artificial recruitment of TFIID, but not RNApolymerase II holoenzyme, activates transcription in mammalian cells. Mol. Cell. Biol. 20: 4350−4358.
  252. Dostie J., Lejbkowicz F., SonenbergN. 2000. Nuclear eukaryotic initiation factor 4EelF4E) colocalizes with splicing factors in speckles. J. Cell Biol. 148: 239−247.
  253. Doyle 0., Corden J.L., Murphy C., Gall J.G. 2002. The distribution of RNApolymerase II largest subunit (RPB1) in the Xenopus germinal vesicle. J. Struct. Biol. 140: 154−166.
  254. Du L., Warren S.L. 1997. A functional interaction between the carboxy-terminaldomain of RNA polymerase II and pre-mRNA splicing. J. Cell Biol. 136: 5−18.
  255. M., Misteli T. 2001. Functional architecture in the cell nucleus. Biochem. J.356: 297−310.
  256. Dundr M., Hoffinann-Rohrer U., Hu Q., Grummt I., Rothblum L.I., Phair R.D.,
  257. T. 2002. A kinetic framework for a mammalian RNA polymerase in vivo. Science. 298: 1623−1626.
  258. DundrM., HebertM.D., Karpova T.S., StanekD., Xu H., Shpargel K.B., Meier U.T.,
  259. K.M., Matera A.G., Misteli T. 2004. In vivo kinetics of Cajal body components. J. Cell Biol. 164: 831−842.
  260. Dundr M., Ospina J.K., Sung M.H., John S., Upender M., Ried T., Hager G.L.,
  261. A.G. 2007. Actin-dependent intranuclear repositioning of an active gene locus in vivo. J. Cell Biol. 179: 1095−1103.
  262. DybanA.P., Severova E.L., Zatsepina O.V., Chentsov Y.S. 1990. The silver-stained
  263. NOR and argentophilic nuclear proteins in early mouse embryogenesis: a cytological study. Cell Differ. Dev. 29: 165−179.
  264. C.R., Jantsch M.F. 1999. The RNA-editing enzyme ADAR1 is localizedto the nascent ribonucleoprotein matrix on Xenopus lampbrush chromosomes but specifically associates with an atypical loop. J. Cell Biol. 144: 603−615.
  265. GL. 1999. Small nucleolar RNAs. Cell. Mol. Life Sci. 56: 22−31.
  266. B.M. 2002. Specificity of gene regulation. Cell. 109: 267−270.
  267. J.A., Kutay U. 2004. Nuclear export of mRNA: from the site oftranscription to the cytoplasm. Exp. Cell Res. 296: 12−20.
  268. K.M., Dunlap H.L. 1966. The histology and histochemistry of oogenesisin the water strider, Gerris remigis Say. J. Morphol. 118: 297−315.
  269. Eskiw C.H., Dellaire G., Mymryk J.S., Bazett-Jones D.P. 2003. Size, position anddynamic behavior of PML nuclear bodies following cell stress as a paradigm for supramolecular trafficking and assembly. J. Cell Sci. 116: 4455−4466.
  270. G.I., Lewis G.K., Ramsay G., Bishop J.M. 1985. Isolation of monoclonalantibodies specific for human c-myc proto-oncogene product. Mol. Cell Biol. 5: 3610−3616.
  271. S. 1994. Perichromatin fibrils are in situ forms of nascent transcripts. Trends1. Cell Biol. 4: 86−90.
  272. S. 2004. The functional architecture of the nucleus as analysed byultrastructural cytochemistry. Histochem. Cell Biol. 122: 83−93.
  273. S., Puvion E. 1980. The ultrastructural visualization of nucleolar andextranucleolar RNA synthesis and distribution. Int. Rev. Cytol. 65: 255−299.
  274. S., Leser G., Martin T.E. 1984. Ultrastructural distribution of nuclearribonucleoproteins as visualized by immunocytochemistry on thin sections. J. Cell Biol. 98: 358−363.
  275. FalleniA. 1997. Ultrastructural aspects of the germovitellarium of two prorhynchids
  276. Platyhelminthes, Lecithoepitheliata). Invertebr. Reprod. Dev. 31: 285−296.
  277. A., Lucchesi P., Gremigni V. 1995a. Ultrastructural and cytochemicalstudies of the female gonad of Prorhynchus sp. (Platyhelminthes, Lecithoepitheliata). 305: 199−206.
  278. A., Raikova O., Gremigni V. 1995b. Ultrastructural and cytochemicalfeatures of the ovary in Paratomella rubra (Platyhelminthes, Acoela). J. Submicrosc. Cytol. Pathol. 27: 511−523.
  279. Ferreira J., Carmo-Fonseca M. 1995. The biogenesis of the coiled body duringearly mouse development. Development. 121: 601−612.
  280. Ferreira J., Carmo-Fonseca M. 1996. Nuclear morphogenesis and the onset oftranscriptional activity in early hamster embryos. Chromosoma. 105: 1−11.
  281. Ferreira J.A., Carmo-Fonseca M" Lamond A.I. 1994. Differential interaction ofsplicing snRNPs with coiled bodies and interchromatin granules during mitosis and assembly of daughter cell nuclei. J. Cell Biol. 126: 11−23.
  282. FiilA. 1974. Structural and functional modifications of the nucleus during oogenesisin the mosquito Aedes aegypti. J. Cell Sci. 14: 51−67.
  283. FiilA. 1976. Polycomplexes and intanuclear annulate lamellae in mosquito oocytes.1. Hereditas. 84: 117−119.
  284. A., Moens P. 1975. The development structure and function of modifiedsynaptonemal complexes in mosqito oocytes. Chromosoma. 41: 37−62.
  285. K., Jarek E., Bilinski S.M. 2002. Cajal bodies (coiled bodies) in the nuclei ofthe house cricket (Acheta domesticus) oocytes. Folia Histochem. Cytobiol. 40: 221−222.
  286. W., Pogacic V. 2002. Biogenesis of small nucleolar ribonucleoproteins.
  287. Curr. Opin. Cell Biol. 14: 319−327.
  288. J.E., Kopecny V. 1998. The nature of the 'nucleolus precursor body' inearly preimplantation embryos: a review of fine-structure cytochemical, immunocytochemical and autoradiographic data related to nucleolar function. Zygote. 6: 183−191.
  289. Fox A.H., Lam Y.W., Leung A.K., Lyon C.E., Andersen J., Mann M., LamondA.I.2002. Paraspeckles: a novel nuclear domain. Curr. Biol. 12: 13−25.
  290. FoxA.H., Bond C.S., Lamond A.I. 2005. P54nrb forms a heterodimer with PSP1 thatlocalizes to paraspeckles in an RNA-dependent manner. Mol. Biol. Cell. 16: 5304−5315.
  291. M.R., Matera A.G. 1995. Coiled bodies contain U7 small nuclear RNA andassociate with specific DNA sequences in interphase human cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 5915−5919.
  292. Fu X.-D., Maniatis T. 1990. Factor required for mammalian spliceosome assemblyis localized to discrete regions in the nucleus. Nature. 343: 437−441.
  293. J.G. 1996. Views of the Cell. The American Society for Cell Biology.
  294. GallJ.G. 2000. Cajal bodies: the first 100 years. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 16:273.300.
  295. J.G. 2001. A role of Cajal bodies in assembly of the nuclear transcriptionmachinery. FEBS Lett. 498: 164−167.
  296. J.G. 2003. The centennial of the Cajal body. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 4:975.980.
  297. J.G., Callan H.G. 1989. The sphere organelle contains small nuclearribonucleoproteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86: 6635−6639.
  298. J.G., Murphy C. 1998. Assembly of lampbrush chromosomes from spermchromatin. Mol. Biol. Cell. 9: 733−747.
  299. J.G., Rochaix J.D. 1974. The amplified ribosomal DNA of dytiscid beetles.
  300. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 71: 1819−1823.
  301. Gall J.G., Stephenson E.G., Erba H.P., Diaz M.O., Barsacchi-Pilone G. 1981.
  302. Histone genes are located at the sphere loci of newt lampbrush chromosomes. Chromosoma. 84: 159−171.
  303. Gall J.G., Tsvetkov A., Wu Z, Murphy C. 1995. Is the sphere organelle/coiled bodya universal nuclear component? Dev. Genet. 16: 25−35.
  304. Gall J.G., Bellini M., Wu Z, Murphy C. 1999. Assembly of the nuclear transcriptionand processing machinery: Cajal bodies (coiled bodies) and transcriptosomes. Mol. Biol. Cell. 10: 4385−4402.
  305. Gall J.G., Wu Z, Murphy C., Gao H. 2004. Structure in the amphibian germinalvesicle. Exp. Cell Res. 296: 28−34.
  306. L.J., Morrison E.E., Blair G.E., Walker J.H. 2005. Nuclear actin is partiallyassociated with Cajal bodies in human cells in culture and relocates to the nuclear periphery after infection of cells by adenovirus 5. Exp. Cell Res. 303: 229−239.
  307. S.A., Lange T.S. 2003. All small nuclear RNAs (snKNAs) of the U4/U6.U5.tri-snRNP localize to nucleoli- Identification of the nucleolar localization element of U6 snRNA. Mol. Biol. Cell. 13: 3123−3137.
  308. H.C. 1963. Reproductive system of the snail A chatina fulica. Proc. Zool. Soc.1.ndon. 140: 681−695.
  309. C., Mouaikel J., Neel H., Bertrand E., Bordonne R. 2004. Nuclearlocalization properties of a conserved protuberance in the Sm core complex. Exp. Cell Res. 299: 199−208.
  310. G. 1984. Nucleolar structure. Int. Rev. Cytol. 87: 107−158.
  311. Grande M.A., van der Kraan I., de Jong L., van Driel R. 1997. Nuclear distributionof transcription factors in relation to sites of transcription and RNA polymerase II. J. Cell Sci. 110: 1781−1791.
  312. B.R. 2000. Sorting out the complexity of SR protein functions. RNA. 6:1197−1211.
  313. J. 1997. RNA polymerase II holoenzyme and transcriptional regulation.
  314. Curr. Opin. Cell Biol. 9: 310−319.
  315. A.L. 1993. Positive patches and negative noodles: linking RNAprocessing to transcription? Trends Biochem. Sci. 18: 117−119.
  316. V. 1988. A comparative ultrastructural study of homocellular andheterocellular female gonads in free-living Platyhelminthes-Turbellaria. Fortschr. Zool. 36: 245−261.
  317. V., Falleni A. 1998. Characters of the female gonad and the phylogeny of
  318. Platyhelminthes. Hydrobiologia. 383: 235−242.
  319. Gremigni V., NigroM. 1984. Ultrastructural study of oogenesis in Monocelis lineata
  320. Turbellaria, Proseriata). Int. J. Invertebr. Reprod. Dev. 7: 105−118.
  321. Grijfond B., Bolzoni-Sungur D. 1986. Stages of oogenesis in the snail, Helixaspersa: cytochemical and ultrastructural studies. Reprod. Nutr. Develop. 26: 461−474.
  322. M., Barlow P. 1973. Changes in nucleolar ultrastructure in cells of thequiescent centre after removal of the root cap. Cytobiologie. 8: 130−139.
  323. M.N. 1982. Ultrastructure of the karyosphere in darkling beetles
  324. Tenebrionidae, Coleoptera-Polyphaga). Monit. Zool. Ital. 16: 231−246.
  325. M.N., Parfenov V.N. 1993. Karyosphere in oogenesis and intranuclearmorphogenesis. Int. Rev. Cytol. 144: 1−52.
  326. M.N., Zaichikova Z.P., Sokolov I.I. 1972. Functional organization of thenucleus in the oogenesis of Chrysopa perla L. (Insecta, Neuroptera). Chromosoma. 37: 353−385.
  327. Guillot P. V., Xie S.Q., Hollinshead M., Pombo A. 2004. Fixation-inducedredistribution of hyperphosphorylated RNA polymerase II in the nucleus of human cells. Exp. Cell Res. 295: 460−468.
  328. A.A. 1985. The nucleolus and ribosome biogenesis. Springer, Berlin, 1. Heidelberg, New York.
  329. R.A., Engelke D.R. 2006. Spatial organization of transcription by RNApolymerase III. Nucleic Acids Res. 34: 4826−4836.
  330. Halkka L, Halkka O. 1968. RNA and protein in nucleolar structures of dragonflyoocytes. Science 162: 803−805.
  331. L.L., Smith K.P., Byron M., Lawrence J.B. 2006. Molecular anatomy of aspeckle. Anat. Rec. A Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 288: 664−675.
  332. J.P., Meisterernst M. 1996. Gene expression: increasing evidence for atranscriptosome. Trends Genet. 12: 161−163.
  333. M. 1998. Molecular genetics of the RNA polymerase II generaltranscriptional machinery. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62: 465−503.
  334. K.E., Gall J.G. 2006. Subnuclear organelles: new insights into formand function. Trends Cell Biol. 16: 19−26.
  335. K.E., Murphy C., Gall J.G. 2003. Steady-state dynamics of Cajal bodycomponents in the Xenopus germinal vesicle. J. Cell Biol. 160: 495−504.
  336. Handwerger K. E, Cordero J.A., Gall J.G. 2005. Cajal bodies, nucleoli, and specklesin the Xenopus oocyte nucleus have a low-density, sponge-like structure. Mol. Biol. Cell. 16: 202−211.
  337. HebertM.D., Matera A.G. 2000. Self-association of coilin reveals a common themein nuclear body localization. Mol. Biol. Cell. 11: 4159−4171.
  338. M.D., Szymczyk P.W., Shpargel K.B., Matera A.G. 2001. Coilin forms thebridge between Cajal bodies and SMN, the Spinal Muscular Atrophy protein. Genes Dev. 15: 2720−2729.
  339. M.D., Shpargel K.B., Ospina J.K., Tucker K.E., Matera A.G. 2002. Coilinmethylation regulates nuclear body formation. Dev. Cell. 3: 329−337.
  340. L., Halkka O. 1967. Early stages of oogenesis and metabolic DNA in theoocytes of the house cricket Acheta domesticus. Ann. Med. Exp. Fenn. 45: 101 109.
  341. Hernandez-Verdun D. 2006a. Nucleolus: from structure to dynamics. Histochem.1. Cell Biol. 125: 127−137.
  342. Hernandez-Verdun D. 2006b. The nucleolus: a model for the organization of nuclearfunctions. Histochem. Cell Biol. 126: 135−148.
  343. R.S., Bowen I.D. 1976. Studies on the ovotestis of the slug Agriolimaxreticulars (Muller). Cell Tissue Res. 173: 465−482.
  344. Y., Manley J.L. 2000. RNA polymerase II and the integration of nuclearevents. Genes Dev. 14: 1415−1429.
  345. Y., Tacke R., Manley J.L. 1999. Phosphorylated RNA polymerase IIstimulates pre-mRNA splicing. Genes Dev. 13: 1234−1239.
  346. Ho C.K., Shuman S. 1999. Distinct roles for CTD Ser-2 and Ser-5 phosphorylationin the recruitment and allosteric activation of mammalian mRNA capping enzyme. Mol. Cell. 3: 405−411.
  347. R., Carl M., Lieb B., Gebauer D., Scheer U. 1996. A monoclonal antibodyagainst DNA topoisimerase II labels the axial granules of Pleurodeles lampbrush chromosomes. Chromosoma. 104: 358−366.
  348. Hofinann T.G., WillH. 2003. Body language: the function of PML nuclear bodies inapoptosis regulation. Cell Death Differ. 10: 1290−1299.
  349. D., Dressier D., Wolfson J. 1973. The amplification of ribosomal RNAgenes involves a rolling circle intermediate. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 70: 2926−2930.
  350. Hozdk P., Cook P.R., Schofer C, Mosgoller W., Wachtler F. 1994. Site oftranscription of ribosomal RNA and intranucleolar structure in HeLa cells. J. Cell Sci. 107: 639−648.
  351. Hu B., XingM. 2004. A SC35-like protein is localized in the nucleus of Physarumpolycephalum. Yi Chuan Xue Bao. 31: 177−182.
  352. S. 2000. Perinucleolar structures. J. Struct. Biol. 129: 233−240.
  353. S. 2002. Building an efficient factory: where is pre-rRNA synthesized in thenucleolus? J. Cell Biol. 157: 739−741.
  354. S., Spector D.L. 1996. Dynamic organization of pre-mRNA splicing factors.
  355. J. Cell Biochem. 62: 191−197.
  356. S., Deerinck T.J., Ellisman M.H., Spector D.L. 1994. In vivo analysis of thestability and transport of nuclear poly (A)+ RNA. J. Cell Biol. 126: 877−899.
  357. S., Deerinck T.J., Ellisman M.H., Spector D.L. 1997. The dynamicorganization of the perinucleolar compartment in the cell nucleus. J. Cell Biol. 137: 965−974.
  358. S., Deerinck T.J., Ellisman M.H., Spector D.L. 1998. The perinucleolarcompartment and transcription. J. Cell Biol. 143: 35−47.
  359. E. 1984. The ultrastructure and development of the telotrophic ovary. In:1.sect Ultrastructure, New York, London, Plenum Press, 2: 3−48.
  360. E., Anderson E. 1972. A cytological study of the ovary of Rhodniusprolixus. II. Oocyte differentiation. J. Morphol. 137: 385−415.
  361. E., Tobe S.S., Davey K.G. 1975. Structural and functional dynamics ofoogenesis in Glossina austeni: general features, previtellogenesis and nurse cells. Tissue Cell 7: 297−317.
  362. T., Hackstein J., Henning W. 1984. Lampbrush loopspecific protein of
  363. Drosophila hydei. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 16: 9415−9429.
  364. Hutchinson J.N., EnsmingerA. W., Clemson C.M., Lynch C.R., Lawrence J.B., Chess
  365. A. 2007. A screen for nuclear transcripts identifies two linked noncoding RNAs associated with SC35 splicing domains. BMC Genomics. 8: 39.
  366. F.J. 2007. Can visco-elastic phase separation, macromolecular crowding andcolloidal physics explain nuclear organisation? Theoret. Biol. Med. Mod. 4: 15.
  367. F.J., Cook P.R. 2002. The interdependence of nuclear structure and function.
  368. Curr. Opin. Cell Biol. 14: 780−785.
  369. Iborra F.J., PomboA., Jackson D.A., CookP.R. 1996. Active RN A -polymerases arelocalized within discrete transcription 'factories' in human nuclei. J. Cell Sci. 109: 1427−1436.
  370. F.J., Jackson D.A., Cook P.R. 2001. Coupled transcription and translationwithin nuclei of mammalian cells. Science. 293: 1139−1142.
  371. Iborra F.J., Jackson D.A., CookP.R. 2004. The case for nuclear translation. J. Cell1. Sci. 117: 5713−5720.
  372. C., Yang Y., Meier U.T. 1998. Noppl40 functions as a molecular link betweenthe nucleolus and the coiled bodies. J. Cell Biol. 142: 319−329.
  373. Y., Tadakuma H., Tani T., Funatsu T. 2008. The dynamics of pre-mRNAsand poly (A)+ RNA at speckles in living cells revealed by iFRAP studies. Exp. Cell Res. 314:748−762.
  374. Ivanovska I., Khandan T., Ito T., Orr-Weaver T.L. 2005. A histone code in meiosis: the histone kinase, NHK-1, is required for proper chromosomal architecture in Drosophila oocytes. Gen. Dev. 19: 2571−2582.
  375. D.A. 2003. The anatomy of transcription sites. Curr. Opin. Cell Biol. 15:311.317.
  376. Jackson D.A., Hassan A.B., Errington R.J., CookP.R. 1993. Visualization of focalsites of transcription within human nuclei. EMBO J. 12: 1059−1065.
  377. E.Y., Ogiwara I., Weiner A.M. 2004. Role of the C-terminal domain of RNApolymerase II in U2 snRNA transcription and 3' processing. Mol. Cell Biol. 24: 846−855.
  378. B.E., Kiss T. 2001. A small nucleolar guide RNA functions both in 2'-0-ribosemethylation and pseudouridylation of the U5 spliceosomal RNA. EMBO J. 20: 541−551.
  379. B.E., Darzacq X., Tucker K.E., Matera A.G., Bertrand E., Kiss T. 2003.
  380. Modification of Sm small nuclear RNAs occurs in the nucleoplasmic Cajal body following import from the cytoplasm. EMBO J. 22: 1878−1888.
  381. M.K. 2001. Nuclear bodies in the oocyte nucleus of ground beetles areenriched in snRNPs. Tissue Cell. 33: 395−401.
  382. M.K., Bilinski S.M., Kloc M. 2005. Assembly and breakdown of Cajalbodies in accessory nuclei of Hymenoptera. Differentiation. 73: 99−108.
  383. Jaglarz M. K, KlocM., Bilinski S.M. 2008. Accessory nuclei in insect oogenesis: insearch of the function of enigmatic organelles. Int. J. Dev. Biol. 52: 179−185.
  384. Janderova-Rossmeislova L., Novakova Z., VlasakovaJ., Philimonenko V., HozakP.,
  385. Z. 2007. PML protein association with specific nucleolar structures differs in normal, tumor and senescent human cells. J. Struct. Biol. 159: 56−70.
  386. Jaworska H., Lima-de-Faria A. 1973a. Ultrastructure of two types of nucleolarcomponents associated with rDNA. Hereditas. 74: 169−186.
  387. Jaworska H., Lima-de-Faria A. 1973b. Trasfer of DNA-RNA assemlies fromnucleus to cytoplasm. Hereditas. 74: 187−204.
  388. Jaworska H., Lima-de-Faria A. 1973c. Amplification of ribosomal DNA in Acheta.
  389. VI. Ultrastructure of two types of nucleolar components associated with ribosomal DNA. Hereditas. 74: 309−327.
  390. Jensen K, Shiels C., Freemont P. S. 2001. PML protein isoforms and the
  391. RBCC/TRIM motif. Oncogene. 20: 7223−7233.
  392. Jimenez-Garcia L.F., Spector D.L. 1993. In vivo evidence that transcription andsplicing are coordinated by a recruiting mechanism. Cell. 73: 47−59.
  393. Jimenez-Garcia L.F., Segura-Valdez M.L., Ochs R.L., Echeverria O.M., Vazquez
  394. Nin G.H., Busch H. 1993. Electron microscopic localization of ribosomal DNA inrat liver nucleoli by nonisotopic in situ hybridization. Exp. Cell Res. 207: 220 225.
  395. Johnson C., Primorac D., McKinstry M., McNeil J., Rowe D., Lawrence J.B. 2000.
  396. Tracking COL1A1 RNA in osteogenesis imperfecta: splice-defective transcripts initiate transport from the gene but are retained within the SC35 domain. J. Cell Biol. 150: 417−432.
  397. Jordan P., Cunha C., Carmo-Fonseca M. 1997. The cdk7-cyclin H-MAT1 complexassociated with TFIIH is localized in coiled bodies. Mol. Biol. Cell. 8: 1207−1217.
  398. M. 1913. Zellenstudien. I. Morphologische Beitrage zum Problem des
  399. Eiwachstums. Arch. Zellforsch. 10: 1−126.
  400. JuricaM.S., Moore M.J. 2003. Pre-mRNA splicing: awash in a sea of proteins. Mol.1. Cell. 12: 5−14.
  401. T.G. 1940. Zur Morphologie und Systematik der Alloeocoela Cumulata and
  402. Rhabdocoela Lecithophora (Turbellaria). ActaZool. Fenn. 26: 1−260.
  403. T.G. 1968. On the genus Gnosonesima Reisinger. Sarcia. 33: 81−108.
  404. T.G. 1974. On the anatomy and affinities of the turbellarian orders. In:
  405. Biology of the Turbellaria. New York, McGraw-Hill Company, 1−16.
  406. G.H., Schaefer J.E., Laird C.D. 1988. A Drosophila rRNA gene located ineuchromatin is active in transcription and nucleolus formation. Genes Dev. 2: 1745−1763.
  407. L., Koscielski B. 1974. A cytochemical and autoradiographic study ofoocyte nucleoli in Limnea stagnalis L. Cell Tiss. Res. 152: 103−111.
  408. Kim W.-Y., Dahmus M.E. 1986. Immunocytochemical analysis of mammalian RNApolymerase II subspecies. Stability and relative in vivo concentration. J. Biol. Chem. 261: 14 219−14 225.
  409. Kim E., Du L., Bregman D.B., Warren S.L. 1997. Splicing factors associate withhyperphosphorylated RNA polymerase II in the absence of pre-mRNA. J. Cell Biol. 136: 19−28.
  410. H., Sugaya K., Cook P.R. 2002. The transcription cycle of RNA polymerase1. in living cells. J. Cell Biol. 159: 777−782.
  411. R.C. 1970. Ovarian Development in Drosophila melanogaster. New York, 1. Academic Press.
  412. King R.C., BuningJ. 1985. The origin and functioning of insect oocytes and nursecells. In: Comprehensive Insect Physiology, Biochemistry and Pharmacology. Oxford, Pergamon Press, 1: 37−82.
  413. T. 2002. Small nucleolar RNAs: an abundant group of noncoding RNAs withdiverse cellular functions. Cell. 109: 145−148.
  414. T. 2004. Biogenesis of small nuclear RNPs. J. Cell Sci. 117: 5949−5951.
  415. A.M., Jady B.E., Darzacq X., Verheggen C., Bertrand E., Kiss T. 2002. A Cajalbody-specific pseudouridylation guide RNA is composed of two box H/ACA snoRNA-like domains. Nucl. Acids Res. 30: 4643−4649.
  416. Koberna K, Malinsky J., Pliss A., Masata M., Vecefova J., Fialova M., Bednar J.,
  417. I. 2002. Ribosomal genes in focus: new transcripts label the dense fibrillar components and form clusters indicative of «Christmas trees» in situ. J. Cell Biol. 157: 743−748.
  418. A., Hurt E. 2007. Exporting RNA from the nucleus to the cytoplasm. Nat.
  419. Rev. Mol. Cell Biol. 8: 761−773.
  420. Kopecny V., Biggiogera M., LaurincikJ., Pivko J., Grafenau P., Martin T.E., FuX.
  421. D., Fakan S. 1996. Fine structural cytochemical and immunocytochemicalanalysis of nucleic acids and ribonucleoprotein distribution in nuclei of pig oocytes and early preimplantation embryos. Chromosoma. 104: 561−574.
  422. Kopp K, Huang S. 2005. Perinucleolar compartment and transformation. J. Cell1. Biochem. 95: 217−225.
  423. Kopsky V., Vecefova J., Melcak I., Pliss A., Stulik J., Koberna K, Tomaskova L.,
  424. I. 2002. An ATP-dependent step is required for the translocation of microinjected precursor mRNA into nuclear speckles. Folia Biol. (Praha). 48: 6972.
  425. R.D. 1999. Eukaryotic transcriptional control. Trends Cell Biol. 9: M461. M49.
  426. Kornblihtt A.R., de laMataM., FededaJ.P., MunozM.J., Nogues G. 2004. Multiplelinks between transcription and splicing. RNA. 10: 1489−1498.
  427. E., Heider K. 1902. Lehrbuch der Vergleichenden
  428. Entwicklungsgeschichte der Wirbellosen Thiere. Jena, Verlag von Gustav Fischer.
  429. N., Tsvetkov A. 1998. Karyosphere is a short-lived formation in
  430. Hemiptera oogenesis. In: Book of Abstracts, VIth Eur. Congr. Entomol., Ceske Budejovice, 187.
  431. A. 1988. Pre-mRNA splicing by complementation with purified human Ul,
  432. U2, U4/U6 and U5 snRNPs. Nucl. Acids Res. 16: 9415−9429.
  433. Kramer A., Haars R., Kabisch R., WillH., Bautz F.A., BautzE.K. 1980. Monoclonalantibody directed against RNA polymerase II of Drosophila melanogaster. Mol. Gen. Genet. 180: 193−199.
  434. A., Kulikova T., Saifttdinova A., Derjusheva S., Gaginskaya E. 2004.
  435. Centromeric protein bodies on avian lampbrush chromosomes contain a proteindetectable with an antibody against DNA topoisomerase II. Chromosoma. 113:316−323.
  436. A., Barbero J.L., Gaginskaya E. 2005. Cohesion proteins are present incentromere protein bodies associated with avian lampbrush chromosomes. Chromosome Res. 13: 675−685.
  437. Krasikova A., Deryusheva S., Galkina S., Kurganova A., Evteev A., Gaginskaya E.2006. On the positions of centromeres in chicken lampbrush chromosomes. Chromosome Res. 14: 777−789.
  438. Kruhlak M.J., Lever M.A., Fischle W., Verdin E., Bazett-Jones D.P., Hendzel M.J.2000. Reduced mobility of the alternate splicing factor (ASF) through the nucleoplasm and steady state speckle compartments. J. Cell Biol. 150: 41−51.
  439. J. 2002. Extrachromosomal rDNA amplification in the oocytes of
  440. Polystoechotes punctatus (Fabricius) (Insecta, Neuroptera: Polystoechotidae). Arthr. Struct. Dev. 31: 23−31.
  441. R.I., Thakar R., Spector D.L. 2008. Chromatin dynamics and genepositioning. Cell. 132: 929−934.
  442. W. 1967a. Funktionsstrukturen im Oocytenkern von Locusta migratoria.1. Chromosoma. 20: 332−370.
  443. W. 1967b. Lampenbiirstenchromosomen und multiple Nukleolen bei
  444. Orthopteren. Chromosoma. 21: 446−462.
  445. W. 1969. The origin of multiple oocyte nucleoli from accessory DNA bodiesin Gryllus domesticus. Chromosoma. 26: 41−75.
  446. Kurz A., Lampel S., Nickolenko J.E., Bradl J., Benner A., Zirbel R.M., Cremer T., 1. chter P. 1996. Active and inactive genes localize preferentially in the periphery of chromosome territories. J. Cell Biol. 135: 1195−1205.
  447. U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the headof the bacteriophage T4. Nature. 227: 680−685.
  448. LafargaM., Berciano M.T., HervasJ.P., VillegasJ. 1989. Nucleolar organization ingranule cell neurons of the rat cerebellum. J. Neurocytol. 18: 19−26.
  449. Lam Y.W., Lyon C.E., LamondA.I. 2002. Large-scale isolation of Cajal bodies from
  450. HeLa cells. Mol. Biol. Cell. 13: 2461−2473.
  451. A.I. 1993. The spliceosome. Bioessays. 15: 595−603.
  452. Lamond A.I., Carmo-Fonseca M. 1993. The coiled body. Trends Cell Biol. 3: 198 204.
  453. A.I., Earnshaw W.C. 1998. Structure and function in the nucleus. Science.280: 547−553.
  454. A.I., Spector D.L. 2003. Nuclear speckles: a model for nuclear organelles.
  455. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 4: 605−612.
  456. Le Panse S., Mas son C., Heliot L., Chassery J.-M., Junera H.R., Hernandez-Verdun
  457. D. 1999. 3-D organization of ribosomal transcription units after DRB inhibition of RNA polymerase II transcription. J. Cell Sci. 112: 2145−2154.
  458. Lee T.I., Young R.A. 2000. Transcription of eukaryotic protein-coding genes. Annu.1. Rev. Genet. 34: 77−137.
  459. Lemm I., Girard C., KuhnA.N., Watkins N.J., SchneiderM., Bordonne R. Liihrmann
  460. R. 2006. Ongoing U snRNP biogenesis is required for the integrity of Cajal bodies. Mol. Biol. Cell 17: 3221−3231.
  461. E.A., Lerner M.R., Janeway C.A., Steitz J. 1981. Monoclonal antibodies tonucleic acid-containing cellular consistuents: probes for molecular biology and autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 78: 2737−2741.
  462. Leung A.K.L., Andersen J.S., MannM., LamondA.I. 2003. Bioinformatic analysis ofthe nucleolus. Biochem. J. 376: 553−569.
  463. Li L., Roy K, Katyal S., Sun X., Bleoo S., Godbout R. 2006. Dynamic nature ofcleavage bodies and their spatial relationship to DDX1 bodies, Cajal bodies, and gems. Mol. Biol. Cell. 17: 1126−1140.
  464. Liu Q., Dreyfuss G. 1996. A novel nuclear structure containing the survival of motorneurons protein. EMBO J. 15: 3555−3565.
  465. Liu J.-L., Gall J.G. 2007. U bodies are cytoplasmic structures that contain uridinerich small nuclear ribonucleoproteins and associate with P bodies. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104: 11 655−11 659.
  466. Liu J., Hebert M.D., Ye Y., Templeton D.J., Kung H., Matera A.G. 2000. Cell cycledependent localization of the CDK2-cyclin E complex in Cajal (coiled) bodies. J. Cell Sci. 113: 1543−1552.
  467. Liu Y., Kung C., FishburnJ., Ansari A.Z., Shokat K.M., Hahn S. 2004. Two cyclindependent kinases promote RNA polymerase II transcription and formation of the scaffold complex. Mol. Cell Biol. 24: 1721−1735.
  468. Liu J.-L., BuszczakM., Gall J.G. 2006a. Nuclear bodies in the Drosophila germinalvesicle. Chromosome Res. 14: 465−475.
  469. Liu J.-L., Murphy C., Buszczak M., Clatterbuck S., Goodman R., Gall J.G. 2006b.
  470. The Drosophila melanogaster Cajal body. J. Cell Biol. 172: 875−884.
  471. Lo S.J., Lee C.C., Lai H.J. 2006. The nucleolus: reviewing oldies to have newunderstandings. Cell Res. 16: 530−538.
  472. Lobo S.M., Marzluff W.F., Seifert A.C., Dean W.L., Schultz G.A., Simerly C.,
  473. G. 1988. Localization and expression of U1 RNA in early mouse development. Dev. Biol. 127: 349−361.
  474. Louvet E., Junera H.R., Le Panse S., Hernandez-Verdun D. 2005. Dynamics andcompartmentation of the nucleolar processing machinery. Exp. Cell Res. 304: 457−470.
  475. A. 1960. Die Turbellarien Ostfennoscandiens. I. Acoela, Catenulida,
  476. Macrostomida, Lecithoepitheliata, Prolecithophora, Proseriata. Soc. Fauna Flora Fenn. 7: 1−155.
  477. C.E., Bohmann K., Sleeman J., Lamond A.I. 1997. Inhibition of proteindephosphorylation results in the accumulation of splicing snRNPs and coiled bodies within the nucleolus. Exp. Cell Res. 230: 84−93.
  478. H.C. 1982. Ways of amplifying ribosomal genes. In: The Nucleolus."
  479. Cambrige, London, New York, New Rochelle, Melbourne, Sydney, Cambrige University Press, 129−151.
  480. Maddox-Hyttel P., Svarcova O., Laurincik J. 2007. Ribosomal RNA and nucleolarproteins from the oocyte are to some degree used for embryonic nucleolar formation in cattle and pig. Theriogenology. 68, Suppl 1: S63-S70.
  481. A.S., Weis K. 2006. Nuclear transport is becoming crystal clear.1. Chromosoma. 115: 98−109.
  482. Mahowald A.P., TiefertM. 1970. Fine structural changes in the Drosophila oocytesnucleus during a short period of RNA synthesis. Wilhelm Roux' Arch. Entw. Mech. Org. 165: 8−25.
  483. C., Scheer U. 2001. Molecular architecture of the amplified nucleoli of
  484. Xenopus oocytes. J. Cell Sci. 114: 709−718.
  485. Mais C., McStay B., Scheer U. 2002. On the formation of amplified nucleoli duringearly Xenopus oogenesis. J. Struct. Biol. 140: 214−226.
  486. M., Nelson N.C., Becker MM. 1998. Advantages of 2'-0-methyloligoribonucleotide probes for detecting RNA targets. Nucleic Acids Res. 26: 2224−2229.
  487. Malatesta M., Zancanaro C., Martin T.E., Chan E.K., Amalric F., Luhrmann R.,
  488. P., Fakan S. 1994. Is the coiled body involved in nucleolar functions? Exp. Cell Res. 211:415−419.
  489. Malatesta M, Cardinali A., Battistelli S., Zancanaro C., Martin T.E., Fakan S.,
  490. G. 1999. Nuclear bodies are usual constituents in tissues of hibernating dormice. Anat. Rec. 254: 389−395.
  491. M., Gazzanelli G., Battistelli S., Martin T.E., Amalric F., Fakan S. 2000.
  492. Nucleoli undergo structural and molecular modifications during hibernation. Chromosoma. 109: 506−513.
  493. Maniatis 7'., Reed R. 2002. An extensive network of coupling among geneexpression machines. Nature. 416: 499−506.
  494. A.G. 1999. Nuclear bodies: multifaceted subdomains of the interchromatinspace. Trends Cell Biol. 9: 302−309.
  495. A.G., Frey M.R. 1998. Coiled bodies and gems: Janus or gemini? Am. J.1. Hum. Genet. 63: 317−321.
  496. A.G., Shpargel K.B. 2006. Pumping RNA: nuclear bodybuilding along the
  497. RNP pipeline. Curr. Opin. Cell Biol. 18: 317−324.
  498. A.G., Ward D.C. 1993. Nucleoplasmic organization of small nuclearribonucleoproteins in cultured human cells. J. Cell Biol. 121: 715−727.
  499. A.G., Terns R.M., Terns M.P. 2007. Non-coding RNAs: lessons from thesmall nuclear and small nucleolar RNAs. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8: 209−220.
  500. A.J., Clark F., Smith C.W. 2005. Understanding alternative splicing: towardsa cellular code. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 6: 386−398.
  501. MatsuzakiM. 1971. Electron microscopic studies on the oogenesis of dragonfly andcricket with special reference to the panoistic ovaries. Dev. Growth Differ. 13: 379−398.
  502. I. W. 1986. Cap trimethylation of U snRNA is cytoplasmic and dependent on
  503. U snRNP protein binding. Cell. 46: 905−911.
  504. MattajI.W. 1994. Splicing in space. Nature. 372: 727−728.
  505. B., Hoser P., Hoser G., Michalak M. 1977. Organization of the oocytenucleus in Silphid beetles (Silphidae, Coleoptera-Polyphaga). Experientia. 33: 883−885.
  506. Maul G.G., Negorev D" Bell P., Ishov A.M. 2000. Review: properties and assemblymechanisms of ND10, PML bodies, or PODs. J. Struct. Biol. 129: 278−287.
  507. McCracken S., Fong N., Rosonina E., Yankulov K., Brothers G., Siderovski D.,
  508. Hessel A., Foster S., Shuman S., Bentley D. L 1997a. 5'-Capping enzymes are targeted to pre-mRNA by binding to the phosphorylated carboxy-terminal domain of RNA polymerase II. Genes Dev. 11: 3306−3318.
  509. McCracken S., Fong N., Yankulov K., Ballantyne S., Pan G., Greenblatt J.,
  510. Patterson S.D., Wickens M., Bentley D. L 1997b. The C-terminal domain of RNA polymerase II couples mRNA processing to transcription. Nature. 385: 357−361.
  511. McNally J.G., Muller W.G., Walker D., Wolford R., Hager G.L. 2000. Theglucocorticoid receptor: rapid exchange with regulatory sites in living cells. Science. 287: 1262−1265.
  512. K.J., Misteli T. 2007. Cell biology: chromosome territories. Nature. 445:379.781.
  513. J.E., Uguen P., Taylor A., Bentley D.L., Murphy S. 2003. The C-terminaldomain of pol II and a DRB-sensitive kinase are required for 3' processing of U2 snRNA. EMBO J. 22: 925−934.
  514. F., Pinna L.A. 2003. One-thousand-and-one substrates of protein kinase
  515. CK2? FASEB J. 17: 349−368.
  516. G., Fischer U. 2002. Assisted RNP assembly: SMN and PRMT5 complexescooperate in the formation of spliceosomal UsnRNPs. EMBO J. 21: 5853−5863.
  517. Melcak I., Cermanova §., Jirsova K., Koberna K., Malmsky S., Raska I. 2000.
  518. Nuclear pre-mRNA compartmentalization: trafficking of released transcripts to splicing factor reservoirs. Mol. Biol. Cell. 11: 497−510.
  519. I., Melcakova S., Kopsky V., Vecefova J., Raska I. 2001. Prespliceosomalassembly on microinjected precursor mRNA takes place in nuclear speckles. Mol. Biol. Cell. 12: 393−406.
  520. S., Manley J.L. 2005. The C-terminal domain of RNA polymerase IIfunctions as a phosphorylation-dependent splicing activator in a heterologous protein. Mol. Cell Biol. 25: 533−544.
  521. P.J., Spector D.L. 2000. Compartmentalization of RNA processing factorswithin nuclear speckles. J. Struct. Biol. 129: 241−251.
  522. P.J., Patterson S.D., Neuwald A.F., Spahr C.S., Spector D.L. 1999.
  523. Purification and biochemical characterization of interchromatin granule clusters. EMBO J. 18: 4308−4320.
  524. Minvielle-Sebastia L., Keller W. 1999. mKNA polyadenylation and its coupling toother RNA processing reactions and to transcription. Curr. Opin. Cell Biol. 11: 352−357.
  525. T. 2000. Cell biology of transcription and pre-mRNA splicing: nucleararchitecture meets nuclear function. J. Cell Sci. 113: 1841−1849.
  526. T. 2001a. The concept of self-organization in cellular architecture. J. Cell1. Biol. 155: 181−185.
  527. T. 2001b. Protein dynamics: implications for nuclear architecture and geneexpression. Science. 291: 843−847.
  528. T. 2005. Concepts in nuclear architecture. Bioessays. 27: 477−487.
  529. T. 2007. Beyond the sequence: cellular organization of genome function.1. Cell. 128: 787−800.
  530. T. 2008. Physiological importance of RNA and protein mobility in the cellnucleus. Histochem. Cell Biol. 129: 5−11.
  531. T., Spector D.L. 1998. The cellular organization of gene expression. Curr.
  532. Opin. Cell Biol. 10: 323−331.
  533. T., Spector D.L. 1999. RNA polymerase II targets pre-mRNA splicingfactors to transcription sites in vivo. Mol. Cell. 3: 697−705.
  534. T., Caceres J.F., Spector D.L. 1997. The dynamics of a pre-mRNA splicingfactor in living cells. Nature. 387: 523−527.
  535. Molenaar C., Marras S.A., Slats J.C., Truffert J.-C., Lemaitre M., RaapA.K., Dirks
  536. R. W, Tanke H.J. 2001. Linear 2' O-Methyl RNA probes for the visualization of RNA in living cells. Nucleic Acids Res. 29: e89.
  537. C., Abdulle A., Gena A., Tanke H.J., Dirks R.W. 2004. Poly (A)+ RNAsroam the cell nucleus and pass through speckle domains in transcriptionally active and inactive cells. J. Cell Biol. 165: 191−202.
  538. A., Bernhard W. 1969. Fine structural organization of the interphasenucleus in some mammalian cells. J. Ultrastruct. Res. 27: 266−288.
  539. D., Friedlander M., Raveh D. 1982. Synaptonemal complexes, telomericnucleoli and the karyosphere in achiasmatic oocyte meiosis of the carob moth. Chromosoma. 87: 293−302.
  540. C., Avner P. 2004. Employment opportunities for non-coding RNAs. FEBS1.tt. 567: 27−34.
  541. G.T. 2002. Lampbrush chromosomes and associated bodies: new insightinto principles of nuclear structure and function. Chromosome Res. 10: 177−200.
  542. G.T., Doyle O., Murphy C., Gall J.G. 2000. RNA polymerase II in Cajalbodies of amphibian oocytes. J. Struct. Biol. 129: 258−268.
  543. Mortillaro M.J., Blencowe B.J., Wei X., Nakayasu H., Du L., Warren S.L., Sharp
  544. P.A., Berezney R. 1996. A hyperphosphorylated form of the large subunit of RNA polymerase II is associated with splicing complexes and the nuclear matrix. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 8253−8257.
  545. Muhlemann O., Mock-Casagrande C.S., Wang J., Li S., Custodio N., Carmo
  546. M., Wilkinson M.F., Moore MJ. 2001. Precursor RNAs harboring nonsense codons accumulate near the site of transcription. Mol. Cell. 8: 33−43.
  547. Murphy C., Wang Z, Roeger R.G., GallJ.G. 2002. RNA polymerase III in Cajalbodies and lampbrush chromosomes of the Xenopus oocyte nucleus. Mol. Biol. Cell. 13: 3466−3476.
  548. V.E., Young R.A. 1998. RNA polymerase II holoenzymes and subcomplexes.
  549. J. Biol. Chem. 273: 27 757−27 760.
  550. Narayanan A., Speckmann W., Terns R, Terns M.P. 1999. Role of the box C/D motifin localization of small nucleolar RNAs to coiled bodies and nucleoli. Mol. Biol. Cell. 10: 2131−2147.
  551. P. 2006. Ovogenese et transmission des bacteries symbiotiques chez lecharancon Sitophilus oryzae L. (Coleoptera: Curculionoidea). Ann. Soc. Entomol. Fr. 42: 129−164.
  552. Navascues J., Bengoechea R., Tapia O., Vaque J.P., Lafarga M., Berciano M. T.2007. Characterization of a new SUMO-1 nuclear body (SNB) enriched in pCREB, CBP, c-Jun in neuron-like UR61 cells. Chromosoma. 116: 441−451.
  553. Neish A.S., Anderson S.F., Schlegel B.P., Wei W., Parvin J.D. 1998. Factorsassociated with the mammalian RNA polymerase II holoenzyme. Nucleic Acids Res. 26: 847−853.
  554. Nesic D" Tanackovic G., Kramer A. 2004. A role for Cajal bodies in the final stepsof U2 snRNP biogenesis. J. Cell Sei. 117: 4423−4433.
  555. K.M., Roth M.B. 1997. Transcription units as RNA processing units.1. Genes Dev. 11: 3279−3285.
  556. M., Gremigni V. 1987. Ultrastructural features of oogenesis in a free-livingmarine platyhelminth, Vorticeros luteum. Tissue and Cell. 19: 377−386.
  557. S., Puro J. 1976. Cytological evidence for a chromocenter in Drosophilamelanogaster oocytes. Hereditas. 83: 265−268.
  558. Nunez E., Kwon Y.-S., Hutt K.R., Hu Q" Cardamone M.D., Ohgi K.A., Garcia
  559. Bassets I., Rose D.W., Glass C.K., Rosenfeld M.G., Fu X.-D. 2008. Nuclear receptor-ehanced transcription requires motor- and LSD 1-dependent gene networking in interchromatin granules. Cell. 132: 996−1010.
  560. Oakes M, Nogi Y., Clark M.W., Nomura M. 1993. Structural alterations of thenucleolus in mutants of Saccharomyces cerevisiae defective in RNA polymerase I. Mol. Cell Biol. 13: 2441−2455.
  561. R.L., Lischwe M.A., Spohn W.H., Busch H. 1985. Fibrillarin: a new protein ofthe nucleolus identified by autoimmune sera. Biol. Cell. 54: 123−133.
  562. Ochs R.L., Stein T. W. Jr, Tan E.M. 1994. Coiled bodies in the nucleolus of breastcancer cells. J. Cell Sci. 107: 385−399.
  563. OggS.C., LamondA.I. 2002. Cajal bodies and coilin — moving towards function. J.1. Cell Biol. 159: 17−21.
  564. A. 1987. Inductive effect of oocyte nucleus on ovarian folliclemorphogenesis in water bugs (Heteroptera). In: Recent Advances in Insect Embryology in Japan and Poland. Tsukuba, Arthropod. Embryol. Soc. Jpn., 51−67.
  565. S., Palmieri C., Fulka H., Saitou M., Miyano T., Fulka J. Jr. 2008. Thematernal nucleolus is essential for early embryonic development in mammals. Science. 319: 613−616.
  566. M.O., Dundr M. 2005. The moving parts of the nucleolus. Histochem. Cell1. Biol. 123: 203−216.
  567. M.O., Hingorani K., Szebeni A. 2002. Conventional and nonconventionalroles of the nucleolus. Int. Rev. Cytol. 219: 199−266.
  568. Palacios I., HetzerM, Adam S.A., Mattaj I.W. 1997. Nuclear import of U snRNPsrequires importin beta. EMBO J. 16: 6783−6792.
  569. B., Bensaude O. 2003. Investigating RNA polymerase II carboxylterminal domain (CTD) phosphorylation. Eur. J. Biochem. 270: 3859−3870.
  570. L., Misteli T. 2002. Chromosome positioning in the interphase nucleus.
  571. Trends Cell Biol. 12: 425−432.
  572. Parfenov V., Potchukalina G., Dudina L, Kostyuchek D., GruzovaM. 1989. Humanantral follicles: oocyte nucleus and the karyosphere formation (electron microscopic and autoradigraphic data). Gamete Res. 22: 219−231.
  573. V.N., Davis D.S., Pochukalina G.N., Kostyuchek D., Murti KG. 1998.
  574. Dynamics of distribution of splicing components relative to the transcriptional state of human oocytes from antral follicles. J. Cell Biochem. 69: 72−80.
  575. V.N., Davis D.S., Pochukalina G.N., Kostyuchek D., Murti R.G. 2000.
  576. Nuclear distribution of RNA polymerase II in human oocytes from antral follicles: dynamics relative to the transcriptional state and association with splicing factors. J. Cell. Biochem. 77: 654−665.
  577. Parfenov V.N., Pochukalina G.N., Davis D.S., Reinbold R., Scholer H.R., Murti
  578. KG. 2003. Nuclear distribution of Oct-4 transcription factor in transcriptionally active and inactive mouse oocytes and its relation to RNA polymerase II and splicing factors. J. Cell Biochem. 89: 720−732.
  579. Patturajan M., Wei X., Berezney R., Corden J.L. 1998. A nuclear matrix proteininteracts with the phosphorylated C-terminal domain of RNA polymerase II. Mol. Cell Biol. 18: 2406−2415.
  580. B.A., Steitz J.A. 1993. Disruption of U8 nucleolar snRNA inhibits 5.8S and28S rRNA processing in theXenopus oocyte. Cell. 73: 1233−1245.
  581. T. 1998. The plurifunctional nucleolus. Nucleic Acids Res. 26: 38 713 876.
  582. T. 2002. Dynamics and genome-centricity of interchromatin domains inthe nucleus. Nat. Cell Biol. 4: E287-E291.
  583. Pellizzoni L., YongJ., Dreyfuss G. 2002. Essential role for the SMN complex in thespecificity of snRNP assembly. Science. 298: 1775−1779.
  584. Pendle A.F., Clark G.P., Boon R., Lewandowska D., Lam Y.W., Andersen J., Mann
  585. M., Lamond A.I., Brown J.W.S., Shaw P.J. 2005. Proteomic analysis of the Arabidopsis nucleolus suggests novel nucleolar functions. Mol. Biol. Cell. 16: 260−269.
  586. R.P., Kelley D.E. 1970. Inhibition of RNA synthesis by actynomycin D: characteristic doze response of different RNA species. J. Cell. Physiol. 76: 127 139.
  587. R.D., Misteli T. 2000. High mobility of proteins in the mammalian cellnucleus. Nature. 404: 604−609.
  588. Phair R.D., Scaffidi P., Elbi C., VecerovdJ., Dey A., Ozato K., Brown D.T., Hager
  589. G., Bustin M., Misteli T. 2004. Global nature of dynamic protein-chromatin interactions in vivo: three-dimensional genome scanning and dynamic interaction networks of chromatin proteins. Mol. Cell Biol. 24: 6393−6402.
  590. Pillai R.S., Grimmler M., Meister G., Will C.L., Luhrmann R., Fischer U.,
  591. D. 2003. Unique Sm core structure of U7 snRNPs: assembly by aspecialized SMN complex and the role of a new component, Lsmll, in histone RNA processing. Genes Dev. 17: 2321−2333.
  592. R., Liaw P., Bertens K., Yankulov K. 2004. Three cyclin-dependent kinasespreferentially phosphorylate different parts of the C-terminal domain of the large subunit of RNA polymerase II. Eur. J. Biochem. 271: 1004−1014.
  593. M., Goldberg I., Swedlow J.R., Lamond A.I. 2000. In vivo analysis of Cajalbody movement, separation, and joining in live human cells. J. Cell Biol. 151: 1561−1574.
  594. M., Goldberg I., Lamond A. I., Swedlow J.R. 2002. Cajal body dynamics andassociation with chromatin are ATP-dependent. Nat. Cell Biol. 4: 502−508.
  595. Politz J. C., Tuft R.A., Pederson T" Singer R.H. 1999. Movement of nuclear poly (A)
  596. RNA throughout the interchromatin space in living cells. Curr. Biol. 9: 285−291.
  597. Politz J.C., Polena I., Trask L, Bazett-Jones D.P., Pederson T. 2005. Anonribosomal landscape in the nucleolus revealed by the stem cell protein nucleostemin. Mol. Biol. Cell. 16: 3401−3410.
  598. Politz J.C.R., Tuft RA., Prasanth K.V., Baudendistel N. Fogarty K.E., Lifshitz L.M., 1. ngowski J., Spector D.L., Pederson T. 2006. Rapid, diffusional shuttling of poly (A) RNA between nuclear speckles and the nucleoplasm. Mol. Biol. Cell. 17: 1239−1249.
  599. PomboA., Jackson D.A., HollinsheadM., Wang Z" Roeder R.G., Cook P.R. 1999.
  600. Regional specialization in human nuclei: visualization of discrete sites of transcription by RNA polymerase III. EMBO J. 18: 2241−2253.
  601. K.V., Spector D.L. 2007. Eukaryotic regulatory RNAs: an answer to thegenome complexity' conundrum. Genes Dev. 21: 11−42.
  602. R.S., Rickords L.F. 1992. Developmental regulation of an snRNP coreprotein epitope during pig embryogenesis and after nuclear transfer for cloning. Mol. Reprod. Dev. 33: 119−123.
  603. E., Moyne G. 1981. In situ localization of RNA structures. Im The Cell
  604. Nucleus. New York, Academic Press, 8: 59−115.
  605. Puvion E., Puvion-Dutilleul F. 1996. Ultrastructure of the nucleus in relation totranscription and splicing: roles of perichromatin fibrils and interchromatin granules. Exp. Cell Res. 229: 217−225.
  606. Puvion E., Bachellerie J.P., Bur glen M.J. 1979. Nucleolar perichromatin granulesinduced by dichlorobenzimidazole riboside. J. Ultrastruct. Res. 69: 1−12.
  607. Puvion-Dutilleul F., Puvion E. 1996. Non-isotopic electron microscope in situhybridization for studying the functional sub-compartmentalization of the cell nucleus. Histochem. Cell Biol. 106: 59−78.
  608. Puvion-Dutilleul F., Besse S., Chan E.K.L., Tan E.M., Puvion E. 1995a. p80-coilin:a component of coiled bodies and interchromatin granule-associated zones. J. Cell Sei. 108: 1143−1153.
  609. Puvion-Dutilleul F., Venturini L., Guillemin M.C., de The H., Puvion E. 1995b.
  610. Sequestration of PML and SplOO proteins in an intranuclear viral structure during herpes simplex virus type 1 infection. Exp. Cell Res. 221: 448−461.
  611. C., Freedman L.P. 2001. Mediator complexes and transcription. Curr. Opin.1. Cell Biol. 13: 274−280.
  612. P. S. 1963. Uber die herkunft der Ribonukleinsaure in den wachsenden
  613. Eizellen der Skorpionsfliege Panorpa communis (Insecta, Mecoptera). Naturwissenschaften. 50: 383−384.
  614. P. S. 1964. On the contribution of the follicle epithelium to thedeposition of yolk in the oocyte of Panorpa communis (Mecoptera). Exp. Cell Res. 33: 601−605.
  615. I. 2003. Oldies but goldies: Searching for Christmas trees within thenucleolar architecture. Trends Cell Biol. 13: 517−525.
  616. Raska I., Andrade L.E.C., Ochs R.L., Chan E.K.L., Chang C.M., Roos G., Tan E.M.1991. Immunological and ultrastructural studies of the nuclear coiled body with autoimmune antibodies. Exp. Cell Res. 195: 27−37.
  617. Raska I., Dundr M., Koberna K 1992. Structure-function subcompartments of themammalian cell nucleus as revealed by the electron microscopic affinity cytochemistry. Cell Biol. Int. Rep. 16: 771−789.
  618. Raska I., Dundr M., Koberna K, Melcak I., Risueno M.C., Torok I. 1995. Does thesynthesis of ribosomal RNA take place within nucleolar fibrillar centers or dense fibrillar components? A critical appraisal. J. Struct. Biol. 114: 1−22.
  619. Raska I., Koberna K, Malinsky J., Fidlerova H., Masata M. 2004. The nucleolusand transcription of ribosomal genes. Biol. Cell. 96: 579−594.
  620. I., Shaw P.J., Cmarko D. 2006a. New insights into nucleolar architecture andactivity. Int. Rev. Cytol. 255: 177−235.
  621. I., Shaw P.J., Cmarko D. 2006b. Structure and function of the nucleolus inthe spotlight. Curr. Opin. Cell Biol. 18: 325−334.
  622. Ray A., Ramamurty P. S. 1979. Sources of RNA oocytes in Crynodes peregrinus
  623. Fuessly (Coleoptera, Chrysomelidae). Int. J. Insect Morphol. Embryol. 8: 113 122.
  624. Rebelo L., Almeida F., Ramos C., Bohmann K, Lamond A.I., Carmo- Fonseca M.1996. The dynamics of coiled bodies in the nucleus of adenovirus-infected cells. Mol Biol Cell 7:1137−1151.
  625. Regad T., Chelbi-Alix M.K. 2001. Role and fate of PML nuclear bodies in responseto interferon and viral infections. Oncogene. 20: 7274−7286.
  626. Reimer G., Raska I., Tan E.M., Scheer U. 1987. Human autoantibodies: probes fornucleolus structure and function. Virchows Arch. B Cell Pathol. Incl. Mol. Pathol. 54: 131−143.
  627. P., Darzacq X., Bertrand E., Jady B.E., Verheggen C., Kiss T. 2003. Acommon sequence motif determines the Cajal body-specific localization of box H/ACA scaRNAs. EMBO J. 22: 4283−4293.
  628. Riibsam R., BiiningJ. 2001. F-actin is a component of the karyosome in neuropteranoocyte nuclei. Arthr. Struct. Dev. 30: 125−133.
  629. Sacco-Bubulya P., Spector D.L. 2002. Disassembly of interchromatin granuleclusters alters the coordination of transcription and pre-mRNA splicing. J. Cell Biol. 156: 425−436.
  630. A., Derjusheva S., Krasikova A., Gaginskaya E. 2003. Lampbrushchromosomes of the chaffinch (Fringilla coelebs L.). Chromosome Res. 11: 99 113.
  631. Saitoh N., Spahr C.S., Patterson S.D., Bubulya P., Neuwald A.F., Spector D.L.2004. Proteomic analysis of interchromatin granule clusters. Mol. Biol. Cell. 15: 3876−3890.
  632. N.B., Jantsch M.F. 2005. Chromosomal storage of the RNA-editing enzyme
  633. ADAR1 in Xenopus oocytes. Mol. Biol. Cell. 16: 3377−3386.
  634. R., Grummt I. 2001. Molecular mechanisms mediating methylationdependent silencing of ribosomal gene transcription. Mol. Cell. 8: 719−725.
  635. S., Yano H., Makimoto Y., Kaneta T., Sato Y. 2005. Nucleolonema as afundamental substructure of the nucleolus. J. Plant Res. 118: 71−81.
  636. U., Benavente R. 1990. Functional and dynamic aspects of the mammaliannucleolus. Bioessays. 12: 14−21.
  637. U., Hock R. 1999. Structure and function of the nucleolus. Curr. Opin. Cell1. Biol. 11: 385−390.
  638. Scheer U" Weisenberger D. 1994. The nucleolus. Curr. Opin. Cell Biol. 6: 354−359.
  639. U., Thiry M., Goessens G. 1993. Structure, function and assembly of thenucleolus. Trends Cell Biol. 3: 236−241.
  640. Scherl A., Coute Y., Deon C., Calle A., Kindbeiter K., Sanchez J.-C., Greco A.,
  641. Hochstrasser D., Diaz J.-J. 2002. Functional proteomic analysis of human nucleolus. Mol. Biol. Cell. 13: 4100−4109.
  642. L.L., Bonhag P.F. 1956. Histology of the ovary of the adult mealworm
  643. Tenebrio molitorL. (Coleoptera, Tenebrionidae). Univ. Calif. Publ. Entomol. 11: 351−393.
  644. U., Richter K., Berger A.B., Lichter P. 2006. In vivo BiFC analysis of Y14and NXF1 mRNA export complexes: preferential localization within and around SC35 domains. J. Cell Biol. 172: 373−381.
  645. S.C., Schwer B., Shuman S., Bentley D. 2000. Dynamic association ofcapping enzymes with transcribing RNA polymerase II. Genes Dev. 14: 24 352 440.
  646. Schul W., Groenhout B., Koberna K., Takagaki Y., Jenny A., Manders E.M., Raskavan Driel R, de Jong L. 1996. The RNA 3' cleavage factors CstF 64 kDa and
  647. CPSF 100 kDa are concentrated in nuclear domains closely associated with coiled bodies and newly synthesized RNA. EMBO J. 15: 2883−2892.
  648. Schul W., van Driel R., de Jong L. 1998. Coiled bodies and U2 snRNA genesadjacent to coiled bodies are enriched in factors required for snRNA transcription. Mol. Biol. Cell. 9: 1025−1036.
  649. Schul W., van der Kraan I., Matera A.G., van Driel R., de Jong L. 1999. Nucleardomains enriched in RNA 3'-processing factors associate with coiled bodies and histone genes in a cell cycle-dependent manner. Mol. Biol. Cell. 10: 3815−3824.
  650. Sehgal P.B., Darnell J. E" Jr., Tamm I. 1976. The inhibition by DRB (5,6-dichloro
  651. P-D-ribofuranosylbenzimidazole) of hnRNA and mRNA production in HeLa cells. Cell. 9: 473−480.
  652. H., Conaway J.W., Conaway R.C. 1993. Phosphorylation of C-terminaldomain of RNA polymerase II is not required in basal transcription. Nature. 363: 371−374.
  653. Shav-Tal Y., Blechman J., Darzacq X, Montagna C., Dye B.T., Patton J.G., Singer
  654. R.H., Zipori D. 2005. Dynamic sorting of nuclear components into distinct nucleolar caps during transcriptional inhibition. Mol. Biol. Cell. 16: 2395−2413.
  655. P.J., Jordan E.G. 1995. The nucleolus. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 11: 93 121.
  656. Shen T.H., Lin H.K., Scaglioni P.P., Yung T.M., Pandolfi P.P. 2006. Themechanisms of PML-nuclear body formation. Mol. Cell. 24: 331−339.
  657. Shikama N., Lyon J., La Thangue N. 1997. The p300/CBP family: integratingsignals with transcription factors and chromatin. Trends Cell Biol. 7: 230−236.
  658. L.S., Johnson C.V., Lawrence J.B. 2002. Evidence that all SC-35 domainscontain mRNAs and that transcripts can be structurally constrained within these domains. J. Struct. Biol. 140: 131−139.
  659. Shopland L.S., Johnson C.V., Byron M., McNeil J., Lawrence J.B. 2003. Clusteringof multiple specific genes and gene-rich R-bands around SC-35 domains: evidence for local euchromatic neighborhoods. J. Cell Biol. 162: 981−990.
  660. K.B., Ospina J.K., Tucker K.E., Matera A.G., Hebert M.D. 2003. Controlof Cajal body number is mediated by the coilin C-terminus. J. Cell Sci. 116: 303 312.
  661. B. 1996. Cyto- and histochemical studies of the ovariole of Panorpacommunis (Insecta, Mecoptera). Folia Histochem. Cytobiol. 34: 151−154.
  662. B. 2002. Structure of the ovary in Nannochorista neotropica Navas1. secta: Mecoptera: Nannochoristidae) with remarks on mecopteran phylogeny. ActaZool. 83, 61−66.
  663. B. 2003. Germ cell cluster differentiation in polytrophic ovarioles ofhanging-flies (Mecoptera: Bittacidae). Zool. Polon. 48: 71−79.
  664. Sims R.J. III, Mandal S.S., Reinberg D. 2004. Recent highlights of RNApolymerase-II-mediated transcription. Curr. Opin. Cell Biol. 16: 263−271.
  665. Sirri V., Urcuqui-Inchima S., Roussel P., Hernandez-Verdun D. 2008. Nucleolus: the fascinating nuclear body. Histochem. Cell Biol. 129: 13−31.
  666. P., Kreivi J.P., Bergstrom A., Karlsson R. 2003. Profilin I colocalizes withspeckles and Cajal bodies: a possible role in pre-mRNA splicing. Exp. Cell Res. 286: 12−21.
  667. U., Andersson K., Strandberg B., Daneholt B. 1986. Three-dimensionalstructure of a specific pre-messenger RNP particle established by electron microscope tomography. Nature 319: 560−564.
  668. J.E. 2004. Dynamics of the mammalian nucleus: can microscopicmovements help us to understand our genes? Philos. Transact. A Math. Phys. Eng. Sci. 362: 2775−2793.
  669. J.E., Lomond A.I. 1999. Newly assembled snRNPs associate with coiledbodies before speckles, suggesting a nuclear snRNP maturation pathway. Curr. Biol. 9: 1065−1074.
  670. Sleeman J.E., Lyon C.E., Platani M., Kreivi J.-P., Lamond A.I. 1998. Dynamicinteraction between splicing snRNPs, coiled bodies and nucleoli revealed using snRNP protein fusions to the green fluorescent protein. Exp. Cell Res. 243: 290 304.
  671. Sleeman J.E., Ajuh P., Lamond A. I 2001. snRNP protein expression enhances theformation of Cajal bodies containing p80-coilin and SMN. J. Cell Sci. 114: 44 074 419.
  672. Sleeman J.E., Trinkle-Mulcahy L" Prescott A.R., OggS.C., Lamond A. I 2003. Cajalbody proteins SMN and coilin show differential dynamic behaviour in vivo. J. Cell Sci. 116: 2039−2050.
  673. K.P., Lawrence J.B. 2000. Interactions of U2 gene loci and their nucleartranscripts with Cajal (coiled) bodies: evidence for pre-U2 within Cajal bodies. Mol. Biol. Cell. 11: 2987−2998.
  674. Smith C.M., SteitzJ.A. 1997. Sno storm in the nucleolus: new roles for myriad small1. RNPs. Cell. 89: 669−672.
  675. K.P., Carter K.C., Johnson C.V., Lawrence J.B. 1995. U2 and U1 snRNAgene loci associate with coiled bodies. J. Cell. Biochem. 59: 473−485.
  676. SobellH.M. 1985. Actinomycin and DNA transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.82: 5328−5331.
  677. I.V., Joffe B.I., Gaginskaya E.R., Macgregor H.C. 1996. Transcription oflampbrush chromosomes of a centromerically localized highly repeated DNA in pigeon (Columba) relates to sequence arrangement. Chromosome Res. 4: 588 603.
  678. D.L. 1993. Macromolecular domains within the cell nucleus. Annu. Rev.
  679. Cell Biol. USA. 9: 265−315.
  680. D.L. 1996. Nuclear organization and gene expression. Exp. Cell Res. 229:189.197.
  681. D.L. 2001. Nuclear domains. J. Cell Sci. 114: 2891−2893.
  682. D.L. 2006. SnapShot: Cellular bodies. Cell. 127: 1071.
  683. D.L., Schrier W.H., Busch H. 1983. Immunoelectron microscopiclocalization of snRNPs. Biol. Cell. 49: 1−10.
  684. Spector D.L., Fu X.-D., Maniatis T. 1991. Associations between distinct pre-mRNAsplicing components and the cell nucleus. EMBO J. 10: 3467−3481.
  685. Sporbert A., Gahl A., Ankerhold R" Leonhardt H., Cardoso M.C. 2002. DNApolymerase clamp shows little turnover at established replication sites but sequential de novo assembly at adjacent origin clusters. Mol. Cell. 10: 1355−1365.
  686. D., Neugebauer K.M. 2004. Detection of snRNP assembly intermediates in
  687. Cajal bodies by fluorescence resonance energy transfer. J. Cell Biol. 166: 10 151 025.
  688. D., Neugebauer KM. 2006. The Cajal body: a meeting place forspliceosomal snRNPs in the nuclear maze. Chromosoma. 115: 343−354.
  689. D., Kiss T., Raska I. 2000. Pre-ribosomal RNA is processed in permeabilisedcells at the site of transcription. Eur. J. Cell Biol. 79: 202−207.
  690. Stanek D., Kobema K, Pliss A., Malinsky J., Masata M., Vecerova J., Risueno
  691. M.C., Raska I. 2001. Non-isotopic mapping of ribosomal RNA synthesis and processing in the nucleolus. Chromosoma. 110: 460−470.
  692. Stanek D., Rader S.D., KlingaufM., Neugebauer KM. 2003. Targeting ofU4/U6small nuclear RNP assembly factor SART3/pll0 to Cajal bodies. J. Cell Biol. 160: 505−516.
  693. E., Fiziev P., Rosenthal A., Hinzmann B. 2004. Insights into the evolution ofthe nucleolus by an analysis of its protein domain repertoire. Bioessays. 26: 567 581.
  694. O. 1927. Monographie der Prorhynchidae (Turbellaria). Z. Morphol.kol. Tiere. 8: 538−662.
  695. E.J. 1997. Pre-mRNA processing and the CTD of RNA polymerase II: thetail that wags the dog? Cell. 89: 491−494.
  696. Stenoien D.L., Patel K, Mancini M.G., Dutertre M., Smith C.L., O’Malley B.W.,
  697. M.A. 2001. FRAP reveals that mobility of oestrogen receptor-alpha is ligand- and proteasome-dependent. Nat. Cell Biol. 3: 15−23.
  698. I.S., Bogolyubov D.S., Skovorodkin I.N., Parfenov V.N. 2007. Cajalbodies and interchromatin granule clusters in cricket oocytes: composition, dynamics and interactions. Cell Biol. Int. 31: 203−214.
  699. A., Maupin M.K. 1989. 5,6-Dichloro-l-beta-D-ribofuranosylbenzimidazoleinhibits a HeLa protein kinase that phosphorylates an RNA polymerase II-derived peptide. Biochem. Biophys. Res. Commun. 159: 508−515.
  700. J., Wolffe A.P. 1996. Functional compartmentalization of the nucleus. J.1. Cell Sci. 109: 1991−2000.
  701. P. 1999. Formation of the karyosome in developing oocytes of weevils
  702. Coleoptera, Curculionidae). Tissue Cell. 31: 587−593.
  703. Swiqtek P., JaglarzM.K. 2004. SnRNPs are present in the karyosome capsule in theweevil germinal vesicle. Tissue Cell. 36: 253−262.
  704. H. 1963. Cytochemical aspects on nuclear fine structure. Exp. Cell Res. 9:54.67.
  705. Szollosi M.S., Debey P., Szollosi II, Rime H., Vautier D. 1991. Chromatinbehaviour under influence of puromycin and 6-DMAP at different stages of mouse oocyte maturation. Chromosoma. 100: 339−354.
  706. M.N., Sawadogo M. 2000. Spatial organization of RNA polymerase IItranscription in the nucleus. Nucleic Acids Res. 28: 2019−2025.
  707. Szklarzewicz T., Bilinski S.M., KlagJ., Jablonska A. 1993. Accessory nuclei in theoocytes of the cockoo wasp, Chrysis ignita (Hymenoptera: Aculeata). Folia Histochem. Cytobiol. 31: 227−231.
  708. Szklarzewicz T., Kedra K, Niznik S. 2005. Ultrastructural studies of the ovary of
  709. Palaeococcus juscipennis (Burmeister) (Insecta, Hemiptera, Coccinea: Monophlebidae). Folia Biol. (Krakow). 53: 45−50.
  710. Takahashi Y., Lallemand-Breitenbach V., Zhu J., de The H. 2004. PML nuclearbodies and apoptosis. Oncogene. 23: 2819−2824.
  711. G.T., Anderson E. 1969. Cytochemical and fine structural analysis ofoogenesis in the gastropod, Ilyanassa obsoleta. J. Morphol. 129: 211−247.
  712. W.H. 1975. Development and physiology of the oocyte-nurse syncytium.
  713. Adv. Insect Physiol. 2: 223−320.
  714. M.P., Terns R.M. 2001. Macromolecular complexes: SMN the masterassembler. Curr. Biol. 11: R862-R864.
  715. M. 1992. Ultrastructural detection of DNA within the nucleolus by sensitivemolecular immunocytochemistry. Exp. Cell Res. 200: 135−144.
  716. M., Goessens G. 1992. Where, within the nucleolus, are the rRNA geneslocated? Exp. Cell Res. 200: 1−4.
  717. M., Lafontaine D.L. 2005. Birth of a nucleolus: the evolution of nucleolarcompartments. Trends Cell Biol. 15: 194−199.
  718. Thiry M., Cheutin T., O’Donohue M.F., Kaplan H., Ploton D. 2000. Dynamics andthree-dimensional localization of ribosomal RNA within the nucleolus. RNA. 6: 1750−1761.
  719. C.M., Koleske A.J., Chao D.M., Young R.A. 1993. A multisubunitcomplex associated with the RNA polymerase II CTD and TATA-binding protein in yeast. Cell. 73: 1361−1375.
  720. Tokunaga K, Shibuya T., Ishihama Y., Tadakuma H., Ide M., Yoshida M., Funatsu
  721. T., Ohshima Y., Tani T. 2006. Nucleocytoplasmic transport of fluorescent mRNAin living mammalian cells: nuclear mRNA export is coupled to ongoing gene transcription. Genes Cells. 11: 305−317.
  722. Tollervey D., Lehtonen H., Jansen R, Kern H., Hurt E.C. 1993. Temperaturesensitive mutations demonstrate roles for yeast fibrillarin in pre-rRNA processing, pre-rRNA methylation, and ribosome assembly. Cell. 72: 443−457.
  723. Trinkle-Mulcahy L., Lamond A.I. 2007. Toward a high-resolution view of nucleardynamics. Science. 318: 1402−1407.
  724. H., Edstrom J.E., Trendelenburg M.F., Hofinann A. 1990. Structuralorganization of Acheta rDNA. Evidence for differential amplification of soma and germ-line-specific rDNA sequences. J. Mol. Biol. 216: 533−543.
  725. A., Alexandrova O., Bogolyubov D., Gruzova M. 1997. Nuclear bodiesfrom cricket and mealworm oocytes contain splicing factors of pre-mRNA. Eur. J. Entomol. 94: 393−407.
  726. Tucker K.E., Matera, A.G. 2005. The Cajal body—a nuclear gathering place. In:
  727. Visions of the Nucleus. CA: American Scientific Publishers, 159−171.
  728. Tucker K.E., Massello L. K, Gao L., Barber T.J., Hebert M.D., Chan E. K, Matera
  729. A.G. 2000. Structure and characterization of the murine p80 coilin gene, Coil. J. Struct. Biol. 29: 269−277.
  730. Tucker K.E., Berciano M. T., Jacobs E. Y., LePage D.F., Shpargel K.B., Rossire J. J.,
  731. Chan E.K.L., LafargaM., Conlon R.A., Matera A.G. 2001. Residual Cajal bodies in coilin knockout mice fail to recruit Sm snRNPs and SMN, the spinal muscular atrophy gene product. J. Cell Biol. 154: 293−307.
  732. R.S., Roth M.B. 1999. Induction of coiled body-like structures in Xenopusoocytes by U7 snRNA. Chromosoma. 108: 337−344.
  733. Turna R., StolkJ.A., RothM.B. 1993. Identification and characterization of a sphereorganelle protein. J. Cell Biol. 122: 767−773.
  734. Tyc K., Steitz J.A. 1989. U3, U8 and U13 comprise a new class of mammaliansnRNPs localized in the cell nucleolus. EMBO J. 8: 3113−3119.
  735. Tycowski K.T., You. Z.H., Graham P.J., Steitz J.A. 1998. Modification of U6spliceosomal RNA is guided by other small RNAs. Mol. Cell. 2: 629−638.
  736. S.L. 1973. Oogenesis in Tenebrio molitor. histological andautoradiographical observations on pupal and adult ovaries. J Embryol Exp Morphol. 30: 179−217.
  737. S. 2007. The spliceosome: caught in a web of shifting interactions. Curr.
  738. Opin. Struct. Biol. 17: 310−315.
  739. Vanderlaan M, Thomas C.B. 1985. Characterization of monoclonal antibodies tobromodeoxyuridine. Cytometry. 6: 501−505.
  740. Vazquez-Nin G., Bernhard W. 1971. Comparative ultrastructural study ofperichromatin- and Balbiai ring granules. J. Ultrastruct. Res. 36: 842−860.
  741. Vazquez Nin G.H., Echeverria O.M., Ortiz R., Ubaldo E., Fakan S. 1997. Effects ofhypophyseal hormones on transcription and RNA export to the cytoplasm. Exp. Cell Res. 236: 519−526.
  742. L., Solimando L., Biggiogera M., Fakan S. 2008. Use of halogenatedprecursors for simultaneous DNA and RNA detection by means of immunoelectron and immunofluorescence microscopy. J. Histochem. Cytochem. 56: 45−55.
  743. Verheggen C., Lafontaine D.L.J., Samarsky D., Mouaikel J., Blanchard J.-M.,
  744. R., Bertrand E. 2002. Mammalian and yeast U3 snoRNPs are matured in specific and related nuclear compartments. EMBO J. 21: 2736−2745.
  745. G.P., Ishikawa M. 1984. Oogenesis in a flesh fly, Sarcophaga ruficornis.
  746. Dev. Growth Diff. 26: 591−597.
  747. Visa N., Puvion-Dutilleul F., Harper F., Bachellerie J.P., Puvion E. 1993b.1.tranuclear distribution of poly (A)±RNA determined by electron microscope in situ hybridization. Exp. Cell Res. 208: 19−34.
  748. R., Amon A. 2000. The nucleolus: the magician’s hat for cell cycle tricks.
  749. Curr. Opin. Cell Biol. 12:372−377.
  750. Wallace R.A., JaredD.W., Dumont J.N., SegaM.W. 1973. Protein incorporation byisolated amphibian oocytes. III. Optimum incubation conditions. J. Exp.Zool. 184: 321−333.
  751. WangH.C., XingM. 1999. Localization of SC35 in the nucleolus and nucleoplasmof the root meristematic cells of Vicia faba., Shi Yan Sheng Wu Xue Bao. 32: 277−287.
  752. Wang I.-F., Chang H.-Y., Shen C.-K.J. 2006. Actin-based modeling of atranscriptionally competent nuclear substructure induced by transcription inhibition. Exp. Cell Res. 312: 3796−3801.
  753. Wansink D.G., Schul W., van der Kraan /., van Steensel B., van Driel R., de Jong L.1993. Fluorescent labeling of nascent RNA reveals transcription by RNA polymerase II in domains scattered throughout the nucleus. J. Cell Biol. 122: 282 293.
  754. Wansink D.G., Motley A.M., van Driel R., de Jong L. 1994. Fluorescent labeling ofnascent RNA in the cell nucleus using 5-bromouridine 5'-triphospate. In: Cell Biology — A Laboratory Handbook. Academic Press, San Diego, vol 2, pp 368 374
  755. P.M., Kinloch R.A. 1992. Gene expression during oogenesis in mice.1. Mutat. Res. 296: 3−15.
  756. M.L. 1962. Observations on a granule associated with chromatin in thenuclei of cells of rat and mouse. J. Cell Biol. 113: 162−167.
  757. Watson A.J., Wiemer K.E., Arcellana-Panlilio M., Schultz G.A. 1992. U2 smallnuclear RNA localization and expression during bovine preimplantation development. Mol. Reprod. Dev. 31: 231−240.
  758. Wei X., Somanathan S., Samarabandu J., Berezney R. 1999. Three-dimensionalvisualization of transcription sites and their association with splicing factor-rich nuclear speckles. J. Cell Biol. 146: 543−558.
  759. Weinstein L.B., SteitzJ.A. 1999. Guided tours: from precursor snoRNA to functionalsnoRNP. Curr. Opin. Cell Biol. 11: 378−384.
  760. A.E., Leslie M.E., Calvi B.R., Marzluff W.F. Duronio R.J. 2007.
  761. Developmental and cell cycle regulation of the Drosophila histone locus body. Mol. Biol. Cell. 18: 2491−2502.
  762. C.L., Liihrmann R. 1997. Protein functions in pre-mRNA splicing. Curr. Opin.1. Cell Biol. 9: 320−328.
  763. C.L., Liihrmann R. 2001. Spliceosomal UsnRNP biogenesis, structure andfunction. Curr. Opin. Cell Biol. 13: 290−301.
  764. S.L., Cedervall T. 2002. The La protein. Annu. Rev. Biochem. 71: 375−403.
  765. C.L. 2006. Chromatin architecture. Curr. Opin. Struct. Biol. 16: 213−220.
  766. Wu C.-H., Gall J. G. 1993. U7 small nuclear RNA in C snurposomes of the Xenopusgerminal vesicle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 90: 6257−6259.
  767. Wu Z., Gall J.G. 1997. «Micronucleoli» in the Xenopus germinal vesicle.1. Chromosoma. 105: 438−443.
  768. Wu J.Y., Maniatis T. 1993. Specific interactions between proteins implicated insplice site selection and regulated alternative splicing. Cell. 75: 1061−1070.
  769. Wu Z, Murphy C., Callan H.G., Gall J.G. 1991. Small nuclear ribonucleoproteinsand heterogeneous nuclear ribonucleoproteins in the amphibian germinal vesicle: loops, spheres and snurposomes. J. Cell Biol. 113: 465−483.
  770. Wu Z, Murphy C., Wu C.-H., Tsvetkov A., Gall J.G. 1993. Snurposomes and coiledbodies. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 58: 747−754.
  771. Wu Z" Murphy C., Wu C.-H.H., Tsvetkov A., Gall J.G. 1994. Snurposomes andcoiled bodies. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 58: 747−754.
  772. Wu C.-H., Murphy C., Gall J.G. 1996. The Sm binding site targets U7 snRNA tocoiled bodies (spheres) of amphibian oocytes. RNA. 2: 811−823 .
  773. Xie S.Q., Martin S., Guillot P. V., Bentley D.L., Pombo A. 2006. Splicing specklesare not reservoirs of RNA polymerase II, but contain an inactive form, phosphorylated on serine2 residues of the C-terminal domain. Mol. Biol. Cell. 17: 1723−1733.
  774. Xing Y., Johnson C.V., Moen P.T. Jr., McNeil J.A., Lawrence J. 1995. Nonrandomgene organization: structural arrangements of specific pre-mRNA transcription and splicing with SC-35 domains. J. Cell Biol. 131: 1635−1647.
  775. Xu H., Pillai R.S., Azzouz T.N., Shpargel K.B., Kambach C., Herbert M.D.,
  776. D., Matera A.G. 2005. The C-terminal domain of coilin interacts with Sm proteins and U snRNPs. Chromosoma. 114: 155−166.
  777. Yankulov K.Y., Pandes M, McCracken S., Bouchard D., Bentley D.L. 1996. TFIIHfunctions in regulating transcriptional elongation by RNA polymerase II in Xenopus oocytes. Mol. Cell Biol. 16: 3291−3299.
  778. Y.M., White K. 1997. Association of the neuron-specific RNA bindingdomain-containing protein ELAV with the coiled body in Drosophila neurons. Chromosoma. 105: 332−341.
  779. Young P.J., Le T.T., thi Man N. Burghes A.H., Morris G.E. 2000. The relationshipbetween SMN, the spinal muscular atrophy protein, and nuclear coiled bodies in differentiated tissues and cultured cells. Exp. Cell Res. 256: 365−374.
  780. Yu Y.T., Shu M.D., Narayanan A., Terns R.M., Terns M.P., SteitzJ.A. 2001. Internalmodification of U2 small nuclear (sn)RNA occurs in nucleoli of Xenopus oocytes. J. Cell Biol. 152: 1279−1288.
  781. YuryevA., Patturajan M., Litingtung Y., Joshi R.V., Gentile C., GebaraM., Corden
  782. J.L. 1996. The C-terminal domain of the largest subunit of RNA polymerase II interacts with a novel set of serine/arginine-rich proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 6975−6980.
  783. M. 1965. Etudes de la formation de l’acide ribonucleique et des proteinschez les insects. Rev. Suisse Zool. 72: 241−264.
  784. Zandomeni R., Zandomeni M.C., ShugarD., Weinmann R. 1986. Casein kinase type1. is involved in the inhibition by 5,6-Dichloro-l-|3-D-ribofuranosylbenzimidazole of specific RNA polymerase II transcription. J. Biol. Chem. 261: 3414−3419.
  785. Zatsepina O.V., Voit R, Grummt I., Spring H., SemenovM.V., TrendelenburgM.F.1993. The RNA polymerase I-specific transcription initiation factor UBF is associated with transcriptionally active and inactive ribosomal genes. Chromosoma. 102: 599−611.
  786. Zelazowska M, Jaglarz M.K. 2004. Oogenesis in phthirapterans (Insecta:
  787. Phthiraptera). I. Morphological and histochemical characterization of the oocyte nucleus and its inclusions. Arthr. Struct. Dev. 33: 161−172.
  788. Zeng C., Kim E., Warren S.L., Berget S.M. 1997. Dynamic relocation oftranscription and splicing factors dependent upon transcriptional activity. EMBO J. 16: 1401−1412.
  789. Zhang J., CordenJ.L. 1991. Identification of phosphorylation sites in the repetitivecarboxyl-terminal domain of the mouse RNA polymerase II largest subunit. J. Biol. Chem. 266: 2290−2296.
  790. G., Taneja K.L., Singer R.H., Green M.R. 1994. Localization of pre-mRNAsplicing in mammalian nuclei. Nature. 372: 809−812.
  791. ZhongS., Salomoni P., Pandolfl P.P. 2000. The transcriptional role of PML and thenuclear body. Nat. Cell Biol. 2: E85-E90.
  792. A., Nguyen Q.D., Gespach C. 2004. Nuclear bodies and compartments: functional roles and cellular signalling in health and disease.
  793. P.P., Davenport R. 1971. An autoradiographic and cytochemical studyof cellular interactions during oogenesis in the milkweed bug, Oncopeltus fasciatus. Exp. Cell Res. 67: 273−278.
  794. R.M., Mathieu U.R., Kurz A., Cremer T., Lichter P. 1993. Evidence for anuclear compartment of transcription and splicing located at chromosome domain boundaries. Chromosome Res. 1: 93−106.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!