Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Липиды некоторых наземных и морских грамотрицательных бактерий как факторы патогенности и потенциальные антагонисты эндотоксинов

Диссертация: Липиды некоторых наземных и морских грамотрицательных бактерий как факторы патогенности и потенциальные антагонисты эндотоксинов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

До недавнего времени почти весь научный и практический интерес был сосредоточен, что вполне понятно, на изучении микроорганизмов, использующих человека и животных как среду обитания. Существенно меньший интерес вызывала интерес группа микроорганизмов, часто родственных тем, о которых говорилось выше, но обитающих в иных экологических условиях и являющихся сапрофитами. С точки зрения экологии они… Читать ещё >

Липиды некоторых наземных и морских грамотрицательных бактерий как факторы патогенности и потенциальные антагонисты эндотоксинов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. Введение
  • 2. Литературный обзор
    • 2. 1. Структура клеточной стенки грамотрицательных бактерий
    • 2. 2. Состав и свойства свободных липидов грамотрицательных бактерий
    • 2. 3. Общая характеристика липополисахаридов
    • 2. 4. Липид А
      • 2. 4. 1. Общая характеристика липида А
      • 2. 4. 2. Биосинтез липида А
      • 2. 4. 3. Модификации структуры липида А
        • 2. 4. 3. 1. Вариации в структуре гидрофильной части молекулы. липида А
        • 2. 4. 3. 2. Модификации гидрофобной (область жирных кислот) части. липида А
      • 2. 4. 4. ЛПС-дефицитные грамотрицательные бактерии
      • 2. 4. 5. Функциональная геномика: липиды, А растений?
      • 2. 4. 6. Взаимосвязь структуры и биологической активности липида А
    • 2. 5. Механизм токсического действия эндотоксинов
    • 2. 6. Механизм распознавания бактериальных эндотоксинов
    • 2. 7. Стратегии нейтрализации эндотоксинов
      • 2. 7. 1. Иммунотерапия с использованием специфических антител к. липиду А
      • 2. 7. 2. Блокирование эндотоксина (липида А) в местах его клеточной. рецепции с помощью синтетических антагонистов
      • 2. 7. 3. Другие способы нейтрализации эндотоксинов
  • 3. Экспериментальная часть
    • 3. 1. Бактериальные штаммы и условия культивирования бактерий
    • 3. 2. Выделение компонентов наружной мембраны бактериальных клеток
    • 3. 3. Методы химического анализа
    • 3. 4. Образцы жирных кислот
    • 3. 5. Получение производных D-глюкозамина
    • 3. 6. Общие экспериментальные условия
    • 3. 7. Инструментальные методы анализа
  • 4. Результаты и обсуждение
    • 4. 1. Влияние экзогенных и эндогенных факторов на липидный состав бактерий Yersinia pseudotuberculosis
      • 4. 1. 1. Липиды бактерий Y. pseudotuberculosis. Общая характеристика
        • 4. 1. 1. 1. Свободные липиды
        • 4. 1. 1. 2. Липополисахариды
        • 4. 1. 1. 3. ЛипидА
      • 4. 1. 2. Новые подходы к анализу состава липополисахаридов
      • 4. 1. 3. Влияние способа культивирования и фазы роста на состав липидов
  • Y. pseudotuberculosis
    • 4. 1. 4. Роль температуры культивирования и плазмид в регуляции липидного. состава Y. pseudotuberculosis
    • 4. 1. 5. Влияние глюкозы на состав липидов Y. pseudotuberculosis
    • 4. 2. Влияние условий культивирования на вирулентные свойства
  • Y. pseudotuberculosis
    • 4. 3. Липиды, А морских грамотрицательных бактерий
      • 4. 3. 1. Характеристика липидов, А морских грамотрицательных бактерий
      • 4. 3. 2. Липиды, А бактерий рода Pseudoalteromonas
        • 4. 3. 2. 1. RAP. haloplanktis АТСС 14 393т
        • 4. 3. 2. 2. ЛА P. nigrifaciens IAM 13 010т
      • 4. 3. 3. Липид, А бактерии Idiomarina zobellii КММ 231т
      • 4. 3. 4. Липид, А бактерии Shewanella algae
      • 4. 3. 5. Липиды, А бактерий рода Marinomonas
        • 4. 3. 5. 1. Липиды, А бактерий М. communis АТСС 27 118 т и М. vaga
  • АТСС 27 119т
    • 4. 3. 5. 2. Липид, А бактерии М. mediterranea АТСС 700 492т
    • 4. 3. 6. Липиды, А бактерий рода Chryseobacterium
    • 4. 3. 7. Некоторые особенности состава наружной мембраны бактерий рода. Chryseobacterium
      • 4. 3. 7. 1. Характеристика липидного состава С. indoltheticum и
  • С. scophthalmum
    • 4. 3. 7. 2. Бактерии рода Chryseobacterium не содержат ЛПС?!
    • 4. 3. 8. Особенности строения «морских» липидов А
    • 4. 3. 9. Липиды, А и ЛПС морских бактерий — потенциальные антагонисты. эндотоксинов
  • 5. Выводы

Липиды являются одним из основных классов биомолекул, интерес к которым обусловлен целым рядом важных обстоятельств. Эти близкие по своей химической природе вещества участвуют в построении биологических мембран всех клеточных систем, обеспечивая универсальность их функционирования. Будучи структурной основой клеточных мембран, липиды определяют степень их жидкостности, латеральную и трансбислойную асимметрию и другие параметры.

In vivo липиды также чрезвычайно интересны. Они участвуют практически во всех физиологических процессах (иммунном ответе, передаче нейрональной информации, регуляции сосудистого и мышечного тонуса, гомеостазе, воспалении и т. д.) [1] и имеют практическое применение. Например, изменение в составе липопротеинов человеческой крови свидетельствует о развитии сосудистых заболеваний и используется для их диагностики. Диацилглицериды выполняют функции молекул-мессенджеров, участвующих в механизмах передачи сигналов [2]. Лизофосфолипиды, концентрация которых в клеточных мембранах при стрессовых ситуациях значительно возрастает, являются важными маркерами некоторых заболеваний, таких как атеросклероз [3] и ревматоидный артрит [4] (Механизм образования лизофосфатидов в разных случаях может иметь различные биохимические сочетания, но всегда должен включать активизацию фосфолипазы Аг, гидролизующей ФЛ [5]. Присутствие лизофосфатидов в мембране делает ее непрочной и увеличивает вероятность нарушения целостности внутренней среды клетки.).

Многогранность функций липидов связана с разнообразием их состава. Липиды подразделяют на полярные и нейтральные. К полярным липидам относятся фос-фолипиды и холестерин, которые являются основными структурными составляющими биологических мембран и во многом определяют свойства последних. Молекулы ФЛ имеют единую структурную организацию, при которой полярная и гидрофобная области оказываются разделенными. Полярная и гидрофобная (углеводородная) части молекулы, как правило, обладают достаточной гибкостью и подвижностью, что позволяет им принимать наиболее выгодную форму, соответствующую минимуму энергии, а жидкому бислою — сохранять барьерные свойства при изменении в широких пределах липидного состава, температуры, ионной силы водной среды и т. д.

Нейтральные липиды являются наиболее доступными источниками энергии, обеспечивающими обменные процессы. Запасы нейтральных липидов могут служить источником структурных элементов — глицерина, ЖК, холестерина, являющихся исходными продуктами при биосинтезе многих других необходимых для жизнедеятельности соединений: углеводов, мембранных липидов, желчных кислот, простаг-ландинов, стероидных гормонов и др.

Функциональные особенности липидов во многом определяются их жирнокис-лотным составом. Существует большое число разнообразных молекул ЖК: нормального строения и разветвленных, с четным и нечетным числом углеродных атомов в алифатической цепи, насыщенные и ненасыщенные, с разным позиционным расположением двойных связей и с различной длиной цепи. ЖК, кроме обеспечения целостности мембран и оптимального уровня ненасыщенности, обусловливают включение и диффузионное перемещение мембранных компонентов, активность мембраносвя-занных ферментов, мембранную проницаемость и транспортные свойства.

Большой прогресс в липидологии произошел после объединения исследований химии и биологии липидов в одно направление, которое получило название «lipidom-ics» (липидомика) [6]. Хотя по количеству статей (около 200) липидомика пока значительно уступает геномике (около 25 000) и протеомике (около 13 000) [7], интерес к липидам и их анализу в последние 10 лет значительно увеличился [8]. В настоящее время всесторонний анализ липидных молекул, липидомика, в дополнение к геномике и протеомике, является одним из важнейших условий для понимания клеточной физиологии и патологии.

Важность липидных молекул в осуществлении клеточных функций и патологии, их многообразие породили настоятельную потребность в создании хорошо организованной базы данных по липидам и их классификации. В 2005 г. Международный комитет по классификации и номенклатуре липидов предложил ввести в действие Всеобщую систему классификации липидов (Comprehensive Classification System for Lipids) (см. [82]), основанной на четких химических и биохимических принципах, которые учитывают различия в составе и структуре гидрофобных и гидрофильных доменов липидных молекул. Единый способ представления химических структур индивидуальных липидов и их производных, цифровые идентификаторы для каждой уникальной липидной молекулы делают предлагаемую систему совместимой с требованиями информатики [9] и с базами данных других макромолекул. В 2009 г. опубликована усовершенствованная версия этой классификации, более полно представляющая структурное разнообразие липидов и их производных [10].

Многочисленными исследованиями показана важная роль липидов в развитии приспособительных реакций у организмов при экологических модуляциях. К настоящему времени как в отечественной, так и в зарубежной литературе накоплен значительный материал по вопросам, касающимся участия липидов в адаптивных реакциях организмов в ответ на изменение разнообразных условий окружающей среды [11]. Адаптации осуществляются преимущественно за счет модификаций мембранных липидов и углеводородных радикалов их ЖК. Ведущая роль в запуске адаптационных механизмов отводится физическому состоянию мембран, зависящему от степени ненасыщенности ЖК в мембранных липидах.

Наряду с общими закономерностями адаптационных механизмов на уровне липидов должны существовать и специфические реакции для разных видов, позволяющие особи поддерживать жизнедеятельность в разнообразных условиях, которые в полной мере еще не изучены. Бактерии, структурной единицей которых является про-кариотическая клетка, представляют собой обширную группу живых организмов, населяющих нашу планеты. В отличие от животных и растений микроорганизмы чрезвычайно разнообразны по своей физиологии. Структурная организация мембран микроорганизмов, во многом обусловленная составом липидов, которые у бактерий характеризуются чрезвычайно высоким разнообразием [12], и соотношением их с белками, определяет разнообразные функциональные свойства бактериальных клеток, такие как механизмы транспорта, регуляция активности ферментов и метаболических процессов, вирулентность, резистентность и др. Благодаря высокой скорости размножения, бактерии быстро эволюционизируют и в течение короткого времени могут приспособиться к жизни даже в мало пригодных для этого условиях.

До недавнего времени почти весь научный и практический интерес был сосредоточен, что вполне понятно, на изучении микроорганизмов, использующих человека и животных как среду обитания. Существенно меньший интерес вызывала интерес группа микроорганизмов, часто родственных тем, о которых говорилось выше, но обитающих в иных экологических условиях и являющихся сапрофитами. С точки зрения экологии они являются факультативными психрофилами с температурным диапазоном существования от 0 до 30 °C. Многие сапрофитные организмы при изменении условий среды переходят к паразитическому существованию и инфицируют различные виды рыб, теплокровных животных и человека. Остается неясным, как изменяется качественный состав и количественные соотношения липидных компонентов у таких микроорганизмов под влиянием разных факторов окружающей среды и при переходе от одной среды обитания к другой. Поэтому исследование приспособительных реакций на молекулярном и физиологическом уровнях организации у организмов разной таксономической принадлежности, в том числе у микроорганизмов, остается актуальной задачей экологической и эволюционной физиологии и биохимии.

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

185 ВЫВОДЫ.

1. Изучено влияние экзогенных (температура, способ культивирования, фаза роста, источник углерода) и эндогенных (плазмидные ДНК) факторов роста и условий обитания на липидный состав некоторых морских и наземных грамотрицательных бактерий.

2. Показано, что холодовые культуры Yersinia pseudotuberculosis, в отличие от культур, выращенных при 37 °C, имеют более высокое общее содержание фосфоли-пидов и липополисахаридов, более высокий индекс ненасыщенности жирных кислот и более высокое значение отношения ФЭ/ФГ+ДФГ. Липополисахариды «холодовых» вариантов бактерий, в сравнении с липополисахаридами «тепловых» вариантов, имеют более длинные О-специфические углеводные цепи и более высокую степень аци-лирования остатков 3-гидрокситетрадекановой кислоты. Липид, А бактерий, выращенных на холоду, имеет, в основном, пентаацильный тип структуры, тепловые культуры бактерий синтезируют тетраацильный липид А. Терморегуляция состава липидов контролируется хромосомными генами и подавляется в присутствии плазмиды pVM82. Плазмида вирулентности не влияет на состав липидных компонентов бактерий псевдотуберкулеза.

3. Показано, что присутствие глюкозы в питательной среде оказывает существенное влияние на состав фосфолипидов Yersinia pseudotuberculosis, характер которого зависит от температуры: на холоду (8 °С) глюкоза стимулирует синтез фосфолипидов, при 37 °C — ингибирует этот процесс.

4. Найдено, что колониальные культуры Yersinia pseudotuberculosis содержат больше общих липидов и фосфолипидов и имеют более высокий индекс ненасыщенности жирных кислот, чем суспензионные. Липополисахариды, выделенные из колониальных культур, в сравнении с липополисахаридами суспензионных культур, имеют более длинные углеводные цепи. При обоих способах культивирования липополисахариды с максимальной длиной цепи О-полисахаридов синтезируются в стационарной фазе роста.

5. Показано, что низкая температура и рост в виде колоний являются факторами, усиливающими патогенный потенциал бактерий псевдотуберкулеза: липополисахариды колониальных культур, выращенных на холоду, в сравнении с липополисахарида-ми «тепловых» вариантов суспензионных культур, обладают более высокой острой токсичностью для теплокровных животных.

6. Показано, что липиды, А морских бактерий имеют преимущественно пентаа-цильный тип структуры и часто содержат одну фосфатную группу. Установлена корреляция между хроматографическими (ТСХ) профилями липидов А, составом их жирных кислот, с одной стороны, и таксономическим положением бактерий, с другой.

7. Показано, что липиды, А морских бактерий Marinomonas communis АТСС 27 118 т и Marinomonas vaga АТСС 27 119 представляют собой 1-фосфаты р-Г—>6-связанного дисахарида D-глюкозамина, ацилированного остатками редких короткоцепочечных (-Я)-З-Додеканоилоксидекановой (или (-Я)-З-деканоилоксидекановой) и С#)-3-гидроксидекановой кислот в положениях 2 и 3 соответственно и ®-3-{®-3-гидроксидеканоил}оксидекановой кислоты в положении 2'. Липид, А бактерий Mari-nomonas mediterranea АТСС 700 492 не содержит нормальных жирных кислот и представляет собой 1,4'-дифосфат глюкозаминобиозы, ацилированный остатками ®-3-{(7?)-3-гидроксидеканоил}оксидекановой кислоты в положениях 2, 2' и ®-3-гидроксидекановой кислоты в положении 3.

8. Показано, что липиды, А бактерий рода Marinomonas — первые представители соединений этого класса, содержащие необычную 3-ацилоксиалкановую кислоту, состоящую из двух остатков (/?)-3-гидроксидекановой кислоты.

9. Впервые из природных штаммов бактерий (морские бактерии Chryseobacterium т т* indoltheticum CIP 103 168 и Chryseobacterium scophthalmum CIP 104 199), выделен липид А, структурно подобный моносахаридному биосинтетическому предшественнику липида, А мутантных клеток Escherichia coli. Показано, что липиды, А этих бактерий представляют собой 1-фосфаты D-глюкозамина, ацилированные остатками ®-3-гидрокси-шо-пентадекановой и (7?)-3-гидрокси-мзо-гептадекановой кислот в положениях 2 и 3 соответственно.

10. Изучены эндотоксические свойства липидов, А и липополисахаридов ряда морских бактерий. Показано, что многие из них являются слабо токсичными соединениями и не индуцируют синтез фактора некроза опухоли альфа клетками периферической крови человека при всех изученных концентрациях.

11. На примере липополисахарида Marinomonas communis показано, что липиды, А и липополисахариды морских бактерий проявляют свойства антагонистов эндотоксинов универсального типа действия и могут представлять интерес для терапии грамот-рицательного сепсиса и эндотоксикоза.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Sheridan М.A. Lipid dynamics of fish: aspects of absorbtion, transportation, deposition and mobilization // Сотр. Biochem. Physiol. 1988. V. 90, No. 4. P. 679−690.
  2. Wymann M.P., Schneiter R. Lipid signalling in disease // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. V. 9, No. l.P. 162−176.
  3. Matsumoto Т., Kobayashi Т., Kamata K. Role of lysophoshatidylcholine (LPC) in atherosclerosis // Curr. Med. Chem. 2007. V. 14, No. 30. P. 3209−3220.
  4. Ferooque A.A., Yang H.-C., Rosenberger T.A., Horrock R.A. Phospholipase A2 and its role in brain tissue // J. Neurochem. 1997. V. 69, No. 9. P. 889−901.
  5. Wenk M.R. The emerging field of lipidomics // Nat. Rev. Drug Discov. 2005. V. 4, No. 7. P. 594−610.
  6. Fuchs В., Schiller J. Application of MALDI-TOF mass spectrometry in lipidomics // Eur. J. Lipid Sci. Technol. 2009. V. 111, No. 1. P. 83−98.
  7. Wolf C., Quinn P.J. Lipidomics: Practical aspects and applications // Prog. Lipid Res.2008. V. 46, No. l.P. 15−36.
  8. Yetukuri L., Ekroos K., Vidal-Puig A., Oresic M. Informatics and computational strategies for the study of lipids // Mol. Biosyst. 2008. V. 4, No. 2. P. 121−127.
  9. Fahy E., Subramaniam S., Murphy R.C., Raetz C.R., Shimitzu Т., Spener F., Meer G., Wakelam M.J., Dennis E.A. Update of the LIPID MAPS comprehensive classification system for lipids // J. Lipid Res. 2009. V. 50 Suppl. P. S9-S14.
  10. Н.Д. Температурные адаптации. M.: Изд-во МГУ, 2000. 205 стр.
  11. Dowhan W. Molecular genetic approaches to defining lipid function // J. Lipid Res.2009. V. 50 Suppl. P. 305−310.
  12. Koch A.L. The biophysics of the Gram-negative periplasmic space // Crit. Rev. Microbiol. 1998. V. 24, No. 1. P. 23−59.
  13. Plutz B.M., Lindner В., Stetter K.O., Hoist O. Characterization of a novel lipid A containing D-galacturonic acid that replaces phosphate residues. The structure of the lipid
  14. A of the lipopolysaccharide from the hyperthermophilic bacterium Aquifex pyrophilus II J. Biol. Chem. 2000. V. 275, No. 15. P. 11 222−11 228.
  15. Brakstad O.G., Bonaunet K. Biodegradation of petroleum hydrocarbons in seawater at low temperatures (0−5 degrees C) and bacterial communities associated with degradation // Biodegradation. 2006. V.17, No. 1. P. 71−82.
  16. Harrison A.P. The acidophilic Thiobacillus and other acidophilic bacteria that share their habitat // Annu. Rev. Microbiol. 1984. V. 38. P. 265−292.
  17. Koch A.L., Woeste S.W. The elasticity of the sacculus of Escherichia coli I I J. Bacterid. 1992. V. 174, No. 14. P. 4811−4819.
  18. Beveridge T.J. Structures of Gram-negative cell walls and their derived membrane vesicles // J. Bacteriol. 1999. V. 181, No. 16. P. 4725−4733.
  19. Gupta R.S. Protein phylogenies and signature sequences: a reappraisal of evolutionary relationships among archaebacteria, eubacteria, and eukaryotes // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. V. 62, No. 4. P. 1435−1491.
  20. Hoiczuk E., Hansel A. Cyanobacterial cell walls: news from an unusual prokaryotic envelope // J. Bacteriol. 2000. V. 182, No. 5. P. 1191−1199.
  21. Beveridge T.J. The periplasmic space and the concept of the periplasm in Gram-positive and Gram-negative bacteria // ASM News. 1995. V. 61. P. 125−130.
  22. Raetz C.R.H., Reynolds C.M., Trent M.S., Bishop R.E. Lipid A modification systems in Gram-negative bacteria // Annu. Rev. Biochem. 2007. V. 76. P. 295−329.
  23. Beveridge T.J. Mechanism of gram variability in select bacteria // J. Bacteriol. 1990. V. 172, No. 3. P. 1609−1620.
  24. Beveridge T.J., Schultze-Lam S. The response of selected members of the Archaea to the Gram stain // Microbiology. 1996. V. 142, No. 10. P. 2887−2895.
  25. Salton M.R.J. The bacterial cell envelope a historical perspective // In: Ghuysen J.-M., Hakenbeck R. (Eds.) Bacterial cell wall. Amsterdam, The Netherlands: Elsevier. 1994. P. 1−22.
  26. Ю.А., Кочетков H.K. Строение липополисахаридов грамотрицательных бактерий. I. Общая характеристика липополисахаридов и структура липида, А // Биохимия. 1993. Т. 58, № 2. С. 166−200.
  27. Rietschel E.T., Brade H., Hoist O. Bacterial endotoxin: chemical constitution, biological recognition, host response, and immunological detoxification // Curr. Topics in Microbiol. Immunol. 1996. V. 216, No. 1. C. 39−81.
  28. H., Opal S.M. // In: Vogel S.N., Morrison D.C. (Eds.) Endotoxin in Health and Disease. New York: Marcel Dekker. 1999. 950 pp.
  29. Lazar K., Walker S. Substrate analogues to study cell-wall biosynthesis and its inhibition // Curr. Opin. Chem. Biol. 2002. V. 6, No. 6. P. 786−793.
  30. Kennedy E.P., Rumley M.K. Osmotic regulation of biosynthesis of membrane-derived oligosaccharides in Escherichia coli И J. Bacteriol. 1988. V. 170, No. 6. P. 2457−2461.
  31. Wu H.C. // In: Neidhardt F.C. (Ed.) Escherichia coli and Salmonella: Cellular and molecular biology. Washington, DC: Am. Soc. Microbiol. 1996. P. 1005−1014.
  32. Raetz C.R.H. Molecular genetics of membrane phospholipid synthesis // Annu. Rev. Genet. 1986. V. 20. P. 253−295.
  33. Cronan J.E. Bacterial membrane lipids: where do we stand // Annu. Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 203−224.
  34. Nikaido H. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revised // Microbiol. Mol. Rev. 2003. V. 67, No. 4. P. 593−656.
  35. Smit J., Kamio Y., Nikaido H. Outer membrane of Salmonella typhimurium-. chemical analysis and freeze-fracture studies with lipopolysaccharide mutants // J. Bacteriol. 1975. V. 124, No. 2. P. 942−958.
  36. Kamio Y., Nikaido H. Outer membrane of Salmonella typhimurium: accessibility of phospholipid head groups to phospholipase С and cyanogen bromide activated dextran in the external medium II Biochemistry. 1976. V. 15, No. 12. P. 2561−2570.
  37. Shukla S.D., Green C., Turner J.M. Phosphatidylethanolamine distribution and fluidity in outer and inner membranes of the gram-negative bacterium Envinia carotovora II Biochem. J. 1980. V. 188, No. 1. P. 131−135.
  38. Paul S., Chaudhuri K., Chatterjee A.N., Das J. Presence of exposed phospholipids in the outer membrane of Vibrio cholerae II J. Gen. Microbiol. 1992. V. 138, No.4. P. 755 761.
  39. Peng D., Hong W., Choudhury B.P., Carlson R.W., Gu X.-X. Moraxella catarrhalis bacterium without endotoxin, a potential vaccine candidate // Infect. Immun. 2005. V. 73, No. 11. P. 7569−7577.
  40. Nikaido H., Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability // Microbiol. Rev. 1985. V. 49, No. 1. P: 1−32.
  41. Leive L. Release of lipopolysaccharide by EDTA treatment of E. coli II Biochem. Bio-phys. Res. Commun. 1965. V. 21, No. 4. P. 290−296:
  42. Vaara M. Antibiotic-supersusceptible mutants of Escherichia coli and: Salmonella ty-phimurium // Antimicrob. Agents Chemother. 1993. V. 37, No. 11. P. 2255−2260.
  43. Lysko P.G., Morse S.A. Neisseria gonorrhoeae cell envelope permeability to hydrophobic molecules III. Bacterid. 1981. V. 145, No. 2. P. 946−952.
  44. Huijbregts R. P:H., de Kroon A.I.P.M., de Kruijff B. Topology and transport of membrane lipids in bacteria // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1469, No. 1. P. 43−61.
  45. Dowhan W. Genetic analysis of lipid-protein interactions in Escherichia coli membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1376, No. 3. P. 455−466.
  46. Rietveld A.G., Killian J-A., Dowhan W., de bCruijff B. Polymorphic regulation of membrane phospholipid composition in Escherichia coli //J. Biol.Chem. 1993. V. 268, No. 17. P. 12 427−12 433.
  47. Lugtenberg В., van Alphen L. Molecular architecture and functioning of the outer membrane of Escherichia coli and other gram-negative bacteria // Biochim. Biophys. Acta. 1983- V. 737, No. 1. P. 51−115.
  48. Correa O.S., Rivas Е.А., Barneix A.J. Cellular envelopes and tolerance to acid pi I in Mesorhizobium loti И Current Microbiol. 1999. V. 38- No. 2. P. 329−334.
  49. Tornabene T.G. Lipid composition of selected strains of Yersinia pestis and Yersinia pseudotuberculosis И Biochim. Biophys. Acta. 1973. V. 306, No. 2. P. 173−185:
  50. Rodionov D.G., Ishiguro E.E. Dependence of peptidoglycan metabolism on phospholipid synthesis during growth of Escherichia coli II Microbiology-UK. 1996. V. 142, No. 10. P. 2871−2877.
  51. Ohta Т., Okuda S., Takahashi H. Relationship between phospholipid compositions and transport activities of amino acids in Escherichia coli membrane vesicles // Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 466, No. 1. P. 44−56.
  52. Mikhaleva N.I., Santini C.L., Giordano G., Nesmeyanova M.A. Requirement for phospholipids of the translocation of the trimethylamine N-oxide reductase througth the Tat pathway in Escherichia coli IIFEBS Lett. 1999. V. 463, No. 3. P. 331−335.
  53. Rietveld A.D., Koorengevel M.C., de Kruijff B. Non-bilayer lipids are required for efficient protein transport across the plasma membrane of Escherichia coli II EMBO J. 1995. V. 14, No. 22. P. 5506−5513.
  54. Pugsley A.P., Cole S.T. An unmodified form of the ColE2 lysis protein, an envelope lipoprotein, retains reduced ability to promote colicin E2 release and lysis of producing cells // J. Gen. Microbiol. 1987. V. 133, No. 9. P. 2411−2420.
  55. Gmeiner J., Schlecht S. Molecular organization of the outer membrane of Salmonella typhimurium И Eur. J. Biochem. 1979. V. 93, No. 2. P. 609−620.
  56. Yao X., Jericho M., Pink D., Beveridge T.J. Thickness and elasticity of gram-negative murein sacculi measured by atomic force microscopy // J. Bacteriol. 1999. Vol. 181, No. 22. P. 6865−6875.
  57. Luderitz O., Ruschmann E., Westphal O., Raff R., Wheat R. Occurrence of 3-amino-3,6-dideoxyhexoses in Salmonella and related bacteria // J. Bacteriol. 1967. V. 93, No. 5. P. 1681−1687.
  58. Moran A.P., Prendergast M.M., Appelmelk B.J. Molecular mimicry of host structures by bacteria lipopolysaccharides and its contribution to disease // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1996. V. 16, No. 2. P. 105−115.
  59. Frosch M., Muller A. Phospholipid substitution of capsular polysaccharides and mechanisms of capsule formation in Neisseria meningitidis group В // Mol. Microbiol. 1993. V. 8, No. 3. P. 483−493.
  60. Yeh H.Y., Jacobs D.M. Characterization of lipopolysaccharide fractions and their interactions with cells and model membranes // J. Bacteriol. 1992. V. 174, No. 1. P. 336 341.
  61. Barua S., Yamashino Т., Hasegawa Т., Yokoyama K., Torii K., Ohta M. Involvement of surface polysaccharides in organic acid resistance of Shiga toxin-producing Escherichia coli 0157: H7 // Mol. Microbiol. 2002. V. 43, No. 3. P. 629−640.
  62. Reeves P.R., Hobbs M., Valvano M.A., Skurnik M., Whitfield C., Coplin D., Kido N., Klena J., Maskell D., Raetz C.R., Rick P.D. Bacterial polysaccharide synthesis and gene nomenclature // Trends Microbiol. 1996. V. 4, No 12. P. 495−503.
  63. Wilkinson S.G. Bacterial lipopolysaccharides — themes and variations // Prog. Lipid Res. 1996. V. 35, No. 3. P. 283−343.
  64. Alexander C., Rietschel E.T. Bacterial lipopolysaccharides and innate immunity // J. Endotoxin Res. 2001. V. 7, No. 3. P. 167−202.
  65. Schnaitman C.A., Klena J.D. Genetics of lipopolysaccharide biosynthesis in enteric bacteria // Microbiol. Rev. 1993. V. 57, No. 3. P. 655−682.
  66. Raetz C.R.H., Whitfield C. Lipopolysaccharide endotoxins // Annu. Rev. Biochem. 2002. V. 71. P. 635−700.
  67. Heinrichs D.E., Yethon J.A., Whitfield C. Molecular basis for structural diversity in the core regions of the lipopolysaccharides of Escherichia coli and Salmonella enterica И Mol. Microbiol. 1998. V. 30, No 2. P. 221−232.
  68. Bos M.P., Robert V., Tommassen J. Biogenesis of the gram-negative bacterial outer membrane // Annu. Rev. Microbiol. 2007. V. 61. P. 191−214.
  69. Trent M.S. Biosynthesis, transport, and modification of lipid A // Biochem. Cell Biol. 2004. V. 82, No. 1. P. 71−86.
  70. Westphal O., Liideritz O. Chemische erfoschung von lipopolysacchariden gram-negativer bacterien // Angew. Chem. 1954. B. 66. S. 407−417.
  71. Gmeiner J., Simon M., Liideritz O. The linkage of phosphate group and 2-keto-3-deoxyoctonate to the lipid A component in a Salmonella minnesota lipopolysaccharide //Eur. J. Biochem. 1971. V. 21, No. 3. P. 355−356.
  72. Galloway S.W., Raetz C.R.H. A mutant of Escherichia coli defective in the first step of endotoxin biosynthesis // J. Biol. Chem. 1990. V. 265, No. 11. P. 6394−6402.
  73. И.Н., Бахолдина С. И., Соловьева Т. Ф. Быстрый способ получения липида, А из бактерии Yersinia pseudotuberculosis II Биоорган, химия. 1999. Т. 29, № 4. С. 293−298.
  74. Hamidi A.E., Tirsoaga A., Novikov A., Hussein A., Caroff M. Microextraction of bacterial lipid A: easy and rapid method for mass spectrometric characterization // J. Lipid Res. 2005. V. 46, No. 8. P. 1773−1778.
  75. Gmeiner J., Liideritz O., Westphal O. Biochemical studies on lipopolysaccharides of Salmonella R mutants. 6. Investigation on the structure of the lipid A component // Eur. J. Biochem. 1969. V. 7, No. 3. P. 370−379.
  76. Wilkinson B.J., Hindahl M.S., Galbraith L., Wilkinson S.G. Lipopolysaccharide of Paracoccus denitrificans ATCC 13 543 // FEMS Microbiol. Lett. 1986. V. 37, No. 1. P. 63−67.
  77. Sledjeski D.D., Weiner R.M. Hyphomonas spp., Shewanella spp., and other marine bacteria lack heterogeneous (ladderlike) lipopolysaccharides // Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57, No. 7. P. 2094−2096.
  78. Strain S.M., Fesik S.W., Armitage I.M. Characterization of lipopolysaccharide from a heptoseless mutant of Escherichia coli by carbon 13 nuclear magnetic resonance // J. Biol. Chem. 1983. V. 258, No. 5. P. 2906−2910.
  79. Guan Z., Breazeale S.D., Raetz C.R.H. Extraction and identification by mass spectrometry of undecaprenyl diphosphate-MurNAc-pentapeptide-GlcNAc from Escherichia coli II Anal. Biochem. 2005. V. 345, No. 2. P. 336−339.
  80. Qureshi N., Takayama K., Heller D., Fenselau C. Position of ester groups in the lipid A backbone of lipopolysaccharides obtained from Salmonella typhimurium II J. Biol. Chem. 1983. V. 258, No. 12. P. 12 947−12 951.
  81. Chain S., Reinhold V.N. Detailed structural characterization of lipid A: electrospray ionization coupled with tandem mass spectrometry // Anal. Biochem. 1994. V. 218, No. l.P. 63−73.
  82. Johnson R.S., Her G.-R., Grabarek J., Hawiger J., Reinhold V.N. Structural characterisation of monophosphoryl lipid A homologs obtained from Salmonella minnesota Re595 lipopolysaccharide // J. Biol. Chem. 1990. V. 265, No. 14. P. 8108−8116.
  83. Radziejewska-Lebrecht J., Bhat U.R., Brade H., Mayer H. Structural studies on the core and lipid A region of a 4-amino-L-arabinose-lacking Rc-type mutant of Proteus mirabi-lisll Eur. J. Biochem. 1988. V. 172, No. 3.P. 535−541.
  84. Steeghs L., de Cock H., Evers E., Zomer В., Tommassen J., van der Ley P. Outer membrane composition of a lipopolysaccharide-deficient Neisseria meningitidis mutant // EMBO J. 2001.V. 20, No. 24. P. 6937−6945.
  85. Meredith T.C., Aggarwal P., Mamat U., Lindner B., Woodard R.W. Redefining the requisite lipopolysaccharide structure in Escherichia coli II ACS Chem. Biol. 2006. V. 1, No. l.P. 33−42.
  86. Belunis C.J., Clementz Т., Carty S.M., Raetz C.R.H. Inhibition of lipopolysaccharide biosynthesis and cell-growth following inactivation of the KdtA gene in Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1995. V. 270, No. 46. P. 27 646−27 652.
  87. Radika K., Raetz C.R.H. Purification and properties of lipid A disaccharide synthase of Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1988. V. 263, No. 29. P. 14 859−14 867.
  88. Babinski K.J., Ribeiro A.A., Raetz C.R.H. The Escherichia coli gene encoding the UDP-2,3-diacylglucosamine pyrophosphatase of lipid A biosynthesis // J. Biol. Chem. 2002. V. 277, No. 29. P. 25 937−25 946.
  89. Babinski K.J., Kanjilal S J., Raetz C.R.H. Accumulation of the lipid A precursor UDP-2,3-diacylglucosamine in an Escherichia coli mutant lacking the lpxH gene // J. Biol. Chem. 2002. V. 277, No. 29. P. 25 947−25 956.
  90. Bulawa C.E., Raetz C.R.H. The biosynthesis of gram-negative endotoxin. Identification and function of UDP-2,3-diacylglucosamine in Escherichia coli H J. Biol. Chem. 1984. V. 259, No. 8. P. 4846−4851.
  91. Ray B.L., Painter G., Raetz C.R.H. The biosynthesis of Gram-negative endotoxin. Formation of lipid A disaccharides from monosaccharide precursors in extracts of Escherichia coli Hi. Biol. Chem. 1984. V. 259, No. 8. P. 4852−4859.
  92. Ray B.L., Raetz C.R.H. The biosynthesis of gram-negative endotoxin. A novel kinase in Escherichia coli membranes that incorporates the 4'-phosphate of lipid A // J. Biol. Chem. 1987. V. 262, No. 3. P. 1122−1128.
  93. Garrett T.A., Kadrmas J.L., Raetz C.R.H. Identification of the gene encoding the Escherichia coli lipid A 4-kinase. Facile phosphorylation of endotoxin analogs with recombinant lpxK // J. Biol. Chem. 1997. V. 272, No. 35. P. 21 855−21 864.
  94. Brozek K.A., Hosaka K., Robertson A.D., Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipopolysac-charide in Escherichia coli. Cytoplasmic enzymes that attach 3-deoxy-D-manno-octulosonic acid to lipid A // J. Biol. Chem. 1989. V. 264, No. 12. P. 6956−6966.
  95. Gronow S., Brade H. Lipopolysaccharide biosynthesis: which steps do bacteria need to survive? // J. Endotoxin Res. 2001. V. 7, No. 1. P. 3−23.
  96. Meredith T.C., Woodard R.W. Escherichia coli YrbH is a D-arabinose 5-phosphate isomerase // J. Biol. Chem. 2003. V. 278, No. 35. P. 32 771−32 777.
  97. Sperandeo P., Pozzi C., Deho G., Polissi A. Non-essential KDO biosynthesis and new essential cell envelope biogenesis genes in the Escherichia coli yrbG-yhbG locus // Res. Microbiol. 2006. V. 157, No. 6. P. 547−558.
  98. White K.A., Kaltashov I.A., Cotter R.J., Raetz C.R.H. A mono-functional 3-deoxy-D-wawwo-octulosonic acid (Kdo) transferase and a Kdo kinase in extracts of Haemophilus influenzae II J. Biol. Chem. 1997. V. 272, No. 26. P. 16 555−16 563.
  99. Belunis C.J., Mdluli K.E., Raetz C.R.H, Nano F.E. A novel Ъ-д&оху-О-таппо-octulosonic acid transferase from Chlamydia trachomatis required for expression of the genus-specific epitope // J. Biol. Chem. 1992. V. 267, No. 26. P. 18 702−18 707.
  100. Brozek K.A., Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipid A in Escherichia coli. Acyl carrier protein-dependent incorporation of laurate and myristate // J. Biol. Chem. 1990. V. 265, No. 26. P. 15 410−15 417.
  101. Tharanathan R.N., Weckesser J., Mayer H. Structural studies on the D-arabinose-containing lipid A from Rhodospirillum tenue 2761 // Eur. J. Biochem. 1978. V. 84, No. 2. P. 385−394.
  102. Hoist O., Borowiak D., Weckesser J., Mayer H. Structural studies on the phosphate-free lipid A of Rhodomicrobium vannielii ATCC 17 100 // Eur. J. Biochem. 1983. V. 137, No. l.P. 325−332.
  103. Urbanik-Sypniewska Т., Seydel U., Greek M., Weckesser J., Mayer H. Chemical studies on the lipopolysaccharide of Rhizobium meliloti 10 406 and its lipid A region // Arch. Microbiol. 1989. V. 152, No. 4. P. 527−532.
  104. Roppel J., Mayer H., Weckesser J. Identification of a 2,3-diamino-2,3-dideoxyhexose in the lipid A component of lipopolysaccharides of Rhodopseudomonas viridis and Rhodopseudomonas palustris // Carbohydr. Res. 1975. V. 40, No. 1. P. 31−40.
  105. Choma A., Sowinski P. Characterization of Mesorhizobium huakuii lipid A containing both D-galacturonic acid and phosphate residues // Eur. J. Biochem. 2004. V. 271, No. 7. P. 1310−1322.
  106. Wilkinson S.G., Taylor D.P. Occurrence of 2,3-diamino-2,3-dideoxy-D-glucose in lipid A from lipopolysaccharide of Pseudomonas diminuta // J. Gen. Microbiol. 1978. V. 109, No. 2. P. 367−370.
  107. Carrion M., Bhat U.R., Reuhs В., Carlson R.W. Isolation and characterization of the lipopolysaccharides from Bradyrhizobium japonicum И J Bacterid. 1990. V. 172, No. 4. P. 1725−1731.
  108. Rae H., Seydel U., Freudenberg M., Weckesser J., Mayer H. Lipopolysaccharide Rhodospirillum salinarium 40: structural studies on the core and lipid A region // Arch. Microbiol. 1996. V. 164. P. 280−289.
  109. Kato H., Iida Т., Haishima Y., Tanaka A., Tanamoto K. Chemical structure of lipid A isolated from Flavobacterium meningosepticum lipopolysaccharide // J. Bacteriol. 1998. V. 180, No. 15. P. 3891−3899.
  110. Moran A.P. Biological and serological characterization of Campylobacter jejuni lipopolysaccharides with deviating core and lipid A structures // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1995. V. 11, No. 2. P. 121−130.
  111. Ahamed N.M., Mayer H., Biebl H., Weckesser J. Lipopolysaccharide with 2,3-diamino-2,3-dideoxyglucose containing lipid A in Rhodopseudomonas sulfoviridis II FEMS Microbiol. Lett. 1982. V. 14, No. 1. P. 27−30.
  112. Bellmann W., Lingens F. Structural studies on the core oligosaccharide of Phenylobac-terium immobile strain K2 lipopolysaccharide. Chemical synthesis of 3-hydroxy-5c-dodecenoic acid // Biol. Chem. Hoppe Seyler. 1985. V. 366, No. 6. P. 567−575.
  113. Salimath P., Weckesser J., Strittmatter W., Mayer H. Structural studies on the nontoxic lipid A from Rhodopseudomonas spaeroides ATCC 17 023 // Eur. J. Biochem. 1983. V. 136, No. 1. P. 195−200.
  114. Masoud H., Lindner В., Weckesser J., Mayer H. The structure of lipid A component of Rhodocyclus gelatinosus Dr2 // System. Appl. Microbiol. 1990. V. 13, No. 3. P. 227 233.
  115. Krauss J.H., Seydel U., Weckesser J., Mayer H. Structural analysis of the nontoxic lipid A of Rhodobacter capsulatus 37b4 // Eur. J. Biochem. 1989. V. 180. No. 3. P. 519−526.
  116. Pietsch K., Weckesser J., Fischer U., Mayer H. The lipopolysaccharides of Rhodospirillum rubrum, Rhodospirillum molischianum, and Rhodophila globiformis II Arch. Microbiol. 1990. V. 154, No. 5. P. 433−437.
  117. H., Bock E., Weckesser J. 2,3-Diamino-2,3-dideoxyglucose containing lipid A in the Nitrobacter strain X14 // FEMS Microbiol. Lett. 1983. V. 17, No. 1−3. P. 93−96.
  118. Moran A.P., Lindner В., Walsh E.J. Structural characterization of the lipid A component of Helicobacter pylori rough- and smooth-form lipopolysaccharides // J. Bacteriol. 1997. V. 179, No. 20. P. 6453−6463.
  119. Weintraub A., Zahringer U., Wollenweber H.-W., Seydel U., Rietschel E.T. Structural characterization of the lipid A component of Bacteroides fragilis strain NCTC 9343 lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1989. V. 183, No. 2. P. 425−431.
  120. Hashimoto M., Asai Y., Tamai R., Jinno Т., Umatani K., Ogawa T. Chemical structure and immunobiological activity of lipid A from Prevotella intermedia ATCC 25 611 lipopolysaccharide // FEBS Lett. 2003. V. 543, No. 1−3. P. 98−102.
  121. Wang X., Ribeiro A.A., Guan Z., McGrath S., Cotter R., Raetz C.R.H. Structure and biosynthesis of free lipid A molecules that replace lipopolysaccharide in Francisella tularensis subsp. novicida // Biochemistry. 2006. V. 45, No. 48. P. 14 427−14 440.
  122. , E.B., Дмитренок A.C., Дмитренок П. С., Исаков В. В., Красикова И.Н.,
  123. Т.Ф. Структура необычного липида, А из морской бактерии Marinoтmonas communis АТСС 271 181 // Биоорган. химия. 2005. Т. 31, № 4. С. 404−413.
  124. Kumada H., Haishima Y., Umemoto Т., Tanamoto K. Structural study on the free lipid A isolated from lipopolysaccharide of Porphyromonas gingivalis II J. Bacteriol. 1995. V. 177, No. 8. P. 2098−2106.
  125. Silipo A., Lanzetta R., Garozzo D., Cantore P.L., Iacobellis N. S., Molinaro A., Parrilli M., Evidente A. Structural determination of lipid A of the lipopolysaccharide from Pseudomonas reactans И Eur. J. Biochem. 2002. V. 269, No. 10. P. 2498−2505.
  126. Ray M.K., Kumar G.S., Shivaji S. Phosphorylation of lipopolysaccharides in the Antarctic psychotroph Pseudomonas syringae: a possible role in temperature adaptation // J. Bacteriol. 1994. V. 176, No. 14. P. 4243−4249.
  127. Wang X., McGrath S.C., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Expression cloning and periplasmic orientation of the Francisella novicida lipid A 4'-phosphatase LpxF // J. Biol. Chem. 2006. V. 281, No. 14. P. 9321−9330.
  128. Wang X., Ribeiro A.A., Guan Z., Abraham S.N., Raetz C.R.H. Attenuated virulence of a Francisella mutant lacking the lipid A 4-phosphatase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104, No. 10. P. 4136−4141.
  129. Huber R., Langworthy T.A., Konig H., Thomm M., Woese C.R., Sleytr U.B., Stetter K.O. Thermotoga maritima sp. nov. represents a new genus of unique extremely thermophilic eubacteria growing up to 90 °C // Arch. Microbiol. 1986. V. 144. P. 324−333.
  130. Lehmann V., Redmond J., Egan A., Minner I. The acceptor for polar head groups of the lipid A component of Salmonella lipopolysaccharides // Eur. J. Biochem. 1978. V. 86, No. 2. P. 487−496.
  131. Volk W.A., Galanos C., Ltideritz O. The occurrence of 4-amino-4-deoxy-L-arabinose as a constituent in Salmonella lipopolysaccharide preparations // Eur. J. Biochem. 1970. V. 17, No. 2. P. 223−229.
  132. Soncini F.C., Groisman E.A. Two-component regulatory systems can interact to process multiple environmental signals // J. Bacteriol. 1996. V. 178, No. 23. P. 6796−6801.
  133. Gunn J.S., Miller S.I. PhoP-PhoQ activates transcription of pmrAB, encoding a two-component regulatory system involved in Salmonella typhimurium antimicrobial peptide resistance //J. Bacteriol. 1996. V. 178, No. 23. P. 6857−6864.
  134. Gunn J.S., Lim K.B., Krueger J., Kim K., Guo L., Hackett M., Miller S.I. PmrA-PmrB-regulated genes necessary for 4-aminoarabinose lipid A modification and polymyxin resistance // Mol. Microbiol. 1998. V. 27, No. 6. P. 1171−1182.
  135. Groisman E.A., Kayser J., Soncini F.C. Regulation of polymyxin resistance and adaptation to low-Mg2+ environments // J. Bacteriol. 1997. V. 179, No. 22. P. 7040−7045.
  136. Gibbons H.S., Kalb S.R., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Role of Mg2+ and pH in the modification of Salmonella lipid A after endocytosis by macrophage tumour cells // Mol. Microbiol. 2005. V. 55, No. 2. P. 425140.
  137. Guo L., Lim K.B., Gunn J.S., Bainbridge В., Darveau R.P., Hackett M., Miller S.I. Regulation of lipid A modifications by Salmonella typhimurium virulence genes phoP-phoQ // Science. 1997. V. 276, No. 5310. P. 250−253.
  138. Kawahara K., Tsukano H., Watanabe H., Lindner В., Matsuura M. Modification of the structure and activity of lipid A in Yersinia pestis lipopolysaccharide by growth temperature // Infect. Immun. 2002. V. 70, No. 8. P. 4092−4098.
  139. Kim S.H., Jia W., Parreira V.R., Bishop R.E., Gyles C.L. Phosphoethanolamine substitution in the lipid A of Escherichia coli 0157: H7 and its association with PmrC // Microbiology. 2006. V. 152, No. 3. P. 657−666.
  140. Suda Y., Ogawa Т., Kashihara W., Oikawa M., Shimoyama Т., Hayashi Т., Tamura Т., Kusumoto S. Chemical structure of lipid A from Helicobacter pylori strain 206−1 lipopolysaccharide//J. Biochem. 1997. V. 121, No. 6. P. 1129−1133.
  141. Hase S., Rietschel E.T. The chemical structure of the lipid A component of lipopolysaccharides from Chromobacterium violaceum NCTC 9694 // Eur. J. Biochem. 1977. V. 75, No. l.P. 23−34.
  142. Marr N., Tirsoaga A., Blanot D., Fernandez R., Caroff M. Glucosamine found as a sub-stituent of both phosphate groups in Bordetella lipid A backbones: role of a BvgAS-activated ArnT ortholog // J. Bacteriol. 2008. V. 190, No. 12. P. 4281−4290.
  143. Rietschel E.T. Absolute configuration of 3-hydroxy fatty acids present in lipopolysaccharides from various bacterial groups // Eur. J. Biochem. 1976. V. 64, No. 2. P. 423 428.
  144. Bishop D.G., Hewett M.J., Knox K.W. Occurrence of 3-hydroxytridecanoic and 3-hydroxypentadecanoic acids in the lipopolysaccharides of Veillonella II Biochim. Bio-phys. Acta. 1971. V. 231, No. 2. P. 274−276.
  145. Wilkinson S.G., Caudwell P.F. Lipid composition and chemotaxonomy of Pseudomo-nas putrefactions (Alteromonas putrefactions) // J. Gen. Microbiol. 1980. V. 118, No. 2. P. 329−241.
  146. Choma A. Fatty acid composition of Mesorhizobium huakuii lipopolysaccharides. Identification of 27-oxooctacosanoic acid // FEMS Microbiol. Lett 1999. V. 177, No. 2. P. 257−262.
  147. Iida Т., Haishima Y., Tanaka A., Nishiyama K., Saito S., Tanamoto K. Chemical structure of lipid A isolated from Comamonas testosteroni lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1996. V. 237, No. 5. P. 468−475.
  148. Masoud H., Urbanik-Sypniewska Т., Lindner В., Weckesser J., Mayer H. The structure of the lipid a component of Sphaerotilus natants II Arch. Microbiol. 1991. V. 156. P. 167−175.
  149. Bryn K., Rietschel E.T. L-2-Hydroxytetradecanoic acid as a constituent of Salmonella lipopolysaccharides (lipid A) // Eur. J. Biochem. 1978. V. 86, No. 2. P. 311−315.
  150. Gibbons H.S., Lin S., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Oxygen requirement for the biosynthesis of the S-2-hydroxymyristate moiety in Salmonella typhimurium lipid A // J. Biol. Chem. 2000. V. 275, No. 42. P. 32 940−32 949.
  151. Guo L., Lim K.B., Poduje C.M. Lipid A acylation and bacterial resistance against vertebrate antimicrobial peptides // Cell. 1998. V. 95, No. 2. P. 189−198.
  152. Arata S., Hirayama Т., Kasai N., Itoh Т., Ohsawa A. Isolation of 9-hydroxy-(delta-tetradecalactone from lipid A of Pseudomonas diminuta and Pseudomonas vesicularis II FEMS Microbiol. Lett 1989. V. 51, No. 1. P. 219−222.
  153. Bhat U.R., Mayer.H., Yokota A., Hollingsworth R.I., Carlson R.W. Occurrence of lipid A variants with 27-hydroxyoctacosanoic acid in lipopolysaccharides from members of the family Rhizobiaceae II J. Bacteriol. 1991. V. 173, No. 7. P. 2155−2159.
  154. Vedam V., Kannenberg E.L., Haynes J.G., Sherrier D.J., Datta A., Carlson R.W. A Rhizobium leguminosarum AcpXL mutant produces lipopolysaccharide lacking 27-hydroxyoctacosanoic acid // J. Bacteriol. 2003. V. 185, No. 6. P. 1841−1850.
  155. Carlson R.W., Busch M., Mayer H. Distribution and phylogenetic significance of 27-hydroxyoctacosanoic acid in lipopolysaccharides from bacteria belonging to the a-2 subgroup of Proteobacteria // J. Syst. Bacteriol. 1991. V. 41, No. 2. P. 213−217.
  156. Kropinski A.M.B., Lewis V., Berry D. Effect of growth temperature on the lipids, outer membrane proteins, and lipopolysaccharides of Pseudomonas aeruginosa РАО // J. Bacteriol. 1987. V. 169, No. 5. P. 1960−1966.
  157. Kumar G.S., Jagannadham M.V., Ray M.K. Low-temperature-induced changes in composition and fluidity of lipopolysaccharides in the antarctic psychrotrophic bacterium Pseudomonas syringae II J. Bacteriol. 2002. V. 184, No. 23. P. 6746−6749.
  158. Tegtmeyer В., Weckesser J., Mayer H., Imhoff J.F. Chemical composition of the lipopolysaccharides of Rhodobacter sulfidophilus, Rhodopseudomonas acidophila, and Rhodopseudomonas blastica II Arch. Microbiol. 1985. V. 143, No. LP. 32−36.
  159. Rottem S., Markowitz O., Rasin S. Thermal regulation of the fatty acid composition of lipopolysaccharides and phospholipids of Proteus mirabilis II Eur. J. Biochem. 1978. V. 85, No. 2. P. 445−450.
  160. Aussel L., Therisod H., Karibian D., Perry M.B., Bruneteau M., Caroff M. Novel variation of lipid A structures in strains of different Yersinia species // FEBS Lett. 2000. V. 465, No. l.P. 87−92.
  161. Carty S.M., Sreekumar K.R., Raetz C.R.H. Effect of cold shock on lipid A biosynthesis in Escherichia coli. Induction at 12 °C of an acyltransferase specific for palmitoleyla-cyl carrier protein // J. Biol. Chem. 1999. V. 274, No. 14. P. 9677−9685.
  162. Wollenweber H.-W., Schlecht S., Luderitz O., Rietschel E.T. Fatty acid in lipopolysaccharides of Salmonella species grown at low temperature: identification and position. //Eur. J. Biochem. 1983. V. 130, No. 1. P. 167−171.
  163. Zhou Z., White K.A., Polissi A., Georgopoulos C., Raetz C.R.H. Function of Escherichia coli MsbA, an essential ABC family transporter, in lipid A and phospholipid biosynthesis // J. Biol. Chem. 1998. V. 273, No. 20. P. 12 466−12 475.
  164. Caroff M., Aussel L., Zarrouk H., Perry M.B., Karibian D. Contribution of 252Cf-plasma desorption mass spectrometry to structural analysis of lipids A: examples of non-conservatism in lipid A structure // J. Endotoxin Res. 1999. V. 5, No. 1. P. 86−89.
  165. Rund S., Lindner В., Hoist O. Structural analysis of the lipopolysaccharide from Chlamydophilapsittaci strain 6BC // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267, No. 18. P. 57 175 726.
  166. Murphy R.C., Raetz C.R.H., Reynolds C.M., Barkley R.M. Mass spectrometry advances in lipidomica: collision-induced decomposition of Kdo (2)-lipid A // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2005. V. 77, No. 1. P. 131−140.
  167. Bath U.R., Kontrohr Т., Mayer H. Structure of Shigella sonnei lipid A // FEMS Microbiol. Lett. 1987. V. 40, No. 2. P. 189−192.
  168. Moran A.P., O’Malley D.T., Kosunen T.U., Helander I.M. Biochemical characterization of Campylobacter fetus lipopolysaccharide // Infect. Immun. 1994. V. 62, No. 9. P. 3922−3929.
  169. Makimura Y., Asai Y., Sugiyama A., Ogawa T. Chemical structure and immunobi-ological activity of lipid A from Serratia marcescens LPS // J. Med. Microbiol. 2007. V. 56, No. 11. P. 1440−1446.
  170. Mohan S., Raetz C.R.H. Endotoxin biosynthesis in Pseudomonas aeruginosa: enzymatic incorporation of laurate before 3-deoxy-D-manno-octulosonate // J. Bacteriol. 1994. V. 176, No. 22. P. 6944−6951.
  171. Tsukioka D., Nishizawa Т., Miyase Т., Achiwa K., Suda Т., Soma G.-I., Mizuno D. Structural characterization of lipid A obtained from Pantoea agglomerans lipopolysac-charide // FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 149, No. 2. P. 239−244.
  172. Helander I.M., Hirvas L., Touminen J., Vaara M. Preferential synthesis of heptaacyl lipopolysaccharide by the ssc permeability mutant of Salmonella typhimurium I I Eur. J. Biochem. 1992. V. 204, No. 3. P. 1101−1106.
  173. Bishop R.E., Gibbons H.S., Guina Т., Trent M.S., Miller S.I., Raetz C.R.H. Transfer of palmitate from phospholipids to lipid A in outer membranes of Gram-negative bacteria // EMBO J. 2000. V. 19, No. 19. P. 5071−5080.
  174. Gibbons H.S., Kalb S.R., Cotter R.J., Raetz C.R.H. Role of Mg2+ and pH in the modification of Salmonella lipid A after endocytosis by macrophage tumour cells // Mol. Microbiol. 2005. V. 55, No. 2. P. 425−440.
  175. Winfield M.D., Groisman E.A. Phenotypic differences between Salmonella and Escherichia coli resulting from the disparate regulation of homologous genes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101, No. 49. P. 17 162−17 167.
  176. Bishop R.E. The lipid A palmitoyltransferase PagP: molecular mechanisms and role in bacterial pathogenesis // Mol. Microbiol. 2005. V. 57, No. 4. P. 900−912.
  177. Pilione M.R., Pishko E.J., Preston A., Maskell D.J., Harvill E.T. pagP is required for resistance to antibody-mediated complement lysis during Bordetella bronchiseptica respiratory infection // Infect. Immun. 2004. V. 72, No. 5. P. 2837−2842.
  178. Rebeil R, Ernst R.K., Gowen B.B., Miller S.I., Hinnebusch B.J. Variation in lipid A structure in the pathogenic yersiniae // Mol Microbiol. 2004, V. 52, No. 5. P. 1363— 1373.
  179. И.Н., Бахолдина С. И., Хотимченко C.B., Соловьева Т.ф. Влияние температуры роста и плазмиды pVM82 на жирнокислотный состав липида, А Yersinia pseudotuberculosis II Биохимия 1999. Т. 64, № 4. С. 404−411.
  180. И.Н., Капустина H.B., Исаков B.B., Горшкова Н. М., Соловьева Т. Ф. Установление структуры липида, А из морской грамотрицательной бактерии Pseudoalteromonas haloplanktis АТСС 14 393 // Биоорган, химия. 2004. Т. 30, №. 4. С. 409−416.
  181. Caroff М., Deprun С., Richards J.C., Karibian D. Structural characterization of the lipid A of Bordetella pertussis 1414 endotoxin // J. Bacteriol. 1994. V. 176, No. 16. P. 5156−5159.
  182. Corsaro M.M., Dal Piaz F., Lanzetta R., Naldi Т., Parrilli M. Structure of lipid A from Pseudomonas corrugata by electrospray ionization quadrupole time-of-flight tandem mass spectrometry // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2004. V. 18. P. 853−858.
  183. Somerville J.E., Cassiano L., Bainbridge B. Cunningham M.D., Darveau R.P. A novel Escherichia coli lipid A mutant that produces an anti-inflammatory lipopolysaccharide // J. Clin. Invest. 1996. V. 97, No. 2. P. 359−365.
  184. Reynolds C.M., Ribeiro A.A., McGrath S.C., Cotter R.J., Raetz C.R.H., Trent M.S. An outer membrane enzyme encoded by Salmonella typhimurium IpxR that removes the 3'-acyloxyacyl moiety of lipid A // J. Biol. Chem. 2006. V. 281, No. 31. P. 21 974−21 987.
  185. Qureshi N., Takayama K., Ribi E. Purification and structural determination of nontoxic lipid A obtained from the lipopolysaccharide of Salmonella typhimurium И J. Biol. Chem. 1982. V. 257, No. 19. P. 11 808−11 815.
  186. Basu S.S., White K.A., Que N.L., Raetz C.R.H. A deacylase in Rhizobium legumino-sarum membranes that cleaves the 3−0-linked beta-hydroxymyristoyl moiety of lipid A precursors // J. Biol. Chem. 1999. V. 274, No. 16. P. 11 150−11 158.
  187. Ernst R.K., Guina Т., Miller S.I. How intracellular bacteria survive: surface modifications that promote resistance to host innate immune responses // J Infect Dis. 1999. V. 179, No. 2. P. 326−330.
  188. Oyston P.C. Francisella tularensis: unravelling the secrets of an intracellular pathogen // J. Med. Microbiol. 2008. V. 57, No. 8. P. 921−930.
  189. Zarrouk H., Karibian D., Bodie S., Perry В., Richards J.C., Caroff M. Structural characterization of the lipids A of three Bordetella bronchiseptica strains: variability of fatty acid substitution // J. Bacteriol. 1997. V. 179, No. 11. P. 3756−3760.
  190. Mattsby-Baltzer I., Mielniczuk Z., Larson L., Lindgren K., Goodwin S. Lipid A in Helicobacter pylori // Infect. Immun. 1992. V. 60, No. 10. P. 4383−4387.
  191. Trent M.S., Stead C.M., Tran A.X., Hankis J.V. Diversity of endotoxin and its impact on pathogenesis // J. Endotoxin Res. 2006. V. 12, No. 4. P. 205−223.
  192. Schultz C.P., Wolf V., Lange R., Mertens E., Wecke J., Naumann D., Zahringer U. Evidence for a new type of outer membrane lipid in oral spirochete Treponema denti-cola II J. Biol. Chem. 1998. V. 273, No. 25. P. 15 661−15 666.
  193. Fraser C.M., Norris S.J., Weinstock G.M., White O., Sutton G.G., Dodson R., Gwinn M., Hickey E.K., Clayton R., Ketchum K.A., Sodergren E., Hardham J.M., McLeod
  194. Kawasaki S., Moriguchi R., Sekyya K., Nakai Т., Ono E., Kume K., Kawahara K. The cell envelope structure of the lipopolysaccharide-lacking gram-negative bacterium Sphingomonaspaucimobilis И J. Bacteriol. 1994. V. 176, No. 2. P. 284−290.
  195. Naka Т., Fujiwara N., Yabuuchi E., Doe M., Kobayashi K., Kato Y., Yano I. A novel sphingoglycolipid containing galacturonic acid and 2-hydroxy fatty acid in cellular lipids of Sphingomonas yanoikyuae II J. Bacteriol. 2000. V. 251, No. 9. P. 2660−2663.
  196. Abbanat D.R., Godchaux W., Ill, Leadbetter E.R. Surface-induced synthesis of new sulfonolipids in the gliding bacterium Cytophaga johnsonae И Arch. Microbiol. 1988. V. 149. P. 358−364.
  197. Wilkinson B.J., Sment K.A., Mayberry W.R. Occurrence, localization, and possible significance of an ornitin-containing lipid in Paracoccus denitrijicans II Arch. Microbiol. 1982. V. 131. P. 338−343.
  198. Wilkinson S.G. Gram-negative bacteria // In: Ratledge C., Wilkinson S.G. (Eds.) Microbial lipids, Vol 1. London, United Kingdom: Academic Press, Ltd. 1988. P. 299 488.
  199. Steeghs L., Den Hartog R., Den Boer A., Zomer В., Roholl P., Van der Ley P. Meningitis bacterium is viable without endotoxin // Nature. 1998. V. 392, No. 2. P. 449−450.
  200. Beutler В., Rietschel E.T. Innate immune sensing and its roots: the story of endotoxin // Nat. Rev. ImmunoL 2003. V. 3, No. 2. P 169−176.
  201. Rudbach J.A., Akiya F.I., Elin R.J., Hochstein H.D., Luoma M.K., Milner C.B., Milner K.C., Thomas K.R. Preparation and properties of a national reference endotoxin // J. Clin. Microbiol. 1976. V. 3, No. 1. P. 21−25.
  202. Nowotny A. Molecular aspects of endotoxic reactions // Bacteriol. Rev. 1960. V. 34, No. 2. P. 72−98.
  203. Moran A. Structure-bioactivity relationships of bacterial endotoxins // J. Toxicol. -Toxin Rev. 1995. V. 14, No. 1. P. 47−83.
  204. Ribi E. Beneficial modification of the endotoxin molecule // J. Biol. Response Mod. 1984. V. 3, No. l.P. 1−9.
  205. Tanamoto K., Kato H., Haishima Y., Azumi S. Biological properties of lipid A isolated from Flavobacterium meningosepticum II Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2001. V. 8, No. 3. P. 522−527.
  206. Flad H.-D., Loppnow H., Rietschel E.T., Ulmer A.J. Agonists and antagonists for lipopolysaccharide-induced cytokines // Immunobiology 1993. V. 187, No. 3−5. P. 303 316.
  207. Tanamoto K., Azumi S. Salmonella-type heptaacylated lipid A is inactive and acts as an antagonist of LPS action on human line cells // J. Immunol. 2000. V. 164, No. 6. P. 3149−3156.
  208. Strittmatter W., Weckesser J., Salimath P.V., Galanos C. Nontoxic lipopolysaccharide from Rhodopseudomonas sphaeroides ATCC 17 023 // J. Bacteriol. 1983. V. 155, No. l.P. 153−158
  209. Golenbock D.T., Randolph Y., Hampton Q., Qureshi N., Takayama K., Raetz C.R.H. Lipid A-like molecules that antagonize the effects of endotoxins on human monocytes 1П. Biol. Chem. 1991. V. 266, No. 29. P. 19 490−19 496.
  210. Muotiala A., Helander I.M., Pyhala L., Kosunen T.U., Moran A.P. Low biological activity of Helicobacter pylori lipopolysaccharide // Infect. Immun. 1992. V. 60, No. 4. P. 1714−1716.
  211. Tanamoto K. Production of nontoxic lipid A by chemical modification and its antagonistic effect on LPS action // Prog. Clin. Biol. Res. 1998. V. 397, No. 3. P. 269−280.
  212. Nair B.C., Mayberry W.R., Dziak R., Chen P.B., Levine M.J., Hausmann E. Biological effects of a purified lipopolysaccharide from Bacteroides gingivalis II J. Periodont. Res. 1983. Y. 18, No 1. P. 40−49.
  213. Asai N., Arata S., Hashimo J., Akiyama Y., Tanaka C., Egawa K., Tanaka S. Pseudomonas diminuta LPS with a new endotoxic lipid A structure // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1987. V. 142, No. 3. P. 972−978.
  214. Chase J.J., Kubey W., Dulen M.H., Holmes C.J., Salit M.G., Pearson F.C., III, Ribi E. Effect of monophosphoryl lipid A on host resistance to bacterial infection // Infect. Immun. 1986. V. 53, No. 3. P. 711−712.
  215. Matsuura M., Kiso M., Hasegawa A. Activity of monosaccharide lipid A analogues in human monocytic cells as agonists or antagonists of bacterial lipopolysaccharide // Infect. Immun. 1999. V. 67, No. 12. P. 6286−6292.
  216. Proctor A.R., Will J.A., Burhop K.E., Raetz C.R.H. Protection of mice against lethal endotoxemia by a lipid A precursor // Infect. Immun. 1986. V. 52, No. 3. P. 905−907.
  217. Loppnow H., Brade H., Durrbaum I., Dinarello C.A., Kusumoto S., Rietschel E.T., Flad H.-D. Interleukin 1 induction-capacity of defined lipopolysaccharide partial structures // J. Immunol. 1989. V. 142, No. 9. P. 3229−3238.
  218. Hotchkiss R.S., Karl I.E. The pathophysiology and treatment of sepsis // N. Engl. J. Med. 2003. V. 348, No. 2. P. 138−150.
  219. Opal S.M. The host response to endotoxin, anti-lipopolysaccharide strategies, and the management of severe sepsis // Int. J. Med. Microbiol. 2007. V. 297, No. 5. P. 365−377.
  220. Opal S.M., DePalo V.A. Anti-inflammatory cytokines // Chest. 2000. V. 117, No. 4. P. 1162−1172.
  221. Angus D.C., Linde-Zwirble W.T., Lidicker J., Clermont G., Pinsky M.R. Epidemiology of severe sepsis in the United States: analysis of incidence, outcome, and associated costs of care// Crit. Care Med. 2001. V. 29, No. 7. P. 1303−1310.
  222. Ю.Л., Онищенко Г. Г. Микроорганизмы и человек. Некоторые особенности их взаимососуществования на современном этапе // Журн. Микробиол. 2001. № 2. С. 94−104.
  223. Cohen J. The immunopathogenesis of sepsis // Nature. 2002. V. 420, No. 6917. P. 885 891.
  224. Braude A.J. Treatment of Gram-negative bacteremia and shock with antimicrobial drugs and antiserum // Chemotherapy. 1980. V. 28, No 24. P. 610−618.
  225. Khan S.A., Everest P., Servos S., Foxwell N., Zahringer U., Brade H., Rietschel E.T., Dougan G., Charles I.G., Maskell DJ. A lethal role for lipid A in Salmonella infections // Mol. Microbiol. 1998. V. 29, No. 2. P. 571−679.
  226. Morrison, D.C., Bucklin S.E. Evidence for antibiotic-mediated endotoxin release as a contributing factor to lethality in experimental gram-negative sepsis // Scand. J. Infect. Dis. Suppl. 1996. V. 101. P. 3−8.
  227. Baumgartner J.-D., Calandra T. Treatment of sepsis. Past and future avenues // Drugs1999. V. 57, No. 2. P. 127−132.
  228. Dinarello C.A. Cytokines as mediators in the pathogenesis of septic shock // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1996. V. 216, No. 2. P. 133−165.
  229. Hesse D.G., Tracey K.J., Fong Y., Manogue K.R., Palladino M.A., Cerami A., Shires G.T., Lowry S.F. Cytokine appearance in human endotoxemia and primate bacteriemia // Surg. General Obstet. 1988. V. 166, No. 1. P. 147−153.
  230. Diks S.H., van Deventer S.J.H., Peppelenbosch M.P. Lipopolysaccharide recognition, internalization, signaling and other cellular effects // J. Endotoxin Res. 2001. V. 7, No. 5. P. 335−348.
  231. Kirkland T.N., Finley F., Leturq D., Moriarty A., Lee J.D., Ulevitch R.J., Tobias P. S. Analysis of lipopolysaccharide binding by CD14 // J. Biol. Chem. 1993. V. 268, No. 33. P. 24 818−24 823.
  232. Ziegler-Heitbrock H.W., Ulevitch R.J. CD14: cell surface receptor and differentiation marker//Immunol. Today. 1993. V. 14, No. 3. P. 121−125.
  233. Gegner J.A., Ulevitch R.J., Tobias P. S. Lipopolysaccharide (LPS) signal transduction and clearance. Dual roles for LPS binding protein and membrane CD 14 // J. Biol. Chem. 1995. V. 270, No. 10. P. 5320−5325.
  234. Viriyakosol S., Mathison J.C., Tobias P. S., Kirkland T.N. Structure-function analysis of CD14 as a soluble receptor for lipopolysaccharide // J. Biol. Chem. 2000. V. 275, No. 5. P. 3144−3149.
  235. Tobias P. S., Soldau K., Gegner J.A., Mintz D., Ulevitch RJ. Lipopolysaccharide binding protein-mediated complexation of lipopolysaccharide with soluble CD14 // J. Biol. Chem. 1995. V. 270, No. 18. P. 10 482−10 488.
  236. Gordon B.R., Parker T.S., Levine D.M., Saal S.D., Wang J.C., Sloan, B.J., Barie P. S., Rubin A.L. Low lipid concentrations in critical illness: implications for preventing and treating endotoxemia // Crit. Care Med. 1996. V. 24, No. 4. P. 584−589.
  237. Cantrell D., O’Neill L., Welham M. Signal transduction during innate and adaptive immunity // Biochem. Society Transact. 2001. V. 29, No. 5. P. 853−859.
  238. Munford R.S., Varley A.W. Shield as signal: lipopolysaccharides and the evolution of immunity to Gram-negative bacteria // PLoS Pathog. 2006. V. 2. No. 6. P. e67.
  239. Munford R.S. Sensing Gram-negative bacterial lipopolysaccharides: a human disease determinant? // Infect. Immun. 2008. V. 76, No. 2. P. 454−465.
  240. Post D.M.B., Phillips N.J., Shao J.Q., Entz D.D., Gibson B.W., Apicella M.A. Intracellular survival of Neisseria gonorrhoeae in male urethral epithelial cells: Importance of a hexaacyl lipid A// Infect. Immun. 2002. V. 70, No. 2. P. 909−920.
  241. Ernst R.K., Yi E.C., Guo L., Lim K.B., Burns J.L., Hackett M., Miller S.L. Specific lipopolysaccharide found in cystic fibrosis airway Pseudomonas aeruginosa И Science. 1999. V. 286, No. 5444. P. 1561−1565.
  242. Lukasova M., Baumann M., Brade L., Mamat U., Brade H. Lipopolysaccharide smooth-rough phase variation in bacteria of the genus Chlamydia И Infect. Immun. 1994. V. 62, No. 6. P. 2270−2276.
  243. Hajjar A.M., Ernst R.K., Tsai J.H., Wilson C.B., Miller S.I. Human Toll-like receptor 4 recognizes host-specific LPS modifications // Nat. Immunol. 2002. V. 3, No. 4. P. 354 359.
  244. Golenbock D.T., Hampton R.Y., Raetz C.R.H., Wright S.D. Human phagocytes have multiple lipid A-binding sites // Infect Immun. 1990. V. 58, No. 12. P. 4069^1075.
  245. Backhed F., Normark S., Schweda E.K., Oscarson S., Richter-Dahlfors A. Structural requirements for TLR4-mediated LPS signalling: A biological role for LPS modifications //Microbes Infect. 2003. V. 5, No. 12. P. 1057−1063.
  246. Darveau R.P. Lipid A diversity and the innate host response to bacterial infection // Curr. Opin. Microbiol. 1998. V. 1, No. 1. P. 36−42.
  247. Miller S.I., Ernst R.K., Bader M.W. LPS, TLR4 and infectious disease diversity. Nat. Rev. Microbiol. 2005. V. 3, No. 1. P. 36−46.
  248. Munford R.S. Severe sepsis and septic shock: The role of Gram-negative bacteremia // Annu Rev. Pathol. Mech. Dis. 2006. V. 1. P. 467−496.
  249. Matsuura M., Kawahara K., Ezaki Т., Nakano M. Biological activities of lipopolysaccharide of Burkholderia (Pseudomonas) pseudomallei // FEMS Microbiol. Lett. 1996. V. 137, No. l.P. 79−83.
  250. Phillips N.J., Schilling В., McLendon M.K., Apicella M.A., Gibson B.W. Novel modification of lipid A of Francisella tularensis II Infect. Immun. 2004. V. 72, No. 9. P. 5340−5348.
  251. Hackstadt T. The role of lipopolysaccharides in the virulence of Coxiella burnetii II Ann. N.Y. Acad. Sci. 1990. V. 590. P. 27−32.
  252. Persing D.H., Coler R.N., Lacy M.J., Johnson D.A., Baldridge J.R., Hershberg R.M., Reed S.G. Taking toll: Lipid A mimetics as adjuvants and immunomodulators // Trends Microbiol. 2002. V.10, No. 10 (Suppl). P. S32-S37.
  253. Mazmanian S.K., Liu C.H., Tzianabos A.O., Kasper D.L. An immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the host immune system // Cell. 2005. V. 122, No. l.P. 107−118.
  254. Rodriguez A., Rello J., Maskin В., Ceraso D., Vasta L., Palizas F. Effects of high-dose of intravenous immunoglobulin and antibiotics on survival for severe sepsis undergoing surgery // Shock. 2005. V. 23. No. 4. P. 298−304.
  255. David S.A. Towards a rational development of anti-endotoxin agents: novel approaches to sequestration with small molecules // J. Mol. Recogn. 2001. V. 14, No. 6. P. 370−387.
  256. Tate W.J., Douglas H., Braude A.I., Wells W.W. Protection against lethality of E. coli endotoxin with «О» antiserum // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1966. V. 133, No. 2. P. 746 761.
  257. Stenutz R., Weintraub A., Widmalm G. The structures of E. coli O-polysaccharide antigens // FEMS Microbiol. 2006. V. 30, No. 3. P. 382−403.
  258. Hoist O. The structures of core regions from enterobacterial lipopolysaccharides an update // FEMS Microbiol Lett. 2007. V. 271, No. 1. P. 3−11.
  259. Chedid L., Parant M., Parant F., Boyer F. A proposed mechanism for natural immunity to enterobacterial pathogens // J. Immunol. 1968. V. 100, No. 2. P. 292−301.
  260. Wardle E.N. The importance of anti-lipid A antibodies (anti-endotoxin): prevention of «shock lung» and acute renal failure // World J. Surg. 1982. V. 6, No. 5. P. 616−623.
  261. Ziegler E.J., Mc Cutchan J.A., Fierer J., Glauser M.P., Sadoff J.C., Douglas H., Braude A.I. Treatment of Gram-negative bacteremia and shock with human antiserum to a mutant E. coli II N. Engl. J. Med. 1982. V. 307, No 20. P. 1225−1230.
  262. Chedid L., Audibert F., Bona C., Domais C., Parant F., Parant M. Biological activities of endotoxins detoxified by alkylation // Infect. Immun. 1975. V. 12, No. 4. P. 714 721.
  263. Chedid L., Parant M., Domais C., Parant F., Juy D., Galelli A. Failure of endotoxin to increase nonspecific resistance to infection of lipopolysaccharide low-responder mice // Infect. Immun. 1976. V. 13, No. 3. P. 722−727.
  264. McCabe W.R., Bruins S.C., Craven D.E., Johns M. Cross-reactive antigens: their potential for immunization-induced immunity to Gram-negative bacteria // J. Infect. Dis. 1977. V. 136. P. S161-S166.
  265. Nowotny A., Behling U.H. Studies on host defences enhanced by endotoxin: a brief review //Klin. Wochehschr. 1982. V. 60. P. 735−739.
  266. Ziegler E.J., McCutchan J.A., Douglas H., Braude A.I. Prevention of lethal Pseudomonas bacteremia with epimerase-deficient E. coli antiserum // Trans. Ass. Am. Phys. 1975. V. 88. P. 101−108.
  267. Marks M.I., Ziegler E.J., Douglas H., Corbeil L.B. Induction of immunity against lethal Haemophilus influenzae type b infection by Escherichia coli core lipopolysaccharide // J. Clin. Invest. 1977. V. 69, No. 4. P. 742−749.
  268. Davis C.E., Ziegler E.J., Arnold K.F. Neutralization of meningococcal endotoxin by antibody to core glycolipid // J. Exp. Med. 1978. V. 147, No. 4. P. 1007−1017.
  269. Lachman E., Pitsoe S.B., Gaffin S.L. Anti-lipopolysaccharide immunotherapy in management of septic shock of obstetric and gynaecological origin // Lancet. 1984. V. 1, No. 8384. P. 981−983.
  270. Teng N.H., Kaplan H.S., Hebert J.M., Moore C., Douglas H., Winderlich A., Braude A.I. Protection against Gram-negative bacteremia and endotoxemia with human monoclonal antibodies // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. V. 82, No. 6. P. 1790−1794.
  271. Baumgartner J.D., O’Brien T.X., Kirfland T.N., Glauser M/P., Ziegler E J. Demonstration of cross-reactive antibodies to smooth gram-negative bacteria in antiserum to Escherichia coliJS II J. Infect. Dis. 1987. V. 56, No. 1. P. 136−143.
  272. Brauner A., Kallenius G., Wrangsell G., Wretlind В., Swenson S.B. Antibody respon-ces to Escherichia coli J5 lipopolysaccharide and to Salmonella porin in patients with bacteremia // Microb. Pathogen. 1986. V. 1, No. 5. P. 475−481.
  273. Pollack M., Raubitschek A.A., Larrick J.W. Human monoclonal antibodies that recognize conserved epitopes in the core-lipid A region of lipopolysaccharides // J. Clin. Invest. 1987. V. 79, No. 5. P. 1421−1430.
  274. Galanos C., Liideritz O., Westphal O. Preparation and properties of antisera against the lipid A-component of bacterial lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1971. V. 24, No. l.P. 116−122.
  275. Johns M.A., Bruins S.C., McCabe W.R. Immunization with R mutants of Salmonella minnesota. II. Serological response to lipid A and lipopolysaccharide of Re mutants 11 J. Infect. Dis. 1977. V.17, No. 1. P. 9−15.
  276. Greer G.G., Rietschel E.T. Inverse relationship between the susceptibility of lipopolysaccharide (lipid A)-pretreated mice to the hypothermic and lethal effect of lipopolysaccharide // Infect. Immun. 1978. V. 20, No. 2. P. 366−374.
  277. Chase J.J., Kubey W., Dulek M.H., Holmes С J., Salit M.G., Rearson F.C., III, Ribi E. Effect of monophosphoryl lipid A on host resistance to bacterial infection // Infect. Immun. 1986. V. 53, No. 3. P. 711−712.
  278. Marget W., Mar PJ., Jaspers L., Possinger K., Haslberger H. Preliminary study on administration of high-titer lipid A antibody serum in sepsis and septic shock patients // Infection. 1985. V. 13, No 3. P. 120−124.
  279. Kuhn H.M., Brade L., Appelmelk B.J., Kusumoto S., Rietschel E.T., Brade H. Characterization of the epitope specificity of murine monoclonal-antibodies directed against lipid A // Infect. Immun. 1992. V. 60, No. 6. P. 2201−2210.
  280. Brade L., Brade H. Characterization of two different antibody specificities recognizing distinct antigenic determinants in free lipid A of Escherichia coli II Infect. Immun. 1985. V. 48, No. 3. P. 776−781.
  281. Brade L., Hoist O., Brade H. An artificial glycoconjugate containing the bisphos-phorylated glucosamine disaccharide backbone of lipid A binds lipid A monoclonal antibodies // Infect. Immun. 1993. V. 61, No. 10. P.4514−4517.
  282. Brade L., Engel R., Christ W.J., Rietschel E.T. A Nonsubstituted primary hydroxyl group in position 6' of free lipid A is required for binding of lipid A monoclonal antibodies // Infect. Immun. 1997. V. 65, No. 9. P. 3961−3965
  283. Schussler P., Kruis W., Marget W. Lipid A antibody titers in Crohn’s disease // Klin. Wochenschr. 1976. V. 54, No. 21. P. 1055−1056.
  284. Marget W., Weiss M., Ruhland B. Lipid A antibody determinations using ELISA on patients at a children’s hospital: a preliminary report // Infection. 1983, V. 11, No. 2. P. 84−86.
  285. Fink P.C., Galanos C. Serum anti-lipid A antibodies in multiple myeloma and Waldenstrom’s macroglobulinaemia//Immunobiology. 1985. V. 169, N. l.P. 1−10.
  286. Baldridge J.R., Crane R.T. Monophosphoryl lipid A (MPL) formulations for the next generation of vaccines // Methods. 1999. V. 19, No. 1. P. 103−107.
  287. Sato K., Yung Y.C., Fukushima A., Saiki I., Takahashi T.A., Fujihara M., Tonooka S., Azuma I. A novel synthetic lipid A analog with low endotoxicity, DT-5461, prevents lethal endotoxemia // Infect. Immun. 1995. V. 63, No. 8. P. 2859−2866.
  288. Wy C.A., Goto M., Young R.I., Myers T.F. Prophylactic treatment of endotoxic shock with monohosphoryl lipid A in newborn rats // Biol. Neon. 2000. V. 77, No. 2. P. 191 195.
  289. Hawkins L.D., Christ W.J., Rossignol D.P. Inhibition of endotoxin response by synthetic TLR4 antagonists // Curr. Topics Med. Chem. 2004. V. 4, No. 11. P. 1147−1171.
  290. Danner R.L., Van Dervort A.L., Doerfler M.E., Stuetz P., Parrillo J.E. Antiendotoxin activity of lipid A analogues: requirements of the chemical structure // Pharm. Res. 1990. V. 7, No. 3. P. 260−263.
  291. Miyajima K., Achiwa K. Lipid A and related compounds. XXXII. Synthesis of biologically active N-acylated homoserine-containing D-glucosamine-4-phosphate derivatives structurally related to lipid A // Chem. Pharm. Bull. 1997. V. 45, No. 2. P. 312 320.
  292. Seydel U., Hawkins L., Schromm A.B., Heine H., Scheel O., Koch M.H., Brandenburg K. The generalized endotoxic principle // Eur. J. Immunol. 2003. V. 33, No. 6. P. 15 861 592.
  293. Krisovitch S.M., Regen S.L. Nearest-neighbor recognition in phospholipid membranes: a molecular-level approach to the study of membrane suprastructure // J. Amer. Chem. Soc. 1992. V. 114, No. 25. P. 9828−9835.
  294. Watanabe Y., Mochizuki Т., Shiozaki M., Kanai S., Kurakata S.I., Nishijima M. Synthesis of lipid A type pyran carboxylic acids with ether chains and their biological activities // Carbohydr. Res. 2001, V. 333, No. 3. P. 203−301.
  295. Imoto M., Yoshimura H., Sakaguchi N., Kusumoto S., Shiba T. Total synthesis of Escherichia coli lipid A, the endotoxically active principle of cell-surface lipopolysaccharide // Bull. Chem. Soc. Japan. 1987. V. 60, No. 6. P. 2205−2214.
  296. Hochstein H.D., Fitzgerald E.A., McMahon F.G., Vargas R. Properties of US standard endotoxin (EC-5) in human male volunteers // J. Endotoxin Res. 1994. V. 1, No. 1. P. 52−56.
  297. Rossignol D.P., Jynn MJ. Antagonism of in vivo and ex vivo response to endotoxin by E5564, a synthetic lipid A analogue // J. Endotoxin, Res. 2002. V. 8, No. 6. P. 483−488.
  298. Jemmett К., Macagno A., Molteni М., Heckels J.E., Rossetti С., Christodoulides М. А cyanobacterial lipopolysaccharide antagonist inhibits cytokine production induced by
  299. Neisseria meningitidis in a human whole-blood model of septicemia // Infect. Immun. 2008. V. 76, No. 7. P. 3156−3163.
  300. David S.A., Bechtel В., Annaiah C., Mathan V.I., Balaram P. Interaction of cationic amhpiphilic drugs with lipid A: implications for development of endotoxin antagonists //Biochim. Biophys. Acta. 1994. V. 1212, No. 2. P. 167−175.
  301. Andra J., Gutsmann Т., Garidel P., Brandenburg K. Mechanisms of endotoxin neutralization by synthetic cationic compounds // J. Endotoxin Res. 2006. V. 12, No. 5. P. 261 277.
  302. Barb A.W., McClerren A.L., Snehelatha K., Reynolds C.M., Zhou P., Raetz C.R. Inhibition of lipid A biosynthesis as the primary mechanism of CHIR-090 antibiotic activity in Escherichia coli И Biochemistry. 2007. V. 46, No. 12. P. 3793−3802.
  303. Leturcq D.J., Moriarty A.M., Talbott G., Winn R.K., Martin T.R., Ulevitch R.J. Antibodies against CD 14 protect primates from endotoxin-induces shock // J. Clin. Invest. 1996. V. 98, No. 7. P. 1533−1538.
  304. Leturcq D.J., Moriarty A.M., Talbott G., Winn R.K., Martin T.R., Ulevitch R.J. Therapeutic strategies to block LPS interactions with its receptor // Prog. Clin. Biol. Res. 1995. V. 392. P. 473−477.
  305. Gallay P., Heumann D., Le Roy D., Barras C., Glauser M.-P. Mode of action of anti-lipopolysaccharide-binding protein antibodies for prevention of endotoxemic shock in mice // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91, No. 17. P. 7922−7926.
  306. Tracey К.J., Fong Y., Hesse D.J., Manogue K.R., Lee A.T., Juo G., Lowry S.F., Ce-rami A. Anti-cachectin/TNF monoclonal antibodies prevent septic shock during lethal bacteremia//Nature. 1987. V. 330, No. 6149. P. 662−664.
  307. Ф.Н., Китаев B.M. Молекулярная эпидемиология псевдотуберкулеза // Юбил. сборник НИИ эпидемиол. и микробиол. СО АМН. 1991. С. 41−47.
  308. И.С., Ильина Т. С., Мотин В. Л., Смирнов Г. Б. Фенотипические особенности штамма Yersinia pseudotuberculosis с плазмидой pVM82, обнаруживаемой в очагах вспышек псевдотуберкулеза// Мол. генетика. 1991, № 12. С. 10−14.
  309. С.И., Красикова И. Н., Шубин Ф. Н., Бузолева Л. С., Соловьева Т. Ф. Влияние способа культивирования и фазы роста на липидный состав Yersinia pseudotuberculosis II Биохимия. 2001. Т. 66, №. 4. С. 511−519.
  310. О., Янн К. Методы химии углеводов. М.: Мир. 1967.
  311. Galanos С., Luderitz О., Westphal О. A new method for the extraction of R lipopolysaccharides // Eur. J. Biochem. 1969. V. 9. No. 1. P. 245−249.C.
  312. Qureshi N., Takayama K. Purification and structural determination of nontoxic lipid A obtained from the lipopolysaccharide of Salmonella typhimurium II J. Biol. Chem. 1982. V. 257, No. 19. P. 11 808−11 815.
  313. Boivin A., Messrobeanu J., Messrobeanu L. Technique pour la preparation des polysaccharides microbiens specifiques // Compt. Rend. Soc. Biol. 1933. V. 113, No. 21/24. P. 490−492.
  314. И.Н., Бахолдина С. И., Соловьева Т. Ф. Новый способ выделения 0-специфического полисахарида из грамотрицательной бактерии Yersinia pseudotuberculosis //Биоорган, химия. 1998. Т. 24, № 7. С. 549−553.
  315. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // J. Biochem. 1959. V. 37, No. 8. P. 911−917.
  316. Nishijima M., Raetz C.R.H. Membrane lipid biogenesis in Escherichia coli: identification of genetic loci for PG-synthetase and construction of mutants lacking PG // J. Biol. Chem. 1979. V. 254, No. 16. P. 7837−7844.
  317. Krasikova I.N., Gorbach V.I., Isakov V.V., Solov’eva T.F., Ovodov Yu.S. The application of 13C-NMR spectroscopy to study lipid A from Yersinia pseudotuberculosis II Eur. J. Biochem. 1982. V. 126, No 2. P. 349−351.
  318. Wollenweber H.W., Rietschel E.Th. Analysis of lipopolysaccharide (lipid A) fatty acids // J. Microbiol. Methods. 1990. V. 11, No. 2. P. 195−211.
  319. Odham G., Stenhagen E. Biochemical application of mass spectrometry // Waller G.R. (Ed.) New York: Wiley. 1972. P. 211−228.
  320. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars // Anal. Chem. 1956. V.28, No 2. P. 350−356.
  321. Lowry O.H., Rosebrough N.I., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with Folin phenol reagent// J. Biol. Chem. 1951. V. 193, No. 1. P. 265−275.
  322. A.C. Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958. Т. 28, № 5. С. 656−662.
  323. Burtseva T.I., Glebko L.I., Ovodov Yu.S. A method for separative quantitative determination of 2-keto-3-deoxy-oktonate and 3,6-dideoxyhexose in mixture // Anal. Biochem. 1975. V. 64, No. 1. P. 1−4.
  324. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.A., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis// J. Chromatogr. 1975. V. 114, No. 1. P. 129−141.
  325. Leontein K., Lindberg В., Lunngren J. Assignment of absolute configuration of sugars by g.l.c. of their acetylated glycosides from chiral alcohols // Carbohydr. Res. 1978. V. 62, No. 3. P. 359−362.
  326. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containing phos-phatidylglycerol // High. Resol. Chrom. 1979. V. 2, No. 11. P. 671−672.
  327. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V. HPTLC of polar lipids of algae and other plants // J. Chromatogr. 1982. V. 5, No. 1. P. 635−636.
  328. Peterson A.A., McGroarty E.J. High-molecular weight components in lipopolysaccharides of Salmonella typhimurium, Salmonella minnesota and Escherichia coli II J. Bacteriol. 1985. V. 162, No. 2. P. 738−745.
  329. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T 4 // Nature. 1970. V. 227, No. 5259. P. 680−685.
  330. Hitchcock P.J., Brown T.M. Morphological heterogeneity among Salmonella lipopolysaccharide chemotypes in silver-stained polyacrylamide gels // J. Bacteriol. 1983. V. 154, No. l.P. 269−277.
  331. Tsai C.M., Frasch C.E. A sensitive silver stain for detecting lipopolysaccharide in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. 1982. V. 119, No. 2. P. 115−119.
  332. Tomshich S.V., Gorshkova R. P, El’kin Yu.N., Ovodov Yu.S. Lypopolysaccharide from Yersinia pseudotuberculosis, type IB. A structural study of O-specific chains // Eur. J. Biochem. 1976. V. 65, No. 1. P. 193−199.
  333. C.B., Горшкова Р. П., Оводов Ю. С. Структурное исследование кора ли-пополисахаридов Yersinia pseudotuberculosis II Химия природ, соедин. 1985. № 6. Р. 751−755.
  334. Krasikova I.N., Gorbach V.I., Solov’eva T.F., Ovodov Yu.S. Studies on lipid A from Yersinia pseudotuberculosis lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1978. V. 89, No. 1. P. 287−289.
  335. Г. М., Соловьева Т. Ф., Оводов Ю. С. Динамика гуморального иммунного ответа на липополисахарид-белковый комплекс Yersinia pseudotuberculosis II Журн. микробиол. 1980. № 8. С. 118−119.
  336. Galanos С., Freudenberg I. A., Reutter W. Galactosamine-induced sensitization to the lethal effects of endotoxin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76, No. 11. P. 59 395 943.
  337. Nowotny A. Determination of toxicity // In: Basic exercises in immunochemistry: A laboratory manual. Heidelberg- Berlin- New York: Springer-Verlag. 1979. P. 303−305.
  338. Apicella M.A. Isolation and characterization of lipoplysaccharisdes // Meth. Mol. Biol. 2008. V. 431, No l.P. 3−13.
  339. Goverde R.L.J., Kusters J.G., Huis in’t Veld J.H.J. // Growth rate and physiology of Yersinia enterocolitica: influence of temperature and presence of the virulence plasmid // J. Appl. Bacteriol. 1994. V. 77, No. 1. P. 96−104.
  340. И.М., Мороз С. И., Соловьева Т. Ф., Оводов Ю. С. Сравнительная характеристика эндотоксинов, выделенных последовательной экстракцией из Yersinia pseudotuberculosis И Биол. мембраны. 1991. Т. 8, № 2. С. 128−133.
  341. Dixon D.R., Darveau R.P. Lipopolysaccharide heterogeneity: innate host responses to bacterial modification of lipid A structure // J. Dent. Res. 2005. V. 84, No. 7. P. 584 595.
  342. Silipo A., Lanzetta R., Amoresano A., Parrilli M., Molinaro A. Ammonium hydroxide hydrolysis: a valuable support in the MALDI-TOF mass spectrometry analysis of lipid A fatty acid distribution // J. Lipid Res. 2002. V. 43, No. 12. P. 2188−2195.
  343. Kuhlradt P.F., Wray V., Lehmann V.A. P-nuclear-magnetic resonance. Study of the phosphate groups in lipopolysaccharide and lipid A from Salmonella II Eur. J. Biochem. 1977. V. 81, No. 1. P. 193−203.1 1
  344. A.P., Mazurek M. С nuclear magnetic resonance spectroscopy of saturated, unsaturated, and oxygenated fatty acid methyl esters // Lipids. 1976. V. 11. P. 228−234.
  345. Baltzer L.H., Mattsby-Baltzer I. Heterogeneity of lipid A: structure determination by
  346. С and P NMR lipid A fraction from lipopolysaccharide of Escherichia coli 0111 // Biochemistry. 1986. V. 25, No. 12. P. 3570−3575.
  347. C.E., Vath J.E. // In: McCloskey J.A. (Ed.) Methods of Enzymology. San Diego: Academic Press. 1990. P. 738−768.
  348. Kussak A., Weintraub A. Quadrupole ion-trap mass spectrometry to locate fatty acids on lipid A from Gram-negative bacteria // Anal. Biochem. 2002. V. 307, No. l.P. 131 137.
  349. Wang Y., Cole R.B. Acid and base hydrolysis of lipid A from Enterobacter agglomer-ans as monitored by electrospray ionization mass spectrometry: pertinence to detoxification mechanisms // J. Mass Spectrom. 1996. V. 31, No. 1. P. 138−149.
  350. Hisatsune K., Iguchi Т., Kondo S. A rapid method for sugar analysis of lipopolysaccharides of gram-negative bacteria // System. Appl. Microbiol. 1990. V. 13, No. 2. P. 320−326.
  351. B.B., Горшкова Р. П., Томшич C.B. 13С-ЯМР-анализ полисахарида О-специфических боковых цепей липополисахарида из Yersinia pseudotuberculosis И Биоорган, химия. 1981. V. 7, № 4. Р. 559−562.
  352. Krasikova I.N., Gorbach V. I, Solov’eva T.F., Ovodov Yu.S. Studies on lipid A from Y. pseudotuberculosis. Isolation and general characterization // Eur. J. Biochem. 1978. V. 89, No l.P. 287−289.
  353. Г. П. Дальневосточная скарлатиноподобная лихорадка. М.: Медицина, 1979. С. 1−20.
  354. Montille T.J. Principles which influence microbial growth, survival, and death in foods // In: Doyle M.P., Beuchat L.R., Montille T.J. (Eds.) Food Microbiology. Fundamentals and Frontiers. Washington. DC: ASM Press. 1997. P. 13−29.
  355. Potera C. Forging a link between biofilms and disease // Science. 1999. V 283, No. 5409. P. 1837−1839.
  356. Cronan J.E., Jr. Phospholipid alterations during growth of Escherichia coli II J. Bacterid. 1968. V. 95, No. 6. P. 2054−2061.
  357. Oliver J.D., Stringer W.F. Lipid composition of a psychrophilic marine Vibrio sp. during starvation-induced morphogenesis 11 Appl. Environ. Microbiol. 1984. V. 47, No. 3. P. 461−466.
  358. Oliver J.D., Colwell R.R. Extractable lipids of gram-negative marine bacteria: phospholipid composition // J. Bacterid. 1973. V. 114, No. 3. P. 897−908.
  359. Schmiel D.H., Young G.M., Miller V.L. The Yersinia enterocolitica phospholipase gene yplA is part of the flagellar regulon // J. Bacteriol. 2000. V. 182, No 8. P. 23 142 320.
  360. Gilbert P., Brown R.W. Influence of growth rate and nutrient limitation on the gross cellular composition of Pseudomonas aeruginosa and its resistance to 3- and 4-chlorophenol //J. Bacteriol. 1978. V. 133, No. 3. P. 1066−1072.
  361. Skurnik M., Zhang L. Molecular genetics and biochemistry of Yersinia lipopolysaccharide // APMIS. 1996. V. 104, No. 12. P. 849−872.
  362. Rohde J.R., Fox J.M., Minnich S.A. Thermoregulation in Yersinia enterocolitica is coincident with changes in DNA supercoiling // Mol. Microbiol. 1994. V. 12, No. 2. P. 187−199.
  363. Gounot A.-M. Psychrophilic and psychrotrophic microorganisms // Experientia. 1986. V. 42, No. 11−12. P. 1192−1197.
  364. Gerday C. Cold-adapted enzymes: from fundamentals to biotechnology // Trends Bio-technol. 2000. V. 18, No. 3. P. 103−107.
  365. A.JI., Шубин Ф. Н., Шовадаева Г. А., Куличенко А. Н., Янишевский Н. В., Смирнов Г. Б. Новый признак патогенности, кодируемый плазмидой pVM82 Yersinia pseudotuberculosis // Генетика. 1988. Т. 24, № 9. С. 1562−1571.
  366. Portnoy D.A., Wolf-Watz Н., Bolin I., Beeder A.B., Falkow S. Characterization of common virulence plasmids in Yersinia species and their role in the expression of outer membrane proteins // Infect. Immun. 1984. V. 43, No. 1. P. 108−104.
  367. Т.Н. Изучение изменчивости псевдотуберкулезного микроба. Дис. .канд. биол. наук. Владивосток. НИИ ЭМ СО РАМН. 1978. С. 90.
  368. Leclercq A., Wauters G., Decallonne J., El Lioui M., Vivegnis J. Usefulness of cellular fatty acid patterns for identification and pathogenicity of Yersinia species // Med. Microbiol. Lett. 1996. V. 5, No. 1. P. 182−194.
  369. Leclercq A., Guiyoule A., ElLioui M., Carniel E., Decallonne J. High homogeneity of the Yersinia pestis fatty acid composition // J. Clin. Microbiol. 2000. V. 38, No. 4. P. 1545−1551.
  370. Г. П. Психрофильность патогенных микроорганизмов и ее эпидемиологическое и патогенетическое значение // Вестн. АМН СССР. 1985. № 1, С. 58−65.
  371. Ф.Н., Сибирцев Ю. Т., Рассказов В. А. Плазмиды Yersinia pseudotubercido-sis и их значение в реализации эпидемического процесса при псевдотубер-кулезе // Журн. микробиол. 1985. № 12. С. 53−56.
  372. Scandella C.Y., Kornberg, A. A membraine-bound phospholipase A purified from Escherichia coli II Biochemistry. 1971. V. 10, No. 24. P. 4447−4456.
  373. Shijder H.J., Dijkstra B.W. Bacterial phospholipase A: structure and function of an integral membrane phospholipase // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1488, No. 1. P. 91−101.
  374. Weibe W.J., Chapman G.B. Fine structure of selected marine pseudomonads and achromobacters // J. Bacteriol. 1968. V. 95, No. 5. P. 1862−1873.
  375. Mac Leod R.A. The question of the existence of specific marine bacteria // Bacteriol. Rev. 1965. V. 29. P. 9−24.
  376. Forsberg C.W., Casterton J.W., Mac Leod R.A. Separation and localization of cell layers of a gram-negative bacterium // J. Bacteriol. 1970. V. 104, No. 3. P. 1338−1353.
  377. Moule A.L., Wilkinson S.G. Composition of lipopolysaccharides from Alteromonas pufrefaciens (Shewanella pufrefaciens) II J. Gen. Microbiol. 1989. V. 135, No. 1. P. 163−173.
  378. Leone S., Silipo A., Nazarenko E.L., Lanzetta R., Parrilli M., Molinaro A. Molecular structure of endotoxins from gram-negative marine bacteria: An Update // Mar. Drugs. 2007. V. 5, No. 3. P. 85−112.
  379. De Ley J. // In: Balows A., Truper H.G., Dworkin M., Harber H., Schleifer K.-H. (Eds.) The Prokaryotes. Berlin: Springer Verlag. 1992. P. 2111−2140.
  380. Reyes E.D., Carballeira N.M. Total synthesis of the antimicrobial fatty acid (5Z, 9Z)-14-methylpentadeca-5,9-dienoic acid and its longer chain analog (5Z, 9Z)-24-methylpentacosa-5,9-dienoic acid//Synthesis. 1997. V. 10, P. 1195−1198.
  381. Ribeiro A.A., Zhou, Z., Raetz, C.R.H. Multi-dimensional NMR structural analyses of purified lipid X and lipid A (endotoxin) // Magn. Reson. Chem. 1999. V. 37, No. 8. P. 620−630.
  382. Jennings H., Smith I.C. Polysaccharide structures using carbon-13 nuclear magnetic resonance // Methods Enzymol. 1978. V. 50. P. 39−50.
  383. В.И., Иванчина E.B., Исаков B.B., Лукьянов П. А., Соловьева Т. Ф., Оводов Ю. С. Синтез аналогов липида А. Получение производных б'-фосфата (pi—"6)-дисахарида 2-ациламино-2-дезокси-?)-глюкозы // Биоорган, химия. 1982. Т. 8, № 12. С. 1409−1415.
  384. M.J., Breittmayer V.A. // In: Balows A., Truper H.G., Dworkin M., Harber H., Schleifer K.-H. (Eds.) The Prokaryotes: the genera Alteromonas and Marinomonas. New York: Springer-Verlag. 1992. P. 3046−3070
  385. Andersson B.A., Holmann R.T. Pyrrolidides for the mass spectrometric determination of the position of the double bond in monounsaturated fatty acids // Lipids. 1974. V. 9, No. 3. P. 185−190.
  386. Bernardet J.-F., Nakagawa Y., Holmes B. Proposed minimal standards for the describing new taxa of the family Flavobacteriaceae and emended description of the family // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52, No. 9. P. 1049−1070.
  387. Nishijima M., Raetz C.R.H. Characterization of two membrane-associated glycolipids from an Escherichia coli mutant deficient in phosphatidylglycerol // J. Biol. Chem. 1981. V. 256, No. 20. P. 10 690−10 696.
  388. Smith P.B.W., Snyder A.P., Harden C.S. Characterization of bacterial phospholipids by electrospray ionization tandem mass spectrometry // Anal. Chem. 1995. V. 67, No. 11. P. 1824−1830.
  389. Nishijima M., Bulawa C.E., Raetz C.R.H. Two interacting mutations causing temperature-sensitive phosphatidylglycerol synthesis in Escherichia coli membranes // J. Bacteriol. 1981. V. 145, No. l.P. 113−121.
  390. Kampher P., Dreyer U., Neef A., Dott W., Busse H.-J. Chryseobacterium defluvii sp. nov., isolated from wastewater // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. V. 53, No. 2. P. 93−97.
  391. Aurell C.F., Wistrom А.О. Critical aggregation concentrations of gram-negative bacterial lipopolysaccharides (LPS) // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1998. V. 253. No. l.P. 119−123.
  392. Seydel U., Hawkins L., Schromm A.B., Heine H., Scheel O., Koch M.H., Brandenburg K. The generalized endotoxic principle // Eur. J. Immunol. 2003. V. 33. No. 6. P. 15 861 592.
  393. Wiese A., Brandenburg K., Ulmer A.J., Seydel U., Muller-Loennies S. The dual role of lipopolysaccharide as effector and target molecule // Biol. Chem. 1999. V. 380. No. 78. P. 767−784.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!