Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Новый белок, локализованный на межсубъединичной поверхности рибосом Escherichia coli

Диссертация: Новый белок, локализованный на межсубъединичной поверхности рибосом Escherichia coli
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Рибосома представляет собой крупный макромолекулярный комплекс со сложной асимметричной четвертичной структурой, построенной из рибонуклеиновых кислот и белков III. Для рибосомы характерно подразделение на две неравные и разделяемые субъединицы. При определенных условиях (например, при понижении концентрации Mg2+ в среде до 1мМ) рибосома обратимо диссоциирует на две субъединицы, по коэффициентам… Читать ещё >

Новый белок, локализованный на межсубъединичной поверхности рибосом Escherichia coli (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • Раздел 1. Структурная организация рибосомы
  • Раздел 2. Краткий обзор метода тритиевой бомбардировки
    • 2. 1. Введение
    • 2. 2. Принцип метода тритиевой бомбардировки
    • 2. 3. Тритиевая бомбардировка белков и макромолекулярных комплексов
    • 2. 4. Тритиевая бомбардировка целых клеток
  • Раздел 3. Белки холодового шока Escherichia col
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • Раздел 4. Методы, использованные в работе
    • 4. 1. Рост бактериальной массы Е. coli MRE
    • 4. 2. Получение двукратнопромытых рибосом Е. col
    • 4. 3. Получение четырехкратпопромытых рибосом Е. col
    • 4. 4. Получение изолированных 30S и 50S рибосомных субчастиц Е. col
    • 4. 5. Процедура трйтцевой бомбардировки
    • 4. 6. Мечение суммарное", рибоеомного белка в денатурирующих условиях
    • 4. 7. Мечение 70S рибосом
    • 4. 8. Мечение развернутых субчастиц рибосомы
    • 4. 9. Мечение рибосом, диссоциированных на субчастицы
    • 4. 10. Двумерный электрофорез рибосомных белков по Мадьяру
    • 4. 11. Флюорография
    • 4. 12. Количественный анализ распределения метки между индивидуальными белками рибосомы
    • 4. 13. Новая процедура двумерного электрофореза рибосомных белков
    • 4. 14. Одномерный SDS-электрофорез по фон Ягову
  • Раздел 5. Идентификация и выделение белка Y
    • 5. 1. Определение N-концевой аминокислотной последовательности белка Y
    • 5. 2. Выделение белка Y
      • 5. 2. 1. Получение обогащенной фракции белка Y из рибосом E. col
      • 5. 2. 2. Анионообменная хроматография на DEAE-сефарозе
      • 5. 2. 3. Гидрофобная хроматография на Butyl- Toyopearl
    • 5. 3. Идентификация выделенного препарата белка Y
    • 5. 4. Масс-спектрометрия
  • Раздел 6. Функциональные свойства белка Y
    • 6. 1. Связывание белка Y с рибосомой Е. col
    • 6. 2. Тритиевая бомбардировка комплексов белка Y с изолированной 30S субчастицей и 70S рибосомой
    • 6. 3. Магниевая зависимость диссоциации рибосом по данным светорассеяния
    • 6. 4. Седиментационный анализ рибосом
    • 6. 5. Получение грубой рибосомной фракции из клеток E. coli, подвергнутых холодовому шоку
    • 6. 6. Бесклеточная система трансляции мРНК зеленого флуоресцентного белка (ЗФБ)
    • 6. 7. Бесклеточная система трансляции poly (U)
    • 6. 8. Связывание аминоацил-тРНК с 70S рибосомой
    • 6. 9. Связывание тетрациклина с 70S рибосомой
  • Раздел 7. Материалы
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
  • Раздел 8. Мечение рибосомных белков в денатурирующих условиях
  • Раздел 9. Белки, экспонированные на поверхности интактной 70S рибосомы
  • Раздел 10. Белки, экспонированные на поверхности развернутых субъединиц рибосомы
  • Раздел 11. Белки на контактирующей поверхности
    • 30. S и 50S субъединиц рибосомы
  • Раздел 12. Идентификация и выделение белка Y
    • 12. 1. Определение N-концевой аминокислотной последовательности белка Y
    • 12. 2. Выделение белка Y и идентификация выделенного препарата
    • 12. 3. Масс-спектрометрия белка Y
  • Раздел 13. Функциональные свойства белка Y
    • 13. 1. Локализация участка связывания белка Y
      • 13. 1. 1. Связывание белка Y с рибосомой и изолированнымирибосомными субъединицами
      • 13. 1. 2. Mgn -зависимость связывания
      • 13. 1. 3. Экспонированностъ белка Y на поверхности изолированной
    • 3. OS субъединицы и 70S рибосомы
      • 13. 2. Влияние белка Y на способность рибосом к диссоциации
        • 13. 2. 1. Магниевая зависимость диссоциации рибосом в присутствии белка Y по данным светорассеяния
        • 13. 2. 2. Седиментационный анализ рибосом в присутствии белка Y
      • 13. 3. Появление белка Y в рибосомной фракции в зависимости от условий роста клеток
        • 13. 3. 1. Холодовой шок
        • 13. 3. 2. Стационарная фаза роста
      • 13. 4. Влияние белка Y на работу бесклеточных систем трансляции
        • 13. 4. 1. Трансляция мРНК зеленого флуоресцентного белка
        • 13. 4. 2. Трансляция poly (U)
      • 13. 5. Влияние белка Y на связывание аминоацил-тРНК с 70S рибосомой
      • 13. 6. Влияние белка Y на связывание тетрациклина с 70S рибосомой
  • РЕЗЮМЕ
  • ВЫВОДЫ

Рибосома является молекулярной машиной, осуществляющей синтез всех белков во всех живых организмах. Эта клеточная органелла представляет собой сложно организованный рибонуклеопротеидный комплекс — прокариотическая рибосома, считающаяся наиболее просто устроенной, содержит в своем составе две высокополимерные и одну низкомолекулярную молекулы рибосомных РНК (23 S, 16S и 5S соответственно), а также 54 индивидуальных белка. Полную рибосому составляют две субъединицы, большая и малая (для прокариот 50S и 30S соответственно), диссоциирующие друг от друга при понижении концентрации ионов магния.

Механизм функционирования рибосомы на молекулярном уровне остается невыясненным. Выяснение механизма работы рибосомы является одной из самых интересных и сложных проблем молекулярной биологии. В процессе своего функционального цикла рибосома взаимодействует с макромолекулярными лигандами, такими, как мРНК, тРНК, белковые факторы трансляции. Эти крупные лиганды взаимодействуют с определенными участками рибосомной поверхности, имеющими сродство к тому или иному фактору или субстрату (участки связывания). Таким образом, изучение топографии поверхности рибосомы имеет огромное значение для детального выяснения механизма ее функционирования.

Цель настоящей работы — изучение методом тритиевой бомбардировки поверхности рибосом и рибосомных субъединиц. Метод тритиевой бомбардировки позволяет метить рибосомные белки, экспонированные на поверхности рибосом. Степень мечения индивидуальных белков рибосомы пропорциональна степени их экспонированности.

В настоящей работе был разработан метод количественного измерения степени экспонированности белков на поверхности рибосомы. На основании количественных данных индивидуальные белки рибосомы были классифицированы по степени экспонированности. Сравнение степени мечения рибосомных белков в составе рибосом и в составе рибосомных субъединиц позволило на количественном уровне сделать вывод об отсутствии канонических белков рибосомы на поверхности межсубъединичного контакта. В ходе работы был обнаружен новый белок, названный белком Y, не являющийся рибосомным и локализующийся на рибосомном интерфейсе. После идентификации этого белка был проведен ряд экспериментов, позволяющих сделать вывод о функциональной роли белка Y, заключающейся в подавлении белкового синтеза в клетке в ответ на холодовой шок.

Материал диссертации изложен в четырех частях. Первая часть посвящена обзору литературы по использованию тритиевой бомбардировки для изучения топографии биологических макромолекул, а также сделан обзор функциональных свойств белков холодового шока. Во второй части описаны материалы и методы, использованные в работе. В третьем и четвертом разделах диссертации описаны и обсуждены результаты изучения топографии рибосом методом тритиевой бомбардировки.

1. Структурная организация рибосомы.

Рибосома представляет собой крупный макромолекулярный комплекс со сложной асимметричной четвертичной структурой, построенной из рибонуклеиновых кислот и белков III. Для рибосомы характерно подразделение на две неравные и разделяемые субъединицы. При определенных условиях (например, при понижении концентрации Mg2+ в среде до 1мМ) рибосома обратимо диссоциирует на две субъединицы, по коэффициентам седиментации называемые 30S (малая) и 50S (большая) субъединицы /2/. Исходная прокариотическая рибосома имеет коэффициент седиментации 70S. По данным электронной микроскопии, две рибосомные субъединицы объединены в полную рибосому строго определенным образом /3, 4/. Граница между субъединицами называется интерфейсомконтактирующей поверхностью субъединиц. По массе рибосома E. coli на 2/3 состоит из РНК и 1/3 составляют белки. Именно рибосомная РНК, по-видимому, определяет основные структурные и функциональные свойства рибосомы: ковалентно-непрерывные цепи рибосомных РНК обеспечивают целостность рибосомных субъединиц. Малая субъединица содержит 16S РНК, большая — 23S РНК и относительно низкомолекулярную 5S РНК. Итого имеется 3 молекулы РНК на каждую рибосому. Размещение всех рибосомных белков детерминировано рибосомными РНК. Хорошей иллюстрацией этого положения служат электронные микрофотографии молекул рибосомных РНК в компактизирующих условиях 15, 6/, которые показывают удивительное совпадение контуров изолированных высокополимерных РНК и несколько сглаженных контуров субъединиц, содержащих эти РНК. Более того, ассоциация субъединиц в полную рибосому является, по-видимому, функцией специфического сродства двух высокополимерных РНК к друг другу. Это сродство может проявиться при нейтрализации ионами Mg2+ отрицательных зарядов РНК, что приводит к ослаблению полиэлектролитных свойств РНК и разрешению тесных РНК.

РНК-контактов 111. Действительно, изолированные 16S и 23 S РНК в условиях их компактности, включающих высокую концентрацию Mg2+ в среде, способны взаимодействовать друг с другом, давая стехиометрический комплекс с молекулярным отношением 1:1 /8/.

Большинство белков представлено лишь одной молекулой на рибосому. Номеклатура рибосомных белков была предложена Кальтшмидтом и Виттманом 19/ на основе использованной ими же системы разделения белков с помощью двумерного гель-электрофореза. Белки малой (small) рибосомной субъединицы отмечаются индексом S, большой (large)-индексом L. Малая субъединица E. coli содержит 21 белок, от S1 до S21. Большая субъединица содержит 34 различных белка, от L1 до L36. Пятно на электрофореграмме, получившее обозначение L8, индивидуальным белком не является, это комплекс белков L10 и L12. Белок L7 является лишь N-ацетилированным производным белка L12, а белок S20 малой субъединицы оказался идентичным белку L26 в большой. Отсутствие в исходной номенклатуре белков L35 и L36 связано с несовершенством техники двумерного электрофореза, применявшегося для разделения тотального белка рибосомы. Совокупность данных работ /10−12/ и их экспериментальная проверка в Институте белка РАН позволяют утверждать, что эти два полипептида являются каноническими рибосомными белками, принадлежащими большой рибосомной субъединице. Таким образом, всего 70S рибосома E. coli содержит 54 различных белка, из которых L7/L12 представлен четырьмя копиями на рибосому, а все остальные — по одной копии. Самый крупный рибосомный белок S1 имеет молекулярную массу 61 160 дальтон /13/, самый маленький L36 — массу 4364 дальтон /12/.

Как уже говорилось выше, рибосома диссоциирует на две компактные субъединицы при понижении концентрации ионов магния. Если продолжать.

2+ удалять Mg из рибосомных частиц, то произойдет нарушение их компактности, т. е. разворачивание, без диссоциации белка от РНК.

Л I.

Существует два основных способа удаления Mg из рибосомных частиц: либо конкурентное вытеснение связанного Mg высокой концентрацией одновалентного катиона в среде, с последующим уменьшением ионной силы /14, 15/, либо прямое уведение Mg2+комплексирующим агентом (например, ЭДТА) при низкой ионной силе /16/. Удаление связанного Mg2+ и низкая ионная сила среды приводят к появлению полиэлектролитных свойств рибосомной РНК. Вследствие возникающего электростатического отталкивания компактная укладка РНК разрушается. В то же время белки продолжают быть связанными с разрыхленной высокополимерной РНК. Сохранение РНК-белковых взаимодействий при разворачивании свидетельствует о том, что локальные места связывания белков на РНК продолжают существовать после нарушения общей укладки, а также о том, что Mg2+ вряд ли играет решающую роль в связывании белков с РНК. Таким образом, именно ковалентно-непрерывная РНК удерживает на себе многочисленные рибосомные белки, являясь структурным каркасом для их размещения. Характерной чертой процесса разворачивания рибосомных субъединиц является то, что он носит кооперативный характер и проходит через определенные дискретные стадии /17/. Сначала исходные 50S и 30S компоненты превращаются непосредственно в 35S и 26S компоненты соответственно. Затем, при дальнейшем понижении ионной силы 35S и 26S компоненты также скачкообразно переходят в 22S и 15S компоненты соответственно. Последующее удаление солей из раствора приводит уже к плавному разворачиванию, сопровождаемому падением коэффициентов седиментации до значений около 5S в воде.

Если рибосомные частицы инкубировать при высоких ионных силах, поддерживая также и достаточно высокую концентрацию Mg2+, то компактность частиц сохраняется, но наблюдается диссоциация рибосомных белков /18, 19/. Это происходит прежде всего как результат ослабления удержания белков на РНК вследствие подавления их электростатических взаимодействий. Так, при ступенчатом повышении ионной силы имеет место последовательное отщепление групп белков с образованием белокдефицитных производных. Этот процесс получил название ступенчатой разборки (раздевания) рибосомных частиц. Разборка обратима, и в соответствующих ионных условиях происходит обратная сборка рибосомных частиц с восстановлением их функциональных активностей /20−22/. Реконструкция рибосомных частиц, как 30S, так и 50S, может быть осуществлена из изолированных рибосомных РНК и полного набора индивидуальных рибосомных белков /23, 24/.

2. Краткий обзор метода тритиевой бомбардировки.

2.1 Введение.

Для изучения экспонированности белков на поверхности рибосомы, а также для исследования контактирующих поверхностей субъединиц рибосом необходимо сформулировать требования к модифицирующим агентам, чтобы избежать получения артефактов. Во-первых, реагент не должен проникать внутрь рибосом. Во-вторых, реагент не должен нарушать целостности рибосом. В-третьих, реакция модифицирующего агента с рибосомными белками должна быть неспецифичной. Кроме того, выход реакции модифицирующего агента с рибосомными белками должен быть достаточно высоким. Учитывая эти требования, можно рассматривать только те работы, где использовались методы трипсинолиза, ферментативного йодирования и иммунной электронной микроскопии. Однако результаты иммунной электронной микроскопии и ферментативного йодирования рибосомных белков в составе рибосомных субъединиц не позволяют судить о степени их экспонированности. Можно лишь говорить об экспонированности антигенных детерминант (в случае иммунной электронной микроскопии) и тирозиновых остатков (в случае ферментативного йодирования) этих белков. Это послужило основанием для поиска альтернативного метода маркирования поверхности рибосомы.

выводы.

1. Определены белки, экспонированные на поверхности рибосомы, и впервые получены количественные данные по их экспонированности.

2. Показано отсутствие белков на поверхности межсубъединичного контакта на количественном уровне.

3. Обнаружен новый белок, названный белком Y, не являющийся рибосомным и локализующийся на поверхности межсубъединичного контакта.

4. Новый белок идентифицирован как продукт экспрессии открытой рамки считывания yfia с неизвестной функцией.

5. Обнаружено влияние белка Y на рибосомы, выражающееся в повышении их устойчивости к диссоциации на субъединицы.

6. Обнаружено ингибирующее действие белка Y на трансляцию.

7. Показан механизм ингибирующего действия белка Y, заключающийся в подавлении связывания аминоацил-тРНК с А-участком рибосомы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.С. Структура рибосом и биосинтез белка. Изд. «Научный центр биологических исследований Пугцино», 1984, с. 11.
  2. Tissieres A., Watson J.D. Ribonucleoprotein particles from Escherichia coli.- Nature, 1958, v. 182, p.778−780.
  3. Lake J.A. Ribosome structure determined by electron microscopy of Escherichia coli small subunits, large subunits and monomeric ribosomes. -J. Mol. Biol, 1976, v.105, p.131−159.
  4. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Baranov V.I., Spirin A.S. Structural study of translating 70 S ribosomes from Escherichia coli. I. Electron microscopy.- FEBSLett., 1983, v.155, p.167−172.
  5. Vasiliev V.D., Selivanova O.M., Koteliansky V.E. Specific selfpacking of the ribosomal 16 S RNA. FEBSLett., 1978, v.95, p.273−276.
  6. Vasiliev V.D., Zalite O.M., Specific compact selfpacking of the ribosomal 23 S RNA. FEBS Lett., 1980, v.121, p.101−104
  7. А.С. Структура рибосом и биосинтез белка. Изд. «Научный центр биологических исследований Пущино», 1984, с. 156.
  8. Burma D.P., Nag., Tewari D.S. Association of 16S and 23S ribosomal RNAs to form a bimolecular complex. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1983, v.80, p.4875−4878.
  9. Kaltschmidt E., Wittmann H.G. Ribosomal proteins. XII. Number of proteins in small and large ribosomal subunits of Escherichia coli as determined by two-dimensional gel electrophoresis. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1970, v.67, p.1276−1282.
  10. Wada A. Analysis of Escherichia coli ribosomal proteins by an improved two dimensional gel electrophoresis. I. Detection of four new proteins. J. Biochem. 1986, v. 100, p. 1583−1594.
  11. Wada A. Analysis of Escherichia coli ribosomal proteins by an improved two dimensional gel electrophoresis. II. Characterization of four new proteins. J. Biochem. 1986, v. 100, p. 1595−1605.
  12. Wada A., Sako T. Primary structures of and genes for new ribosomal proteins A and В in Escherichia coli. J. Biochem., 1987, v. 101, pp. 817 820.
  13. Wittmann H.G. Components of bacterial ribosomes. Ann. Rev. Biochem., 1982, v.51, p.155−183.
  14. A.C., Киселев H.A., Шакулов P.C., Богданов А. А. Изучение структуры рибосом: обратимое разворачивание рибосомных частиц в рибонуклеопротеидные тяжи и модель укладки. Биохимия, 1963, т. 28 (№ 5), с. 920−930.
  15. Gavrilova L.P., Ivanov D.A., Spirin A.S. Studies on the structure of ribosomes. 3. Stepwise unfolding of the 50 s particles without loss of ribosomal protein. J. Mol. Biol., 1966, v. 16, p. 473−489.
  16. Gesteland R.F. Unfolding of Escherichia coli ribosomes by removal of magnesium. J. Mol. Biol, 1966, v. 18, p. 356−371.
  17. A.C. Структура рибосом и биосинтез белка. Изд. «Научный центр биологических исследований Пущино», 1984, с. 160−162.
  18. Spirin A.S., Belitsina N.V., Lerman M.I. Use of formaldehyde fixation for studies of ribonucleoprotein particles by caesium chloride density-gradient centrifugation. J. Mol. Biol., 1965, v. 14, p. 611−615.
  19. Itoh Т., Otaka E., Osawa S. Release of ribosomal proteins from Escherichia coli ribosomes with high concentrations of lithium chloride. J. Mol. Biol., 1968, v. 33, p. 109−122.
  20. Spirin A.S., Belitsina N.V. Biological activity of the re-assembled ribosome-like particles. J. Mol. Biol., 1966, v. 15, p. 282−283.
  21. Hosokawa K., Fudjimura R., Nomura M. Reconstitution of functionally active ribosomes from inactive subparticles and proteins. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1966, v.55, p. 198−204.
  22. Staehelin Т., Meselson M. In vitro recovery о ribosomes and of synthetic activity from synthetically inactive ribosomal subunits. J. Mol. Biol., 1966, v. 16, p. 245−249.
  23. Traub P., Nomura M. Structure and function of E. coli ribosomes. V. Reconstitution of functionally active 30S ribosomal particles from RNA and proteins. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1968, v.59, p. 777−784.
  24. Nomura M., Erdmann V. Reconstitution of 50S ribosomal subunits from dissociated molecular components. Nature, 1970, v.228, p. 744−748.
  25. Klein R., Scheer M.D. The reaction of hydrogen atoms with solid olefins at 195°. — J. Phys. Chem., 1958, v.62, p.1011−1014.
  26. A.B., Нейман JI.A., Смоляков B.C. Получение меченых органических соеденений действием атомарного трития. Успехи химии, 1984, т. 7, с.1125−1151.
  27. А.В., Юсупов М. М., Шишков А. В., Гольданский В. И., Спирин А. С. Мечение белков 30S субчастицы рибосомы Е. coli in situ атомарным тритием. Доклады АН СССР, 1982, т. 267, № 5, с.1255−1257.
  28. Lengmuir I. J. Amer. Chem. Soc., 1912, v.34, p.1310.
  29. Brennan D., Fletcher P.C. Proc. Roy. Soc., 1959, v. A 250, p.389. Цит. По /26/.
  30. Moser H.C., Nordin P., Senne J.K. Labeling carbohydrates by exposure to energetic tritium atoms. Int. J. Appl. Radiat. Isotop., 1964, v. 15, p.557.
  31. B.H. Константы скорости газофазных реакций. Спр. М.: Наука, 1970, с. 36.
  32. В.А., Филатов Е. С., Несмеянов Ан.Н. Реакции атомов водорода с замороженными углеводородами. III. Циклогексилциклогексены. Химия высоких энергий, 1970, т. 4, с. 465.
  33. Е.С., Орлова М. А., Симонов Е. Ф. Вестн. МГУ, Химия, 1980, т. 21, с. 49.
  34. Е.С., Симонов Е. Ф., Орлова М. А. Реакционная способность атомов водорода. Успехи химии, 1981, т. L, с. 2167−2197.
  35. A.M. Реакция атомов водорода с твердыми органическими веществами. Успехи химии, 1978, т. 47(7), с. 1169−1199.
  36. А.В., Филатов Е. С., Симонов Е. Ф., Ункович М. С., Гольданский В. И., Несмеянов А. Н. Получение меченых тритием биологически активных соеденений. Доклады АН СССР, 1976, т. 228, № 5, с. 1237−1239.
  37. И.А., Гедрович А. В., Шишков А. В., Каграманова В. К., Баратова JI.A. Использование метода термической активации трития для введения радиоактивной метки в РНК Биоорган. Химия, 1983, 9, с. 1531−1534.
  38. И.А., Кулиш И.А, Миронов А. Ф., Кожевникова Е. В., Нейман Л. А. Тезисы докладов 1 Всесоюзного совещания по проблеме «Биологически активные соеденения, меченные радиоактивными изотопами». Звенигород, 1985.
  39. Baratova L.A., Grebenshchikov N.I., Shishkov A.V., Kashirin I.A., Radavsky Y.L., Jarvekulg L., Saarma M. J. The topography of the surface of potato virus X: tritium planigraphy and immunological analysis. Gen. Virol., 1992, v. 73, p. 229−235.
  40. Tsetlin V.I., Alyonicheva T.N., Shemyakin V.V., Neiman L.A., Ivanov V.T. Tritium thermal activation study of bacteriorhodopsin topography. Eur. J. Biochem., 1988, v. 178, p. 123−129.
  41. M.M., Спирин A.C. Исследование поверхности рибосом и рибосомных субчастиц Escherichia coli методом тритиевой бомбардировки. Биохимия, 1986, т. 51, с. 1858−1867.
  42. Yusupov М.М., Spirin A.S. Are there proteins between the ribosomal subunits? Hot tritium bombardment experiments. FEBS Lett., 1986, v. 197, p. 229−233.
  43. Yusupov M.M., Spirin A.S. Hot tritium bombardment technique for ribosome surface topography. Methods in Enzymol., 1988, v. 164, p.426−439.
  44. Malkin L.I., Rich A. Partial resistance of nascent polypeptide chains to proteolytic digestion due to ribosomal shielding. J. Mol. Biol., 1967, v. 26, c. 329−346.
  45. Blobel G., Sabatini D.D. Controlled proteolysis of nascent polypeptides in rat liver cell fractions. I. Location of the polypeptides within ribosomes. J. Cell Biol., 1970, v. 45, p. 130−145.
  46. Smith W.P., Tai P.-C., Davis B.D. Interaction of secreted nascent chains with surrounding membrane in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1978, v. 75, p. 5922−5925.
  47. Bernabeu С., Lake, J.A. Nascent polypeptide chains emerge from the exit domain of the large ribosomal subunit: immune mapping of the nascent chain. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982, v. 79, p. 3111−3115.
  48. B.A., Спирин A.C. Рибосомный канал для растущего пептида -Успехи Биологической Химии, 1993, т. 33, с. 3−12.
  49. В.А., Коммер А. А., Спирин, А.С. Существует ли канал для синтезируемого на рибосоме пептида? Мечение транслирующих рибосом атомарным тритием. Доклады. АН СССР, 1987, т. 296, с. 1497−1501.
  50. JI.B., Баратова J1.A., Марголис Л. Б., Шишков А. В. О возможности изучения топографии мембран клеток методом тритиевой планиграфии. Биофизика, 1989, т. 36, с. 971−975.
  51. Д.Н., Капрельянц А. С., Лукьянова Л. А. Прикладные аспекты биохимии мембран. Прикл. биохимия и микробиология, 1983, т. 19, с. 60−65.
  52. Das Н.К., Goldstein A. Limited capacity for protein synthesis at zero degrees centigrade in Escherichia coli. J. Mol. Biol., 1968, v. 31, p. 209 226.
  53. Friedman H., Lu P., Rich A. Ribosomal subunits produced by cold sensitive initiation of protein synthesis. Nature, 1969, v. 223, p. 909−913.
  54. Broeze R.J., Solomon C.J., Pope D.H. Effects of low temperature on in vivo and in vitro protein synthesis in Escherichia coli and Pseudomonas fluorescens. J. Bacteriol., 1978, v. 134, p. 861−874.
  55. Farewell A., Neidhardt F.C. Effect of temperature on in vivo protein synthetic capacity in Escherichia coli. J. Bacteriol., 1998, v. 180, p. 47 044 710.
  56. Herendeen S.L., VanBogelen R.A., Neidhard F.C. Levels of major proteins of Escherichia coli during growth at different temperatures. J. Bacteriol., 1979, v. 139, p. 185−194.
  57. Jones P.G., VanBogelen R.A., Neidhard F.C. Induction of proteins in response to low temperature. J.Bacteriol., 1979, v. 169, p. 2092−2095.
  58. Thieringer H.A., Jones P.G., Inouye M. Cold shock and adaptation. -BioEssays, 1998, v. 20, p. 49−57.
  59. VanBogelen R.A., Neidhard F.C. Ribosomes as sensors of heat and cold shock in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v. 87, p. 55 895 593.
  60. Graumann P., Marahiel M.A. Some like it cold: response of microorganisms to cold shock. Arch. Microbiol., 1996, v. 166, p. 293−300.
  61. Jones P.G., Inouye M. The cold-shock response a hot topic. — Mol. Microbiol., 1994, v. 11, p. 811−818.
  62. Yamanaka K., Fang L., Inouye M. The CspA family in Escherichia coli: multiple gene duplication for stress adaptation. Mol. Microbiol., 1998, v. 27, p. 247−255
  63. LaTeana A., Brandi A., Falconi M., Spurio R., Pon C. L., Gualerzi C.O. Identification of a cold shock transcriptional enhancer of the Escherichia coli gene encoding nucleoid protein H-NS. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, v. 88, p. 10 907−10 911.
  64. Brandi A., Pon C. L., Gualerzi C.O. Interaction of the main cold shock protein CS7.4 (CspA) of Escherichia coli with the promoter region of hns. -Biochimie, 1994, v. 76, p. 1090−1098.
  65. Etchegaray J.P., Jones P.G., Inouye M. Differential thermoregulation of two highly homologous cold-shock genes, cspA and cspB, of Escherichia coli. -Genes Cells, 1996, v. 1, p. 171−178.
  66. Wang N., Yamanaka K., Inouye M. Cspl, the ninth member of the CspA family of Escherichia coli, is induced upon cold shock. J. Bacteriol., 1999, v. 181, p. 1603−1609.
  67. Mitta M., Fang L., Inouye M. Deletion analysis of cspA of Escherichia coli: requirement of the AT-rich UP element for cspA transcription and thedownstream box in the coding region for its cold shock induction. Mol. Microbiol., 1997, v. 26, p. 321−335.
  68. Sprengart M.L., Fuchs E., Porter A.G. The downstream box: an efficient and independent translation initiation signal in Escherichia coli. EMBO J., 1996, v. 15, p. 665−674.
  69. Etchegaray J.P., P.G., Inouye M. Translational enhancement by an elementm downstream of the initiation codon in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1999, v. 274, p. 10 079−10 085
  70. Tanabe H., Goldstein J., Yang M. Inouye M. Identification of the promoter region of the Escherichia coli major cold shock gene, cspA. J.Bacteriol., 1992, v. 174, p. 3867−3873.
  71. Brandi A., Pietroni P., Gualerzi C.O., Pon C.L. Post-transcriptional regulation of CspA expression in Escherichia coli. Mol. Microbiol., 1996, v. 19, p. 231−240.
  72. Goldenberg D., Azar I., Oppenheim A.B. Differential mRNA stability of the cspA gene in the cold-shock response of Escherichia coli. Mol. Microbiol., 1996, v. 19, p. 241−248.
  73. Fang L., Jiang W., Bae W., Inouye M. Promoter-independent cold-shock induction of cspA and its derepression at 37 degrees С by mRNA stabilization. Mol. Microbiol, 1997, v. 23, p. 355−364.
  74. Goldstein J., Pollitt N.S., Inouye M. Major cold shock protein of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v. 87, p. 283−287.
  75. Jiang W., Hou Y., Inouye M. CspA, the major cold-shock protein of Escherichia coli, is an RNA chaperone. J. Biol. Chem., 1997, v. 272, p. 196−202.
  76. Jones P.G., Mitta M., Kim Y., Jiang W., Inouye M. Cold shock induces a major ribosomal-associated protein that unwinds double-stranded RNA in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, v. 93, p. 76−80.
  77. Jones P.G., Inouye M. RbfA, a 30S ribosomal binding factor, is a cold-shock protein whose absence triggers the cold-shock response. Mol. Microbiol, 1996, v. 21, p. l207−1218.
  78. Dammel C. S., Noller H. F. Suppression of a cold-sensitive mutation in 16S rRNA by overexpression of a novel ribosome-binding factor, RbfA. Genes & Dev., 1995, v. 9, p. 626−637.
  79. Lelivelt M.J., Kawula Т.Н. Hsc66, an Hsp70 homolog in Escherichia coli, is induced by cold shock but not by heat shock. J. Bacteriol, 1995, v. 177, p. 4900−4907.
  80. Kandror O., Goldberg A.L. Trigger factor is induced upon cold shock and enhances viability of Escherichia coli at low temperatures. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997, v. 94, p. 4978−4981.
  81. Scholz C., Stoller G., Zarnt Т., Fischer G., Schmid F.X. Cooperation of enzymatic and chaperone functions of trigger factor in the catalysis of protein folding. EMBO J., 1997, v. 16, p. 54−58.
  82. Stoller G., Rucknagel K.P., Nierhaus K.H., Schmid F.X., Fischer G., Rahfeld J.U. A ribosome-associated peptidyl-prolyl cis/trans isomerase identified as the trigger factor. EMBO J., 1995, v. 14, p. 4939−4948.
  83. Goldstein E., Drlica K. Regulation of bacterial DNA supercoiling: plasmid linking numbers vary with growth temperature. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984, v. 81, p. 4046−4050.
  84. Mizushima Т., Kataoka K., Ogata Y., Inoue R., Sekimizu K. Increase in negative supercoiling of plasmid DNA in Escherichia coli exposed to cold shock. Mol Microbiol, 1997, v. 23, p. 381−386.
  85. Jones P.G., Krah R., Tafuri S.R., Wolffe A.P. DNA gyrase, CS7.4, and the cold shock response in Escherichia coli. J.Bacteriol., 1992, v. 174, p. 57 985 802.
  86. JI. П., Смолянинов В. В. Изучение механизма транслокации в рибосомах. I. Синтез полифенилаланина в рибосомах Е. coli безучастия гуанозин-5'-трифосфата и белковых факторов трансляции. -Мол. биол. 1971, т. 5, с. 883−891.
  87. Hardy S.J.S., Kurland C.G., Vaynow P., Mora G. The ribosomal proteins of Escherichia coli. I. Purification of the 30S ribosomal proteins. -Biochemestry, 1969, v.8, p. 2897−2905.
  88. Madjar J.-J., Michel S., Cozzone A.J., Reboud J.-P. A method to identify individual proteins in four different two-dimensional gel electrophoresis systems: application to Escherichia coli ribosomal proteins. Anal. Biochem., 1979, v.92, p. 174−182.
  89. Schagger H., and von Jagow G. Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1 to 100 kDa. Anal. Biochem., 1987, v. 166, p.368−379.
  90. Matsudaira P. Sequence from picomole quantities of proteins electroblotted onto polyvinylidene difluoride membranes. J. Biol. Chem., 1987, v. 262, p. 10 035−10 038.
  91. Flessel C.P., Ralph P., Rich A. Polyribosomes of growing bacteria. -Science, 1967, v. 158, p. 658−660.
  92. Gold L.M., Schweiger M. Synthesis of bacteriophage-specific enzymes directed by DNA in vitro. Methods Enzymol., 1971, v. 20, p. 537−542.
  93. Crameri A., Whitehorn E.A., Tate E. Stemmer W.P.C. Improved green fluorescent protein by molecular evolution using DNA shuffling. Nat. Biotechnol., 1996, v. 14, 315−319.
  94. Gurevich V.V., Pokrovskaya I.D., Obukhova T.A., Zozulya, S.A. Preparative in vitro mRNA synthesis using SP6 and T7 RNA polymerases. -Anal. Biochem., 1991, v. 195, p. 207−213.
  95. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W. W., Prasher D.C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science, 1994, v. 263, p. 802−805.
  96. Ribeiro S., Nock S. Sprinzl M. Purification of aminoacyl-tRNA by affinity chromatography on immobilized Thermus termophilus EF-Tu-GTP. Anal. Biochem., 1995, v. 228, p. 330−335.
  97. Kahan L., Winkelmann D.A., Lake, J.A. Ribosomal proteins S3, S6, S8 and S10 of Escherichia coli localized on the external surface of the small subunit by immune electron microscopy. J. Mol. Biol., 1981, v. 145, p. 193−214.
  98. Lake J.A., Strycharz W.A. Ribosomal proteins LI, L17 and L27 from Escherichia coli localized at single sites on the large subunit by immune electron microscopy. J. Mol. Biol., 1981, v. 153, p. 979−992.
  99. Stoffler G., Stoffler-Meilicke M. Immunoelectron microscopy of ribosomes. Ann. Rev. Biophys. Bioeng., 1984, v. 13, p. 303−330.
  100. Stoffler G., Stoffler-Meilicke M. in Structure, Function, and Genetics of Ribosomes (Hardesty, В., and Kramer, G., eds), Springer-Verlag, New-York, 1986, p. 28−37.
  101. Spirin A.S. Structural transformations of ribosomes (dissociation, unfolding and disassembly). FEBSLett., 1974, v. 40, p. 38−47.
  102. Noller H.F., in Ribosomes: Structure, function, and Genetics (Chambliss G., Craven G.R., Davies J., Davis K., Kahan L., Nomura M., eds.) Baltimore: University Park Press, 1979, p.3−22.
  103. Chapman N.N., Noller H.F. Protection of specific sites in 16 S RNA from chemical modification by association of 30 S and 50 S ribosomes. J. Mol. Biol., 1977, v.109, p. 131−149.
  104. Herr W., Noller H.F. Protection of specific sites in 23 S and 5 S RNA from chemical modification by association of 30 S and 50 S ribosomes. J. Mol. Biol., 1979, v.130, p. 421−432.
  105. Vassilenko S.K., Carbon P., Ebel J.P., Ehresmann C. Topography of 16 S RNA in 30 S submits and 70 S ribosomes accessibility to cobra venom ribonuclease. J. Mol. Biol., 1981, v. 152, p. 699−721.
  106. Brow D.A., Noller H.F. Protection of ribosomal RNA from kethoxal in polyribosomes. Implication of specific sites in ribosome function. J. Mol. Biol., 1983, v, 163, p. 27−46.
  107. Meier N., Wagner R. Effects of the ribosomal subunit association on the chemical modification of the 16S and 23 S RNAs from Escherichia coli. -Eur. J. Biochem., 1985, v. 146, p. 83−87.
  108. Настоящая работа выполнена в лаборатории механизмов биосинтеза белка Института белка РАН (Пущино).
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!