Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Подходы к повышению эффективности гетерофазного анализа биомолекулярных маркеров

Диссертация: Подходы к повышению эффективности гетерофазного анализа биомолекулярных маркеров
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Биосенсорные устройства — аналитические системы, сочетающие в себе вышеперечисленные качества. В основе действия биосенсоров лежит процесс высокоспецифичного распознавания анализируемых молекул-мишеней. Роль биосенсора — обеспечить платформу, позволяющую перевести факт обнаружения аналита (образования комплекса НК-зонд/мишень, антиген/антитело, лиганд/рецептор) в аппаратно или визуально… Читать ещё >

Подходы к повышению эффективности гетерофазного анализа биомолекулярных маркеров (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Введение
  • 2. БИОСЕНСОРНЫЕ УСТРОЙСТВА: ПРИРОДНЫЕ И СИНТЕТИЧЕСКИЕ 9 СИСТЕМЫ РАСПОЗНАВАНИЯ обзор литературы)
    • 2. 1. Биосенсоры
      • 2. 1. 1. Детекция нуклеиновых кислот
        • 2. 1. 1. 1. Оптические методы детекции
        • 2. 1. 1. 1. 1 Флуоресцентная детекция
        • 2. 1. 1. 1. 2 Спектроскопия усиленного поверхностью комбинационного рассеяния 16 (КР)
        • 2. 1. 1. 1. 3 Поверхностный плазмонный резонанс
        • 2. 1. 1. 1. 4 Хемилюминесцентная детекция
        • 2. 1. 1. 1. 5 Биолюминесцентная детекция
        • 2. 1. 1. 1. 6 Колориметрическая детекция
        • 2. 1. 1. 2. Микромеханические (пьезоэлектрические) устройства
        • 2. 1. 1. 2. 1 Кварцевые кристаллические микровесы
        • 2. 1. 1. 2. 2 Микровесы на основе кантилевера для атомно-силовой микроскопии 26 (АСМ)
        • 2. 1. 1. 3. Электрохимические ДНК-сенсоры
        • 2. 1. 1. 3. 1 Электрохимические label-free биосенсоры
        • 2. 1. 1. 3. 1.1 Методы детекции, основанные на прямом переносе электронов в ДНК
        • 2. 1. 1. 3. 1.2 Методы, основанные на изменениях проводящих свойств поверхности
        • 2. 1. 1. 3. 1.3 Использование медиаторов в электрохимических методах детекции 33 ДНК
        • 2. 1. 1. 3. 2 Электрохимический анализ с использованием репортерных групп
        • 2. 1. 1. 3. 2.1 Электрохимический анализ ДНК, с использованием интеркаляторов и 34 малобороздочных лигандов
        • 2. 1. 1. 3. 2.2 Использование Ox/Red репортерных групп для амплификации сигнала в 35 ДНК-сенсорах с электрохимическим принципом детекции
    • 2. 2. Получение и применение биотехнологически значимых молекулярно 39 импринтированных полимеров
      • 2. 2. 1. Получение МИПов
      • 2. 2. 2. Классификация методов молекулярного импринтинга
        • 2. 2. 2. 1. Нековалентный импринтинг
        • 2. 2. 2. 2. Ковалентный импринтинг
        • 2. 2. 2. 3. Полуковалентный импринтинг
      • 2. 2. 3. МИПы на основе готовых полимеров
        • 2. 2. 3. 1. Полимерные мембраны и МИПы на основе капрона
        • 2. 2. 3. 2. МИПы на основе биополимеров
      • 2. 2. 4. Импринтинг биологических объектов
        • 2. 2. 4. 1. Трудности импринтинга биомолекул
        • 2. 2. 4. 2. Трехмерный импринтинг биомолекул
        • 2. 2. 4. 2. 1 Молекулярно импринтированные полимеры на основе гидрогелей
        • 2. 2. 4. 2. 2 Импринтинг с использованием композитных материалов
        • 2. 2. 4. 2. 3 Использование координирующих катионов металлов в процессе 65 импринтинга
        • 2. 2. 4. 2. 4 Подход антигенной детерминанты
        • 2. 2. 4. 3. Двумерный импринтинг (импринтинг на поверхности)
        • 2. 2. 4. 4. Импринтинг биологических объектов (вирусы, бактерии, клетки)
      • 2. 2. 5. Применение МИПов
        • 2. 2. 5. 1. Синтетические антитела in vivo

При решении фундаментальных и практических задач современной науки в области молекулярной биологии, биотехнологии и молекулярной диагностики особое внимание уделяется исследованиям, направленным на создание простых в экспериментальном отношении, недорогих, чувствительных и селективных методов анализа, обеспечивающих быстрое выявление биомолекул-маркеров в образце [1,2].

Биосенсорные устройства — аналитические системы, сочетающие в себе вышеперечисленные качества. В основе действия биосенсоров лежит процесс высокоспецифичного распознавания анализируемых молекул-мишеней [3]. Роль биосенсора — обеспечить платформу, позволяющую перевести факт обнаружения аналита (образования комплекса НК-зонд/мишень, антиген/антитело, лиганд/рецептор) в аппаратно или визуально регистрируемый сигнал [4]. Самыми известными примерами биосенсорных устройств являются биочипы [5, 6]. Разработка биосенсорного устройства требует согласования многих факторов, важное место среди которых отведено эффективности формирования специфического взаимодействия (связывания) между распознающим слоем биосенсора и анализируемой молекулой. Распознающий элемент биосенсора, как правило, представляет собой иммобилизованные биомолекулы, способные к специфическому связыванию аналита, следовательно, эффективность распознавания зависит от степени иммобилизации биомолекул на поверхность твердотельного носителя в составе биосенсорного устройства и их доступности для специфических взаимодействий. В основе любых биосенсорных систем лежит реализация молекулярного распознавания аналита и образование специфического комплекса. Однако не для всех молекул существуют природные аффинные агенты, обеспечивающие образование комплекса и выявление аналита. В таких случаях в качестве распознающего элемента биосенсора могут выступать искусственные конструкции, имитирующие природные агенты [7]. К таким конструкциям можно отнести молекулярно импринтированные полимеры (МИПы). МИПы — это полимеры, полученные в присутствии молекулы-шаблона (аналита) и способные (после удаления шаблона из состава полимера) к специфичному молекулярному распознаванию молекулы, подобной шаблону [см. напр., 8].

Для достоверной регистрации сигнала биосенсоры должны обладать высокой чувствительностью и специфичностью по отношению к определяемому компоненту. При этом чувствительность сенсора — то есть способность обнаруживать аналит в очень низких концентрациях — главным образом зависит от способа детекции формируемого комплекса, а специфичность определяется природой взаимодействия иммобилизованных на биосенсоре молекул с аналитом. Повышение эффективности гетерофазного анализа биомолекул возможно практически на каждом этапе создания и работы биосенсора, начиная с иммобилизации молекул на твердотельные носители до генерации сигнала анализа.

Цель данной работы — исследование перспектив использования различных типов материалов в качестве твердотельных подложек для гетерофазного анализа биомолекулярных объектов (главным образом, нуклеоиновых кислот и белков), а также разработка и оптимизация подходов к их быстрому и специфичному выявлению.

В ходе данной работы необходимо было решить следующие задачи:

• провести скрининг быстрых и эффективных способов иммобилизации биомолекул (НК и белков) на твердотельные носители различной природы (кремниевые слайды, кремниевые микроканальные матрицы (МКМ), микрочастицы из органических и неорганических полимеров, полимерные мембраны), основанных на использовании химически активированных или неактивированных подложек, в том числе с привлечением фотоиндуцируемых процессов;

• изучить процесс генерации сигнала гибридизационного анализа ДНК в гетерофазном формате, проводимого при ограниченном удлинении олигонуклеотидных зондов на ДНК-матрице с помощью ДНК зависимой ДНК-полимеразы Ткегтия ациаИсш (Тад ДНК-полимеразы) в изотермических условиях (минисеквенирование);

• разработать перспективные ДНК-диагностические подходы к высокоселективному гетерофазному анализу вариабельных сайтов в составе нуклеиновых кислот с помощью биочипов низкой плотности, создаваемых на основе мембранного капронового носителя и пригодных для генотипирования вирусных инфекций;

• получить молекулярно импринтированые полимеры (МИПы) на основе нейлона-6 (капрона) для специфичного связывания различных биомолекулярных маркеров, в том числе белковой и нуклеотидной природы.

5. ВЫВОДЫ.

1. Предложены новые подходы к повышению эффективности иммобилизации олигодезоксирибонуклеотидов на твердотельные носители различной природы, содержащие и не содержащие на поверхности химически активные группы.

Показано, что в водных условиях эффективность ковалентной иммобилизации олигонуклеотидов на микрочастицы, несущие на поверхности химически активные остатки активированных эфиров, изотиоционатов, дихлортриазина и др. повышается от 3 до 40 раз при наличии в реакционной смеси катионных поверхностно активных веществ цетилили додецил-триметиламмония бромидов в концентрациях от 0.8 до 22 мМ.

Продемонстрировано, что введение в структуру олигонуклеотидов короткого концевого декатимидилатного домена значительно повышает эффективность их УФ-индуцированной иммобилизации на нейлоне-6 (капроне), а также их фермент-зависимого мечения при гетерофазном выявлении специфических последовательностей ДНК. Представлены данные, свидетельствующие о том, что амидные, а не алифатические аминогруппы в структуре капрона являются центрами УФ-индуцированной фиксации олигонуклеотидных зондов.

2. Исследовано накопление продукта ограниченного удлинения (мечения) олигодезоксирибонуклеотидов с помощью Taq ДНК-полимеразы в составе комплексов с анализируемой ДНК в изотемпературных условиях (реакция минисеквенирования).

Установлено, что наиболее эффективное накопление продукта такой реакции вне зависимости от её формата (гомофазная или гетерофазная) происходит при температуре, близкой к температуре плавления комплексов олигонуклеотидный зонд/ДНК и продукт/ДНК. Предложена кинетическая схема процесса мечения зонда при минисеквенировании ДНК, позволяющая проводить количественный анализ эффективности образования сигнального продукта в зависимости от условий гибридизации, структуры зонда и продукта его ферментативного удлинения.

3. Предложены прототипы аналитических тест-систем для диагностики молекулярных маркеров белковой и нуклеотидной природы.

Продемонстрирована перспективность использования эллипсометрического анализа для прямой (label-free) визуализации нативных белков и белок-белковых комплексов, иммобилизованных на поверхности кремниевых пластин в отсутствие или при наличии поверхностного монослоя наночастиц золота. Разработаны подходы к получению ДНК-чипов низкой плотности на основе капроновых мембран, несущих УФ-иммобилизованные олигонуклеотидные зонды. Предложены прототипы тест-систем для выявления и генотипирования вируса гепатита С с помощью реакции минисеквенирования ДНК и для анализа высоковариабельных участков ДНК на наличие значимых нуклеотидных замен, обуславливающих, например, лекарственную устойчивость ВИЧ-1, с помощью ферментативного лигирования олигонуклеотидов.

4. Предложен удобный оригинальный подход к получению молекулярно импринтированных полимеров (МИПов) на основе капрона, основанный на переводе полиамидных цепей из растворенного в твердотельное состояние в присутствии молекулы-шаблона. С использованием 2,2,2-трифторэтанола в качестве основного растворителя получены МИПы, проявляющие способность к специфическому связыванию различных низкои высокомолекулярных шаблонов, в том числе нуклеотидной и белковой природы, с коэффициентами селективности от 1.4 до 4.6.

4.5.

Заключение

.

Таким образом, в ходе данной работы исследованы разные этапы разработки подходов к анализу биомолекул. Высокая эффективность иммобилизации олигонуклеотидных зондов на твердотельный носитель, а также чувствительная и специфичная схема фермент-опосредованного выявления заданной последовательности ДНК позволила создать системы анализа точечных мутаций.

Предложен простой и удобный подход к формированию капроновых молекулярно импринтированных полимеров, способных к специфичному связыванию различных молекул-шаблонов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Vo-Dinh Т., Cullum В. Biosensors and biochips: advances in biological and medical diagnostics // J. Anal. Chem. 2000. V. 366. P. 540−551.
  2. Monk D.J., Walt D.R. Optical fiber-based biosensors // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 379. P. 931 945.
  3. Chambers J.P., Arulanandam B.P., Matta L.L., Weis A., Valdes J.J. Biosensor recognition elements // Curr. Issues Mol. Biol. 2008. У. 10. P. 1−12.
  4. С.Д. Биосенсоры // Соросовский образовательный журнал. 1997. Т. 1. С. 45−49.
  5. Diehl F., Grahlmann, Beier М., Hoheisel J.D. Manufacturing DNA microarrays of high spot homogeneity and reduced background signal // Nucl. Acids Res. 2001. V. 29. e38.
  6. Wilson D., Nock S. Recent developments in protein microarray technology // Angew. Chem. Int. End. 2003. V. 42. P. 494−500.
  7. Cai D., Ren L., Zhao H., Xu C., Zhang L., Yu Y., Wang H., Lan Y" Roberts M.F., Chuang J., Naughton M.J., Ren Z., Chiles T.C. A molecular imprint nanosensor for ultrasensitive detection of proteins // Nat. Nanotechnol. 2010. У. 5(8). P. 597−601.
  8. . Химические и биологические сенсоры: пер. с англ. М.: Техносфера. 2005. 336 с.
  9. Kerman К., Ozkan D., Kara P., Erdem A., Meric В., Nielsen P. E., Ozsoz M. Label-free bioelectronic detection of point mutation by using peptide nucleic acid probes // Electroanalysis. 2003. V. 15. P. 667−670.
  10. Ha T. Single-molecule fluorescence methods for the study of nucleic acids // Current Opinion in Structural Biology. 2001. V. 11. P. 287−292.
  11. Kricka L.J., Nucleic acid detection technologies labels, strategies, and formats // Clin. Chem. 1999. V. 45(4). P. 453−458.
  12. Gautier C., Cougnon C., Pilard J.F., Casse N.J. Label-free detection of DNA hybridization based on EIS investigation of conducting properties of functionalized polythiophene matrix // Electroanal. Chem. 2006. У. 587. P. 276−280.
  13. Vo-Dinh Т., Alarie J.P., Isola N., Landis D., Wintenberg A.L., Ericson M.N. DNA biochip using a phototransistor integrated circuit// Anal. Chem. 1999. V. 71. P. 358−363.
  14. Homola J., Vaisocherova H., Dostalek J., Piliarik M. Multi-analyte surface plasmon resonance biosensing // Methods. 2005. V. 37. P. 26−29.
  15. Mo Z.H., Wei X.L. Toward hybridization assays without PCR using universal nanoamplicons // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 2219−2223.
  16. Hansen K.M., Thundat T. Microcantilever biosensors // Methods. 2005. V. 37. P. 57−64.
  17. Mascini M., Palchetti I., Marrazza G. DNA electrochemical biosensors // Fresenius J. Anal. Chem. 2001. V. 369. P. 15−22.
  18. Wang J. Electrochemical nucleic acid biosensors // Anal. Chim. Acta. 2002. V. 469. P. 63−71.
  19. Zhang Y., Zhang K., Ma H. Electrochemical DNA biosensors based on gold nanoparticles / cysteamine / poly (glutamic acid) modified electrode // Am. J. Biomed. Sci. 2009. V. 1. P. 115−125.
  20. Waggoner P. S., Craighead H.G. Micro- and nanomechanical sensors for environmental, chemical, and biological detection // Lab Chip. 2007. V. 7. P. 1238−1255.
  21. Lucarelli F. Tombellia S. Minunnia M. Marrazzaa G. Mascinia M. Electrochemical and piezoelectric DNA biosensors for hybridisation detection // Anal. Chim. Acta. 2008. V. 609. P. 139−159.
  22. Khrapko K.R., Lysov Yu.P., Khorlyn A.A., Shick V.V., Florentiev V.L., Mirzabekov A.D. An oligonucleotide hybridization approach to DNA sequencing // FEBS Lett. 1989. V. 256. P. 118−122.
  23. Cao W. DNA ligases and ligase-based technologies // Clin. Appl. Immunol. Rev. 2001 V. 2. P. 3343.
  24. Hu Y.W., Balaska E" Kessle G., Issid C., Scully L.J., Murphy D.G., Rinfret A., Giulivi A., Scalia V., Gill P. Primer specific and mispair extension analysis (PSMEA) as a simple approach to fast genotyping//Nucl. Acids Res. 1998. V. 26. P. 5013−5015.
  25. Carlson C.S., Newman T.L., Nickerson D.A. SNPing in the human genome // Curr. Opin. Chem. Biol. 2001. V. 5. P. 78−85.
  26. He L., Musick M.D., Nicewarner S.R., et al. Colloidal Au-enhanced surface plasmon resonance for ultrasensitive detection of DNA hybridization // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. P. 9071−9077.
  27. Лысов Ю. А, Флорентьев B. H, Хорлин А. В, и др. Определение нуклеотидной последовательности ДНК гибридизацией с олигонуклеотидами. Новый метод // ДАН СССР. 1988. Т. 303. С. 1508−1511.
  28. Iqbal S.M., Akin D., Bashir R. Solid-state nanopore channels with DNA selectivity // Nat. Nanotechnol. 2007. V. 2. P. 243−248.
  29. Benoit V., Steel A., Torres M., Yu Y., Yang H., Cooper J. Evaluation of three-dimensional microchannel glass biochips for multiplexed nucleic acid fluorescence hybridization assays // Anal. Chem. 2001. V.73. P. 2412−2420.
  30. С.И., Пышный Д. В., Вандышева H.B., Ломзов A.A., Бубликов A.B. Кремниевая микроканальная матрица для биочиповых технологий // Нано- и микросистемная техника 2007. Т. 86.С. 55−61.
  31. Xu D.K., Ma L.R., Liu Y.Q., Jiang Z.H., Liu Z.H. Development of chemiluminescent biosensing of nucleic acids based on oligonucleotide-immobilized gold surfaces // Analyst. 1999. V. 124. P. 533−537.
  32. Cardullo R.A., Agrawal S., Flores C., Zamecnik P.C., Wolf D.E. Detection of nucleic acid hyridizaion by nonradiactive fluorescence resonanse energe transfer // Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 1988. V. 85. P. 8790−8794.
  33. Giesendorf В., Vet J., Tyagi S., Mensink E., Trijbels F., Blom H.J. Molecular beacons: a new approach for semiautomated mutation analysis // Clin. Chem. 1998. V. 44. P. 482−486.
  34. Strohsahl C.M., Du H., Miller B.L., Krauss T.D. Towards single-spot multianalyte molecular beacon biosensors // Talanta. 2005. V. 67. P. 479−583.
  35. Zhao X., Tapec-Dytioco R., Tan W. Ultrasensitive DNA detection using highly fluorescent bioconjugated nanoparticles // J. Am. Chem. Soc. 2003. V. 125. P. 114−118.
  36. Somers R. C., Bawendi M. G., Nocera D. G. Cd-Se nanocrystal based chem-/bio- sensors // Chem. Soc. Rev. 2007. V. 36. P. 579−583.
  37. Fleischmann M. Raman spectra of pyridine adsorbed at a silver electrode // Chem. Phys. 1974. V. 26. P.163−166.
  38. Yonzon C.R., Stuart D.A., Zhang X., McFarland A.D., Haynes C.L. Towards advanced chemical and biological nanosensors // Talanta. 2005. V. 67. P. 438−448.
  39. Cao Y.W., Jin R.C., Mirkin C.A. Nanoparticles with Raman spectroscopic fingerprints for DNA and RNA detection // Science. 2002. V. 297. P. 1536−1540.
  40. Vo-Dinh Т., Houck K., Stokes D.L. Surface-enhanced Raman gene probes //Anal. Chem. 1994. V. 66. P.3379−3383.
  41. Wabuyele M.B., Vo-Dinh T. Detection of human immunodeficiency virus type 1 DNA sequence using plasmonics nanoprobes // Anal. Chem. 2005. V. 77. P. 7810−7815.
  42. Kukanskis K., Elkind J., Melendez J., Murphy Т., Miller G., Garner H. Detection of DNA hybridization using the TISPR-1 surface plasmon resonance biosensor // Anal. Biochem. 1997. V. 274. P. 7−17.
  43. Marchand G., Broyer P., Lanet V., Delattre C., Foucault F., Menou L., Calvas В., Mallard F., Opto-electronic DNA chip-based integrated card for clinical diagnostics // Biomed. Microdevices. 2008. V. 10. P. 35−45.
  44. Marquette C.A., Thomas D., Degiuli A., Blum L.J. Design of luminescent biochips based on enzyme, antibody, or DNA composite layers // Anal. Bioanal. Chem. 2003. V. 377. P. 922−926.
  45. Marquette C.A., Blum L.J. Conducting elastomer surface texturing: a path to electrode spotting Application to the biochip production // Biosens. Bioelectron. 2004. V. 20. P. 197−202.
  46. S.F. «Development of luminescent sensing systems with clinical applications» Doctoral Dissertations. 2011. Paper 184. (14−40). http://uknowledge.uky.edu/gradschooldiss/184
  47. Michelini E., Guardigli M., Magliulo M., Mirasoli M., Roda A., Simoni P., Baraldini M. Bioluminescent biosensors based on genetically engineered living cells in environmental and food analysis//Analytical Letters. 2006. V. 39. P. 1503−1515.
  48. B.B., Пышная И. А., Пышный Д. В., Франк JI.A. Высокочувствительный и быстрый метод выявления ДНК-фрагментов с использованием фотопротеина обелина как репортера // Биоорган. Химия. 2008. Т. 34. С. 792−798.
  49. Baptista P., Doria G., Henriques D., Pereira E., Franco R. Colorimetric detection of eukaryotic gene expression with DNA-derivatized gold nanoparticles // J. Biotechnol. 2005. V. 119. P. 111−117.
  50. Elghanian R., Storhoff J.J., Mucic R.C., Letsinger R.L., Mirkin C.A. Selective colorimetric detection of polynucleotides based on the distance-dependent optical properties of gold nanoparticles // Science. 1997. V. 277. P. 1078−1081.
  51. Thaxton C.S., Georganopoulou D.G., Mirkin C.A. Gold nanoparticle probes for the detection of nucleic acid targets // Clin. Chim. Acta. 2006. V. 363. P. 120−126.
  52. Li J., Chu X., Liu Y., Jiang J.H., He Z., Zhang Z., Shen G., Yu R.Q. A colorimetric method for point mutation detection using high-fidelity DNA ligase // Nucl. Acids Res. 2005. V. 33. e.168.
  53. Taton T.A., Mirkin C.A., Letsinger R.L. Scanometric DNA array detection with nanoparticle probes // Science. 2000. V. 289. P. 1757−1760.
  54. Mao X.L., Yang L.J., Su X.L. Li Y.B. A nanoparticle amplification based quartz crystal microbalance DNA sensor for detection of Escherichia coli 0157: H7 // Biosens. Bioelectron. 2006. V. 21.P. 1178−1181.
  55. Patolsky F., Lichtenstein A., Willner I. Amplified microgravimetric quartz-crystal-microbalance assay of DNA using oligonucleotide-functionalized liposomes or biotinylated liposomes // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. P. 418−419.
  56. Willner I., Patolsky F., Weizmann Y., Willner B. Amplified detection of single-base mismatches in DNA using microgravimetric quartz-crystal-microbalance transduction // Talanta. 2002. V. 56. P. 847−851.
  57. Su X., Robelek R., Wu Y., Wang G., Knoll W. Detection of point mutation and insertion mutations in DNA using a quartz crystal microbalance and MutS, a mismatch binding protein // Anal. Chem. 2004. V. 76. P. 489−494.
  58. Lang H.P., Hegner M., Gerber C. Cantilever array sensors // Mater. Tod. 2005. V. 8. P. 30−36.
  59. Datar R, Kim S, Jeon S, Hesketh P, Manalis S, Boisen A, Thundat T. Cantilever sensors: nanomechanical tools for diagnostics // MRS Bull. 2009. V.34. P. 449−454.
  60. Boisen A., Thundat T. Design and fabrication of cantilever array biosensors // Mater Tod. 2009. V. 12. P. 32−38.
  61. Ziegler C. Cantilever-based biosensors // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 379. P. 946−959.
  62. Lavrik N.V., Sepaniak M.J., Datskos P.G. Cantilever transducers as a platform for chemical and biological sensors // Rev. Sci. Instrum. 2004. V. 75. P. 22−29.
  63. Lechugaa L.M., Boisenb A. Highly sensitive polymerbased cantilever-sensors for DNA detection //Ultramicroscopy. 2005. V. 105. P. 215−222.
  64. Zhang J., Lang H.P., Huber F., Bietsch A., Grange W., Certa U., Mckendry R., Guntherodt H., Hegner M., Gerber C. Rapid and label-free nanomechanical detection of biomarker transcripts in human RNA // Nat. Nanotech. 2006. V. 1. P. 214−220.
  65. Backmann N., Zahnd C., Huber F., Bietsch A., Pluckthun A., Lang H.P., Guntherodt H.J., Hegner M., Gerber C. A label-free immunosensor array using single-chain antibody fragments // Proc Natl Acad Sci USA. 2005. V. 102. P. 14 587−14 592.
  66. Fritz J. Cantilever biosensors // Analyst. 2008. V. 133. P. 855−863.
  67. Calleja M., Nordstrom M., Alvarez M., Tamayo J., Lechuga L.M., Boisen A. Highly sensitive polymer-based cantilever-sensors for DNA detection // Ultramicroscopy. 2005. V. 105. P. 215−222.
  68. Fritz J., Bailer M.K., Lang H.P., Rothuizen H" Vettiger P., Meyer E., Guntherodt H.J., Gerber C., Gimzewski J.K. Translating biomolecular recognition into nanomechanics // Science. 2000. V. 288. P. 316−320.
  69. Drummond T.G., Hill M.G., Barton J.K. Electrochemical DNA sensors // Nat. Biotechnol. 2003. V. 21. P. 1192−1199.
  70. Mearns F.J., Wong E.L.S., Short K., Hibbert D.B., Gooding J.J. DNA biosensor concepts based on a change in the DNA persistence length upon hybridization // Electroanalysis. 2006. V. 18. P. 1971−1981.
  71. Merkoci A., Aldavert M., Marin S. New materials for electrochemical sensing V: Nanoparticles for DNA labeling // Trends Anal. Chem. 2005. V. 24. P. 341−345.
  72. Lin X.-H., Wu P., Chen W., Zhang Y.-F., Xia X.-H. Electrochemical DNA biosensor for the detection of short DNA species of Chronic Myelogenous Leukemia by using methylene blue // Talanta. 2007. V. 72. P. 468−473.
  73. Wang J., Rivas G., Fernandes J.R., Paz J.L.L., Jiang M., Waymire R. Indicator-free electrochemical DNA hybridization biosensor // Anal. Chim. Acta. 1998. V. 375. P. 197−201.
  74. Wang J., Kawde A.N. Pencil-based renewable biosensor for label-free electrochemical detection of DNA hybridization // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 431. P. 219−224.
  75. Wang J., Kawde A.N., Erdem A., Salazar M. Magnetic bead-based label-free electrochemical detection of DNA hybridization // Analyst. 2001. V. 126. P. 2020−2024.
  76. Fu Y., Yuan R., Chai Y., Zhou L., Zhang Y. Coupling of a reagentless electrochemical DNA biosensor with conducting polymer film and nanocomposite as matrices for the detection of the HIV DNA sequences // Anal. Lett. 2006. V. 39. P. 467−482.
  77. Gao Z., Agarwal A., Trigg A., Singh N., Fang C., Tung C.-H., Fan Y., Buddharaju K. D., Kong J. Silicon nanowire arrays for label-free detection of DNA // Anal. Chem. 2007. V. 79. P. 3291.
  78. Kasianowicz J. et al. Characterization of individual polynucleotide molecules using a membranechannel // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 770−773.
  79. Nakane J., Wiggin M., Marziali A. A nanosensor for transmembrane capture and identification of single nucleic acid molecules // Biophysic. J. 2004. V. 87. P. 615−621.
  80. Napier M. E., Loomis C. R" Sistare M. F., Kim J., Eckhardt A. E., Thorp H. H. Probing biomolecule recognition with electron transfer: electrochemical sensors for DNA hybridization // Bioconj. Chem. 1997. V. 8. P. 906−909.
  81. Popovich N. D. Mediated electrochemical detection of nucleic acids for drug discovery and clinical diagnostics // IVD Technol. 2001. V. 7. P. 36−40.
  82. Ito K., Hashimoto K., Ishimori Y. Quantitative analysis for solid-phase hybridization reaction and binding reaction of DNA binder to hybrids using a quartz crystal microbalance // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 327. P. 29−35.
  83. Liu S.H., Ye J.N., He P.G., Fang Y.H. Voltammetric determination of sequence-specific DNA by electroactive intercalator on graphite electrode // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 335. P. 239−243.
  84. Wlassoff W.A., King G.C. Ferrocene conjugates of dUTP for enzymatic redox labelling of DNA // Nucleic Acids Res. 2002.V. 30. e58.
  85. Azek F., Grossiord C., Joannes M., Limoges B., Brossier P. Hybridization assay at a disposable electrochemical biosensor for the attomole detection of amplified human cytomegalovirus DNA // Anal. Biochem. 2000. V. 284. P. 107−111.
  86. Xie H., Zhang C. Y., Gao Z. Q. Amperometric detection of nucleic acid at femtomolar levels with a nucleic acid/electrochemical activator bilayer on gold electrode//Anal. Chem. 2004. V. 76. P. 1611−1617.
  87. Sprinzl P. Electrochemical detection of micro RNA via gap hybridization assay // Anal. Chem. V. 82. P. 4434−4440.
  88. Erdem A., Pividori M.I., Lermo A., Bonanni A., Valle M., Alegret S. Genomagnetic assay based on label-free electrochemical detection using magneto-composite electrodes // Sens. Actuators. B. 2006. V. 114. P. 591−596.
  89. Wang J., Liu G., Merkoci A. Particle-based detection of DNA hybridization using electrochemical stripping measurements of an iron tracer// Anal. Chim. Acta. 2003. V. 482. P. 149−153.
  90. Peng H., Soeller C., Cannell M.B., Bowmaker G.A., Cooney R.P., Travas-Sejdic J. Electrochemical detection of DNA hybridization amplified by nanoparticles // Biosens. Bioelectron. 2006. V.21.P. 1727−1732.
  91. Kang J., Li X., Wu C., Lu X. A new scheme of hybridization based on the Aunano-DNA modiWed glassy carbon electrode // Anal. Biochem. 2007. V. 364. P. 165−170.
  92. Lee T.M., Cai H., Hsing I.M. Gold Nanoparticle-Catalyzed silver electrodeposition on an indium tin oxide electrode and its application in DNA hybridization transduction // Electroanalysis. 2004. V. 16. P. 1628−1632.
  93. Wang J., Polsky R., Xu D.K. Silver-enhanced colloidal gold electrochemical stripping detection of DNA hybridization // Langmuir. 2001. V. 17. P. 5739−5744.
  94. Hilt J.Z., Byrne M.E. Configurational biomimesis in drug delivery: molecular imprinting of biologically significant molecules // Advanced drug delivery reviews. 2004. V. 56. P. 1599−1620.
  95. Luo Y., Liu L., Li L., Deng Q. Chiral resolution of racemic 4-phenyl (benzyl)-2-oxazolidone by use of molecularly imprinted polymers // Chromatographia. 2007. V. 65. P. 675−679.
  96. Tamayo F.G., Turiel E., Mart’in-Esteban A. Molecularly imprinted polymers for solid-phase extraction and solid-phase microextraction: recent developments and future trends // J. Chromatogr. A. V. 2007. V. 1152. P. 32−40.
  97. Не С., Long Y., Pan J., Li K., Liu F. Application of molecularly imprinted polymers to solidphase extraction of analytes fromreal samples // J. Biochem. Biophys. Methods. 2007. V. 70. P. 133— 150.
  98. Haginaka J. Molecularly imprinted polymers for solid-phase extraction // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 379. P. 332−334.
  99. Lin Y.C., Pan H.H., Hwang C.C., Lee W.C. Side chain functionality dominated the chromatography of N-protected amino acid on molecularly imprinted polymer // J. Appl. Polym. Sci. 2007. V. 105. P. 3519−3524.
  100. Wei S., Mizaikoff B. Recent advances on noncovalent molecular imprints for affinity separations //J. Sep. Sci. 2007. V. 30. P. 1794−1805.
  101. A., Weiss R. Mizaikoff B. //Advanced solid phase extraction using molecularly imprinted polymers for the determination of quercetin in red wine // J. Agric. Food Chem. 2002. V. 50. P. 1804−1808.
  102. Ansell R., Ramstrom O., Mosbach K. Towards artificial antibodies prepared by molecular imprinting // Clin. Chem. 1996. V. 42. P. 1506−1512.
  103. Vlatakis G., Andersson L.I., Muller R., Mosbach K. Drug assay using antibody mimics made by molecular imprinting//Nature. 1993. V. 361. P. 645−647.
  104. Ramstrom O., Ye L., Mosbach K. Artificial antibodies to corticosteroids prepared by molecular imprinting // Chem. Biol. 1996. V. 3. P. 471−477.
  105. Piletsky S.A., Piletska E.V., Bossi A., Karim K., Lowe P., Turner A.P.F. Substitution of antibodies and receptors with molecularly imprinted polymers in enzyme-linked and fluorescent assays // Biosens. Bioelectron. 2001. V. 16. P. 701−707.
  106. Kim J.-M., Ahn K.-D., Strikovsky A.G., Wulff G. Polymer Catalysts by molecular imprinting: a labile covalent bonding approach // Bull. Korean Chem. Soc. 2001. V. 22. P. 689−692.
  107. Matsui J., Nicholls I.A., Karube I., Mosbach K. Carbon-carbon bond formation using substrate selective catalytic polymers prepared by molecular imprinting: an artificial class II aldolase // J. Org. Chem. 1996. V. 61. P. 5414−5417.
  108. Beach J.V., Shea K.J. Designed catalysts. A synthetic network polymer that catalyzes the dehydrofluorination of 4-fluoro-4-(p-nitrophenyl)butan-2-one // J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 379−380.
  109. Haupt K., Mosbach K. Moleculary imprinted polymers and their use in biomimetic sensors // Chem. Rev. 2000. V. 100. P. 2495−2504.
  110. Piletsky S.A., Piletskaya E.V., Panasyuk T. L, El’skaya A. V, Levi R., Karube I., Wulff G. Imprinted membranes for sensor technology: opposite behavior of covalently and noncovalently imprinted membranes // Macromolecules. 1998. V. 31. P. 2137−2140.
  111. Hillberg A.L., Brain K.R., Allender C.J. Molecular imprinted polymer sensors: implications for therapeutics // Adv. Drug Del. Reviews. 2005. V. 57. P. 1875−1889.
  112. M.B. Адсорбционные свойства и структура силикагеля // Журн. физ. Химии. 1931. Т. 2. С. 799−805.
  113. Pauling L. A theory of the structure and process of formation of antibodies // J. Am. Chem. Soc. 1940. V. 62. P. 2643−2657.
  114. Pauling L., Campbell D.H. The production of antibodies in vitro // Science. 1942. V. 95. P. 440−441.
  115. Dickey F.H. The preparation of specific adsorbents // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1949. V. 35. P. 227−229.
  116. Wulff G., Sarhan A. Use of polymers with enzyme-analogous structures for the resolution of racemates // Angew. Chem. Int. Ed. 1972. V. 11. P. 341−346.
  117. Arshady R., Mosbach M. Synthesis of substrate-selective polymers by host-guest polymerization // Macromol. Chem. Phys.-Makromol. Chem. 1981. V. 182. P. 687−692.
  118. Kempe M.N., Fischer L., Mosbach K. Chiral separation using molecularly imprinted heteroaromatic polymers // J. Mol. Recogn. 1993. V. 6. P. 25−29.
  119. Ramstrom О., Andersson L.I., Mosbach К. Recognition sites incorporating both pyridinyl and carboxy functionalities prepared by molecular imprinting // J. Org. Chem. 1993. V. 58. P. 7562−7564.
  120. Sellergren B. Polymer- and template-related factors influencing the efficiency in molecularly imprinted solid-phase extractions // Trends Anal. Chem. 1999. V. 18. P. 164−174.
  121. Cormack P.A.G., Elorza A.Z. Molecularly imprinted polymers: synthesis and characterization // J. Chromatogr. В V. 2004. V. 804. P. 173−182.
  122. Nicholls I.A., Rosengren J.P. Molecular imprinting of surfaces // Bioseparation. 2002. V. 10. P. 301−305.
  123. Wulff G. Molecular imprinting in cross-linked materials with the aid of molecular templates a way towards artificial antibodies //Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1995. V. 34. P. 1812−1832.
  124. Mosbach K., Ramstrom O. The emerging technique of molecular imprinting and its future impact on biotechnology // BioTechnology. 1996. V. 14. P. 163−170.
  125. Andersson L.I., Mosbach K. Enantiomeric resolution on molecularly imprinted polymers prepared with only non-covalent and non-ionic interactions // J. Chromatogr. 1990. V. 516. P. 313−322.
  126. Nicholls I.A., Ramstrom O., Mosbach K. Insights into the role of the hydrogen bond and hydrophobic effect on recognition in molecularly imprinted polymer synthetic peptide receptor mimics // J. Chromatogr. 1995. V. 691. P. 349−353.
  127. Dunkin I.R., Lenfeld J., Sherrington D.C. Molecular imprinting of flat polycondensed aromatic-molecules in macroporous polymers // Polymer. 1993. V. 34. P. 77−84.
  128. Piletsky S.A., Piletskaya E.V., Elgersma A.V., Yano K., Karube I. Atrazine sensing by molecularly imprinted membranes // Biosens. Bioelectron. 1995. V. 10. P. 959- 964.
  129. Nishino H., Huang C.-S., Shea KJ. Selective protein capture by epitope imprinting // Angew. Chem. Int. Ed. 2006. V. 45. P. 2392 -2396.
  130. О. Д., Жердев А. В., Дзантиев Б. Б. Молекулярно импринтированные полимеры и их применение в биохимическом анализе // Успехи биологической химии. 2006. Т. 46. С. 149−192.
  131. Wang. D., Hong P., Row K.H. Solid extraction of caffeine and theophylline from green tea by molecular imprinted polymers // Korean J. Chem. Eng. 2004. V. 24. P. 853−857.
  132. Karmalkar RN, Kulkarni MG, Mashelkar RA. Molecularly imprinted hydrogels exhibit chymotrypsin-like activity//Macromolecules. 1996. V. 29. P. 1366−1368.
  133. Shea K.J., Sasaki D.Y. On the control of microenvironment shape of functionalized network polymers prepared by template polymerization //J. Am. Chem. Soc. 1989. V. 111. P. 3442−3444.
  134. Ikegami Т., Mukawa T, Nariai H, Takeuchi T. // Bisphenol A-recognition polymers prepared by covalent molecular imprinting // Analitica Chimica Acta. 2004. V. 504. P. 131−135.
  135. Zimmerman S.C., Wendland M.S., Rakow N.A., Zharov I., Suslick K.S. Synthetic hosts by monomolecular imprinting inside dendrimers // Nature. V. 418. P. 399−403.
  136. Klein J.U., Whitcombe M.J., Mulholland F., Vulfson E.N. Template-mediated synthesis of a polymeric receptor specific to amino acid sequences // Angew. Chem. Int. Ed. 1999. V. 38. P. 29 572 060.
  137. Hwang C.-C., Lee W.-C. Chromatographic characteristics of cholesterol-imprinted polymers prepared by covalent and non-covalent imprinting methods // J. Chromatogr. A. 2002. V. 962. P. 69−78.
  138. Lin D.J., Chang C.L., Lee C.K., Cheng L.P. Fine structure and crystallinity of porous Nylon 66 membranes prepared by phase inversion in the water/formic acid/Nylon 66 system. // European Polymer Journal. 2006. V. 42. P. 356−367.
  139. Zhang Y., Coyne M.Y., Willi S.G., Levenson C.H., Kawasaki E.S. Single-base mutational analysis of cancer and genetic diseases using membrane bound modified oligonucleotides // Nucl. Acids Res. 1991. V. 19. P. 3929−3933.
  140. Bulte A.M.V., Folkers B., Mulder M.H.V., Smolders C.A. Membrane of semicrystalline aliphatic polyamide nylon 4,6: formation by diffusion-induced phase separation // J. Applied polymer science. 1993. V. 50. P. 13−26.
  141. Sneshkoff N., Crabb K., BelBruno J.J. An improved molecularly imprinted polymer film for recognition of amino acids // J. Applied polymer science. 2002. V. 86. P. 3611−3615.
  142. Liao-Ping Cheng, Dar-Jong Lin, Kai-Chuan Yang. Formation of mica-intercalated-nylon 6 nanocomposite membranes by phase inversion method // J. Memb. Sci. 2000. V 172. P. 157−166.
  143. Zhu X., Cai J., Yang J., Su Q., Gao Y. Films coated with molecular imprinted polymers for the selective stir bar sorption extraction of monocrotophos // J. Chromatogr. A. 2006. V. 1131. P. 37−44.
  144. Zeni M., Riveros R., de Souza J.F., Mello K., Meireles C., Filho G.R. Morphologic analysis of porous polyamide 6,6 membranes prepared by phase inversion // Desalination. 2008. V. 221. P. 294 297.
  145. Kho Y.W., Kalika D.S., Knutson B.L. Precipitation of nylon 6 membraned using compressed carbon dioxide // Polymer. 2001. V. 42. P. 6119−6127.
  146. Shamsuri A.A., Daik R., Ahmad I., Jumali M.H.H. Nylon-6/liquid natural rubber blends prepared via emulsion dispersion // Polym Res. 2009. V. 16. P. 381−387.
  147. Yan X., Liu G., Dickey M., Willson C.G. Preparation of porous polymer membranes using nano-or micro-pillar arrays as templates // Polymer. 2004. V. 45 P. 8469−8474.
  148. Fengna Xi., Jianmimn Wu, Xianfu Lin. Novel nylon-supported organic-inorganic hybrid membrane with hierarchical pores as a potential immobilized metal affinity adsorbent // J. Chromatogr. A. 2006. V. 1125. P. 38−51.
  149. Uragami T., Fujisawa T., Sugihara M. Studies on syntheses and permeabilities of special polymer membranes. Separation of binary organic solvent mixtures through nylon 12 membrane // Polymer bulletin. 1981. V. 5. P. 195−200.
  150. Reddy P. S., Kobayashi M., Fujii, N. Molecular imprinting in hydrogen bonding networks of polyamide nylon for recognition of amino acids // Chem. Lett. 1999. P. 293−294.
  151. Reddy P. S., Kobayashi T., Abe M., Fujii N. Molecular imprinted nylon-6 as a recognition material of amino acids // Eur. Polymer J. 2002. V. 38. P. 521−529.
  152. Yoshikawa M., Nagai Y., Moriguchi K., Hiraoka S. Chiral recognition ability of oligopeptide derivatives consisting of glutamyl residues // J. Appl. Polym. Sci. 2005. V. 95. P. 1302−1309.
  153. Yoshikawa M., Kawamura K., Ejima A., Aoki T., Sakurai S., Hayashi K., Watanabe K. Green polymers from Geobacillus thermodenitrificans DSM465 candidates for molecularly imprinted materials // Macromol. Biosci. 2006. V. 6. P. 210−215.
  154. Umeno D.- Kawasaki M.- Maeda M. Imprinting of proteins on polymer-coated DNA for affinity seperation with enhanced selectivity // ACS Symp. Ser. 1998. V. 703. P. 202−216.
  155. Kempe M., Mosbach K. Separation of amino acids, peptides and proteins on molecularly imprinted stationary phases //J. Chromatogr. A. 1995. V. 691. P. 317−323.
  156. Andersson L.I., Mosbach K. Enantiomeric resolution on molecularly imprinted polymers prepared with only non-covalent and non-ionic interactions // J. Chromatogr. 1990. V. 516. P. 313 322.
  157. Anderson L.I., O’Shannessy D.J., Mosbach K. Molecular recognition in synthetic polymers: preparation of chiral stationary phases by molecular imprinting of amino acid amides // J. Chromatogr. 1990. V. 513. P. 167−179.
  158. Janiac D.S., Kofinas P. Molecular imprinting of peptides and protein in aqueous media // Anal. Bioanal. Chem. 2007. V. 389. P. 399−404.
  159. Haupt K., Dzgoev A., Mosbach K. Assay system for the herbicide 2,4-dichlorophenoxyacetic acid using a molecularly imprinted polymer as an artificial recognition element // Anal. Chem. 2008. V. 70. P. 628−631.
  160. Baggiani C., Giraudi G., Giovannoli C., Trotta F., Vanni A. Chromatographic characterization of molecularly imprinted polymers binding the herbicide 2,4,5-trichlorophenoxyacetic acid // J. Chromatogr. A V. 2000. V. 883. P. 119−126.
  161. Xe F., Wu J., Lin X. Novel nylon-supported organic-inorganic hybrid membrane with hierarchical pores as a potential immobilized metal affinity adsorbent // J. Chromatogr. A. 2006. V. 1125. P. 38−51.
  162. Vaidya A.A., Lele B.S., Kulkarni M.G., Mashelkar R.A. Creating a macromolecular receptor by affinity imprinting// J. Appl. Polym. Sci. 2001. V. 81. P. 1075−1083.
  163. Hjerten S., Liao J.L., Nakazato K., Wang Y., Zamaratskaia G., Zhang H.X. Gels mimicking antibodies in their selective recognition of proteins // Chromatographia. 1997. V. 44. P. 227−234.
  164. Ou S.H., Wu M.C., Chou T.C., Liu C.C. Polyacrylamide gels with electrostatic functional groups for the molecular imprinting of lysozyme // Anal. Chim. Acta. 2004. V. 504. P. 163−166.
  165. Venton D.L., Gudipati E. Entrapment of enzymes using organofunctionalized polysiloxane Copolymers // Biochim. Biophys. Acta. 1995. V. 1250. P. 117−125.
  166. Venton D.L., Gudipati E. Influence of protein on polysiloxane polymer formation Evidence for induction of complementary protein-polymer interactions // Biochim. Biophys. Acta. 1995. V. 1250. P. 126−136.
  167. Huang J., Zhang J., Zhang J., Zheng S. Template imprinting amphoteric polymer for the recognition of proteins // J. Appl. Polym. Sci. 2005. V. 95. P. 358−361.
  168. Guo T.Y., Xia Y.Q., Wang J., Song M.D., Zhang B.H. Chitosan beads as molecularly imprinted polymer matrix for selective seperation of proteins // Biomaterials. 2005. V. 26. P. 5737−5745.
  169. Shiomi T., Matsui M., Mizukami F., Sakaguchi K. A method for the molecular imprinting of hemoglobin on silica surfaces using silanes // Biomaterials. 2005. V. 26. P. 5564−5571.
  170. Kempe M., Glad M., Mosbach K. An approach towards surface imprinting using the enzyme ribonuclease // J. Mol. Recognit. 1995. V. 8. P. 35−39.
  171. Hart B.R., Shea K.J. Molecular imprinting for the recognition of N-terminal histidine peptides in aqueous solution // Macromolecules. 2002. V. 35. P. 6192−6201.
  172. Rachkov A., Minoura N., Shimizu T. Peptide separation using molecularly imprinted polymer prepared by epitope approach // Anal. Sci. 2001. V.17. P. 609−612.
  173. Tai D.-F., Lin C.-Y., Wu T.-Z., Huang J.-H., Shu P.-Y. Artificial receptors in serologic tests for the early diagnosis of dengue virus infection // Clin. Chem. 2006. V. 52. P. 1486−1491.
  174. Rachkov A., Minoura N. Recognition of oxytocin and oxytocin-related peptides in aqueous media using a molecularly imprinted polymer synthesized by the epitope approach // J. Chromatogr. A. 2000. V. 889. P. 111−118.
  175. Turner N.W., Jeans C.W., Brain K.R., Allender C.J., Hlady V., Britt D.W. From 3D to 2D: a review of the molecular imprinting of proteins // Biotechnol. Prog. 2006. V. 22. P. 1474−1489.
  176. Yilmaz E., Haupt K., Mosbach K. The use of immobilized templates a new approach in molecular imprinting // Angew. Chem. Int. Ed. 2000. V. 39. P. 2115−2118.
  177. Piletsky S.A., Piletskaya E.V., Sergeeva T.A., Panasyuk T.L., Elskaya A.V. Sensors molecularly imprinted self-assembled films with specificity to cholesterol // Sens. Actuators B. 1999. V. 60. P. 216−220.
  178. Г. В., Крутяков Ю. А. Материалы с молекулярными отпечатками: синтез, свойства, применение // Успехи химии. 2006. Т. 75. С. 998−1017.
  179. Bossi A., Piletsky S.A., Piletska E.V., Righetti P.G., Turner A.P.F. Surface-grafted molecularly imprinted polymers for protein recognition // Anal. Chem. 2001. V. 73. P. 5281−5286.
  180. Glad M., Norrlow O., Sellergren В., Siegbahn N., Mosbach K. Use of silane monomers for molecular imprinting and enzyme entrapment in polysiloxane-coated porous silica // J. Chromatogr. A. 1985. V. 347. P. 11−23.
  181. Titirici M.M., Sellergren B. Peptide recognition via hierarchical imprinting // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 378. P. 1913−1921.
  182. Shi H.Q., Tsai W.B., Garrison M.D., Ferrari S., Ratner B.D. Template-imprinted nanostructured surfaces for protein recognition // Nature. 1999. V. 398. P. 593−597.
  183. Hayden O., Lieberzeit P., Blaas D., Dickert F. Artificial antibodies for bioanalyte detection -sensing viruses and proteins // Adv. Funkt. Mater. 2006. V. 16. P. 1269−1278.
  184. Bolisay L.D., Culver J.N., Kofinas P. Molecularly imprinted polymers for tobacco mosaic virus recognition // Biomaterials. 2006. V. 27. P. 4165−4168.
  185. Jenik M., Schirhagl R., Schirk C., Hayden O., Lieberzeit P., Blaas D., Paul G., Dickert F.L. Sensing picornaviruses using molecular imprinting techniques on a quartz crystal microbalance // Anal. Chem. 2009. V. 81. P. 5320−5326.
  186. Lieberzeit P., Findeisen A., Mahner J., Samardzic R., Pitkanen J., Anttalainen O., Dickert F.L. Artificial receptor layers for detecting chemical and biological threats // Procedia Engineering. 2009. V. 5. P. 381−384.
  187. Seifner A., Lieberzeit P., Jungbauer C., Dickert F.L. Synthetic receptors for selectively detecting erythrocyte ABO subgroups //Anal. Chim. Acta. 2009. V. 651. P. 215−219.
  188. Hayden O., Bindeus R., Haderspock C., Mann K., Wirl В., Dickert F. Mass-sensetive detection of cell, viruses and enzymes with artificial receptors // Sens. Actuat. B. 2003. V. 91. P. 316−319.
  189. Aherne A., Alexander C., Payne M. J., Perez N., Vulfson E. N. Bacteria-mediated lithography of polymer surfaces // J. Am. Chem. Soc. 1996. V. 118. P. 8771−8772.
  190. Harvey S.D., Mong G.M., Ozanich R.M., Mclean J.S., Goodwin S.M., Valentine N.B., Fredrickson J.K. Preparation and evaluation of spore-specific affinity-augmented bio-imprinted beads // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 211−219.
  191. Xue X., Pan J., Xie H., Wangb J., Zhang S. Specific recognition of staphylococcus aureus by staphylococcus aureus protein A-imprinted polymers // React. Funct. Polymers. 2009. V. 69. P. 159 164.
  192. Briiggemann O., Haupt K., Ye L., Yil maz E., Mosbach K. New configurations and applications of molecularly imprinted polymers // J. Chromatogr. A. 2000. V. 889. P. 15−24.
  193. Kempe M., Mosbach K. Receptor-binding mimetics a novel molecularly imprinted polymer // Tetrahedron Lett. 1995. V. 36.P. 3563−3566.
  194. Nilsson K.G.I., Sakguchi K., Gemeiner P., Mosbach K. Molecular imprinting of acetylated carbohydrate derivatives into methacrylic polymers // J. Chromatogr. A. 1995. V. 707. P. 199−203.
  195. Schweitz L., Andersson L.I., Nilsson S. Molecular-imprint based stationary phases for capillary electrochromatography//J. Chromatogr. A. 1998. V. 817. P. 5−13.
  196. Nilsson K.G.I., Lindell J., Norrlow O., Sellergren B. Imprinted polymers as antibody mimetics and new affinity gels for selective separations in capillary electrophoresis // J. Chromatogr. A. 1994. V. 680. P. 57−61.
  197. Lin J.M., Nakagama Т., Uchiyama K., Hobo T. Molecularly imprinted polymer as chiral selector for enantioseparation of amino acids by capillary gel electrophoresis // Chromatographia. 1996. V. 43. P. 585−591
  198. Kriz D., Berggen-Kriz C., Andersson L.I., Mosbach K. Thin-layer chromatography based on the molecular imprinting technique // Anal.Chem. 1994. V. 66. P. 2636−2639.
  199. Martin P., Wilson I.D., Morgan D.E., Jones G.R., Jones K. Evaluation of a molecular-imprinted polymer for use in the solid phase extraction of propranolol from biological fluids // Anal. Commun. 1997. V. 34. P. 4517.
  200. Mullett W.M., Lai E.P.C. Determination of theophylline in serum by molecularly imprinted solidphase extraction with pulsed elution // Anal. Chem. 1998. V. 70. P. 3636−3641.
  201. Berggren C., Bayuodh S., Sherrington D., Ensing K. Use of molecularly imprinted solid-phase extraction for the selective clean-up of clenbuterol from calf urine // J. Chromatogr. A. 2000. V. 889. P. 105−110.
  202. Zander A., Findlay P., Renner T., Serllergren B., Swietlow A. Analysis of nicotine and its oxidation products in nicotine chewing gum by a molecularly imprinted solid phase extraction // Anal. Chem. 1998. V. 70. P. 3304−3314.
  203. Wulff G. Enzyme-like catalysis by molecularly imprinted polymers // Chem. Rev. 2002. V. 102. P. 1−27.
  204. K., Urata Y., Hirota S., Funakoshi Y., Sagawa T., Usui S., Yoshigana K. // J. Mol. Catal. A. 1995. V. 101. P. 111−114.
  205. Sellergren B., Shea K.J. Enantioselective ester hydrolysis catalyzed by imprinted polymers // Tetrahedron: Asymmetry. 1994. V. 5. P. 1403−1406.
  206. Li S., Ge Y., Turner A.P.F. A catalytic and positively thermosensitive molecularly imprinted polymer // Adv. Funct. Mater. 2011. V. 21. P. 1194−1200.
  207. Kim J., Ahn K., Strikovsky A., Wulff G. Polymer catalysts by molecular imprinting: a labile covalent bonding approach // Bull. Korean Chem, Soc. 2001. Vol. 22. P. 689.
  208. Liu X.-C., Mosbach K. Studies towards a tailor-made catalyst for the Diels-Alder reaction using the technique of molecular imprinting //Macromol. Rapid Commun. 1997. V. 18. P. 609 615.
  209. Beach J.V., Shea K.J. Designed catalysts. A synthetic network polymer that catalyzes the dehydrofluorination of 4-fluoro-4-(p-nitrophenyl)butan-2-one // J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 379−380.
  210. Liu X.-C., Mosbach K. Catalysis of benzisoxazole isomerization by molecularly imprinted polymers //Macromol.Rapid Commun. 1998. V. 19. P. 671−674.
  211. Hillberg A.L., Braun K.R., Allender C.J. Molecular imprinted polymer sensor: implications for therapeutics// Adv. Drug Del. Rev. 2005. V. 57. P. 1875−1889.
  212. Mujahid A., Lieberzeit P.A., Dickert F.L. Chemical sensors based on molecularly imprinted solgel materials //Materials. 2010. V. 3. P. 1196−2217.
  213. Kim D.C., Kang D.J. Molecular recognition and specific interactions for biosensing applications // Sensors. 2008. V. 8. P. 6605−6641.
  214. Andersson L., Mandenius C.F., Mosbach K. Studies on guest selective molccular recognition on an octadecyl silylated silicon surface using ellipsomctry // Tetrahedron Lett. 1988. V. 29. P. 54 375 440.
  215. Vlatakis G., Andersson L.I., Muller R., Mosbach K. Drug assay using antibody mimics made by molecular imprinting//Nature. 1993. V. 361. P. 645−647.
  216. Suriyanarayanan S., Cywinski P., Moro A., Mohr G., Kutner W. Chemosensors based on molecularly imprinted polymers // Top. Cur. Chem. 2010. P. 1−102.
  217. Guan G., Liu B., Wang Z., Zhang Z. Imprinting of molecular recognition sites on nanostructures and its applications in chemosensors // Sensors. 2008. V. 8. P. 8291−8320.
  218. Rathbone D., Bains A. Tools for fluorescent molecularly imprinted polymers// Biosens. Bioelectron. 2005. V. 20. P. 1438−1442.
  219. Leung M., Chow С., Lam M. A sol-gel derived molecular imprinted luminescent PET sensing material for 2,4-dichlorophenoxyacetic acid // J. Mater. Chem. 2001. V. 11. P. 2985−2991.
  220. С. Г., Ирха В. В., Кузнецова А. Ю. и др. Использование полимеров с молекулярными отпечатками в процессах разделения и концентрирования органических соединений // Журнал аналит. химии. 2004. Т. 59. С. 902−912.
  221. Haupt К. Molecularly imprinted polymers in analytical chemistry // Analyst. 2001. V. 126. P. 747−756.
  222. Hoshino Y., Kodama Т., Okahata Y., Shea K. Peptide imprinted polymer nanoparticles: a plastic antibody//J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 15 242−15 243.
  223. Cai W., Gupta R.B. Molecular-imprinted polymers selective for tetracycline binding // Sep. Purif. Technol. 2004. V. 35. P. 215−221.
  224. Andersson L.I., Muller R., Vlatakis G., Mosbach. K. Mimics of the binding sites of opioid receptors obtained by molecular imprinting of enkephalin and morphine // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1995. V. 92. P. 4788−4792.
  225. Hsu H., Chen L., Ho K. Colorimetric detection of morphine in a molecularly imprinted polymer using an aqueous mixture of Fe3+ and Fe (CN)6.3- //Anal. Chim. Acta. 2004. V. 504. P. 141−147.
  226. Lubke C., Lubke M., Whitcombe M.J., Vulfson E.N. Imprinted polymers prepared with stoichiometric template monomer complexes: efficient binding of ampicillin from aqueous solutions // Macromolecules. 2000. V. 33. P. 5098−5105.
  227. Cheong S., Rachkov A.E., Park J., Yano K., Karube I. Synthesis and binding properties of a noncovalent molecularly imprinted testosterone-specific polymer // J. Polym. Sci. A. 1998. V. 36, P. 1725−1732.
  228. Cheong S.H., McNiven S., Rachkov A., Levi R., Yano K., Karube I. Testosterone receptor binding mimic constructed using molecular imprinting // Macromolecules. 1997. V. 30. P. 1317−1322.
  229. D’Agostino G., Alberti G., Biesuz R., Pesavento M. Potentiometric sensor for atrazine based on a molecular imprinted membrane // Biosens. Bioelectron. 2006. V. 22. P. 145−152.
  230. Piletsky S.A., Andersson H.S., Nicholls I.A. Combined hydrophobic and electrostatic interaction-based recognition in molecularly imprinted polymers // Macromolecules. 1999. V. 32. P. 633−636.
  231. Sibrian-Vazquez M., Spivak D.A. Molecular imprinting made easy // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P.7827−7833.
  232. Parmpi P., Kofinas P. Biomimetic glucose recognition using molecularly imprinted polymer hydrogels // Biomaterials. 2004. V. 25. P. 1969−1973.
  233. Striegler S., Dittel M. Evaluation of new strategies to prepare templated polymers with sufficient oligosaccharide recognition capacity// Anal. Chim. Acta. 2003. V. 484. P. 53−62.
  234. Longo L., Vasapollo G. Phthalocyanine-based molecularly imprinted polymers as nucleoside receptors // Met. Based. Drugs. 2008. V. 2008. P 1−5.
  235. Mathew J., Buchardt O. Molecular imprinting approach for the recognition of adenine in aqueous medium and hydrolysis of adenosine 5'-triphosphate // Bioconjug. Chem. 1995. V. 6. P. 524−528.
  236. Spivak D.A., Shea K.J. Investigation into the scope and limitations of molecular imprinting with DNA molecules // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 435. P. 65−74.
  237. Spivak D.A., Shea K.J. Binding of nucleotide bases by imprinted polymers // Macromolecules. 1998. V.31. P. 2160−2165.
  238. Burow M, Minoura N. Molecular imprinting: Synthesis of polymer particles with antibody-likebinding characteristics for glucose oxidase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. V. 227. P. 419−422.
  239. Demirel G., Ozcetin G., Turan E., Caykara T. PH/temperature-sensitive imprinted ionic poly (N-tert-butylacrylamide-co-acrylamide/maleic acid) hydrogels for bovine serum albumin // Macromol. Biosci. 2005. V. 5. P. 1032−1037.
  240. Huang C-S. Compositions and methods for capturing, isolating, detecting, analyzing and quantifying macromolecules // U.S. Patent. 6,979,573. 2005.
  241. Liao J.L., Wang Y., Hjerten S. Novel support with artificially created recognition for the selective removal of proteins and for affinity chromatography // Chromatographia. 1996. V. 42. P. 259−262.
  242. Tong D., Hetenyi C., Bikadi Z., Gao J.P., Hjerten S. Some studies of the chromatographic properties of gels ('artificial antibodies/ receptors') for selective adsorption of proteins // Chromatographia. 2001. V. 54. P. 7−14.
  243. Rachkov A., Hu M.J., Bulgarevich E., Matsumoto T., Minoura N. Molecularly imprinted polymers prepared in aqueous solution selective for Sar (l), Ala (8) angiotensin II // Anal. Chim. Acta. 2004. V. 504. P. 191−197.
  244. Rachkov A., Minoura N. Towards molecularly imprinted polymers selective to peptides and proteins. The epitope approach // Biochim. Biophys. Acta. 2001. V. 1544. P. 255−266.
  245. Guo T.Y., Xia Y.Q., Hao G.J., Song M.D., Zhang B.H. Adsorptive seperation of hemoglobin by molecularly imprinted polymers // Biomaterials. 2004. V. 25. P. 5905−5912.
  246. Shi H.Q., Ratner B.D. Template recognition of protein-imprinted polymer surfaces // J. Biomed. Mater. Res. 2000. V. 49. P. 1−11.
  247. Pang X., Cheng G., Lu S., Tang E. Synthesis of Polyacrylamide gel beads with electrostatic functional groups for the molecular imprinting of bovine serum albumin // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 384. P. 225−230.
  248. Hirayama K., Burow M., Morikawa Y., Minoura N. Synthesis of polymer-coated silica particles with specific recognition sites for glucose oxidase by the molecular imprinting technique // Chem. Lett. 1998. V. 8. P. 731−732.
  249. Hirayama K., Kameoka K. Synthesis of polymer particles with specific binding sites for lysozyme by a molecular imprinting technique and its application to a quartz crystal microbalance sensor // Bunseki Kagaku. 2000. V. 49. P. 29−33.
  250. Hirayama K., Sakai Y., Kameoka K. Synthesis of polymer particles with specific lysozyme recognition sites by a molecular imprinting technique // J. Appl. Polym. Sci. 2001. V. 81. P. 3378— 3387.
  251. Rick J., Chou T.C. Imprinting unique motifs formed from protein-protein associations // Anal. Chim. Acta. 2005. V. 542. P. 26−31.
  252. Rick J., Chou T.C. Enthalpy changes associated with protein binding to thin films // Biosens. Bioelectron. 2005. V. 20. P. 1878−1883.
  253. Ramanaviciene A., Ramanavicius A. Molecularly imprinted polypyrrole-based synthetic receptor for direct detection of bovine leukemia virus glycoproteins // Biosens. Bioelectron. 2004. V. 20. P. 1076−1082.
  254. Chou J., Rick J., Chou T.C. C-reactive protein thin-film molecularly imprinted polymers formed using a micro-contact approach // Anal. Chim. Acta. 2005. V. 542. P. 20−25.
  255. Bolisay L.D., Culver J.N., Kofinas P. Optimization of virus imprinting methods to improve selectivity and reduce nonspecific binding // Biomacromolecules. 2007. V. 8. P. 3893−3899.
  256. Bolisay L.D., Kofinas P. Imprinted polymer hydrogel for separation of viruses // Macromol. Symp. 2010. V. 291−292. P. 302−306.
  257. Durand М., Chevrie К., Chassignol М., Thuong N.T., Maurizot J.С. Circular dichroism studies of an oligonucleotide containing a hairpin loop made of a hexaethylene glycol chain: conformation and stability//Nucl. Acids Res. 1990. V. 18. P. 6353−6359.
  258. Maxam A., Gilbert W. A new method for sequencing DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. P. 560−564.
  259. E. //In: Handbook of Biochemistry and Molecular Biology: Nucleic Acids/ Ed Fasman G.D. Clevland: CRC Press, 1975. 1. P. 589.
  260. , C.X., Белавин, П.А., Шишкина, И.Г., Зарытова, В.Ф., Гаврюченкова, Л.П., Морозов, С. Н. Иммобилизованные олигонуклеотиды как аффинные сорбенты для эндонуклеаз рестриции // Биоорган, химия. 1989. Т. 15. С. 358−362.
  261. Salterton Е., Shepard R.S., Ward P. Solid phase synthesis of conotorin G1 // J. Chem. Soc. Perkin Trans. I. 1985. — P. 2065−2073
  262. Goss T.A., Bard M., Jarrett H.W. High-performance affinity chromatography of DNA // J. Chromatography. 1990. V. 508. P. 279−287.
  263. И.Г. Олигодезоксирибонуклеотиды, содержащие сорбенты для афинной хроматографии нуклеиновых кислот и белков. Дис. канд. хим. наук. Новосибирск. НИБХ СО РАН. 1997.
  264. , И.Г., Левина, А.С., Зарытова, В. Ф. Аффинные сорбенты, содержащие нуклеиновые кислоты и их сорбенты // Успехи химии. 2001. Т. 70. С. 581−607.
  265. Tatman G.T., Huynh М., Barker D., Zhao С. Synthetic modification of silica beads that allows for sequential attachment of two different oligonucleotides // Bioconj. Chem. 2006. V. 17. P. 841−848.
  266. Cans A.S., Dean S.L., Reyes F.E., Keating C.D. Synthesis and characterization of enzyme-Au bioconjugates: HRP and fluorescein-labeled HRP // Nanobiotechnol. 2007. V. 3. P. 12−22.
  267. Beaucage S.L. Strategies in the preparation of DNA oligonucleotide arrays for diagnostic applications // Curr. Med. Chem. 2001. V. 8. P. 1213−1244.
  268. Steinberg-Tatman G., Huynh M., Barker D., Zhao C. Synthetic modification of silica beads that allows for sequential attachment of two different oligonucleotides // Bioconj. Chem. 2006. V. 17. P. 841−848.
  269. Nakahara M., Inoue T. Highly Efficient and uniform single stranded DNA Immobilization using a phase-transfer catalyst // e-J. Surf. Sci. Nanotech. 2005. V. 3. P. 511−517.
  270. Lin C., Lin K. Determination of critical micelle concentration and interactions between cephalosporins and charged surfactants // J. of Chromatography A. 2000. V. 868. P. 313−316.
  271. H.B., Ломзов A.A., Бубликов A.B., Пышный Д. В., Романов С. И. Кремниевая микроканальная матрица для биочиповых технологий // Нано- и микросистемная техника. 2007. Т.9. С. 55−61.
  272. И.А. «Мостиковые» олигонуклеотиды как перспективные инструменты в антисенс технологии и ДНК-диагностике // Диссертация кандидата химических наук. Новосибирск. ИХБФМ СО РАН.2006.
  273. Л.А., Богатырев В. А. Наночастицы золота: получение, функционализация, использование в биохимии и иммунохимии // Успехи химии. 2007. Т. 76. С. 199−213.
  274. Ю.Г. Курс коллоидной химии. Поверхностные явления и дисперсионные системы. Химия. Москва. 1989.
  275. Lin D.J., Chang C.L., Lee С.К., Cheng L.P. Fine structure and crystallinity of porous Nylon 66 membranes prepared by phase inversion in the water/formic acid/Nylon 66 system. // Eur. Polym. J. 2006. V. 42. P. 356−367.
  276. Zhang Y., Coyne M.Y., Willi S.G., Levenson C.H., Kawasaki E.S. Single-base mutational analysis of cancer and genetic diseases using membrane bound modified oligonucleotides // Nucl. Acids Res. 1991. V. 19. P. 3929−3933.
  277. Saiki R.K., Walsh P. S., Levenson C.H., Erlich H.A. Genetic analysis of amplified DNA with immobilized sequence-specific oligonucleotide probes // Proc. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 62 306 234.
  278. Church G.M., Gilbert W. Genomic sequencing // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 1991−1995.
  279. Saito I., Sugiyama H., Furukawa N., Matsuura T. Photochemical ring opening of thymidine and thymine in the presence of primary amines // Tetrahedron Letters. 1981. V. 22. P. 3265 3268.
  280. C.M., Адаричев В. А., Дымшиц Г. М. Иммобилизация ДНК на микропористых мембранах с помощью УФ-облучения //Биоорган. Химия. 1992. Т. 18. С. 52−62.
  281. И.А., Виноградова О. А., Кабилов М. Р., Иванова Е. М., Пышный Д. В. Мостиковые олигонуклеотиды молекулярные зонды для исследования фермент-субстратного взаимодействия и аллель-специфичного анализа ДНК // Биохимия. 2009. Т. 74. № 9. С. 123−125.
  282. Bukh J., Purcell R.H., Miller R.H. Sequence analysis of the 5' noncoding region of hepatitis С virus// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 4942^1946.
  283. O.A., Пышная И. А., Зарытова В. Ф., Иванова Е. М., Пышный Д. В. Повышение эффективности гибридизационного анализа путем ограниченной фрагментации ДНК-пробы // Молекуляр. Биология. 2007. V. 41. Р. 163−172.
  284. Н.К., Будовский Е. Д., Свердлов Е. Д., Симукова Н. А., Турчинский М. Ф., Шибаев В. Н. Органическая химия нуклеиновых кислот: Издательство «Химия». 1970.
  285. R.O. //in Photochemical and photobiological reviews N.Y. ed. Smith K.C. 1979. V. 4. P. 267−330.
  286. Thanki P., Singh R. Photo-oxidative degradation of nylon 66 under accelerated weathering // Polymer. 1998. V. 39. P. 6363−6367.
  287. Thanki N.P., Ramesh C., Singh R. Photo-irradiation induced morphological changes in nylon 66 // Polymer. 2001. V. 42. P. 535−538.
  288. Thanki P., Singh R. Effect of dye-bath pH on photochemical behavior of anthraquinone acid blue dye on nylon 66 // Macromol. Mater. Eng. 2001. V. 286. P. 756−760.
  289. Carroccio S., Puglisi C. New vistas in the photo-oxidation of nylon 6 // Macromolecules. 2003. V. 36. P. 7499−7507.
  290. Do С., Pearce E., Bulkin В., Reimschuessel H. FT-IR spectroscopic study on the photo and photooxidative degradation of nylons // J. Polym. Sci. A Polym. Chem. 2003. V. 25. P. 2301−2321.
  291. Liu Q., Schurter L.M., Muller C.E., Aloisio S., Francisco J.S., Margerum D.W. Kinetics and mechanisms of aqueous ozone reactions with bromide, sulfite, hydrogen sulfite, iodide, and nitrite ions // Inorg. Chem. 2001. V. 40. P. 4436−4442.
  292. Sakamoto Y., Yabushita A., Kawasaki M., Enami S. Direct emission of chem. 12 molecule and IO radical from the heterogeneous reactions of gaseous ozone with aqueous potassium iodide solution// J. Phys. Chem. A. 2009. V. 113. P. 7707−7713.
  293. Flyunt R., Theruvathu J., Leitzke A., von Sonntag C. The reaction of thymine and thymidine with ozone // J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2002. V. 2. P. 1572−1582.
  294. Dubiley S., Kirillov E., Mirzabekov A. Polymorphism analysis and gene detection by minisequencing on an array of gel-immobilized primers //Nucl. Acids Res. 1999. V. 27. el9.
  295. А.А., Пышная И. А., Иванова E.M., Пышный Д. В. Термодинамические параметры для расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов //Док. Акад. Наук. 2006. Т. 409. С. 266−270.
  296. Bassler Н.А., Flood S.J.A., Litvak K.J., Marmaro J., Knorr R., Batt C.A. Use of a fluorogenic probe in a PCR-based assay for the detection of Listeria monocytogenes// Appl. Environ. Microbiol. 1995. P.3724−3728.
  297. Yamane A. MagiProbe: a novel fluorescence quenching based oligonucleotide probe carrying a fluorophore and an intercalator // Nucl. Acids Res. 2002. V. 30. e97.
  298. Lawyer F.C., Stoffel S., Saiki R.K., Myambo K., Drummond R., Gelfand D.H. Isolation, characterization, and expression in Escherichia coli of the DNA polymerase gene from Thermus aquaticus II // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 6427−6437.
  299. SantaLucia J., Hicks D. The thermodynamics of DNA structural motifs // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2004. V. 33. P. 415−440.
  300. Pyshnyi D.V., Lomzov A.A., Pyshnaya I.A., Ivanova E.M. Hybridization of the bridged oligonucleotides with DNA: thermodynamic and kinetic studies // J. Biomol. Struct. Dyn. 2006. V. 23. P. 567−579.
  301. Liu W., Wu J., Li E., Selamat E. Emission characteristics of fluorescent labels with respect to temperature changes and subsequent effects on DNA microchip studies // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 6453−6457.
  302. Eom S.H., Wang J., Steitz T.A. Structure of Taq polymerase with DNA at the polymerase active site // Nature. 1996. V. 382. P. 278−281.
  303. Fotin A.V., Drobyshev A.L., Proudnikov D.Y., Perov A.N., Mirzabekov A.D. Parallel thermodynamic analysis of duplexes on oligodeoxyribonucleotide microchips // Nucl. Acids Res. 1998. V. 26. P. 1515−1521.
  304. A.A. Модели расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов с ДНК // Дис. канд. физ.-хим. наук. ИХБФМ СО РАН. Новосибирск. 175 с.
  305. Palmer A., Vuitton D., Gonzales M.J., Bassignot A., Shafer R.W. Reverse transcriptase and protease sequence evolution in two HIV-1-infected couples // JAIDS. 2002. V. 31. P. 285−290.332. http://hiv.lanl.gov
  306. M.P. Выявление точечных мутаций в ДНК методом лигирования олигонуклеотидов: селективность этапов гибридизации и лигирования // Дис. канд. биол. наук: 03.00.04. ИХБФМ СО РАН. Новосибирск. 2007. 116 с.
  307. Lomzov А.А., Khalo I.V., Pyshnyi D.V. The influence of aliphatic alcohol on oligonucleotide hybridization // J. Biomol. Struc. Dyn. 2011. V. 28. N. 6. P. 1130.
  308. Luo P., Baldwin R.L. Mechanism of helix induction by trifluoroethanol: a framework for extrapolating the helix-forming properties of peptide from trifluoroethanol/water mixtures back to water//Biochemistry. 1997. V. 36. P. 8413−8421.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!