Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Роль биогенных аминов в контроле стресс-реакции и адаптации к неблагоприятным условиям среды имаго Drosophila: Генетико-физиологические аспекты

Диссертация: Роль биогенных аминов в контроле стресс-реакции и адаптации к неблагоприятным условиям среды имаго Drosophila: Генетико-физиологические аспекты
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Установлено, что не только ОА, но и дофамин (ДА) и серотонин (последний не у всех видов) являются компонентами стресс-реакции насекомых: в неблагоприятных условиях у насекомых различных отрядов (саранчи, тараканов, пчел, жуков, дрозофилы) в гемолимфе и тканях нейрального происхождения уже через 15 мин после начала стрессирования резко возрастает уровень биогенных аминов за счет их выброса… Читать ещё >

Роль биогенных аминов в контроле стресс-реакции и адаптации к неблагоприятным условиям среды имаго Drosophila: Генетико-физиологические аспекты (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Биогенные амины насекомых
    • 1. 2. Функции биогенных аминов у насекомых
      • 1. 2. 1. Биогенные амины — нейротрансмиттеры
      • 1. 2. 2. Биогенные амины — нейромодуляторы
      • 1. 2. 3. Биогенные амины — нейрогормоны
      • 1. 2. 4. Роль ДА в пигментации и склеротизации кутикулы
    • 1. 3. Система метаболизма ДА и OA
      • 1. 3. 1. Тирозиндекарбоксилаза
      • 1. 3. 2. Тирамин-/3-гидроксилаза
      • 1. 3. 3. N-P-аланилдофаминсинтетаза
      • 1. 3. 4. Дифенолоксидаза
    • 1. 4. Влияние стресса на содержание биогенных аминов насекомых
    • 1. 5. Влияние стресса на энергетический метаболизм насекомых
    • 1. 6. Влияние стресса на активность ферментов, метаболизирующих биогенные амины у Drosophila
    • 1. 7. Механизм стресс-реакции у Drosophila
    • 1. 8. Модели, использованные в работе
      • 1. 8. 1. Линия T/3hnM18D. melanogaster. ф 1.8.2. Линия inactive D. melanogaster
      • 1. 8. 3. Линии ebony и scarlet ebony D. melanogaster
      • 1. 8. 4. Реципрокные самцы гибриды Fj от скрещивания линий 101 и щ D. virilis
    • 1. 9. Резюме
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Экспериментальные насекомые
    • 2. 2. Условия стрессирования
    • 2. 3. Анализ жизнеспособности. р 2.3.1. Жизнеспособность при тепловом стрессе
      • 2. 3. 2. Жизнеспособность при голодовом стрессе
    • 2. 4. Биохимические методики
      • 2. 4. 1. Измерение активности ТДК
      • 2. 4. 2. Измерение уровня содержания дофамина
    • 2. 5. Статистическая обработка результатов
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Проверка гипотезы о существовании у имаго Drosophila механизма обратной связи в регуляции содержания биогенных аминов
      • 3. 1. 1. Активность ТДК у особей линии Tf3hnM, H, ее линии-предшественника, р845, линии iav и линии дикого типа Canton S
      • 3. 1. 2. Активность ТДК у реципрокных самцов гибридов Fj от скрещивания линии TJ3hnM18 с линией дикого типа Canton S
      • 3. 1. 3. Активность ТДК у особей линии ste и линий дикого типа, Oregon R и Canton S
      • 3. 1. 4. Активность ТДК у 1- и 6-суточных мух линий CantonS, iav, ste, T/3hnM'8 и p845 D. melanogaster в пересчете на мг массы мухи
    • 3. 2. Исследование роли биогенных аминов в развитии стресс-реакции
    • D. melanogaster
      • 3. 2. 1. Влияние теплового стресса (38°С, 60 мин) на активность ТДК у особей линии Tf3hnM18, ее линии-предшественника, р845, линий iav и ste и линий дикого типа Canton S и Oregon R D. melanogaster
      • 3. 2. 2. Влияние теплового стресса (38°С, 60 мин) на содержание ДА у 1- и 6-суточных самок линий Tf3hnM'8, iav, ste и линий дикого типа Canton S и Oregon R D. melanogaster
      • 3. 2. 3. Влияние теплового стресса (38°С, 60 мин) на содержание ДА у 1-суточных самцов линий Tj3hnM}8, iav, ste и линии дикого типа Canton S D. melanogaster
      • 3. 2. 4. Стресс-реактивность систем метаболизма ДА и OA у самок линии Tj3hnM!8, ее линии предшественника р845, линий iav, ste, и линий дикого типа Canton S и Oregon R D. melanogaster
      • 3. 3. Исследование роли биогенных аминов в адаптации имаго
  • Drosophila
  • Выживаемость 1-суточных самок линий, TphnM18, ste, е, iav и Canton S D. melanogaster при тепловом стрессе (38°С, 4ч)
    • 3. 3. 2. Выживаемость 1-суточных самцов линий Canton S, TphnM18, ste и iav D. melanogaster при кратковременном тепловом стрессе (38?С, 4ч)
      • 3. 3. 3. Выживаемость при тепловом стрессе особей линии дикого типа D. melanogaster и D. virilis с экспериментально повышенным уровнем ДА
      • 3. 3. 4. Содержание ДА и выживаемость при тепловом стрессе (38°С, 6ч) реципрокных самцов гибридов F] от скрещивания двух линий D. virilis -101 (дикий тип) и 147 с резко повышенным уровнем ДА
      • 3. 3. 5. Выживаемость самок линий Canton S, s te и e D. melanogaster при голодании
      • 3. 3. 6. Выживаемость самцов линий Canton S, ste и e D. melanogaster при голодании
      • 3. 3. 7. Содержание ДА у особей линий Canton S, ste и e D. melanogaster в нормальных условиях и при длительном голодании
  • ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ
    • 4. 1. Механизм обратной связи в регуляции содержания биогенных аминов
    • 4. 2. Половой диморфизм по системам метаболизма биогенных аминов
  • выводы

Введение

в проблему.

В условиях стремительно ухудшающейся экологической ситуации на планете проблема адаптации к стрессирующим условиям выходит на передний план биологической науки. Резко изменяя гормональный статус и энергетический метаболизм организмов при столкновении с неблагоприятными факторами среды, нейроэндокринная стресс-реакция способствует их адаптации и тем самым защищает их от подобных воздействий. Реакция эта является эволюционно настолько древней, что характерна не только для млекопитающих, но и для насекомых (обзоры: КаивсЬепЬасЬ, 1991; СЬетувИ, 1991). Более того, несмотря на различия в механизмах этой реакции у данных таксонов, она имеет и сходные черты. Так, полагают, что один из биогенных аминов, задействованных в стресс-реакции насекомых, октопамин (ОА), является функциональным аналогом норадреналина млекопитающих (обз.: Яоеёег, 1999).

Установлено, что не только ОА, но и дофамин (ДА) и серотонин (последний не у всех видов) являются компонентами стресс-реакции насекомых: в неблагоприятных условиях у насекомых различных отрядов (саранчи, тараканов, пчел, жуков, дрозофилы) в гемолимфе и тканях нейрального происхождения уже через 15 мин после начала стрессирования резко возрастает уровень биогенных аминов за счет их выброса из депо, причем этот ответ неспецифичен — он возникает при низкой и высокой температуре, механическом и химическом раздражении, при высокой плотности и при иммобилизации (Orchard et al., 1981; Davenport, Evans, 1984a, bEvans, 1985; Kozanek et al., 1986, 1988; Harris, Woodring, 1992; Hirashima et al., 1992,1993a, b, 1994; Hirashima, Eto 1993a, b, cRauschenbach et al., 1993; Hirashima et al., 2000b). Показано, что у Drosophila резкое возрастание содержания ДА сопровождается столь же резким падением активности первого фермента его синтеза, тирозингидроксилазы (ТГ), которое продолжается до 60 мин стрессирующего воздействия. Когда период стрессирующего воздействия достигает 60 мин, активность ТГ начинает расти, и, спустя 120 мин после начала стрессирования, становится существенно выше, чем активность фермента у нестрессированных особей (Rauschenbach et al., 1995b). Такая же ситуация наблюдается и в системе OA, отличаясь лишь тем, что активность тирозиндекарбоксилазы (ТДК), первого фермента, вовлечённого в синтез OA, начинает возрастать после 240 мин стрессирующего воздействия (Sukhanova et al., 1997; Hirashima et al., 2000b).

На основании этих данных были сформулированы две гипотезы: (1) в регуляции содержания биогенных аминов может существовать обратная связь (увеличение концентрации аминов выше уровня, необходимого для функционирования в нормальных условиях, ингибирует активность синтезирующих их ферментов) и (2) биогенные амины могут быть элементами, запускающими стресс-реакцию (Rauschenbach et al., 1997;

Раушенбах и др., 2001). Проверка этих гипотез с использованием генетических моделей является первой задачей настоящей работы.

Известно, что биогенные амины играют важную роль в регуляции энергетического метаболизма насекомых. Показано, что OA и ДА контролируют превращение гликогена в трегалозу и выделение ее в гемолимфу, стимулируют окисление глюкозы и трегалозы и выделение липидов из жирового телаинъекция OA приводит к возрастанию уровня Сахаров и липидов (Candy, 1979; Downer, 1979bOrchard et al., 1982; Woodring et al., 1989). Продемонстрировано, что увеличение уровня биогенных аминов при стрессе способствует адаптации особей (обзоры: Раушенбах, Шумная, 1993; Раушенбах, 1997). Однако, до сих пор практически ничего не известно о роли базального уровня (уровня в нормальных условиях) биогенных аминов в адаптации индивидуумов и популяций насекомых. Выяснение этих вопросов является второй задачей работы.

Цель: Используя генетические модели, выяснить, регулируют ли биогенные амины активность ферментов их синтеза, являются ли биогенные амины запускающим звеном в развитии стресс-реакции Drosophila, и какова роль базального уровня биогенных аминов в адаптации индивидуумов и популяций к неблагоприятным условиям среды.

Задачи:

1. Проверить гипотезу о существовании у имаго Drosophila механизма обратной связи в регуляции содержания биогенных аминов, посредством изучения активности тирозиндекарбоксилазы, фермента превращающего тирозин в тирамин, у особей: а) линии TphnM18 D. melanogaster с нуль-мутацией гена тирамин-Р-гидроксилазы, приводящей к резко повышенному уровню тирамина и полному отсутствию октопамина (при обнаружении различий с диким типом провести генетический анализ различий в активности тирозиндекарбоксилазы с целью установить, является ли их причиной мутация Т/ЗН) — б) линии iav, с мутацией inactive, вызывающей драматическое снижение экспрессии гена Tdc (структурного гена тирозиндекарбоксилазы) и, соответственно, уровня тирамина и октопаминав) линии ste D. melanogaster с мутацией ebony, приводящей к снижению экспрессии гена /?-аланилдофаминсинтетазы и, в результате, к двукратному повышению уровня дофамина, в систему метаболизма которого у дрозофилы тирозиндекарбоксилаза не включена.

2. Исследовать развитие стресс-реакции у особей линии Tj3hnM18 и ее линии-предшественника, р845, линий iav, ste, е (линия, несущая мутацию ebony в ином генетическом окружении, чем ste) и линий дикого типа Canton S и Oregon R, используя в качестве индикаторов развития стресс-реакции активность тирозиндекарбоксилазы и уровень содержания дофамина.

3. Исследовать роль базального уровня биогенных аминов (уровня в нормальных условиях) в адаптации имаго Drosophila, посредством: а) определения выживаемости особей линий Canton S, T/3hnM'8, ste, e, и iav при тепловом стрессе и сопоставления ее с базальным уровнем дофамина у нихб) изучения выживаемости при тепловом стрессе особей линии дикого типа D. melanogaster {Canton S) и D. virilis (101) с экспериментально повышенным уровнем дофамина. в) изучения выживаемости при тепловом стрессе, реципрокных самцов гибридов? линий 101 и 147 D. virilis, имеющих различный уровень дофамина при одинаковом содержании октопамина и тирамина. г) определения уровня содержания дофамина и выживаемости особей линий Canton S, ste и е при стрессирующем воздействии иной природы, чем тепловой стресс — голодании.

ВЫВОДЫ.

1. Изучена активность ТДК, фермента синтеза ТА, у молодых и зрелых особей D. melanogaster линии Т/ЗИШ18 с нуль-мутацией Х-сцепленного гена Tph, повышающей уровень ТА, линии inactive с мутацией, снижающей экспрессию гена Tdc, линии scarlet ebony с удвоенным уровнем ДА, в синтезе которого ТДК не участвует, линии р845 — предшественницы Т/&1Ш18, линий дикого типа CantonS и Oregon R и реципрокных самцов гибридов F1 от скрещивания Tptf*418 и Canton S. Показано, что: а) активность ТДК резко снижена у мух три*418 и это снижение превышает вызываемое мутацией гена Tdc у особей линии inactiveб) ген, обусловливающий снижение активности фермента у мух ТркШ18, сцеплен с Х-хромосомойв) активность ТДК у половозрелых самок с удвоенным уровнем ДА находится в границах, характерных для мух дикого типа.

Сделано заключение, что снижение активности ТДК у мух трИМ18 обусловлено повышением уровня ТА. Таким образом, получены свидетельства в пользу гипотезы о наличии обратной связи в регуляции содержания биогенных аминов у дрозофилы.

2. Исследована стресс-реакция мутантных особей D. melanogaster, лишенных OA (линия ТрИШ18), с резко сниженным уровнем ТА (линия inactive) и с удвоенным содержанием ДА (линия ste), с использованием уровней активности ТДК и содержания ДА в качестве индикаторов ее развития. Установлено, что эти мутации не препятствуют инициации стресс-реакции, но существенно изменяют ее интенсивность (стресс-реактивность). Сделано заключение о том, что биогенные амины являются важными, но не пусковыми компонентами стресс-реакции дрозофилы.

3. Изучено влияние базального уровня биогенных аминов на выживаемость самок и самцов дрозофилы (?>. melanogaster и D. virilis) после теплового (38°С) стресса. Обнаружено, что: а) выживаемость мух, лишенных OA, но имеющих уровень ДА, характерный для дикого типа (линия TphnM18), не отличается от выживаемости особей дикого типа (линия Canton S) — б) выживаемость особей с мутацией ebony, удваивающей уровень ДА (линии независимого происхождения ebony и scarlet ebony), резко снижена по сравнению с мухами дикого типа (Canton. S) — в) выживаемость самцов гибридов F1 от скрещивания линии дикого типа D. virilis (101) с линией 147, несущей Х-сцепленную мутацию, удваивающую уровень ДА, существенно превышает выживаемость реципрокных гибридов F1 (147×101) — г) выживаемость самцов дикого типа D. melanogaster и D. virilis с экспериментально повышенным уровнем ДА резко снижена.

Сделано заключение, что повышенный базальный уровень ДА снижает жизнеспособность дрозофилы при тепловом стрессе.

4) Исследовано влияние базального уровня ДА на выживаемость самок и самцов D. melcmogaster при голодании. Установлено, что особи с повышенным уровнем ДА (линии ebony и scarlet ebony) выживают при голодовом стрессе существенно лучше мух дикого типа.

5) На основании полученных данных высказано предположение о том, что полиморфизм природных популяций по генам, регулирующим уровень ДА, способствует их адаптации к неблагоприятным условиям различной природы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Н. Е., Монастириоти М., Раушенбах И. Ю. Биогенные амины контролируют метаболизм ювенильного гормона у имаго ОгоьоркИа melanogaster. // Докл. РАН. 2001. Т. 376. N. 3. С. 427−429.
  2. Н. Е., Раушенбах И. Ю. Адаптивное значение генов, контролирующих уровень биогенных аминов ОгояоркИа. Н Генетика. 2004. Т. 40. С. 869−876.
  3. Н. Е., Хлебодарова Т. М., Суханова М. Ж., Васенкова И. А., Раушенбах И. Ю. Нарушение синтеза белков теплового шока не препятствует нормальному развитию стресс-реакции у ОговорИИа melanogaster. //Докл. РАН. 1998. Т. 362. С. 844−845.
  4. Е. Ю., Кутузова Н. М., Филиппович Ю. Б. Сопоставление активности тирозиндекарбоксилазы в онтогенезе комнатных мух и тутового шелкопряда. // Онтогенез. 1990. Т. 21. № 5. с. 548−551.
  5. И. Ю. Стресс-реакция насекомых: механизм, генетический контроль, роль в адаптации. // Генетика. 1997. Т. 33. № 8. С. 1110−1118.
  6. И. Ю., Грунтенко Н. Е., Васенкова И. А., Хлебодарова Т. М., Суханова М. Ж., Корочкин JI. И. О некоторых закономерностях генетического контроля стресс-реакции Drosophila. И Генетика. 2001. Т. 37. № 1. С. 73−80.
  7. И. Ю., Лукашина Н. С. Стрессоподобная реакция насекомых на экстремальные воздействия среды. // Журн. общ. биологии. 1984. Т. 45. № 4. С. 536−544.
  8. И. Ю., Серова Л. И., Тимохина И. С., Ченцова Н. А., Шумная Л. В. Изменение содержания биогенных аминов у двух линий Drosophila virilis в онтогенезе и при тепловом стрессе. // Генетика. 1991. Т. 27. С. 657−666.
  9. И. Ю., Серова Л. И., Тимохина И. С., Шумная Л. В., Ченцова Н. А., Бабенко В. Н. Генетический анализ различий в метаболизме дофамина у двух линий Drosophila virilis в норме и при тепловом стрессе. // Генетика. 1993. Т. 29. № 6. С. 935−948.
  10. И. Ю., Суханова М. Ж., Хирашима А., Суцугу Е., Куано Е. Роль системы экдистероидов в регуляции размножения Drosophila в стрессирующих условиях среды. // Докл. РАН. 2000. Т. 375. № 4. С. 568−570.
  11. И. Ю., Ченцова Н. А., Грунтенко H. Е., Фаддеева Н. В., Богомолова Е. В. Баланс аллелей, регулирующих базальный уровень дофамина у Drosophila, адаптивен для популяции. // Докл. РАН. 2003. Т. 393. №.6. С. 1−3.
  12. И. Ю., Шумная Л. В. Биогенные амины в реакции стресса у • насекомых. // Усп. совр. биологии. 1993. Т. 113. № 3. С. 327−335.
  13. Т. М., Анкилова И. А., Грунтенко H. Е., Суханова М. Ж., Ь
  14. И. Ю. Нарушения в стресс-реакции Drosophila коррелируют с изменениями в хит-шок ответе. // Докл. РАН. 1998а. Т. 361. С. 184−186.
  15. Altaratz M., Applebaum Sh. W., Richard D. S., Gilbert L. I., Segal D. Regulation of juvenile hormone synthethis in wild-type and apterous mutant
  16. Drosophila. // Mol. Cell. Endocrinol. 1991. V. 81. P. 205−216.
  17. Andersen S. O. Sclerotization and tanning of the cuticle. // Comp. Insect
  18. Physiol., Biochem. and Pharmacol. Pergamon. New York, 1985. T. 3. P. 59−74.
  19. Arakawa S., Gocoyne J. D., McCombie W. R., Urquhart D. A., Hall L. M., Fraser C. M., Venter J. C. Cloning, localization, and permanent expression of a D. melanogaster octopamine receptor. // Neuron. 1990. V. 2. P. 343−354.
  20. Arnesen S. J., Olivo R. F. The effects of serotonin and octopamine on behavioral arousal in the crayfish. // Comp. Biochem. Physiol. C. 1988. V. 91. P.• 259−263.
  21. Bahjou A., Gourdoux L., Moreau R., Dutrieu J. In vitro regulation of glycogen phosphorylase of the larval fat body of Tenebrio molitor. // Comp. Biochem. Physiol. 1988. V. 89B. P. 233−237.
  22. Batterham P., MacKechni S. W. A phenol oxidase polymorphism in Drosophila melanogaster. // Genetics. 1980. V. 54. P. 121−125.
  23. Bownes M. Expression of genes coding for vitellogenin (yolk protein). // Annu. Rev. Entomol. 1986. V. 31. P. 507−531.
  24. Bownes M., Rembold H. The titre of juvenile hormone during the pupal and adult stage of the life cycle of Drosophila melanogaster. // Eur. J. Biochem. 1987. V. 164. P. 709−712.
  25. Bownes M., Ronaldson E., Mauchline D., Martinez A. Regulation of vitellogenesis in Drosophila. // International J. of Insect Morphol. and Embryol. 1993. V. 22. P. 349−367.m
  26. Bray S. J., Hirsh J. The Drosophila virilis dopa decarboxylase gene is developmentally regulated when integrated into Drosophila melanogaster. // EMBO J. 1986. V. 5. P. 2305−2311.
  27. C. B., Morgan T. H. // Carnegie Inst. Wash. 1923. V. 327. P. 50.
  28. Brown C. S., Nestler C. Catecholamines and indolalkylamines. In Kerkyt B. A. and Gilbert L. I. (eds). // Comp. Insect Physiol., Biochem. and Pharmacol. 1985. V. 11. P. 435.
  29. Brunet P. C. J. The metabolism of the aromatic amino acids concerned in the cross-linking of insect cuticle. // Insect Biochem. 1980. V. 10. P. 467−500.
  30. Budnik V, White K. Catecholamine-containing neurons in Drosophila melanogaster: Distribution and development. // J. Comp. Neurol. 1988. V. 268 P. 400−413.
  31. Candy D. J. The regulation of locust flight muscle metabolism by octopamine and other compounds. // Insect Biochem. 1979. V. 8. P. 177−181.
  32. Chen C. P., Denlinger D. L. Activation of phosphorylase in response to cold and heat stress in the flesh fly, Carcophaga crassipalpis. // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 549−553.
  33. Chernysh S. I. Neuroendocrine system in insect stress. // Hormones and metabolism in insect stress. CRC press, Florida. 1991. P. 5−26.
  34. Cooper J. R., Bloom F. E., Roth R. H. The biochemical basis of Neuropharmocology. Oxford University Press, New York. 1974.
  35. Cymborowski B. Effect of cooling stress on endocrine events in Galleriamellonella. // Endocrinological frontiers in phisiological insect ecology. V. 1. Wroclaw: Wroclaw Univ. Press. 1991. P. 203−212.
  36. Davenport A. K., Evans P. D. Changes in haemolymph octopamine level associated with food deprivation in the locust, Schistocerca gregaria. // Physiol. Entomol. 1984a. V. 9. P. 269−274.
  37. Davenport A. K., Evans P. D. Stress-indused changes in octopamine levels of insect haemolymph. // Insect Biochem. 1984b. V. 14. P. 135−143.
  38. Dewhurst S. A., Crocer S. C., Ikeda K., McCaman R. E. Metabolism of biogenic amines in Drosophila nervous tissue. // Comp. Biochem. Phisiol. 1972. V. 43. P. 975.
  39. Downer R. G. H. Induction of hypertrehalosemia by excitation in Periplaneta americana. // J. Insect Physiol. 1979a. V. 25. P. 59−63.
  40. Downer R. G. H. Trehalose production in isolated fat body of the American cockroach, Periplaneta americana. // Comp. Biochem. Physiol. C. 1979b. V. 62. P. 31−34.
  41. Downer R. G. H., Orr G. L., Gole J. W., Orchard I. The role of octopamine and cyclic AMP in regulating hormone release from corpora cardiaca of the American cockroach. // J. Insect Physiol. 1984. V. 30. P. 457−462.
  42. Dudai Y. High-affinity octopamine receptors revealed in Drosophila by binding of 3H. octopamine. // Neurosci. Lett. 1982. V. 28. P. 163−167.
  43. Dudai Y., Zvi S. High-affinity H. octopamine binding sites in Drosophila• melanogaster: interaction with ligand and relationship to octopamine receptors. // Comp. Biochem. Physiol. 1984. V. 77C. P. 145−151.
  44. Evans P. D. Biogenic amines in the insect nervous system. // Adv. Insect Physiol. 1980. V. 15. P. 317−322.
  45. Evans P. D. Octopamine. // In Comp. Insect Physiol., Biochem. and Pharmacol. (Edited by Kerkut G. A. and Gilbert L. I.). 1985. V. 11. P. 499−530.1. Pergamon press, New York.
  46. Evans P. D., OsShea M. An octopaminergic neurone modulates neuromuscular transmission in the locust. // Nature. 1978. V. 270. P. 257−259.
  47. Fields P. E., Woodring J. P. Octopamine mobilization of lipids and carbohydrates in the house cricket, Acheta domesticus. I I J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 193−199.H
  48. Geng C., Spaeks T. C., Skomp J. R., Gajewski R. P. Biogenic amines in the brain of Manduca sexta during larval-pupal metamorphosis. I I Comp. Biochem. Physiol. 1993. V106C. № 1. P. 275- 284.
  49. Gotzes F., Balfanz S., Baumann A. Primary structure and functional characterization of a Drosophila dopamine receptor with high homology to human Dl/5 receptors. // Receptors Channels. 1994. V. 2. P. 131−141.
  50. Granger N. A., Sturgis S. L., Ebersohl R., Geng C., Sparks T. C. Dopaminergic control of corpora allata activity in the larval tobacco hornworm, Manduca sexta. //Arch. Insect Biochem. Physiol. 1996. V. 32. P. 449−466.
  51. Gruntenko N. E., Wilson T. G., Monastirioti M., Rauschenbach I. Yu. Stress-reactivity and juvenile hormone degradation in Drosophila melanogaster strains having stress-related mutations. // Insect Biochem. Mol. Biol. 2000. V. 30. P. 775−783.
  52. Han K. A., Millar N. S., Grotewiel M. S., Davis R. L. DAMB, a novel dopamine receptor expressed specifically in Drosophila mushroom bodies. // Neuron. 1996. V. 16. P. 1127−1135.
  53. Harris J. W., Woodring J. Effects of stress, age, season, and sourse colony on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the honey bee (Apis Mellifera L.) brain. // J. Insect Physiol. 1992. V. 38. P. 29−35.
  54. Hidon O., Fukami J. Presynaptic modulation by octopamine at a single neuromuscular junction in the mealworm (Tenebrio molitor). // J. Neurobiol. 1987. V. 18. P. 315−326.
  55. Hirashima A., Eto M. Chemical-induced changes in the biogenic amine levels of Periplaneta americana L. // Pestic. Biochem. and Physiol. 1993a. V. 46. P. 131−140.
  56. Hirashima A., Eto M. Biogenic amines in Periplaneta americana L.: Accumulation of octopamine, synephrine and tyramine by stress. // Biosci. Biotech. Biochem. 1993b. V. 57. № 1. P. 172−173.
  57. Hirashima A., Eto M. Effect of stress on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the american cockroach (Periplaneta americana h.). // Comp. Biochem. Physiol. 1993c. V. 105C. № 2. P. 279−284.
  58. Hirashima A., Nagano T., Eto M. Stress-induced changes in the biogenic amine levels and larval growth of Tribolium castaneum Herbst. // Biosci. Biotech. Biochem. 1993a. V. 57 (12). P. 2085−2089.
  59. Hirashima A., Nagano T., Takeya R., Eto M. Effect of larval density on whole-body biogenic amine levels of Tribolium freemani Hinton. // Comp. Biochem. Physiol. 1993b. V. 106C. № 2. P. 457−461.
  60. Hirashima A., Nagano T., Eto M. Effect of various insecticides on the larval growth and biogenic amine levels of Tribolium castaneum Herbst. // Comp. Biochem. Physiol. 1994. V. 107C. P. 393−398.
  61. Hiroshima A., Rauschenbach I. Yu., Sukhanova M. Jh. Genetic control of biogenic amines system in Drosophila under normal and stress conditions. // Biochem. Genet. 2000a Jun. V. 38(5−6). P. 167−180.
  62. Hirashima A., Rauschenbach I. Yu., Sukhanova M. Jh. Biogenic amines in Drosophila virilis under stress conditions. // Biosci. Biotech. Biochem. 2000b. V. 64(12). P. 2625−2630.
  63. Hirashima A., Raushenbach I. Yu., Sukhanova M. Jh. Ecdysteroids in stress responsive and nonresponsive Drosophila virilis lines under stress conditions. // Biosci. Biotech. Biochem. 2000c. V. 64(12). P. 2657−2662.
  64. Hirashima A., Ueno R., Eto M. Effect of various stressors on larval growth and whole-body octopamine levels of Tribolium castaneum. // Pestic. Biochem. Physiol. 1992. V. 44. P. 217−225.
  65. Hodgetts R. B., Konopka R. J. Tyrosine and catecholamine metabolism in wild-type Drosophila melanogaster and a mutant, ebony. // J. Insect Physiol. 1973. V. 19. P. 1211−1220.
  66. Homyk T. Jr., Mclvor W. A mutation that causes muscle defects also affects catecholamine metabolism in Drosophila. // J. Neurogenet. 1989. V. 6. P.57−73.
  67. Hopkins T. L., Wirtz R. A. Dopa and tyrosine decarboxylase activity intissues of Periplaneta americana in relation to cuticle formation and ecdysis. // J. Insect Physiol. 1976. V. 22. P. 1167.
  68. Horowitz N. H., Fling N. The autocatalytic production of tyrosinase in extracts of Drosophila melanogaster. II In «Amino Acid Metabolism» (W. D. McElroy and B. Glass, eds.). 1955. P. 207−218. Johns Hopkins Press. Baltimore.
  69. Hoyle G. Neuromuscular transmission in a primitive insect: Modulation byoctopamine and catch-like tension. // Comp. Biochem. Physiol. 1984. V. 77C. P. 219−232.
  70. Hoyle G., Coquhoun W., Williams W. Fine structure of an octopaminergic neuron and its terminals. //J. Neurobiol. 1980. V. 11. P. 103−126.
  71. Ivanovic J. P. Metabolic response to stressors. // In Hormones and metabolism in insect stress. CRC Press, Boca Raton. 1991. P. 27−68.m
  72. Ivanovic J., Jankovic-Hladni M., Djorjevic S., Stamenovic S., Lazarevic J. The effect of high temperature on metabolism of Morimus funereus larvae during an intermoult period. I I J. Insect Physiol. 1992. V. 38. P. 877−883.
  73. Kaatz H., Eichmiiller S., Kreissl S. Stimulatory effect of octopamine onjuvenile hormone biosynthesis in honey bees (Apis mellifera): physiological and immunocytochemical evidence. // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 865−872.
  74. Koning P. N. M., Vullings H. G. B., van Gemert W. M. J. B., De Leeuw R., Diederen J. H. B., Jansen W. F. Octopamine binding sites in the brain of Locusta migratoria. II J. Insect Physiol. 1989. V. 35. P. 519−524.
  75. Kozanek M., Jurani M., Somgyiova E. Influence of social stress of• monoamine concentration in the central nervous system of the cockroach Nauphoeta cineria. // Acta Ent. Bohemos. 1986. V. 83. P. 171−179.
  76. Kozanek M., Jurani M., Somgyiova E. Effect of long-term stress on monoamine concentration in CNS of cockroach Nauphoeta cineria. // Endocrinological Frontiers in Physiological Insect Ecology. V. 1. Wroclaw: Wroclaw Univ. Press. 1988. P. 161−167.
  77. Krueger R. R., Kramer K. J., Hopkins T. L., Speir R. D. N-|3-alanyldopamine levels and synthesis in integument and other tissues of Manduca sexta (L) during the larvae-pupal transformation. // Insect Biochem. 1989. V. 19. P. 169−175.
  78. Krueger R. R., Kramer K. J., Hopkins T. L., Speir R. D. N-alanyldopamine and N-acetyldopamine occurrence and synthesis in the central nervous system of Manduca sexta (L.). // Insect Boichem. 1990. V. 20. P. 605−610.
  79. Lafon-Casal M., Baehr J. C. Octopaminergic control of corpora allata activity in an insect. // Experientia. 1988. V. 44. P. 895−896.
  80. Lewis H. W., Lewis H. S. Control of dopa oxidase activity by second chromosome factors in Drosophila melanogaster. // Genetics. 1960. V. 45. P. 998.
  81. Lewis H. W., Lewis H. S. Genetic regulation of dopa oxidase activity in
  82. Drosophila. // Ann. N. Y. Acad. SCI. 1963. V. 100. P. 827−839.
  83. Livingstone M. S., Tempel B. L. Genetic dissection of monoamine neurotransmitter synthethis in Drosophila. // Nature. 1983. V. 303. P. 47.
  84. Lundell M. J., Hirsh J. Temporal and spatial development of serotonin and dopamine neurons in the Drosophila CNS. // Develop. Biol. 1994. V. 165. P. 385 396.
  85. Lundell M. J., Chu-LaGraff Q., Doe C. Q., Hirsh J. The engrailed and huckebein genes are essential for development of serotonin neurons in the Drosophila CNS. // Mol. Cell Neurosci. 1996. V. 7. P. 46−81.
  86. Maickel P., Cox R. H., Saillant J., Miller F. P. A method for the determination of serotonin and noradrenaline in discrete areas of rat brain. // Int. J. Neuropharmacol. 1968. V. 7. P. 275−278.
  87. Malamud J. G., Mizisin A. P., Josephson R. K. The effects of octopamine on contraction kinetics and power output of a locust flight muscle. // J. Comp. Physiol. A. 1988. V. 162. P. 827−835.
  88. Matthews J. R., Downer R. C. H. Origin of stress induced hyperglycaemia• in the american cockroach, Periplaneta Americana. // Can. J. Zool. 1974. V. 52. P. 1085−1100.
  89. McCaman M. W., McCaman R. E., Lees G. J. Liquid cation exchange a basis for sensitive radiometric assays for aromatic amino acid decarboxylase. // Analyt. Biochem. 1972. V. 45. P. 242−252.
  90. McClung C., Hirsh J. The trace amine tyramine is essential for sensitizationto cocaine in Drosophila. // Current Biology. 1999. V. 9. P. 853−860.
  91. McMahon A., Geertman R., Sabban E. L. Rat dopamine P-hydroxylase: molecular cloning and characterization of the cDNA and regulation of the mRNA by reserpine. // J. Neurosci. Res. 1990. V. 25. P. 395−404.
  92. Mercer A. R., Menzell R. The effects of biogenic amines on conditioned and unconditioned responces to olfactory stimuli in the honeybee, Apis mellifera. m
  93. J. Comp. Physiol. 1982. V. 145. P. 363−368.
  94. Milde J. J., Ziegler R., Wallstein M. Adipokinetic hormone stimulates neurones in the insect central nervous system. // J. Exp. Biol. 1995. V. 198. P. 1307−1311.
  95. Minhas W., Gole J. W. D., Orr G. L., Downer R. G. H. Pharmacology of 3H. mianserin binding in the nerve cord of the American cockroach Periplaneta americana. //Arch. Insect Biochem. Physiol. 1987. V. 6. P. 191−201.
  96. Monastirioti M., Gorczyca M., Rapus J., Eckert M., White L., Budnik V. Octopamine immunoreactivity in the fruit fly Drosophila melcmogaster. // J. of Comp. Neurology. 1995. V. 356. P. 275−287.
  97. Monastirioti M., Linn C. E. Jr., White K. Characterization of Drosophila tyramine beta-hydroxylase gene and isolation of mutant flies lacking octopamine. //J. Neurosci. 1996. V. 16. P. 3900−3911.
  98. Monastirioti M. Distinct octopamine cell population residing in the CNS abdominal ganglion controls ovulation in Drosophila melanogaster. // Dev. Biol. 2003. V. 264. P. 38−49.
  99. Morgan T. D., Thomas B. R., Yonekura M. et al. Soluble tyrosinases from farate pupal integument of the tobacco hornworm, Manduca sexta (L.). // Insect Biochem. 1990. V. 20. P. 251 260.
  100. Nappi A. J., Vass E. Melanogenesis and the Generation of Cytotoxic molecules during insect cellular immune reaction. // Pigment Cell Res. 1993. V. 6. P. 117−126.
  101. Nassel D. R., Elekes K. Aminergic neurons in the brain of blowflies and Drosophila: dopamine- and tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons and their relationship with putative histaminergic neurons. // Cell Tissue Res. 1992. V. 267 (1). P. 147−167.
  102. Ohnishi E. Tyrosinase activity during puparium formation in Drosophila melanogaster. // Jpn. J. Zool. 1953. V. 11. P. 69−74.
  103. Orchard I. Tyrosine hydroxilase-like immunoreactivity in previouslydescribed catecholamine containing neurones in the ventral nerve cord of Rhodnius prolixus. // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 593−600.
  104. Orchard I., Carlisle J. C., Loughton B. G., Gole J. W. D., Downer R. G. H. In vitro studies on the effects of octopamine on locust fat body. // Gen. Comp. Endocrinol. 1982. 48. P. 7−13.
  105. Orchard I., Lange A. B. Cockroach oviducts: the presence and release ofoctopamine and proclonin. // J. Insect Physiol. 1987. V. 33. P. 265−268.
  106. Orchard I., Loughton B. G., Webb R. A. Octopamine and short-term hyperlipaemia in the locust. // Gen. Comp. Endocrinol. 1981. V. 45. P. 175−180.
  107. Orr G. L., Hollingworth R. M. Agonist-induced desensitization of an octopamine receptor. // Insect Biochem. 1990. V. 20. P. 239−244.
  108. Orr N., Orr G. L., Hollingworth R. M. The sf9 cell line as a model for studying insect octopamine receptors. // Insect Biochem. Molec. Biol. 1992. V. 22. P. 591−597.
  109. Osborn R.H. Insect neurotransmission: Neurotransmitters and their receptors. // Pharmacol. Ther. 1996. V. 69. P. l 17−142.
  110. Pannabecker T., Orchard I. Octopamine and cyclic AMP mediate release of adipokinetic hormone I and II from isolated locust neuroendocrine tissue. // Mol. Cell. Endocrinol. 1986. V. 48. P. 153.
  111. Passier P. C., Vullings H. G., Diederen J. H., Van der Horst D. J.
  112. Modulatory effects of biogenic amines on adipokinetic hormone secretion fromlocust corpora cardiaca in vitro. // Gen. Comp. Endocrinol. 1995. V. 97. P. 231
  113. Pastor D., Piulachs M. D., Cassier P., Andre M., Belles X. In vivo and in vitro study of the action of dopamine on oocyte growth and juvenile hormone production in Blattella germanica. // C. R. Acad. Sci. III. 1991. V. 313. P. 207 212.
  114. Peeples E. E., Barnett D.R., Oliver C.P. Phenol oxidases of a lozengemutant of Drosophila melanogaster. // Science. 1968. V. 159. P. 548−552.
  115. Rachinsky A. Octopamine and serotonin influence on corpora allata activity in honey bee (.Apis mellifera) larvae. // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 549−554.
  116. Ramadan H., Alawi A. A., Alawi M. A. Catecholamines in Drosophila melanogaster (wild type and ebony mutant) decuticalarized retinas and brains. // Cell Biol. Int. 1993. V. 17. P. 765−771.
  117. Rauschenbach I. Y. Changes in ecdysteroid and juvenile hormone under heat stress. // Hormones and Metabolism in Insect Stress. CRC Press, Boca Raton, FL. 1991. P. 115−148.
  118. Rauschenbach I. Yu., Lukashina N. S., Khlebodarova T. M., Korochkin L. I. Role of juvenile hormone esterase in Diptera (.Drosophila virilis) metamorphosis. // J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 541−548.
  119. Rauschenbach I. Yu., Lukashina N. S., Korochkin L. I. Genetic of esterasesin Drosophila. VIII. The gene controlling the activity of JH-esterase in D. virilis. // Biochem. Genet. 1984. V. 22. P. 65−80.
  120. Rauschenbach I. Yu., Lukashina N. S., Maksimovsky L. F. and Korochkin L. I. Stress-like reaction of Drosophila to adverse environmental factors. // J. Comp. Physiol. 1987. V. 157. P. 519−531.
  121. Rauschenbach I. Yu., Schumnaja L.V., Chentsova N.A. Genetic control of phenol oxidase activity in D. virilis. // Biochem. Genet. (Life SCI. Adv.). 1992. V. 11. P. 47−53.
  122. Rauschenbach I. Yu., Serova L. I., Timochina I. S., Chentsova N. A.,
  123. Schumnaja L. V. Analysis of differences in dopamine content between two linesof Drosophila virilis in response to heat stress. // J. Insect Physiol. 1993. V. 39. № 9. P. 761−767.
  124. Rizki R. M., Rizki T. M. Encapsulation of parasitoid eggs in phenoloxidase-deficient mutants of Drosophila melanogaster. // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 523−529.
  125. Rizki T. M., Rizki R. M., Bellotti R. A. Genetics of a Drosophila phenoloxidase. // Mol. Gen. Genet. 1985. V. 201. P. 7−13.
  126. Rizki T. M., Rizki R. M., Grell E. H. A mutant affecting the crystal cells in Drosophila melanogaster. // Wilhelm Roux’s Arch. Dev. Biol. 1980. V. 188. P. 91−99.
  127. Robb S., Cheek T. R., Hannan F. L., Hall L. M., Midgley J.M., Evans P.D. Agonist-specific coupling of a cloned Drosophila octopamine/tyramine receptor to multiple second messenger systems. // EMBO J. 1994. V. 13(6). P. 1325−1330
  128. Roeder T., Gewecke M. Octopamine receptors in locus nervous tissue. // Biochem. Pharmacol. 1990. V. 39. P. 1793−1797.
  129. Roeder T. Octopamine in invertebrates. // Progr. Neurobiol. 1999. V. 59. P. 533−561.
  130. Samaranskaya M. Possible involement of adipokinetic hormone in the locust Shistocerca gregaria. // J. Exp. Biol. 1976. V. 65. P. 415−425.
  131. Saudou F., Amlaiky N., Plassat J. L., Borrelli E., Hen R. Cloning and characterization of a D. melanogaster tyramine receptor. // EMBO J. 1990. V. 9. P. 3611−3617.
  132. Schampengtong L., Wong K. P., Ho B. C. N-acetylation of dopamine and tyramine by mosquito pupae (Aedes togoi). I I Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 111 116.
  133. Scholnick S. B., Morgan B. A., Hirsh J. The cloned dopa decarboxylase gene in developmentally regulated when reintegrated into the Drosophila genome. // Cell. 1983. V. 34. P. 37−45.
  134. Sherald A. F. Sclerotization and coloration of the insect cuticle. // Experientia. 1980. V. 36. P. 143−146.
  135. Stevenson P. A., Hofmann H. A., Schoch K., Schilberger K. The flight and flight responses of crickets depleted of biogenic amines. // J. Neurobiol. 2000. V. 43. P. 107−120.
  136. Sukhanova M. Jh., Shumnaya L. V., Grenback L. G., Gruntenko N. E., Khlebodarova Т. M., Rauschenbach I. Y. Tyrosine decarboxylase and dopa decarboxylase in Drosophila virilis under heat stress. // Biochem. Genet. 1997. V. 35. P. 91−103.
  137. Thomas B. R., Yonkeura M., Morgan T. D., Czapla Т. H., Hopkins T. L., Kramer K. J. A trypsinsolubilized laccase from farat pupal integument of the tobacco hornworm, Manduca sexta. // Insect Biochem. 1989. V. 19. P. 611−622.
  138. Uzzan A., Dudai Y. Aminergic receptors in Drosophila melanogaster. Responsiveness of adenylate cyclase to putative neurotransmitters. // J. Neurochem. 1982. V. 38. P. 1542−1550.
  139. Vass E., Nappi J. A., Carton Y. Alteration in the activities of tyrosinase, N-acetyltransferase, and tyrosine aminotransferase in immune reactive larvae of Drosophila melanogaster. // Developmental and Сотр. Immunology. 1993. V. 17. P. 109−118.
  140. Wallace B. G. The biosynthesis of octopamine-characterization of a lobster tyramine (3-hydroxylase. // J. Neurochem. 1976. V. 26. P. 761−770.
  141. Warner C. K., Grell E. H., Jacobson K. B. Phenol oxidase activity and the lozenge locus of Drosophila melanogaster. // Biochem. Genet. 1974. V. 11. P. 359−365.
  142. Woodring J. P., Hoffman K. H. The effects of octopamine, dopamine and serotonin on juvenile hormone synthesis, in vitro, in the cricket, Cryllus bimaculatus. // J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 797−802.
  143. Woodring J. P., McBride L. A., Fields P. The role of octopamine in handling and exercise-induces hyperglycaemia and hyperlipaemia in Acheta domesticus. // J. Insect Physiol. 1989. V. 41. P. 613−617.
  144. Wright T. R. F. Genetic of biogenic amines metabolism, sclerotisation and melanisation in Drosophila melanogaster. // Advances of Genetics. 1987. V. 24. P. 127−221.
  145. Ziegler R., Ashida M., Fallon A. M., Wimer L. T., Wyatt S. S., Wyatt G. R. Regulation of glycogen phosphorylase in fat body of Cecropia silkmoth pupae. // J. Comp. Physiol. 1979. V. 131. P. 321−332.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!