Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Микробная биомасса, ее структура и продуцирование парниковых газов почвами разного землепользования

Диссертация: Микробная биомасса, ее структура и продуцирование парниковых газов почвами разного землепользования
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Дезоксирибонуклеиновая кислота (ДНК). Химический анализ ДНК в почве как метод определения микробной биомассы имеет то несомненное преимущество, что внутриклеточное содержание этого соединения характеризуется абсолютным постоянством в расчете на нуклеоид прокариотной клетки или ядро одной степени плоидности у эукариотных микроорганизмов независимо от условий их роста. Отмечено также, что в расчете… Читать ещё >

Микробная биомасса, ее структура и продуцирование парниковых газов почвами разного землепользования (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Микробная биомасса почв
    • I. 1. 1. Методы определения микробной биомассы, их возможности и ограничения
    • I. 1. 2. Микробная биомасса как компонент органического вещества почвы и природный микробный потенциал разных почв
    • I. 1. 3. Агроисполъзование почв и их микробная биомасса
    • I. 2. Структура микробной биомассы (соотношение эукариотных и прокариотных микроорганизмов). 2. 1. Методы определения структуры микробной биомассы, их возможности и ограничения
    • I. 2. 2. Соотношение грибы / бактерии в разных типах почв и экосистем
    • I. 2. 3. Агроисполъзование почв и структура микробной биомассы. I. 3. 1. Почва — источник парниковых газов, поступающих в атмосферу
    • I. 3. 2. Роль почвенных микроорганизмов в продуцировании парниковых газов
    • I. 3. 3. Нетто-продуцирование оксида азота I (N2O) почвами (денитрификация и нитрифшагия), влияние агроиспользования почв на этот процесс
  • II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • II. 1. Почвы, их местоположение, химические и физические свойства, растительность
    • II. 2. Методы
    • II. 2. 1. Микробиологические.<
    • II. 2. 2. Физико-химические
    • II. 2. 2. Статистическая обработка результатов
  • III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • III. 1. Углерод микробной биомассы и её дыхательная активность (продуцирование СО2)
    • III. 1. 1. Изменение Смик и БД при зарастании пашни лесом (горизонтальный градиент)
    • III. 1. 2. Изменение Смик и БД по профилю почв старовозрастных лесов вертикально — пространственный градиент)
    • III. 1. 3. Закономерности изменения содержания углерода микробной биомассы и дыхательной активности в разных локусах почв
    • III. 2. Особенности определения нетто-продуцирования оксида азота I почвой .93 III. 2. 1. Навеска, влажность, время и температура инкубации и предынкубагии образца почвы
    • III. 2. 2. Влияние дополнительных источников углерода и азота на продуцирование N2O почвой
    • III. 2. 3. Нетто-продуцирование N2O почвой при внесении минеральных азотных удобрений (аммонийного и нитратного азота)
    • III. 2. 4. Нетто-продуцирование N2O почвой при внесении антибиотика циклогексимида (фунгицид)
    • III. 2. 5. Разделение нетто-продуцирования N2O почвой на нитрификагрюнный и денитрификаг^ионный источники
    • III. 2. 6. Взаимосвязь нетто-продуцированш N2O с содержанием углерода^ микробной биомассы (Смик), его доли в общем органическом углероде почвы
  • СЛШК/ С0р^}>
    • III. 3. Структура микробной биомассы (грибы / бактерии)'
    • III. 3. 1. Особенности определения отношения грибы / бактерии в разных почвах, оптимизация’процедуры внесения антибиотиков в, почву
    • III. 3. 2. Структура микробной биомассы при зарастании пашни лесом ^ горизонтальный градиент)
    • III. 3. 3. Структура микробной биомассы потрофилю почв разных лесов
    • III. 3. 4. Дифференциация почвенного микробного дыхания на грибной и бактериальный источники
    • III. 4. Микробный потенциал естественных (ненарушенных) лесных почв европейской части России
  • III. , 4. 1. Особенности изменения*параметров микробного потенциала? ненарушенных старовозрастных лесных почв разных растительных зон
  • Европейской территории России
    • III. 4. 2. Микробный потенциал (Смик, БД, qC02, Г/Б) минеральных горизонтов лесных почв
    • III. 4. 31 Микробный потенциал органического (подстилка) и минеральных горизонтов профиля лесных почв
  • III. 5.1. Агроиспользование почв как фактор изменения ее микробиологических показателей
    • III. 5. 1. Углерод микробной биомассы, его доля в общем органическомуглероде почв естественных и пахотных экосистем
    • III. 5. 2. Структура микробной биомассы в почвах естественных и пахотных экосистем
    • III. 5. 3. Газо-продукционная активность почв (СО2, N2O) естественных и пахотных экосистем
  • ВЫВОДЫ

Актуальность проблемы. Микробная биомасса почв — важный, живой и лабильный компонент почвы (Jenkinson, Ladd, 1981; Полянская и др., 1995 е). Вопросы, связанные с ее устойчивым количественным определением в почве (Domsch et al., 1979; Joergensen, Wiehern, 2008), а также структурными (грибы / бактерии) (Hogberg et al., 2007; Joergensen, Wichern, 2008) и функциональными (продуцирование парниковых газов: Drury et al., 1991; Sakamoto Oba, 1994; Yanai et al., 2007) особенностями, во многом остаются, неизученными.

Среди газообразных продуктов жизнедеятельности микроорганизмов выделяют двуокись углерода (С02), метан (СН4) и разнообразные окислы азота (NxO), среди которых наибольшее экологическое значение имеет закись азота (N20) или оксид азота I. Особое внимание в последние десятилетия приковано к этим газообразным продуктам, поступающим из почвы в атмосферу, из-за их большой роли в глобальном изменении климата (Bouwman, 1990; Conrad, 1996). Так вклад С02 в изменение климата составляет 45−50%, a N20 — всего 5%, однако экранирующий эффект (разрушение озонового слоя) С02 составляет всего 1 единицу, a N20 — уже 150 (IPCC, 2001). Более того, около 65% N2CH атмосферы происходит из почв (Bouwman, 1990). Нетго-продуцирование N20 почвами следует рассматривать как результат процессов нитрификации и денитрификации, которые происходят в микроагрегатах почвы (аэробные и анаэробные зоны) одновременно. 1 Разделить эти процессы и оценить вклад в них прокариотных и эукариотных микроорганизмов довольно трудно (Arah, 1997). Отмечено также, что применение азотных, в частности аммонийных, удобрений резко увеличивает эмиссию N20 из почв (Flessa et al., 1996; Smart et al., 1999). Считают, что это происходит в основном за счет нитрификации, однако единого мнения на этот счет нет (Arah, 1997; Stevens et al., 1997; Abbasi, Adams, 2000).

Соотношение грибов и бактерий в почвенной микробной биомассе дает представление о запасании (аккумуляции или секвестрировании) углерода почвами (Suberkropp, Weyers, 1996; Bailey et al., 2002), а значит может характеризовать и газопродукционные свойства почв и быть фактором, регулирующим эмиссию С02 hN20 почвами (Sakamoto, Oba, 1994; Заварзин, 2004).

Информации об упомянутых аспектах проблемы, связанной с микробной биомассой и продуцированием парниковых газов почвами, все еще недостаточно, а фундаментальных исследований — крайне мало, поэтому они являются актуальными.

Для определения содержания углерода микробной биомассы почвы (Смнк) широко используют метод субстрат-индуцированного дыхания (СИД), отражающий, в определенной степени, и физиологическое состояние почвенных микроорганизмов (Anderson, Domsch, 1978; Ананьева и др., 2008).

Подходом, позволяющим диагностировать долю грибов и бактерий в почве, наряду с прямым микроскопированием, является метод селективного ингибирования (СИ) антибиотиками (Lin, Brookes, 1999 bBailey et al., 2002).

Разделение микробного нетто-продуцирования N20 почвой на грибной и бактериальный источники осуществляют сравнением этого процесса в нативных и обработанных циклогексимидом (ингибитор грибов) образцах (Scheu, Parkinson, 1994; Laughlin, Stevens, 2002). Разделение потока N20 за счет нитрификации и денитрификации возможно также в присутствии ацетилена в атмосфере инкубационного сосуда с почвой (Robertson, Tiedje, 1987; Klemedtsson et al., 1988; Muller et al., 1998).

В научной литературе почти нет экспериментальных сведений о связи структуры микробного сообщества с эмиссией парниковых газов из почвы и, прежде всего, N20: Детальная разработка процедуры разделения вклада бактерий и грибов в суммарную почвенную микробную биомассу даст новый импульс в изучении механизмов образования парниковых газов разными типами почв, в том числе и при разном землепользовании.

Целью работы была оценка содержания микробного компонента, его структуры (грибы / бактерии) и газопродукционной активности в почвах разного землепользования для установления взаимосвязи между этими параметрами. Задачи исследования.

1. оценить содержание углерода микробной биомассы (Смнк) методом субстрат-индуцированного дыхания (СИД) и его долю в общем органическом углероде (Смик / Сорг) в разных типах почв и экосистем европейской территории России;

2. оптимизировать условия измерения нетто-продуцирования. оксида азота (N20) разными почвами;

3. изучить изменение содержания углерода почвенной микробной биомассычи ее газопродукционной активности (микробное продуцирование С02 или базальное дыхание / БД и нетго-продуцирование N20) в почвенных локусах вдоль горизонтального (сукцессия), вертикального (профиль) и пространственного градиентов;

4. разработать метод для раздсления вклада нитрификации и денитрификации в нетго-продуцирование N20'почвой;

5. оптимизировать процедуру разделения вклада эукариотных и прокариотных микроорганизмов^ в общее субстрат-индуцированное дыхание и выявить структуру микробной биомассы (грибы / бактерии) методом селективного ингибирования антибиотиками в разных почвах;

6. выявить закономерности изменения микробиологических параметров (Смик, СМик / Сорг, БД, грибы / бактерии)"-в • почвах ненарушенных старовозрастных лесов разных растительных подзон вдоль географического градиента на европейской территории России;

7. определить взаимосвязь между изучаемыми микробиологическими параметрами, химическими и газопродукционными (С02, М20) свойствами почв разных локусов.

Научная новизна.

Впервые для почв основных типов европейской части России оценено устойчивое количественное содержание углерода микробной биомассы (Смнк) методом субстрат-индуцированного дыхания, его доли в общем органическом углероде (Смпк / Сорг), структуры (грибы / бактерии) методом селективного ингибирования и газопродукционной способности (микробное продуцирование С02 и К20). Выявлено существенное уменьшение параметров Смик, СМ|1К / Сорг, БД и грибного компонента в пахотных почвах по сравнению с естественными аналогами. Почвы пахотных экосистем продуцируют больше N20, чем таковые естественных.

Впервые для ненарушенных лесных почв? европейской части России выявлена вариабельность микробиологичесикх параметров (Смик, Смик / Сорг, БД, дС02, грибы / бактерии) в пределах разных растительных подзон и вдоль климатического градиента. Установлено возрастание средних величин Смик, его запасов, в том числе и профильных, а также Смнк-грибы в почвах от средней тайги к темнохвойным лесам вне бореальной области.

Впервые изучена и оптимизирована процедура определения потенциального нетто-продуцирования, И20 разными типами почв и экосистем, связанная с предынкубацией, временем, температурой инкубации, навеской образца и дополнительными источниками питания микроорганизмов. Разработан метод разделения нетто-продуцирования К20 на нитрификационный и денитрификационный источники с помощью ингибитора нитрификации — низкой концентрации ацетилена (С2Н2) в газовой фазе (1.8 Ра). Предложен подход дифференциации процесса нитрификации за счет эукариотных (грибы) и прокариотных (бактерии) микроорганизмов на основе сочетания ингибиторов нитрификации (С2Н2) и белкового синтеза микроскопичексих грибов (циклогексимид).

Практическая значимость.

Проведено прямое количественное измерение содержания углерода микробной биомассы в различных почвах и оценена его доля в содержании общего органического почвы. Полученные экспериментальные сведения могут быть основой базы данных о микробном пуле различных почв и экосистем, которую целесообразно использовать для модельных прогнозных расчетов, в том числе и при разных экологических сценариях.

Получены сведения о содержании грибного и бактериального компонентов в почвах с разными физико-химическими свойствами.

Изучение механизмов продуцирования парниковых газов (И20, С02) разными почвами и экосистемами, в том числе и отягощенными нерациональным агроиспользованием, через функционирование почвенного микробного компонента (размер, структура, активность) позволит понять причины увеличения содержания этих газов в современной атмосфере, оценить риски и предложить мероприятия по их снижению. Экспериментальное обоснование взаимосвязи между продуцированием парниковых газов почвами и их микробным компонентом будет вкладом в познание механизмов образования парниковых газов, в том числе и остро необходимой дополнительной информацией об эмиссии И20 почвами России. В перспективе, к тому же, сравнение данных, полученных в лабораторных и естественных условиях, позволит моделировать процессы образование 1Ч2С) и С02 почвами для разных прогнозных сценариев.

Результаты и разработанные подходы могут быть использованы в курсе лекций и практических занятиях по почвенной микробиологии, почвоведению и экологии.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ I. 1. Микробная биомасса почв".

Почвенная микробная биомасса — часть почвенного органического вещества, в которую входят прокариотные (археи, бактерии, актиномицеты) и оукариотные (микроскопические грибы) микроорганизмы. Объемы клеток этих микроорганизмов составляют не более 5×103 мкм3 (Jenkinson, Ladd, 1981). Грибы, бакгериш и археи представляют 75 — 98% общей живой биомассы, почв, а простейшие (одноклеточные организмы) — всего 1 — 6%, а мезои макро-фауна — пе более 1% (Веаге, 1997). Микробная биомасса является важным, живым и лабильным компонентом почвы. Она составляет лишь несколько процентов, от содержания органического углерода почвы, но это «ушко от иголки» (Jenkinson, 1976), через которое проходит весь органический" материал, поступающишв, почву. Содержание микробной биомассы в почвах зависит от их физико-химических свойств, климатических и гидротермических условий, растительности, а таюке внесенных веществ, в том числе и чужеродных (ксенобиотиков и поллютантов). Поэтому такой показатель как содержание микробной биомассы используют часто как индикатор качества почвы и продуктивности растений (Nogueira et al., 2006.

I. li 1. Методы определения микробной биомассы, их возможности и ограничения.

Определение содержания микробной биомассы в почвах важно для многочисленных экологических исследований. Несколько десятилетий назад определение содержания микробной биомассы в почвах было связано с утомительными, времязатратными и, во многом, ненадежными методами (высев на агаризованные среды, прямая микроскопия) (Jenkinson, 1988, цит по Dalai, 1998). Фактическая оценка общей биомассы почвы с учетом, всего набора организмов (бактерии, грибы, актиномицеты, простейшие, нематоды) вызывало трудности из-за неполной (несовершенной) процедуры выделения (извлечения, экстракции) клеток, несоответствующего их культивирования, вариабельности условий развития микроорганизмов в почве и скудной (недостаточной) информации об их биообъемах (Jenkinson, 1988).

Несомненным преимуществом прямого люминесцентного микроскопирования является возможность дифференцировать клетки различных групп микроорганизмов, а именно определять длину мицелия грибов и актиномицетов, численность бактерий и грибных спор, а также измерять диаметр мицелия и спор грибов в почвенной суспензии на стеклянной подложке, окрашенной калькофлуором белым (для эукариот) или акридином оранжевым (для прокариот) (Кожевин, 1989; Полянская и др., 1995 а, б, в). К тому же методом люминесцентной микроскопии были получены обширные сведения о микробном пуле почв нашей страны (Полянская и др., 1995 а, б, в). Однако недостатки (ограничения) этого метода заключаются в ненадежности дифференциации клеток на живые и мертвые, ошибочном учете почвенных частиц как микроорганизмов, условности выбора коэффициентовпересчета от числа клеток к их биомассе, что, в свою очередь и определяет некоторую условность полученных данных об общей биомассе почвенных микроорганизмов (Domsch et al., 1979; Мирчинк, Паников, 1985; Brookes et al., 1986; Scheu, Parkinson, 1994). Ряд исследователей указывал, что метод прямой микроскопии имеет тенденцию переоценивать, прежде всего, содержание грибов в почве, получаемые результаты очень часто зависят от индивидуального мастерства исполнителя, а значит его субъективности (ошибка при подсчете клеток достигает до 100%) (Domsch et al., 1979; Stahl et al., 1995), а также выбора красителя клеток. Так, калькофлуор белый, например, окрашивает грибной мицелий независимо от его метаболического состояния (Stahl, Parkin, 1996). Кроме того, имеются сведения, что только около половины общей микробной биомассы в почве находится в активном состоянии (Ingham, Klein, 1984).

Показано, что величина микробной биомассы, измеренная прямой микроскопией (учтены коричневые гифы грибов, не окрашенные анилином голубым), была примерно в 2 раза больше, чем таковая, оцененная фумигационно-инкубационным методом (Schnurer et al., 1985). Между упомянутыми методами показана тесная (Jenkinson et al. 1976; Vance et al. 1987; Martikainen, Palojarvi, 1990) или слабая (Schnurer et al. 1985; Ingham, Horton 1987; Ingham et al. 1991) корреляция. Поэтому, принимая во внимание, что по результатам прямой микроскопии часто калибруют другие методы оценки биомассы, следует рассматривать их с определенной «осторожностью».

Усилия микробиологов, осознавших ограниченность метода посева и приемов лабораторного культивирования микроорганизмов для решения задач, связанных с оценкой содержания микробной биомассы, были направлены на совершенствование методической базы. Поэтому за последние десятилетия были разработаны экспрессные оценки содержания микробной биомассы почвы, которые основаны на физиологических, биохимических и химических методах (Horwath, Paul, 1994). Они включают методы фумигации-инкубации (ФИ) (Jenkinson, Powlson, 1976), фумигации-экстракции (ФЕ) (Brookes et al., 1985; Vance et al., 1987) и субстрат-индуцированного дыхания (СИД) (Anderson, Domsch, 1978), а также анализ аденозин трифосфата (АТФ) (Jenkinson et al., 1979; Eiland, 1983; Webster et al., 1984) и определение содержания ДНК (Eberle, Lark, 1967) в почве. 4.

Результаты биохимических и химических методов (ФИ, ФЕ, АТФ. ДНК) могут быть выражены не только в относительных величинах, но и в абсолютных показателях микробной биомассы в почве. Применение этих методов позволяет почти полностью исключить влияние таких интерферирующих факторов, как адсорбция клеток, их экранирование почвенными частицами и гибель микроорганизмов при диспергировании почвы. К тому же результаты таких химических определений остаются объективными и не зависят от конкретного i исследователя и научной школы, которую он представляет. Это открывает возможность непредвзятого сопоставления результатов, полученных в разных лабораториях, и способствует более активному обобщению литературных данных. Важное преимущество биохимических методов заключается еще и в том, что они лучше воспроизводимы и менее утомительны. Путем совершенствования техники определения, в частности, при создании автоматических анализаторов, их производительность может увеличиваться существенно. Рассмотрим эти методы подробнее.

Метод фумигации-инкубации для определения микробной биомассы в почве. Принцип этого метода заключается в измерении прироста содержания легкоминерализуемых соединений в почве, обработанной парами летучих стерилизующих веществ (хлороформ, метилбромид, окись пропилена и другие). После удаления фумиганта сохранившие жизнеспособность микроорганизмы начинают быстро размножаться, используя в качестве субстрата погибшую микробную биомассу. Этот процесс сопровождается временной, но резко выраженной интенсификацией дыхания почвы (скорости потребления 02 и выделения С02) и накоплением в среде неорганических соединений азота, фосфора г i и других элементов, первоначально входивших в состав микробной массы (Jenkinson, Powlson, 1976). Размеры живой микробной биомассы, содержащейся в почве до фумигации, могут быть, таким образом, определены по количеству продуктов ее минерализации, а именно С02 (Jenkinson, 1976), NH4+ (Ayanaba et al., 1976), P04″ (Brookes et al., 1982), накопленных за фиксированный срок (обычно 10 суток) инкубации фумигированной почвы в оптимальных условиях влажности и температуры, а таюке по количеству потребленного 02 за тот же период или по содержанию водорастворимого углерода в почве (Jenkinson, Powlson, 1976).

Для получения достоверных результатов необходимо соблюдать следующие требования: количество С02, выделившееся из погибших организмов должно быть намного больше в фумигированном образце, чем в нефумигированном (контрольном) — количество С02, продуцируемое при разложении другой части s органического вещества (немикробной), должно быть равным таковому в фумигированном и нефумигированном образцах.

При этом недостатки метода ФИ связаны со следующими моментами: (1) хлороформ не приводит к гибели всех микроорганизмов в почве, (2) результаты метода соотносятся с таковыми других, (3) часть гуминовой фракции под действием паров хлороформа разлагается, (4) высокая вариабельность фактора кС 0.06−0.6 (Vance et al., 1987), (5) неприменим для почв с pH <5, воздушно-сухих, затопленных и содержащих свежий органический материал или растительные остатки. Так Ingham и Horton (1987) выявили, что бактериальная и грибная популяции в почве прерий при обработке парами хлороформа погибали только на 37 — 79% от контроля. Однако другие исследователи указывали, что жизнеспособность популяции почвенных грибов, бактерий и актиномицетов сократилась после фумигации хлороформом (СНС13) на 90−100% (Shields et al., 1974; Lynch, Panting, 1980; McGill et al., 1986). Показано, что вторичная обработка почв CHCI3 не увеличила продуцирование С02, поэтому был сделан вывод, что обработка парами CHCI3 убивает почти все почвенные организмы (Jenkinson, 1966). Кроме того, этот автор заключил, что неполное уничтожение микроорганизмов парами СНС13 может быть вызвано несоблюдением методики.

Разногласия в результатах, полученных методом фумигации-инкубации и прямой микроскопией, вызваны тем фактом, что результаты прямого микроскопирования очень сильно зависят от методики окрашивания, его способности различать живые и мертвые микробные клетки, и коэффициентов пересчета от числа клеток к углероду микробной биомассы. Индивидуальные навыки исследователя, как упомянуто выше, также влияют на результаты подсчета (Schnurer et al., 1985; Ingham, Horton 1987; Ingham et al. 1991).

Наиболее широко используемая величина кС для расчета микробной биомассы составляет 0.41 при 22 °C (Anderson, Domsch, 1978) или 0.45 при 25 °C (Jenkinson, Powlson, 1976).

Кроме того следует отметить, что в воздушно-сухих почвах погибшие микроорганизмы могут составлять большую часть микробной биомассы, поэтому в фумигированном образце хлороформ не будет оказывать эффективного воздействия на микробные клетки (Sparling, West, 1988). В почве, в которую внесен свежий органический материал или растительные остатки, микробная биомасса, определяемая методом ФИ, будет составлять только 10−20% от ее реальной величины и будет состоять главным образом из бактерий. Такого влияния можно избежать тщательным удалением почвенных включений (например корни) или продолжительной предынкубацией почвенного образца — не менее 3 недель (Martens, 1995).

Если принять во внимание все вышеперечисленные ограничения, то метод ФИ позволяет достоверно измерять углерод микробной биомассы почвы. Сочетание фумигационного метода с радиоизотопным представляется удачным приемом для изучения обменных процессов в почве или системе почва — растение. Так, измеряя распределение метки между биомассой микроорганизмов и мертвым органическим веществом, удалось установить истинные размеры включения индивидуальных органических соединений в почвенный гумус (Kassim et al., 1982), оценить скорости роста микробных популяций в ризосфере растений (Martens, 1982), получить количественную оценку соотношения процессов минерализации и иммобилизации азота при разложении микроорганизмов в почве (Marumoto et al., 1982), а также количественно описать динамику роста и потребления органических веществ микроорганизмами при разложении растительного опада (Ladd et al., 1981; Cerri, Jenkinson, 1981). Разработка ряда модификаций фумигационного метода позволила уточнить размеры биологической иммобилизации элементов питания растений почвенными микроорганизмами (Anderson, Domsch, 1980).

Метод фумигации — экстракции для определения микробной биомассы почв был разработан в середине 1980;х (Brookes et al., 1985; Vance et al., 1987) и нашел широкое применение в почвенных исследованиях. Данная методика предполагает обработку образцов почв парами хлороформа, в результате которой происходит лизис микробных клеток, приводящий к образованию дополнительного количества органических соединений углерода ©, азота (N) и NH4+, переходящих в экстрагирующий раствор. Оценка содержания С и N микробной биомассы проводится по разности концентрации общего С и N в фумигированном и исходном образцах, деленной на эмпирический коэффициент, учитывающий неполный переход компонентов биомассы в раствор. В качестве экстрагента обычно используется 0.5 М K2SO4 (реже 1 М и 2 М KCl). Хлороформ используют как фумигант, так как он является эффективным биоцидом и почти не растворяет органическое вещество почвы немикробного происхождения (Jenkinson, 1976).

Метод ФЭ широко используется исследователями, поскольку он несложен в исполнении и может быть применим для широкого набора почв. К тому же, в полученных таким приемом экстрактах можно определить и другие органические вещества (растворимые сахара, углеводы и белки) (Joergensen et al., 1996). Метод фумигации-экстракции открывает новые возможности для определения углерода микробной биомассы в почвах, которые не может дать метод фумигации-инкубации, особенно, как описано выше, в почвах с низким значением pH или содержащими свежее органическое вещество. Метод ФЭ успешно применен для оценки содержания фосфора (Hedley, Stewart, 1982) и серы (Saggar et al., 1981) в почвенной микробной биомассе. Однако среди исследователей возникают разногласия из-за выбора коэффициента kgc, значения которого находятся в интервале от 0.20 (Zagal, 1993) до 0.47 (Martikainen, Palojarvi, 1990). Еще один существенный недостаток этого метода связан с высоко концентрированными растворами солей, которые на современных автоматических анализаторах не желательно использовать. Поэтому в настоящее время исследователи вынуждены искать другие экстрагенты, используемые в этом методе.

Аденозинтрифосфат (АТФ) — универсальный компонент живых микробных клеток. Применительно к анализу почвы основная методическая трудность связана с извлечением АТФ из почвы. Наиболее приемлемый способ для этого разработан Дженкинсон и Оадс (Jenkinson, Oades, 1979). Он предусматривает обработку почвы ультразвуком и последующую экстракцию АТФ смесью 0.5М трихлоруксусной кислоты, 0.25М Na2HP04 и 0.1М хлорида параквата. Этот прием позволяет извлечь из почвы АТФ на 45 — 84% от теоретического (при таком извлечении может происходить ферментативный или химический гидролиз АТФ). Следует отметить, что интервалы содержания АТФ микроорганизмов, представленных 150 видами, составляли 1.4 — 16 мкмоль г" 1 биомассы, а для большинства изученных культур (более 90%) диапазон содержания АТФ — уже (2−6 мкмоль г" 1 биомассы). Показано также, что микробная биомасса содержит в среднем 0.4% АТФ от клеточного углерода, что соответствует соотношению С: АТФ = 250 (Karl, 1980). Внутриклеточное содержание АТФ зависит от условий роста микроорганизмов и является очень чувствительным показателем состояния микробного сообщества почвы, реагирующим на внесение легкодоступных соединений, ингибиторов роста и метаболизма, изменения температуры и влажности (Nannipieri et al., 1978). Необходимо учитывать также, что АТФ содержится не только в микроорганизмах, но и в микрофауне и высших растениях. Следует отметить, что измерить (определить) азот, фосфор и серу микробной биомассы анализом АТФ нельзя (Smith, Paul, 1990). Ценность анализа АТФ для определения микробной биомассы по сравнению с другими методами заключается в том, что он дает емкую дополнительную информацию о физиологическом состоянии микробных популяций почвы.

Дезоксирибонуклеиновая кислота (ДНК). Химический анализ ДНК в почве как метод определения микробной биомассы имеет то несомненное преимущество, что внутриклеточное содержание этого соединения характеризуется абсолютным постоянством в расчете на нуклеоид прокариотной клетки или ядро одной степени плоидности у эукариотных микроорганизмов независимо от условий их роста. Отмечено также, что в расчете на единицу биомассы содержание ДНК может изменяться (Работнова, Помозгова, 1979). Однако эти изменения не столь велики, как в случае АТФ, и представляются вполне предсказуемыми и закономерными: внутриклеточное содержание ДНК тем больше, чем, больше доля функционально активных клеточных компонентов. Поэтому содержание ДНК может быть мерой обогащенности почвы микроорганизмами (Благодатская и др., 2003). Однако скорость распада экзогенных нуклеиновых кислот намного ниже скорости превращения АТФ. Этот факт приводит к накоплению в почве внеклеточной ДНК, доля которой в зависимости от почвы составляет 30−70% от суммарной (Паников, 1976). Очевидно, что использование результатов анализа ДНК для оценки микробной биомассы без знания доли внеклеточной ДНК лишено смысла. Дифференциация внутрии внеклеточной ДНК может быть достигнута на этапе выделения' разных фракций* органических веществ, из почвы, поскольку внеклеточная. ДНК существенно отличается от нативной (внутриклеточной) по своим свойствам (имеет меньшую молекулярную массу, частично апуринизована и дефосфорилирована). Очевидно, что для экологических исследований представляет интерес изучение скорости образования ДНК и РНК in situ, которые связаны с синтезом микробной биомассы в почве.

Таким образом, биохимические методы определения микробной биомассы почвы имеют как преимущества, так и недостатки, которые в свою очередь. связаны с измерением не собственно биомассы микроорганизмов, а какой-то ее части или индивидуального соединения (АТФ, ДНК, мурамовой или диаминопимелиновой кислот), а также суммы легкоминерализуемых (ФИ и ФЭ). Связь перечисленных показателей с биомассой, выраженной в весовых единицах, далеко не однозначна (содержание определяемых компонентовменяется для разных микроорганизмов и условий их роста). Кроме того, определению содержания микробной биомассы этими методами могут мешать, другие почвенные организмы (корни, растений, микрои мезофауна), а также почвенный детрит.

Субстрат-индуцированное дыхание микроорганизмов в почве. В конце 70-х годов прошлого века был предложен физиологический или респирометрический метод оценки микробной биомассы (Anderson, Domsch, 1978). Метод получил название субстрат-индуцированного дыхания (СИД), поскольку был основан на измерении начальной максимальной скорости дыхания^ микроорганизмов, индуцированной внесением в почву легкоокисляемого и универсально доступного субстрата. В качестве такого субстрата была выбрана глюкоза — основной мономер целлюлозы, доля которой в растительном опаде составляет 70−80%. К тому же, потребление глюкозы микроорганизмами почвы in situ за время, в течение которого не происходит роста и размножения клеток (несколько часов), положено в основу определения содержания микробного углерода (биомассы) в почве (Anderson, Domsch, 1978). Следовательно, метод. субстрат-индуцированного дыхания позволяет определить метаболически активный компонент микробного сообщества по интенсивности дыхания почвы обогащенной глюкозой. При этом предполагается, что дыхательный отклик пропорционален суммарной микробной биомассе почвы.

Оценивая реалистичность допущений этого метода, необходимо принять во внимание, что микроорганизмы, окисляют глюкозу до С02 или соокисляют ее наряду с потреблением множества других почвенных органических соединений. Следует отметить также, что способностью увеличивать скорость образования С02 в ответ на внесение глюкозы обладают практически все аэробные и большинство факультативно-анаэробных хемоорганотрофных микроорганизмов,* включая" все эукариотные микроорганизмы и подавляющее большинство бактерий. Список микроорганизмов, не учитываемых физиологическим методом, может включать некоторые облигатно анаэробные, метилотрофные и хемолитотрофные бактерии. Однако, во-первых, доля последних ничтожно мала в суммарной биомассе, например, автоморфных почв и, во-вторых, для их специального учета может быть использована соответствующаямодификация субстрат-индуцированного метода.

Более сложной задачей представляется оценка правильности выбора пересчетного коэффициента от дыхания (выделения С02) к биомассе. Величина коэффициента, рекомендованная авторами метода, была получена двумя независимыми путями: 1) по усредненной величине дыхательной активности 17-ти изолятов почвенных грибов и 2) по параметрам уравнения связи интенсивности дыхания обогащенных глюкозой 12-ти образцов почв с соответствующими значениями микробной биомассы, измеренными фумигационным методом (Anderson, Domsch, 1978). Пересчетный коэффициент скорости дыхания в микробную биомассу, полученный авторами метода, равен 40, т. е. 40″ мг биомассы выделяют 1 мл С02 х ч" 1. Такая же величина была установлена и другими авторами (West, 1986; Martens, 1987; Wardle, Parkinson, 1991). Следует отметить таюке и предлагаемые в литературе другие коэффициенты для такого перерасчета. Так, сравнение величин микробной биомассы в 27 различных почвах, полученных методами фумигации-инкубации и субстрат индуцированного дыхания, позволило сделать вывод о величине коэффициента пересчета (от выделившегося объема С02 к единице биомассы), равной 30 (Kaiser et al., 1992). В другой работе был получен коэффициент, равный 50 (Sparling et al., 1990). Имеются работы, где этот коэффициент составляет лишь 16 (Lin, Brookes, 1996; 1999 а). Однако, v 18 большинство авторов^ в том числе и в нашем исследовании, был использован коэффициент пересчета, рекомендованный первыми авторами’методаа именно, 1 мл выделившегося С02 заЛ час соответствует 40 мг биомассы почвы. • .

Преимуществомметода субстрат-индуцированного дыхания является то, что он прост в исполнении-, оперативендает хорошо воспроизводимые результаты, с относительной ошибкой не более 5% и учитывает, по мнению ряда авторов, только активную микробную биомассу (Beare et аК, 1990; Hassink, 1993; Wardle, Ghaini.1995 а). Однако другие исследователи соотносят метод СИД, в том числе и с коэффициентомпересчета-, равным- 40- общей1 микробной биомассе в почве (Anderson, Baath. 2003; Ананьева и др., 2008).

Метод СИД широко используется в зарубежных исследованиях, но практически не применялся в России для количественной оценки микробной биомассы разных почвВ отличие от практикуемого в российских исследованиях определения микробной биомассы прямым микроскопированиемпочвенной суспензии с последующимшересчетом бйообъемов клеток и их среднего удельного веса в микробный углерод, метод субстратг-индуцированного дыхания: позволяет определить различные дополнительные физиологические и метаболические показатели функционирования микробного сообщества почвы" (Anderson, 1994). Выгодный аспект метода СИД заключается' и в возможности определения количества углерода микробной биомассы (Смик) почвы, который представляет собой живую и лабильную часть органического углерода почвы (Сорг). Доля микробного углерода в органическом (Смнк/ Сорг, %) может служить показателем качества органического вещества и его доступности для растений. Микробное дыхание почвы (базальное, фоновое или БД) характеризует скорость продуцирования С02 почвой без корней и внесенных субстратов, что является важной минерализационнойхарактеристикой почвы, оценивающей наличие в почве углерода доступного для деятельности микроорганизмов. Метод СИД позволяет также определить удельное дыхание почвенных микроорганизмов (qC02 = БД- / С мнк), которое является показателем эффективности: усвоенияими углеродного субстрата (Anderson, Domsch-. 1985) — Этот показатель существенно различается для микроскопических грибов и бактерий. Отсюда, изменение структуры микробного сообщества (грибы / бактерии) почвы может быть оценено' величиной qC02. Использование производных параметров, таких как qC02 и Смик /.

Сорг, может быть полезным инструментом в оценке годовых потоков углерода и энергии через микробную биомассу (Anderson, 1994). Кроме того, метод субстрат-индуцированного дыхания с применением селективных ингибиторов белкового синтеза позволяет дифференцировать микробную биомассу на эукариотный и прокариотный компоненты.

Таким образом, метод субстрат-индуцированного дыхания имеет несомненные преимущества, позволяющие разносторонне изучать микробную биомассу, ее структуру и экофизиологические свойства. Метод СИД, кроме того, входит в перечень стандартных параметров, характеризующих биологические свойства почв в ряде зарубежных стран (Sikora et al., 1994; Yakovchenko et al., 1996; Bouma, 1997; Sims et al., 1997). Поэтому оценка углерода микробной биомассы методом СИД — новый и весьма эффективный, но недостаточно распространенный подход в экологических исследованиях в нашей стране (Ananyeva et al., 2008).

Итак, прямые микроскопические методы определения микробной биомассы дают количественное и качественное (группы микроорганизмов) представление о живом микробном пуле почвы, однако лишены информации об его активности. Биохимические методы определения разных компонентов микробных клеток и продуктов их метаболизма расширяют возможности для более точного определения содержания микробной биомассы и, тем самым, позволяют судить об ее активности в почве. Рассмотрены преимущества и недостатки (ограничения) применения биохимических методов оценки почвенной микробной биомассы.

I. 1. 2. Микробная биомасса как компонент органического вещества почвы и природный микробный потенциал разных почв.

Российскими исследователями получен обширный экспериментальный материал о содержании микробной биомассы в разных типах почв и экосистем европейской части России (Полянская и др., 1995 аПолянская и др., 1995 бГоловченко, Полянская, 1996; Полянская, Звягинцев, 2005). В большинстве выполненных работ содержание микробной биомассы в почвах определено методом прямой микроскопии и выражено, как правило, в единицах сухого веса, реже — содержанием углерода микробной биомассы. Однако этот метод не дает четкого представления об активности почвенных микроорганизмов, их эколого-физиологическом статусе. Кроме того следует отметить, что величины углерода микробной биомассы часто не соотнесены с таким устойчивым почвенным параметром, как содержание органического углерода почвы.' Однако, углерод микробной биомассьъ — важная часть почвенного органического углерода, показатель его качества и сохранности в почве (Anderson, Domsch, 1986; Anderson, Domsch, 1989). По сведениям разных авторов, величина Смнк / Сорг в почвах варьирует в очень широких пределах: от 0.10 до 70% (Мирчинк, Степанова, 1982; Полянская и др., 1995 а, б, в, г). Но в большинстве исследований показатель Смик / Сорг составляет 1−10% (Jenkinson, 1977; Anderson, Domsch, 1986; Anderson, Domsch, 1989; Ananyeva et al., 2008). Расчеты показывают также, что почва в. целом на протяжении значительного времени представляет собой среду, слабообеспеченную доступными органическими веществами в расчете на имеющуюся микробную биомассу (Звягинцев и др, 2005). Поэтому очевидно, что полученное некоторыми авторами значение Смнк / Сорг более 15−20% - очень завышено.

К тому же следует отметить, что скорость оборачиваемости микробной биомассы составляет 0.5−2 лет, а органического вещества почвы — более 20 лет. Поэтому изменения, происходящие с микробной биомассой (в частности, ее уменьшение) характеризуют и дальнейшее поведение органического вещества почв. Поулсон, Дженкинсон (Powlson, Jenkinson, 1981) и Поулсон с соавторами (Powlson et al., 1987) предположили, что изменения в микробной биомассе можно использовать как ранний предсказатель изменения в органическом веществе почвы, например, вследствие различных приемов сельскохозяйственного использования.

Заселенность микроорганизмами различных горизонтов почвенного профиля изучена слабо. Проведенные исследоавания часто ограничивались подсчетом биомассы в основном в верхних почвенных горизонтах, где плотность микроорганизмов наивысшая по сравнению с нижележащими слоями (Полянская и др., 1995 а). Профиль же основных зональных почв Европейской части России охватывает преимущественно 1.5−2 м толщу. Глубокие слои почвы играют важную роль не только в ее формировании и функционировании, деградации загрязнителей и поддержания качества грунтовой воды, но и являются резервуаром ее общего микробного пула (Полянская и др., 1995 а). Сведений об активности микробного сообщества в градиенте профиля и связи ее с физико-химическими условиями местообитаний крайне мало. К тому же, представление о количественном содержании, микробной биомассы почв значительно менялось в связи1 с применением все новых и более совершенных методов-ее опредления (Мирчщ^к, Паников, 1985).

Расчеты содержания микробной биомассы, выполненные на основе метода прямого люминесцентного микроскопирования, показывают, что общие запасы микробной биомассы достигают вразличных почвах тысяч и даже десятков тысяч килограммов сухого вещества на гектар. Так, в работе Головченко A.B. и Полянской JIM. (1996) были изучены почвы (бело-подзолистая^ бурозем) Тверской области под елью. Запасы микробной биомассы в этих почвах составила 20 400 (мощность 47 см) и 29 000 (32 см) кг га" 1 (минеральные горизонты + подстилка) для бело-подзолистой и бурозема соответственно.

В другой работе (Полянская^ и др., 1995 д) исследовали методом люминесцентой микроскопии коричневые и черно-коричневые* почвы Тянь-Шаня. Запасы микробной биомассы по всему профилю (120 — 200 см) составила 22 681, 8536. 16 123, 6423, 16 006 кг га" 1 для коричневой типичной, коричневой карбонатной, коричневой выщелоченной, и двух черно-коричневых почв соответственно.

Еще в одной работе JI.M. Полянской. с соавторами (1995 а) величины запасов микробной биомассы в верхних горизонтах дерново-подзолистой, подзолистой (сосна, ель), аллювиально-луговой (луговая растительность) почв были 21 200, 22 600, 55 900, 10 600 кг га" 1 соответственно.

В дерново-подзолистой почве под многолетними травами (Костромская область) сухая микробная биомасса составляла от 630 до 940 т га" 1 в различные годы исследования (Матаруева, 1998).

При изучении пойменных почв прямым микроскопированием (0−20 см) показано, что запасы микробной биомассы составляли 533, 178* и 197 кг га" 1 для двух аллювиально дерново-глеевых и аллювиально перегнойно-глеевой почв соответственно (Никитина, 1991). В этой же работе приведены запасы микробной биомассы в почвах таежных экосистем (0−30 см). Так, для темнохвойной экосистемы, (глубокоподзолистая) величина Смпк составила 397, светлохвойной (сильноподзолистая) — 275, а в болотно-лесной (торфяно-гумусовая) — 47 кг га" 1.

Величина микробной биомассы значительно зависит от глубины залегания почвенного слоя (горизонта). Все известные методы ее определения свидетельствуют, что на глубине 2 м величина Смнк на 1−2 порядка меньше, чем в слое 0−5 см (Taylor, 2002). Так, в почве естественных экосистем (дерново-подзолистой, серой лесной, чернозема, каштановой) верхний 5 см слой (без растительной подстилки) содержал в 2−3 раза больше СМ11К (СИД метод), чем слой -5−10 см (Ананьева и др., 2008). В1 слое 0−2.5 см содержание Смпк (фумигационный метод, alfisol, Австралия) составляло 1000^ а в слое 10−15 см — всего 100 мкг С г" 1 почвы (Van Gestel et al., 1992). Сообщалось также, что в слоях ниже 25 см содержалось примерно 35% всей биомассы 2-х метрового профиля (Fierer et al., 2003). В работе Сусьяна с соавторами (2006) была исследована серая, лесная почва. В верхнем 24 см слое содержалось 57% Смик (мкг С г" 1) всего профиля, а в 10-ти см — около 44%. С учетом объемного веса почвенных горизонтов запасы углерода микробной биомассы в 10-ти см слое составили 23% всего профиля, а в 24-х смуже 44% (Сусьян и др., 2006). Углерод микробной биомассы всего профиля серой лесной почвы составил по расчетам авторов 5682 кг га" 1, что совпадало с подсчетами Смик, полученными прямым микроскопированием (5670 кг га" 1) в толще серой лесной почвы (175 см) на территории Тульской области (Полянская и др., 1995 а).

Показано, что микробная биомасса есть функция глубины залегания почвенных горизонтов, но при этом ее глубокие слои составляют весомую долю микробной биомассы всего профиля. Поэтому информация не только о размере, но активности и структуре микробного пула этих местообитаний имеет важное экологическое значение. Вниз по профилю поступление свежего и легкоразлагаемого растительного материала уменьшается, содержание углерода и его качество также уменьшается (Орлов, 1992; Richter, Markewitz, 1995; Ajwa et al., 1998; Trumbore, 2000). Считают также, что отношение Смнк / Сорг есть показатель доступности углерода для почвенных микроорганизмов (Anderson, Domsch, 1989; Sparling, 1992). Показано, например, что в верхних горизонтах почвы значение Сммк / Сорг составляет 0.27−7% (Anderson, Domsch, 1989), для тропических почв саванны оно больше — 6.3−9.3% (Kirchmann, Eklund, 1994), хотя содержание микробной биомассы в почвах тропического пояса того же порядка, что и умеренных широт (Anderson, Domsch, 1989). В профиле серой лесной почвы и чернозема было обнаружено, что отношение Смик- / Сорг в некоторых глубоких слоях (44−126 см серой лесной почвы и 85 см среднесуглинистого чернозема) имело более высокое значение, чем в поверхностных или близких к подстилающей породе (Сусьян и др., 2006). Такая особенность была зафиксирована и в других работах. В почве Калифорнии на 2 м глубине (Р1егег е1 а!., 2003) и африканской саванне (ЮгсЫпапп, Ек1ипс1, 1994) — на 50 см глубине отношение СМНК/ Сорг было больше, чем таковое в вышележащих слоях. Гипотетически, это может происходить в результате обогащения нижних слоев водорастворимой органикой, а также за счет увеличения содержания микроорганизмов, способных утилизировать в этих условиях доступный углерод. Кроме того известно, что бактерии обладают меньшей эффективностью усвоения субстрата по сравнению с грибами (Кагипоп, ОЬа, 1994). Показано, что вниз по профилю различных почв происходит уменьшение, прежде всего, содержания грибного мицелия (Полянская и др., 1995 а Р1егег е1 а1., 2003), эргостерола (1о^епзеп е1 а1., 2002) и грамотрицательных бактерий (Р1егег е1 а1., 2003). При этом содержание грамположительных бактерий (жирно-кислотный анализ / ЖКА: (Бюгег е1 а1., 2003) и мицелия актиномицетов (прямое микроскопирование: Полянская и др., 1995 аЖКА: Р1егег е1 а1., 2003) даже возрастало по сравнению с вышележащими слоями. Следовательно в градиенте глубины почвы происходит не только уменьшение содержания микробной биомассы, но и изменение ее структуры и разнообразия (обогащенности видами).

Таким образом, разные исследователи получали неоднозначные результаты, иллюстрирующие величины микробной биомассы и ее запасов: в одних случаях они были непривычно высоки, в других — низкими. Сравнение величин микробной биомассы, полученных из различных литературных источников, часто бывает затруднено из-за неясности выражения величин, например, сухой или сырой биомассы, а также рассчитанной в кг (тоннах) на гектар с разной мощностью профиля. Трудности в сравнении величин биомассы для разных почв обусловлены и разной глубиной отбора образца, а также расчетом биомассы на весовую единицу почвы или ее площадь, что затрудняет довольно часто сопоставлять результаты корректно.

Итак, данные литературных источников, иллюстрирующие содержание и запасы микробной биомассы в почвах, крайне противоречивы, что настоятельно требует переосмысления, дополнения и уточнения сведений о количественной оценке этого важного компонента почвы, в частности, для территории европейской части России.

I. 1. 3. Лгр о использование почв и их микробная биомасса.

Почва является средой обитания разнообразных микробных сообществ, которые играют важную роль на уровне экосистемы в таких процессах как разложение органического вещества и круговорот питательных веществ (Wright, Reddy, 2001). В' ненарушенных системах состав и активность почвенного микробного сообщества зависит от эффективности цикла питательных элементов (Yao et al., 2000). Однако разнообразие, численность и активность микробного сообщества уязвимы (чувствительны) и определяются почвенными физическими и химическими свойствами, такими как кислотность, влажность, содержание органического вещества и наличие питательных веществ. Изменения в физических и химических свойствах почвы могут привести к изменениям в составе микробного сообщества и его функций. Сельскохозяйственные приемы, такие как применение удобрений, вспашка почвы, влияют на химические свойства и динамику питательных веществ по всему профилю почвы (Gesch et al., 2007; Wright et al., 2007). Поэтому изменения в землепользовании, связанные с различной интенсивностью или историей сельскохозяйственных приемов, приводят к различным изменениям в составе микробного сообщества и его функциях (Grayston et al., 2004). Изменение типа землепользования может также нарушить динамику углерода ©, азота (N) и запасание органического вещества во всех почвенных локусах (Garcia-Oliva et al., 2006; Monkiedje et al., 2006). Вышеприведенное рассматривается обычно как главные факторы, вызывающие изменения в составе и функциях микробного сообщества (Schimel, Bennett, 2004; Cookson et al., 2007).

Во второй половине XX в. была распахана значительная часть территории России. Современные сельскохозяйственные земли мира потеряли с XIX в. 2.5- 6 кг С м" 2 (Bolin, 1977). С 1999 г. площадь пашни в нашей стране сократилась на 30 млн га или примерно на 25% (Агропромышленный комплекс России, 1999; Булгаков и др., 2004). Происходит процесс перехода пахотных угодий в залежные и лесные (постагрогенные биогеоценозы). Такой переход может служить уникальной природной моделью современного «обратного» преобразования биогеоценозов, при котором можно проследить изменение содержания и качества органического углерода почвы, в том числе и его микробной составляющей. Сведения о роли и содержании микробной биомассы важны для параметризации моделей трансформации органического вещества и развития стратегий управления с целью улучшения^ почвенного плодородия и уменьшения потерь углерода в почве (Schlesinger, Andrews, 2000).

Сравнение величин биомассы лесных почв и их пахотных аналогов выявило существенные различия: Так показано, что микробная, биомасса, в, дерново-подзолистой и серойлесной почвах естественных и пахотных ценозов, определенная по прямому микроскопированию, составляла от 1.9 до 6.7 и от 1.8 до 4.8' т га" 1 соответственно (Свешникова и др., 2001). Наибольшие величины микробной биомассы" отмечены этими авторами на лесных, болотных и лугово-болотных участках.

В* серой лесной, почве трех биоценозов, расположенных на территории опытно-полевой станции в окрестностях г. Пущино, микробная^ биомасса, полученная с помощью кинетического метода, составляла около 1300, 300 и 140 мкг С г" 1 лесной, луговой" и пахотной почвы соответственно (Благодатский, Благодатская, 1996).

Исследование естественных и окультуренных почв двух штатов = США (Небраска и Колорадо) методом прямого микроскопирования и фумигации показало, что биомасса микроорганизмов в пахотных почвах существенно ниже, чем в ненарушенных аналогах (Ingham, Horton, — 1987). Так величины микробной биомассы в почве естественных ценозов составляли" 106 и 841, а на пашне — лишь 63−471 мкг С г" 1 (прямое микроскопирование и фумигация соответственно).

В другой работе было проведено сравнение трех методов оценки величин почвенной микробной биомассы: фумигационно-инкубационного (ФИ), фумигационно-экстракционного (ФЭ) и субстрат-индуцированного дыхания (СИД) (Beck et al., 1997). В семи лабораториях определяли биомассу микроорганизмов в 13-ти различных почвах лесных и пахотных ценозов Баварии и нижнейСаксонии (Германия). В лесных почвах анализировали’два слоя 0−5 и 5−10 см, в* пахотных почвах — один, 0−20 см. Микробная биомасса в верхнем слое (0−5 см) почв лесных ценозов составляла, в среднем, 795, 1031 и 1197, а в слое 5−10 см была ниже — 623, 767 и 842 мкг С г" ! почвы по методу ФИ, ФЭ и СИД соответственно. В пахотных почвах биомасса микроорганизмов была меньше, чем* в лесных, и составляла 303, 217 и 285* мкг С г" 1 почвы по методу ФИ, ФЭ и СИД соответственно. Сделано заключение, что используемые методы давали сходные величины оценки микробной биомассы, а в почвах лесных ценозов биомасса была достоверно выше, чем в пахотных, а в верхнем слое лесных почв (0−5 см) — больше, чем в соответствующем слое 5−10 см.

В тропических почвах Зимбабве (Акрисоли) была исследована естественная экосистема, представленная^ редкими лиственными деревьями и расположенным рядом (400 м) кукурузным полем, возделываемым на протяжении, 15 лет с внесением минеральных удобрений (80Р60К кг га" 1). Содержание углерода микробной биомассы в лесу составило 816 ± 30 и 530 ± 60 мкг С г" 1 для слоя 0−5 и 5−15 соответственно, под культурой кукурузы Смик — всего 410 ± 90 и 400 ± 80 для слоя 0−5 и 5−15 соответственно. Содержание углерода микробной биомассы было в 1.3 раза больше для саванны в слое 0−15 см, чем, в пахотной почве (Kirchmann, Eklund, 1994).

На Ротамстедской опытной станции в пахотной’почве (Luvisol, >150 лет, 023 см, п = 18, Сорг 1.05 — 1.23, рН 7.83 — 8.04) с внесением неорганических удобрений (96N 35Р 90К кг га" 1) содержание Смшс было 263 мкг С г" 1. Естественная экосистема, представленная смешанным лиственным лесом (>100, 0−12.5 см, Сорг 3.10 — 8.14, рН 3.70 — 4.50), содержала Смпк уже 565 мкг С г" 1 (Hargreaves etal., 2003).

В окрестностях Италии (Сиена) были, изучены три рядом расположенные экосистемы: пашня, луг, лес (Сорг 1.47, 5.23, 3.81, рН 7.5 — 7.6). Содержание Счик оценено методом фумигации-экстракции, которое составило 617, 1830и 1333 мгС кг" 'для пашни, луга и леса соответственно (Saviozzil et al., 2001).

В Чешской Республике (восточнее Брно) были изучены почвы (Cambisol), представленные пашней, лугом и лесом (Сорг 1.38, 6.54, 11.00, рН 6.7, 7.4, 5.4). Содержание Смнк, опредленное методом СИД, составило 425, 1099 и 1519 мкг С г" 1 соответственно для этих экосистем (Cernohlavkova et al., 2009).

Таким образом, многими исследованиями убедительно показано влияние различного рода агротехнических приемов на размеры микробной биомассы. Так, уничтожение ненарушенных лесов приводит у уменьшению исходной биомассы почвенных микроорганизмов (Ayanaba et al., 1976). Распашка почвы плугом (озимые культуры) снижало биомассу микроорганизмов по сравнению с участком, где применяли только минимальную поверхностную обработку (Lynch, Panting, 1980). Кроме того показано влияние культур сельскохозяйственных растений на содержание биомассы почвенных микроорганизмов. Так, в почве под многолетними травами содержание микробной биомассы достоверно возрастало по сравнению с аналогичной почвой с посевами пшеницы (Lynch, Panting,' 1980).

Следует отметить также, что в зарубежной литературе изучению пахотных почв, сравнению величин микробной биомассы природных зональных типов почв и их сельскохозяйственных аналогов уделяется огромное внимание. Отечественными исследователями лишь недавно начато проведение комплексной оценки микробной биомассы почв разных биоклиматических зон и экосистем территории России. Ранее данные о микробной биомассе разных почв имели локальный характер, а их сравнение было затруднено из-за различий в использованных методах. К тому же, проводившиеся ранее исследования были ограничены в основном подсчетом биомассы в верхних почвенных горизонтах, при этом оценивали часто лишь отдельные группы микроорганизмов, например, прокариоты или эукариоты. Следует отметить, что наиболее часто применяемый метод прямого микроскопирования для оценки микробной биомассы не позволяет в полной мере судить об активности микробного сообщества и четко дифференцировать живые и мертвые клетки микроорганизмов. Другие методы оценки микробной биомассы разных почв российскими исследователями практически не использовались. Лишь в последние годы ряд специалистов применяет метод субстрат-индуцированного дыхания для определения микробной биомассы в почвах разных типов. В тоже время, европейская часть России является уникальным объектом для исследования географических и экологических закономерностей функционирования микробных сообществ почв. Поэтому изучение микробной биомассы почв агроэкосистем и сопоставление ее с таковой в почвах естественных аналогов методом субстрат-индуцированного дыхания остается по-прежнему необходимой и актуальной задачей для почвенных микробиологов и экологов широкого профиля.

I. 2. Структура микробной биомассы (соотношение эукариотных и прокариотных микроорганизмов).

Почвенные микроорганизмы (эукариоты и прокариоты, преимущественно грибы и бактерии, соответственно) осуществляют основные ферментативные процессы в почве, запасают энергию и элементы питания в своей биомассе. Сведения о соотношении грибов и бактерий важны для экологических исследований, связанных с изучением взаимодействия почвенных животных и микроорганизмов (Coleman, 2008) и влияния землепользования (Hedlund et al., 2004; Kleinetal., 1995).

Структура почвенного микробного сообщества может меняться в ответ на изменение окружающей среды, поэтому может служить ее диагностическим показателем. Так, высокое или повышающееся отношение грибы / бактерии в почве было предложено использовать как индикатор возвращения экосистемы к «естественному» состоянию (Bardgett, McAlister, 1999), присутствия поллютантов в почве, например S02 (Bewley, Parkinson, 1985), изменения при интенсивном использовании лугов (Bardgett et al., 1996), а также изменения кислотности почвы (Anderson, Baath, 2003). Сведения об отношении грибы / бактерии полезно для понимания и изучения функционирования экологических систем (Bardgett et al., 1996; Yeates et al., 1997; Bardgett, McAlister, 1999). Следовательно, для правильного понимания функционирования микроорганизмов в почве важно уметь определять вклад грибов и бактерий в общую микробную биомассу. Определение численности и биомассы микроорганизмов — необходимое условие для объективной оценки функционирования микроорганизмов в экологических системах.

ВЫВОДЫ.

1. В почвах европейской территории' России количественно оценено содержание углерода микробной биомассы (Смик) методом субстрат-индуцированного дыханиякоторое соотнесено с содержанием почвенного органического углерода (Сорг). Почвы естественных экосистем характеризуются большей вариабельностью параметров Смик и Смик / Сорг по сравнению с пахотными, однако средние величины этих показателей для естественных экосистем почти в 3 раза больше.

2. Изучено изменение содержания Смнк и микробного продуцирования С02 (базальное дыхание, БД) в почвенных локусах вдоль горизонтального (сукцессия), вертикального (профиль) и пространственного градиентов. Установлена тесная положительная взаимосвязь между Смик и БД разных локусов почвы (Я2 = 0.81, п = 29), позволяющая прогнозировать эмиссию С02 почвами по величине их микробной биомассы.

3. Оптимизированы условия измерения нетго-продуцирования закиси азота (1Ч20) разными почвами и их локусами. Выявлено, что в гумусово-аккумулятивных горизонтах почв нетто-продуцирование 1Ч20 существенно больше, чем в соответствующих иллювиальныхпоказана тесная положительная регрессионная зависимость между 1Ч20 и содержанием в них Смик (Я2 = 0.51, п = 14). В дерново-подзолистой почве (гумусово-аккумулятивный горизонт) сукцессионного ряда выявлена, напротив, отрицательная корреляция между Ы20 и Смик (г = - 0.75, п = 6). Показана широкая пространственная вариабельность нетто-продуцирования 1М20 (1 — 387 нг М20-К[х10″ 3 г" 1 почвы ч" 1) в дерново-подзолистой, серой и лугово-аллювиальной почвах (0−10 см) разных экосистем (п = 22) Московской обл., однако его средняя величина для почв леса (высокое Смик) почти в 2 и 5 раз меньше, чем для пашни и залежи (низкое Смпк) соответственно.

4. Предложен метод разделения процессов нитрификации и денитрификации в почве с использованием ингибитора нитрификации — ацетилена в низкой концентрации (1.8 Ра или 0.002% объемных). Вклад нитрификации в нетго-продуцирование >120 в дерново-подзолистой и серой лесной почвах смешанного леса составил 13 и 23%, пашни — 6 и 16% соответственно, а в черноземе выщелоченном — он не отмечен. Внесение циклогексимида в почву подавляло нетто-продуцирование >120 на 69 — 99%. Показано, что нитрификация в дерновоподзолистой почве леса обеспечена бактериями на 54%, а в пахотной серой лесной — только на 25%.

5. В почвах с разными химическими свойствами (Сорг 0.75 — 10.75%, рН 3.95 -7.95) оптимизирована процедура разделения вклада эукариотов и прокариотов в общее субстрат-индуцированнное дыхание методом селективного ингибирования антибиотиками. Установлено, что особенности процедуры связаны с зависимостью вносимой концентрации стрептомицина от рН и Смнк почвы, а также необходимостью ее уменьшения при совместном внесении антибиотиков. Показано доминирование грибного компонента в почвах (59 — 98%) и его уменьшение в пахотных по сравнению с естественными аналогами.

6. Выявлена вариабельность содержания углерода микробной биомассы, ее дыхательной активности и доли в общем органическом углероде в почвах ненарушенных старовозрастных лесов разных растительных подзон европейской части России, которая была наибольшей в подтайге и темнохвойных лесах вне бореальной области. Показано возрастание средних величин Смнк почвы и его грибного компонента вдоль климатического градиента.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Агропромышленный комплекс России, М.: МСХ РФ, 1999, 521 С.
  2. Н.Д. Микробиологические аспекты самоочищения и устойчивости почв. М.: Наука, 2003. 223 с.
  3. Н.Д., Полянская Л. М., Стольникова Е. В., Звягинцев Д. Г. Соотношение биомассы грибов и бактерий в профиле лесных почв // Известия РАН. Серия Биологическая. 2010. № 3. С. 308−317.
  4. Н.Д., Сусьян Е. А., Чернова О. В., Чернов И. Ю., Макарова О. Л. Соотношение грибов и бактерий в биомассе разных типов почв, определяемое селективным ингибированием // Микробиология. 2006. Т. 75. № 6. С. 807−813.
  5. А.М., Никитина З. И. Динамика микробной биомассы в почвах таежного ландшафта Сибири / Биодинамика и плодородие почв. 1979. Таллинн. С. 69−72.
  6. Е.В. Руководство по химическому анализу почв, издание 2-ое, Изд-во МГУ, 1970,487с.
  7. Т.В. Теоретические аспекты проблемы численности, биомассы и продуктивности почвенных микроорганизмов / Вопросы численности, биомассы и продуктивности почвенных микроорганизмов. Л.: Наука. Ленинградское отделение. 1972. С. 7−20.
  8. Т.В. Микробиология процессов почвообразования / Л.: Наука. Ленинградское отделение. 1980. 187 с.
  9. Т.В., Багданавичене З. П., Ефремова Т. Н. Динамика изменений размеров бактериальной биомассы в почвах разных географических зон / Динамика микробиологических процессов в почве. 1974. Ч. 1. Таллинн. С. 23−29.
  10. Е.В., Хохлова О. С., Андерсон Т.-Х., Благодатский С. А. Пул экстрагируемой микробной ДНК и микробиологическая активность палеопочв южного приуралья // Микробиология. 2003. Т. 72. № 6. С. 847−853.
  11. С.А., Благодатская Е. В. Динамика микробной биомассы и соотношение эукариотных и прокариотных микроорганизмов в серой лесной почве // Почвоведение. 1996. № 12. С.1485−1490.
  12. С.А., Ларионова A.A., Евдокимов И. В. Вклад дыхания корней в эмиссию С02 из почвы // Дыхание почвы. Пущино, 1993. ОНТИ НЦБИ. С. 26−32.
  13. В.М., Гильманов Т. Г. Численность и биомасса микроорганизмов в почвах некоторых зональных экосистем // Биологические науки. 1982. № 7. С. 80−83.
  14. Д.С., Карманов И. И., Карманова Л. А. Определение риска от различных видов деградации почв сельскохозяйственных угодий и снижение их ценности / Сохраним планету земля. Санкт-Петербург. 2004. С. 37−41.
  15. Н.П., Балашов Е. В., Рижия Е. Я., Павлик С.В Мониторинг эмиссии закиси азота из сельскохозяйственных почв. Методические рекомендации. СПб. 2008.
  16. В.И. Живое вещество. М.: Наука. 1978. 358 с.
  17. В.И. Химическое строение биосферы Земли и ее окружения. М.: Наука, 1987. 339 с.
  18. М.Л., Романовская A.A., Карабань Р. Т., Конюшков Д. Е., Назаров И. М. Эмиссия закиси азота при использовании минеральных удобрений в России // Почвоведение. 2000. № 8. С. 943−950.
  19. Т.К. Дыхание и продуктивность растений овса // Физиолого-биохимические аспекты продуктивности овса в условиях Коми АССР. Труды Коми филиала АН ССР. 1985. № 75. С. 41−57.
  20. Т.К. Дыхание растений. СПб.: Наука, 1999. 348 с.
  21. A.B., Полянская JI.M., Добровольская Т. Г., Васильева JI.B., Чернов И. Ю., Звягинцев Д. Г. Особенности пространственного распределения и структуры микробных комплексов болотно-лесных экосистем // Почвоведение. 1993. № 10. С.78−89.
  22. A.B., Добровольская Т. Г., Полянская JI.M. Численность и структура микробных комплексов в контрастных почвах мезоморфного ряда ельников южной тайги//Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 17. почвоведение. 1995 а. № 3. С. 57−63.
  23. A.B. Добровольская Т. Г., Чернов И. Ю. Структура бактериальных комплексов в заповедных ельниках // Почвоведение. 1995 б. № 9. С. 1121−1124.
  24. A.B., Полянская JI.M. Сезонная динамика численности и биомассы микроорганизмов по профилю почвы // Почвоведение. 1996. № 10. С. 1227−1233.
  25. A.B. Добровольская Т. Г., Максимова И. А., Терехова В. А. Звягинцев Д.Г., Трофимов С. Я. Структура и функции микробных сообществ почв южной тайги // Микробиология. 2000. Т. 69. № 4. С. 453−464.
  26. Т.С., Мирчинк Т. Г. Распределение биомассы грибов в некоторых почвенных зонах // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 1983. № 4. С. 36−40.
  27. ., Даниел Н., Тингли Л. Последние неосвоенные леса: экологические и экономические системы, балансирующие на грани. Вашингтон: Изд-во института мировых ресурсов. 1997. 42 с.
  28. Е.А. Математическая статистика в почвоведении. М.: Изд-во МГУ. 1995. 260 с.
  29. Г. В., Умаров М. М. // Природа. 2004. № 6. С. 15−23.
  30. Н.С. Основы учения об антибиотиках. М.: Высш. шк. 1986. 448 с.
  31. C.B. Численность и биомасса бактерий в темно-серой лесной почве дубравы / Продуктивность органической массы лесов в разных природных зонах. М.: Наука. 1973.С. 126−131.
  32. А.Л. Биомасса микроорганизмов и биохимическая активность в почвах некоторых типов сосняков подзоны широколиственно-сосновых лесов Белоруссии // Доклады Академии наук БССР. 1991. Т. 35. № 2. С. 167−170.
  33. Г. А., Васильева Л. В. Цикл метана на территории России // Круговорот углерода на территории России / Под ред. Лаверова Н. П. и Заварзина Г. А. М. 1999. С. 202−230.
  34. Г. А. Лекции по природоведческой микробиологии / Отв. ред. H.H. Колотилова М.: Наука. 2004. — 348 с.
  35. Г. А., Кудеяров В. Н. Почва как главный источник углекислоты и резервуар органического вещества на территории России // Вестник Российской академии наук. 2006. Т. 76. № 1.С. 14−29.
  36. Д.Г. Взаимодействие микроорганизмов с твердыми поверхностями. М.: Изд. МГУ. 1973. 176 с.
  37. Д.Г., Бабьева И. П., Зенова Г. М. Биология почв. М.: Изд-во МГУ. 2005. 445 с.
  38. Д.Г., Дмитриев Е. А., Кожевин П. А. // Микробиология. 1978. Т. 47. № 6. С. 1091−1096.
  39. Д.Г., Добровольская Т. Г., Бабьева И. П., Зенова Г. М., Лысак Л. В., Полянская Л. М. Вертикально-ярусная организация микробных сообществ в лесных биогеоценозах // Микробиология. 1993. Т. 62. Вып. 1. С. 5- 36.
  40. Д.Г., Добровольская Т. Г., Полянская Л. М., Чернов И. Ю. Теоретические основы экологической оценки микробных ресурсов почв // Почвоведение. 1994. № 4. С. 65−73.
  41. Г. М., Степанов А. Л., Лихачева A.A., Манучарова H.A. Практикум по биологии почв. М.: МГУ. 2002. 120 с.
  42. Карта растительности СССР. Для высших учебных заведений. M 1: 4 000 000. M.: ГУГК, 1990.
  43. Классификация и диагностика почв России / Гл. ред. Добровольский Г. В. 2004. Смоленск: Ойкумена. 342 с.
  44. П.А. Микробные популяции в природе. М.: Изд-во МГУ. 1989.175 с.
  45. Кудеяров В. Н, Азотный цикл и продуцирование закиси азота// Почвоведение. 1999. № 8. С. 1−11.
  46. В.Н. Современные оценки углеродного цикла в глобальном масштабе на территории России / Эмиссия и сток парниковых газов на территории Северной Евразии. Пущино: ОНТИ ПНЦ РАН. 2004. С. 17−26.
  47. В.Н., Курганова И. К. Дыхание почв России: анализ базы данных, многолетний мониторинг, моделирование, общие оценки // Почвоведение. 2005. № 9. С.1112−1121.
  48. В.Н., Заварзин Г. А., Благодатский С. А. и др. Пулы и потоки углерода в наземных экосистемах России / Отв. ред. Г. А. Заварзин. М.: Наука. 2007. 315 с.
  49. Кудеяров Цикл азота в почве и эффективность удобрений. М.: Наука. 1989. 216 с.
  50. A.B., Евдокимов И. В., Попов А. И. Гетеротрофная нитрификация в почвах // Почвоведение. 2001. № 10. С. 1250−1260.
  51. A.A., Евдокимов И. В., Курганова И. Н., Сапронов Д. В., Кузнецова Т. В., Лопес де Гереню В.О. Дыхание корней и его вклад в эмиссию С02 из почвы // Почвоведение. 2003. № 2. С. 183 194.
  52. C.B., Ковальский В. В. Геохимическая экология микроорганизмов. М.: Наука. 1978. 146 с.
  53. H.A., Степанов А. Л., Умаров М. М., Особенности микробной трансформации азота в водопрочных агрегатах почв разных типов // Почвоведение. 2001. № 10. С. 1261−1267.
  54. И.А. Об оценке микробиологической активности дерново-подзолистых почв // Почвоведение. 1998. № 1. С. 78−87.
  55. A.B. Эмиссия диоксида углерода с поверхности подзолистой почвы // Почвоведение. 2006. № 12. С. 1457−1463.
  56. О.В. Лесообразующие виды и микробная трансформация парниковых газов в почве. Автореф. дисс. на соискание уч. ст. дбн. Красноярск, 2007. 49 с.
  57. Т.Г., Паников Н. С. Современные подходы к оценке биомассы и продуктивности грибов и бактерий в почве // Успехи микробиологии. 1985. № 20. С. 198−226.
  58. Т.Г., Степанова Л. Н. Биомасса мицелия и спор грибов в разных типах почв // Биологические науки. 1982. № 1. С. 97−102.
  59. E.H. Закон зональности и учение о микробных ассоциациях почвы // Успехи современной микробиологии. 1954. Т. 37. С. 127−154.
  60. E.H., Пушкинская О. И. Эколого-географические закономерности в распространении почвенных микроорганизмов // Известия АН СССР. Сер. биол. 1960. Вып. 5. С. 641−660.
  61. Э.А. Ингибиторы нитрификации. М.: Агропромиздат, 1989.247 с.
  62. A.B. Дыхание почвы: составляющие, экологические функции, географические закономерности // Автореф. дисс. на соискание уч. ст. дбн. Томск. 2004.
  63. A.B. Дыхательный газообмен растений пшеницы // Агроценозы степной зоны. Новосибирск: Наука, 1985. С. 122−134.70. 69 Наумов A.B. Дыхательный газообмен и продуктивность степных фитоценозов. Новосибирск: Наука, 1988. 92 с.
  64. Н.Б., Кайкман П. Разнообразие бактериальной ДНК и биомасса бактерий в аллювиально-луговой почве при длительном внесении удобрений // Почвоведение. 2001. № 6. С. 700−707.
  65. З.И. Микробиологический мониторинг наземных экосистем. Новосибирск: Наука, СО. 1991. 222 с.
  66. З.И., Антоненко A.M. Бактериальная и мицелиальная биомасса в почвах таежных экосистем Прииртышья // Биологические науки. 1982. № 7. С. 70−76.
  67. Д.С. Химия почв. М.: Изд-во МГУ. 1992. 400 с.
  68. Д.С., Бирюкова О. Н. Устойчивость органических соединений почвы и эмиссия парниковых газов в атмосферу // Почвоведение. 1998. № 7. С. 783−793.
  69. О.С., Полянская Л. М., Кочкина Г. А., Иванушкина Н. Е., Звягинцев Д. Г. Особенности микробной сукцессии в почвах Окского заповедника // Почвоведение. 2000. № 3. С. 320−328.
  70. Н.С. Нуклеиновые кислоты почвы и их превращения микроорганизмами. Дис. канд. биол. наук. М.:МГУ. 1976. 147 с.
  71. О.М., Клюева Н. В. Микробиологические аспекты уменьшения естественного плодородия почв при их сельскохозяйственном использовании // Почвоведение. 1995. № 5. С. 573−581.
  72. Л.М., Гейдебрехт В. В., Степанов А. Л., Звягинцев Д. Г. Распределение численности и биомассы микроорганизмов по профилям зональных типов почв // Почвоведение. 1995 а. № 3. С. 322−328.
  73. Л.М., Гейдебрехт В. В., Звягинцев Д. Г. Биомасса грибов в различных типах почв // Почвоведение. 1995 б. № 5. С. 566−572.
  74. Л.М., Головченко A.B., Звягинцев Д. Г. Микробная биомасса в почвах // Доклады Академии Наук. 1995 в. Т. 344. № 6. С. 846−848.
  75. Л.М., Добровольская Т. Г., Павлова О. С. Лысак Л.В., Звягинцев Д. Г. Микробные комплексы разных типов биогеоценозов Окского заповедника // Микробиология. 1995 г. Т. 64. № 4. С. 540−547.
  76. Л.М., Свешникова A.A., Владыченский A.C., Звягинцев Д. Г. Запасы микробной биомассы в коричневых и черно-коричневых почвах юго-западного Тянь-Шаня // Микробиология. 1995 д. Т. 64. № 4. С. 531 -539.
  77. Л.М., Звягинцев Д. Г. Содержание и структура микробной биомассы как показатели экологического состояния почв // Почвоведение. 2005. Т. 38. № 6. С. 706 714.
  78. И.Л., Помозгова И. Н. Хемостатное культивирование и ингибирование роста микроорганизмов. М.: Наука. 1979. 207 с.
  79. Роль микроорганизмов в круговороте газов в природе. Отв. ред. Заварзин Г. А. М., Наука. 1979. 288 с.
  80. Д.В., Кузяков Я. В. Разделение корневого и микробного дыхания: сравнение трех методов // Почвоведение. 2007. № 7. С. 862−872.
  81. Свешникова А. А, Полянская JIM., Лукин С. М. Влияние окультуривания и мезорельефа на структуру микробной биомассы почв // Микробиология. 2001. Т. 70. № 4. С. 558−566.
  82. В.М., Кузнецова Т. В., Ходжаева А. К., Семенова H.A., Кудеяров В. И. Почвенная эмиссия закиси азота: влияние природных и агрогенных факторов // Агрохимия. 2004. № 1. С. 30−39.
  83. В.М., Кузнецова Т. В., Ходжаева А. К., Семенова H.A., Кудеяров В. Н. Почвенная эмиссия закиси азота: влияние природных и агрогенных факторов // Агрохимия. 2004. № 1. С. 30−39.
  84. М.В., Кравченко И. К., Семенов В. М., Кузнецова Т. В., Дулов Л. Е., Удальцов С. Н., Степанов АЛ. Потоки диоксида углерода, метана и закиси азота в почвах катены правобережья р. Ока (Московская область) // Почвоведение. 2010. № 5. С. 582−590.
  85. П.М. Вопросы агрохимии азота. М.: Изд-во ТСХА. 1977. 72 с.
  86. O.A., Сорокин Н. Д. Влияние сосняков разного возраста на биологическую активность залежных почв среднего Приангарья // Почвоведение. 2007. № 5. С. 627 634.
  87. Е.А., Ананьева Н. Д., Благодатская Е. В. Разделение грибного и бактериального субстрат-индуцированного дыхания с использованием антибиотиков в почвах разных экосистем // Микробиология. 2005. Т. 74. № 3. С. 394−400.
  88. Е.А., Ананьева Н. Д., Гавриленко Е. Г., Чернова О. В., Бобровский М. В. Микробный углерод в профиле лесных почв южной тайги (заповедник «Калужские засеки» и Звенигородская биостанция МГУ) // Почвоведение. 2009. № 10. С. 12 331 240.
  89. Е.А., Рыбянец Д. С., Ананьева Н. Д. Изменение микробной активности по профилю серой лесной почвы и чернозема // Почвоведение. 2006. № 8. С. 956−964.
  90. С.Я., Гончарук Н. Ю., Дорофеева Е. И. Запасы углерода в ненарушенных почвах южной тайги (на примере ЦЛГБЗ) // Почвоведение. 1997. № 10. С. 1211−1216.
  91. М.М., Кураков A.B., Степанов А. Л. Микробиологическая трансформация азота в почве. М. Геос. 2007. 138 с.
  92. O.A., Полянская Л. М., Никонов В. В., Лукина Н. В., Орлова М. А., Исаева Л. Г., Звягинцев Д. Г. Численность и биомасса почвенных микроорганизмов в коренных старовозрастных северо-таежных еловых лесах // Почвоведение. 2006. № 12. С. 14 691 478.
  93. И.Ю. География микроорганизмов и структура экосистем // Известия РАН. Сер. географ. 1993. № 6. С. 49−58.
  94. Abbasi М.К., Adams W.A. Gaseous N emission during simultaneous nitrification-denitrification associated with mineral N fertilization to a grassland soil under field conditions II Soil Biol Biochem. 2000. V. 32. N. 8−9. P. 1251−1259.
  95. Adams J.A. Identification of heterotrophic nitrification in strongly acid larch humus // Soil Biol Biochem. 1986. V. 18. N. 3. P. 339−341.
  96. Ajwa H. A., Rice C. W., Sotomayor D. Carbon and nitrogen mineralization in tallgrass prairie and agricultural soil profiles // Soil Sei Soc Am J. 1998. V. 62. P. 942−951.
  97. Alphei J., Bonkowski M., Scheu S. Application of the selective inhibition method to determine bacteriahfungal ratios in three beechvvood soils rich in carbon-optimization of inhibitor concentrations //Biol Fertil Soils. 1995. V. 19. P. 173−176.
  98. Ananyeva N.D., Susyan E.A., Chernova O.V., Wirth S. Microbial respiration activities of soils from different climatic regions of European Russia // European Journal of Soil Biology. 2008. V. 44. N. 2. P. 147−157.
  99. Anderson J.P.E., Domsch K.H. A phisiological method for the quantitative measurement of microbial biomass in soils // Soil Biol Biochem. 1978. V. 10. N. 3. P. 215−221.
  100. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Measurement of bacterial and fungaL contribution to respiration of selected agricultural soils // Canad J Microbiol. 1975. V. 21. P. 314−322.
  101. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Quantification of bacterial and fungal contribution to soil respiration // Archives of Microbiology. 1973. V. 93. P. 113−127.
  102. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Quantities of plant nutrients in the microbial biomass of selected soils // Soil Science. 1980. V. 130. N. 4. P. 211−216.
  103. Anderson T.-H. Physiological analysis of microbial communities in soil: Applications and limitations // In: Beyond the biomass. Eds. K. Ritz, J. Dighton, K. Giller. 1994. Wiley. West Sussex. UK, p. 67−76.
  104. Anderson T.-H., Baath E. Comparison of soil fungal / bacterial ratios in a pH gradient using physiological and PLFA-based techniques // Soil Biol Biochem. 2003. V. 35. P. 955 963.
  105. Anderson T.H., Domsch K.H. Application of eco-physiological quotients qGQi and r/D on microbial biomass from soils of different cropping histories // Soil Biol Biochem. 1990. V. 22. N. 2. P. 251−255.
  106. Anderson T.H., Domsch K.H. Carbon links between microbial biomass and soil organic matter / Perspectives in Microbial Ecology. Eds: F. Megusar, M. Gantar. Slovene Society for Microbiology. Ljubljana. 1986. p. 467−471.
  107. Anderson T.H., Domsch K.H. Maintenance requirements of actively metabolizing microbial populations under in situ conditions // Soil Biol Biochem. 1985. V. 17. N. 2. P. 97 203.
  108. Anderson T.H., Domsch K.H. Rations of microbial biomass to total organic carbon in arable soils // Soil Biol Biochem. 1989. V. 21. N. 4. P. 471−479.
  109. Anderson T.H., Domsch K.H. The metabolic quotient for CO2 (qCOi) as a specific activity parameter to assess the effect of environmental conditions, such as pH, on the microbial biomass of forest soils // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. P. 393−395.
  110. Arah J.R. Apportioning nitrous oxide fluxes between nitrification and denitriflcation using gasphase mass spectrometry // Soil Biol Biochem. 1997. V. 29. N. 8. P. 1295−1299.
  111. Ayanaba A., Tuckwell S.B., Jenkinson D.S. The effect of clearing and cropping on the organic reserves and biomass of tropical forest soils // Soil Biol Biochem. 1976. V. 8. P. 519 525.
  112. Badalucco L., Pomare A., Grego S., Landi L., Nannipieri P. Activity and degradation of streptomycin and cycloheximide in soil // Biol Fertil Soils. 1994. V. 18. P. 334−340.
  113. Badr O., Probert S.D. Sources of atmospheric nitrous oxide // Appl Energy. 1992. V. 42. P. 129−176.
  114. Bailey V.L., Smith J.L., Bolton H.J. Fungal-to-bacterial biomass ratios in soils investigated for enhanced carbon sequestration // Soil Biol Biochem 2002. V. 34. P. 9 971 007.
  115. Bailey V.L., Smith J.L., Bolton H. Novel antibiotics as inhibitors for the selective respiratory inhibition method of measuring fungal: bacterial ratios in soil // Biol Fertil Soils. 2003. V. 38. P. 154−160.
  116. Bardgett R.D., Hobbs P.J., Frostegard A. Changes in soil fungal: bacterial biomass ratiosfollowing reduction in the intensity of management of an upland grassland // Biol Fertil
  117. Soils. 1996. V.' 22. P. 261−264.
  118. Bardgett, R.D., McAlister, E. The measurement of soil fungal: bacterial biomass ratios as an indicator of ecosystem self-regulation in temperate meadow grasslands // Biol Fertil Soils. 1999. V. 29. P. 282−290.
  119. Barraclough D., Puri G. The use of 15N pool dillution and enrichment to separate the heterotrophic and autotrophic pathways of nitrification // Soil Biol Biochem. 1995. V. 27. N. l.P. 17−22.
  120. Bauhus J., Pare D., Cote L. Effects of tree species, stand age and soil type on soil microbial biomass and its activity in a southern boreal forest // Soil Biol Biochem. 1998. V. 30. N. 8 /9. P. 1077−1089.
  121. Beare M.H., Neely C.L., Coleman D.C., Hargroove W.L. A substrate-induced respiration (SIR) method for measurement of fungal and bacterial biomass on plant residues // Soil Biol Biochem. 1990. V. 22. N. 5. P. 585−594.
  122. Beare M.H., Parmelee R.W., Hendrix P.F., Cheng W., Coleman D.C., Crossley D.A. Microbial and faunal interactions and effects on litter nitrogen and decomposition in agroecosystems // Ecol Monogr. 1992. V. 62. P. 569−591.
  123. Beck T., Joergensen R.G., Kandeler E., Makeschin F., Nuss E., Oberholzer H.R., Scheu S. An inter-labaratory comparison of ten different ways of measuring soil microbial biomass // Soil Biol Biochem. 1997. V. 29. N. 7. P. 1023−1032.
  124. Benedetti A., Dilly O. Approaches to defining, monitoring, evaluating and managing soil quality / Microbiological Methods for Assessing Soil Quality. / Eds. I. Bloem, D.W. Hopkins, A. Benedetti. CABI. Wallingford. 2006. P. 3−14.
  125. Berg P., Klemedtsson L., Rosswall T. Inhibitory effect of low partial pressures of acetylene on nitrification // Soil Biol Biochem. 1982. V. 14. P. 301−303.
  126. Bewley R.J.E., Parkinson D. Bacterial and fungal activity sulfur dioxide polluted soils // Canad J Microbiol. 1985. V. 31. P. 13−15.
  127. Blagodatskaya E.V., Anderson T.-H. Interactive effects of pH and substrate quality on the fungal-bacterial ratio and ?7CO2 of microbial communities in forest soils // Soil Biol Biochem. 1998. V. 30. N. 10/11. P. 1269−1274.
  128. Bleakly B.H., Tiedje J.M. Nitrous oxide production by organisms other than nitrifiers or denitrifiers II Appl Environ Microbiol. 1982. V. 44. P. 1342−1348.
  129. Bock E., Koops H.P., Harms H. Cell biology of nitrifying bacteria / In: Prosser J.I. (Ed.), Nitrification. Special Publications of the society for general microbiology. 1986. 20. p. 1738.
  130. Bolin B. Changes of land biota and their importance for the carbon cycle // Science. 1977. V. 196. P. 613−615.
  131. Bonde T.A., Schniirer J., Rosswall T. Microbial biomass as a fraction of potentially mineralizable nitrogen in soils from long-term field experiments // Soil Biol Biochem. 1988. V. 20. N. 4. P. 447−452.
  132. Bosatta E., Agren G.I. Theoretical analysis of microbial biomass dynamics in soils // Soil Biol Biochem. 1994. V. 26. P. 143−148.
  133. Bouma J. Soil Environmental Quality: A European Perspective // J Environ Qual. 1997. V. 26. P. 26−31.
  134. Bouma T.J., Nielsen K.L., Eissenstat D.M., Lynch J.P. Estimating respiration of roots in soil: Interactions with soil CO2, soil temperature and soil water content // Plant and Soil. 1997. V. 195. N. 2. P. 221−232.
  135. Bouwman A.F. Exchange of greenhouse gases between terrestrial ecosystems and the atmosphere / Soils and greenhouse effect. Bouwman A.F. (Ed.). John Wiley and Sons. New York. 1990. p. 61−127.
  136. Bremner J.M., Blackmer A.M. Terrestrial nitrification as a source of atmospheric nitrous oxide / In: Denitrification, nitrification and atmospheric nitrous oxide. Delwiche C.C. (Ed). Wiley. New York. 1981. p 151−170.
  137. Brookes P.C., Heijnen C.E., McGrath S.P., Vance E.D. Soil microbial biomass estimates in soils contaminated with metals // Soil Biol Biochem. 1986. V. 18. N. 4. P. 383−388.
  138. Brookes P.C., Powlson D.S., Jenkinson D.S. Measurement of microbial biomass phosphorus in soils // Soil Biol Biochem. 1982. V. 14. P. 319−329.
  139. Brookes P.C., Powlson D.S., Jenkinson D.S. Phosphorus in the soil microbial biomass // Soil Biol Biochcm. 1985. V. 16. P. 169−175.
  140. Burns R.G., Nannipieri P., Benedetti A., Hopkins D.W. Defining Soil Quality. In: Microbiological Methods for Assessing Soil Quality / Eds. J. Bloem, A. Benedetti, D.W., Hopkins. CABI. Wallingford. Oxfordshire. UK. 2006, p. 15−22.
  141. Carlile M.J., Watkinson S.C., Gooday G.W. The Fungi. 2001. Academic Press, San Diego.
  142. Castaldi S. Responses of nitrous oxide, dinitrogen and carbon dioxide production and oxygen consumption to temperature in forest and agricultural light-textured soils determined by model experiment // Biol Fertil Soils. 2000. V. 32. Is. 1. P. 67−72.
  143. Castaldi S., Smith K.A. Effect of cycloheximide on N2O and NO3″ production in a forest and an agricultural soil // Biol Fertil Soils. 1998. V. 27. P. 27−34.
  144. Cernohlavkova J., Jarkovsky J., Nesporova M., Hofman J. Variability of soil microbial properties: effects of sampling, handling and storage // Ecotoxicol Environ Safety. 2009. V. 72. P. 2102−2108.
  145. Cerri C.C., Jenkinson D.S. Formation of microbial biomass during the decomposition of, 4C labelled ryegrass in soil // J Soil Science. 1981. V. 32. P. 619−626.
  146. Chander K., Brookes P.C. Microbial biomass dynamics during the decomposition of glucose and maize in metal-contaminated and non-contaminated soils // Soil Biol Biochem. 1991. V. 23. N. 10. P. 917−925.
  147. Clayton H, Arah, J.R.M., Smith, K.A. Measurement of nitrous oxide emissions from fertilized grassland using closed chambers // J Geophysical Research. 1994. V. 99. Is. D8. P. 16,599−16,607.
  148. Coleman D.C. From peds to paradoxes: linkages between soil biota and their influences on ecological processes // Soil Biol Biochem. 2008. V. 40. P. 271−289.
  149. Conrad R. Soil Microorganisms as Controllers of Atmospheric Trace Gases (H2, CO, CH4, OCS, N20 and NO) // Microbiological Reviews. 1996. V. 60. N. 4. P. 609−640.
  150. Corke C.T., Chase F.E. The selective enumeration of actinomycetes in the presence of large numbers of fungi // Canad J Microbiol. 1956. V. 2. P. 12−16.
  151. Dalai R.C. Soil microbial biomass-what do the numbers really mean? // Australian J Experim Agriculture. 1998. V. 38. P. 649−665.
  152. Diaz-Ravina M., Carballas Т., Acea M.J. Microbial biomass and metabolic activity in four acid soils // Soil Biol Biochem. 1988. V. 20. N. 6. P. 817−823.
  153. Dilly O. Ratios of microbial biomass estimates to evaluate microbial physiology in soil // Biol Fertil Soils. 2006. V. 42. N. 3. P. 241−246.
  154. DIN ISO 14 240−1. Soil quality determination of soil microbial biomass. Part 1: substrate-induced respiration method. Beuth, Berlin-Wien-Zurich. 1997.
  155. Dobbie K.E., Smith K. A- Impact of different forms of N fertilizer on N20 emissions from intensive grassland // Nutrient Cycling in Agroecosystems. 2003 a. V. 67. Is. 1. P. 37−46.
  156. Dobbie K.E., Smith K.A. Nitrous oxide emission factors for agricultural soils in Great Britain: the impact of soil water-filled pore space and other controlling variables // Global Change Biology. 2003 б. V. 9. P. 204−218.
  157. Domsch K.H., Beck Th., Anderson J.P.E., Soderstom В., Parkinson D., Trolldenier G. A Comparison of methods for soil microbial population and biomass studies // Z Pflanzenernaehr. Bodenkd. 1979. N. 142. P. 520−533.
  158. Doran J.W. Soil health and sustainability: managing the biotic component of soil quality // Applied Soil Ecology. 2000. V. 15. P. 3−15.
  159. Doran J.W., Parkin T.B. Quantitative indicators of soil quality: a minimum data set. In: Methods for Assessing Soil Quality / Doran J.W., Jones A.J. (Eds.) SSSA. Inc. Madison. Wisconsin. USA. 1996. p. 25−37.
  160. Drury C.F., McKenney D.J., Findlay W. Relationships between denitrification, microbial biomass and indigenous soil properties // Soil Biol Biochem. 1991. V. 23. N. 8. P. 751−755.
  161. Duxbury J.M., McConnaughey P.K. Effect of fertilizer source on denitrification and nitrous oxide emission in a maize field // Soil Sei Soc Am J. 1986. V. 50. N. 3. P. 644−648.
  162. Eberle H., Lark K.G. Chromosome replication in Bacillus subtilis cultures growing at different rates// Proc Nat Acad Sei US. 1967. V. 57. p. 95−101.
  163. Eichner M.J. Nitrous oxide emissions from fertilized soils: Summary of avaliable data // J Environ Qual. 1990. V. 19. P. 272−280.
  164. Eiland F. A simple method for quantitative determination of ATP in soil // Soil Biol Biochem. 1983. V. 15. P. 665−670.
  165. Ewel K.C., Cropper Jr.W.P., Gholz H.L. Soil CO2 evolution in Florida slash pine plantations. I. Changes through time//Canad J Forest Research. 1987. V. 17. N. 4. P. 325 329.
  166. Fasgri, A., Torsvik, V.L., GoksOyr, J. Bacterial and fungal activities in soil: separation of bacteria and fungi by a rapid fractionated centrifiigation technique // Soil Biol Biochem. 1977. V. 9. N. 2. P. 105−112.
  167. Fierer N., Schimel J.P., Holden P.A. Variations in microbial community composition through two soil depth profiles // Soil Biol Biochem. 2003. V. 35. N. 1. P. 167−176.
  168. Freney J.R. Emission of nitrous oxide from soils used for agriculture // Nutrient Cycling in Agroecosystems. 1977. V. 49. P. 1−6.
  169. Frey S.D., Elliot E.T., Paustian K. Bacterial and fungal abundance and biomass in conventional and no-tillage agroecosystems along two climatic gradients // Soil Biol Biochem. 1999. V. 31. N. 4. P. 573−585.
  170. Frostegard A., Baath E., Tunlid A. Shifts in the structure of soil microbial communities in limed forests as revealed by phospholipids fatty acid analysis // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. P. 723−730.
  171. Galbally I.E. The emission of nitrogen to the remote atmosphere / In: The biogeochemical cycling of sulfur and nitrogen in the remote atmosphere. Galloway J.N. (Ed). Reidel, Dordrecht, The Netherlands. 1985. p. 27−53.
  172. Garcia-Oliva F., Lancho J.F.G., Montano N.M. Soil carbon and nitrogen dynamics followed by a forest-to-pasture conversion in western Mexico // Agroforestry Systems. 2006. V. 66.- P. 93−100.
  173. Gesch R.W., Reicosky D.C., Gilbert R.A., Moms D.R. Influence of tillage and plant residue management on respiration of a Florida Everglades histosol // Soil Tillage Research. 2007. V. 92. P. 156−166.
  174. Gupta V.V.S.R., Germida J.J. Distribution of microbial biomass and its activity in different soil aggregate size classes as affected by cultivation // Soil Biol Biochem. 1988. V. 20. P. 777−786.
  175. Hargreaves P.R., Brookes P.C., Ross G.J.S., Poulton P.R. Evaluating soil microbial biomass carbon as an indicator of long-term environmental change // Soil Biol Biochem. 2003. V. 35. P. 401−407.
  176. Hassink J. Relationship between the amount and the activity of the microbial biomass in Dutch grassland soils: comparison of the fumigation-incubation method and the substrate-induced method // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. P. 533−538.
  177. Hassink J., Bouwman L.A., Zwart K.B., Brussaard L. Relationships between habitable pore space, soil biota and mineralization rates in grassland soil // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. P. 47−55.
  178. Haynes R.J. Size and activity of the soil microbial biomass under grass and arable management // Biol Fertil Soils. 1999. V. 30. P. 210−216.
  179. Hedley M.J., Stewart J.W.B. Method to measure microbial biomass phosphorus in soils // Soil Biol Biochem. 1982. V. 14. P. 377−385.
  180. Hedlund K., Griffiths B., Christesen S., Scheu S., Setala H., Tscharntke T.,' Verhoef H. Trophic interactions in changing landscapes: responses of soil food webs // Basic Applied Ecology. 2004. V. 5. P. 495−503.
  181. Helgason T., Daniell T.J., Husband R., Fitter A.H., Young J.P.W. Ploughing up the wood-wide web? //Nature. 1998. V. 394. P. 431−431.
  182. Henault C., Devis X., Lucas J.L., Germon J.C. Influence of different agricultural practices (type of crop, form of N-fertilizer) on soil nitrous oxide emissions // Biol Fertil Soils. 1998. V. 27. P. 299−306.
  183. Ho C.M., Tseng S.K., Chang Y.J. Simultaneous nitrification and denitrification using an autotrophic membrane-immobilized biofilm reactor // Lett Appl Microbiol. 2002. V. 35. P. 481−485.
  184. Hogberg M.N., Hogberg P., Myrold D.D. Is microbial community composition in boreal forest soils determined by pH, C-to-N ratio, the trees, or all three? // Oecologia. 2007. V. 150. P. 590−601.
  185. Horwath W.R., Paul E.A. Microbial biomass / In: Methods of Soil Analysis. Part 2. Microbiological and Biochemical Properties. Weaver R.W. et al. (Eds.). SSSA. Madison, Wisconsin, USA. 1994. p. 754−773.
  186. Flynes R.K., Knowles R. Inhibition by acetylene of ammonia oxidation in Nitrosomonas eitropaea // FEMS Microbiol Letters. 1978. V. 4. P. 319−321.
  187. Hynes R.K., Knowles R. Effect of acetylene on autotrophic and heterotrophic nitrification // Canad J Microbiol. 1982. V. 28. P. 334−340.
  188. Imberger K.T., Chiu C.Y. Spatial changes of soil fungal and bacterial biomass from a sub alpine coniferous forest to grassland in a humid, sub-tropical region // Biol Fertil Soils. 2001. V.33.P. 105−110.
  189. Ingham E.R., Griffiths R.P., Cromack K., Entry J.A. Comparison of direct vs fumigation incubation microbial biomass estimates from ectomycorrhizal mat and non-mat soils // Soil Biol Biochem. 1991. V. 23. N. 5. P. 465−471.
  190. Ingham E.R., Horton K.A. Bacterial, fungal and protozoan responses to chloroform fumigation in stored soil // Soil Biol Biochem. 1987. V. 19. N. 5. P. 545−550.
  191. Ingham E.R., Klein D.A. Soil fungi: relationships between hyphal activity and staining with fluorescein diacetate // Soil Biol Biochem. 1984. V. 16. P. 273−278.
  192. Ingham ER, Coleman DC Effects of streptomycin, cyclohexmide, fungizone, captan, carbofuran, cygon and PCNB on soil microorganisms // Microb Ecol. 1984. V. 10. P. 345 358.
  193. Insam H., Domsch K.H. Relation between soil organic carbon and microbial biomass on chronosequences of reclamation sites // Microb Ecol. 1988. V. 15. N. 2. P. 177−188.
  194. Insam H., Haselwandter K. Metabolic quotient of the soil microflora in relation to plant succession//Oecologia. 1989. V. 79. N. 1. P. 174−178.
  195. Insam H., Mitchell C.C., Dormaar J.F. Relationship of soil microbial biomass and activity with fertilization practice and crop yield of three ultisols // Soil Biol Biochem. 1991. V. 23. N. 5. P. 459−464.
  196. Intergovernmental Panel on Climate Change IPCC. Third assessment report of the intergovernmental panel on climate change. Cambridge University Press, Cambridge. 2001.
  197. Isermann K. Agriculture’s share in the emission of trace gases affecting the climate and some cause-oriented proposals for sufficiently reducing this share // Environ Pollut. 1994. V. 83. P. 95−111.
  198. Ivarson K.C., Sowden F.J., Decomposition of forest litters I. Production of ammonia and nitrogen, changes in microbial population and rate of decomposition // Plant and Soil. 1959. V. 11. P. 237−148.
  199. Jasper D.A., Robson A.D., Abbott L.K. Phosphoros and the formation of vesicular-arbuscular mycorrhizas // Soil Biol Biochem. 1979. V. 11. P. 501−505.
  200. Jenkinson D.S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil. IV. The decomposition of fumigated organisms in soil // Soil Biol Biochem. 1976. V. 8. P. 203−208.
  201. Jenkinson D.S. The soil biomass // New Zealand Soil News. 1977. V. 25. P. 213−218.
  202. Jenkinson D.S., Ladd J.N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover / Soil Biochemistry. Paul E.A., Ladd J.N. (Eds.). Dekker. New York. 1981. V. 5. P. 415−471.
  203. Jenkinson D.S., Oades J.M. A method for measuring adenosine triphosphate in soil // Soil Biol Biochem. 1979. V. 11. P. 193−199.
  204. Jenkinson D.S. Studies on the decomposition of plant material in soil // J Soil Sci. 1966. V. 17. P. 280−302.
  205. Jenkinson D.S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil / In: Advances in Nitrogen Cycling in Agricultural Ecosystems. Wilson J.R. (Ed.). CAB International: Wallingford, UK. 1988. p. 368−386.
  206. Jenkinson D.S., Powlson D.S. The effects of biocidal treatments on metabolism in soil. V. A method for measuring soil biomass // Soil Biol Biochem. 1976. V. 8.' P. 209−213.
  207. Jenkinson D.S., Davidson S.A., Powlson D.S. Adenosine triphosphate and microbial biomass in soil // Soil Biol Biochem. 1979. V. 11. P. 521−527.
  208. Joergensen R.G., Wichern F. Quantitative assessment of the fungal contribution to microbial tissue in soil // Soil Biol Biochem. 2008. V. 40. P. 2977−2991.
  209. Joergensen R.G. The fumigation-extraction method to estimate soil microbial biomass: calibration of the kEC factor // Soil Biol Biochem. 1996. V. 28. P. 25−31.
  210. Johnson L.F. Effect of antibiotics on the numbers of bacteria and fungi isolated from soil by dilution-plate method // Phytopathology. 1957. V. 47. P. 630−631.
  211. Jorgensen R.G., Raubuch M., Brandt M. Soil microbial properties down the profile of a black earth burie by colluvium // J Plant Nutr Soil Sci. 2002. V. 165. N. 3. P. 274−280.
  212. Kahiluoto H., Ketoja E., Vestberg M., Saarela I. Promotion of AM utilization through reduced P fertilization. 2 Field studies // Plant and Soil. 2001. V. 231. P. 65−79.
  213. Kaiser E.A., Muller T., Joergensen R.G., Insam EL, Heinemeyer O. Evaluation of methods to estimate the soil microbial biomass and the relationship with soil texture and organic matter// Soil Biol Biochem. 1992. V. 24. P. 675−683.
  214. Kammann C., Hepp S., Lenhart K., Muller C. Stimulation of methane consumption by endogenous CH4 production in aerobic grassland soil // Soil Biol Biochem. 2009. V. 41. N. 3. P. 622−629.
  215. Karl D.M. Cellular nucleotide measurements and application in microbial ecology // Microbiol Rev. 1980. V. 44. P. 739−796.
  216. Kassim G., Martin J.P., Haider K. Incorporation of a wide variety of organic substrate carbons into soil biomass as estimated by the fumigation procedure // Soil Sci Soc Am J. 1982. V. 45. P. 1106−1112.
  217. Kazunori S., Oba Y. Effect of fungal to bacterial biomass ratio on the relationship between C02 evolution and total soil microbial biomass // Biol Fertil Soils. 1994. V. 17. P. 39−44.
  218. Kessavalou A., Mosier A.R., Doran J.W., Drijber R.A., Lyon D.J., Heinemeyer O. Fluxes of carbon dioxide, nitrous oxide, and methane in grass sod and winter wheat-fallow tillage management // J Environ Qual. 1998. V. 27. P. 1094−1104.
  219. Killham K. A new perfusion system for the measurement and the characterization of potential rates of soil nitrification // Plant Soil. 1987. V. 97. P. 267−272.
  220. Killham K. Heterotrophic nitrification // Nitrification. Prosser J.I. (Ed.). IRL Press, Oxford. 1986. p. l 17−126.
  221. Kirchmann H., Eklund M. Microbial biomass in a savanna-woodland and an adjacent arable soil profile in Zimbabwe // Soil Biol Biochem. 1994. V. 26. N. 9. P. 1281−1283.
  222. Kjoiler A. Struwe S. Analysis of fungal communities on decomposing beech litter / In: Beyond the biomass. Ritz K., Dighton J., Giller K.E. (Eds). Wiley, Chichester, 1994. p. 191 199.
  223. Klein D.A., McLendon T., Paschke M.W., Redente E.F. Saprophytic fungal-bacterial biomass variations in successional communities of a semi-arid steppe ecosystem // Biol Fertil Soils. 1995. V. 19. P. 253−256.
  224. Klemedtsson L., Svensson B.H., Lindberg T., Rosswall T. The use of acetylene inhibition of nitrous oxide reductase in quantifying denitrification in soil // Swed J Agric Res. 1977. V. 7. P. 179−185.
  225. Klemedtsson L., Svensson B.H., Rosswall T. Relationships between soil moisture content and nitrous oxide production during nitrification and denitrification // Biol Fertil Soils. 1988: V. 6. P. 106−111.
  226. Kurakov A.V., Yevdokimov I.V., Popov A.I. Nitrifying activity of heterotrophic. microorganisms in soil / Materials Intern Conf: Ecological effects of microorganisms action. Lithuania. Vilnus. Inst. Botany. 1997. p. 183−186.
  227. Kuzyakov Y. Sources of CO2 efflux from soil and review of partitioning methods // Soil Biol Biochem. 2006. V. 38. N. 3. P. 425−448.
  228. Ladd J.N., Oades J.M., Amato M. Microbial biomass formed from 14C, 15N labeled plant material decomposition in soils in the field // Soil Biol Biochem. 1981. V. 13. P. 119 126.'
  229. Lambers H. Growth respiration, — exudation, and symbiotic associations: The fate of carbon translocated to the roots / In: Root Development and Functions. 1987. p. 125−145.
  230. Landi L., Badalucco- L., Nannipieri P. Effectiveness of antibiotics to distinguish the contributions of fungi and bacteria to net nitrogen mineralization, nitrification and respiration // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. N. 12. P. 1771−1778.
  231. Laughlin R.J., Stevens R.J. Evidence for fungal dominance of denitrification and codenitrification in a grassland soil // Soil Sci Soc Am J. 2002. V. 66. Pi 1540−1548.
  232. Lavahum M.F.E., Joergensen R.G., Meyer B. Activity and biomass of soil microorganisms at different depths // Biol Fertil Soils. 1996. V. 23. N. 1. P. 38−42.
  233. Le Mer J., Roger P. Production, oxidation, emission and consumption of methane by soils: A review// European J Soil Biology. 2001. V. 37. N. 1. P. 25−50.
  234. Li X., Chen Z. Soil microbial biomass C and N along a climatic transect in the Mongolian steppe // Biol Fertil Soils. 2004. V. 39. P. 344−351.
  235. Lin Q., Brookes P.C. An evaluation of the substrate-induced respiration method // Soil Biol Biochem. 1999 a. Y.31.N. 14. P. 1969−1983:
  236. Lokupitiya E., Paustian K. Agricultural soil greenhouse gas emissions: a review of National Inventory Methods //J Environ Qual. 2006. V. 35. P. 1413−1427.
  237. Lowe D. Global change: A green source of surprise // Nature. 2006. V. 439. P. 148−149.
  238. Lu S., Mattson K.G., Zaerr, J.B., Marshall J.D. Root respiration of Douglas-fir seedlings: Effects of N concentration // Soil Biol Biochem. 1998. V. 30. N. 3. P. 331−336.
  239. Ludwig B., Tcepe R., Lopes-de Gerenyu V.O., Flessa H. CO2 and N2O emission from gleyic soils in the Russian tundra and, a German forest during freeze-thaw periods-a microcosm study // Soil Biol Biochem. 2006. Y. 38. P. 3516−3519.
  240. Lynch J.M., Panting L. M. Cultivation and the soil biomass // Soil Biol Biochem. 1980. V. 12. P. 29−35.
  241. Martens R. Apparatus to study the quantitative relationship between root exudates and microbial populations in rfiizosphere // Soil Biol Biochem. 1982. V. 14. P. 315−317.
  242. Martens R. Estimation of microbial biomass in soil by the respiration method: Importance of soil pH and flushing methods for the measurement of respired CO2 // Soil Biol Biochem. 1987. V. 19. P. 77−81. '
  243. Martens R. Current methods for measuring microbial biomass C in soil: Potentials and limitations // Biol Fertil Soils. 1995. Y. 19. N. 2−3. P. 87−99.
  244. Martikainen P.J., Palojarvi A. Evaluation of the fumigation-extraction method for the determination of microbial C and N in a range of forest soils // Soil Biol Biochem. 1990. V. 22. P. 792−802.
  245. Martikanen P.J., Nurmiano-Lassila E.L. Nitrosospira an important ammonium-oxidizing bacterium in fertilized coniferous soil // Can J Microbiol. 1985. V. 31. P. 11 251 132.
  246. Martin J.P. Use of acid, rose bengal and streptomycin in the plate method for estimating soil fungi // Soil Science. 1950. V. 69. P. 215−232.
  247. Marumoto T., Anderson J.P.E., Domsch K.H. Mineralization of nutrient from soil microbial biomass // Soil Biol Biochem. 1982. V. 14. P. 461−467.
  248. McCarty G.W. Modes of action of nitrification inhibitors // Biol Fertil Soils. 1999. V. 29. P. 1−9.
  249. McGill W.B., Cannon K.R., Robertson J.A., Cook F.D. Dynamics of soil microbial biomass and water soluble carbon in Breton L after 50 years of cropping to two rotations // Canad J Soil Sci. 1986. V. 66. P. 1−19.
  250. McLain J.E.T., Martens D.A. Nitrous oxide flux from soil amino acid mineralization // Soil Biol Biochem. 2005. V. 37. P. 289−299.
  251. McTaggart I., Clayton H., Smith K. Nitrous oxide flux from fertilized grassland: Strategies for reducing emissions / In: Non-CC>2 Greenhouse Gases, van Ham J. et al. (Eds.). Kluwer Academic Publishers. Dordrecht. The Netherlands. 1994. p. 421−426.
  252. Millar W.N., Casida Jr.L.E. Evidence for muramic acid in soil // Canad J Microbiol. 1970. V. 16. Is. 5. P. 299−304.
  253. Miller L.G., Coutlakis M.D., Oremland R.S., Ward B.B. Selective inhibition of ammonium oxidation and nitrification-linked N20 formation by methyl fluoride and dimethyl ether // Appl Environ Microbiol. 1993. V. 59. P. 2457−2464.
  254. Monkiedje A., Spiteller M., Fotio D., Sukul P. The effect of land use on soil health indicator in peri-urban agriculture in the humid forest zone of southern Cameroon // J Environ Qual. 2006. V. 35. P. 399−411.
  255. Mosier A.R. Acetylene inhibition of ammonium oxidation in soil // Soil Biol Biochem. 1980. V. 12. P. 443−444.
  256. Mosier A.R. Nitrous oxide emissions from agricultural soils // Fertilizer Research. 1994. V. 37. P. 191−200.
  257. Mosier A.R. Soil processes and global change // Biol Fertil Soils. 1998. V. 27. P. 221 229.
  258. Mosier A.R., Parton W.J., Hutchinson G.L. Modeling nitrous oxide evolution from cropped and native soils // Ecol Bull (Stockholm). 1983. V. 35. P. 229−241.
  259. Mosier A.R., Kroeze C., Nevison C., Oenema O., Seitzinger S., Cleemput O. Closing the global atmospheric N20 budget: nitrous oxide emissions through the agricultural nitrogen cycle // Nutr Cycling in Agroecosystems. 1998.
  260. Mummey D.L., Smith J.L., BoRon H. Nitrous oxide flux from a shrub-steppe ecosystem: Sources and regulation // Soil Biol Biochem. 1994. V. 26. P. 279−286.
  261. Miiller C., Sherlock R.R., Williams P.H. Field method to determine N20 emission from nitrification and denitrification // Biol. Fertil. Soils. 1998. V. 28. P. 51−55.
  262. Nannipieri P., Johnson R.L., Paul E.A. Criteria for measurement of microbial growth in soil // Soil Biol Biochem. 1978. V. 10. P. 223−229.
  263. Neuer D.A., Campbell C.L. Nematode communities and microbial biomass in soils with annual and perennial crops // Appl Soil Ecol. 1994. V. 1. P. 17−28.
  264. Odum E.P. The strategy of ecosystem development // Science. 1969. V. 164. N. 3877. P. 262−270.
  265. Olsen R.A., Bakken L.R. Viability of soil bacteria: optimization of plate-counting technique and comparison between total counts within different size groups // Microbiol Ecol. 1987. V. 13. P. 60−74.
  266. Palta J.A., Gregory P.J. Drought affects the fluxes of carbon to roots and soil in 13C pulse-labelled plants of wheat// Soil Biol Biochem. 1997. V. 29. P. 1395−1403.
  267. Parton W.J., Mosier A.R., Schimel D.S. Rates and pathways of nitrous oxide production in a shortgrass steppe // Biogeochemistry. 1988. V. 6. P. 45−58.
  268. Pietikainen J., Fritze H. Clear-cutting and prescribed burning in coniferous forest: comparison of effects on soil fungal and total microbial biomass, respiration activity and nitrification // Soil Biol Biochem. 1995. V. 27. N. 1. P. 101−109.
  269. Prather M., Ehhalt D., Dentener F., et al. Atmospheric chemistry and greenhouse gases // Climate change. 2001. P. 239−287.
  270. Priha O., Smolander A. Fumigation-extraction and substrate-induced respiration derived microbial biomass C, and respiration rate in limed soil of Scots pine sampling stands // Biol Fertil Soils. 1994. V. 17. N. 4. P. 301−308.
  271. Priha O., Smolander A. Microbial biomass and activity in soil and litter under Pinus sylvestris, Picea abies and Betula pendula at originally similar field afforestation sites // Biol Fertil Soils. 1997. V. 24. N. 1. P. 45−51.
  272. Prinn R., Cunnold D., Rasmussen R., Simmonds P., Aleya F., Crawford A., Fraser P., Rosen R. Atmospheric emission and trends of nitrous oxide deuced from ALEGAGA data // J Geophys Res. 1990. N. 95. P. 18 369−18 385.
  273. Raich J.W., Schlesinger W.H. The global carbon dioxide flux in soil respiration and its relationship to vegetation and climate // Tellus. Ser. B. 1992. V. 44. B. 2. P. 81−99.
  274. Renault P., Stengel P. Modelling oxygen diffusion in aggregated soils: 1. Anaerobiosis inside the aggregates // Soil Sci Soc Am J. 1994. V. 58. P. 1017−1023.
  275. Richter D., Markewitz D. How deep is soil? II Bioscience. 1995. V. 45. P. 600−609.
  276. Robertson G.R., Tiedje J.M. Nitrous oxide sources in aerobic soils: nitrification, denitrification and other biological processes // Soil Biol Biochem. 1987. V. 19. P. 187−193.
  277. Rogers G.A., Ashworth J. Bacteriostatic action of nitrification inhibitors // Canad J Microbiol. 1982. V. 28. P. 1093−1100.
  278. Ryan M.G., Hubbard R.M., Pongracic S., Raison R.J., Mcmurtrie R.E. Foliage, fine-root, woody-tissue and stand respiration in Pinus radiata in relation to nitrogen status // Tree Physiology. 1996. V. 16. N. 3. P. 333−343.
  279. Saggar S., Bettany J. R., Stewart J.W.B. Measurement of microbial sulphur in soils // Soil Biol Biochem. 1981. V. 13. P. 493−498.
  280. Sahrawat K.L., Keeney D.R., Adams S.S. Ability of nitrapyrin, dicyandiamide and acetylene to retard nitrification in a mineral and an organic soil // Plant and Soil. 1987. V. 101. P. 179−182.
  281. Sakamoto K., Oba Y. Effect of fungal to bacterial biomass ratio on the relationship between CO2 evolution and total soil microbial biomass // Biol Fertil Soils. 1994. Y. 17. N. 1. P. 39−44.
  282. Saviozzi A., Levi-Minzi R., Cardelli R., Riffaldi R. A comparison of soil quality in adjacent cultivated, forest and native grassland soils // Plant and Soil. 2001. V. 233. P. 251 259.
  283. Schimel J.P., Firestone M.K., Killham K. Identification of heterotrophic nitrification in a Sierran forest soil // Appl Environ Microbiol. 1984. V. 48. N. 4. P. 802−806.
  284. Schimel J.P., Bennett J. Nitrogen mineralization: Challenges of a changing paradigm // Ecology. 2004. V. 85. P. 591−602.
  285. Schlesinger W.H., Andrews J.A. Soil respiration and global carbon cycle // Biogeochemistry. 2000. V. 48. P. 7−20.
  286. Schloter M, Munch J.C., Tittarelli F. Managing soil quality / In: Microbiological Methods for Assessing Soil Quality. Bloem J., Benedetti A., Hopkins D.W. (Eds). CABI. Wallingford. Oxfordshire. UK. 2006. p. 50−62.
  287. Schmidt N., Bolter M. Fungal and bacterial biomass in tundra soils along an arctic transect from Taimyr Peninsula, central Sibeiia // Polar Biology. 2002. V. 25. N. 12. P. 871 877.
  288. Schnurer J., Clarholm M., Rosswall T. Microbial biomass and activity in an agricultural soil with different organic carbon contents // Soil Biol Biochem. 1985. V. 17. N. 6. P. 611 618.
  289. Schoun H., Kim D., Uchiyama H., Sugiyama J. Denitrification by fungi // FEMS Microbiol Lett. 1992. V. 94. P. 277−282.
  290. Shields J.A., Paul E.A., Lowe W.E. Factors influencing the stability of labelled microbial materials in soils // Soil Biol Biochem. 1974. V. 6. P. 31−37.
  291. Shields J.A., Paul E.A., Lowe W.E., Parkinson D. Turnover of microbial tissue in soil under field conditions // Soil Biol Biochem. 1973. V. 5. P. 753−764.
  292. Sikora L.J., Yakovchenko V., Kaufman D.D. Comparison of the rehydration method for biomass determination to fumigation-incubation and substrate-induced respiration method // Soil Biol Biochem. 1994. V. 26. N. 10. P. 1443−1445.
  293. Sims J.T., Cunningham S.D., Sumner M.E. Assessing Soil Quality for Environmental Purposes: Roles and Challenges for Soil Scientists // J Environ Qual. 1997. V. 26. N. l.P. 20−25.
  294. Singh J.S., Gupta S.R. Plant decomposition and soil respiration in terrestrial ecosystems // The Botanical Review. 1977. V. 43. N. 4. P. 449−528.
  295. Six J., Frey S.D., Thiet R.K., Batten K.M. Bacterial and fungal contributions to carbon sequestration in agroecosystems // Soil Sci Soc Am J 2006. V. 70. P. 555−569.
  296. Skiba U., Fowler D., Smith K. Emissions of NO and N20 from soils // Environ. Monitor Assess. 1994. V. 31. P. 153−158.
  297. Skujins J., Klubek B. Soil biological properties of a montane forest sere: corroboration of Odum’s postulates//Soil Biol Biochem. 1982. V.14. P. 505−513.
  298. Smart D.R., Stark J.M., Diego V. Resource limitations to nitric oxide emissions from a sagebrush-steppe ecosystem // Biogeochemistry. 1999. V. 47. N. l.P. 63−86.
  299. Smith K.A. A model of the extent of anaerobic zones in aggregated soils, and its potential application to estimates of denitrification // J Soil Sci. 1980. V. 31. P. 263−277.
  300. Smith K.A. Greenhouse gas fluxes between land surfaces and the atmosphere // Progr Phys Geogr. 1990. V. 14. P. 349−372.
  301. Smith J.L., Paul E.A. The significance of soil biomass estimations / In: Soil Biochemistry. V. 6. Bollog J.M., Stotzky G. (Eds). Marcel Dekker: New York. 1990. p. 357 396.
  302. Soils and the greenhouse effect: proceedings of the international conference Wageninge, the Netherlands, August 14−18, 1989. Bouwman A.F. (Ed). Chichester: John Wiley and Sons Ltd. 1990. 143 p.
  303. Sparling G.P., Williams B.L. Microbial biomass in organic soils: estimation of biomass C, and effect of glucose or cellulose amendments on the amounts of N and P released by fumigation//Soil Biol Biochem. 1986. V. 18. N. 5. P. 507−513.
  304. Sparling G.P., West A.W. A direct extraction method to estimate soil microbial C: Calibration in situ using microbial respiration and I4C labelled cells // Soil Biol Biochem. 1988. V. 20. P. 337−343.
  305. Sparling G.P., Feltham C.W., West A.W., Singleton P. Estimation of soil microbial C by a fumigation-extraction method: Use on soils of organic matter content, and a reassessment of the kEC-factor // Soil Biol Biochem. 1990. V. 22. P. 301−307.
  306. Sparling G.P. Ratio of microbial biomass carbon to soil organic C as a sensitive indicator of changes in soil organic matter // Austr J Soil Res. 1992. V. 30. P. 195−207.
  307. Sparling G.P., Schipper L.A., Bettjeman W.5 Hill R. Soil quality monitoring in New Zealand: practical lessons from a 6-year trial // Agriculture, Ecosystems and Environment. 2004. V. 104. Is. 3. P. 523−534.
  308. Staddon W.J., Trevors J.T. Soil microbial diversity and community structure across a climatic gradient in western Canada // Biodiversity and Conservation. 1998. V. 7. P. 10 811 092.
  309. Stahl P.D., Parkin T.B., Eash N.S. Sources of error in direct microscopic methods for estimation of fungal biomass in soil // Soil Biol Biochem. 1995. V. 27. N. 8. P. 1091−1097.
  310. Stahl P.D., Parkin T.B., Christensen M. Fungal presence in paired cultivated and uncultivated soils in central Iowa, USA // Biol Fertil Soils. 1999. V. 29. P. 92−97.
  311. Stamatiadis S., Doran J.W., Ingham E.R. Use of staining and inhibitors to separate fungal and bacterial activity in soil // Soil Biol Biochem. 1990. V. 22. P. 81−88.
  312. Stevens R.J., Laughlin R.J., Burns L.C., Arah J.R.M., Hood R.C. Measuring the contributions of nitrification and denitrification to the flux of nitrous oxide from soil // Soil Biol Biochem. 1997. V. 29. N. 2. P. 131−151.
  313. Stryer L. Biochemistry. Freeman, New York. 1988.
  314. Suberkropp K., Weyers H. A. Application of fungal and bacterial production methodologies to decomposing leaves in streams // Appl Environ Microbiol. 1996. V. 62. N 5. P. 1610−1615.
  315. Swift M.J. The estimation of mycelial biomass by determination of the hexosamine content of wood tissue decayed by fungi // Soil Biol Biochem. 1973. V. 5. N. 3. P. 321−332.
  316. Taylor J.P., Wilson B., Mills M.S., Burns R.G. Comparison of microbial members and enzymatic activities in surface soils and subsoils using various techniques // Soil Biol Biochem. 2002. V. 34. P. 387−401.
  317. Teepe R., Yor A., Beese F., Ludwig B. Emissions of N20 from soils during cycles of freezing and thawing and the effects of soil water, texture and duration of freezing // European J Soil Sci. 2004. V. 55. P. 357−365.
  318. Tisdall J.M., Smith S.E., Rengasamy P. Aggregation of soil by fungal hyphae // Aust J Soil Res. 1997. V. 35. P. 55−60.
  319. Tortoso A.C., Hutchinson G.L. Contribution of autotrophic and heterotrophic nitrifiers to soil NO and N20 emissions // Appl Environ Microbiol. 1980. V. 56. P. 1799−1805.
  320. Trumbore S. Age of soil organic matter and soil respiration: radiocarbon constraints on belowground C dynamics // Ecological Application. 2000. V. 10. P. 399−411.
  321. Turco R.P. The photochemistry of the stratosphere / In: Photochemistry of atmospheres Earth, the other planets, and comets. Levine J. S (Ed). The Orlando. Acad. Press. 1985. p. 77 128.
  322. Van Gestel M., Ladd J.N., Amato M. Microbial biomass responses to seasonal change • and imposed drying regimes at increasing depths of undisturbed topsoil profiles // Soil Biol Biochem. 1992. V. 24. N. 2. P. 103−111.
  323. Van Moortel E., Boeckx P., Van Cleemput O. Inventory of nitrous oxide from agriculture in Belgium according to the revised 1996 Intergovernmental Panel on Climate Change guidelines // Biol Fertil Soils. 2000. V. 30. P. 500−509.
  324. Vance E.D., Brookes P.C., Jenkinson D.S. An extraction method for measuring soil microbial biomass C // Soil Biol Biochem. 1987. V. 19. P. 703−707.
  325. Vancura V., Kunc F. The effect of streptomycin and actidione on respiration in the rhizosphere and non rhizosphere soil // Zentralbl Bakteriol Parasitenkd Infectionskr Hyg. Abt. 2. 1997. V. 132. P. 472−478.
  326. Velvis H. Evaluation of the selective respiratory inhibition method for measuring the ratio of fungal: bacterial activity in acid agricultural soils // Biol Fertil Soils. 1997. V. 25. P. 354−360.
  327. Walter H. M!, Keeney D.R., Fillery I.R. Inhibition of nitrification by acetylene // J Soil Sci Soc Amer. 1979. V. 43. P. 195−196.
  328. Wardle D.A., Parkinson D. Relative importance of the effect of 2,4-D, glyphosate, and environmental variables on the soil microbial biomass // Plant and Soil. 1991 a. V. 34. P. 209−219.
  329. Wardle D.A., Ghani A. A critique of the microbial metabolic quotient (gC02) as a bioindicator of disturbance and ecosystem development // Soil Biol Biochem: 1995 6. V. 12. P. 1601−1610.
  330. Wardle D.A., Ghani A. Why is the strength of relationship between pairs of methods for estimating soil microbial biomass often so variable? // Soil Biol. Biochem. 1995. V. 27. N. 6. P. 821−828.
  331. Weathers P.J. N?0 evolution by green algae // Appl Environ Microbiol. 1984. V. 48. P. 1251−1253.
  332. D.M., Jones D. / In: Soil biochemistry. N.Y.: Marcel Dekker. 1971. V. 2. p. 446 485.
  333. Webster E.A., Hopkins D.W. Contributions from different microbial processes to N20 emission from soil under different moisture regimes // Biol Fertil Soils. 1996. V. 22. P. 331 335.
  334. Webster J.J., Hampton G.J., Leach P.R. ATP in soil: a new extractant and extraction procedure// Soil Biol Biochem. 1984. V. 16. P. 335−342.
  335. West A.W. Improvement of the selective inhibition technique to measure eukaryote-prokaryote ratios in soils // J Microbiol Methods. 1986. V. 5. P. 125−138.
  336. Wolters V., Joergensen R.G. Microbial carbon turnover in beech forest soils at different stages of acidification // Soil Biol Biochem. 1991. V. 23. N. 9. P. 897−902.
  337. Wood P.M. Nitrification as a bacterial energy source / In: Nitrification. Special Publications of the society for general microbiology 20. Prosser J.I. (Ed.). 1986. p. 39−62.
  338. Wrage N., Velthof G.L., van Beusichem M.L., Oenema Oi Role of nitrifier denitrification in the production of nitrous oxide // Soil Biol Biochem. 2001. V. 33. P. 1723−1732.
  339. Wright A. L., Reddy K.R. Phosphorus loading effects on extracellular enzyme activity in Everglades wetland soil // Soil Sci Soc Am J. 2001. V. 65. P. 588−595.
  340. Wright A.L., Dou F., Hons F.M. Crop spccies and tillage effects on carbon sequestration in subsurface soil // Soil Science. 2007. V. 172. P. 124−131.
  341. Yakovchenko V., Sikora L.J., Kaufman D.D. A biologically based indicator of soil quality //Biol Fertil Soils. 1996. V. 21. N. 4. P. 245−251.
  342. Yanai Y., Toyota K., Morishita T., Takakai F., Hatano R., Limin S.H., Darung U., Dohong S. Fungal N20 production in an arable peat soil in Central Kalimantan, Indinesia // Soil Sci Plant Nutr. 2007. V. 53. N. 6. P. 806−811.
  343. Yao H.Z., Wilson M.J., Campbell C.D. Microbial biomass and community structure in a sequence of soil with increasing fertility and changing land use // Microbial Ecology. 2000. V. 40. P. 223−237.
  344. Yeates G.W., Bardgett R. D, Cook R., Hobbs P.J., Bowling P.J., Potter J.F. Faunal and microbial diversity in three Welsh grassland soils under conventional and organic management regimes // J Appl Ecol. 1997. V. 34. P. 453−471.
  345. Yoshinari T., Hynes R., Knowles R. Acetylene inhibition of nitrous oxide reduction and measurement of denitrification and nitrogen fixation in soil // Soil Biol Biochem. 1977. V. 9. P. 177−183.
  346. Zagal E. Measurement of microbial biomass in rewetted air dried soil by fumigation-incubation and fumigation-extraction techniques // Soil Biol Biochem. 1993. V. 25. P. 553 559.
  347. Zelles L., Rackwitz R., Bai Q.Y., Beck T., Beese F. Discrimination of microbial diversity by fatty acid profiles of phospholipids and lipopolysaccharides in differently cultivated soils // Plant and Soil. 1995. V. 170. P. 115−122.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!