Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Влияние салициловой кислоты на некоторые морфофизиологические показатели и белковый состав каллусов гречихи татарской

Диссертация: Влияние салициловой кислоты на некоторые морфофизиологические показатели и белковый состав каллусов гречихи татарской
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Растительные клетки in vitro, по-видимому, находятся в условиях окислительного стресса (Константинов, Ривкин, 1991). Основными причинами, вызывающими окислительный стресс, могут быть следующие: измененный по отношению к естественному кислородный режим клеток растений в условиях in vitro', нарушение нормального антиоксидантного статуса клеток, характерного для условий in vitro и обеспечиваемого… Читать ещё >

Влияние салициловой кислоты на некоторые морфофизиологические показатели и белковый состав каллусов гречихи татарской (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Каллусные культуры. Дедифференциация клеток
    • 1. 2. Гетерогенность каллусных культур
    • 1. 3. Дифференциация клеток
    • 1. 4. Белки как маркеры морфогенетических процессов
    • 1. 5. Факторы, определяющие морфогенез in vitro
    • 1. 6. Содержание и метаболизм СК в растениях
    • 1. 7. СК как участник сигнальных систем
      • 1. 7. 1. Активные формы кислорода
      • 1. 7. 2. Участие СК в реакции сверхчувствительности и апоптозе
      • 1. 7. 3. Роль СК как вторичного мессенджера
      • 1. 7. 4. Индукция защитных белков
      • 1. 7. 5. СК и дыхание
    • 1. 8. Некоторые другие физиологические эффекты СК
  • ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объекты исследований
    • 2. 2. Методы исследований
      • 2. 2. 1. Получение каллусных культур
      • 2. 2. 2. Условия культивирования
      • 2. 2. 3. Определение прироста биомассы
      • 2. 2. 4. Приготовление препаратов для цитогенетического анализа
      • 2. 2. 5. Определение митотической активности и количества хромосомных аберраций
      • 2. 2. 6. Определение содержания перекиси водорода
      • 2. 2. 7. Выделение белков
      • 2. 2. 8. Электрофоретическое разделение белков
      • 2. 2. 9. Другие измерения
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Инициация каллусов гречихи на средах с агаром и фитогелем
    • 3. 2. Изменение содержания растворимых белков в каллусах гречихи в течение пассажа
    • 3. 3. Полипептидный состав каллусов гречихи с различным морфогенным потенциалом
    • 3. 4. Полипептидный состав эксплантов
    • 3. 5. Влияние СК на ростовые процессы каллусов гречихи
    • 3. 6. Действие СК на содержание и полипептидный спектр растворимых белков каллусов гречихи
    • 3. 7. Влияние СК на ростовые процессы каллусов гречихи в первые дни культивирования
    • 3. 8. Влияние СК на содержание перекиси водорода в каллусах гречихи

Салициловая кислота (СК) является стрессовым фитогормоном, участвующим в формировании локальной и системной устойчивости (Raskin, 1992; Тарчевский, 2002). Известно, что содержание салицилата значительно повышается при действии элиситоров, патогенов и экзогенной перекиси водорода, и, наоборот, обработка растений СК приводит к повышению содержания Н202 и устойчивости к инфицированию. Установлено, что салицилат может влиять на процессы роста и развития растений. Показано, что СК приводит к активации прорастания семян (Шакирова, 2001), индуцирует цветение растений (Cleland, Tanaka, 1979), стимулирует органогенез и эмбриоидогенез в культурах in vitro (Kling, Meyer, 1983; Shetty et al., 1992; Luo et al., 2001). Перекись водорода и индуцирующий ее накопление салицилат могут выступать в роли сигналов, вызывающих в неинфицированных клетках экспрессию защитных генов и образование ряда патоген-индуцируемых белков (PR-белков) (Raskin, 1992; Gaffney et al., 1993; Chen et al., 1995; Тарчевский и др., 1996; Максютова, 1998).

Каллусы с различной способностью к морфогенезу отличаются по морфофизиологическим, биохимическим и генетическим характеристикам. Морфогенный каллус гречихи татарской (Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn) интересен тем, что в течение длительного времени (до 10 лет) сохраняет характерную нодулярную морфологию, способность к регенерации и хромосомную стабильность, что достаточно редко встречается в культурах in vitro.

Представляло интерес проведение сравнительного анализа действия СК на каллусы с различной морфогенной способностью, поскольку данный вопрос является мало изученным.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы было выявление изменений морфофизиологических характеристик и белкового состава каллусов гречихи татарской с различным морфогенным потенциалом при действии салициловой кислоты. Исходя из указанной цели, были поставлены следующие задачи:

• изучить изменение содержания растворимых белков каллусов гречихи в ходе пассажа;

• исследовать действие СК на ростовые процессы (прирост биомассы и митотический индекс) каллусов гречихи в различных условиях культивирования (свет, темнота);

• исследовать влияние СК на белковый состав каллусных культур гречихи в различных условиях культивирования (свет, темнота).

• определить содержание перекиси водорода в каллусах гречихи, культивируемых на средах с салицилатом в различных условиях (свет, темнота).

Научная новизна работы. Впервые среди растворимых белков каллусов гречихи с различной морфогенной способностью выявлены специфические полипептиды 35, 73 кДа, характерные для морфогенного типа каллуса, и 16, 62 кДа, характерные для неморфогенного типа каллуса. Впервые обнаружены различия в содержании отдельных полипептидов эксплантов (незрелых зародышей) и каллусных культур. Впервые показано влияние СК на ростовые процессы двух типов каллусов гречихи, проявлявшееся в изменении прироста биомассы и митотического индекса. Впервые показаны изменения в полипептидном спектре морфогенного и неморфогенного каллусов гречихи при действии салицилата в различных условиях культивирования (свет, темнота). Наиболее значительные изменения в полипептидном спектре наблюдались в неморфогенном каллусе, культивируемом на свету. Впервые выявлены различия в содержании перекиси водорода в каллусах с различной морфогенной способностью. Клетки неморфогенного каллуса содержали в 6.6 раза больше перекиси по сравнению с клетками морфогенного каллуса. Наиболее значительные изменения в содержании Н2Ог под действием СК обнаружены в неморфогенном каллусе при культивировании на свету.

Научно-практическая значимость работы. Обнаруженные нами физиолого-бнохнмические особенности каллусов гречихи татарской могут представлять интерес для специалистов, занимающихся изучением процессов морфогенеза in vitro. Данные диссертационной работы могут найти применение в генетических, биотехнологических и селекционных исследованиях. Полученные результаты могут использоваться в учебном процессе при чтении лекций на кафедрах биохимии, физиологии и биотехнологии растений университетов и институтов сельскохозяйственного профиля.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на II (X) съезде Русского ботанического общества (Санкт-Петербург, 1998), на VII международном симпозиуме по гречихе (Canada, Winnipeg, 1998), на IV съезде общества физиологов растений (Москва, 1999), на Всероссийском симпозиуме «Клеточная биология на пороге XXI века», (Санкт-Петербург, 2000), на VIII международном симпозиуме по гречихе (Korea, Chunchon, 2001), на юбилейной научной конференции молодых ученых «Молодые ученые Волго-Уральского региона на рубеже веков» (Уфа, 2001), на 5 Пущинской конференции молодых ученых «Биология — наука 2ГГО века» (2001), на 6 Пущинской конференции молодых ученых «Биология — наука 21″ г0 века» (2002), на итоговых научных конференциях КНЦ РАН (Казань, 2001; 2002).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 работ.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 116 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, результатов работы и их обсуждения, заключения, выводов, списка литературы. Диссертация содержит 24 рисунка, 5 таблиц.

Список литературы

включает 289 наименований, в том числе 211 на иностранных языках.

ВЫВОДЫ.

1. Впервые среди растворимых белков каллусов гречихи выявлены специфические полипептиды 35, 73 кДа, характерные для морфогенного типа каллуса, и 16, 62 кДа, характерные для неморфогенного типа каллуса.

2. Показано действие СК на ростовые процессы обоих каллусов гречихи. В Л зависимости от типа каллуса и концентрации салицилат ингибировал (10″ М) или стимулировал (10″ 6М) прирост биомассы и митотический индекс.

3. Впервые обнаружено, что СК изменяла содержание растворимых белков и ряда полипептидов морфогенного и неморфогенного типов каллусов. В морфогенном каллусе выявлен салицилат-индуцируемый полипептид 41 кДа.

4. Ингибирующее действие СК на ростовые процессы и содержание растворимых белков сильнее проявлялось у каллусов, культивируемых на свету.

5. Впервые обнаружено различное содержание перекиси водорода в каллусах гречихи с различным морфогенным потенциалом. В неморфогенном каллусе содержание Н202 было в 6.6 раза выше, что может быть причиной большей генетической нестабильности по сравнению с морфогенным каллусом.

6. Показано, что неморфогенный каллус проявлял большую чувствительность к действию СК, по сравнению с морфогенным, что, вероятно, обусловлено, во-первых, их различной структурной организацией, во-вторых, возможно более низкой активностью или отсутствием ферментов, обеспечивающих антиоксидантную защиту клеток неморфогенного каллуса и, в-третьих, большей требовательностью каллуса данного типа к определенным условиям культивирования по сравнению с морфогенным каллусом.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Растительные клетки in vitro, по-видимому, находятся в условиях окислительного стресса (Константинов, Ривкин, 1991). Основными причинами, вызывающими окислительный стресс, могут быть следующие: измененный по отношению к естественному кислородный режим клеток растений в условиях in vitro', нарушение нормального антиоксидантного статуса клеток, характерного для условий in vitro и обеспечиваемого системой антиоксидантной защиты целого организманаличие в составе сред для культивирования растительных клеток мощных прооксидантов (например, комплекса Fe-ЭДТА), способных инициировать реакцию перекисного окисления липидов.

Окислительный стресс является результатом нарушения баланса между активными формами кислорода и антиоксидантной защитой из-за их активной генерации или снижения уровня антиоксидантов (Саприн, Калинина, 1999). Мы предполагали, что степень окислительного стресса в неморфогенном каллусе гречихи выше, по сравнению с морфогенным. Действительно, содержание Н2О2, одной из активных форм кислорода, оказалось в 6.6 раза выше в неморфогенном каллусе.

Перекись водорода является источником образования наиболее сильного из известных окислителей в биосистемах — «ОН радикала (Саприн, Калинина, 1999). Активные формы кислорода оказывают повреждающее действие на клетки, разрушая белки, липиды, фотосинтетические пигменты и ДНК (Bowler et al., 1992; Hernandez et al., 1993). Выявлены значительные изменения плоидности и большее количество хромосомных аберраций в неморфогенном каллусе гречихи татарской, по сравнению с морфогенным каллусом (в среднем в 4 раза) (Мухитов, 2000).

Каллусы гречихи отличаются по своей структурной организации. Неморфогенный каллус представлен клетками одного типа, специализированными к быстрому росту в определенных условиях культивирования, в отличие от морфогенного каллуса, образованного клетками нескольких типов, способными к различной дифференциации при изменении условий культивирования. Выполненные исследования позволили придти к заключению, что особенности ростовых процессов (прирост биомассы и митотический индекс) и обнаруженные изменения в содержании растворимых белков и отдельных полипептидов у каллусов гречихи татарской с различной морфогенной способностью, культивируемых в темноте и на свету, свидетельствуют о большей чувствительности неморфогенного каллуса. Различный ответ каллусных культур на действие салицилата и условия культивирования (свет, темнота) может быть связан с активностью ферментов окислительного метаболизма.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Т.С., Евдотиенко В. Ю., Кудзина Л. Ю. Выделение, очистка и кинетические свойства оксалатоксидазы (ЕС 1.2.3.4.) из листьев свеклы // Физиол. раст.- 1996.-Т. 43, № 2.-С. 196−200.
  2. Т.Б. Хлебное зерно. Л.: Наука, 1987.- 102 с.
  3. Т.Б., Круглова H.H., Горбунова В. Ю. Андрогенез in vitro у злаков: анализ с эмбриологических позиций // Цитология.- 1994.- Т.36, № 9/10.-С. 993−1005.
  4. Н.К., Рахимбаев И. Р. Получение и характеристика длительно культивируемых рыхлых эмбриогенных тканей ячменя // Тез. докл. VII Межд. конф. «Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранение генофонда».- Москва, 1997.- С. 75.
  5. Р.Г. Экспериментальный морфогенез и дифференциация в культуре клеток растений. М.: Наука, 1975.- 47 с.
  6. Р.Г. Индукция морфогенеза в культуре тканей растений // Гормональная регуляция онтогенеза растений. М.: Наука, 1984.- С. 42−54.
  7. Р.Г. Биотехнология растений: культура клеток. М.: Агропромиздат, 1989.- 34 с.
  8. Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М.: ФБК-ПРЕСС, 1999.- 21 с.
  9. Р.Г., Володарский А. Д. Специфика антигенов в цикле клеточных превращений в культуре тканей табака // Физиол. раст.- 1967.- Т. 14.- С. 965 968.
  10. Р.Г., Гусев М. В. Клеточная инженерия // Биотехнология. М.: Высшая школа, 1987.-С. 30−51.
  11. Г. Ц., Бутенко Р. Г. Синхронизация клеточных делений в суспензионной культуре женьшеня настоящего с помощью 5-аминоурацила // Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 17−21.
  12. В. А. Изучение условий выращивания каллуса томата в пересадочной культуре и его цитологическая характеристика // Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 116−119.
  13. Н.П. Принципы фоторегулирования метаболизма растений и регуляторное действие красного и синего света на фотосинтез // Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений. М.: Наука, 1975.- С. 1636.
  14. В.А. Клональное микроразмножение растений // Культура клеток растений. М.: Наука, 1986.- С. 91−102.
  15. А.К., Мунтян М. А., Маликова Н. И., Созинов A.A. Регенерация растений различных генотипов пшеницы Triticiim aestivum L. in vitro II Доклады АН СССР.- 1984.- T. 278.- С. 1231−1235.
  16. JI.X., Миннибаева Ф. В., Огородникова Т. И. и др. Салициловая кислота вызывает диссипацию протонного градиента на плазмалемме растительных клеток // Докл. РАН.- 2002.- Т. 387, № 6.-С. 839−841.
  17. А.Н., Александрова И. В., Данилов A.B. Цитоморфологическое изучение культуры ткани Panax ginseng II Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 129−133.
  18. А.Н., Данилов A.B. Митотическая активность популяции клеток культуры ткани Vicia faba Н Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 37−42.
  19. A.M. Стрессовые белки растений: PR (Ь)-белки // Физиол. раст.- 1991.Т. 38, № 4.-С. 788−800.
  20. И.П., Матвеева Н. П. Регуляция начальных этапов эмбриогенеза у высших растений // Физиол. раст.- 1994.- Т.41, № 3.- С.467−477.
  21. K.M. Морфогенез в длительно поддерживаемой культуре андрогенных каллусов ячменя // Автореф. дисс.. канд. биол. наук.- Алма-Ата, 1991.- 24 с.
  22. A.B. К вопросу о регуляторной роли активных форм кислорода в клетке // Биохимия.- 1998.- Т. 636, № 6.- С. 1305−1306.
  23. Н.В., Бутенко Р. Г. Клональное микроразмножение растений. М.: Наука, 1983.- 97 с.
  24. Д.М. Характеристика популяции клеток Dioscorea deltoidea в суспензионной культуре // Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.-С. 57−64.
  25. В.И. Действие света на рост и морфогенез высших растений // Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений. М.: Наука, 1975.-С. 209−227.
  26. JI.B. Синтез и возможные функции белков растений при сверхчувствительной реакции // Физиол. раст.- 1991.- Т. 38, № 5.- С. 10 051 012.
  27. Ю.М., Ривкин М. И. Возможный свободно-радикальный механизм возникновения сомаклональной изменчивости у растений // Культура клеток растений. М.: Наука, 1991.-С. 127−129.
  28. Ю.А. Особенности каллусогенеза и морфогенеза в культуре тканей различных видов гречихи // Автореф. дисс.. канд. биол. наук.-Казань, 1999.- 24 с.
  29. H.H., Горбунова В. Ю., Батыгина Т. Б. Эмбриоидогенез как путь морфогенеза в культуре изолированных пыльников злаков // Успехи совр. биол.- 1995.- Т. 115, № 6.- С. 692−704.
  30. В.А. Геномная изменчивость и накопление индолиновых алкалоидов в культуре клеток раувольфии змеиной // Биополимеры и клетка.- 1994.- Т. 10.-С. 3−30.
  31. В.А., Легейда B.C. Цитогенетическое изучение цитокининзависимого штамма культуры клеток табака // Культура клеток растений Киев: Наукова думка, 1978, — С. 74−79.
  32. A.A. Морфологическая разнокачественность тканей риса и ее связь с регенерационной способностью // Физиол. раст.- 1993.- Т.45, № 5.-С. 797−801.
  33. О.Ф. Роль света в динамической регуляции фотосинтетического метаболизма углерода // Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений. М.: Наука, 1975.- С. 158−170.
  34. М.Е., Таймла Э. А., Рубин Б. А. Особенности изоэнзимного состава пероксидазы и полифенолоксидазы при вирусном патогенезе у табака // Физиол. раст.- 1970.- Т. 17, № 5.- С. 928−935.
  35. Е.С., Плетюшкина О. Ю., Бутенко Р. Г. Морфология распределения актина в клетках морфогенного каллуса пшеницы // Доклады РАН, — 1997.-№ 352.- С. 284−286.
  36. П. Эмбриология покрытосеменных. М.: ИЛ, 1954.- 439 с.
  37. H.H. Белковый обмен растений при стрессе // Автореф. дисс.. доктора наук.- Москва, 1998.- 36 с.
  38. O.A. Реализация морфогенетического потенциала растительных организмов // Успехи совр. биол.- 1996.- Т.116, № 3.- С.306−319
  39. М.Д., Сечняк А. Л., Игнатова С. А. и др. Разработка условий получения регенерантов из незрелых зародышей пшенично-ржаных гибридов // Физиол. и биохим. культ, раст.- 1994.- Т. 26, № 6.-С. 584−587.
  40. А.Г., Аринбасарова А. Ю., Акименко В. К. Регуляция и физиологическая роль цианидрезистентной оксидазы у грибов и растений // Биохимия.- 1999.- Т. 64, № 11.- С. 1457−1472.
  41. Е.Б., Зенков Н. К. Шергин С.М. Биохимия окислительного стресса. Оксиданты и антиоксиданты. Новосибирск: СО РАМН, 1994.- 203 с.
  42. С.И., Мозгова Е. А., Монастырева Л. Е. и др. Сохранение специфических спектров белков в каллусных культурах кукурузы // Доклады АН СССР.- 1977, — Т. 236, № 5, — С. 1273−1276.
  43. Г. С., Бутенко Р. Г., Тихоненко Т. И., Прокофьев М. И. Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М.: ВО Агропромиздат, 1990.- 384 с.
  44. Н.У. Влияние метилжасмоновой, (9Z)-12-niapoKCH-9-додеценовой и салициловой кислот на пртеинкиназную активность и фосфорилирование белков растений // Автореф. дисс.. канд. биол. наук.-Казань, 2000.- 23 с.
  45. А.Р. Влияние колхицина на генетическую стабильность и морфогенную активность каллусов Fagopyrum tataricum (L.) Gaertn // Автореф. дисс. канд. биол. наук.- Казань, 2000.- 24 с.
  46. Н.Д. Культура зародышей и стеблевых узлов некоторых сортов ячменя (Hordeum vulgare L.) // Апомиксис и цитоэмбриология растений Саратов, 1983.- С. 142−151.
  47. Г. Роль хитиназы и 1,3-/3-глюканазы в устойчивости растений к возбудителям заболеваний // Сельскохоз. биол.- 1996.- № 1.- С. 126−132.
  48. В.М. Изучение культуры тканей ячменя // Теоретические основы селекции и семеноводства сельскохозяйственных культур в Западной Сибири. Новосибирск, 1985.- С. 105−108.
  49. В.В., Мельникова Е. В. Реакция на хемосигнал при взаимодействии пыльца-пестик // Физиол. раст.- 1998.- Т. 45, № 6.- С. 678−685.
  50. .А., Арциховская Е. В., Аксенова В. А. Биохимия и физиология иммунитета растений. М.: Наука, 1975.- 320 с.
  51. Н.И., Валиева А. И., Самохвалова H.A. и др. Особенности лигнификации клеточных стенок каллусов гречихи с различным морфогенным потенциалом // Цитология.- 1998.- Т. 40, № 10.- С.835−842.
  52. Н.И., Сальников В. В., Федосеева Н. В., Лозовая В. В. Особенности морфогенеза в длительно культивируемых каллусах гречихи // Физиол. раст.-1992.- Т. 39, № 1.- С.143−151.
  53. Н.И., Сергеева Н. В., Хакимова JI.B. и др. Органогенез и соматический эмбриогенез в культуре двух видов гречихи // Физиол. раст.-1989.- Т. 7, № 1.- С. 187−194.
  54. И.М. Пероксидазы стрессовые белки растений // Успехи совр. биол,-1989.- Т. 107, № 3.- С. 406−417.
  55. В.Д., Олескин A.B., Лагунова Е. М. Программируемая клеточная смерть // Биохимия.- 2000.- Т. 65, № 8.- С. 1029−1046.
  56. А.Н., Калинина Е. В. Окислительный стресс и его роль в механизмах апоптоза и развития патологических процессов // Успехи биол. хим.- 1999.Т. 39.- С. 289−326.
  57. П.Г., Викторова Н. П., Пивень Н. И. Изучение ритмики клеточной репродукции в условиях культуры in vitro II Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 33−36.
  58. В.П. Аккумуляция энергии в клетке. М.: Наука, 1969.- 440 с.
  59. A.M. Запасание белка в семенах растений. М.: Наука, 1985.- 112 с.
  60. И. А. Элиситор-индуцируемые сигнальные системы и их взамодействия // Физиол. раст.- 2000.- Т. 47, № 2.- С. 321−331.
  61. И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.:Наука, 2002.-294с.
  62. И.А., Максютова H.H., Яковлева В. Г. Влияние салициловой кислоты на синтез белков в проростках гороха // Физиол. раст.- 1996.- Т. 43, № 5.- С. 667−670.
  63. И.А., Максютова H.H., Яковлева В. Г., Гречкин А. Н. Янтарная кислота миметик салициловой кислоты // Физиол. раст.- 1999.- Т. 46, № 1.-С. 23−28.
  64. . Эмбриогенез, органогенез и регенерация растений // Биотехнология растений: Культура клеток. М.:Агропромиздат, 1989.- С.87−127.
  65. JI.B. Особенности популяции культивируемых клеток // Культура клеток растений. М.: Наука, 1981.- С. 5−13.
  66. Фролова J1.B., Шамина З. Б. Динамика клеточной популяции в культуре ткани V.faba. II Культура клеток растений. Киев: Наукова думка, 1978.- С. 27−32.
  67. P.M. Роль анионных пероксидаз и агглютинина зародыша в реакциях пшеницы на грибную инфекцию // Автореф. дисс.. докт. биол. наук Казань, 2001.- 36 с.
  68. Г. Размножение сельскохозяйственных культур in vitro!/ Биотехнология сельскохозяйственных растений. М.: ВО Агропромиздат, 1987.- С. 105−133.
  69. Химическая энциклопедия. М.: Советская энциклопедия, 1988, — Т. 1.- 623 с.
  70. М.Х., Бутенко Р. Г., Кулаева О. Н. Терминология роста и развитиявысших растений. М.: Наука, 1982.- 96 с.
  71. Чуб В.В., Власова Т. А., Бутенко Р. Г. Каллусогенез и морфогенез в культуре генеративных органов весенне-цветущих видов Crocus L. // Физиол. раст.-1994.- Т. 41, № 6.-С. 815−820.
  72. Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее регуляция. Уфа: Гилем, 2001.- 160 с.
  73. З.Б. Генетическая изменчивость растительных клеток in vitro II Культура клеток растений. Киев: Наукова. Думка, 1978.- С.80−90.
  74. М. А. Характеристика роста культуры клеток женьшеня Panax ginseng сорта С. A. May и биосинтез гинзенозидов // Автореф.. дисс. канд. биол. наук.- Москва, 1998.- 24 с.
  75. И.Ф. Соматический эмбриогенез и селекция злаковых культур. Уфа: Изд-во Башк. универ.- 1999.- 166 с.
  76. Г. Н., Левенко Б. А., Новожилов О. В. Плоидность каллусной ткани твердой и мягкой пшеницы // Цитол. и генет.- 1985.- Т. 19, № 4.- С. 264−267.
  77. Albersheim P., Darvill A., Augur C. et al. Oligosaccharins: oligosacacharide regulatory molecules // Accounts Chem. Res.- 1992.- V. 25, № 1.- P. 77−83.
  78. Alvares M.E. Salicylic acid in the machinery of hypersensitive cell death and disease resistance // Plant. Mol. Biol.- 2000.- V. 44.- P. 429−442.
  79. Ammirato P.V. Embryogenesis. In: Handbook of Plant Cell Culture.- New-York, London: Macmillan Publ., 1983, — P. 82−123.
  80. Apte PV., Laloraya M.M. Inhibitory action of phenolic compounds on abscisic acid-induced abscission // J. Exp. Bot.- 1982.- V. 33.- P. 826−830
  81. Asai T., Stone J.M., Heard J.E. et al. Fumonisin B1-induced cell death in arabidopsis protoplasts requires jasmonate-, ethylene-, and salicylate-dependent signaling pathways // Plant Cell.- 2000.-V. 12, № 10.- P. 1823−1836.
  82. Ashmore S.E., Gould A.R. Caryotype evolution in a tumor derived plant tissue culture analysed by Gimsa C-bending // Protoplasma.- 1981.- V. 106.- P. 197−208.
  83. Asselin A., Grenier J., Cote E. Light-influenced extracellular accumulation of b pathogenesis-related proteins in Nicotiana green tissue induced by various chemicals or prolonged floating on water // Can. J. Bot 1985.- V. 63.- P. 12 761 283.
  84. Asthana J.S., Srivastava H.S. Effect of presowing treatment of maize seeds with salicylic acid and ascorbic acid on seedling growth and nitrogen content // Indian J. Plant Physiol.- 1978.- V.21,№ 1.- P. 150−155.
  85. Banic R.M., Kanari B., Upadhyay S.N. Exopolysaccharide of the gellan family: prospects and potential // World J. Microb. Biotech.- 2000.- V. 16.- P. 407−411.
  86. Bayliss M.W. Factors affecting the frequency of tetraploid cells in a predominantly diploid suspension culture of Daucus carota II Protoplasma.- 1977.- V. 92.- P. 109 115.
  87. Bellincampi D., Dipierro N., Salvi G. et al. Extracellular H202 induced by oligogalacturonides is not involved in the inhibition of the auxin-regulated rolB gene expression in tobacco leaf explants // Plant Physiol.- 2000.- V. 122, № 4.-P. 1379−1385.
  88. Ben-Tal Y., Cleland C. Uptake and metabolism of 14C. salicylic acid in Lemna gibba G3.- Plant Physiol.- 1982.- V. 70, № 1.- P. 291−296.
  89. Bernal M.A., Bisbis B., Pedreno M.A. et al. // Peroxidase isoenzymes in normal and habituated calli of sugar beet transfer from light to darkness // Biol. Plant.-1997.- V. 39, № 2.- P. 161−168.
  90. Beruto M., Beruto D., Deberch P. Influence of agar on in vitro cultures: I. Physiochemical properties of agar and agar gelled media in vitro // Cell. Devel. Biol. Plant.- 1999.- V. 35.- P. 86−93.
  91. Boiler T. Inductions of hydrolases as a defense reaction against pathogens.- In: Cellular and molecular biology of plant stress. Ed.: J.L. Key, T. Kosuge.- New-York: Liss, 1985.- P. 247−265.
  92. Bowler C., Fluhr R. The role of calcium and activated oxygen as signals for controlling cross-tolerance // Trends in Plant Sci.- 2000.- V. 5, № 6.- P. 241−246.
  93. Bowler C., Van Montagu M., Inze D. Superoxide dismutase and stress tolerance // Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol.- 1992.- V. 43, № 1.- P. 83−116.
  94. Boyer C., Hilbert J-L., Vasseur J. Embryogenesis-related synthesis and accumulation during early acquisition of somatic embryogenesis in Cicorium II Plant Sci.- 1993.- V. 93.- P. 41−53.
  95. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem.- 1976.- V. 72.- P.248−254.
  96. Brand M.N. Agar and ammonium nitrate influence hyperhydricity, tissue nitrate and total nitrogen content survive berry (Amelanchier arborea) shoots in vitro II Physiol. Plant.- 1993.- V. 51, № 2.- P. 505−512.
  97. Brandau K., Preil W., Lieberei R. Differences in compounds released by embryogenic and non-embryogenic suspension cultures of Euphoria pulchirerima //Biol. Plant.- 1997.-V. 39,№ 1.-P. 113−124.
  98. Bregitzer P., Bushnell W.R., Rines H.W., Somers P.A. Callus formation and plant regeneration from somatic embryos of oat (Avena sativa L.) // Plant Cell Reports.-1991.-V. 10, № 2.-P. 243−246.
  99. Brisson L.F., Tenhaken R., Lamb S. Function of oxidative cross-linking of cell wall structural proteins in plant disease resistance // Plant Cell.- 1994.- V. 6, № 12.-P. 1703−1712.
  100. Bronner R., Jeannin G., Hahne G. Early cellular events during organogenesis and somatic embryogenesis induced on immature zygotic embryos of sunflower CHelianthus annuus) II Can. J. Bot.- 1994.- V. 72, № 2.- C.239−248.
  101. Campbell W.J., Orgen W.L. A novel role for light in the activation of ribulosebisphosphate carboxilase/oxigenase // Plant Physiol.- 1990.- V. 92, № 1.-P. 110−115.
  102. Carlberg I. Somatic embryogenesis in Daucus carota L. A comparison of some enzymatic activities in embryogenic and non-embryogenic cell cultures // Acta Univ. Compr. Summ. Uppsala Diss. Fac. Sci.- 1987.- № 72.- P. 1−42.
  103. Carwell L.K., Jonson C.M., Shillito R.O. et al. O-acetil-salicylic acid promotes colony formation from protoplasts of an elite maize inbred // Plant Cell Reports.-1989.- № 8.- P.282−284.
  104. Chamnongpol S., Willekens H., Moeder W. et al. Defense activation and enhanced pathogen tolerance induced by H202 in transgenic tobacco // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998.- V. 95, № 10.- P. 5818−5823.
  105. Chang, C.J., Kao C.H. H202 metabolism during senescence of rice leaves: changes in enzyme activities in light and darkness // Plant Growth Regul.- 1998.- V. 25, — P. 11−15.
  106. Chaudhry Z., Rashid H., Qurashi A. et al. Analysis of protein and peroxidase from embrygenic and non-embrygenic cultures of Citrus reticulata L. // Pakistan J. Sci. Ind. Res.- 1993.- V. 36, № 1.- P.20−22.
  107. Chen H.-J., Hou W.-C., Kuc J., Lin Y.-H. Ca2+ -dependent and Ca2±independent excretion modes of salicylic acid in tobacco cell suspension culture // J. Exp. Bot.-2001.- V. 52, № 359.- P. 1219−1226.
  108. Chen L., Luthe D. Analysis of proteins from embryogenic and non-embryogenic rice (Ozyza sativa L.) calli // Plant Sci.- 1987.- V. 48, № 2.- P. 181−188.
  109. Chen Z., Iyer S., Caplan A. et al. Differential accumulation of salicylic acid -sensitive catalase in different rise tissues // Plant Physiol.- 1997.- V. 114, № 1.- P. 193−201.
  110. Chen Z., Malamy J., Nenning J. et al. Induction, modification and transduction of the salicylic acid signal in plant defense responses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1995.- V. 92, № 10.- P. 4134−4137.
  111. Chen Z., Silva H., Klessig D.F., Active oxygen species in the induction of plant systemic acquired resistance by salicylic acid // Science.- 1993.- V. 262, № 10.-P. 1883−1886.
  112. Choi J.H., Sung Z.R. Two-dimensional gel analysis of carrot somatic embryonic proteins // Plant Mol. Biol. Rep.- 1984, — V. 2.- P. 19−25.
  113. Chong J., Baltz R., Fritig B., Saindrenan P. An early salicylic acid pathogen- and elicitor-inducible tobacco glucosyltransferase: role in compartmentalization of phenolics and H202 metabolism // FEBS Letters.- 1999.- V. 458, № 2.- P. 204−208.
  114. Cleland C.F., Tanaka O. Effect of daylength on the ability of salicylic acid to induce flowering in the long-day plant Lemina gibba G3 and the short-day plant Lemna paucicostata 6746. Plant Physiol.- 1979.- V. 64.- P. 421−424.
  115. Close T.J., Fenton R.D., Yang A. et al. Plant responses to cellular dehydration during enviromental stress. In: Current topics in plant physiology. Ed.: Close T.J., Bray E.A.- Rockvill: Md., 1993.- P. 104−118.
  116. Coquoz J-P., Buchala A., Metraux J-P. The biosynthesis of salicylic acid in potato plants//Plant Physiol.- 1998.-V. 117,№ 3.-P. 1095−1101.
  117. Cordewener J., Booij H., Van der Zandt H. et al. Tunicamicin-inhibited carrot somatic embryogenesis can be restored by secreted cationic peroxidase isoenzymes //Planta.- 1991.- V. 184.-P. 478−486.
  118. Czernic P., Visser B., Sun W. et al. Characterization of an Arabidopsis thaliana receptor-lice protein kinase gene activated by oxidative stress and pathogen attack // Plant J.- 1999.- V. 18, № 3.-P. 321−327.
  119. De Klerk G.J., Ter Brugge J., Bouman H. An assay to measure the extent of variation in micropropagated plants of Begonia hiemalis II Acta Bot.Neerl.- 1990.-V. 39.- P. 145−151.
  120. De Jong A., Cordewener J., Schiavo F. et al. A carrot somatic embryo mutant is rescued by chitinase // Plant Cell.- 1992.- V.4, № 4.- P.425−433.
  121. Delaney T.P., Uknes S., Vernoij B. et al. A central role for salicylic acid in plant disease resistance // Science.- 1994.- V. 266, № 5188.- P. 1247−1250.
  122. Dietrich R.A., Delaney T.P., Uknes S.J. et al. Arabidopsis mutants simulating disease resistance response // Science.- 1994.- V. 266.- P. 1247−1250.
  123. Doares S.H., Narvaes-Vasquez J., Ryan C.A. Salicylic acid inhibits synthesis of proteinase inhibitors in tomato leaves induced by systemin and jasmonic acid // Plant Physiol.- 1995.-V. 108, № 4.-P. 1741−1746.
  124. Dong X. SA, JA, ethylene, and disease resistance in plants // Curr. Opin. Plant. Biol.- 1998.- V. 1, № 4.- P. 1741−1746.
  125. Du H., Klessig D. Identification of a soluble, high-affinity salicylic acid-binding protein in tobacco // Plant Physiology.- 1997.- V. 113, №. 4.- P.1319−1327.
  126. Durner J., Klessig D.F., Salicylic acid is a modulator of tobacco and mammalian catalases // J. Biol. Chem.- 1996.- V. 272.- P. 28 492−28 501.
  127. Ebel J. Oligoglucoside elicitor-mediated activation of plant defense // Bioassays.-1998.- V. 20, № 7.- P. 569−576.
  128. Egertsdotter V, Arnold S.V. Importance of arabinogalactan proteins for the development of somatic embryos of Norway spiruce (Picea abies) II Physiol. Plant.- 1995, — V. 93, № 2, — P. 334−335.
  129. Ellis D.D., Judd R.C. SDS-PAGE analysis of bud-forming cotyledons of Pinus. ponderosa II Plant Cell Tiss. Organ Cult.- 1987.- V. 11.- P. 57−65.
  130. Ellis R.J., Gallagher T.F., Jenkins G.I. et al. Photoregulation of the biosynthesis of ribulose-biphosphate carboxylase // J. Embryol. Exp. Morphol.- 1984.- V. 83.-P. 163−178.
  131. Flick C.E., Evans D.A., Sharp W.R. Organogenesis.- In: Handbook of Plant Cell Culture.- New-York, London: Macmillan Publ., 1983.- P. 13−81.
  132. Fransz P., Schel J. Ultrastructural studies on callus development and somatic embryogenesis in Zea mays L.- In: Biotechnology in agriculture and forestry. Ed.: Bajaj Y.P.S.- New York: Maze Springer, Berlin Heideberg, 1994.- V. 25.- P. 50−65.
  133. Fry S.C. Cross-linking of matrix polymers in the growing cell walls of angiosperms // Ann. Rev. Plant. Physiol.- 1986.- V. 37.- P. 165−186.
  134. Fry S, C. Roles the primary cell wall in morphogenesis. In: Progress in plant cell and molecular biology. Ed.: Nijkamp H., Van der Plas L., Van Aartrijk J. Dordrecht: Kluwer, 1990.- P. 504−513.
  135. Gaffhey T., Friedrich L., Vernooij B. et al. Requirement of salicylic acid for the induction of systemic acquired resistance.// Science.- 1993.- V. 261, № 5122.-P. 754−756.
  136. Ganesan V., Thomas G. Salicylic acid response in rice: influence of salicylic acid on H202 accumulation and oxidative stress // Plant Sci.- 2001.- V. 160.- P. 10 951 106.
  137. Gao M., Showalter A.M. Yariv reagent treatment induces programmed cell death in Arabidopsis cell clusters and implicates arabinogalactan-protein involvement // Plant J.- 1999.- V. 19.- P. 321 -331.
  138. Gedou-Hernander G., Loyola M. Effect of acetylsalicylic acid on secondary metabolism of Catharanthus roseus tumor suspension cultures // Plant Cell Rep.-1997.- V.16, № 5.- P.287−290.
  139. Genoud T., Buchala A.J., Chua N.-H., Metraux J.-P. Phytochrome signalling modulates the SA-perceptive pathway in Arabidopsis // Plant J.- 2002.- V.31, № 1 .P. 87−95.
  140. Giroux W.R., Pauls K.P. Characterization of embryogenesis-related proteins in alfalfa (Medicago sativd) II Physiol. Plant.- 1996.- V.94, № 4.- P.585−592.
  141. Glass A.D. Influence of phenolic acids upon ion uptake: III. Inhibition of potassium absorption // J. Exp. Bot.- 1974.-V. 25.- P. 1104−1113.
  142. Greenberg J.T. Programmed cell death: a way of life for plants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1996.- V. 93.- P. 12 094−12 097.
  143. Greenberg J.T., Silverman F.P., Liang H. Uncoupling salicylic-acid dependent cell death and defense-related responses from disease resistance in the Arabidopsis mutant acd5 // Genetics.- 2000.- V 156, № 1, P. 341−350.
  144. Grzelak A., Janiszowska W. Initiation and growth characteristics of suspension cultures of Calendula officinalis cells // Plant Cell Tiss. Org. Cult.- 2002.- V. 71, № 1.- P. 29−40.
  145. Grosset J., Meyer Y., Charbier Y. et al Tobacco mesophyll protoplasts synthesis (3−1,3-glucanase, chitinase and 'osmotins' during in vitro culture // Plant Physiol.-1990.- V. 92, № 2.- P 520−527.
  146. Guan L., Scandalios J.G. Developmentally related responses of maize catalase genes to salicylic acid // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1995.- V. 92.- P. 5930−5933.
  147. Gupta S.D., Atoned P. Structural alterations of chromosomes during callus culture of Triticum aestivum II Cereal Res. Commun.- 1986.- V. 14. P. 33−40.
  148. Guyton K.Z., Liu Y., Gorospe M. et al. Activation of mitogen-activated protein kinase by H202: Role in cell survival following oxidant injury // J. Biol. Chem.-1996.- V. 271, № 8.- P. 4138−4142.
  149. Hakman I., Rennie P., Foke L. A light and electron microscope study of Piceae glauca (White spruce) somatic embryos // Protoplasma.- 1987.- V. 140, № 2−3.-P. 100−109.
  150. Hammond-Kosack K.E., Jones D.S.G. Resistance gene-dependent plant defense responses//Plant Cell.- 1996.-V. 8,№ 12.- P. 1773−1791.
  151. Hausladen A., Stamler J.S. Nitric oxide in plant immunity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998.-V. 95, № 18.- P. 10 345−10 347.
  152. He S.Y., Bauer D.W., Collmer A., Beer S.V. Hypersensitive response elicited by Ervinia amylovora requires active plant metabolism // Mol. Plant. Microb. Interact.- 1994.- V. 7, № 1.- P. 289−292.
  153. He Z.H., Cheeseman I., He D. Kohorn B.D. A cluster of five cell wall-associated receptor kinase genes, Walk 1−5, are expressed in specific organs of Arabidopsis II Plant. Mol. Biol.- 1999.- V. 39, № 6.- P. 1189−1196.
  154. Heath M.C. Hypersensitive response-related death // Plant Mol. Biol.- 2000.- V. 44, № 3.- P. 321−334.
  155. Hernandez J.A., Corpas F.J., Gomez M et al. Salt induced oxidative stress mediated by activated oxygen species in pea leaf mitohondria // Physiol. Plant.- 1993.- V. 89, № l.-P. 103−110.
  156. Hezsky L., Lokos K., Kiss E, et al. Improvement and application of tissue culture methods to rice (Oriza sativa L.) // Bull. Univ. Agr. Sci. Godollo.- 1987.- V. 1.-P. 5−15.
  157. Hirano S., Yamamoto T., Hayashi M et al. Chitinase activity in seeds coated with chitosan derivates // Agric. Biol. Chem.- 1990.- V. 54, № 10.- P. 2719−2720.
  158. Hisoto K., Toshiki N., Kinya M., Masanobu T. Normalization of asparagus somatic embryogenesis using a maltose containing medium // J. Plant Physiol.- 1997.-V. 150, №. 4.- P. 458−461.
  159. Horvath E., Janda T., Szalai G., Paldi E. In vitro salicylic acid inhibition of catalase activity in maize: differences between the isozymes and a possible role in the induction of chilling tolerance II Plant Sci.- 2002.- V. 163.- P. 11 129−1135.
  160. Houot V., Etienne P., Petitot A.S. et al. Hydrogen peroxide induced programmed cell death features in cultured tobacco BY-2 cells, in a dose-dependent manner // J. Exp. Bot.- 2001.- V. 52, № 361.- P. 1721−1730.
  161. Hutchinson M.J., Saxena P.K. Acetylsalicylic acid enhances and synchronizes thidiazuron-induced somatic embryogenesis in geranium tissue cultures // Plant Cell Rep.- 1996.- V.5, № 7.- P.512−515.
  162. Hvostel-Eide A.K., Corke F.M.K. Embryogenesis specific protein changes in birch suspension cultures // Plant Cell Tiss. Org. Cult.- 1997.- V.51.- P. 35−41.
  163. Ishizaki T., Megumi C., Komai F. et al. Accumulation of a 31-kDa glycoprotein in association with the expression of embryogenic potential by spinach callus in culture // Physiol. Plant.- 2002.- V. 114.- P. 109−115.
  164. Jabs T., Dietrich R.A., Dangl J. Initiation of runway cell death in an Arabidopsis mutant by extracellular superoxide // Science.- 1996.- V.273.- P. 1853−1856.
  165. Jain A., Srinastava H.S. Effect of salicylic acid on nitrate reductase activity in maize seedlings // Physiol. Plant.- 1981.- V. 51.- P. 339−342.
  166. Karp A. On the current understanding of somaclonal variation. In: Surveys of Plant Molecular and Cell Biology. Ed.: B. L. Miflin.: Oxford University Press, 1991.-V. 7.-P. 1−58.
  167. Kauss H., Jeblick W. Pretreatment of parsley suspension culture with salicylic acid enhances spontaneous and elicited production of H202 // Plant Physiol.- 1995.-V. 108.- P. l 171−1178.
  168. Kawano T., Muto S. Mechanism of peroxidase actions for salicylic acid induced generation of active oxygen species and an increase in cytosolic calcium in tobacco cell suspension culture // J. Exp. Bot.- 2000.- V. 51, № 345.- P. 685−693
  169. Kazan K., Murray F.R. Goulter K.C. et al. Induction of cell death in transgenic plants expressing a fungal glucose oxidase // Mol. Plant Microbe Interact.- 1998.-V. 11, № 6.- P. 555−562.
  170. Ke Nan Y., Wen-Leu L., Zeng-Su X et al. Изменения в синтезе ДНК, РНК и белка во время соматического эмбриогенеза у люцерны {Medicago sativa) // Shyan shenqwu xuebao = Acta Biol. Exp.Sin.- 1992.- V. 25, № 4.- P.403−411.
  171. Khalafalla M.M., Hattori K. Ethylene inhibitors enhance in vitro root formation on Faba bean shoots regenerated on medium containing thidiazuron // Plant Growth Regul.- 2000.- V. 32.- P. 59−63.
  172. Kling G.J., Meyer M.M. Effect of phenolic compounds and indoleacetic acid on adventitios root initiation in cuttings of Phaseolys aureus, Acer sacharinum и Acer griscum II Horticult. Sci.- 1983.- V. 18, № 3.- P. 352−354.
  173. Knox J.P. Cell adhesion, cell separation and plant morphogenesis // Plant J.- 1992.-V. 2.-P. 137−141
  174. Knox J.P., Dodge A.D. Singlet oxygen and plants // Phytochem.- 1985.- V. 24, P. 889−896.
  175. Kragh M., Jacobsen S., Mikkelsen J.P., Nielsen K.A. Purification and characterization of three chitinases and one P-l, 3-glucanase accumulating in the medium of cell suspension cultures of barley {Hordeum vulgare) // Plant Sci.-1991.- V. 76.-P. 65−77.
  176. Kruger M., Van Hoist G. Arabinogalactan proteins are essential in somatic embryogenesis of Daucus carota L. // Planta.- 1993.- V. 189, № 2.- P. 243−244.
  177. Kumar S., Sarkar A.K., Kunhikannan C. Regeneration of plant from leaflet explants of tissue culture raised safed siris (Albizia Procera) // Plant Cell Tiss. Org. Cult-1998.- V. 54.-P. 137−143.
  178. Laemmli N.R. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature'.- 1970.- V.227.- № 5259.- P.680−585.
  179. Langan K.J., Nothangel E.A. Cell surface arabinogalactan-proteins and their relation to cell proliferation and viability // Protoplasma.- 1997.- V. 196.- P. 87−98.
  180. Lee T.T., Skoog F. Effects of substituted phenols on bud formation and growth of tobacco cultures // Physiol. Plant.- 1965, — V. 18.- P. 386−402.
  181. Lee H.I., Leon J., Raskin I. Biosynthesis and metabolism of salicylic acid // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1995.- V. 92.- P. 4076−4079.
  182. Lennon F., Neuenschwander V., Ribas-Cardo M. et al. The effects of salicylic acid and tobacco mosaic virus infection on the alternative oxidase of tobacco. // Plant Physiol.- 1997.- № 115.- P.783−791.
  183. Lennon S.V., Martin S.J., Cotter T.G. Dose-dependent induction of apoptosis in human tumor cell lines by widely diverging stimuli // Cell Prolif.- 1991.- V. 24,-P. 203−214.
  184. Leon J., Lawton A., Raskin I. Hydrogen peroxide stimulates salicylic acid biosynthesis in tobacco //Plant. Physiol.- 1995.- V. 108.- P. 1673−1678.
  185. Leslie C., Romani R. Salicylic acid: a new inhibitor of ethylene biosynthesis // Plant Cell Rep.- 1986.- № 5.- P. 144−146.
  186. Levine A., Tenhaken R., Dixon R., Lamb S. H202 from the oxidative burst orchestrates the plant hypersensitive disease resistance response // Cell.- 1994.-V. 79, № 4.- P. 583−593.
  187. Lin C.L., Kao C.H. Effect of oxidative stress caused by hydrogen peroxide on senescence of rice leaves // Botan. Bull. Acad. Sinica.- 1998.- V. 39, № 3.- P. 161 165.
  188. Lin C.L., Kao C.H. Effect ofNaCI stress on H202 metabolism in rice leaves // Plant Growth Regul.- 2000.- V. 30.- P. 151−155.
  189. Lo Schiavo F., Pitto L., Guiliano G. et al. DNA methylation of embryogenic carrot cell cultures and its variation as caused by mutations, differentiation, hormone and hipomethyalating drugs //Theor. Appl. Genet 1989.- V. 11 — P. 325−331.
  190. Lou H., Kako S. Role of high sugar concentrations in inducing somatic embryogenesis from cucumber cotyledons // Sci. Hort.- 1995.-V.64, № 12.-P.l 1−20.
  191. Lu C., Vasil l.K. Somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf tissue of Panicum maximum Jacq. // Theor. Appl. Genet.-1981.- V. 59, № 2.- P. 275−280.
  192. Ludwig A., Tenhaken R. Defense gene expression in soybean is linked to the status of the cell death program // Plant. Mol. Biol.- 2000, — V. 44, № 2, — P. 209−218.
  193. Luo J.-P., Jiang S.-T., Pan L.-J. Enhanced somatic embryogenesis by salicylic acid of Astragalus adsurgens Pall: relationship with H202 production and H202-metabolizing enzyme activities // Plant Sci.- 2001.- V. 161.- P. 125−132.
  194. Malamy J., Carr J.P., Klessig D.F., Raskin I. Salicylic acid: a likely endogenous signal in the resistance response of tobacco to viral infection // Science.- 1990.-V. 250.-P. 1002−1004.
  195. Matsuoka M., Ohashi Y. Induction of pathogenesis-related proteins in tobacco leaves // Plant Physiol.- 1986.- V. 80, № 2.- P. 505−510.
  196. McCabe P., Leaver C.J. Programmed cell death in cell cultures // Plant Mol. Biol.-2000.- V. 44.- P. 359−368.
  197. Melo N. S Extracellular peroxidases from cell suspension cultures of Vaccinium myrtillus. Purification and characterization of two cationic enzymes // Plant Sci.-1995.-V. 106, № 2.- P. 177−184.
  198. Mendy M.C. Active oxygen species in plant defense against pathogens // Plant Physiol.- 1994.- V. 105, № 2.- P. 467−472.
  199. Metraux J.-P. Recent breakthroughs in the study of salicylic acid biosynthesis // Trends in Plant Sci.- 2002.- V.34.- P. 1−3.
  200. Metraux J.P., Singer H., Ryals J. et al. Increase in salicylic acid at the onset of systemic acquired resistance in cucumber // Science.- 1990.- V. 250.- P. 1004−1006.
  201. Meuwly P., Molders W., Buchala A., Metraux J.-P. Local and systemic biosynthesis of salicylic acid infected cucumber plants // Plant Physiol.- 1995.-V. 109, № 3.- P. 1107−1114
  202. Minibayeva F.V., Gordon L.K., Kolesnikov O.P., Chasov A.V. Role extracellular peroxidase in the superoxide production by wheat root cells // Protoplasma.- 2001 .V. 217, № 1.-P. 125−128.
  203. Mizuno M., Kamei M., Tsuchida H. Ascorbate-peroxidase and catalase cooperate for protection against hydrogen peroxide generated in potato tubers during low-temperature storage // Biochem. Mol. Biol. Intern.- 1998.- V. 44.- P. 717−726.
  204. Mohanty B.D., Paul N.K., Ghosh P. D. Chromosomal behavior in callus cultures of Zea mays L. // Cytologic- 1986, — V. 51.- P. 37−41.
  205. Morimura Y., Iwamoto K., Ohya T. et al. Light-enhanced induction of ascorbate peroxidase in Japanese radish roots during postgerminative growth // Plant Sci.-1999.-V. 142.-P. 123−132.
  206. Naale A.D., Wahleithener J.A., Lund M. Chitinase, i-l, 3-glucanase, osmotin and extensine an expressed in tobacco explants during flower formation // Plant Cell.-1990.- V.2, № 7.- P. 673−684.
  207. Paul N.K., Ghosh P.D. Cytological behavior during cultures of Zea mays L. // CIS.-1984.- P. 6−8.
  208. Paulovich A.G., Toczyski D.P., Hartwell L.H. When check-points fail // Cell.-1997.- V. 88.- P. 315−321.
  209. Pena-Cortes H., Albrecht T., Prat S. et al. Aspirin prevents wound-induced gene expression in tomato leaves by blocking jasmonic acid biosynthesis // Planta.-1993.- V. 191, № l.-P. 123−128.
  210. Pennel R.J., Janiche L., Gracham N. et al. Identification of a transitional cell state in the developmental pathway to carrot somatic embryogenesis // J. Cell Biol.- 1992.-V. 119, № 5.- P. 1371−1380.
  211. Perennes C., Glab N., Guglieni B et al. Is arcA3 a possible mediator in the signal transduction pathway during agonist cell cycle arrest by salicylic acid and UV irradiation?//J. Cell Sci.- 1999.- V. 112.-P. 1181−1190.
  212. Peshcke V. M., Phillips R. L., Gengenbach B. G. Genetic and molecular analysis of tissue culture-derived Ac elements // Theor. Appl. Genet. 1991. — Vol. 82. № 36.-P. 121−129.
  213. Podwyszynska M., Olszewski T. Influense of gelling agents on shoot multiplication and the uptake of macroelements by in vitro culture of rose, cordiline and homalomena // Sci. Hort.- 1995.- V. 64.- P. 77−84.
  214. Portis A.R.J. Regulation of ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase/oxygenase activity // Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant. Mol. Biol.- 1992.- V. 43.- P. 415−437.
  215. Potikha T.S., Collins C.C., Johnson D.I. et al. The involvement of hydrogen peroxide in the differentiation of secondary walls in cotton fibers // Plant Physiol.-1999.- V. 119.-P. 849−858.
  216. Purnhauser L., Medgesy P., Czako M. et al. Stimulation of shoot regeneration in Triticum aestivum and Nicotiana peumbaginifolia viv. tissue cultures using the ethylene inhibitor AgN03 //Plant Cell Rep.- 1987.- V. 6, № 1.- P. 1−4.
  217. Rai V.K., Sharma S.S., Sharma S. Reversal of ABA-induced stomatal closure by phenolic compounds // J. Exp. Bot.- 1986.- 1986.- V. 37.- P. 129−134.
  218. Rao M., Paliyath G., Ormorod P. et al. Influence of salicylic acid on H202 production, oxidative stress and H202 metabolizing enzymes // Plant Physiol.-1997.- V.115.- P.137−149.
  219. Ramanujam M.P., Abduljaleel V., Kumaravelu G. Effect of salicylic acid on nodulation, nitrogenous compounds and related enzymes of Vigna mungo II Biol. Plant.- 1998.- V. 41, № 2.- P. 307−311.
  220. Rao M.V., Davis K.R. Ozon-induced cell death occurs via two distinct mechanisms in Arabidopsis: the role of salicylic acid // Plant J.- 1999, — V. 17, № 6.- P. 603−614.
  221. Ramagopal S. Protein variation accompanies leaf dedifferentiation in sugarcane {Saccharum officinarum) and is influenced by genotype // Plant Cell Rep.- 1994.-V.13.- P.692−696.
  222. Raskin I. Role of salicylic acid in plants // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992, — V.43.- P.439−463.
  223. Raskin I., Ksibatz H., Tang W., Meeuse B.J.D. Salicylic acid levels in thermogenic and non-thermogenic plants // Annals of Bot.- 1990.- V. 66.- P. 369−373.
  224. Ray S.D. GA, ABA, phenol interaction and control of growth: phenolic as effective modulators of GA-ABA interaction in radish seedlings // Biol. Plant.- 1986.-V. 28.-P. 361−369.
  225. Renaudin J., Tournaire C., Teussendier B. et al Quantitative analysis of protein changes during meristem and bud development in protoplast-derived Petunia hybrid callus //Plant Physiol.- 1991.-V.82.- P.48−56.
  226. Renault A.S., Deloire A., Bierne J. Pathogenesis related proteins in grapevines induced by salicylic acid and Botrytis cinerea II Vitis.- 1996.- V. 35, № l.-P. 49−52.
  227. Repka V., Fischerova I. Light-induced changes in expression of pathogenesis-related anionic peroxidase in cucumber seedlings // Biol. Plant.- 1997/98.- V. 40, № 4.- P. 605−615.
  228. Reynolds T.L. Changes in RNA, protein, and translatable messenger RNA synthesis and accumulation during adventive organogenesis in somatic tissue cultures of Solanum carolinense L. // Plant Sci.- 1990.- V. 65.- P. 77−85.
  229. Rhoads D.M., Mcintosh L. Cytohrome and alternative pathway respiration in tobacco // Plant Physiol.- 1993.- V. 103, № 3.- P. 877−883.
  230. Rich P.R., Bonner J. The sites of superoxide anion generation in higher plant mitohondria// Arch. Biochem. Biophys.- 1978.- V. 188.- P. 851−858.
  231. Robinson S.P., Portis A.R. Involvement of stromal ATP in the light activation of ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxigenase in intact isolated chloroplasts // Plant Physiol.- 1988.- V. 86, № 1.- P. 293−298.
  232. Rouleau M., Marsolais F., Richard M. et al. Inactivation of brassinosteroid biological activity by a salicylate-inducible steroid sulfotransferase from Brassica napus II J. Biol. Chem.- 1999.- V. 274, № 30.- P. 20 925−20 930.
  233. Ruffer M., Steipe B., Zenk M.H. Evidence against specific binding of salicylic acid to plant catalase // FEBS Letters.- 1995.- V. 377.- P. 175−180.
  234. Sabala I., Elfstrand M., Farbos I. et al. Tissue-specific expression of Pa 18, a putative transfer protein gene, during embryo development in Norway spruce CPicea abies) // Plant Mol. Biol.- 2000.- V. 42, — P. 461−478.
  235. Sairam R.K., Srivastava G.C. Changes in antioxidant activity in sub-cellular fractions of tolerant and susceptible genotypes in response to long term salt stress // Plant Sci.- 2002.- V. 162, № 6.- 897−904.V
  236. Samaj J., Baluska F., Bobak M., Volkmann D. Extracellular matrix surface network of embryogenic units of friable maize callus contains arabinogalactan-proteins recognized by monoclonal antibody JIM4 // Plant Cell Reports.- 1999.- V. 18.-P. 369−374.
  237. Samaj J., Bobak M., Blehova A. et al. Development SEM observations on an extracellular matrix in embryogenic calli of Drosera rotundifolia and Zea mays II Protoplasma.- 1995.- V. 186, № 1.- P. 45−49.
  238. Schaller A., Oecking C. Modulation of plasma membrane H±ATPase activity differentially activates wound and pathogen defense responses in tomato plants // Plant Cell.- 1999.- V. 11, № 2.- P. 263−272.
  239. Serpe M., Nothnagel E. Fractionation and structural characterization of arabinogalactan-proteins from the cell wall of rose cells // Plant Physiol.- 1995.-V. 109.-P. 1007−1016.
  240. Seskar V., Shulaev V., Raskin I. Endogenous methyl salicylate in pathogen-inoculated tobacco plants // Plant Physiol.- 1998.- V. 116, № 1.- P. 387−392.
  241. Sharma P., Rajam M.V. Spatial and temporal changes in endogenous polyamine levels associated with somatic embryogenesis from different hypocotyl segments of eggplant (Solatium melongena L.) // J. Plant Physiol.- 1995.- V.146, № 5−6.-P. 658−664.
  242. Sharma T.R., Singh B.M. Salicylic acid induced insensitivity to culture filtrate of Fusarium oxysporum F. sp. Zingiberi in the calli of Zingiber officinale Roscoe // Eur. J. Plant Pathol.- 2002.- V. 108, № 1.- P. 31 -39.
  243. Shettel N.L., Balke N.E. Plant growth response to several allelopathic chemicals.-Weed Sci.- 1983, — V. 31.- P. 293−298.
  244. Shetty K., Shetty G.A., Nakazaki Y. et al. Stimulation of benzyladenine-induced in vitro shoot organogenesis in Cucumus melo L. by proline, salicylic acid and aspirin. // Plant Science.- 1992.- V. 84, № 2.- P. 193−199.
  245. Shouwalter A. Structure and function of plant cell wall proteins // Plant Cell.-1993, — V. 13.-P.9−23.
  246. Shouwalter A.M. Arabinogalactan-proteins: structure, expression and function // Cell Mol. Life Sci.- 2001.- V. 58.- P. 1399−1417.
  247. Shylaev V., Silverman P., Raskin I. Airbone signalling by melhyl salicylate in plants pathogen resistance //Nature.- 1997.- V. 382.- P. 718−721.
  248. Singh R. J. Chromosomal variation in immature embryo derived calluses of barley //Theor. Appl. Genet.- 1986.-V. 72, № 6.- P.710−716.
  249. Skoog F., Miller C. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultured in vitro II Sympos. Soc. Expit. Biol.- 1957.- V. 11.- P. 118−131.
  250. Slay R.M., Grimes H.D., Hodges T.K. Plasma membrane proreins associated with undifferentiated and embryonic Daucus carota tissue // Protoplasma.- 1989.-V. 150.-P. 139−149.
  251. Sterk P., Booij H., Schellekens G. et al Cell-specific expression of the carrot EP2 lipid transfer protein gene // Plant Cell.- 1991.- V. 3, № 9.- P. 907−921.
  252. Stira S., Jacobsen H. Marker proteins for embryogenic differentiation patterns in pea callus // Plant Cell Rep.- 1987.- V.6.- P. 50−54.
  253. Stirn S., Mordhorst A.P., Fusch S. et al. Molecular and biochemical marcers for embryogenic potential and regenerative capacity of barley (Hordeum vulgare L.) cell cultures // Plant Sci.- 1995.- V.106, № 2.- P. 195−206.
  254. Sung Z., Okimoto R. Embryonic proteins in somatic embryos of carrot // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1981.- V.78, № 6.- P.3683−3687.
  255. Sutherland M.W. The generation of oxygen radicals during host plant responses to infection // Physiol. Mol. Plant. Pathol. 1991.- V. 39.- P. 79−93.
  256. Tan S., Kamada H. Initial identification of a phosphoprotein that appears to be involved in the induction of somatic embryogenesis in carrot // Plant Cell Rep.-2000.- V.19, № 8.- P.739−747.
  257. Tang X., Xie M., Kim Y.J. et al. Overexepression of Pto activities defense responses and confers broad resistance // Plant Cell.- 1999.- V. 11, № 1.- P. 15−29.
  258. Tchorbadjieva M., Odjakova M.K. An acidic esterase as a biochemical marker for somatic embryogenesis in orchardgrass (Dactylis glomerata L.) suspension cultures // Plant Cell Rep.- 2001, — V. 20.- P. 28−35.
  259. Tenhaken R., Levine A., Brisson 1 et al. Function of the oxidative burst in hypersensitive disease resistant // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.- 1995.- V. 92, № 10.- P. 4258−4163.
  260. Tezuka T., Tsuruhara A., Suzuki H., Takahashi S.Y. A connection between the self-incompatibility mechanism and the stress response in lily // Plant Cell Physiol.-1997.-V. 38, № 2.-P. 107−112.
  261. Thompson W.F., White M.J. Physiological and molecular studies of light-regulated nuclear genes in higer plants // Annu. Rev. Plant. Physiol. Plant. Mol. Biol 1991.-V. 42.- P. 423−466.
  262. Thulke O., Conrath V. Salicylic acid has a dual role in the activation of defense-related genes in parsley // Plant J.- 1998.- № 14, — P.35−42.
  263. Tomiyama K. Research on the hypersensitive response // Ann. Rev. Phytopathol.-1983.- V. 21, № 1.- P. 1−12.
  264. Vanacker H., Lu H., Rate D.N., Greenberg J.T. A role for salicylic acid and NPR1 in regulating cell growth in Arabidopsis II Plant J.- 2001.- V. 28, № 2.- P. 209−216.
  265. Van Breusegem F., Vranova E., Dat J.F., Inze D. The role of active oxygen species in plant transduction // Plant Sei.- 2001.-V. 161, № 3.- P. 405−414.
  266. Van Hengel A.J., Guzzo F., Van Kammen A., De Vries S.C. Expression pattern of the carrot EP3 endochitinase genes in suspension cultures and in developing seeds // Plant Physiol.- 1998.- V.- 117.- P. 43−53.
  267. Van Loon L.C. Pathogen-related proteins // Plant Mol. Biol.- 1985.- V. 4, № 2,-P. 111−116.
  268. Van Loon L.C., Kammen A.V. Polyacrilamide gel disk electrophoresis of the soluble proteins from Nicotiana tabacum var. «Samsun» and «Samsun NN» // Virology.- 1970.- V. 401.- P. 199−211.
  269. Vernooij B., Fredrich L., Morse A. et al. Salicylic acid is not the translocated signal, response for inducing systemic acquired resistance but is required in signal transduction // Plant Cell.- 1994.- V.6, № 7.- P.954−965.
  270. Wareing P.F., Al-Chalabi T. Determination in plant cells // Biol. Plant.- 1985.-V. 27, № 4−5.- P. 241−248.
  271. Weber K., Osborn M. The reliability of the molecular weight determination by dodecylsulphate gel electrophoresis // J. Biol. Chem.- 1969.- V.16, № 224.- P.4406−4412.
  272. Wildermuth M.C. Isochorismatic synthase is required in synthesize salicylic acid for plant defense //Nature.- 2001.- V. 414.- P. 562−565.
  273. Wink M. The cell culture medium a functional extracellular compartment of suspension cultures cells // Plant Cell Tiss. Org. Cult.- 1994.- V.38, № 2−3.- P.307−319.
  274. Wu G., Shoutt B., Laurence E. et al. Activation of host defense mechanism by elevated production of H202 in transgenic plants // Plant Physiol.- 1997.- V.115, № 2, — P.427−435.
  275. Yahraus T., Chandra S., Legendre L. et al. Evidence for a mechanical induced oxidative burst // Plant Physiol.- 1995.- V. 109, № 4, — P. 1259−1266.
  276. Yalpani N., Ennyedi A., Leon J. Raskin I. Ultraviolet light and ozone stimulate accumulation of salicylic acid, pathogenesis-related proteins and virus resistance in tobacco // Planta.- 1994.- V.193, № 3.- P.372−376.
  277. Yalpani N., Leon J., Lawton M.A., Raskin I. Pathway of salicylic acid biosynthesis in healthy and virus-inoculated tobacco // Plant Physiol.- 1993.- V. 103, № 1,-P. 315−321.1. ГОСУД, бкл-
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!