Противоклеточные эффекторы иммунитета при африканской чуме свиней

В результате многолетнего поиска традиционных средств и методов специфической профилактики при АЧС стала очевидной необходимость проведения фундаментальных исследований механизмов формирования защиты. Как известно, при АЧС вируснейтрализующих антител не выявлено. Сообщалось об обнаружении в периферической крови животных на 7−15 сутки после инфицирования вирусом АЧС вирусспецифических эффекторов противоклеточных реакций — комплементзависимого цитолиза, АЗКЦ и ЦТЛ. В данной работе изложены методические подходы и результаты изучения развития АЗКЦ и ЦТЛ у свиней в ранний постинфекционный период в зависимости от вирулентности штаммов вируса АЧС.

Условия и методика проведения исследований. Культуру клеток лейкоцитов периферической крови свиней (ЛС) с конечной концентрацией (2−3)х106 клеток/см3 получали по общепринятым методикам, лимфоциты крови свиней выделяли по методу Бейума ?1?.

Накопление вируса АЧС определяли по конечному десятичному разведению с учетом по гемадсорбции.

Клетки-мишени для определения активности ЦТЛ и антител в АЗКЦ готовили по следующей методике. У экспериментальных подсвинков брали из передней полой краниальной вены 50−100 см3 крови и смешивали с 20 ед./см3 гепарина. Через 1.5−2 часа отбирали «белую кровь» и осаждали центрифугированием при 1000 g 20 минут. Осадок клеток дважды промывали 0.1% гидролизатом лактальбумина на солевом растворе Эрла, центрифугируя в том же режиме, ресуспендировали до концентрации 2×106 клеток/см3 в среде с 5−10% прогретой при 56 ОС в течение 30 минут гомологичной сыворотки от интактного животного и вносили по 9 см³ в чашки Карреля. За сутки до постановки реакций культуру клеток в половине количества чашек Карреля заражали вирусом АЧС с множественностью 0.1 ГАЕ50/клетка. Одновременно во все чашки вносили по 0.185 МБк/см3 14С-уксуcнокислого натрия. В момент появления гемадсорбции неприкрепившиеся клетки сливали, а адгезированные — из чашек с зараженными и незараженными культурами клеток снимали метелкой в среде для реакции (RPMI 1640, 10% фетальной телячьей сыворотки, 2×10−2 мМ 2-меркаптоэтанола, 1 мМ глутамина) и осаждали центрифугированием при 800 g в течение 10 минут. Далее клетки трехкратно промывали средой для реакции, центрифугируя в том же режиме. Осадки зараженных или незараженных адгезированных клеток ресуспендировали в среде для реакции в конечной концентрации 105 клеток/см3.

При определении активности сывороток в реакции АЗКЦ в качестве клеток-эффекторов использовали лимфоциты в конечной концентрации 107 клеток/см3, выделенные из периферической крови интактных свиней. В лунки 96-ячеистых микроплат вносили по 100 мкл клеток-мишеней, по 50 мкл клеток-эффекторов и по 50 мкл либо сыворотки интактной свиньи, либо экспериментальной, либо вместо эффекторных клеток и сывороток — 100 мкл тритона Х-100. Инкубировали 4 часа при 37 ОС во влажной атмосфере воздуха с 5% СО2. Затем клетки осаждали при 400 g в течение 5 минут и в надосадке определяли радиоактивность на сцинтилляционном счетчике, после чего рассчитывали процент специфического цитолиза ?1?.

Результаты исследований. Подавляющее большинство экспериментальных данных, характеризующих вирусспецифические ЦТЛ, получено на лабораторных сингенных животных — мышах и крысах. Для соблюдения правила двойного распознавания при постановке реакции определения ЦТЛ исследовали два подхода: подбор генетически сходных по антигенам главного комплекса гистосовместимости (ГКГС) подсвинков из одного опороса и использование в качестве клеток-мишеней аутологичных лейкоцитов периферической крови, полученных до инокуляции вируса животным.

Подбор сходных по антигенам ГКГС свиней осуществляли методом смешанной культуры лимфоцитов (СКЛ). Из шести изученных особей лимфоциты свиньи № 5 реагировали на лимфоциты свиньи № 3 практически также как на аутологичные (табл. 1).

Таблица 1 — Индексы стимуляции в смешанной культуре лимфоцитов свиней одного опороса.

Это послужило основанием для использования свиньи № 3 в качестве донора клеток-мишеней, а инфицированного 109 ГАЕ50 аттенуированного шт. ФК-135 вируса АЧС свиньи № 5 — клеток-эффекторов. Клетки-мишени готовили заражением ЛС, полученных за трое суток до измерения, клетки-эффекторы выделяли в день измерения их активности. Свинью № 1 использовали в качестве донора аллогенных клеток-мишеней. В ходе эксперимента изучали динамику формирования ЦТЛ и оптимальное соотношение эффектор/мишень (табл.2).

Таблица 2 — Динамика активности первичных ЦТЛ свиньи № 5, инфицированной 109 ГАЕ50 шт. ФК-135 вируса АЧС, при различных соотношениях эффектор/мишень.

Из представленных данных следует, что максимум эффекторной активности первичных ЦТЛ наблюдается на 6−8 сутки после инокуляции вируса, а оптимальным соотношением эффектор/мишень является 100/1−1000/1.

Аллогенные, по данным СКЛ, клетки-мишени не подвергались цитолизу, опосредованному вирусспецифическими ЦТЛ.

Таким образом, сходные, по данным СКЛ, по мембранным антигенам особи могут быть использованы в качестве доноров клеток-мишеней и эффекторов при определении ЦТЛ при АЧС.

Для обоснования возможности использования аутологичных адгезивных клеток (А-клеток) культур лейкоцитов периферической крови интактных свиней в качестве клеток-мишеней при тестировании ЦТЛ определяли их антигенпредставляющую способность в процессе культивирования. Культуры клеток ЛС готовили за 8, 6, 4, 2, 0 суток до инфицирования свиней 109 ГАЕ50 вируса АЧС шт. ФК-135. Все пробы А-клеток испытывали в качестве клеток-мишеней на 6 сутки после введения вируса свиньям. Установлено, что антигенпредставляющая способность А-клеток в течение срока культивирования от 6 до 14 суток не изменялась. Процент вирусспецифического цитолиза составлял от 18.5±4.1 до 21.2±3.7.

Далее была определена активность ЦТЛ периферической крови свиней, инфицированных различными дозами вируса АЧС аттенуированного шт. ФК-135 и вирулентного шт. Ф-32. Эксперименты проводили на 6 сутки после инфицирования животных в аутологичных системах при соотношении эффектор/мишень 100/1. Данные, представленные в табл. 3, свидетельствуют, что ЦТЛ зарегистрированы только у свиней, инфицированных высокими дозами, 106 ГАЕ50 и 109 ГАЕ50, аттенуированного шт. ФК-135. Свиньи, зараженные вирулентным шт. Ф-32, пали на 7−8 сутки.

Таблица 3 — Активность ЦТЛ периферической крови свиней, инфицированных различными дозами вируса АЧС аттенуированного шт. ФК-135 и вирулентного шт. Ф-32.

Примечание:

• * - процент цитолиза инфицированных клеток;
• ** - процент цитолиза неинфицированных клеток;
• ***- не делали.

В динамике была исследована зависимость доза-ответ вирусспецифических антител сывороток в АЗКЦ. Определение функциональной активности антител в данной реакции осуществляли в естественной системе — культуре клеток ЛС. Три группы свиней инфицировали вирусом АЧС шт. ФК-135 в дозах 103, 106, 109 ГАЕ50. На 0, 3, 6 сутки у животных брали кровь и определяли опосредованный антителами сывороток процент цитолиза интактных и зараженных шт. Ф-32 А-клеток ЛС.

Было установлено, что процент цитолиза и сроки начала его проявления зависят от дозы инокулированного свиньям вируса. Если после введения 106 ГАЕ50 вируса АЧС шт. ФК-135 антитела в реакции АЗКЦ обнаруживали на пятые-шестые сутки, то после введения 109 ГАЕ50 — на третьи. Очевидно, это связано с обеспечением высокого уровня антигенного стимула (табл. 4).

Таблица 4 — Процент опосредованного противовирусными антителами в реакции АЗКЦ цитолиза клеток-мишеней в присутствии сывороток от свиней, инфицированных различными дозами шт. ФК-135.

Примечание:

• * - процент цитолиза зараженных клеток;
• ** - процент цитолиза не зараженных клеток.

Исходя из представлений о решающей роли вирусспецифических эффекторных иммунных механизмов в элиминации вируса АЧС, была изучена взаимосвязь их показателей у зараженных аттенуированным шт. ФК-135 свиней с устойчивостью к заражению вирулентным шт. Ф-32. Двум свиньям (№№ 1−2) вводили внутримышечно 108.0 ГАЕ50, а четырем (№№ 3−6) — 103 ГАЕ50 вируса АЧС шт. ФК-135. На 3 и 6 сутки после инфицирования у животных определяли процент цитолиза, опосредованный антителами и ЦТЛ. На 6-е сутки всех инфицированных шт. ФК-135 и двух контрольных (№№ 7−8) свиней заражали 104 ГАЕ50 шт. Ф-32 и затем осуществляли клиническое наблюдение, включая термометрирование. Все шесть предварительно инфицированных аттенуированным шт. ФК-135 свиней выжили, оба контрольных — пали. У животных №№ 1−2 температура была в пределах нормы. У свиней №№ 3−6 в течение 3−4 суток отмечали угнетенное состояние и превышающую норму температуру. Цитолиз, опосредованный ЦТЛ, у свиней №№ 1,2 превышал 20%, антителами в АЗКЦ был около 10%. У животных №№ 3−6 практически не зарегистрировано активности ЦТЛ и антител в АЗКЦ. Сопоставление показателей эффекторных вирусспецифических противоклеточных реакций в указанные сроки после введения аттенуированного шт. ФК-135 и клинических реакций на контрольное заражение шт. Ф-32 свидетельствует об их взаимосвязи: наличие активных ЦТЛ и антител в АЗКЦ позволяет прогнозировать отсутствие клинических проявлений АЧС после последующего заражения вирулентным штаммом.

Проведенные исследования продемонстрировали возможность использования в экспериментах, требующих соблюдения правила двойного распознавания, как подбора по данным реакции СКЛ сходных по АГКС подсвинков из одного опороса, так и аутологичных клеток, полученных до инокуляции животному вируса. В этих условиях не требуется использование специально адаптированных к перевиваемым культурам клеток штаммов, как это было сделано в работе Wardley et al. ?3?.

Другой принципиальной особенностью явилось применение для индукции АЧС-специфичных ЦТЛ у свиней высоких доз аттенуированного авирулентного шт. ФК-135. Это позволило выявить первичные ЦТЛ уже на 5−6 сутки после инокуляции вируса. В предыдущих работах сообщалось о начале проявления эффекторной активности ЦТЛ с 11 суток ?3?. Следует ожидать, что прогресс в методах тестирования ЦТЛ, в частности использование их вторичной индукции in vitro, позволит получить более объективные данные о сроках проявления их активности.

В данной работе в одном эксперименте была охарактеризована иммунологическая реакция свиней на различающиеся по вирулентности штаммы вируса АЧС в ранний постинфекционный период. Полученные результаты наглядно свидетельствуют в пользу мнения В. В. Макарова о ведущей роли эффекторных противоклеточных механизмов в защите от АЧС ?2?. Инокуляция свиньям аттенуированного шт. ФК-135 индуцирует вирусспецифический цитолиз зараженных клеток, опосредованный как ЦТЛ с максимумом на 6−8 сутки, так и антителами — на 3−6 сутки. Не вызывает сомнений, что для регистрации первичных эффекторов in vitro требуется достижение определенного порогового уровня их концентрации. Это дает основания предполагать, что in vivo они начинают выполнять свою положительную роль при меньших концентрациях и раньше.

У зараженных вирулентным шт. Ф-32 свиней ни ЦТЛ, ни антитела в АЗКЦ не обнаруживаются вплоть до гибели. Поскольку как при определении ЦТЛ, так и антител в АЗКЦ клетки-мишени идентичны, а по срокам вторые проявляют активность на трое суток раньше, то можно говорить о важной роли антител против экспонированных на мембране зараженных клеток вирусспецифических белков в ограничении репродукции вируса АЧС в ранние сроки после инфицирования. Идентификация этих белков и обеспечение их оптимальной манифестации на мембранах антигенпредставляющих клеток позволит создать перспективные защитные препараты.

О соотношении вклада ЦТЛ и антител в ограничении репродукции вируса говорить пока преждевременно. Однако эксперименты по определению уровня эффекторных реакций у животных, инокулированных различными дозами шт. ФК-135, в сочетании с клиническими наблюдениями на последующее заражение вирулентным штаммом Ф-32 продемонстрировали, что наиболее устойчивыми оказались особи с одновременно относительно высокими показателями активности и ЦТЛ, и антител в АЗКЦ.

• 1. Лефковитц И. Методы исследования в иммунологии / И. Лефковитц, Б. Пернис М.: Мир, 1981. — 486 с.
• 2. Макаров, В. В. Асимметрия эффекторного звена в противоинфекционном иммунитете [На примере африканской чумы свиней] / В. В. Макаров // Вестник РАСХН. — 1996. — № 2. — С. 33−35.
• 3. Wardley, R.C. African swine fever virus / R.C. Wardley, C. de M. Andrade, D.N. Black // Arch.Virol. — 1983. — vol.76, № 2. — Р. 73−90.