Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Функции ?-субъединиц РНК-полимераз Escherichia coli и Thermus aquaticus на разных стадиях транскрипции

Диссертация: Функции ?-субъединиц РНК-полимераз Escherichia coli и Thermus aquaticus на разных стадиях транскрипции
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В ходе элонгации в ранней транскрибируемой области а-субъединица может вызывать образование транскрипционных пауз, осуществляя связывание с последовательностью, напоминающей -10 область промотора в транскрибируемой ДНК, и кор-ферментом РНКП в составе элонгационного комплекса. Поскольку паузы оказывают влияние на общую скорость синтеза РНК и являются способом регуляции генной экспрессии. Показано… Читать ещё >

Функции ?-субъединиц РНК-полимераз Escherichia coli и Thermus aquaticus на разных стадиях транскрипции (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Актуальность проблемы
  • Цели и задачи исследования
  • Научная новизна и практическая значимость работы
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. 1 РНКП бактерий строение и функции
  • 1. 1 1 РНКП и общие сведения о транскрипции
  • 112. Транскрипционный цикл
  • 1. 2 Структура и функции кор-фермента РНКП
  • 1. 3 Структура о-субъединицы
  • 1. 4 Взаимодействие о-субъединицы с кор-ферментом
  • 15. Роль о-субъединицы в инициации транскрипции
  • 1. 5 1 Разнообразие функций о-субъединицы в процессе транскрипции
  • 1. 5 2 Узнавание промоторных элементов в ДНК о-субъединицей
  • 15. 3 Формирование открытого промоторного комплекса
  • 1. 5 4 Плавление промотор ной ДНК
  • 1. 5 5 Формирование напряженного комплекса в процессе инициации
  • 15. 6 Диссоциация о-субъединицы при переходе от инициации к элонгации
  • 1. 6 Структура и функции элонгационного комплекса бактериальной РНКП
  • 1. 7 Паузы транскрипции
  • 1. 7 1 Разновидности транскрипционных пауз и их функции
  • 17. 2 Промотор-проксимальная о-зависимая пауза транскрипции
  • 1. 7 3 Обратное смещение РНКП при формировании о-зависимой паузы
  • 1. 7 4 Gre-факторы и их роль на разных этапах транскрипции
  • 1. 7 5 Формирование напряженных элонгационных комплексов при образовании о-зависимой паузы

Актуальность проблемы.

ДНК-зависимая РНК-полимераза (РНКП) является эволюционно консервативным ферментом, который осуществляет процесс транскрипции (синтез РНК на матрице ДНК) в клетках всех живых организмов. Транскрипцию разделяют на три основных этапа: инициацию, элонгацию и терминацию, которые сопровождаются различными перестройками структуры транскрипционного комплекса и изменениями контактов РНКП с ДНК и РНК, а также регулируются с участием множества факторов.

Инициация транскрипции включает несколько этапов: связывание РНКП со специфическими промоторными последовательностями ДНКобразование сначала закрытого, а затем открытого промоторного комплекса, которое сопровождается формированием расплавленной области в ДНКначало синтеза РНК и переход к элонгации. У бактерий инициацию транскрипции осуществляет холофермент РНКП, который состоит из кор-фермента (субъединичный состав c^??'co), содержащего активный центр и выполняющего функцию синтеза РНК, и фактора инициации — а-субъединицы. а-субъединица осуществляет сиквенс-специфическое узнавание промоторных элементов в ДНК и принимает непосредственное участие в расхождении цепей ДНК при формировании открытого промоторного комплекса. В клетках бактерий обычно присутствует несколько g-субъединиц. Большинство промоторов узнаются при участии главной а-субъединицы (су70 Escherichia coli, стд у других бактерий). Наиболее характерными специфическими элементами таких промоторов являются — 35 и -10 элементынекоторые промоторы содержат дополнительный TG-элемент, расположенный слева от -10 элемента.

Элонгация представляет собой процессивный и точный синтез РНК, который может сопровождаться временными остановками — паузами, которые имеют важное регуляторное значение, и завершается терминацией. Недавно было показано, что ст-субъединица может присутствовать в элонгационном комплексе и вызывать формирование а-зависимых пауз транскрипции на небольшом расстоянии от промотора, взаимодействуя с участками нематричной цепи ДНК, напоминающими -10 промоторный элемент.

В а-субъединице РНКП бактерий выделяют четыре района (1, 2, 3 и 4), которые, в свою очередь, разделяют на подрайоны (1.1−1.2, 2.1−2.5, 3.1−3.2 и 4.1−4.2). Район 2 а-субъединицы осуществляет узнавание последовательности -10 промоторного элемента в.

ДНК, принимает непосредственное участие в расхождении цепей дуплекса ДНК при формировании открытого промоторного комплекса и играет ключевую роль в образовании о-зависимой паузы в ходе элонгации. К настоящему времени подробно изучена роль консервативных аминокислотных остатков района 2 ст-субъединицы в плавлении ДНК и в образовании открытого промоторного комплекса. В то же время, известно, что разные РНКП (в частности, РНКП термофильных и мезофильных бактерий) могут значительно различаться по транскрипционным свойствам, в том числе, на стадии инициации транскрипции. Молекулярные механизмы, обеспечивающие данные функциональные различия, во многом остаются неизвестными. В частности, мало известно о роли неконсервативных аминокислотных остатков района 2 и других районов а-субъединицы в данном процессе. Кроме того, недостаточно изучены функции с-субъединицы в регуляции элонгации транскрипции и роль района 2 в образовании а-зависимых пауз. Была высказана гипотеза, что в процессе формирования пауз, также как и в ходе инициации транскрипции, образуются напряженные транскрипционные комплексы, в которых внутри РНКП может находиться избыточная ДНК. Однако, экспериментальных данных, доказывающих образование таких комплексов, ранее получено не было. Кроме того, до настоящего времени все исследования а-зависимых пауз проводили только с использованием РНКП Е. coli и, следовательно, ничего не было известно о существовании таких пауз у других бактерий и о возможных видоспецифических особенностях данного процесса.

Следует отметить, что особый интерес для проведения сравнительных функциональных исследований механизмов транскрипции и анализа функций ст-субъединицы на разных стадиях этого процесса представляют РНКП термофильных бактерий, так как данные РНКП обладают рядом уникальных особенностей, связанных с адаптацией к высоким температурам. В частности, известно, что данные РНКП осуществляют плавление промоторной ДНК в ходе инициации при более высоких температурах, чем РНКП мезофильных бактерий. Кроме того, для РНКП термофильных бактерий (Thermus aquaticus и Thermus thermophilus) существуют данные высокого разрешения о трехмерной структуре фермента.

Изучение функций а-субъединицы РНКП на разных стадиях транскрипции и ее роли в регуляции генной экспрессии представляет не только фундаментальный интерес, но также имеет важное практическое значение, поскольку терапия многих инфекционных заболеваний основана на применении антибиотиков, подавляющих активность РНКП болезнетворных бактерий, в том числе, на стадии инициации транскрипции.

Цели и задачи исследования.

Целью данной работы являлось исследование роли различных районов а-субъединиц РНК-полимераз мезофильной бактерии Е. coli и термофильной бактерии Т. aquaticus в плавлении ДНК в процессе образования открытого промоторного комплекса и исследование механизма формирования а-зависимых пауз транскрипции.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Выявить структурно-функциональные особенности с-субъединиц РНК-полимераз Е. coli и Т. aquaticus, оказывающие влияние на температуру плавления промоторной ДНК при формировании открытого промоторного комплекса.

2. Исследовать молекулярный механизм формирования а-зависимых пауз транскрипции РНКП Е. coli, изучить возможность образования данных пауз РНКП Т. aquaticusвыявить участки кор-фермента и а-субъединицы РНКП, оказывающие влияние на формирование данных пауз.

Научная новизна и практическая значимость работы.

В ходе работы впервые проведено сравнение процесса образования открытого промоторного комплекса с участием а-субъединиц РНК-полимераз мезофильной бактерии Е. coli и термофильной Т. aquaticus и выявлены различия в структуре данных а-субъединиц, влияющие на температуру плавления промоторной ДНК данными РНКП. Показано, что замены А^-концевой части (район 1 и линкер между районами 1 и 2) и района 2 а70-субъединицы РНКП мезофильной бактерии Е. coli на соответствующие участки стА-субъединицы термофильной бактерии Т. aquaticus приводят к повышению температуры плавления промоторной ДНК. Установлено, что неконсервативные аминокислотные остатки района 2 а-субъединицы совместно определяют температуру открывания промотора, видимо, за счет влияния на взаимодействия между а-субъединицей, кор-ферментом и ДНК. Таким образом, было показано, что замены неконсервативных аминокислотных остатков в функционально важных участках ст-субъединицы могут обеспечивать адаптацию высококонсервативного механизма формирования открытого промоторного комплекса к различным условиям обитания у термофильных и мезофильных бактерий.

Разработана модельная система in vitro для изучения а-зависимых пауз на стадии элонгации транскрипции. С использованием данной модели установлено, что основную роль в формировании сигнала о-зависимой паузы играет участок в транскрибируемой ДНК, соответствующий -10 элементу промотораприсутствие TG-элемента дополнительно стимулирует узнавание сигнала паузы РНКП. Показано, что РНКП Е. coli и Т. aquaticus в присутствии главной а-субъединицы (а70 или аА, соответственно) могут узнавать данный сигнал паузы с высокой эффективностью. Замены неконсервативных аминокислотных остатков в участке района 2 а-субъединицы, взаимодействующем с кор-ферментом РНКП (подрайоны 2.1 и 2.2), оказывают значительное влияние на эффективность формирования о-зависимой паузы, вероятно, ослабляя связывание ст-субъединицы с элонгационным комплексом.

При исследовании механизма формирования ст-зависимой паузы было показано, что элонгационный комплекс в состоянии ст-зависимой паузы находится в смещенном назад состоянии, в котором 3'-конец транскрипта вытесняется из активного центра РНКП, вследствие чего продолжение синтеза РНК становится невозможным. При определении границ элонгационного комплекса методами футпринтинга было показано, что образованию смещённого комплекса предшествует формирование напряжённого комплекса, в котором внутри РНКП помещается избыточная ДНК. Показано, что мутации в участках кор-фермента РНКП Е. coli, контактирующих с ДНК в активном центре и спереди по ходу транскрипции, стимулирует образование а-зависимой паузы, вероятно, дестабилизируя напряженный комплекс и облегчая обратное движение РНКП.

Полученные в нашей работе данные расширяют имеющиеся знания о молекулярных механизмах транскрипции и важны для понимания основных принципов регуляции генной экспрессии, а также механизмов адаптации высококонсервативных ферментов к разным условиям жизни бактерий. Результаты данной работы могут быть использованы при разработке новых подходов к направленной регуляции транскрипции на этапах инициации и элонгации, а также для получения новых ингибиторов РНКП, имеющих терапевтическое значение.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. РНКП бактерий: строение и функции.

4. ВЫВОДЫ.

1. Замены неконсервативных аминокислотных остатков в районах 2.1, 2.2, 2.3 и 2.4 а-субъединицы определяют различия в температуре плавления промоторной ДНК РНКП Е. coli и Т. aquaticus, за счет изменения взаимодействий а-субъединицы с кор-ферментом РНКП и ДНК.

2. В процессе формирования а70-зависимых пауз транскрипции с участием РНКП Е. coli происходит образование напряженных элонгационных комплексов, в которых внутри РНКП находится избыточная ДНК, с последующей изомеризацией данных комплексов в неактивное смещенное назад состояние.

3. Мутации в участках кор-фермента РНКП Е. coli, контактирующих с ДНК, находящейся спереди по ходу транскрипции и вблизи активного центра, стимулируют формирование а70-зависимой паузы.

4. Факторы, подавляющие формирование смещенных назад элонгационных комплексов (высокие концентрации нуклеотидов, антисмысловые олигонуклеотиды), снижают эффективность формирования а70-зависимой паузы.

5. стА-субъединица Т. aquaticus вызывает формирование а-зависимой паузы РНКП Т. aquaticus, но, в отличие от а70-субъединицы Е. coli, не оказывает влияния на элонгацию транскрипции РНКП Е. coli. Данные различия определяются различиями неконсервативных аминокислотных остатков в районах 2.1 и 2.2 а70-субъединицы Е. coli и аА-субъединицы Т. aquaticus.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

Статьи:

1. Barinova N., Zhilina E., Bass I., Nikiforov V., Kulbachinskiy A. Lineage-specific amino acid substitutions in region 2 of the RNA polymerase sigma subunit affect the temperature of promoter opening // J. Bacteriol. 2008. V. 190. P. 3088 — 3092.

2. Жилина E., Миропольская H., Басс И., Бродолин К., Кульбачинский А. Особенности формирования а-зависимых пауз транскрипции РНК-полимеразами Escherichia coli и Thermus aquaticus II Биохимия. 2011. T. 76. № 10. с. 1348 — 1358.

3. Zhilina E., Esyunina D., Brodolin K., Kulbachinskiy A. Structural transitions in the transcription elongation complexes of bacterial RNA polymerase during a-dependent pausing //Nucleic Acids Res. 2012. V. 40. P. 3078 — 3091.

Материалы всероссийских конференций:

1. Жилина Е. В., Бродолин K. JL, Кульбачинский А. В. Роль сигма-субъединицы в формировании пауз транскрипции РНК-полимеразами E coli и Т. aquaticus // Биологиянаука XXI века: 14-я международная Пущинская школа-конференция молодых ученых. Пущино. 2010. С. 137.

2. Жилина Е. В., Кульбачинский А. В. Исследование функций сигма-субъединицы бактериальной РНК-полимеразы при формировании пауз транскрипции // IV Международная Школа молодых ученых по молекулярной генетике «Геномика и биология клетки». Москва — Звенигород. 2010. С. 82.

3. Жилина Е. В., Бродолин К. Л., Кульбачинский А. В. Механизм образования паузы транскрипции с участием сигма-субъединицы бактериальной РНК-полимеразы // XXIII Международная зимняя молодежная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии». Москва. 2011. С. 15.

4. Жилина Е. В., Есюнина Д. М., Кульбачинский А. В. Образование напряженных элонгационных комплексов при формировании сигма-зависимых пауз в ходе транскрипции РНК-полимеразой Escherichia coli II Биология — наука XXI века: 16-я международная Пущинская школа-конференция молодых ученых Пущино. 2012. С. 106.

Благодарности.

Я благодарна A.B. Кульбачинскому, заведующему ЛМГМ, за организацию данной работы, руководство, критические замечания, написание статей, редактирование текста диссертации и автореферата, материальную поддержку. Также выражаю благодарность H.A. Миропольской, И. А. Басс, Д. В. Пупову и Д. М. Есюниной за предоставление плазмид и препаратов белков и помощь в проведении экспериментов. Благодарю H.A. Миропольскую за советы по оформлению диссертации, автореферата и редактирование текстов. Выражаю благодарность Ж. М. Горленко, М. А. Петровой, H.A. Щербатовой, С. З. Миндлин и другим сотрудникам и студентам ЛМГМ ИМГ РАН за внимание, доброе отношение и моральную поддержку, которую они оказывали на всех этапах выполнения данной работы. Кроме того, я благодарна преподавателям и руководителям лабораторий биологического факультета ННГУ им. Лобачевского, ПущГУ РАН и Гвоздеву В. А., преподавателю МГУ, за прочитанные ими лекции и возможность приобретения навыков экспериментальной работы. Отдельно выражаю благодарность биологическому факультету МГУ им. Ломоносова за возможность защиты в диссертационном совете МГУ и сотрудникам научно-образовательного отдела ИМГ за помощь в решении организационных вопросов, а также оппонентам О. Н. Озолинь и В. Н. Ксензенко за рецензирование данной работы.

1.8.

Заключение

.

В данном обзоре показано, что а-субъединица РНКП бактерий является многофункциональным транскрипционным фактором и играет важную роль на разных стадиях транскрипции. Поскольку а-субъединица может связываться с элонгационным комплексом, вызывать паузу транскрипции и оказывать влияние на общую скорость синтеза РНК, а-субъединица может рассматриваться в качестве одного из транскрипционных факторов, действующих на этапе элонгации.

На этапе инициации район 2 а-субъединицы в составе холофермента осуществляет узнавание промоторных последовательностей в ДНК (-10, -35) и принимает непосредственное участие в плавлении ДНК в процессе формирования открытого промоторного комплекса. Главную роль в узнавании промоторных элементов и открывании промотора играют подрайоны 2.3 и 2.4 а-субъединицы. Плавление промоторной ДНК является зависимым от температуры процессом, и к настоящему времени не известно, какие структурные особенности высококонсервативных а-субъединиц отвечают за различия в температуре плавления промоторов между РНКП термофильных и мезофильных бактерий.

В ходе элонгации в ранней транскрибируемой области а-субъединица может вызывать образование транскрипционных пауз, осуществляя связывание с последовательностью, напоминающей -10 область промотора в транскрибируемой ДНК, и кор-ферментом РНКП в составе элонгационного комплекса. Поскольку паузы оказывают влияние на общую скорость синтеза РНК и являются способом регуляции генной экспрессии. Показано, что во взаимодействии с элонгационным комплексом принимают участие районы 1.2 и 2 а-субъединицы. Также известно, что а-зависимая пауза образуется по механизму «обратного смещения» РНКП, в ходе которого 3'-конец РНК выходит из активного центра. Комплекс в состоянии «обратного смещения» может продолжить элонгацию после отщепления выступающего 3'-конца РНК-транскрипта в активном центре РНКП, которое значительно ускоряется при участии специальных Gre-факторов.

Образование о-зависимых пауз у других бактерий, кроме Е. coli, ранее не рассматривали, и регуляторная роль таких пауз у бактерий исследована недостаточно. Многие детали молекулярного механизма формирования о-зависимых пауз, роль отдельных участков о-субъединицы и кор-фермента РНКП Е. coli в образовании взаимодействий в составе элонгационного комплекса к настоящему времени также остаются неизвестными.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Белки, плазмиды, олигонуклеотиды.

Все используемые в работе препараты белков и плазмида pGEMllacUV5, содержащая фрагмент ДНК промотора /acUV5 для футпринтинга, были любезно предоставлены Н. Миропольской, А. Кульбачинским, Д. Есюниной и Д. Пуповым. ДНКи РНК-олигонуклеотиды были синтезированы в фирме «Синтол» (Москва).

Последовательности используемых олигонуклеотидов.

Ниже приведены общая схема последовательности РНКи ДНК-олигонуклеотидов, использованных в данной работе для сборки искусственных элонгационных комплексов in vitro, а также последовательности ДНК-олигонуклеотидов, комплементарных РНК в данных комплексах (антисмысловых олигонуклеотидов). В последовательностях, соответствующих матричным олигонуклеотидам, нуклеотиды, соответствующие консенсусным последовательностям TG-элемента и -10-подобного элементов показаны зеленым и красным цветами, соответственно. Нуклеотидные замены по сравнению с последовательностью олигонуклеотида «Cons» в разных вариантах конструкций выделены подчеркиванием и курсивом. В названиях ДНК-олигонуклеотидов матричные обозначены буквой «t», нематричные — «nt» .

РНК-олигонуклеотид.

РНК 20 нт 5'-AUCACGAUAAAUGAGCGGAU.

Антисмысловые ДНК-олигонуклеотиды antiRNA12 ATTTATCGTGAT antiRNA13 CATTTATCGTGAT antiRNA14 TCATTTATCGTGAT antiRNA15 CTCATTTATCGTGAT antiRNAl6 GCTCATTTATCGTGAT antiRNA17 CGCTCATTTATCGTGAT.

Контроль ATCACGATAAATGAG денатурирующих условиях (БашЬгоок е! а1., 1989). Очистку двуцепочечного промоторного фрагмента проводили в ПААГ в не денатурирующих условиях.

В Таблице 1 указаны процентные составы гелей и соотношение в них акриламида и метиленбисакриламида.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Aiyar S., Juang Y., Helmann J., deHaseth P. Mutations in sigma factor that affect the temperature dependence of transcription from a promoter, but not from a mismatch bubble in double-stranded DNA //Biochemistry. 1994- 33 (38): 11 501−11 506.
  2. Andre E., Bastide L., Michaux-Charachon S., Gouby A., Villain-Guillot P., Latouche J., Bouchet A., Gualtieri M., Leonetti J. Novel synthetic molecules targeting the bacterial RNA polymerase assembly // J. Antimicrob. Chemother. 2006- 57 (2): 245−251.
  3. Arndt K., Chamberlin M. RNA chain elongation by Escherichia coli RNA polymerase. Factors affecting the stability of elongating ternary complexes // J. Mol. Biol. 1990- 213(1): 79−108.
  4. Artsimovitch I., Landick R. Interaction of a nascent RNA structure with RNA polymerase is required for hairpin-dependent transcriptional pausing but not for transcript release // Genes Dev. 1998- 12 (19): 3110−3122.
  5. Artsimovitch I., Landick R. Pausing by bacterial RNA polymerase is mediated by mechanistically distinct classes of signals // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2000- 97 (13): 7090−7095.
  6. Artsimovitch I., Landick R. The transcriptional regulator RfaH stimulates RNA chain synthesis after recruitment to elongation complexes by the exposed nontemplate DNA strand // Cell. 2002- 109 (2): 193−203.
  7. Artsimovitch I., Patlan V., Sekine S., Vassylyeva M., Hosaka T., Ochi K., Yokoyama S., Vassylyev D. Structural basis for transcription regulation by alarmone ppGpp // Cell. 2004- 117 (3): 299−310.
  8. Artsimovitch I., Svetlov V., Anthony L., Burgess R., Landick R. RNA polymerases from Bacillus subtilis and Escherichia coli differ in recognition of regulatory signals in vitro II J. Bacteriol. 2000- 182(21): 6027−6035.
  9. Artsimovitch I., Vassylyev D. Is it easy to stop RNA polymerase? // Cell Cycle. 2006- 5 (4): 399−404.
  10. Bai H., Zhou Y., Hou Z., Xue X., Meng J., Luo X. Targeting bacterial RNA polymerase: promises for future antisense antibiotics development // Infect. Disord. Drug Targets. 2011- 11 (2): 175−187.
  11. Bar-Nahum G., Epshtein V., Ruckenstein A., Rafikov R., Mustaev A., Nudler E. A ratchet mechanism of transcription elongation and its control // Cell. 2005- 120 (2): 183−193.
  12. Bar-Nahum G., Nudler E. Isolation and characterization of sigma70-retaining transcription elongation complexes from Escherichia coli II Cell. 2001 — 106 (4): 443−451.
  13. Barne K., Bown J., Busby S., Minchin S. Region 2.5 of the Escherichia coli RNA polymerase sigma70 subunit is responsible for the recognition of the 'extended-10' motif at promoters // EMBO J. 1997- 16(13): 4034−4040.
  14. Belogurov G., Vassylyeva M., Svetlov V., Klyuyev S., Grishin N., Vassylyev D., Artsimovitch I. Structural basis for converting a general transcription factor into an opcron-specific virulence regulator //Mol. Cell. 2007- 26(1): 117−129.
  15. Borukhov S, Polyakov A, Nikiforov V, Goldfarb A. GreA protein: a transcription elongation factor from Escherichia coli II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992- 89 (19): 8899−902.
  16. Borukhov S. and Nudler E. RNA polymerase holoenzyme: structure, function and biological implications // Curr. Opin. Microbiol. 2003- 6 (2): 93−100.
  17. Borukhov S., Laptenko O., Lee J. Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB: functions and mechanisms of action // Methods Enzymol. 2001- 342: 64−76.
  18. Borukhov S., Sagitov V., Goldfarb A. Transcript cleavage factors from E. coli II Cell. 1993- 72 (3): 459−466.
  19. Borukhov S., Severinov K. Role of the RNA polymerase sigma subunit in transcription initiation // Res. Microbiol. 2002- 153 (9): 557−562.
  20. Brodolin K., Zenkin N., Mustaev A., Mamaeva D., Heumann H. The sigma70 subunit of RNA polymerase induces lacUV5 promoter-proximal pausing of transcription // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004- 11(6): 551−557.
  21. Brodolin K., Zenkin N., Severinov K. Remodeling of the sigma70 subunit non-template DNA strand contacts during the final step of transcription initiation // J. Mol. Biol. 2005- 350 (5): 930−937.
  22. Browning D., Busby S. The regulation of bacterial transcription initiation // Nat. Rev. Microbiol. 2004- 2 (1): 57−65.
  23. Buck M., Gallegos M., Studholme D., Guo Y., Gralla J. The bacterial enhancer-dependent sigma (54) (sigma (N)) transcription factor//J. Bacteriol. 2000- 182 (15): 4129−4136.
  24. Buckle M., Pemberton I., Jacquet M., Buc H. The kinetics of sigma subunit directed promoter recognition by E. coli RNA polymerase II J. Mol. Biol. 1999- 285 (3): 955−964.
  25. Burgess R. Separation and characterization of the subunits of ribonucleic acid polymerase // J. Biol. Chem. 1969- 244 (22): 6168−6176.
  26. Burgess R., Anthony L. How sigma docks to RNA polymerase and what sigma does //Curr. Opin. Microbiol. 2001- 4 (2). 126- 131.
  27. Burgess R., Arthur T., Pietz B. Interaction of Escherichia coli sigma 70 with core RNA polymerase // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1998- 63: 277−287.
  28. Burgess R., Travers A., Dunn J., Bautz E. Factor stimulating transcription by RNA polymerase // Nature. 1969- 221(5175): 43−46.
  29. Burrows P., Joly N., Cannon W., Camara B., Rappas M., Zhang X., Dawes K., Nixon B., Wigneshweraraj S., Buck M. Coupling sigma factor conformation to RNA polymerase reorganisation for DNA melting II J. Mol. Biol. 2009- 387 (2): 306−19.
  30. Callaci S., Heyduk E., Heyduk T. Conformational changes of Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor induced by binding to the core enzyme // J. Biol. Chem. 1998- 273 (49): 32 995−3001.
  31. Callaci S., Heyduk E., Heyduk T. Core RNA polymerase from E. coli induces a major change in the domain arrangement of the sigma 70 subunit // Mol. Cell. 1999- 3 (2): 229−238.
  32. Campbell E., Muzzin O., Chlenov M., Sun J., Olson C., Weinman O., Trester-Zedlitz M., Darst S. Structure of the bacterial RNA polymerase promoter specificity sigma subunit // Mol. Cell. 2002- 9 (3): 527−539.
  33. Chan C. and Landick R. New perspectives of RNA chain elongation and termination by E. coli RNA polymerase // In Transcription: Mechanisms and Regulation, Conaway R. and Conaway J., edc. (New York: Raven Press). 1994: 297−321.
  34. Chan C., Wang D., Landick R. Multiple interactions stabilize a single paused transcription intermediate in which hairpin to 3' end spacing distinguishes pause and termination pathways // J. Mol. Biol. 1997- 268(1): 54−68.
  35. Cheetham G., Jeruzalmi D., Steitz T. Transcription regulation, initiation, and «DNA scrunching» by T7 RNA polymerase // Cold Spring. Harb. Symp. Quan. Biol. 1998- 6: 263−267.
  36. Cheetham G., Steitz T. Structure of a transcribing T7 RNA polymerase initiation complex // Science. 1999- 286 (5448): 2305−2309.
  37. Chen Y., Helmann J. The Bacillus subtilis flagellar regulatory protein sigma D: overproduction, domain analysis and DNA-binding properties // J. Mol. Biol. 1995- 249 (4): 743−753.
  38. Chlenov M., Masuda S. Murakami K., Nikiforov V., Darst S., Mustaev A. Structure and function of lineage-specific sequence insertions in the bacterial RNA polymerase beta' subunit // J. Mol. Biol. 2005- 353 (1): 138−154.
  39. Choi C., Kalosakas G., Rasmussen K., Hiromura M., Bishop A., Usheva A. DNA dynamically directs its own transcription initiation //Nucleic Acids Research. 2004- 32 (4): 1584−1590.
  40. Chopra I. Bacterial RNA polymerase: a promising target for the discovery of new antimicrobial agents // Curr. Opin. Investig. Drugs. 2007- 8 (8): 600−607. Review.
  41. Ciampi M. Rho-dependent terminators and transcription termination // Microbiology. 2006- 152 (Pt 9): 2515−2528.
  42. Coulombe B., Burton Z. DNA bending and wrapping around RNA polymerase: a «revolutionary» model describing transcriptional mechanisms // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1999- 63 (2): 457−478.
  43. Cramer P. Multisubunit RNA polymerases // Curr. Opin. Struct. Biol. 2002- 12 (1): 89−97.
  44. Deighan P., Pukhrambam C., Nickels B., Hochschild A. Initial transcribed region sequences influence the composition and functional properties of the bacterial elongation complex // Genes Dev. 2011- 25 (1): 77−88.
  45. Devi P., Campbell E., Darst S., Nickels B. Utilization of variably spaced promoter-like elements by the bacterial RNA polymerase holoenzyme during early elongation // Mol. Microbiol. 2010- 75 (3): 607−622.
  46. Dombroski A. Recognition of the -10 promoter sequence by a partial polypeptide of sigma70 in vitro //J. Biol. Chem. 1997- 272 (6): 3487−3494.
  47. Dombroski A., Walter W., Gross C. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity // Genes Dev. 1993- 7 (12A): 2446−2455.
  48. Dombroski A., Walter W., Record M. Jr, Siegele D., Gross C. Polypeptides containing highly conserved regions of transcription initiation factor sigma70 exhibit specificity of binding to promoter DNA // Cell. 1992- 70 (3): 501−512.
  49. Ebright R. RNA polymerase: structural similarities between bacterial RNA polymerase and eukaryotic RNA polymerase II // J. Mol. Biol. 2000- 304 (5): 687−698.
  50. Ederth J., Artsimovitch I., Isaksson L., Landick R. The downstream DNA jaw of bacterial RNA polymerase facilitates both transcriptional initiation and pausing // J. Biol. Chem. 2002- 277 (40): 37 456−37 463.
  51. Epshtein V. and Nudler E. Cooperation between RNA polymerase molecules in transcription elongation // Science. 2003- 300 (5620): 801−805.
  52. Epshtein V., Toulme F., Rahmouni A., Borukhov S., Nudler E. Transcription through the roadblocks: the role of RNA polymerase cooperation. EMBO J. 22, 4719−4727 (2003).
  53. Erie D., Hajiseyedjavadi O., Young M., von Hippel P. Multiple RNA polymerase conformations and GreA: control ofthe fidelity of transcription // Science. 1993- 262 (5135): 867−873.
  54. Feklistov A., Darst S. Structural basis for promoter -10 element recognition by the bacterial RNA polymerase o subunit // Cell. 2011- 147 (6): 1257−1269.
  55. Fenton M., Lee S., Gralla J. Escherichia coli promoter opening and -10 recognition: mutational analysis of sigma70//EMBO J. 2000- 19(5): 1130−1137.
  56. Fields P. Protein function at thermal extremes: balancing stability and flexibility // Comp. Biochem. Physiol. A. 2001- 129- 417−431.
  57. Gardella T., Moyle H., Susskind M. A mutant Escherichia coli sigma 70 subunit of RNA polymerase with altered promoter specificity // J. Mol. Biol. 1989- 206 (4): 579−590.
  58. Ghosh T., Bose D., Zhang X. Mechanisms for activating bacterial RNA polymerase // FEMS Microbiol. Rev. 2010- 34 (5): 611−627.
  59. Gill S., Weitzel S., von Hippel P. Escherichia coli sigma 70 and NusA proteins. I. Binding interactions with core RNA polymerase in solution and within the transcription complex // J. Mol. Biol. 1991−220 2:307−324.
  60. Gnatt A., Cramer P., Fu J., Bushnell D., Kornberg R. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II elongation complex at 3.3 A resolution // Science. 2001- 292 (5523): 1876−1882.
  61. Gopal V., Chatterji D. Mutations in the 1.1 subdomain of Escherichia coli sigma factor sigma70 and disruption of its overall structure // Eur. J. Biochem. 1997- 244 (2): 613−618.
  62. Gourse R., Gaal T., Aiyar S., Barker M., Estrem S., Hirvonen C., Ross W. Strength and regulation without transcription factors: lessons from bacterial rRNA promoters // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1998- 63: 131−139/
  63. Gowrishankar J., Yamamoto K., Subbarayan P., Ishihama A. In vitro properties of RpoS (sigma (S)) mutants of Escherichia coli with postulated N-terminal subregion 1.1 or C-terminal region 4 deleted // J. Bacteriol. 2003- 185 (8): 2673−2679.
  64. Gralla J., Carpousis A., Stefano J. Productive and abortive initiation of transcription in vitro at the lacUV5 promoter//Biochemistry. 1980- 19(25): 5864−5869.
  65. Gross C., Chan C., Dombroski A., Gruber T., Sharp M., Tupy J., Young B. The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1998- 63: 141−155.
  66. Grossman A., Erickson J., Gross C. The htpR gene product of E. coli is a sigma factor for heat-shock promoters // Cell. 1984- 38 (2): 383−390.
  67. Guajardo R., Sousa R. A model for the mechanism of polymerase translocation // J. Mol. Biol. 1997- 265 (1): 8−19.
  68. Gueron M., Leroy J. Studies of base pair kinetics by NMR measurement of proton exchange // Methods Enzymol. 1995- 26: 383−413.
  69. Guo Y., Gralla J. Promoter opening via a DNA fork junction binding activity // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1998- 95 (20): 11 655−11 660.
  70. Hansen U., McClure W. Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. I. Characterization of core enzyme open complexes. // J. Biol. Chem. 1980- 255 (20): 9556−9563.
  71. Hatoum A., Roberts J. Prevalence of RNA polymerase stalling at Escherichia coli promoters after open complex formation // Mol Microbiol. 2008- 68(1): 17−28.
  72. Haugen S., Berkmen M., Ross W., Gaal T., Ward C., Gourse R. rRNA promoter regulation by nonoptimal binding of sigma region 1.2: an additional recognition element for RNA polymerase // Cell. 2006- 125 (6): 1069−1082.
  73. Haugen S., Ross W., Gourse R. Advances in bacterial promoter recognition and its control by factors that do not bind DNA //Nat. Rev. Microbiol. 2008-a- 6 (7): 507−519.
  74. Haugen S., Ross W., Manrique M., Gourse R. Fine structure of the promoter-sigma region 1.2 interaction // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2008-b- 105 (9): 3292−3297.
  75. Hausner W., Lange U., Musfeldt M. Transcription factor S, a cleavage induction factor of the archaeal RNA polymerase // J Biol Chem. 2000- 275 (17): 12 393−12 399.
  76. Hedtke B., Borner T., Weihe A. Mitochondrial and chloroplast phage-type RNA polymerases in Arabidopsis// Science. 1997- 277 (5327): 809−811.
  77. Helmann J., Chamberlin M. Structure and function of bacterial sigma factors // Annu. Rev. Biochem. 1988- 57: 839−872.
  78. Helmann J., deHaseth P. Protein-nucleic acid interactions during open complex formation investigated by systematic alteration of the protein and DNA binding partners // Biochemistry. 1999- 38 (19): 5959−5967.
  79. Herbert K., La Porta A., Wong B., Mooney R., Neuman K., Landick R., Block S. Sequence-resolved detection of pausing by single RNA polymerase molecules // Cell. 2006- 125 (6): 1083−1094.
  80. Hernandez V. and Cashel I. Changes in conserved region 3 of Escherichia coli sigma 70 mediate ppGpp-dependent functions in vivo Hi. Mol. Biol. 1995- 252 (5): 536−549.
  81. Heyduk E, Heyduk T. Architecture of a complex between the sigma70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase and the nontemplate strand oligonucleotide. Luminescence resonance energy transfer study // J. Biol. Chem. 1999- 274 (6): 3315−3322.
  82. Ho M., Hudson B., Das K., Arnold E., Ebright R. Structures of RNA polymerase-antibiotic complexes // Curr. Opin. Struct. Biol. 2009- 19 (6): 715−723. Review.
  83. Hsu L. and Chamberlin M. Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB stimulate promoter escape and gene expression in vivo and in vitro // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995- 92 (25): 11 588−11 592.
  84. Hsu L. Monitoring Abortive Initiation // Methods. 2009- 47 (1): 25−36.
  85. Hsu L. Promoter clearance and escape in prokaryotes // Biochim. Biophys. Acta. 2002- 1577 (2): 191 207. Review.
  86. Ishihama A. Functional modulation of Escherichia coli RNA polymerase // Annu. Rev. Microbiol. 2000- 54: 499−518.
  87. Ishihama A. Role of the RNA polymerase alpha subunit in transcription activation// Mol Microbiol. 1992−6 (22): 3283−3288.
  88. Iyer L., Koonin E., Aravind L. Evolution of bacterial RNA polymerase: implications for large-scale bacterial phylogeny, domain accretion, and horizontal gene transfer//Gene. 2004- 335: 73−88.
  89. Jakob N., Miiller K., Bahr U., Darai G. Analysis of the first complete DNA sequence of an invertebrate iridovirus: coding strategy of the genome of Chilo iridescent virus // Virology. 2001- 286 (1): 182−196.
  90. Joo D., Nolte A., Calendar R., Zhou Y., Jin D. Multiple regions on the Escherichia coli heat shock transcription factor sigma32 determine core RNA polymerase binding specificity // J. Bacteriol. 1998- 180(5): 1095−1102.
  91. Juang Y., Helmann J. A promoter melting region in the primary sigma factor of Bacillus subtilis. Identification of functionally important aromatic amino acids // J. Mol. Biol. 1994- 235 (5): 14 701 488.
  92. Kapanidis A., Margeat E., Ho S., Kortkhonjia E., Weiss S., Ebright R. Initial transcription by RNA polymerase proceeds through a DNA-scrunching mechanism // Science. 2006- 314 (5802): 1144−1147.
  93. Kenney T., Moran CP Jr. Genetic evidence for interaction of sigma A with two promoters in Bacillus subtilis // J. Bacteriol. 1991- 173 (11): 3282−3290.
  94. Kettenberger H., Armache K., Cramer P. Complete RNA polymerase II elongation complex structure and its interactions with NTP and TFIIS // Mol. Cell. 2004- 16 (6): 955−965.
  95. Kireeva M., Kashlev M. Mechanism of sequence-specific pausing of bacterial RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009- 106 (22): 8900−8905.
  96. Kirkegaard K., Buc H., Spassky A., Wang J. Mapping of single-stranded regions in duplex DNA at the sequence level: single-strand-specific cytosine methylation in RNA polymerase-promoter complexes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983- 80 (9): 2544−2548.
  97. Ko D., Marr M., Guo J., Roberts J. A surface of Escherichia coli sigma 70 required for promoter function and antitermination by phage lambda Q protein // Genes Dev. 1998- 12(20): 3276−3285.
  98. Komissarova N., Becker J., Solter S., Kireeva M., Kashlev M. Shortening of RNA: DNA hybrid in the elongation complex of RNA polymerase is a prerequisite for transcription termination // Mol. Cell. 2002- 10(5): 1151−1162.
  99. Komissarova N., Kashlev M. RNA polymerase switches between inactivated and activated states by translocating back and forth along the DNA and the RNA // J. Biol. Chem. 1997-a- 272 (24): 15 329−15 338.
  100. Komissarova N., Kashlev M. Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded // Proc. Natl. Acad. Sei USA. 1997-b- 94(5): 1755−1760.
  101. Komissarova N., Kireeva M., Becker J., Sidorenkov I., Kashlev M. Engineering of elongation complexes of bacterial and yeast RNA polymerases// Methods Enzymol. 2003- 371: 233−251.
  102. Korzheva N., Mustaev A., Kozlov M., Malhotra A., Nikiforov V., Goldfarb A., Darst S. A structural model of transcription elongation// Science. 2000- 289 (5479): 619−625.
  103. Korzheva N., Mustaev A., Nudler E., Nikiforov V., Goldfarb A. Mechanistic model of the elongation complex of Escherichia coli RNA polymerase // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1998- 63: 337−345.
  104. Koulich D., Borukhov S. Distinct functions of N and C-terminal domains of GreA, an Escherichia coli transcript cleavage factor // J. Mol. Biol. 1998- 276(2): 379−389.
  105. Krummel B., Chamberlin M. RNA chain initiation by Escherichia coli RNA polymerase. Structural transitions of the enzyme in early ternary complexes // Biochemistry. 1989- 28 (19): 78 297 842.
  106. Kulbachinskiy A., Bass I., Bogdanova E., Goldfarb A., Nikiforov V. Cold sensitivity of thermophilic and mesophilic RNA polymerases //J. Bacteriol. 2004- 186 (22): 7818−7820.
  107. Kulbachinskiy A., Mustaev A., Goldfarb A., Nikiforov V. Interaction with free beta' subunit unmasks DNA-binding domain of RNA polymerase sigma subunit // FEBS Lett. 1999- 454 (1−2): 7174.
  108. Kulish D., Lee J., Lomakin I., Nowicka B., Das A., Darst S., Normet K., Borukhov S. The functional role of basic patch, a structural element of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB //J. Biol. Chem. 2000- 275 (17): 12 789−12 798.
  109. Kumar A., Malloch R., Fujita N., Smillie D., Ishihama A., Hayward R. The minus 35-recognition region of Escherichia coli sigma 70 is inessential for initiation of transcription at an «extended minus 10» promoter//J. Mol. Biol. 1993- 232 (2): 406−418.
  110. Kuznedelov K., Minakhin L., Severinov K. Preparation and characterization of recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase //Methods Enzymol. 2003- 370: 94−108.
  111. Landick R. RNA polymerase slides home: pause and termination site recognition // Cell. 1997- 88 (6): 741−744.
  112. Landick R. The regulatory roles and mechanism of transcriptional pausing // Biochem. Soc. Trans. 2006- 34 (Pt 6): 1062−1066. Review.
  113. Landick R., Carey J., Yanofsky C. Translation activates the paused transcription complex and restores transcription of the trp operon leader region // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985- 82 (14): 4663−4667.
  114. Lane W., Darst S. Molecular evolution of multisubunit RNA polymerases: structural analysis // J. Mol. Biol. 2010- a- 395 (4): 686−704.
  115. Lane W., Darst S. Molecular evolution of multisubunit RNA polymerases: sequence analysis // J. Mol. Biol. 2010- b- 395 (4): 671−685.
  116. Laptenko O., Kim S., Lee J., Starodubtseva M., Cava F., Berenguer J., Kong X., Borukhov S. pH-dependent conformational switch activates the inhibitor of transcription elongation // EMBO J. 2006- 25 (10): 2131−2141.
  117. Lau L., Roberts J., Wu R. RNA polymerase pausing and transcript release at the lambda tRl terminator in vitro II J. Biol. Chem. 1983- 258 (15): 9391−9397.
  118. Lee D., Phung L., Stewart J., Landick R. Transcription pausing by Escherichia coli RNA polymerase is modulated by downstream DNA sequences // J. Biol. Chem. 1990- 265 (25): 1 514 515 153.
  119. Leibman M., Hochschild A. A sigma-core interaction of the RNA polymerase holoenzyme that enhances promoter escape // EMBO J. 2007- 26 (6): 1579−1590.
  120. Lesley S., Burgess R. Characterization of the E. coli transcription factor a70: localization of a region involved in the interaction with core RNA polymerase // Biochemistry 1989- 28: 7728−7734.
  121. Levin J., Chamberlin M. Mapping and characterization of transcriptional pause sites in the early genetic region of bacteriophage T7 // J. Mol. Biol. 1987- 196 (1): 61−84.
  122. Liu X., Bushnell D., Kornberg R. Lock and key to transcription: o-DNA interaction // Cell. 2011- 147(6): 1218−1219.
  123. Lonetto M., Gribskov M., Gross C. The sigma70 family: sequence conservation and evolutionary relationships // J. Bacteriol. 1992- 174(12): 3843−3849.
  124. Losick R. and Pero J. Cascades of sigma factors // Cell. 1981. 25 (3): 582−584.
  125. Lowe P. and Malcolm A. Structural properties of Escherichia coli RNA polymerase subunits // Eur. J. Biochem. 1976- 177−188.
  126. Maizels N. The nucleotide sequence of the lactose messenger ribonucleic acid transcribed from the UV5 promoter mutant of Escherichia coli II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973- 70 (12): 35 853 589.
  127. Malhotra A., Severinova E., Darst S. Crystal structure of a sigma70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase // Cell. 1996- 87 (1): 127−136.
  128. Marr M., Datwyler S., Meares C., Roberts J. Restructuring of an RNA polymerase holoenzyme elongation complex by lambdoid phage Q proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001- 98: 89 728 978.
  129. Marr M., Roberts J. Function of transcription cleavage factors GreA and GreB at a regulatory pause site // Mol Cell. 2000- 6 (6): 1275−1285.
  130. Marr M., Roberts J. Promoter recognition as measured by binding of polymerase to nontemplate strand oligonucleotide // Science. 1997- 276(5316): 1258−1260.
  131. Martin E., Sagitov V., Burova E., Nikiforov V., Goldfarb A. Genetic dissection of the transcription cycle. A mutant RNA polymerase that cannot hold onto a promoter // J. Biol. Chem. 1992 5- 267 (28): 20 175−20 180.
  132. McClure W. Rate-limiting steps in RNA chain initiation // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1980- 77 (10): 5634−5638.
  133. Mekler-a V., Minakhin L., Severinov K. A critical role of downstream RNA polymerase-promoter interactions in the formation of initiation complex // J. Biol. Chem. 2011- 286 (25): 2 260 022 608.
  134. Mekler-b V., Pavlova O., Severinov K. Interaction of Escherichia coli RNA polymerase o70 subunit with promoter elements in the context of free o70, RNA polymerase holoenzyme, and the ?'-o70 complex// J. Biol. Chem. 2011- 286 (1): 270−279.
  135. Metzger W., Schickor P., Meier T., Werel W., Heumann H. Nucleation of RNA chain formation by Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase // J. Mol. Biol. 1993- 232: 35−49.
  136. Minakhin L., Nechaev S., Campbell E., Severinov K. Recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase, a new tool for structure-based analysis of transcription // J. Bacteriol. 2001- 183 (1): 7176.
  137. Minchin S., Busby S. Location of close contacts between Escherichia coli RNA polymerase and guanine residues at promoters either with or without consensus -35 region sequences // Biochem. J. 1993- 289 (3): 771−775.
  138. Miropolskaya N., Artsimovitch I., Klimasauskas S., Nikiforov V., Kulbachinskiy A. Allosteric control of catalysis by the F loop of RNA polymerase //Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2009- 106 (45): 18 942−18 947.
  139. Miropolskaya N., Nikiforov V., Klimasauskas S., Artsimovitch I., Kulbachinskiy A. Modulation of RNA polymerase activity through the trigger loop folding // Transcription. 2010- 1 (2): 89−94.
  140. Mooney R. and Landick R. Tethering a70 to RNA polymerase reveals high in vivo activity of a factors and o70-dependent pausing at promoter-distal locations // Genes Dev. 2003- 17 (22): 28 392 851.
  141. Mooney R., Artsimovitch .1, Landick R. Information processing by RNA polymerase: recognition of regulatory signals during RNA chain elongation // J. Bacteriol. 1998−180 (13): 3265−3275. Review.
  142. Mooney R., Schweimer K., Rosch P., Gottesman M., Landick R. Two structurally independent domains of E. coli NusG create regulatory plasticity via distinct interactions with RNA polymerase and regulators // J. Mol. Biol. 2009- 391 (2): 341−358.
  143. Mooney R., Darst S., Landick R. Sigma and RNA polymerase: an on-again, off-again relationship? // Mol. Cell. 2005- 20 (3): 335−345.
  144. Morgan W., Bear D., Litchman B., von Hippel P. RNA sequence and secondary structure requirements for rho-dependent transcription termination // Nucleic Acids Res. 1985- 13 (10): 37 393 754.
  145. Moyle H., Waldburger C., Susskind M. Hierarchies of base pair preferences in the P22 ant promoter//J. Bacteriol. 1991- 173 (6): 1944−1950.
  146. Mukhopadhyay J. Kapanidis A., Mekler V., Kortkhonjia E., Ebright Y., Ebright R. Translocation of o70 with RNA polymerase during transcription. Fluorescence resonance energy transfer assay for movement relative to DNA // Cell. 2001- 106 (4): 453−463.
  147. Murakami K., Darst S. Bacterial RNA polymerases: the wholo story // Curr. Opin. Struct. Biol. 2003- 13(1): 31−39.
  148. Murakami K., Masuda S., Campbell E., Muzzin O., Darst S. Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex// Science. 2002-a- 296 (5571): 1285−1290.
  149. Murakami K., Masuda S., Darst S. Crystallographic analysis of Thermus aquaticus RNA polymerase holoenzyme and a holoenzyme/promoter DNA complex // Methods Enzymol. 2003- 370: 42−53.
  150. Murakami K., Masuda S., Darst S. Structural basis of transcription initiation: RNA polymerase holoenzyme at 4 A resolution // Science. 2002-b- 296 (5571): 1280−1284.
  151. Naryshkin N., Revyakin A., Kim Y., Mekler V., Ebright R. Structural organization of the RNA polymerase-promoter open complex // Cell. 2000- 101 (6): 601−611.
  152. Neuman K., Abbondanzieri E., Landick R., Gelles J., Block S. Ubiquitous transcriptional pausing is independent of RNA polymerase backtracking // Cell. 2003- 115 (4): 437−447.
  153. Nickels B. and Hochschild A. Regulation of RNA polymerase through the secondary channel // Cell. 2004- 118(3): 281−284.
  154. Nickels B., Mukhopadhyay J., Garrity S., Ebright R., Hochschild A. The sigma70 subunit of RNA polymerase mediates a promoter-proximal pause at the lac promoter // Nat. Struct. Mo. l Biol. 2004- 11(6): 544−550.
  155. Nickels B., Roberts C., Sun H., Roberts J., Hochschild A. The o subunit of RNA polymerase is contacted by the XQ antiterminator during early elongation // Mol. Cell. 2002- 10: 611−622.
  156. Nikiforov V. Substrate dependent heterogeneity of initiation by RNA polymerase from thermophilic B. megaterium H FEBS Lett. 1970- 9 (3): 186−188.
  157. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex// Science. 1996- 273 (5272): 211−217.
  158. Nudler E., Mustaev A., Lukhtanov E., Goldfarb A. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase//Cell. 1997- 89(1): 33−41.
  159. Opalka N., Brown J., Lane W., Twist K., Landick R., Asturias F., Darst S. Complete structural model of Escherichia coli RNA polymerase from a hybrid approach // PLoS Biol. 2010- 8(9). pii: el000483.
  160. Opalka N., Chlenov M., Chacon P., Rice W., Wriggers W., Darst S. Structure and function of the transcription elongation factor GreB bound to bacterial RNA polymerase // Cell. 2003- 114 (3): 335 345.
  161. Orlova M., Newlands J., Das A., Goldfarb A., Borukhov S. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1995- 92 (10): 4596−4600.
  162. Ozoline O., Deev A., Archipova M., Chasov V., Travers A. Proximal transcribed regions of bacterial promoters have a non-random distribution of A/T tracts // Nucleic Acids Research. 1999- 27: 4768−4774.
  163. Palangat M., Hittinger C., Landick R. Downstream DNA selectively affects a paused conformation of human RNA polymerase II // J. Mo. Biol. 2004- 341 (2): 429−442.
  164. Pan T., Sosnick T. RNA folding during transcription // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2006- 35: 161−175. Review.
  165. Panaghie G., Aiyar S., Bobb K., Hayward R., de Haseth P. Aromatic avino acids in region 2.3 of Escherichia coli sigma 70 participate collectively in the formation of a RNA polymerase-promoter open complex//J. Mol. Biol. 2000- 299 (5): 1217−1230.
  166. Perdue S., Roberts J. A backtrack-inducing sequence is an essential component of Escherichia coli o (70)-dependent promoter-proximal pausing // Mol. Microbiol. 2010- 78(3): 636−50.
  167. S., Roberts J. 0(7O)-dependent transcription pausing in Escherichia coli II J. Mol Biol. 2011- 412 (5): 782−792.
  168. Polyakov A., Richter C., Malhotra A., Koulich D., Borukhov S., Darst S. Visualization of the binding site for the transcript cleavage factor GreB on Escherichia coli RNA polymerase // J. Mol. Biol. 1998- 281 (3): 465−473.
  169. Proshkin S., Rahmouni A., Mironov A., Nudler E. Cooperation between translating ribosomes and RNA polymerase in transcription elongation // Science. 2010- 328 (5977): 504−508.
  170. Protozanova E., Yakovchuk P., Frank-Kamenetskii M. Stacked-unstacked equilibrium at the nick site of DNA II J. Mo. l Biol. 2004- 342 (3): 775−785.
  171. Raffaelle M., Kanin E., Vogt J., Burgess R., Ansari A. Holoenzyme switching and stochastic release of sigma factors from RNA polymerase in vivo II Mol. Cell. 2005- 20 (3): 357−366.
  172. Remold-O'Donnell E., Zillig W. Purification and properties of DNA-dependent RNA-polymerase from Bacillus stearothermophilus II Eur. J. Biochem. 1969- 7(3): 318−323.
  173. Reppas N., Wade J., Church G., Strahl K. The transition between transcriptional initiation and elongation in E. coli is highly variable and often rate limiting // Mol. Cell. 2006- 24 (5): 747−757.
  174. Revyakin A., Liu C., Ebright R., Strick T. Abortive initiation and productive initiation by RNA polymerase involve DNA scrunching // Science. 2006- 314 (5802): 1139−1143.
  175. Ring B., Yarnell W., Roberts J. Function of E. coli RNA polymerase sigma factor sigma 70 in promoter-proximal pausing // Cell. 1996- 86 (3): 485−493.
  176. Roberts C., Roberts J. Base-specific recognition of the nontemplate strand of promoter DNA by E. coli RNA polymerase // Cell. 1996- 86 (3): 495−501.
  177. Roberts J. Biochemistry. RNA polymerase, a scrunching machine // Science. 2006- 314 (5802): 1097−1098.
  178. Roberts J., Shankar S., Filter J. RNA polymerase elongation factors // Annu. Rev. Microbiol. 2008- 62: 211−233. Review.
  179. Roberts J., Yarnell W., Bartlett E., Guo J., Marr M., Ko D., Sun H., Roberts C. Antiterm? nation by bacteriophage lambda Q protein // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1998- 63: 319−325. Review.
  180. Rong J., Helmann J. Genetic and physiological studies of Bacillus subtilis sigma A mutants defective in promoter melting // J. Bacteriol. 1994- 176 (17): 5218−5224.
  181. Ross W., Gosink K., Salomon J., Igarashi K., Zou C., Ishihama A., Severinov K., Gourse R. A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the alpha subunit of RNA polymerase // Science. 1993- 262 (5138): 1407−1413.
  182. Rozovskaya T., Chenchik A., Beabealashvilli R. Processive pyrophosphorolysis of RNA by Escherichia coli RNA polymerase // FEBS Lett. 1982- 137(1): 100−104.
  183. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. Molecular cloning. 1989. Cold Spring Harbour Press.
  184. Santangelo T., Artsimovitch I. Termination and antitermination: RNA polymerase runs a stop sign //Nat. Rev. Microbiol. 2011- 9 (5): 319−329. Review.
  185. Sasse-Dwight S., Gralla J. KMnC>4 as a probe for lac promoter DNA melting and mechanism in vivo//J. Biol. Chem. 1989- 264 (14): 8074−8081.
  186. Schroeder L., deHaseth P. Mechanistic differences in promoter DNA melting by Thermus aquaticus and Escherichia coli RNA polymerases // J. Biol. Chem. 2005- 280(17): 17 422−17 429.
  187. Schwartz E., Shekhtman A., Dutta K., Pratt M., Cowburn D., Darst S., Muir T. A full-length group 1 bacterial sigma factor adopts a compact structure incompatible with DNA binding // Chem Biol. 2008- 15(10): 1091−1103.
  188. Selby C., Sancar A. Molecular mechanism of transcription-repair coupling // Science. 1993- 260 (5104): 53−58.
  189. Selth L., Sigurdsson S., Svejstrup J. Transcript Elongation by RNA Polymerase II // Annu Rev Biochem. 2010- 79: 271−293. Review.
  190. Severinova E., Severinov K., Fenyo D., Marr M., Brody E., Roberts J., Chait B., Darst S. Domain organization of the Escherichia coli RNA polymerase sigma 70 subunit // J. Mol. Biol. 1996- 263 (5): 637−647.
  191. Sevostyanova A., Feklistov A., Barinova N., Heyduk E., Bass I., Klimasauskas S., Heyduk T., Kulbachinskiy A. Specific recognition of the -10 promoter element by the free RNA polymerase sigma subunit// J. Biol. Chem. 2007- 282 (30): 22 033−22 039.
  192. Shaevitz J., Abbondanzieri E., Landick R., Block S. Backtracking by single RNA polymerase molecules observed at near-base-pair resolution //Nature. 2003- 426 (6967): 684−687.
  193. Shankar S., Hatoum A., Roberts J. A transcription antiterminator constructs a NusA-dependent shield to the emerging transcript // Mol. Cell. 2007- 27 (6): 914−927.
  194. Sharp M., Chan C., Lu C., Marr M., Nechaev S., Merritt E., Severinov K., Roberts J., Gross C. The interface of sigma with core RNA polymerase is extensive, conserved, and functionally specialized//Genes Dev. 1999- 13(22):3015−3026.
  195. Shimamoto N., Kamigochi T., Utiyama H. Release of the o subunit of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase depends mainly on time elapsed after start of initiation, not on length of product RNA//J. Biol. Chem. 1986- 261 (25): 11 859−11 865.
  196. Sidorenkov I., Komissarova N., Kashlev M. Crucial role of the RNA: DNA hybrid in the processivity of transcription // Mol. Cell. 1998- 2 (1): 55−64.
  197. Siegele D., Hu J., Walter W., Gross C. Altered promoter recognition by mutant forms of the sigma 70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase // J. Mol. Biol. 1989- 206 (4): 591−603.
  198. Sosunov V., Sosunova E., Mustaev A., Bass I., Nikiforov V., Goldfarb A. Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase // EMBO J. 2003- 22 (9): 22 342 244.
  199. Sosunova E., Sosunov V., Kozlov M., Nikiforov V., Goldfarb A., Mustaev A. Donation of catalytic residues to RNA polymerase active center by transcription factor Gre // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003- 100 (26): 15 469−15 474.
  200. Stebbins C., Borukhov S., Orlova M., Polyakov A., Goldfarb A., Darst S. A. Crystal structure of the GreA transcript cleavage factor from Escherichia coli 11 Nature. 1995 (6515) — 373: 636−640.
  201. Steitz T. A mechanism for all polymerases // Nature. 1998- 391 (6664): 231−232.
  202. Stepanova E., Lee J., Ozerova M., Semenova E., Datsenko .K, Wanner B., Severinov K., Borukhov S. Analysis of promoter targets for Escherichia coli transcription elongation factor GreA in vivo and in vitro//J. Bacteriol. 2007- 189 (24): 8772−8785.
  203. Straney D., Crothers D. Comparison of the open complexes formed by RNA polymerase at the Escherichia coli lacUV5 promoter//J. Mol. Biol. 1987- 193 (2): 279−292.
  204. Sweetser D., Nonet M., Young R. Prokaryotic and eukaryotic RNA polymerases have homologous core subunits // Proc. Natl. Acad. Sci USA. 1987- 84(5): 1192−1196.
  205. Sydow J., Cramer P. RNA polymerase fidelity and transcriptional proofreading // Curr. Opin. Struct. Biol. 2009- 19 (6): 732−739.
  206. Sztiller-Sikorska M., Heyduk E., Heyduk T. Promoter spacer DNA plays an active role in integrating the functional consequences of RNA polymerase contacts with -10 and -35 promoter elements//Biophys. Chem. 2011- 159 (1): 73−81.
  207. Tang G., Roy R., Bandwar R., Ha T., Patel S. Real-time observation of the transition from transcription initiation to elongation of the RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009- 106 (52): 22 175−22 180.
  208. Toulokhonov I., Artsimovitch I., Landick R. Allosteric control of RNA polymerase by a site that contacts nascent RNA hairpins // Science. 2001- 292 (5517): 730−733.
  209. Toulokhonov I., Landick R. The flap domain is required for pause RNA hairpin inhibition of catalysis by RNA polymerase and can modulate intrinsic termination // Mol. Cell. 2003- 12 (5): 11 251 136.
  210. Toulokhonov I., Zhang J., Palangat M., Landick R. A central role of the RNA polymerase trigger loop in active-site rearrangement during transcriptional pausing // Mol. Cell. 2007- 27 (3): 406−19.
  211. Travers A. and Burgess R. Cyclic reuse of the RNA-polymerase a factor // Nature. 1969- 222. 537−540.
  212. Travers A. Promoter sequence for stringent control of bacterial ribonucleic acid synthesis // J. Bacterid. 1980- 141 (2): 973−976.
  213. Uptain S., Kane C., Chamberlin M. Basic mechanisms of transcript elongation and its regulation // Annu. Rev. Biochem. 1997- 66: 117−172.
  214. Vassylyev D., Sekine S., Laptenko O., Lee J., Vassylyeva M., Borukhov S., Yokoyama S. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 A resolution // Nature. 2002- 417 (6890): 712−719.
  215. Vassylyev D., Vassylyeva M., Perederina A., Tahirov T., Artsimovitch 1. Structural basis for transcription elongation by bacterial RNA polymerase//Nature. 2007-a- 448 (7150): 157−162.
  216. Vassylyev D., Vassylyeva M., Zhang J., Palangat M., Artsimovitch 1., Landick R. Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase // Nature. 2007-b- 4 48 (7150): 163−168.
  217. Vassylyeva M., Svetlov V., Dearborn A., Klyuyev S., Artsimovitch I., Vassylyev D. The carboxy-terminal coiled-coil of the RNA polymerase beta'-subunit is the main binding site for Gre factors // EMBO Rep. 2007- 8 (11): 1038−1043.
  218. Vieille C., Zeikus G. Hyperthermophilic enzymes: sources, uses, and molecular mechanisms for thermostability//Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001- 65(1): 1−43.
  219. Villain-Guillot P., Bastide L., Gualtieri M., Leonetti J. Progress in targeting bacterial transcription // Drug Discov. Today. 2007- 12 (5−6): 200−208. Review.
  220. Vuthoori S., Bowers C., McCracken A., Dombroski A., Hinton D. Domain 1.1 of the sigma (70) subunit of Escherichia coli RNA polymerase modulates the formation of stable polymerase/promoter complexes//J. Mol. Biol. 2001- 309 (3): 561−572.
  221. Waldburger C., Gardella T., Wong R., Susskind M. Changes in conserved region 2 of Escherichia coli sigma70 affecting promoter recognition // J. Mol. Biol. 1990- 215 (2): 267−276.
  222. Waldburger C., Susskind M. Probing the informational content of Escherichia coli sigma 70 region 2.3 by combinatorial cassette mutagenesis//J. Mol. Biol. 1994- 235 (5): 1489−1500.
  223. Wang D., Bushnell D., Westover K., Kaplan C., Kornberg R. Structural basis of transcription: role of the trigger loop in substrate specificity and catalysis // Cell. 2006- 127 (5): 941−954.
  224. Wang D., Hawley D. Identification of a 3'~>5' exonuclease activity associated with human RNA polymerase U // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1993- 90 (3): 843−847.
  225. Wosten M. Eubacterial sigma-factors // FEMS Microbiol. Rev. 1998. 22 (3): 127−150.
  226. Xue Y., Hogan B., Erie D. Purification and initial characterization of RNA polymerase from Thermus thermophilics strain HB8 // Biochemistry. 2000- 39(46): 14 356−14 362.
  227. Yanez R., Rodriguez J., Nogal M., Yuste L., Enriquez C., Rodriguez J., Vinuela E. Analysis of the complete nucleotide sequence of African swine fever virus // Virology. 1995- 208 (1): 249−278.
  228. Yang X., Lewis P. The interaction between bacterial transcription factors and RNA polymerase during the transition from initiation to elongation // Transcription. 2010- 1 (2): 66−69.
  229. Yarnell W., Roberts J. The phage lambda gene Q transcription antiterminator binds DNA in the late gene promoter as it modifies RNA polymerase // Cell. 1992- 69 (7): 1181−1189.
  230. Young В., Gruber Т., Gross C. Minimal machinery of RNA polymerase holoenzyme sufficient for promoter melting // Science. 2004- 303 (5662): 1382−1384.
  231. Young В., Gruber Т., Gross C. Views of transcription initiation // Cell. 2002- 109 (4): 417−20.
  232. Zaychikov E., Martin E., Denissova L., Kozlov M., Markovtsov V., Kashlev M., Heumann H., Nikiforov V., Goldfarb A., Mustaev A. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center//Science. 1996- 273 (5271): 107−109.
  233. Zenkin N., Kulbachinskiy A., Yuzenkova Y., Mustaev A., Bass I., Severinov K., Brodolin K. Region 1.2 of the RNA polymerase sigma subunit controls recognition of the -10 promoter element // EMBO J. 2007- 26 (4): 955−964.
  234. Zhang G., Campbell E., Minakhin L., Richter C., Severinov K., Darst S. Crystal structure of Thermits aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution // Cell. 1999- 98 (6): 811−824.
  235. Zhang J., Palangat M., Landick R. Role of the RNA polymerase trigger loop in catalysis and pausing//Nat. Struct. Мої. Biol. 2010- 17 (1): 99−104.
  236. Zhou Y., Navaroli D., Enuameh M., Martin C. Dissociation of halted T7 RNA polymerase elongation complexes proceeds via a forward-translocation mechanism // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007- 104 (25): 10 352−10 357.
  237. С., Юзенкова Ю., Северинов К. Низкомолекулярные ингибиторы бактериальной ДНК-зависимой РНК-полимеразы // Молекулярная биология. 2006. 40 (6): 971−981.
  238. А., Ершова Г., Коржева Н., Бродолин К., Никифоров В. Г. 2002. Мутации в Р'-субъединице РНК-полимеразы Escherichia coli, влияющие на взаимодействие с передним дуплексом ДНК в элонгационном комплексе // Генетика. 2002. 38 (10): 1422−1427.
  239. А., Никифоров В., Бродолин К. Различия контактов РНК-полимераз Escherichia coli и Thermus aquaticus с /acUV5-np0M0T0p0M определяются кор-ферментом РНК-полимеразы // Биохимия. 2005. 70 (11): 1493−1497.
  240. , О., Северинов, К. Постгрансляционно-модифицированные микроцины // Генетика. 2006. 42 (12): 1636−1646.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!