Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа: роль в регуляции энергетического обмена, индукции апоптоза и агрегации белков

Диссертация: Глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа: роль в регуляции энергетического обмена, индукции апоптоза и агрегации белков
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Для многих ГАФД, выделенных из различных источников, была определена полная первичная структура с помощью традиционного анализа аминокислотной последовательности. Такой анализ был проведен для ГАФД из скелетных мышц свиньи (152), мышц человека (268), омара (86), пекарских дрожжей (182), Bacillus stecirothermophihis (212), Thermus aquaticus (153). При этом определен наиболее консервативный участок… Читать ещё >

Глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа: роль в регуляции энергетического обмена, индукции апоптоза и агрегации белков (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ВВЕДЕНИЕ
  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. В-ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-З-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗА: ОСНОВНЫЕ СВОЙСТВА
  • 2. ОСНОВНЫЕ СТРУКТУРНЫЕ И ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ОСОБЕННОСТИ ШАПЕРОНОВ
  • 3. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ АНТИТЕЛ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ РЕНАТУРАЦИИ БЕЛКОВ И ДЛЯ ИНГИБИРОВАНИЯ ФЕРМЕНТОВ
  • 4. НЕКАНОНИЧЕСКИЕ ФУНКЦИИ ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД
  • ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
  • 1. РАЗОБЩЕНИЕ ГЛИКОЛИЗА ПРИ ИНДУКЦИИ АЦИЛФОСФАТАЗНОЙ АКТИВНОСТИ ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-3-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ
  • 2. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ГАФД С НУКЛЕИНОВЫМИ КИСЛОТАМИ
  • 3. ИЗМЕНЕНИЕ ВНУТРИКЛЕТОЧНОЙ ЛОКАЛИЗАЦИИ ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-З-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ ПРИ ИНДУКЦИИ АПОПТОЗА
  • 4. БЛОКИРОВАНИЕ ШАПЕРОНИНА GroEL НЕНАТИВНЫМИ ФОРМАМИ ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-З-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗ
  • 5. ПОЛУЧЕНИЕ АНТИТЕЛ, ИНАКТИВИРУЮЩИХ ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-З-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗУ, И ИХ ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ДЛЯ СНИЖЕНИЯ АКТИВНОСТИ ФЕРМЕНТА
  • ВЫВОДЫ

Белок-белковые взаимодействия лежат в основе многих процессов, протекающих в клетке. Их роль в регуляции жизнедеятельности достаточно хорошо известна, однако каждый год появляется информация о принципиально новых процессах, в которые вовлечены белок-белковые взаимодействия. Особенно важно, что целый ряд патологических состояний клетки может возникать из-за нарушения «правильных» взаимодействий между белками. Принципиально новая ситуация возникла после открытия целого класса белков (а точнее полибелковых комплексов) — шаперонов и шаперонинов (так называемых «белков теплового шока»). Стало очевидным, что сворачивание белков, образование олигомерных белковых структур и перемещение белков между внутриклеточными компартментами не спонтанный процесс, а сложный механизм, зависящий от эффективности действия системы белков теплового шока. Эти белки, как оказалось, присутствуют (и работают) в клетках и в обычных условиях, а не только в экстремальных. Эффективность функционирования шаперонов, несомненно, регулируется совокупностью всех белков и полипептидных цепей, присутствующих в клетке. Особую роль в такой регуляции должны играть нативные и ненативные формы глицеральдельдегид-3-фосфатдегидрогеназы, которая, с одной стороны, содержится в клетке в очень высокой концентрации, а с другой, является мишенью для различных окислителей и других химических реагентов, так как обладает высокореакционноспособными сульфгидрильными группами активного центра. Именно этим аспектам посвящена настоящая работа, причем основным объектом достаточно разнопланового исследования является необычный фермент — глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа, на некоторых особенностях которого мы хотели бы остановиться во «Введении».

Хорошо известно, что ГАФД является одним из важнейших гликолитичских ферментов, так как осуществляет реакцию гликолитической оксидоредукции, в результате которой образуется макроэргическое соединение — 1,3-дифосфоглицерат — и МАЕ) Н. Именно эта функция фермента изучалась наиболее интенсивно с конца 30-ых до начала 80-ых годов прошлого века. В результате интенсивных исследований, в ходе которых ГАФД превратилась в излюбленный модельный объект многих известнейших биохимиков (Эфраим Рэкер, Пауль Боейр, Кошланд, Перхам, Россман), было практически все выяснено о механизме катализируемой ГАФД реакции, обо всех уровнях структуры фермента и об особенностях его регуляции. Интерес к ферменту объяснялся и тем, что его очень просто было выделить из практически любого источника — простым фракционированием с помощью сульфата аммония можно было получить сотни миллиграммов гомогенного фермента из килограмма мышечной ткани. Простота выделения объяснялась тем, что содержание ГАФД составляет 10−20% от общего количества растворимых белков клетки, на порядок превосходя содержание других ферментов гликолиза. Энзимологи с удовольствием пользовались такой особенностью фермента, не особенно задумываясь о причинах столь высокого содержания фермента в клетке. Однако постепенно накапливалась информация о том, что ГАФД может участвовать в процессах, которые не связаны непосредственно с ее участием в гликолизе. Прежде всего, многие исследователи обратили внимание на способность ГАФД взаимодействовать с другими белками, а также с нуклеиновыми кислотами и даже внутриклеточными структурами. Приписать такому взаимодействию функциональное значение долгое время не удавалось из-за обычных возражений о неспецифичности такого рода связывания. Суть этих скептических замечаний заключалась в следующем — белок (ГАФД), положительно заряженный при физиологических значениях рН и ионной силы, связывается с любыми отрицательно заряженными биомолекулами, а высокое содержание фермента в клетке увеличивает вероятность выявления такого взаимодействия. Следовательно, это взаимодействие не является специфичным именно для ГАФД, а характерно для многих белков со сходным зарядом, и не следует говорить о возможной роли такого взаимодействия в регуляции жизнедеятельности клетки. Однако в этих рассуждениях было одно противоречие — даже если допустить, что специфичность взаимодействия ГАФД с другими биомолекулями не слишком велика, то только за счет высокой концентрации этого белка в клетке именно связывание ГАФД с другими белками и нуклеиновыми кислотами будет доминирующим процессом. Наша работа связана с подтверждением концепции, согласно которой ГАФД вовлечена в целый ряд протекающих в клетке процессов, которые не связаны непосредственно с ее гликолитической функцией.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Как уже было отмечено во введении, данная работа посвящена изучению роли глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы в регуляции энергетического обмена, индукции апоптоза и развитии амилоидозов. Целью работы является не только изучение механизмов этих процессов, но и поиск путей вмешательства в патологические изменения жизнедеятельности клетки и, в конечном итоге, разработка подходов, позволяющих предотвратить те патологические процессы, в которых глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа играет ключевую роль. В соответствии с этим был построен данный обзор литературы. В основной его части рассмотрены неканонические функции глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, которые не связаны непосредственно с осуществлением этим ферментом реакции гликолитической оксидоредукции, а также всевозможные процессы (в том числе и патологические), в которые этот фермент вовлечен. В этом заключительном разделе обзора литературы мы попытались максимально полно отразить всю имеющуюся информацию, отдавая себе отчет в том, что не все эти сведения подтверждены окончательно, а интерпретация экспериментальных данных часто носит весьма спекулятивный характер. Тем не менее, для иллюстрации разнообразия процессов, в которые вовлечена глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа, мы сочли необходимым описать все известные экспериментальные данные, сопроводив их соответсвующими комментариями. Так как работа в основном посвящена глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназе, то в первом разделе обзора литературы мы описали основные свойства этого фермента, касающиеся его строения, каталитических и регуляторных свойств, уделив особое внимание тем особенностям дегидрогеназы, которые имеют непосредственное отношение к нашей экспериментальной работе. Наряду с изучением роли глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы в регуляции энергетического обмена, в представленной работе мы уделили особое внимание экспериментальному доказательству гипотезы о необратимом блокировании шаперонов такими формами белков, которые в принципе неспособны свернуться в нативную конформацию. В связи с этим отдельный раздел обзора литературы посвящен описанию основных свойств шаперонов и, прежде всего, шаперонина GroEL, являющегося основным объектом нашего исследования. Отдельный экспериментальный раздел работы связан с получением антител к различным конформациям белков и с их использованием как для изучения процеесов ренатурации белков, так и для создания на основе антител специфических ингибиторов, действие которых основано на белок-белковых взаимодействиях. Описанию основных свойств антител, особенностей получения моноклональных и поликлональных антител и процессов, происходящих при взаимодействии антител с белками антигенами, посвящен третий раздел данного обзора.

1. D-ГЛИЦЕРАЛЬДЕГИД-З-ФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗА:

ОСНОВНЫЕ СВОЙСТВА.

Механизм реакции, катализируемой ГАФД.

Глицеральдегид — 3 — фосфатдегидрогеназа (D — глицеральдегид — 3 -фосфат: NAD оксидоредуктаза фосфорилирующая — КФ 1.2.1.12) — фермент гликолиза, катализирующий обратимое окислительное фосфорилирование D-глицеральдегид-З-фосфата до 1,3- дифосфоглицерата при участии NAD в качестве кофактора.

Реакция окисления D — глицеральдегид — 3 — фосфата протекает следующим образом: на первой стадии происходит связывание кофермента NAD в активном центре, которое сопровождается появлением полосы поглощения при 345−360 нм («полосы Рэкера») за счет образования комплекса с переносом заряда между SH-группой 149 остатка цистеина и NAD. Остаток Cys 149 в данном случае выступает в качестве донора электрона, а пиридиновое кольцо NAD — в качестве акцептора (293). Субстрат взаимодействует с SH-группой 149 остатка цистеина с образованием тиополуацеталя, «полоса Рэкера» при этом исчезает. Затем происходит перенос гидрид-иона от связанного субстрата на NAD с образованием тиоэфира и восстановленного NADH. Для осуществления следующего этапа необходима замена NADH на NAD. Связывание NAD, по-видимому, приводит к конформационным перестройкам в молекуле дегидрогеназы, которые необходимы для фосфоролиза ацилфермента, при котором происходит образование 1,3 — дифосфоглицериновой кислоты (3 80) (рис. 1).

Каталитические свойства дегидрогеназ из различных источников сильно отличаются. Для ГАФД из дрожжей рН — оптимум активности находится в щелочной области и равен 7,9 (387), а для ГАФД из скелетных мышц крысы — 8,9 (12). рН — оптимум активности для термостабильной ГАФД находится в еще более щелочной области и равен 9,9 (251).

Совокупность данных по химической модификации и рентгеноструктурному анализу указывает на участие в каталитическом акте следующих аминокислотных остатков. Основную роль в катализе играет Cys 149, который участвует в связывании кофактора и образует ковалентную связь с ФГА. По-видимому, высокая реакционная способность сульфгидрильной группы Cys 149, объясняется, системой оттягивания протона, состоящей из локализованных в области активного центра остатков His 176 и Туг 311 (58).

OH R.

ESH 2 pS-CH 3 s-c = 0 t R ^ t.

NAD NAD t-NADH.

NADH E s-c=o I R R SH (1,3dPG) fi p—S-C = 0 f nNAD.

Eonp.ourug E.

NAD неорганическии фосфат.

Рис. 1. Кинетический механизм катализируемой ГАФД реакции.

Стадии: 1 — связывание глицеральдегид — 3 — фосфата с холоферментом;

2 — образование тиополуацеталя;

3 — перенос гидрид — иона;

4 — освобождение NADH;

5 — связывание NAD с ацил — ферментом;

6 — фосфоролиз;

7 — освобождение 1,3 — дифосфоглицерата. R= СН (0Н)СН20Р032″ .

Определенную роль в катализе играет остаток Гис 38, т.к. его разрушение приводит к частичной потере ферментативной активности (119). Однако, его функция, по-видимому, заключается в создании определенной конформации молекулы, а не в участии в собственно каталитическом акте, поскольку этот аминокислотный остаток обнаружен только у ферментов из мышц млекопитающих. Катионные локусы в активном центре ГАФД формируют остатки Lys 191 и Arg 231. Таким образом, роль остатка аргинина может заключаться в дестабилизации положительного заряда на протонированном остатке His 176, что облегчает нуклеофильную атаку Cys 149 на карбонильный углерод субстрата. После превращения карбонильной группы субстрата в спиртовую возникает возможность образования водородной связи между ней и His 176. Благодаря этому достигается оптимальная ориентация субстрата относительно никотинамидного кольца кофактора и облегчается перенос гидрид-иона, сопровождающийся образованием ацил-тиоэфирного производного. Взаимодействие между положительно заряженной гуанидиновой группировкой Arg 231 и отрицательно заряженной фосфатной группой субстрата может также способствовать правильной ориентации участников реакции относительно друг друга (258).

В активном центре холодегидрогеназы были выявлены два анион-связывающих участка, которые были идентифицированы как Pi-центр (центр связывания неорганического фосфата, образуемый остатками Ser 148, Тгр 150, Тгр 208), и Ps-центр (центр связывания фосфатной группы субстрата, образованный остатками Arg 231, Тгр 179, Asn 181) (338,421). В формировании последнего принимает участие также гидроксильная группа второго углеродного атома никотинамидной рибозы молекулы NAD+, что подтверждает высказанное раннее предположение о том, что формирование Ps участка требует присутствия NAD (260).

Результаты анализа структуры комплекса холофермента с глицерол-3-фосфатом, фосфатная группа которого связывается не в Ps, а в Pi участке, позволили допустить, что характер взаимодействия «фосфатного хвоста» молекулы субстрата с активным центром меняется при переходе от окислительной стадии реакции к стадии деацилирования. Так, при образовании тиополуацеталя и в следующей за ним оксидоредукции субстрат остается фиксированным, благодаря связыванию с Р1 участком, «соскальзывая» с него в результате конформационного изменения, вызываемого заменой ИАБН на КАЭ, и переходя на «собственный» — Рз участок, откуда и осуществляет нуклеофильную атаку на первый углеродный атом субстрата в реакции фосфоролиза (338). Данный механизм соответствует изображенному на рис. 2 а.

Но существует и другой предполагаемый механизм, предложенный Юн и соавторами. Наложение структуры бинарного комплекса фермента с NAD на структуру комплекса апофермента с тиополуацеталем (связанном в Р1 центре) позволило выявить существование взаимодействия между кислородом гидроксильной группы при первом углероде тиополуацеталя и никотинамидным кольцом ЫА1). Это указывает на вероятность участия КАБ в стабилизации переходного состояния реакции образования тиополуацеталя, происходящего в Р1 центре, и поддерживает концепцию первоначального связывания субстрата с этим центром. Однако развиваемая авторами модель «соскальзывания» интермедиата на другой центр, схематически изображенная на рис. 2 б, предполагает, что перемещение фосфатной группы на Рэ центр предшествует стадии переноса гидрид-иона, т. е. образованию комплекса ацил-фермент/КАГ). Вероятно, это становится возможным благодаря локальным конформационным изменениям, наблюдаемым в подвижной петле, соединяющей тяж р2 и спираль 212−214, приводящим к приближению кластера остатков центра Р1 к каталитически важному Суэ 149 (421).

Таким образом, одной из причин, объясняющей первоначальное связывание субстрата с Р1 центром, возможно, является создание наиболее благоприятных стерических условий для образования тиополуацеталя. Однако его дальнейшие превращения, согласно развиваемой авторами модели, происходят уже при связывании фосфатной группы субстрата в Рб центрепри этом в процессе «соскальзывания» (рис. 2 б, стадия 2) конформация молекулы тиополуацеталя изменяется в результате вращения вокруг связи между С1 и С2 атомами (421).

Отсутствие структурных данных для тройных комплексов, образующихся на разных стадиях реакции, не позволяет пока дать ответ, какая из предложенных моделей верна. Но накопленный к настоящему времени объем информации уже вряд ли позволяет сомневаться в том, что «соскальзывание» субстрата с одного анион-связывающего центра на другой представляет собой существенный элемент каталитического механизма ГАФД, потенциально способный быть вовлеченным и в регуляцию функционирования фермента (11).

Су*149 I 5. с-с-о- 1 м-с-он н-с-н о НО-Р-СГ А.

Рис. 2. Два предполагаемых механизма участия анионсвязывающих центров в ориентации субстрата в активном центре ГАФД в комплексе с коэнзимом на разных стадиях катализа. а: 1. тиополуацеталь, связанный фосфатной группой в Р1 центре подвергается окислению с образованием тройного комплекса З-фосфоглицероил-фермент/ЫАОН- 2. последующая замена ЫАЭН на ЫАЭ приводит к конформационной изомеризации ацил-фермента, сопровождающейся «соскальзыванием» фосфатной группы с центра Р1 на центр Рбцентр Р1 заполняется неорганическим фосфатом- 3. неорганический фосфат, связанный в центре Р1, атакует первый углерод ацил-фермента с образованием 1,3-Дифосфоглицерата. б: 1. образование тиополуацеталя, происходящее при связывании его фосфатной группы в центре Р1, ускоряется за счет стабилизации оксианиона переходного состояния положительным зарядом ЫАО- 2. фосфатная группа тиополуацеталя «соскальзывает» на центр Рб, благодаря изменению геометрии молекулы тиополуацеталя. Возможно, что освободившийся центр Р1 заполняется неорганическим фосфатом. Стадии оксидоредукции (3), обмена нуклеотидов (4) и фосфоролиза (5) идут при фиксации фосфатной группы субстрата в центре Рэ.

Особенности первичной и пространственной стуктур ГАФД из различных источников.

Для многих ГАФД, выделенных из различных источников, была определена полная первичная структура с помощью традиционного анализа аминокислотной последовательности. Такой анализ был проведен для ГАФД из скелетных мышц свиньи (152), мышц человека (268), омара (86), пекарских дрожжей (182), Bacillus stecirothermophihis (212), Thermus aquaticus (153). При этом определен наиболее консервативный участок в молекуле фермента — им оказался участок из 17 аминокислот, содержащий реакционноспособный Cys 149 активного центра. У ГАФД, выделенных из 14 различных источников, в том числе отдаленных филогенетически (мышцы человека, омара, пекарские дрожжи), не было обнаружено ни одной замены аминокислотных остатков в этом пептиде. В последние десятилетия для ГАФД из большого числа источников первичная структура была определена исходя из структуры соответствующих генов: ГАФД мышц кролика (27), специфической ГАФД сперматозодидов (402), ГАФД из E. coli (54) и многих других (55, 65, 78, 104, 111, 317, 371, 381, 384, 429). Сравнение дегидрогеназ из разных источников показывает, что для первичных структур всех изученных дегидрогеназ характерна высокая степень гомологии — 70−95%. Особняком в этом ряду стоит специфическая ГАФД сперматозодидов, которая кроме 330 остатков, характерных для остальных дегидрогеназ, содержит 72 членный фрагмент, необходимый для прикрепления фермента к сократительным белкам жгутика сперматозоидов (401, 403, 405). Тем не менее даже для этого белка, который кодируется специальным геном, расположенным в 19 хромосоме, то есть не там, где локализован ген соматической дегидрогеназы, характерна высокая степень гомологии для основного 330-членного пептида (403).

Нативные молекулы всех изученных глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназ состоят из четырех химически идентичных субъединиц (полипептидных цепей), каждая их которых формирует собственный активный центр (рис. 3). Молекулярная масса тетрамера ГАФД составляет 144 кДа. Полипептидные цепи, из которых состоит дегидрогеназа, содержат около 330 остатков аминокислот и имеют молекулярную массу 36 кДа.

Каждая субъединица тетрамерной молекулы ГАФД построена из двух доменов — NAD-связывающего и каталитического (рис. 4). Расположение активного центра в районе междоменной области обеспечивает тесную зависимость его конформационного состояния от характера взаимодействия NAD-связывающего и каталитического доменов в составе каждого мономера.

Кристаллографические исследования позволили с высоким разрешением расшифровать пространственные структуры ГАФД из различных источников: апои холоформ дегидрогеназы из мышц омара (257), скелетных мышц человека (239), облигатных и факультативных термофильных бактерий Bacillus stearothermophilus (338) и Bacillus coagulans (146), Methanothermus fervidus (111), Sulfolobus solfataricus (177) Leishmania mexicana (364).

NAD «• к * я~ ~ # А. *** # ¦ ^ > binding^» '.

S, teS, * ^ NAD binding.

— - ' ', 4.' к.

Glyceraldehyde 3-Phosphate Dehydrogenase.

Рис. 3. Пространственная структура тетрамера глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы (по данным рентгеноструктурного анализа).

Каталитический.

NAD связывающий.

NAD.

Рис. 4. Пространственная структура мономера холодегидрогеназы из Bacillus stearothermophilus (338).

Молекулярная масса мономера ГАФД 36 кДа, каждый мономер содержит 4 SH-группы.

В последние годы, в связи с выяснением роли ГАФД в развитии целого ряда заболеваний, были с высоким разрешением расшифрованы пространственные структуры ГАФД из различных тканей млекопитающих (82, 176, 181). Это позволит моделировать взаимодействие ГАФД из определенных источников с потенциальными лекарственными препаратами методами молекулярной динамики. Во всех случаях четвертичная структура молекул имела сходное строение и симметрию 222, т. е. обладала тремя осями симметрии второго порядка (Я, Р и С)) (Рис. 5).

Результаты кристаллографических исследований, а также данные о кооперативных взаимодействиях в ГАФД, и результаты опытов по сшивке фермента бифункциональными реагентами привели энзимологов к представлению об организации тетрамера ГАФД, как димера димеров с тремя неэквивалентными поверхностями (338, 339). Для ГАФД В. б1-. было показано, что межсубъединичная поверхность по Р-оси, а именно, между субъединицами О-Р и О-Я, является наиболее протяженной и составляет 2400А2, по Я-оси (между субъединицами О-Я и Р-С?) она равна 1700А2, и по р-оси (между субъединицами О-Р и Р-Ы) — 600А2 (339). Известно, что 26, 10, 6 межсубъединичных водородных связей представлены по Роси, Яоси и С) -осевым контактам, соответственно (338). В результате молекулярного моделирования дикого типа ГАФД В. б! и ряда димеров ОР, ОЯ, и ОС) выяснилось, что 222, 245, 286 и 300, соответственно, гидрофобных остатков соприкасаются с растворителем (99).

Рис. 5. Структура тетрамера холодегидрогеназы из Bacillus stearothermophilus (303).

Таким образом, поскольку наибольшее количество связей в димере представлено по Р-оси и наименьшее количество гидрофобных остатков в ОР-димере контактирует с растворителем, была высказана мысль, что димеры ОР типа являются наиболее стабильными (60, 248, 273, 303). Было показано, что в наибольшей степени сближены активные центры субъединиц именно по оси Я в дегидрогеназе из мышц омара (Рис. 5). Высказывалось даже предположение, об участии аминокислотных остатков одной субъединицы в формировании коферменти субстратсвязывающих участков второй субъединицы (59).

Таким образом, для олигомера ГАФД можно выделить два типа междоменных взаимодействий: межсубъединичные и внутрисубъединичные. Всего 10 водородных связей существуют между доменами в пределах каждого мономера термостабильной ГАФД (99). В тетрамере межсубъединичные взаимодействия представлены по Яи (^-осям между ЫАО-связывающим и каталитическим доменами, и лишь по оси Р, (т.е. субъединицы О и Р, а также С) и И.) образуют контакты только при участии своих каталитических доменов (Рис. 5). Вероятно, такая сложная система междоменных взаимодействий создает предпосылки для различных проявлений функционального взаимодействия субъединиц в составе олигомера.

Тетрамерная нативная молекула фермента может диссоциировать, распадаясь на димеры или мономеры в зависимости от концентрации белка и жесткости денатурирующего воздействия (10, 165). Эксперименты по диссоциации и гибридизации дегидрогеназы в растворе свидетельствовали, что взаимодействие между димерами в составе тетрамера значительнее слабее, чем между субъединицами димера (274, 365).

Предполагается, что функцию катализа фермент выполняет в своем нативном тетрамерном состоянии, хотя, используя метод получения иммобилизованных олигомерных форм, удалось показать, что каталитической активностью обладают мономеры ГАФД различного происхождения: из пекарских дрожжей (28), из мышц кролика (97). Доказать активность димеров или мономеров фермента в растворе не удается, поскольку в присутствии кофактора и субстрата происходит ассоциация субъединиц в тетрамер даже при очень низких концентрациях белка (207).

Для чего может быть неоходимо олигомерное строение? По-видидмому, для осуществления каталитического акта и реализации других функций фермента в клетке, регуляции активности, а также в стабилизации белковой молекулы. Эволюционно олигомерные формы белков образовались в результате воздействий функциональных и генетических факторов. Главное преимущество олигомерного состояния состоит в том, что оно позволяет осуществлять аллостерическую регуляцию различных функций фермента посредством взаимодействий между субъединицами. Также олигомерные белки более стабильны при денатурирующих воздействиях и имеют меньшую поверхность, граничащую с растворителем по сравнению с белками меньшего размера. По-видимому, олигомерное состояние белков также способствует уменьшению возможности ошибки в биосинтезе белка, и кодирование белков осуществляется с меньшими затратами (10, 86).

Необходимо отметить и отклонения от строгой симметрии в структурах ГАФД из разных источников. Молекулы холоформы ГАФД из мышц омара, так же как и из мышц человека, строго симметричны относительно оси С2, но обладают элементами ассиметрии относительно осей Я и Р (248). В то же время ГАФД В. не обнаруживает отклонений в симметрии (44). Эти наблюдения указывают на особенности в строении дегидрогеназ из различных источников и, следовательно, на возможность специфического проявления каталитических и регуляторных свойств у различных типов ферментов. ИЛО-связывающие области бактериального и мышечного ферментов (0−148 аминокислотные остатки) проявляют очень большое сходство во вторичной и третичной структурах, а отличия наблюдаются в структуре каталитического домена, а также в характере взаимодействия субъединиц фермента из В. 51:., которые, по-видимому, обуславливают термостабильность этого белка. Сопоставление мезофильных и термофильных ферментов дает возможность анализировать отличия в структуре, которые обеспечиваются термостабильностью бактериальной ГАФД (температурный оптимум для роста В. st. 60−65°С).

По-видимому, за температурную стабильность термофильного фермента ответственны дополнительные межсубъединичные взаимодействия (включая дополнительные солевые связи) за счет стабилизации в результате формирования ионных пар, локализованных на поверхности молекулы (393). Так, в молекуле ГАФД В. st. изменен характер водородных связей и взаимодействие между ß—складками каталитического домена, что приводит к тому, что Asp 293 оказывается внутри глобулы. В результате изменяется окружение Arg 194 в одной субъединице и Asp 293 в другой (соседней по Р-оси), и между ними образуется ионная связь, существенная для термостабильности фермента (393). Еще одна (двойная) ионная пара, отсутствующая в мезофильных белках, образуется при взаимодействии между Arg 281 двух соседних по оси Q субъединиц и Glu 201 субъединиц, сближенных по осям Р и Q. Эти взаимодействия защищены от воздействия внешней среды и вносят важный вклад в термостабильность фермента. Значительные отличия наблюдаются также в аминокислотном составе S-петли, которая формирует внутреннюю область тетрамера и для всех мезофильных ферментов — высококонсервативна (393). Эти участки очень сходны в молекулах ГАФД из термофильных бактерий В. st. и Thermus aquaticus, однако, в мезофильных и термофильных белках эти последовательности — различны (70).

Для термофилов наблюдается замена четырех аминокислотных остатков на более гидрофобные, что приводит к усилению контактов по R-оси, а также возникает еще одна дополнительная водородная связь между Tir 178 и карбонильной группой Ala 200. Заметим, что возникновение феномена термостабильности обеспечивается увеличением свободной энергии активации денатурации на 9 кДж-моль-1 и не требует больших изменений в четвертичной структуре белков. Энергия стабилизации соответствует нескольким дополнительным солевым мостикам или водородным связям (372, 393). Однако, эти несколько дополнительных связей позволяют термостабильным организмам существовать при температурах 60−100°С, а ферментам, выделенным из них, не диссоциировать даже в присутствии умеренных концентраций денатурирующих агентов (366).

При исследовании ГАФД В.st. с помощью метода дифференциальной сканирующей калориметрии (ДСК) было показано, что нарушение внутрисубъединичных взаимодействий при заменах Asn 313, Tir 283, и Тгр 310 приводит к уменьшению термостабильности апоформ глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы Bacillus stearothermophilus. При этом у мутантной формы N313T исчезало влияния связывания кофактора на термостабильность белка, тогда как для остальных мутантных форм связывание NAD приводило к увеличению их термостабильности. При нарушении межсубъединичных взаимодействий (у мутантной формы D282G и формы с тремя заменами T34Q/T39S/L43G) значительно уменьшалась термостабильность апотетрамера ГАФД и снижалась эффективность связывания NAD. Двойные мутации Tir 46 и Ser 48 (или Arg 52) приводили к полному разрушению междимерных контактов и образованию стабильных димеров (302).

Следует подчеркнуть, что данные кристаллографических исследований, а также результаты экспериментов по гибридизации субъединиц фермента (365) и по выявлению поверхностных остатков с помощью химической модификации (208), подтверждают близкое сходство как третичной, так и четвертичной структур ГАФД из различных, в том числе филогенетически отдаленных источников, в частности, бактериальных ферментов и ГАФД из мышц кролика.

При сравнении NAD-зависимых дегидрогеназ было показано удивительное сходство в третичной структуре кофактор-связывающих доменов, несмотря на отличия в первичной структуре формирующих их полипептидных цепей. Характерная для NAD-связывающих доменов третичная структура полипептидных цепей получила название «Rossman fold» .

Методами инженерии белков для ГАФД из Thermotoga maritima и для ГАФД из B.st. (214) было показано, что кофактор-связывающий домен способен самостоятельно сворачиваться в структуру, близкую к нативной, что свидетельствует о его относительной независимости от каталитического домена. Высказывалось предположение, что на ранних стадиях эволюции NAD-связывающий домен формировался, как отдельная полипептидная цепь, и, лишь позднее произошло слияние полипептидных цепей, формирующих области связывания кофактора и субстрата (58). Изучение структуры гена, кодирующего ГАФД, указывает на достаточную обоснованность этой гипотезы. В структурном гене ГАФД цыплят было обнаружено 11 интронов и установлено, что три из них разделяют локусы, кодирующие кофактор-связывающий, каталитический домены и спиральный кольцевой фрагмент (355, 356). Присутствие интронов на границах этих областей свидетельствует о возможности объединения в процессе эволюции «первичных генов», кодирующих три разных домена, в единый локус дегидрогеназы.

Роль междоменных взаимодействий в связывании кофактора.

Известно, что конформация молекулы фермента, взаимное расположение функциональных групп активного центра и их реакционная способность зависят от присутствия кофермента. NAD — необходим для катализа, но также оказывает разнообразные воздействия на структуру активного центра (113, 114), на межсубъединичные и междоменные взаимодействия (165,352), на стабильность ацил-тиоэфирной связи (380), на реакционную способность функционально важных остатков (Cys 149 и Apr 231), а также на термостабильность молекулы фермента (214).

Согласно кристаллографическим исследованиям ГАФД B.st., переход из неактивной апоформы в активную холоформу происходит в результате структурных изменений NAD-связывающего домена. Сначала связывается.

ADP-часть кофактора с образованием водородных связей с Arg 77, Asp 32, Arg 10, lie 11. В результате чего аминокислотные остатки мономера подвергаются значительным сдвигам относительно друг друга. После чего, кофактор-связывающий домен уменьшается в объеме, что приводит к сближению определенных фрагментов NAD-связывающего домена с каталитическим. Таким образом, большая часть NAD-связывающего домена, включающего остатки 0−31 и 71−147, подвергается перемещению относительно каталитического домена. Это конформационное изменение создает участок связывания для никотинамидной части NAD и модифицирует активный центр для оптимизации расположения остатков каталитического домена. В связывании никотинамидной части кофактора принимает участие Asp 313, образующий водородную связь с карбоксиамидной группой пиридинового кольца NAD, а остаток Asp 32 образует водородную связь с гидроксилом второго углеродного атома рибозы. Этот контакт играет существенную роль в связывании кофермента (58). Вследствие таких значительных перестроек меняется расстояние между каталитически важными остатками Cys 149 и Hys 176, от 3,96A в апоформе до 3,63A в холо- (370). Необходимо отметить, что существенные изменения претерпевает также участок 210−218 каталитического домена, который образует гидрофобные взаимодействия с NAD-связывающим доменом. Вследствие движения кофермент-связывающего домена происходит перемещение участка 210−218 в направлении к ß—листу, таким образом изгибается сегмент 207−209, который участвует в формировании участка связывания неорганического фосфата, расположенного между двумя доменами. Карман активного центра сужается и принимает оптимальную форму для катализа (339). Ясно, что стабилизация функционально компетентного активного центра критически зависит от целостности междоменных взаимодействий.

По-видимому, такие конформационные перестройки должны приводить к значительным изменениям параметров тепловой денатурации молекулы.

Используя метод дифференциальной сканирующей калориметрии, было получено дополнительное подтверждение влияния кофермента на междоменные взаимодействия в олигомере. Как было показано в работе Левашова с соавторами (214), связывание NAD существенно влияет на параметры термоденатурации фермента, а именно, значительно увеличиваются Тм (температурный максимум денатурации белка) и величина АНса| (калориметрическая энтальпия). Одним из проявлений влияния NAD оказалось заметное увеличение кооперативности конформационного перехода, что также указывает на индуцируемое связыванием коэнзима сближение доменов, подтверждая известные рентгеноструктурные данные (339).

Для подтверждения информации о роли кофермента в реализации конформационных перестроек структуры ГАФД B.st. было исследовано влияние модификации Cys 149, который находится в непосредственной близости от остатка Asn 313. Как было сказано выше, аспарагин в 313 положении обеспечивает правильную ориентацию кофактора в активном центре фермента благодаря образованию водородной связи с карбоксиамидной группой никотинамидного кольца NAD (99, 338). Замена Cys 149 на остаток серина практически не отразилась на термодинамических параметрах фермента и на стабилизирующем влиянии кофактора. В то же время карбоксиметилирование Cys 149, не лишившее фермент способности связать NAD, дестабилизировало ГАФД и привело к исчезновению влияния NAD на кооперативность термоперехода (214). Возможно, что причина наблюдаемых изменений — это стерический эффект громоздкой карбоксиметильной группы, которая нарушает междоменные взаимодействия в пределах мономера, индуцируемые связыванием кофактора. Нарушение внутрисубъединичных взаимодействий у ГАФД B.st. при замене Asn 313 приводит к исчезновению способности кофактора влиять на термостабильность белка. Другие мутантные формы (с заменами Tir 283 и Тгр 310) сохраняют такую способность, несмотря на нарушение части внутрисубъединичных междоменных контактов. Нарушение межсубъединичных взаимодействий (у мутантной формы D282G и формы с тремя заменами T34Q/T39S/L43G) значительно снижает эффективность связывания NAD (302).

Кооперативные взаимодействия, характерные для глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.

Сложная система междоменных взаимодействий, рассмотренная выше, создает предпосылки для различных проявлений функционального взаимодействия субъединиц в составе олигомера. Важнейшими из таких взаимодействий являются кооперативность по связыванию NAD и так называемая «полуцентровая реактивность» (half-of-the-sites reactivity) (351). Под этим термином, неточно переведенным на русский язык (правильнее было бы — «реакционнно-способность половины активных центров»), подразумевают неэквивалентность активных центров при взаимодействии с некоторыми аналогами субстрата или ингибиторами.

Многие NAD-зависимые дегидрогеназы не обладают специальными центрами аллостерической регуляции. Однако, благодаря объединению нескольких субъединиц в олигомер, возникает возможность передачи конформационных изменений, индуцированных связыванием лиганда в активном центре одной субъединицы, в активные центры других субъединиц. Таким образом, если рассматривать один активный центр относительно другого в качестве аллостерического, то появляется дополнительная возможность регуляции функционирования фермента. Для NAD-зависимых дегидрогеназ такого рода кооперативные взаимодействия проявляются прежде всего в отношении связывания кофермента.

Кооперативные взаимодействия при связывании кофакторов с глицералъдегид-З-фосфатдегидрогеназами.

Как правило, для связывания NAD характерна отрицательная кооперативность, т. е. присоединение кофактора в активном центре одной субъединицы ослабляет его связывание в соседней.

Дегидрогеназа из скелетных мышц кролика оказалась первым ферментом, на котором было продемонстрировано явление отрицательного гомотропного взаимодействия (ослабление сродства к лиганду по мере его связывания) на примере связывания кофактора. Первые сведения были получены при исследовании изменений дисперсии оптического вращения дегидрогеназы в результате ее взаимодействия с кофактором в области длин волн, характерных для поглощения ароматических хромофоров (270−290 нм): наибольшие сдвиги в параметрах дисперсии оптического вращения вызывает добавление первого эквивалента NADсвязывание последующих молекул NAD вызывает изменения, выраженные в меньшей степени (34, 220). Связывание ко фермента с ГАФД сопровождается тушением флуоресценции триптофановых остатков (291, 390).

Добавление к апоферменту ГАФД до 2 молей NAD в расчете на моль фермента вызывает линейное увеличение поглощения в области 360 нм (появление так называемой «полосы Рэкера» (293)). При дальнейшем добавлении кофермента, вклад каждой новой молекулы NAD в поглощение при 360 нм уменьшается. Вклад четвертой молекулы кофермента в поглощение минимален. Восстановленный кофермент — NADH, не имеющий положительного заряда на никотинамидном кольце, не вызывает появления полосы Рэкера, а блокирование SH-групп различными модификаторами приводит к исчезновению этой полосы. Константы диссоциации кофактора из комплексов ГАФД с 1,2,3, и 4-мя эквивалентами кофермента, определенные методом равновесного диализа, и методом аналитического ультрацентрифугирования (390) указаны в таблице 1. Достаточно точно константы диссоциации кофактора из комплексов ГАФД с первым и вторым эквивалентами кофермента удается определить только методом равновесного диализа, так как связывание кофактора является очень прочным. Несмотря на большие расхождения при определении Кд комплексов кофактора и фермента, которые, вероятно, связаны с методическими особенностями указанных способов и характеристиками белковых препаратов, во всех случаях можно с уверенностью говорить об отрицательной кооперативности при взаимодействии ГАФД с NAD.

Таблица 1.

Определение констант диссоциации (Кд) комплексов NAD с ГАФД (41).

Кд NAD Ультрацентрифугирование Равновесный диализ Белковая флуоресценция.

КД1 (М) < 5×10″ 8 <10~" Не определяется.

КД2 (М) <5×10″ 8 < 10″ у Не определяется.

Кдз (М) 4×10″ 6 3×10″ 7 1,7×10~6.

Кд4 (М) 35×10″ 6 26×10~6 34×10″ 6.

Неравноценность NAD-связывающих участков следует также из отличий в скорости присоединения 4 эквивалентов кофермента. Первая молекула NAD взаимодействует с белком за время, меньшее 3-х миллисекунд, а полное насыщение апофермента кофактором происходит через 1 сек. (89, 150). Это доказывает, что последовательное связывание NAD индуцирует развивающиеся во времени конформационные перестройки фермента, которые и лежат в основе наблюдаемой отрицательной кооперативности по связыванию кофактора.

Изучению параметров связывания NADH с ГАФД посвящено меньшее число работ. Из-за неспособности NADH образовывать комплекс с переносом заряда с Cys 149, этот кофактор обладает меньшим сродством к ферменту. Методом флуоресцентной спектроскопии были определены константы диссоциации, равные 0,5 мкМ для участков прочного связывания NADH и 1 мкМ для участков непрочного связывания (316, 388).

Несмотря на сходство структуры, гомологичные ферменты обнаруживают разный характер кооперативности при связывании кофактора. В случае дрожжевого фермента кооперативное связывание NAD наблюдается лишь в определенных условиях (при температуре 40 °C и pH 8,5), причем NAD связывается с положительной кооперативностью (196, 197). Тогда как ГАФД из скелетных мышц кролика (41, 47, 77), осетра (190, 330), ГАФД из мышц лобстера (88), из Е. coli (80), из В. st. (20, 76) показывают отрицательную кооперативность при связывании NAD. По-видимому, характер кооперативности определяется особенностями четвертичной структуры фермента и междоменных взаимодействий.

Необходимо отметить, что кооперативный характер связывания кофактора в очень большой степени зависит от условий эксперимента. Так, для ГАФД из мышц кролика при повышении pH среды до 9,4 наблюдается полное исчезновение кооперативности: константы диссоциации для всех NAD-связывающих участков становятся равными 0,8×10″ 6 (299). Отрицательная кооперативность дегидрогеназы в отношении NAD исчезает в присутствии ацетилпиридинадениндинуклеотида. Добавление ATP, ADP, AMP приводит к существенному ослаблению кооперативных взаимодействий между активными центрами (159, 160).

Описанные выше экспериментальные данные во многом соответствуют объяснению феномена отрицательной кооперативности, предложенному Кошландом (77, 217, 218) на основании разработанной им ранее модели. Связывание кофермента в одной субьединице уменьшает сродство к нему активных центров других субъединиц, следовательно, конформация субъединиц в тетрамере последовательно изменяется по мере связывания кофактора. Модель лиганд-индуцированной ассиметрии предполагает, что фермент в anoи холоформе имеет симметричную конформацию, и допускает ассиметричные конформации субъединиц для частично насыщенного кофактором фермента. Таким образом, связывание лиганда с одной из субъединиц олигомера индуцирует в ней последовательные конформационные изменения, которые перестраивают структуры межсубъединичных контактов, изменяют конформации соседних субъединиц, в результате чего мы наблюдаем кооперативный эффект.

В то же время экспериментальные наблюдения Бернхарда (в основном связанные с эффектом «полуцентровой реактивности» о которой речь пойдет ниже) привели его к представлению о предсуществующей ассиметрии апофермента дегидрогеназы, возможно вызванной различными взаимодействиями между субъединицами (43, 225, 226, 227). Такая функциональная ассиметрия тетрамера, организованного как димер димеров, и в то же время состоящего из химически идентичных субъединиц, позволяет объяснить существование активных центров с разным сродством к кофактору.

Кристаллографические исследования, выполненные на ГАФД из мышц лобстера показали, что субъединицы — ассиметричны, и, таким образом, подтвердили модель предсуществующей ассиметрии фермента (58, 59, 248). Несколько исследований, проведенных на дегидрогеназе осетра в растворе были рассмотрены в соответствии с моделью предсуществующей ассиметрии (190, 330). Для ГАФД B.st. кооперативность связывания кофактора была описана в соответствии с моделью Кошланда (76, 212). Для anoи холоформы этого фермента характерна молекулярная симметрия 222, однако, конформации дегидрогеназы в двух состояниях значительно отличаются. В то же время структура тетрамера, содержащего одну молекулу кофактора, ассиметрична. При этом субъединица со связанным коферментом близка по своей конформации к субъединицам холофермента, а свободные от кофактора субъединицы — к субъединицам аподегидрогеназы. Эти результаты свидетельствуют о том, что связывание лиганда индуцирует последовательные конформационные изменения в дегидрогеназе из B.st. (212,213).

Полуцентровая реактивность" глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназ.

Другим проявлением неэквивалентности активных центров фермента является свойство «полуцентровой реактивности», а точнее, реакционноспособность половины от общего числа активных центров («half-of-the-sites reactivity»). Эффект «полуцентровой реактивности» заключается в том, что при обработке олигомерного фермента различными реагентами происходит модификация функциональных групп только половины активных центров субъединиц (112, 351). При этом оставшиеся активные центры изменяют свои свойства. Как правило, они инактивируются без какой-либо дальнейшей модификации (349). В некоторых случаях они теряют способность модифицироваться, но сохраняют каталитическую активность (137).

Для ГАФД из мышц кролика было показано, что аналоги NAD связываются только двумя из четырех субъединиц олигомера. При этом связывание аналогов кофермента с двумя первыми субъединицами вызывает структурные изменения в соседних немодифицированных субъединицах (103). По-видимому, влияние передается не по схеме субъединица—>другие три субъединицы, а по схеме субъединица—"другая субъединица того же димера, затем, димер—"другой димер (258). Иногда кооперативные взаимодействия между субъединицами оказываются столь сильными, что модификация одного центра приводит к инактивации не только соседней субъединицы в «функциональном димере», но и субъединиц второго димера, как было обнаружено при модификации иодацетатом ГАФД из дрожжей (350).

Как уже упоминалось, одна из моделей, объясняющих природу «полуцентровой реактивности», основана на допущении предсуществующей асимметрии тетрамера и возможности равновесия между ассиметричным и симметричным состояниями, которые находятся в равновесии. В результате модификации тетрамер может быть «заперт» в ассиметричном состоянии, что обуславливает недоступность двух других субъединиц для модификатора (331). В поддержку этой модели была получена большая совокупность экспериментальных данных (43, 191, 225, 227), которая, однако, так и не прояснила вопрос о природе белок-белковых взаимодействий, вовлеченных в предполагаемый переход тетрамера из симметричного в ассиметричное состояние. При исследовании ГАФД методом рентгеноструктурного анализа было показано, что в отношении кооперативного связывания кофактора и «полуцентровой реактивности» определяющую роль играют контакты по Я-оси (60, 248, 271, 272). По этим контактам относительно оси Ы оказываются сближенными субъединицы О-Я и Р-С2 (Рис. 5).

Как уже упоминалось выше, существует предположение, что наиболее прочные контакты в холоферменте дегидрогеназы образуются относительно оси Р (60, 248, 273, 303). Следовательно, при диссоциации тетрамера на димеры должны разрываться два типа контактов (по осям Я и <3), один из которых ответственен за «полуцентровую реактивность» (по оси Ы). Исходя из этих предположений, в образующихся димерах, связанных по оси Р, не могут проявляться кооперативные свойства и полуцентровая реактивность. В том случае, если такого рода эффекты необходимы для осуществления каталитического акта, то образующиеся димеры должны быть неактивными. Исследование способности димеров и мономеров проявлять каталитическую активность могло бы дать ответ на вопрос о важности кооперативных взаимодействий в катализе.

Прежде всего, следует заметить, что в зависимости от способа получения изолированных димеров могут отличаться и контакты, по которым связаны в них отдельные мономеры. Вероятно, именно с этим связано проявление кооперативных взаимодействий в димерах, полученных методом сайт-специфического мутагенеза и с помощью иммобилизации на нерастворимом носителе. При точечных заменах, приводящих к ослаблению межсубъединичных контактов, были получены димеры ГАФД из В. б^., сохраняющие способность к кооперативному связыванию кофактора. Однако такие димеры были каталитически неактивны, вероятно, из-за существенных перестроек конформации белка (303). В тоже время, при иммобилизации тетрамера ГАФД на активированной BrCN-сефарозе могут быть получены димеры ГАФД из различных источников (ГАФД из скелетных мышц крысы (137), дрожжей (6, 9) и из скелетных мышц кролика (1, 97). Причем, в некоторых случаях удалось обнаружить проявления кооперативности как по связыванию NAD (1, 97, 137), так и при взаимодействии с «полуцентровыми реагентами» (137). Эти наблюдения показали, что «полуцентровая реактивность» может сохраняться в изолированных димерах. Однако вопрос о необходимости кооперативных взаимодействий для осуществления каталитического акта оставался открытым. Разрешить эту проблему можно было бы с помощью изучения каталитической активности изолированных мономеров, однако в растворе получить мономеры невозможно из-за отмеченной выше высокой прочности межсубъединичных контактов в присутствии кофакторов (207). Описанные выше опыты по получению каталитически активных мономеров ГАФД из различных источников (28, 97, 215, 253) свидетельствуют, что кооперативные взаимодействия между активными центрами фермента не является необходимыми для осуществления каталитического акта, а необходимы для регуляции эффективности катализа.

Во многих случаях отмечено, что взаимодействие субъединиц по внутридимерным контактам резко усиливается при переходе от двойных комплексов (фермент-лиганд) к тройным (имитирующим промежуточные соединения, возникающие в ходе катализа). Прямые доказательства различной конформации «функционального димера» на стадии образования тройного комплекса с аналогом субстрата были получены с помощью метода рентгеноструктурного анализа для холоформы ГАФД из мышц омара, ковалентно связанной с 3,3,3-трифторацетоном (125). Оказалось, что субъединицы, образующие контакты относительно оси R, отличаются по взаимному расположению функциональных групп (Cys 149 и His 176), вовлеченных в связывание субстрата и кофактора. В одной из них никотинамидное кольцо NAD+ и 176 остаток находятся ближе к Cys 149, чем в другой.

Исследовался также вопрос о том, передаются ли по межсубъединичным контактам те конформационные изменения, которые сопровождают образование продуктивного тройного комплекса (ГАФД-субстрат-кофактор), а также его каталитическое превращение (30, 259). Используя метод химической модификации аргининовых остатков, расположенных в каталитической области активного центра, было показано, что образование продуктивного тройного комплекса в двух активных центрах тетрамера приводит к экранированию функционально важных аргининовых остатков в двух активных соседних центрах. Таким образом, было получено одно из доказательств взаимодействия субъединиц ГАФД в ходе каталитической реакции.

Очевидно, что молекулярные механизмы кооперативных свойств ГАФД определяются структурными основами сложной системы межсубъединичных междоменных взаимодействий.

выводы.

1. Получены экспериментальные доказательства существования разобщения окисления и фосфорилирования в гликолизе на стадии гликолитической оксидоредукции. Разобщение индуцируется перекисью водорода, окисляющей сульфгидрильные группы активного центра глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы и индуцирующей у фермента новую ацилфосфатазную активность. Появление у глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы ацилфосфатазной активности приводит к расщеплению 1,3-дифосфоглицерата и вызывает ускорение гликолиза при недостатке или отсутствии ADP.

Разобщение окисления и фосфорилирования в гликолизе может быть также индуцировано добавлением в систему нефосфорилирующей глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы. Индуцированное окислителями ускорение гликолиза, сопровождающееся уменьшением выхода АТР, является новым важным элементом регуляции энергетического обмена при интенсивном аэробном дыхании и при функционировании клеток в условиях окислительного стресса.

2. Предложена и экспериментально доказана гипотеза, согласно которой способность глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы связываться с нуклеиновыми кислотами (РНК и ДНК) регулируется окислением сульфгидрильной группы 149 цистеинового остатка активного центра фермента. При окислении этой сульфгидрильной группы уменьшается сродство фермента к кофактору NAD и образующийся апофермент эффективно связывается с РНК и ДНК.

3. С целью выяснения роли глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы в индукции апоптоза методом иммунофлуоресцентной микроскопии с использованием моноклональных антител против ненативных форм глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы изучено изменение внутриклеточной локализации этих форм при индукции апоптоза. Было показано, что в клетках НеЬа ненативные формы глицеральдегид-3-фоефатдегидрогеназы сосредоточены в основном в ядрах, а также колокализованы с актиновыми филаментами. При индукции апоптоза в клетках НеЬа под действием фактора некроза опухолей или перекисью водорода ненативные формы дегидрогеназы выходят из ядра и равномерно распределяются в цитоплазме. Установлено, что перемещение ненативных форм из ядра в цитоплазму может служить индикатором возникновения апоптоза на ранних стадиях.

4. Установлено, что полипептидные цепи глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, неспособные свернуться в нативную конформацию (химически модифицированные или мутантные), прочно связываются с шаперонином вгоЕЬ, блокируя тем самым шаперонин-зависимое сворачивание белков. На основании этих результатов высказана гипотеза о том, что блокирование шаперонов «неправильно» свернутыми белками, образующимися в результате химической модификации и окислительного стресса, может стимулировать агрегацию белков при различных «конформационных» заболеваниях.

5. Разработан новый метод получения поликлональных антител к различным ненативным формам глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, основанный на иммунизации животных нативным антигеном и последующей иммуноаффинной хроматографии на разных иммобилизованных формах белка.

6. Показано, что антитела, специфичные к денатурированной форме глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, блокируют сворачивание фермента. Такие антителы были использованы для изучения процессов агрегации, денатурации и ренатурации глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.

7. Показано, что антитела, специфичные к неактивным тетрамерам глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, обладают способностью связываться с нативной дегидрогеназой и вызывать развивающиеся во времени дестабилизацию и инактивацию фермента. Инактивирующее воздействие антител в апоферменте распространяется только на одну субъединицу, непосредственно вовлеченную в связывание с антителом, а в холоферменте передается через субъединичные контакты, приводя практически к полной потере ферментативной активности. Обнаруженный механизм инактивирующего воздействия на белки антител, отобранных на неактивную конформацию, создает предпосылки для получения принципиально нового типа антител, вызывающих конформационные изменения структуры белков-антигенов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.В., Асриянц P.A., Муронец В. И., Наградова Н. К. Иммобилизованные активные мономеры глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы из скелетных мышц кролика и их коэнзим-связывающие свойства.//Биохимия, 1986,-т.51(11),-с.1899−1907.
  2. И.В., Ковалева C.B., Патрики Е. В., Сеничева H.A., Плетень А. П., Прохоров Б. С., Плохой В. И. Физико-химические совйства и антигепариновая активность протаминов лососевых и осетровых рыб//Химико-фармацевтический журнал, 1989, -№ 6.-с.686−691.
  3. Г. А., Никитушкина Л. И., Чернов H.H. Комплекс функционально-связаных ферментов транскетолазы и глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.//До клады Академии наук СССР-1970-т. 195 (2).-с.483−485.
  4. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование.// 1984,-Москва: Мир.-с.479.
  5. В.И., Ашмарина Л. И., Асриянц P.A., Наградова Н. К. Использование иммобилизации для изучения глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы. Иммобилизованные мономеры.//Биохимия.-1982.-т.47(6).-с.977−988.
  6. В.И., Головина Т. О., Наградова Н. К. Использование иммобилизации для изучения глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы. Иммобилизованные димеры.//Биохимия.-1982.-т.47(1).-с.З-12.
  7. В.И., Наградова Н. К. Взаимодействие глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы со структурными элементами клеток.//Успехи биологической химии.-1990.-Т.31 .-с. 115−140.
  8. В.И., Фокина К. В., Шмальгаузен Е. В. Роль глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназы в регуляции гликолиза.//Успехи биологической химии.-1999.-Т.34.-С.77−103.
  9. В.И., Чередникова Т. В., Наградова Н. К. Использование иммобилизации для изучения глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы. Иммобилизованные тетрамеры.//Биохимия.-1981.-т.46(10).-с.1731−1739.
  10. Н.К. Роль олигомерной структуры в функционировании 0-глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.//Биохимия.-1986.-Т.51(12).-с.2030−2053.
  11. Н.К. Изучение свойств фосфорилирующей D-глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназы.//Биохимия.-2001.-т.66(10).-с.1323−1335.
  12. Н.К., Гусева М. К., Муронец В. И., Прасолова И.Д. SH-группы и структурные особенности глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы из скелетных мышц крысы.//Биохимия.-1973.-т.38(1).-с.143−155.
  13. Н.К., Муронец В. И. Белок-белковые взаимодействия в функции пиридиннуклеотид-зависимых дегидрогеназ.//У спехи биологической химии.- 1985.-t.26.-с.83−107.
  14. C.B., Коц А.Я., Мельникова С. Ф., Постников А. Б., Бетин B. JL, Шмальгаузен Е. В., Хропов Ю. В., Муронец В. И., Целинский И. В., Буларгина Т.В.//Производные 1,4,2,5 -диоксадиазина. Патент на изобретение.-№ 2 212 409 от 20.09.2003.
  15. А.П., Учитель И. А., Мазо В. К., Никуличева С. И., Волкова Л. И., Шатерников В. А. Выделение ренина из почек человека.//Вопросы медицинской химии.-Медицина.-1979.-№ 4.-с.441 -4444.
  16. К.В., Языкова М. Ю., Даньшина П. В., Шмальгаузен Е. В. Муронец В.И. Участие глицеральдегид-3-фосфат дегидрогеназы в регуляции уровня 2,3-дифосфоглицерата в эритроцитах.//Биохимия.-2000.-т.65(4).-с.463−468.
  17. Albin R.L., Tagle D.A. Genetics and molecular biology of Huntington’s disease.//Trends. Neurosci.-1995.-v.l8 (l).-p.l 1−14.
  18. Alexander H, Alexander S, Getzoff ED, Tainer JA, Geysen HM, Lerner RA. Altering the antigenicity of proteins.//Proc Natl Acad Sci USA.-1992.-v.89 (8).-p.3352−3356.
  19. Allen G, Harris J. I. The binding of nicotinamide-adenine dimucleotide to glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus .//B iochem J.-1975.-V.151 (3).-p.747−749.
  20. Allison W.S., Connors M.J. The activation and inactivation of the acyl phosphatase activity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Arch. Biochem. Biophys.-1970.-v.136 (2).-p.383−391.
  21. Alvarez R.A., Blaylock M.W., Baseman J.B. Surface localized glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase of Mycoplasma genitalium binds mucin.//Mol. Microbiol.-2003.-v.48 (5).- p. 1417−1425.
  22. Amit A.G., Mariuzza R.A., Phillips S.E., Poljak R.J. Three-dimensional structure of an antigen-antibody complex at 2.8 A resolution.//Science.-1986.-v.233 (4765).-p.747−753.
  23. Anderson L.E., Wang X., Gibbons J.T. Three enzymes of carbon metabolism or their antigenic analogs in pea leaf nuclei.//Plant. Physiol.-1995.-v.l08(2).-p.659−667.
  24. Andrew S.M., Titus J.A. Purification and fragmentation of antibodies.//In: Coligan JE, editor. Current protocols in immunology.-New York: Wiley.-1997.-p.271−312.
  25. Anfinsen, C.B. Principles that govern the folding of protein chains. Science, 1973, V. 181, p. 223−230.
  26. Applequist S.E., Keyna U., Calvin M.R., Beck-Engeser G.B., Raman C., Jack H.M. Sequence of the rabbit glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase-encoding cDNA.//Gene.-1995.-v.l63 (2).-p.325−326.
  27. Ashmarina L. I., Muronetz V. I., Nagradova N. K. Evidence for a change in catalytic properties of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase monomers upon their association in a tetramer.//FEBS Lett.-1982.-v.l44(l).-p.43−46.
  28. Asryants R., Duszenkova I., Nagradova N. Determination of Sepharose-bound protein with Coomassie brilliant blue G-250.//Anal. Biochem.-1985.-v.151.- p.571−574.
  29. Atassi M.Z., Litowich M.T., Andres S.F. Immunochemistry of sperm-whale myoglobin—XXI. Conformation and immunochemistry of derivatives modified at certain histidine residues.//Immunochemistry.-1975.-v.l2 (9).-p.727−733.
  30. Austin J.C., Wharton C.W., Hester R.E. An ultraviolet resonance Raman study of dehydrogenase enzymes and their interaction with coenzymes and substrates.//Biochemistry.-1989.-v.28 (4).-p. 1533−1538.
  31. Azem, A., Diamant, S., Kessel, M., Weiss, C., Goloubinoff, P. The protein-folding activity of chaperonins correlates with the symmetric GroEL14 (GroES7)2 heterooligomer.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1995.-v.92.-p.12 021−12 025.
  32. Azem, A., Kessel, M., Goloubinoff, P. Characterization of a functional GroEL14 (GroES7)2 chaperonin hetero-oligomer.//Science.-1994.-v.265.-p.653−656.
  33. Badcoe, I.G., Smith, C.J., Wood, S., Halsall, D.J., Holbrook, J.J., Lund, P., Clarke, A.R. Binding of a chaperonin to the folding intermediates of lactate dehydrogenase./ZBiochemistry.-1991 .-v.30.-p.9195−9200.
  34. Barh G.M., Rook G.A., Moreno E., Lydyard P.M., Modalber F.Z., Standford J.L. Use of the ELISA to screen for anti-thymocyte and anti-beta 2-microglobulin antibodies in leprosy and SLE.//Immunology.-1980.-v.41.-p.865−873.
  35. Barlow D.J., Edwards M.S., Thornton J.M. Continuous and discontinuous protein antigenic determinants.//Nature.-1986.-v.322 (6081).-p.747−748.
  36. Baxi M.D., Vishwanatha J.K. Uracil DNA-glycosylase/glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase is an Ap4A binding protein.//Biochemistry.-1995.-v.34.-p.9700−9707.
  37. Bell J. E, Dalziel K. Studies of coenzyme binding to rabbit muscle glyceraldehyde-3-phoshate dehydrogenase.//Biochim Biophys Acta.-1975.-v.391 (2).-p.249−258.
  38. Bentley G. A, Boulot G., Riottot M. M., Poljak R. J. Three-dimensional structure of an idiotope-anti-idiotope complex.//Nature.-1990.-v.348 (6298).-p.254−257.
  39. Bernhard S. A, MacQuarrie R.A. Half-site reactivity and the «induced-fit» hypothesis.//J. Mol. Biol.-1973.-v.74 (l).-p.73−78.
  40. Biesecker, G., J.I. Harris, J.C. Thierry, J.E. Walker, A.J. Wonacott. Sequence and structure of D-glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus.//Nature.-1977.-v.266.-p.328−333.
  41. Blond S., Goldberg M. Partly native epitopes are already present on early intermediates in the folding of tryptophan synthase.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1987.-v.84 (5).-p.l 147−1151.
  42. Blond-Elguindi S., Goldberg M.E. Conformational change in the N-terminal domain of the Escherichia coli tryptophan synthase beta 2 subunit induced by its interactions with monoclonal antibodies.//Res Immunol.-1990.-v.141 (9).-p.879−892.
  43. Boers W., Oosthuizen C., Slater E.C. Binding of NAD+ and NADH to rabbit-muscle glyceraldehydephosphate dehydrogenase./ZBiochim Biophys Acta.-1971.-v.250 (l).-p.35−46.
  44. Boisvert, D.C., Wang, J., Otwinowski, Z., Horwich, A.L., Sigler, P.B. The 2.4 A crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL complexed with ATP gamma S.//Nat. Struct. Biol.-1996.-v.3.-p.l70−177.
  45. Boyd D.A., Cvitkovitch D.G., Hamilton I.R. Sequence, expression and function of the gene for the non-phosphorylating, NADP-dependent glyceraldehyde-3-phospate dehydrogenase of Streptococcus mutans.//J. Bacteriol.-1995.-v.l77 (10).-p.2622−2627.
  46. Braden BC, Souchon H, Eisele JL, Bentley GA, Bhat TN, Navaza J, Poljak RJ. Three-dimensional structures of the free and the antigen-complexed Fab from monoclonal anti-lysozyme antibody D44.1.//J. Mol. Biol.-1994.-v.243 (4).-p.767−781.
  47. Bradford M. A rapid and sensitive method for quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.//Anal. Biochem.-1976.-v.72.-p.248−254.
  48. Braig, K., Otwinowski, Z., Hegde, R., Boisvert, D.C., Joachimiak, A., Horwich, A.L., Sigler, P.B. The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A.//Nature.-1994.-v.371.-p.578−586.
  49. Brodie A.E., Reed D.J. Reversible oxidation of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase thiols in human lung carcinoma cells by hydrogen peroxide.//Biochem Biophys Res Commun.-1987.-v.l48 (l).-p. 120−125.
  50. Brunschier, R., Danner, M., Seckler, R. Interactions of phage P22 tailspike protein with GroE molecular chaperones during refolding in vitro.//J. Biol. Chem.-1993.-v.268.-p.2767−2772.
  51. Buehner M, Ford G.C., Moras D., Olsen K.W., Rossmann M.G. Structure determination of crystalline lobster D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//!. Mol. Biol.-1974.-v.82 (4).-p.563−585.
  52. Buehner M, Ford G.C., Olsen K.W., Moras D., Rossman M.G. Three-dimensional structure of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//!. Mol. Biol.-1974.-v.90 (l).-p.25−49.
  53. Burke J.R., Enghild J.J., Martin M.E., Jou Y.S., Myers R.M., Roses A.D., Vance J.M., Strittmatter W.J. Huntingtin and DRPLA proteins selectively interact with the enzyme GAPDH.//Nat. Med.-1996.-v.2 (3).-p.347−350.
  54. Burnens A, Demotz S, Corradin G, Binz H, Bosshard HR. Epitope mapping by chemical modification of free and antibody-bound protein antigen.//Science.-1987.-v.235 (4790).-p.780−783.
  55. Burston, S.G., Weissman, J.S., Farr, G.W., Fenton, W.A., Horwich, A.L. Release of both native and non-native proteins from a cis-only GroEL ternary complex.//Nature.-1996.-V.3 83 .-p.96−99
  56. Cancilla, M.R., Hillier, A.J., Davidson, B.E. Lactococcus lactis glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene, gap: further evidence for strongly biased codon usage in glycolytic pathway genes.//Microbiology.-1995.-v.141 (Pt4).-p. 1027−1036.
  57. Chaffotte AF, Goldberg ME. Kinetics of the spontaneous transient unfolding of a native protein studied with monoclonal antibodies. Monomer/dimer transition in the tryptophan-synthase beta 2 subunit.//J Mol Biol.-1987.-V. 197 (l).-p. 131−140.
  58. Chao C.C., Yam W.C., Lin-Chao S. Coordinated induction of two unrelated glucose-regulated protein genes by a calcium ionophore: human BiP/GRP78 and GAPDH.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1990.-v.l71 (l).-p.431−438.
  59. Chaput M., Claes V., Portetelle D., Cludts I., Cravador A., Burny A., Gras H., Tartar A. The neurotrophic factor neuroleukin is 90% homologous with phosphohexose isomerase.//Nature.-1988.-v.332 (6163).-p.454−455.
  60. Charron, C., Kadri, A., Robert, M.-C., Giege, R., Lorber, B. Crystallization in the presence of glycerol displaces water molecules in the structure of thaumatin.//Acta Cryst.-2002.-v.D58.-p.2060−2065.
  61. Checler F. Processing of the beta-amyloid precursor protein and its regulation in Alzheimer’s disease.//J. Neurochem.-1995.-v.65 (4).-p.l431−1444.
  62. Chen, S., Roseman, A.M., Hunter, A.S., Wood, S.P., Burston, S.G., Ranson, N.A., Clarke, A.R., Saibil, H.R., Location of a folding protein and shape changes in GroEL-GroES complexes imaged by cryo-electron microscopy .//Nature.-1994, 371 .-p.261 -264.
  63. Cherednikova T., Muronetz V.I., Nagradova N.K. Study of subunit interactions in immobilized D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochem. Biophys. Acta, 1980, V. 613, p. 292−308.
  64. Chu E., Koeller D.M., Casey J.L., Drake J.C., Chabner B.A., Elwood P.C., Zinn S., Allegra C.J. Autoregulation of human thymidylate synthase messenger RNA translation by thymidylate synthase.//Proc. Natl. Acad. Sci. U S A/-1991.-V.88 (20).-p.8977−8981.
  65. Clark A.C., Hugo E., Frieden C. Determination of regions in the dihydrofolate reductase structures that interactwith the molecular chaperonin GroEL//Biochemistry.-1996.-V.35(18).-p.5893−5901.
  66. Conway A., Koshland D.E. Jr. Negative cooperativity in enzyme action. The binding of diphosphopyridinenucleotide to glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//Biochemistry.-1968.-v.7 (1 l).-p.4011−4023.
  67. Conway, T., Sewell, G.W., Ingram, L.O. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene from Zymomonas mobilis: cloning, sequencing, and identification of promoter region.//J. Bacteriol.-1987.-v.l69 (12).-p.5653−5662.
  68. Corbier C., Clermont S., Billard P., Skarzynski T., Branlant C., Wonacott A., Branlant G. Probing the coenzyme specificity of glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenasesby site-directed mutagenesis.//Biochemistry.-1990.-v.29 (30).-p.7101−7106.
  69. Corrales, F.J., Fersht, A.R. Kinetic significance of GroELi4. (GroES7)2 complexes in molecular chaperone activity.//Fold. Des.-1996.-v.l.-p.265−273.
  70. Cowan-Jacob, S.W., Kaufmann, M., Anselmo, A.N., Stark, W., Grutter, M.G. Structure of rabbit-muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Acta Crystallogr.//D. Biol. Crystallogr.-2003.-v.59(Pt 12).-p.2218−2227
  71. Crow V. L, Wittenberger C.L. Separation and properties of NAD and NADP±dependent glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenases from Streptococcus mutans.//J Biol Chem.-1979.-v.254 (4).-p.l 134−1142.
  72. Cunningham BC, Wells JA. High-resolution epitope mapping of hGH-receptor interactions by alanine-scanning mutagenesis.//Science.-1989.-v.244 (4908).-p.l081−1085.
  73. Dastoor Z., Dreyer J.L. Potential role of nuclear translocation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in apoptosis and oxidative stress.//! Cell. Sci.-2001.-v.l 14 (Pt 9).-p.l643−1653.
  74. Davidson B.E., Sajgo M., Noller H.F., Harris J. L Amono-acid sequence of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from lobster muscle.//Nature.-1967.
  75. De Vijlder J.J., Boers W., Slater E.C. Binding and properties of NAD+ in glyceraldehydephosphate dehydrogenase from lobster-tail muscle.//Biochim Biophys Acta.-1969.-v.191 (2).-p.214−220.
  76. De Vijlder, J.J.M., Slater, E.C. The reaction between. NAD and rabbit-muscle glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase.//Biochim. Biophys. Acta,.-1968.-v.l67.-p.23−34.
  77. DebBurman, S.K., Raymond, G.J., Caughey, B., Lindquist, S. Chaperone-supervised conversion of prion protein to its protease-resistant form.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1997.-v.94.-p. 13 938−13 943.
  78. Desagher S., Martinou J.C. Mitochondria as the central control point of apoptosis.//Trends.Cell. Biol.-2000.-v.l0 (9).-p.369−377.
  79. Dessi F., Pollard H., Moreau J., Ben-Ari Y., Charriaut-Marlangue C. Cytosine arabinoside induces apoptosis in cerebellar neurons in culture.//J. Neurochem.-1995.-v.64 (5).-p. 1980−1987.
  80. Dollenmaier G., Weitz M. Interaction of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase with secondary and tertiary RNA structural elements of the hepatitis A virus 3' translated and non-translated regions.//.!. Gen. Virol.-2003.-v.84 (Pt 2).-p.403−414.
  81. Douzhenkova I.V., Asryants R.A., Nagradova N.K. D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase subunit cooperativity studied using immobilized enzyme forms.//Biochim Biophys Acta.-1988.-v.957 (l).-p.60−70.
  82. Duclos-Vallee J.C., Capel F., Mabit H., Petit M.A. Phosphorylation of the hepatitis B virus core protein by glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase protein kinase activity.//J. Gen. Virol.-1998.-v.79 (Pt 7).-p.l665−1670.
  83. Durrieu C., Bernier-Valentin F., Rousset B. Microtubules bind glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase and modulate its enzyme activity and quaternary structure.//Arch. Biochem. Biophys.-1987.-v.252 (l).-p.32−40.
  84. Edenhofer, F., Rieger, R., Famulok, M., Wendler, W., Weiss, S., Winnacker, E.L. Prion protein PrPc interacts with molecular chaperones of the Hsp60 family .//J. Virol.-1996.-v.70.-p.4724−4728.
  85. Edwards Y.H., Clark P., Harris H. Isozymes of glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenase in man and other mammals.//Ann. Hum. Genet.-1976.-v.40 (l).-p. 67−77.
  86. Ehrenfeld M., Jeck R., Klatte W., Kuhn N., Woenckhaus C. Half-of-the-sites reactivity of glyceraldehyde-3 phosphate dehydrogenase from rabbit muscle with structural analogs of NAD (author's transl.)//Z. Naturforsch.-C.-1981.-v.36(7−8).-p.545−551.
  87. Ellis R.J. Molecular chaperones. Opening and closing the Anfinsen cage.//Curr. Biol.-1994.-v.4.-p.633−635.
  88. Epner D.E., Sawa A., Isaacs J.T. Glyceraldehyde-3-phosphate, dehydrogenase expression during apoptosis and proliferation of rat ventral prostate.//Biol. Reprod.-1999.-v.61 (3).-p.687−691.
  89. Evguenieva-Hackenberg E., Schiltz E., Klug G. Dehydrogenases from all three domains of life cleave RNA.//J. Biol. Chem.-2002.-v.277 (48).-p.46 145−46 150.
  90. Ewalt, K.L., Hendrick, J.P., Houry, W.A., Hartl, F.U. In vivo observation of polypeptide flux through the bacterial chaperonin system.//Cell, 1997.-v.90.-p.491−500.
  91. Ewbank, J.J., Creighton, T.E., Hayer-Hartl, M.K., Ulrich Hartl F. What is the molten globule?//Nat. Struct. Biol.-1995.-v.2.-p.l0-ll.
  92. Exton J.H. Phospholipase D. Ann. N. Y.//Acad. Sci.-2000.-v.905.-p.61−68.
  93. Fabry S., Hensel R. Primary structure of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase deduced from the nucleotide sequence of the thermophilicarchaebacterium Methanothermus fervidus.//Gene.-1988.-v.64 (2).-p.l89−197.
  94. Fenselau A, Weigel P. Structure-function studies on glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenase. II. The effects of S-carboxymethylation on enzymatic activity.//Biochim Biophys. Acta.- 1970,-v. 198 (2).-p. 192−198.
  95. Fenselau A. Nicotinamide adenine dinucleotide as an active site director in glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase modification.//!. Biol. Chem.-1970.-v.245 (6).-p. 1239−1246.
  96. Fenselau A. Structure-function studies on glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. 3. Dependency of proteolysis on NAD+ concentration.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1970.-v.40 (2).-p.481−488.
  97. Fenton, W.A., Horwich, A.L. GroEL-mediated protein folding.//Protein Sci.-1997.-v.6.-p.743−760.
  98. Fenton, W.A., Kashi, Y., Furtak, K., and Horwich, A.L. Residues in chaperonin GroEL required for polypeptide binding and release.//Nature.-1994.-v.371.-p.614−619.
  99. Fenton, W.A., Weissman, J.S., and Horwich, A.L. Putting a lid on protein folding: structure and function of the co-chaperonin, GroES.//Chem. Biol.-1996.-V.3 .-p. 157−161.
  100. Fokina K.V., Dainyak M.B., Nagradova N.K., Muronetz V.I. A study on the complexes between human erythrocyte enzymes participating in the conversions of l, 3-diphosphoglycerate.//Arch. Biochem. Biophys.-1997.-v.345 (2).-p.185−192.
  101. Francis, S.H., Meriwether, B.P., and Park, J.H. Effects of photooxidation of histidine-38 on the acetylphosphatase activity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Biochemistry.-1973 .-v. 12 (2).-p.355−359.
  102. Friguet B, Djavadi-Ohaniance L, Goldberg ME. Some monoclonal antibodies raised with a native protein bind preferentially to the denatured antigen.//Mol Immunol.-1984.-v.21 (7).-p.673−677.
  103. Friguet B, Djavadi-Ohaniance L, King J, Goldberg ME. In vitro and ribosome-bound folding intermediates of P22 tailspike protein detected with monoclonal antibodies.//J Biol Chem.-1994.-v.269 (22).-p. 15 945−15 949.
  104. Frydman, J. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones.//Annu. Rev. Biochem.-2001.-v.70.-p.603−647.
  105. Garavito R.M., Rossmann M.G., Argos P., Eventoff W. Convergence of active center geometries.//Biochemistry.-1977.-v.l6 (23).-p.5065−5071.
  106. Gervasoni P, Pluckthun A. Folding intermediates of beta-lactamase recognized by GroEL.//FEBS Lett.-1997.-v.401 (2−3).-p.l38−142.
  107. Geysen H.M., Meloen R.H., Barteling S.J. Use of peptide synthesis to probe viral antigens for epitopes to a resolution of a single amino acid.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1984.-v.81(13).-p.3998−4002.
  108. Geysen H.M., Tainer J.A., Rodda S.J., Mason T.J., Alexander H., Getzoff E.D., Lerner R.A. Chemistry of antibody binding to a protein.//Science.-1987.-v.235(4793).-p.l 184−1190.
  109. Ghiara J.B., Stura E.A., Stanfield R.L., Profy A.T., Wilson I.A. Crystal structure of the principal neutralization site of HIV-1.//Science.-1994.-v.264 (5155).-p.82−85.
  110. Gil-Navarro I., Gil M., Casanova M., O’Connor J. E., Martinez J.P. and Gozalbo D. The glycolytic enzyme glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase of Candida albicans is a surface antigen.//J. Bacterid.-1997.-v.179 (16).-p.4992−4999.
  111. Goedert M. Alpha-synuclein and neurodegenerative diseases.//Nat. Rev. Neurosci.-2001.-v.2 (7).-p.492−501.
  112. Goldberg M.E., Semisotnov G.V., Friguet B., Kuwajima K,. Ptitsyn O.B., Sugai S. An early immunoreactive folding intermediate of the tryptophan synthease beta 2 subunit is a 'molten globule'.//FEBS Lett.-1990.-v.263 (1).-p.51−56.
  113. Goldberg, M.S., Zhang, J., Sondek, S., Matthews, C.R., Fox, R.O., Horwich, A.L. Native-like structure of a protein-folding intermediate bound to the chaperonin GroEL.//Proc. Natl. Acad. Sei. USA.- 1997.-v.94.-p.1080−1085.
  114. Goloubinoff, P., Christeller, J.T., Gatenby, A.A., and Lorimer, G.H. Reconstitution of active dimeric ribulose bisphosphate carboxylase from an unfoleded state depends on two chaperonin proteins and Mg-ATP.//Nature.-1989.-v.342.-p.884−889.
  115. Golovina, T.O., Muronetz, V.I., and Nagradova, N.K. Half-of-the-sites reactivity of rat skeletal muscle D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Biochim Biophys Acta.- 1978.-v.524.-p. 15−25.
  116. Gordon, C.L., Sather, S.K., Casjens, S., King, J. Selective in vivo rescue by GroEL/ES of thermolabile folding intermediates to phage P22 structural proteins.//! Biol. Chem.-1994.-v.269.-p.27 941−27 951.
  117. Gorovits B.M., Horowitz P.M. The chaperonin GroEL is destabilized by binding of ADP.//J. Biol. Chem.-1995.-v. 270(48).-p.28 551−28 556.
  118. Gottesman, M.E., and Hendrickson, W.A. Protein folding and unfolding by Escherichia coli chaperones and chaperonins. Curr. Opin.//Microbiol.-2000.-V.3.-p. 197−202.
  119. Gray, T.E., Fersht, A.R. Cooperativity in ATP hydrolysis by GroEL is increased by GroES.//FEBS Lett.-1991.-v.292.-p.254−258.
  120. Grazi E., Trombetta G. The aldolase-substrate intermediates and their interaction with glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in a reconstructed glycolytic system. Eur.//J. Biochem.-1980.-v.l07 (2).-p.369−373.
  121. Green J., Manson M. Production of polyclonal antisera. In: Methods in Molecular Biology.//Humana Press, Totowa, New Jersey.-1998.-v.80.-p.l.
  122. Griffith J.P., Lee B., Murdock A.L., Amelunxen R.E. Molecular symmetry of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from Bacillus coagulans.//J. Mol. Biol.-1983.-Ed. 5.-V.169 (4).-p963−974.
  123. Gutsche, I., Essen, L.O., Baumeister, W. Group II chaperonins: new TRiC (k)s and turns of a protein folding machine.//J Mol Biol.-1999.-v.293.-p.295−312.
  124. Hammes G.G., Lillford P.J., Simplicio J. Mechanism of nicotinamide-adenine dinucleotide binding to rabbit muscle glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//Biochemistry.-1971 .-v. 10 (20).-p.3686−3693.
  125. Harary I. The hydrolysis of 1,3-diphosphoglyceric acid by acylphosphatase.//Biochim. Biophys. Acta.-1957.-v.26.-p.434−436.
  126. Harris J.I., Perham R.N. Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from pig muscle.//Nature.-1968.-v.219 (158).-p.l025−1028.
  127. Harris J.I., Walker J.E. Structure and properties of in glyceraldehydes-3-phosphate dehydrogenase from thermophilic microorganism. In Pyridine-Nucleotide-Dependendent Dehydrogenase (Sund H., ed.) Springer Verlag.//Berlin.-1977.-p.43−46.
  128. Harrison M.L., Rathinavelu P., Arese P., Geahlen R.L., Low P. S. Role of Band 3 Tyrosine Phosphorylation in the Regulation of Erythrocyte Glycolysi.//Jour. Biol. Chem.-1991.-v.266.-N.7.-p.4106−4111.
  129. Hartl, F.U. Molecular chaperones in cellular protein folding.//Nature.-1996.-v.381.-p.571−579.
  130. Hattori M., Ametani A., Katakura Y., Shimizu M., Kaminogava S. Unfolding/refolding studies on bovine beta-lactoglobulin with monoclonal antibodies as probes.//J. Biol. Chem.-1993.-v.268.-p.22 414−22 419.
  131. Hayer-Hartl, M.K., Martin, J., Hartl, F.U. Asymmetrical interaction of GroEL and GroES in the ATPase cycle of assisted protein folding.//Sciene.-1995.-v.269.-p.836−841.
  132. Hayer-Hartl, M.K., Weber, F., Hartl, F.U. Mechanism of chaperonin action: GroES binding and release can drive GroEL-mediated protein folding in the absence of ATP hydrolysis.//EMBO J.-1996.-v.l5.-p.6111−6121.
  133. Henis Y.I., Levitzki A. Mechanism of negative cooperativity in glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase deduced from ligand competition experiments.//Proc. Natl. Acad.Sci. USA.-1980.-v.77 (9).-p.5055−5059.
  134. Henis Y.I., Levitzki A. The sequential nature of the negative cooperativity in rabbit muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Eur J Biochem.-1980.-v.l 12(l).-p.59−73.
  135. Hentze M.W. Enzymes as RNA-binding proteins: a role for (di)nucleotide-binding domains?.//Trends Biochem. Sci.-1994.-v.l9 (3).-p.101−103.
  136. Hilditch-Maguire P., Trettel F., Passani L.A., Auerbach A., Persichetti F., MacDonald M.E. Huntingtin: an iron-regulated protein essential for normal nuclear and perinuclear organelles.//Hum. Mol. Genet.-2000.-v.9 (19).-p.2789−2797.
  137. Hill E.J., Meriwether B.K., Park J.H. Purification of rabbit muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by gel filtration chromatography.//Anal. Biochem.-1975.-v.63.-p. 175−182.
  138. Hlodan, R., Tempst, P., Hartl, F.U. Binding of defined regions of a polypeptide to GroEL and its implications for chaperonin-mediated protein folding.//Nat. Struct. Biol.-1995.-v.2.-p.587−595.
  139. Hoagland V.D. Jr, Teller D.C. Influence of substrates on the dissociation of rabbit muscle D-glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//Biochemistry.-1969.-v.8 (2).-p.594−602.
  140. Houry, W.A., Frishman, D., Eckerskorn, C., Lottspeich, F. and Hartl, F.U. Identification of in vivo substrates of the chaperonin GroEL.//Nature.-1999.-v.402.-p. 147−154.
  141. Huang, Y.S., Chuang, D.T. Mechanisms for GroEL/GroES-mediated folding of a large 86-kDa fusion polypeptide in vitro.//J. Biol. Chem.-1999.-v.274.-p. 10 405−10 412.
  142. Huitorel P., Pantaloni D. Bundling of microtubules by glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase and its modulation by ATP.//Eur. J. Biochem.-1985.-v.150 (2).-p.265−269.
  143. Hunt, J.F., Weaver, A.J., Landry, S.J., Gierasch, L., Deisenhofer, J. The crystal structure of the GroES co-chaperonin at 2.8 A resolution.//Nature.-1996.-v.379.-p.37−45.
  144. Huynh D.P., Scoles D.R., Ho T.H., Del Bigio M.R., Pulst S.M. Parkin is associated with actin filaments in neuronal and nonneural cells.//Ann. Neurol.-2000.-v.48 (5).-p.737−744.
  145. Ishitani R., Chuang D.M. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase antisense oligodeoxynucleotides protect against cytosine arabinonucleoside-induced apoptosis in cultured cerebellar neurons.//Proc. Natl. Acad. Sci. U S A.-1996.-v.93(18).-p.9937−9941.
  146. Ishitani R., Tanaka M., Sunaga K., Katsube N., Chuang D.M. Nuclear localization of overexpressed glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in cultured cerebellar neurons undergoing apoptosis.//Mol. Pharmacol.-1998.-v.53(4).-p.701−707.
  147. Ismail, S.A., Park, H.W. Structural analysis of human liver glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr.-2005.-v.61 (Pt 1 l).-p.l508−1513.
  148. Itzhaki, L.S., Otzen, D.E., Fersht, A.R. Nature and consequences of GroEL-protein interactions. Biochemistry, 1995, V. 34, p. 14 581−14 587.
  149. Jeffery C.J. Moonlighting proteins.//Trends Biochem. Sci.-1999.-v.24.-p.8−11.
  150. Jemmerson R., Paterson Y. Mapping epitopes on a protein antigen by the proteolysis of antigen-antibody complexes.//Science.-1986.-v.232 (4753).-p.1001−1004.
  151. Jenkins, J.L., Tanner, J.J. High-resolution structure of human D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr.-2006.-v.62 (Pt 3).-p.290−301.
  152. Jones S.M.T., Harris J.I. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: amino acid sequence of enzyme form baker’s yeast.//FEBS Lett.-1972.-v.22.-p.185−189.
  153. Kalinina N.O., Fedorkin O.N., Samuilova O.V., Maiss E., Korpela T., Morozov S.Yu., Atabekov J.G. Expression and biochemical analyses of the recombinant potato virus X 25K movement protein.//FEBS Lett.-1996.-v.397 (l).-p.75−78.
  154. Kandror, O., Busconi, L., Sherman, M., Goldberg, A.L. Rapid degradation of an abnormal protein in Escherichia coli involves the chaperones GroEL and GroES.//J. Biol. Chem.-1994.-v.269.-p.23 575−23 582.
  155. Karpel R.L., Burchard A.C. A basic isozyme of yeast glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenase with nucleic acid helix-destabilizing activity.//Biochim. Biophys. Acta.-1981.-v.654 (2).-p.256−267.
  156. Katsumata, K., Okazaki, A., Kuwajima, K. Effect of GroEL on the refolding kinetics of alpha-lactalbumin.//J. Mol. Biol.-1996.-v.258.-p.827−838.
  157. Kawamoto R.M., Caswell A.H. Autophosphorylation of glyceraldehydephosphate dehydrogenase and phosphorylation of protein from skeletal muscle microsomes.//Biochemistry.-l986.-v.25(3).-p.657−661.
  158. Kelekar A., Thompson C.B. Bcl-2-family proteins: the role of the BH3 domain in apoptosis.//Trends. Cell. Biol.-1998.-v.8 (8).-p.324−330.
  159. Kelemen N., Kellershohn N., Seydoux F. Sturgeon glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Eur J Biochem.-1975.-v.57 (l).-p.69−78.
  160. Kellershohn N, Seydoux F.J. Functional asymmetry of tetrameric glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in the transient kinetics of reductive dephosphorylation of l, 3-diphosphoglycerate.//Biochemistry.~ 1979,-v. 18(12).-p.2465−2470.
  161. Kenny B., Finlay B.B. Protein secretion by enteropathogenic Escherichia coli is essential for transducing signals to epithelial cells.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1995.-v.92 (17).-p.7991−7995.
  162. Khoroshilova N.A., Muronetz V.I., Nagradova N.K. Interaction between D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase and 3-phosphoglycerate kinase and its functional consequences.//FEBS Lett.-1992.-v.297 (3).-p.247−249.
  163. Kirschner K. Co-operative binding of nicotinamide-adenine dinucleotide to yeast glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. II. Stopped-flow studies at pH 8−5 and 40 degrees C.//J Mol Biol.-1971.-v. 58(l).-p.51−68.
  164. Klement I.A., Skinner P.J., Kaytor M.D., Yi H., Hersch S.M., Clark H.B., Zoghbi H.Y., Orr H.T. Ataxin-1 nuclear localization and aggregation: role in polyglutamine-induced disease in SCA1 transgenic mice.//Cell.-1998.-v.95(l).-p.41−53.
  165. Knull H.R., Walsh J.L. Association of glycolytic enzymes with the cytoskeleton.//Curr. Top Cell Regul.-1992.-v.33.-p.l5−30.
  166. Kochetov G.A., Nikitushkina L.I., Chernov N.N. A complex of functionally-bound enzymes: transketolase and glyceraldehydephosphate dehydrogenase.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1970.-v.40 (4).-p.873−879.
  167. Kubo S.I., Kitami T., Noda S., Shimura H., Uchiyama Y., Asakawa S., Minoshima S., Shimizu N., Mizuno Y., Hattori N. Parkin is associated with cellular vesicles.//J. Neurochem.-2001.-v.78 (l).-p.42−54.
  168. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4.//Nature.-1970.-v.227.-p.680−685.
  169. Lakatos S. and Zavodsky P. The effect of substrates on the association equilibrium of mammalian D-glyceraldeyde-3-phosphate dehydrogenase.//FEBS Lett.-1976.-v.63.-p. 145−148.
  170. Lambert M., Perham R.N. Folding domains and intramolecular ionic interactions of lysine residues in glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase,//Biochem. J.-1977.-V.161 (l).-p.49−62.
  171. Laminet, A.A., Ziegelhoffer, T., Georgopoulos, C., Pluckthun, A. The Escherichia coli heat shock proteins GroEL and GroES modulate the folding of the beta-lactamase precursor.//EMBO J.-1990.-v.9.-p.2315−2319.
  172. Landry, S.J., Zeilstra-Ryalls, J., Fayet, O., Georgopoulos, C., Gierasch, L.M. Characterization of a functionally important mobile domain of GroES.//Nature.-1993.-v.364.-p.255−258.
  173. Langer, T., Pfeifer, G., Martin, J., Baumeister, W., Hartl, F.U. Chaperonin-mediated protein folding: GroES binds to one end of the GroEL cylinder, which accommodates the protein substrate within its central cavity.//EMBO J.-1992.-v.11.-p.4757−4765.
  174. Leslie A.G., Wonacott A.J. Coenzyme binding in crystals of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//J. Mol. Biol.-1983,-v. 165 (2).-p.375−391.
  175. Leslie AG, Wonacott AJ. Structural evidence for ligand-induced sequential conformational changes in glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//J. Mol. Biol.- 1984.-V. 178 (3).-p.743−772.
  176. Levashov P.A., Muronetz V.I., Klyachko N.L., Nagradova N.K. Catalytically active monomers of E. coli glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//!. Protein. Chem.-1998.-v.l7 (3).-p.229−235.
  177. Levitzki D., Rostkova E., Orlov V., Nicolaeva O., Moiseeva L., Teplova M., Gusev N. Complexes of smooth muscle tropomyosin with F-actin studied by differential scanning calorimetry.//Eur. J. Biochem.-2000.-v.267.-p. 1869−1877.
  178. Levitzki A. Half-of-the-sites and all-of-the-sites reactivity in rabbit muscle glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//!. Mol. Biol.-1974.-v.90 (3).-p.451−468.
  179. Levitzki A., Koshland D.E. Jr. Negative cooperativity in regulatory enzymes.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1969.-v.62(4).-p.l 121−1128.
  180. Lin S.S., Chang S.C., Wang Y.H., Sun C. Y, Chang M.F. Specific interaction between the hepatitis delta virus RNA and glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase: an enhancement on ribozyme catalysis.//Virology.-2000.-v.271 (1).-p.46−57.
  181. Listowsky I., Englard S. Characterization of the ultraviolet optically active absorption bands of sugars by circular dichroism.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1968.-v.30 (4).-p.329−332.
  182. Llorca, O., Carrascosa, J.L., Valpuesta, J.M. Biochemical characterization of symmetric GroEL-GroES complexes. Evidence for a role in protein folding.//J. Biol. Chem.-1996/-v.271.-p.68−76.
  183. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L. et al. Protein measurement wit the Folin phenol reagent.//! Biol. Chem.-1951.-v.l93 (l).-p.265−275.
  184. Ma, J., Karplus, M. The allosteric mechanism of the chaperonin GroEL: a dynamic analysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, V. 95, p. 8502−8507.
  185. Maeji N.J., Bray A.M., Geysen H.M. Multi-pin peptide synthesis strategy for T cell determinant analysis.//J. Immunol. Methods/-1990.-v. 134 (1).-p.23−33.
  186. Malhotra O.P., Bernhard S.A. Activation of a covalent enzyme-substrate bond by noncovalent interaction with an effector.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1973 .-v.70(7).-p.2077−2081.
  187. Malhotra O.P., Bernhard S.A. Role of nicotinamide adenine dinucleotide as an effector in formation and reactions of acylglyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Biochemistry.-1981 .-v.20 (19).-p.5529−5538.
  188. Malhotra O.P., Bernhard S.A., Seydoux F. Structural and functional consequences of subunit interactions in glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//Biochimie.-1981 .-v.63 (2).-p. 131−141.
  189. Marchal S., Branlant G. Evidence for the chemical activation of essential Cys-302 upon cofactor binding to nonphosphorylating glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from Streptococcus mutans.//Biochemistry.-1999.-v.38.-p. 12 950−12 958.
  190. Mark D.F., Richardson C.C. Escherichia coli thioredoxin: a subunit of bacteriophage T7 DNA polymerase.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1976.-v.73 (3).-p.780−784.
  191. Martinez Arias W., Pettersson G. Transient-state kinetic evidence against a channelled transfer of glyceraldehyde 3-phosphate from aldolase to glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Eur. J. Biochem.-1996.-v.239 (3).-p.675−678.
  192. Matthews C.R. Pathways of protein folding.//Annu. Rev. Biochem.-1993.-v.62.-p.653−83.
  193. Mayhew M., da Silva A.C., Martin J., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Hartl F.U. Protein folding in the central cavity of the GroEL-GroES chaperonin complex.//Nature.-1996.-v.379.-p.420−426.
  194. Mazzola J.L., Sirover M.A. Alteration of intracellular structure and function of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: a common phenotype of neurodegenerative disorders.//Neurotoxicology.-2002.-v.23.-p.603−609.
  195. Mazzola J.L., Sirover M.A. Reduction of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase activity in Alzheimer’s disease and in Huntington’s disease fibroblasts.//!. Neurochem.-2001 .-v.76 (2).-p.442−449.
  196. McGowan K., Pekala P.H. Dehydrogenase binding to the 3'-untranslated region of GLUTI mRNA.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1996.-v.221 (l).-p.42−45.
  197. Mendoza, J.A., Rogers, E., Lorimer, G.H., Horowitz, P.M. Chaperonins facilitate the in vitro folding of monomeric mitochondrial rhodanese.//J. Biol. Chem.-1991 .-v.266.-p. 13 044−13 049.
  198. Mercer W.D., Winn S.I., Watson H.C. Twinning in crystals of human skeletal muscle D-glyceraldehyde-3phosphate dehydrogenase.//!. Mol. Biol.-1976.-v.l04.-p.277−283.
  199. Meyerhof O. New investigations on enzymatic glycolysis and phosphorylation.//Experientia.- 1994 (1948),-v.50.-p.382−389.
  200. Meyer-Siegler K., Mauro D.J., Seal G., Wurzer J., de Riel J.K., Sirover M.A. A human nuclear uracil DNA glycosylase is the 37-kDa subunit of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Proc. Natl. Acad. USA.-1991.-v.88.-p.8460−8464.
  201. Minaschek G., Groschel-Stewart U., Blum S., Bereiter-Hahn J. Microcompartmentation of glycolytic enzymes in cultured cells.//Eur. J. Cell Biol.-1992.-v.58 (2).-p.418−428.
  202. Minton, A.P. A sense of frustration.//Nurs Stand.-2000.-v.l4.-p.l2−13.
  203. Missirlis F., Phillips J.P., Jackie H. Cooperative action of antioxidant defense systems in Drosophila.//Curr Biol.-2001.-v.l 1 (16).-p.1272−1277.
  204. Modun B., Morrissey J., Williams P. The staphylococcal transferrin receptor: a glycolytic enzyme with novel functions .//Trends Microbiol.-2000.-v.8(5).-p.231−237.
  205. Modun B., Williams P. The staphylococcal transferrin-binding protein is a cell wall glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Infect. Immun.-1999.-v.67.-p. 1086−1092.
  206. Mohr S., Stamler J.S., Brune B. Posttranslational modification of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by S-nitrosylation and subsequent NADH attachment.//J. Biol. Chem.-1996.-v.271 (8).-p.4209−4214.
  207. Moras D, Olsen K.W., Sabesan M.N., Buehner M., Ford G.C., Rossmann M.G. Studies of asymmetry in the three-dimensional structure of lobsterD-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//J Biol Chem.-1975.-v. 250(23).-p.9137−9162.
  208. Morero R.D., Vinals A.L., Bloj B., Farias R.N. Fusion of phospholipid vesicles induced by muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in the absence of calcium.//Biochemistry.-1985.-v. 24 (8).-p. 1904−1909.
  209. Morris G.E. Monoclonal antibody studies of creatine kinase. The ART epitope: evidence for an intermediate in protein folding.//Biochem. J.-1989.-v.257 (2).-p.461−469.
  210. Mowbray J., Moses V. The tentative identification in Escherichia coli of a multienzyme complex with glycolytic activity .//Eur. J. Biochem.-1976.-v.66 (l).-p.25−36.
  211. Muronetz V.I., Ashmarina L.I., Nagradova N.K. Immobilized subunits can function as an affinity sorbent to purify oligomeric enzymes: the usefulness of hybridization on the solid support.//Experientia.-1981.-v.371.-15−16.
  212. Muronetz V.I., Ashmarina L.I., Nagradova N.K. Selective inhibition of an enzyme in crude cell extracts. The use of subunits modified with a half-of-the-sites reagent.//Biochem. Int.-1983.-v.6 (4).-p.443−450.
  213. Muronetz V.I., Wang Z.X., Keith T.J., Knull H.R., Srivastava D.K. Binding constants and stoichiometries of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase-tubulin complexes.//Arch. Biochem. Biophys.-1994.-v.3132.-p.253−60.
  214. Muro-Pastor A.M., Ostrovsky P., Maloy S. Regulation of gene expression by repressor localization: biochemical evidence that membrane and DNA binding by the PutA protein are mutually exclusive .//J. Bacteriol.-1997.-v.l79 (8).-p.2788−2791.
  215. Murthy M.R., Garavito R.M., Johnson J.E., Rossmann M.G. Structure of lobster apo-D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase at 3.0 A resolution.//J Mol Biol.-1980.-v.l38 (4).-p.859−872.
  216. Nagradova N.K. Interdomain interactions in oligomeric enzymes: creation of asymmetry inhomo-oligomers and role in metabolite channeling between active centers of hetero-oligomers.//FEBS Lett.-2001.-v.487 (3).-p.327−332.
  217. Nagradova N.K. Study of the properties of phosphorylating D-glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase.//Biochemistry (Moscow).-2001.-v.66 (10).-p.l067−1076.
  218. Nagradova N.K., Safronova M.I., Baratova L.A., Belianova L.P. Structural studies on glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase from rat skeletal muscle./TBiochim Biophys Acta.-1978.-v.532(l).-p.l-5.
  219. Nagy E., Henics T., Eckert M., Miseta A., Lightowlers R.N., Kellermayer M. Identification of the NAD (+)-binding fold of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase as a novel RNA-binding domain.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-2000.-v.275 (2).-p.253−260.
  220. Nakano M.M., Zhu Y., Haga K., Yoshikawa H., Sonenshein A.L. and Zuber P. A mutation in the 3-phosphoglycerate kinase gene allows anaerobic growth of Bacillus subtilis in the absence of ResE kinase.//J. Bacteriol.-1999,-v. 181 (22).-p.7087−7097.
  221. Nguyen T.N., Wang H.J., Zalzal S., Nanci A., Nabi I.R. Purification and characterization of beta-actin-rich tumor cell pseudopodia: role of glycolysis.//Exp. Cell Res.-2000.-v.258 (l).-p.l71−83.
  222. Nguyen thi Man, Cartwright A.J., Osborne M., Morris G.E. Structural changes in the C-terminal region of human brain creatine kinase studied with monoclonal antibodies.//®iochim. Biophys. Acta.-1991.-v. 1076 (2).-p.245−251.
  223. Novak K., Wolny M., Banas T. The complete amino acid sequence of human muscle glyceraldehydes-3-phosphate dehydrogenase./ZFEBS Lett.-1981.-v.l34.-p.l43−146.
  224. Nover L., Scharf K.D. Heat stress proteins and transcription factors.//Cell. Mol. Life Sci.-1997.-v.53.-p.80−103.
  225. Ohashi K, Burkart V, Flohe S, Kolb H. Cutting edge: heat shock protein 60 is a putative endogenous ligand of thetoll-like receptor-4 complex.//J. Immunol.-2000.-v.l64 (2).-p.558−561.
  226. Olsen K.W., Garavito R.M., Sabesan M.N., Rossmann M.G. Anion binding sites in the active center of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//J Mol Biol.-1976,-v. 107 (4).-p.571−576.
  227. Olsen K.W., Garavito R.M., Sabesan M.N., Rossmann M.G. Studies on coenzyme binding to glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//.! Mol Biol.-1976.-v.l07 (4).-p.577−584.
  228. Olsen, K.W., Moras, D., Rossmann, M.G., Harris, J.I. Sequence Variability and the Structure of D-Glyceraldehyde-3-Phosphate Dehydrogenase.//J. Biol. Chem.-1975.-v.250.-p.9313−9321.
  229. Osborne H.H., Hollaway M.R. The investigation of substrate-induced changes in subunit interactions in glyceraldehyde 3-phosphatedehydrogenases by measurement of the kinetics and thermodynamics of subunit exchange.//Biochem J.-1975.-V.151 (l).-p.37−45.
  230. Ouellet M., Shoubridge E.A. Phosphocreatine-dependent protein phosphorylation in rat skeletal muscle.//Biochem. J.-1992.-V.284 (Pt 1).-p.l15−122.
  231. Ouporov I.V., Knull H.R., Huber A., Thomasson K.A. Brownian dynamics simulations of aldolase binding glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase and the possibility of substrate channeling.//Biophys J.-2001.-v.80 (6).-p.2527−2535.
  232. Ovadi J., Keleti T. Kinetic evidence for interaction between aldolase and D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Eur. J. Biochem.-1978.-v.85 (l).-p. 157−161.
  233. Pancholi V. Multifunctional alpha-enolase: its role in diseases.//Cell Mol. Life Sci.-2001.-v.58 (7).-p.902−920.
  234. Pancholi V., Fischetti V.A. A major surface protein on group A streptococci is a glyceraldehyde-3-phosphate-dehydrogenase with multiple binding activity.//.!. Exp. Med.-1992.-v.l76 (2).-p.415−426.
  235. Pancholi V, Fischetti V.A. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase on the surface of group A streptococci is also an ADP-ribosylating enzyme.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1993.-v.90(17).-p.8154−8158.
  236. Parker D.J., Allison W.S. The mechanism of inactivation of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase by tetrathionate, o-iodosobenzoate, and iodine monochloride.// J. Biol. Chem.-1969.-v.244 (l).-p.180−189.
  237. Pek S.B., Usami M., Bilir N., Fischer-Bovenkerk C., Ueda T. Protein phosphorylation in pancreatic islets induced by 3-phosphoglycerate and 2-phosphoglycerate.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1990.-v.87(l l).-p.4294−4298.
  238. Peralta, D., Hartman, D.J., Hoogenraad, N.J., Hoj, P.B. Generation of a stable folding intermediate which can be rescued by the chaperonins GroEL and GroES.//FEBS Lett.-1994.-v.339.-p.45−49.
  239. Perrett, S., Zahn, R., Stenberg, G., Fersht, A.R. Importance of electrostatic interactions in the rapid binding of polypeptides to GroEL.//J. Mol. Biol.-1997.-v.269.-p.892−901.
  240. Perucho M., Salas J., Salas M.L. Identification of the mammalian DNA-binding protein P8 as glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Eur. J. Biochem.-1977.-v.81 (3).-p. 557−562.
  241. Poccia F, Piselli P, Vendetti S, Bach S, Amendola A, Placido R, Colizzi V. Heat-shock protein expression on the membrane of T cells undergoing apoptosis.//Immunology.-1996.-v.88 (l).-p.6−12.
  242. Poglazov B.F., Livanova N.B. Interaction of actin with the enzymes of carbohydrate metabolism.//Adv. Enzyme Regul.-1986.-v.25.-p.297−305.
  243. Prasad L, Sharma S, Vandonselaar M, Quail JW, Lee JS, Waygood EB, Wilson KS, Dauter Z, Delbaere LT. Evaluation of mutagenesis for epitope mapping. Structure of an antibody-protein antigen complex.//J Biol Chem.-1993.-v.268 (15).-p. 10 705−10 708.
  244. Price NC, Radda GK. A fluorescent probe for the coenzyme-induced structural changes in glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from rabbit muscle.//Biochim Biophys Acta.-1974.-v.371 (l).-p.l02−106.
  245. Ptitsyn, O.B. Molten globule and protein folding.//Adv. Prot. Chem.-1995 .-v.47.-p.83−229.
  246. Racker E., Krimsky J. The mechanism of oxidation of aldehydes by D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//J. Biol. Chem.-1952.-v.l98.-p.731−743.
  247. Ramponi G., Liguri G., Nediani C., Stefani M., Taddei N., Nassi P. Acylphosphatase increases the rate of ethanol production from glucose in cell-free extracts of Saccharomyces cerevisiae.//Biotechnol. Appl. Biochem.-1988.-v. 10 (5).-p.408−413.
  248. Ranson N.A., Dunster N.J., Burston S.G., Clarke A.R. Chaperonins can catalyse the reversal of early aggregation steps when a protein misfolds.//J Mol Biol.-1995.-v.250 (5).-p.581−586.
  249. Raugei G., Modesti A., Magherini F., Marzocchini R., Vecchi M., Ramponi G. Expression of acylphosphatase in Saccharomyces cerevisiae enhances ethanol fermentation rate.//Biotechnol. Appl. Biochem.-1996.-v.23.-p.273−278.
  250. Reid BG, Flynn GC. GroEL binds to and unfolds rhodanese posttranslationally.//J Biol Chem.-1996.-v.271 (12).-p.7212−7.
  251. Reynolds C.H., Dalziel K. Factors affecting coenzyme binding and subunit interactions inglyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Biochim Biophys Acta.-1979.-v.567 (2).-p.287−294.
  252. Rivera-Nieves J., Thompson W.C., Levine R.L., Moss J. Thiols mediate superoxide-dependent NADH modification of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//J. Biol. Chem.-1999.-v.274 (28).-p.l9525−19 531.
  253. Rogalski A.A., Steck T.L., Wasseem A. Association of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase with the plasma membrane of the intact human red blood cell.//J. Biol. Chem.-1989.-v.264.-p.6438−6446.
  254. Ronai Z. Glycolytic enzymes as DNA binding proteins.//Int. J. Biochem.-1993 .-v.25 (7).-p. 1073−1076.
  255. Roseman, A.M., Chen, S., White, H., Braig, K., Saibil, H.R. The chaperonin ATPase cycle: mechanism of allosteric switching and movements of substrate-binding domains in GroEL.//Cell.-1996.-v.87.-p.241−251.
  256. Rovensky Y.A., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Vasiliev J.M. Locomotory behaviour of epitheliocytes and fibroblasts on metallic grids.//J. Cell. Sci.-1999,-v.l 12.-p.1273−1282.
  257. Ryazanov A.G. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase is one of the three major RNA-binding proteins of rabbit reticulocytes.//FEBS Lett.-1985.-v.192 (l).-p.131−134.
  258. Saibil, H. Molecular chaperones: containers and surfaces for folding, stabilising or unfolding proteins.//Curr. Opin. Struct. Biol.-2000.-v.l0.-p.251−258.
  259. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T.//Molecular Cloning: A Laboratory Manual, second Edition, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.-1989.
  260. Saunders P.A., Chalecka-Franaszek E., Chuang D.M. Subcellular distribution of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in cerebellar granule cells undergoing cytosine arabinoside-induced apoptosis.//J. Neurochem.-1997.-v.69 (5).-p. 1820−1828.
  261. Saunders P.A., Chen R.W., Chuang D.M. Nuclear translocation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase isoforms during neuronal apoptosis.//J. Neurochem.-1999.-v.72 (3).-p.925−932.
  262. Sawa A., Khan A.A., Hester L.D., Snyder S.H. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: nuclear translocation participates in neuronal and nonneuronal cell death. Proc.//Natl. Acad. Sci. USA.-1997.-v.94 (21).-p. 11 669−11 674.
  263. ScatchardG. Ann. N. Y.//Acad. Sci.-1949.-v.51.-p.660−672.
  264. Schechter I. Competition of antigenic determinants.//Biochim. Biophys. Acta.-1965.-v. 104 (l).-p.303−305.
  265. Scheek R.M., Berden J.A., Hooghiemstra R., Slater E.C. Subunit interactions in rabbit-muscle glyceraldehyde-phosphate dehydrogenase, as measured by NAD+ and NADH binding.//Biochim. Biophys. Acta.-1979.-v.569.-p.l24−134.
  266. Schmalhausen E.V., Muronetz V.l. An uncoupling of the processes of oxidation and phosphorylation in glycolysis./ZBiosci. Rep.-1997.-v.l7 (6).-p.521−527.
  267. Schmalhausen E.V., Nagradova N.K., Boschi-Muller S., Branlant G., and Muronetz V.l. Mildly oxidized GAPDH: the coupling of the dehydrogenase and acyl phosphatase activities.//FEBS Lett.-1999.-v.452.-p.219−222.
  268. Schmidt M., Bucheler U., Kaluza B., Buchner J. Correlation between the stability of the GroEL-protein ligand complex and the release mechanism.//J Biol Chem.-1994,.-v.269 (45).-p.27 964−27 972.
  269. Schmitz H.D. Reversible nuclear translocation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase upon serum depletion.//Eur. J. Cell Biol.-2001.-v.80 (6).-p.419−427.
  270. Schmitz H.D., Bereiter-Hahn J. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase associates with actin filaments in serum deprived NIH 3T3 cells only .//Cell Biol. Int.-2002.-v.26 (2).-p.l55−164.
  271. Schmitz H.D., Dutine C., Bereiter-Hahn J. Exportin 1-independent nuclear export of GAPDH. Cell Biol.//Int./-2003.-v.27 (7).-p.511−517.
  272. Schultz D.E., Hardin C.C., Lemon S.M. Specific interaction of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase with the 5'-nontranslated RNA of hepatitis A virus.//! Biol. Chem.-1996.-v.271 (24).-p.l4134−14 142.
  273. Schuppe-Koistinen I., Moldeus P., Bergman T., and Cotgreave I.A. S-Thiolation of human endothelial cell glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase after hydrogen peroxide treatment.//Eur. J Biochem.-1994.-v.221.-p.1033−1037.
  274. Scopes R.K., Stoter A. Purification of all glycolytic enzymes from one muscle extract/Methods in Enzymol.-1982.-v.90.-p.479−491.
  275. Seydoux F., Bernhard S., Pfenninger O., Payne M., Malhotra O.P. Preparation and active-site specific properties of sturgeon muscleglyceraldehyde-3-phoshate dehydrogenase.//Biochemistry.-1973.-v.12 (21).-p.4290−4300.
  276. Seydoux F., Malhotra O.P., Bernhard S.A. Half-site reactivity. CRC Crit.//Rev. Biochem.-1974.-V.2 (2).-p.227−257.
  277. Shashidharan P., Chalmers-Redman R.M., Carlile G.W., Rodic V., Gurvich N., Yuen T., Tatton W.G., Sealfon S.C. Nuclear translocation of GAPDH-GFP fusion protein during apoptosis.//Neuroreport.-1999.-v.lO (5).-p.1149−1153.
  278. Sheshberadaran H, Payne LG. Protein antigen-monoclonal antibody contact sites investigated by limited proteolysis of monoclonal antibody-bound antigen: protein «footprinting».//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1988.-v.85(l).-p.l-5.
  279. Sidoti-de Fraisse C., Rincheval V., Risler Y., Mignotte B., Vayssiere J.L. TNF-alpha activates at least two apoptotic signaling cascades.//Oncogene.-1998.-v.17 (13).-p. 1639−1651.
  280. Singh R., Green M.R. Sequence-specific binding of transfer RNA by glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Science.-1993.-v.259 (5093).-p.365−368.
  281. Sioud M., Jespersen L. Enhancement of hammerhead ribozyme catalysis by glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//!. Mol. Biol.-1996.-v.257(4).-p.775−789.
  282. Sirover M.A. New insights into an old protein: the functional diversity of mammalian glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase.//Biochim. Biophys. Acta.-1999,-v. 1432 (2).-p.l59−184.
  283. Skarzynski T., Moody P.C., Wonacott A.J. Structure of holo-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus at 1.8 A resolution.//J. Mol. Biol.-1987.-v.l93 (1).-p.171−187.
  284. Skarzynski T., Wonacott A.J. Coenzyme-induced conformational changes in glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus.//J. Mol. Biol.-1988.-v.203 (4).-p. 1097−1118.
  285. Skulachev Y.P. H2O2 sensors of lungs and blood vessels and their role in the antioxidant defense of the body .//Biochemistry (Moscow).-2001.-v.66 (lO).-p.l 153−1156.
  286. Soker S., Takashima S., Miao H.Q., Neufeld G., Klagsbrun M. Neuropilin-1 is expressed by endothelial and tumor cells as an isoform-specific receptor for vascular endothelial growth factor.//Cell.-1998.-v.92 (6).-p.735−745.
  287. Solti M., Friedrich P. The 'enzyme-probe' method for characterizing metabolite pools. The use of NAD-glycohydrolase in human erythrocyte sonicate as a model system.//Eur. J. Biochem.-1979.-v.95 (3).-p.551−559.
  288. Soltys B.J., Gupta R.S. Immunoelectron microscopic localization of the 60-kDa heat shock chaperonin protein (Hsp60) in mammalian cells.//Exp Cell Res.-1996.-v.222 (l).-p.l6−27.
  289. Soltys B.J., Gupta R.S. Cell surface localization of the 60 kDa heat shock chaperonin protein (hsp60)in mammalian cells.//Cell Biol. Int.-1997.-v.21 (5).-p.315−320.
  290. Spangfort, M.D., Surin, B.P., Oppentocht, J.E., Weibull, C., Carlemalm, E., Dixon, N.E., Svensson, L.A. Crystallization and preliminary X-ray investigation of the Escherichia coli molecular chaperone cpn60 (GroEL).//FEBS Lett.-1993.-v.320.-p. 160−164.
  291. Sparrer H.E., Santoso A., Szoka F.C. Jr, Weissman J.S. Evidence for the prion hypothesis: induction of the yeast PSI+. factor by in vitro- converted Sup35 protein.//Science.-2000.-v.289 (5479).-p.595−599.
  292. Sparrer, H., Lilie, H., Buchner, J. Dynamics of the GroEL-protein complex: effects of nucleotides and folding mutants.//J. Mol. Biol.-1996.-v.258.-p74−87.
  293. Stallcup W.B., Koshland D.E. Jr. Half-of-the sites reactivity and negative co-operativity: the case of yeast glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//J. Mol. Biol.-1973.-v.80 (l).-41−62.
  294. Stallcup W.B., Koshland D.E. Jr. Half-of-the sites reactivity in the catalytic mechanism of yeast glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase.//J Mol Biol.-1973.-v.80 (l).-p.77−91.
  295. Stallcup W.B., Koshland D.E. Jr. Half-of-the-sites reactivity of yeast glyceraldehyde 3-phosphate dehydrognease.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1972.-v.49(4).-p. 1108−1114.
  296. Stancel G.M., Deal W.C. Jr. Metabolic control and structure of glycolytic enzymes. V. Dissociation of yeastglyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase into subunits by ATP.//Biochem. Biophys. Res. Commun.-1968.-v.31 (3).-p.398−403.
  297. Stockel, J., Hartl, F.U. Chaperonin-mediated de novo generation of prion protein aggregates.//J. Mol. Biol.- 2001,-v.313.-p.861−872.
  298. Stone E.M., Rothblum K.N., Alevy M.C., Kuo T.M., Schwartz R.J. Complete sequence of the chicken glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase gene.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1985.-v.82(6).-p.l628−1632.
  299. Stone E.M., Rothblum K.N., Schwartz R.J. Intron-dependent evolution of chicken glyceraldehyde phosphate dehydrogenase gene.//Nature.-1985.-v.313(6002).-p.498−500.
  300. Stutts M.J., Canessa C.M., Olsen J.C., Hamrick M., Cohn J.A., Rossier B.C., Boucher R.C. CFTR as a cAMP-dependent regulator of sodium channels.//Science.-1995.-v.269 (5225).-p.847−850.
  301. Sugahara T., Sasaki T. Inhibition of immunoglobulin production stimulating activity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by nucleotides.//Biosci. Biotechnol. Biochem.-1998.-v.62 (6).-p. 1237−1239.
  302. Sugahara T., Shirahata S., Sasaki T., Murakami H. The mode of actions of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase identified as an immunoglobulin production stimulating factor.//FEBS Lett.-1995.-v.368 (l).-p. 92−96.
  303. Sukhodolets M.V., Muronetz V.I., Nagradova N.K. Interaction between glyceraldehyde-3-phosphate-dehydrogenase and lactate dehydrogenase.//Biochem. Int.-1989.-v.l9 (2).-p.379−384 (a).
  304. Suresh S., Bressi J.C., Kennedy K.J., Verlinde C.L., Gelb M.H., Hoi W.G. Conformational changes in Leishmania mexicana glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase induced by designed inhibitors.//.!. Mol. Biol.-2001.-v.309 (2).-p.423−435.
  305. Suzuki K., Harris J.I. Hybridization of Glyceraldehyde-3-phosphate Dehydrogenase./^!. Biochem.-1975.-v.77 (3).-p.587−593.
  306. Suzuki K., Imahori K. Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase of Bacillus stearothermophilus. Kinetics and physicochemical studies.//J. Biochem. (Tokyo).-1973.-v.74 (5).-p.955−970.
  307. Svensson, L.A., Surin, B.P., Dixon, N.E., Spangfort, M.D. The symmetry of Escherichia coli cpn60 (GroEL) determined by X-ray crystallography.//J. Mol. Biol.-1994.-v.235.-p.47−52.
  308. Szewczuk K., Wolny H., Baranowsky T. Nova metoda otrzyzmywania D-glyceraldehydo-fosforany.//Acta Bioch. Polon.-1961.-v.8.-p.201−209.
  309. Tajima H., Tsuchiya K., Yamada M., Kondo K., Katsube N., Ishitani R. Over-expression of GAPDH induces apoptosis in COS-7 cellstransfected with cloned GAPDH cDNAs.//Neuroreport.-1999.-v.lO (10).-p.2029−2033.
  310. Tanner J.J., Hecht R.M., Krause K.L. Determinants of enzyme thermostability observed in the molecular structure of Thermus aquaticus D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase at 25 Angstroms Resolution.//Biochemistry.-1996.-v.35(8).-p.2597−2609.
  311. Tatton N.A. Increased caspase 3 and Bax immunoreactivity accompany nuclear GAPDH translocation and neuronal apoptosis in Parkinson’s disease.//Exp. Neurol.-2000.-v.l66 (l).-p.29−43.
  312. Tatzelt, J., Zuo, J., Voellmy, R., Scott, M., Hartl, U., Prusiner, S.B., Welch, WJ. Scrapie prions selectively modify the stress response in neuroblastoma cells.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1995.-v.92.-p.2944−2948.
  313. Tian, G., Vainberg, I.E., Tap, W.D., Lewis, S.A., Cowan, N.J. Specificity in chaperonin-mediated protein folding.//Nature.-1995.-v.375.-p.250−253.
  314. Tisdale E.J. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase is phosphorylated by protein kinase Ciota /lambda and plays a role in microtubule dynamics in the early secretory pathway.//J. Biol. Chem.-2002.-v.277 (5).-p.3334−3341.
  315. Tisdale E.J. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase is required for vesicular transport in the early secretory pathway.//J. Biol. Chem.-2001.-v.276 (4).-p.2480−2486.
  316. Todd, M.J., Viitanen, P.V., Lorimer, G.H. Dynamics of the chaperonin ATPase cycle: implications for facilitated protein folding.//Science.-1994.-v.265.-p.659−666.
  317. Tormo J., Blaas D., Parry N.R., Rowlands D., Stuart D., Fita I. Crystal structure of a human rhinovirus neutralizing antibody complexed with a peptide derived from viral capsid protein VP2.//EMBO J.-1994,-v.l3 (10).-p.2247−2256.
  318. Trentham D.R. Reactions of D-glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase facilitated by oxidized nicotinamide-adenine dinucleotide.//Biochem. J.-1971.-V.122 (l).-p.59−69.
  319. Tso J.Y., Sun X.H., Wu R. Structure of two unlinked Drosophila melanogaster glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase genes.J. Biol. Chem.-1985.-v.260 (13).-p.8220−8228.
  320. Ueda T., Plagens D.G. Phosphoglycerate-dependent protein phosphorylation.//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1987.-v.84(5).-p.l229−1233.
  321. Valverde F., Losada M., and Serrano A. Engineering a central methabolic pathway: glycolysis with no net phosphorylation in an Escherichia coli gapmutant complemented with a plant gapN gene.//FEBS Lett.-1999.-v.449.-p.153−158.
  322. Van den Berg B., Ellis R.J., Dobson C.M. Effects of macromolecular crowding on protein folding and aggregation.//EMBO J.-1999.-V.18 (24).-p.6927−6933.
  323. Velick, S., Furfine, C.: Glyceraldehyde-3-Phosphate Dehydrogenase. In The Enzymes, v.7 (Ed. by Boyer, P. D, Lardy, H., and Myrback, K.).//Academic Press Inc.-New York.-1963.-c.243.
  324. Vertessy B., Vas M., Keleti T. Microenvironment of the enzyme-bound NADH is different in lobster and pig muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase microcrystals.//Arch. Biochem. Biophys.-1986.-v.251 (1).-p.299−305.
  325. Viitanen, P.V., Donaldson, G.K., Lorimer, G.H., Lubben, T.H., Gatenby, A.A. () Complex interactions between the chaperonin 60 molecular chaperone and dihydrofolate reductase.//Biochemistry.- 1991.-v.30.-p.9716−9723.
  326. Vijlder J.J.M., Boers W., Slater E.C. Binding and properties of NAD+ in glyceraldehyde phosphate dehydrogenase from lobster tail muscle.//Biochim. Biophys. Acta.- 1969.-V.19l.-p.214−220.
  327. Villamon E., Villalba V., Nogueras M.M., Tomas J.M., Gozalbo D., Gil M.L. Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, a glycolytic enzyme, presents in the periplasm of Aeromonas hydrophila.//Antonie van Leeuwenhoek.-2003.-v.84 (l).-p.31−38.
  328. Wada A., Fukuda M., Mishima M., Nishida E. Nuclear export of actin: a novel mechanism regulating the subcellular localization of a major cy to skeletal protein.//EMBO J.-1998.-V.17 (6).-p.l635−1641.
  329. Walker J.E., Carne A.F., Runswick M.J., Bridgen J., Harris J.I. D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Complete amino-acid sequenceof the enzyme from Bacillus stearothermophilus.//Eur. J. Biochem.-1980,-v.108 (2).-p.549−565.
  330. Wang L., Hertzog P.J., Galanis M., Overall M.L., Waine G.J., Linnane A.W. Structure-function analysis of human IFN-alpha. Mapping of a conformational epitope by homologue scanning.//.! Immunol.-1994,-v. 152 (2).- p.705−715.
  331. Wang X., Sirover M.A., Anderson L.E. Pea chloroplast glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase has uracil glycosylase activity.//Arch. Biochem. Biophys.-1999.-V.367 (2).-p.348−353.
  332. Watanabe H., Takehana K., Date M., Shinozaki T., Raz A. Tumor cell autocrine motility factor is the neuroleukin/phosphohexose isomerase polypeptide.//Cancer Res.-1996.-v.56 (13).-p.2960−2963.
  333. Weissman J.S., Hohl C.M., Kovalenko O., Kashi Y., Chen S., Braig K., Saibil H.R., Fenton W.A., Horwich A.L. Mechanism of GroEL action: productive release of polypeptide from a sequestered position under GroES.Cell.-1995.-v.83 (4).-p.577−587.
  334. Weissman, J.S., Kashi, Y., Fenton, W.A., Horwich, A.L. GroEL-mediated protein folding proceeds by multiple rounds of binding and release of nonnative forms.//Cell.-1994.-v.78.-p.693−702.
  335. Weissman, J.S., Rye, H.S., Fenton, W.A., Beechem, J.M., Horwich, A.L. Characterization of the active intermediate of a GroEL-GroES-mediated protein folding reaction.//Cell.-1996.-v.84.-p.481−490.
  336. Welch, W.J., Gambetti, P. Chaperoning brain diseases.//Nature.-1998.-v.392.-p.23−24.
  337. Welch J. E., Schatte E. C., O’Brien D. A., Eddy E. M. Expression of a glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase gene specific to mouse spermatogenic cells.//Biol. Reprod.-1992.-v.46 (5).-p.869−878.
  338. Welch, J.E., Brown, P.R., O’Brien, D.A., Eddy, E.M. Genomic organization of a mouse glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase gene
  339. Gapd-s) expressed in post-meiotic spermatogenic cells.//Dev. Genet.-1995.-v.16 (2).-p.l79−189.
  340. Welch J. E., Brown P. L., O’Brien D. A., Magyar P. L., Bunch D. O., Mori C., Eddy E.M. Human glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase-2 gene is expressed specifically in spermatogenic cells.//J. Androl.-2000.-v.21 (2).-p.328−338.
  341. Westhoff D., Kamp G. Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase is bound to the fibrous sheath of mammalian spermatozoa.//J. Cell Sci.-1997.-v. 110(Pt. 15).-p.1821−1829.
  342. Wick G. Atherosclerosis an autoimmune disease due to an immune reaction against heat-shock protein 60.//Herz.-2000.-v.25 (2).-p.87−90.
  343. Wick G., Perschinka H., Millonig G. Atherosclerosis as an autoimmune disease: an update.//Trends Immunol.-2001.-V.22 (12).-p.665−669.
  344. Wickner, S., Maurizi, M.R., Gottesman, S. Posttranslational quality control: folding, refolding, and degrading proteins.//Science.-1999.-v.286.-p.1888−1893.
  345. Widmann M., Christen P. Differential effects of molecular chaperones on refolding of homologous proteins.//FEBS Lett.-1995.-v.377 (3).-p.481−484.
  346. Wong I., Lohman T.M. A double-filter method for nitrocellulose-filter binding: application to protein-nucleic acid interactions.//Proc. Natl. Acad. Sci. U S A.-1993.-V.90 (12).-p.5428−5432.
  347. Wu K., Aoki C., Eiste A., Rogalski-Wilk A.A., Siekevitz P. The synthesis of ATP by glycolytic enzymes in the postsynaptic density and the effect of endogenously generated nitric oxide.//Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-1997.-v.94 (24).-p. 13 273−13 278.
  348. Xu W., Seiter K., Feldman E., Ahmed T., Chiao J.W. The differentiation and maturation mediator for human myeloid leukemia cells shares homology with neuroleukin or phosphoglucose isomerase.//Blood.-1996.~ v.87 (1 l).-p.4502−4506.
  349. Yasykova M. Yu., Ashmarina L.T., Muronetz V.l., Nagradova N.K. Autophosphorylation of lactate dehydrogenase.//Biochem. Int.-1987.-v.l4(5).-p.933−938.
  350. Yasykova M.Yu., Vener A.V., Muronetz V.l., Nagradova N.K. Phosphorylation of lactate dehydrogenase by ATP.//Biochem. Int.-1988.-v.17 (l).-p.133−139.
  351. Yifrach O, Horovitz A. Nested cooperativity in the ATPase activity of the oligomeric chaperonin GroEL.//Biochemistry.-1995.-v.34 (16).-p.5303−5308.
  352. Yifrach, O., Horovitz, A. Allosteric control by ATP of non-folded protein binding to GroEL.//J. Mol. Biol.-1996.-v.255.-p.356−361.
  353. Yin J., Andryski S.E., Beuscher A.E. 4th, Stevens R.C., Schultz P.G. Structural evidence for substrate strain in antibody catalysis./ZProc. Natl. Acad. Sei. USA.-2003.-v. 100(3).-p.856−861.
  354. Yon, J.M. Protein folding concepts and perspectives.//Cell Mol. Life Sci.-1997.-v.53.-p.557−567.
  355. Yura, T., and Nakahigashi, K. Regulation of the heat-shock response.//Curr. Opin. Microbiol.,-1999.-v.2.-p.l53−158.
  356. Zahn R., Pluckthun A. GroE prevents the accumulation of early folding intermediates of pre-beta-lactamase without changing the folding pathway //Biochemistry.- 1992.-v.31 (12).-p.3249−3255.
  357. Zahn R., Pluckthun A. Thermodynamic partitioning model for hydrophobic binding of polypeptides byGroEL. II. GroEL recognizes thermally unfolded mature beta-lactamase.//J. Mol. Biol.-1994.-v.242 (2).-p.165−174.
  358. Zang W.Q., Fieno A.M., Grant R.A., Yen T.S. Identification of glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenase as a cellular protein that binds to the hepatitis B virus posttranscriptional regulatory element.//Virology.-1998.-v.248(l).-p.46−52.
  359. Zheng L., Roeder R.G., Luo Y. S-phase activation of the histone H2B promoter by OCA-S, a coactivator complex that contains GAPDH as a key component.//Cell.-2003.-v.l 14 (2).-p.255−256.
  360. Zimmerman, S.B., Minton, A.P. Macromolecular crowding: biochemical, biophysical, and physiological consequences.//Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct.-1993 .-v.22.-p.27−65.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!