ΠŸΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒ Π² написании студСнчСских Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚
АнтистрСссовый сСрвис

Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Новой Π—Π΅Π»Π°Π½Π΄ΠΈΠΈ

Π”ΠΈΡΡΠ΅Ρ€Ρ‚Π°Ρ†ΠΈΡΠŸΠΎΠΌΠΎΡ‰ΡŒ Π² Π½Π°ΠΏΠΈΡΠ°Π½ΠΈΠΈΠ£Π·Π½Π°Ρ‚ΡŒ ΡΡ‚ΠΎΠΈΠΌΠΎΡΡ‚ΡŒΠΌΠΎΠ΅ΠΉ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹

ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Chthonomonas calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81). УстановлСны структуры дСвяти нСизвСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот. Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ 12,17-димСтилоктадСкановая кислота являСтся хСмотаксономичСским ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€ΠΎΠΌ для Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ€ΠΎΠ΄Π° Thermogemmatispora. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав простых Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea… Π§ΠΈΡ‚Π°Ρ‚ΡŒ Π΅Ρ‰Ρ‘ >

Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Новой Π—Π΅Π»Π°Π½Π΄ΠΈΠΈ (Ρ€Π΅Ρ„Π΅Ρ€Π°Ρ‚, курсовая, Π΄ΠΈΠΏΠ»ΠΎΠΌ, ΠΊΠΎΠ½Ρ‚Ρ€ΠΎΠ»ΡŒΠ½Π°Ρ)

Π‘ΠΎΠ΄Π΅Ρ€ΠΆΠ°Π½ΠΈΠ΅

  • 1. Π›ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Π½Ρ‹ΠΉ ΠΎΠ±Π·ΠΎΡ€
    • 1. 1. Π’Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ
      • 1. 1. 1. ΠžΡ‚ΠΊΡ€Ρ‹Ρ‚ΠΈΠ΅ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ
      • 1. 1. 2. Π’Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Новой Π—Π΅Π»Π°Π½Π΄ΠΈΠΈ
    • 1. 2. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ
      • 1. 2. 1. Π–ΠΈΡ€Π½Ρ‹Π΅ кислоты Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ
      • 1. 2. 2. ΠŸΠΎΠ»ΡΡ€Π½Ρ‹Π΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ
    • 1. 3. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ
      • 1. 3. 1. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ€ΠΎΠ΄ΠΎΠ² Thermus ΠΈ Meiothermus
      • 1. 3. 2. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ класса Bacill
      • 1. 3. 3. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ класса Clostridia
      • 1. 3. 4. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ‚ΠΈΠΏΠ° Cyanobacteria
      • 1. 3. 5. Π£Π½ΠΈΠΊΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ фосфогликолипиды, построСнныС Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ фосфатидилглицСроилалкиламина
  • 2. ΠžΠ±ΡΡƒΠΆΠ΄Π΅Π½ΠΈΠ΅ Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚ΠΎΠ²
    • 2. 1. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Chthonomonas calidirosea
      • 2. 1. 1. Π‘ΠΎΠ΄Π΅Ρ€ΠΆΠ°Π½ΠΈΠ΅ ΠΎΠ±Ρ‰ΠΈΡ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 2. 1. 2. Бостав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот
      • 2. 1. 2. Бостав простых Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
        • 2. 1. 2. 1. Бостав Π½Π΅ΠΉΡ‚Ρ€Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
        • 2. 1. 2. 2. Бостав Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΎΠ³ΠΎΠΏΠ°Π½ΠΏΠΎΠ»ΠΈΠΎΠ»ΠΎΠ²
      • 2. 1. 3. Бостав фосфолипидов
        • 2. 1. 3. 1. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π• ΠΈ el
        • 2. 1. 3. 2. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ L ΠΈ
        • 2. 1. 3. 3. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ М ΠΈ N
        • 2. 1. 3. 4. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Q ΠΈ S
        • 2. 1. 3. 5. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ΠžΠΈΠ 
        • 2. 1. 3. 6. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ структур Π³Π»ΠΈΠΊΠΎΠ·ΠΈΠ»ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Ρ… фосфатидилглицСроилалкиламинов ΠΌΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄Π°ΠΌΠΈ ЯМР
        • 2. 1. 3. 7. Π‘Ρ€Π°Π²Π½Π΅Π½ΠΈΠ΅ фосфолипидов Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea с Ρ„осфолипидами Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² ThermuslMeiothermus spp. ΠΈ Deinococcus spp
    • 2. 2. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Meiothermus ruber ΠΈ Thermus spp
      • 2. 2. 1. Π‘ΠΎΠ΄Π΅Ρ€ΠΆΠ°Π½ΠΈΠ΅ ΠΎΠ±Ρ‰ΠΈΡ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 2. 2. 2. Бостав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот
      • 2. 2. 3. Бостав фосфолипидов
      • 2. 2. 4. ΠžΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ΠΈΠ΅ биологичСского загрязнСния ΠΌΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄ΠΎΠΌ 31Π -ЯМР
    • 2. 3. Π›ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81)
      • 2. 3. 1. Π‘ΠΎΠ΄Π΅Ρ€ΠΆΠ°Π½ΠΈΠ΅ ΠΎΠ±Ρ‰ΠΈΡ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 2. 3. 2. Бостав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот
      • 2. 3. 3. Бостав Π½Π΅ΠΉΡ‚Ρ€Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 2. 3. 4. Бостав фосфолипидов
  • 3. Π­ΠΊΡΠΏΠ΅Ρ€ΠΈΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½Π°Ρ Ρ‡Π°ΡΡ‚ΡŒ
    • 3. 1. БиологичСскиС ΠΎΠ±ΡŠΠ΅ΠΊΡ‚Ρ‹
    • 3. 2. Π Π΅Π°ΠΊΡ‚ΠΈΠ²Ρ‹ ΠΈ ΠΌΠ°Ρ‚Π΅Ρ€ΠΈΠ°Π»Ρ‹
    • 3. 3. ΠŸΡ€ΠΈΠ±ΠΎΡ€Ρ‹ ΠΈ ΠΎΠ±ΠΎΡ€ΡƒΠ΄ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅
    • 3. 4. Экстракция ΠΎΠ±Ρ‰ΠΈΡ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
    • 3. 5. ΠŸΡ€ΠΈΠ³ΠΎΡ‚ΠΎΠ²Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 3. 5. 1. ΠœΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»ΠΎΠ²Ρ‹Π΅ эфиры Π–Πš (ΠœΠ­Π–Πš)
      • 3. 5. 2. ΠŸΠΈΡ€Ρ€ΠΎΠ» ΠΈΠ΄ ΠΈΠ΄Ρ‹ Π–Πš
      • 3. 5. 3. Π“ΠΈΠ΄Ρ€ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ Π–Πš (Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²)
      • 3. 5. 4. РаскрытиС Ρ†ΠΈΠΊΠ»ΠΎΠΏΡ€ΠΎΠΏΠ°Π½ΠΎΠ²ΠΎΠ³ΠΎ ΠΊΠΎΠ»ΡŒΡ†Π°
      • 3. 5. 5. Π”ΠΈΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»Π΄ΠΈΡΡƒΠ»ΡŒΡ„ΠΈΠ΄Π½Ρ‹Π΅ Π°Π΄Π΄ΡƒΠΊΡ‚Ρ‹ ΠΌΠΎΠ½ΠΎΠ΅Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… ΠœΠ­Π–Πš
      • 3. 5. 6. Π”ΠΈΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»Π΄ΠΈΡΡƒΠ»ΡŒΡ„ΠΈΠ΄Π½Ρ‹Π΅ Π°Π΄Π΄ΡƒΠΊΡ‚Ρ‹ Π°Π»ΠΊΠ΅Π½ΠΎΠ²
      • 3. 5. 7. Π’Ρ€ΠΈΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»ΡΠΈΠ»ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Π΅ гидрокси ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот
      • 3. 5. 8. ΠŸΠ΅Ρ€Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ полярных Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
      • 3. 5. 9. Π”Π΅-О-Π°Ρ†ΠΈΠ»ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ полярных Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
    • 3. 6. Анализ Π³Π»ΠΈΠΊΠΎΠ·ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π³Ρ€ΡƒΠΏΠΏ Π³Π»ΠΈΠΊΠΎΠ»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ²
    • 3. 7. ΠšΠΎΠ»ΠΎΠ½ΠΎΡ‡Π½Π°Ρ хроматография
      • 3. 7. 1. Π Π°Π·Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠœΠ­Π–Πš ΠΏΠΎ ΡΡ‚Π΅ΠΏΠ΅Π½ΠΈΠ΅ нСнасыщСнности
      • 3. 7. 2. Π€Ρ€Π°ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea
    • 3. 8. ΠŸΡ€Π΅ΠΏΠ°Ρ€Π°Ρ‚ΠΈΠ²Π½Π°Ρ Π’Π­Π–Π₯
      • 3. 8. 1. Π’Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ свободных ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот
      • 3. 8. 2. Π’Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΈΠ½Π΄ΠΈΠ²ΠΈΠ΄ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… ΠœΠ­Π–Πš
      • 3. 8. 2. Π’Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΈΠ½Π΄ΠΈΠ²ΠΈΠ΄ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… фосфолипидов
    • 3. 9. Вонкослойная хроматография (Π’Π‘Π₯)
      • 3. 9. 1. БистСмы растворитСлСй для Π’Π‘Π₯
      • 3. 9. 2. ΠžΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ΠΈΠ΅ вСщСств Π½Π° Π’Π‘Π₯-пластинках
    • 3. 10. ΠšΠΎΠ»ΠΈΡ‡Π΅ΡΡ‚Π²Π΅Π½Π½ΠΎΠ΅ ΠΎΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ содСрТания фосфолипидов с ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ΠΌ ядСрного ΠΌΠ°Π³Π½ΠΈΡ‚Π½ΠΎΠ³ΠΎ рСзонанса Π½Π° ΡΠ΄Ρ€Π°Ρ… 31Π  (3,Π -ЯМР)
    • 3. 11. ГазоТидкостная хроматография
    • 3. 12. ГазоТидкостная хроматография — масс-спСктромСтрия
    • 3. 13. Анализ аминокислот
  • 4. Π’Ρ‹Π²ΠΎΠ΄Ρ‹

ΠΠΊΡ‚ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ ΠΏΡ€ΠΎΠ±Π»Π΅ΠΌΡ‹. Π’Π°ΠΆΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ исслСдования Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ опрСдСляСтся ΠΊΠ°ΠΊ интСрСсами Ρ„ΡƒΠ½Π΄Π°ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Π½Π°ΡƒΠΊΠΈ, Ρ‚Π°ΠΊ ΠΈ ΠΏΡ€ΠΈΠΊΠ»Π°Π΄Π½Ρ‹ΠΌΠΈ Π·Π°Π΄Π°Ρ‡Π°ΠΌΠΈ. На ΡΠ΅Π³ΠΎΠ΄Π½ΡΡˆΠ½ΠΈΠΉ дСнь информация ΠΎ ΡΠΎΡΡ‚Π°Π²Π΅ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот ΠΈ ΠΏΠΎΠ»ΡΡ€Π½Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² ΡˆΠΈΡ€ΠΎΠΊΠΎ ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΡƒΠ΅Ρ‚ΡΡ для таксономичСских Ρ†Π΅Π»Π΅ΠΉ Π½Π° Π²ΡΠ΅Ρ… уровнях, ΠΎΡ‚ Π²ΠΈΠ΄Π° Π΄ΠΎ Ρ‚ΠΈΠΏΠ°. НСкоторыС Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹, ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Π½Ρ‹Π΅ Ρƒ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ, ΠΎΠ±Π»Π°Π΄Π°ΡŽΡ‚ биологичСской Π°ΠΊΡ‚ΠΈΠ²Π½ΠΎΡΡ‚ΡŒΡŽ. НовыС, Π½Π΅ΠΎΠ±Ρ‹Ρ‡Π½Ρ‹Π΅ полярныС Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ ΡƒΠΊΠ°Π·Ρ‹Π²Π°ΡŽΡ‚ Π½Π° Π½Π°Π»ΠΈΡ‡ΠΈΠ΅ Π΅Ρ‰Π΅ нСизвСстных биосинтСтичСских ΠΏΡƒΡ‚Π΅ΠΉ. ΠŸΡ€ΠΈΡΡƒΡ‚ΡΡ‚Π²ΠΈΠ΅ извСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² ΡΠ²ΠΈΠ΄Π΅Ρ‚Π΅Π»ΡŒΡΡ‚Π²ΡƒΠ΅Ρ‚ ΠΎ Π½Π°Π»ΠΈΡ‡ΠΈΠΈ Ρ„Π΅Ρ€ΠΌΠ΅Π½Ρ‚ΠΎΠ², Ρ„ΡƒΠ½ΠΊΡ†ΠΈΠΎΠ½ΠΈΡ€ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΡ… ΠΏΡ€ΠΈ высоких Ρ‚Π΅ΠΌΠΏΠ΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Π°Ρ…, Π°Π½Π°Π»ΠΎΠ³ΠΈΡ‡Π½Ρ‹Ρ… Π½Π°ΠΉΠ΄Π΅Π½Π½Ρ‹ΠΌ Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ Ρƒ ΠΌΠ΅Π·ΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… ΠΎΡ€Π³Π°Π½ΠΈΠ·ΠΌΠΎΠ².

К ΡΠΎΠΆΠ°Π»Π΅Π½ΠΈΡŽ, ΠΎ ΡΠΎΡΡ‚Π°Π²Π΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² большСй части описанных Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π»ΠΈΠ±ΠΎ Π½ΠΈΡ‡Π΅Π³ΠΎ нСизвСстно, Π»ΠΈΠ±ΠΎ эти свСдСния носят Ρ„Ρ€Π°Π³ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Ρ€Π½Ρ‹ΠΉ Ρ…Π°Ρ€Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€. Π‘ΠΎΠ»ΡŒΡˆΠ°Ρ Ρ‡Π°ΡΡ‚ΡŒ извСстной ΠΈΠ½Ρ„ΠΎΡ€ΠΌΠ°Ρ†ΠΈΠΈ ΠΎΠΏΡƒΠ±Π»ΠΈΠΊΠΎΠ²Π°Π½Π° ΠΌΠΈΠΊΡ€ΠΎΠ±ΠΈΠΎΠ»ΠΎΠ³Π°ΠΌΠΈ Π² ΡΠ²ΡΠ·ΠΈ с Ρ‚рСбованиями ΠΊ ΠΎΠΏΠΈΡΠ°Π½ΠΈΡŽ Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ². Благодаря этому информация ΠΎ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислотах Π½Π΅Π΄Π°Π²Π½ΠΎ описанных Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ доступна, хотя ΠΈ Π½Π΅ Π²ΡΠ΅Π³Π΄Π° достовСрна, ΠΏΠΎΡΠΊΠΎΠ»ΡŒΠΊΡƒ ΠΎΠ±Ρ‹Ρ‡Π½ΠΎ ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΡƒΠ΅ΠΌΡ‹Π΅ Π² Ρ‚Π°ΠΊΠΈΡ… случаях Π°Π²Ρ‚ΠΎΠΌΠ°Ρ‚ΠΈΠ·ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Π΅ систСмы ΠΏΠΎΠ·Π²ΠΎΠ»ΡΡŽΡ‚ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠΈΡ‚ΡŒ лишь ΡƒΠΆΠ΅ извСстныС соСдинСния, Π½ΠΎ Π½Π΅ ΠΌΠΎΠ³ΡƒΡ‚ ΠΏΠΎΠΌΠΎΡ‡ΡŒ Π² ΡΠ»ΡƒΡ‡Π°Π΅ обнаруТСния Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ…, Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ нСизвСстных соСдинСний.

Π’Π°ΠΊΠΈΠΌ ΠΎΠ±Ρ€Π°Π·ΠΎΠΌ, ΠΏΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½ΠΈΠ΅ Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Ρ„ΡƒΠ½Π΄Π°ΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π·Π½Π°Π½ΠΈΠΉ ΠΎ ΡΠΎΡΡ‚Π°Π²Π΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ, Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ установлСниС строСния Π½ΠΎΠ²Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ², являСтся Π°ΠΊΡ‚ΡƒΠ°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ Ρ‚Π΅ΠΌΠΎΠΉ соврСмСнной Π±ΠΈΠΎΡ…ΠΈΠΌΠΈΠΈ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ².

Новая ЗСландия, наряду с Π™Π΅Π»Π»ΠΎΡƒΡΡ‚онским Π½Π°Ρ†ΠΈΠΎΠ½Π°Π»ΡŒΠ½Ρ‹ΠΌ ΠΏΠ°Ρ€ΠΊΠΎΠΌ (БША), ΠšΠ°ΠΌΡ‡Π°Ρ‚ΠΊΠΎΠΉ (Россия) ΠΈ Π˜ΡΠ»Π°Π½Π΄ΠΈΠ΅ΠΉ являСтся Ρ€Π°ΠΉΠΎΠ½ΠΎΠΌ ΠΌΠΈΡ€Π°, Π±ΠΎΠ³Π°Ρ‚Ρ‹ΠΌ Π³Π΅ΠΎΡ‚Π΅Ρ€ΠΌΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹ΠΌΠΈ Π·ΠΎΠ½Π°ΠΌΠΈ — мСстообитаниСм Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΠΎΠ², Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΠΎΡ‚ΠΊΡ€Ρ‹Π²Π°Π΅Ρ‚ ΡˆΠΈΡ€ΠΎΠΊΠΈΠ΅ возмоТности для исслСдований Π² ΠΎΠ±Π»Π°ΡΡ‚ΠΈ Π±ΠΈΠΎΡ…ΠΈΠΌΠΈΠΈ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ.

Π¦Π΅Π»ΠΈ ΠΈ Π·Π°Π΄Π°Ρ‡ΠΈ исслСдования. ЦСлью настоящСй Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹ являлся Π°Π½Π°Π»ΠΈΠ· ΠΈ ΡƒΡΡ‚Π°Π½ΠΎΠ²Π»Π΅Π½ΠΈΠ΅ строСния нСизвСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ², ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Π½Ρ‹Ρ… Π½Π°ΠΌΠΈ Π² Π½Π΅ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ… Π½Π΅Π΄Π°Π²Π½ΠΎ ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΠΈΠ²ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Ρ… Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… бактСриях, Π²Ρ‹Π΄Π΅Π»Π΅Π½Π½Ρ‹Ρ… ΠΈΠ· Π³Π΅ΠΎΡ‚Π΅Ρ€ΠΌΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π·ΠΎΠ½ Новой Π—Π΅Π»Π°Π½Π΄ΠΈΠΈ. Для достиТСния Π²Ρ‹ΡˆΠ΅ΠΎΠΏΠΈΡΠ°Π½Π½ΠΎΠΉ Ρ†Π΅Π»ΠΈ Π±Ρ‹Π»ΠΈ поставлСны ΡΠ»Π΅Π΄ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠ΅ Π·Π°Π΄Π°Ρ‡ΠΈ:

1. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»ΠΈΡ‚ΡŒ состав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот ΠΈ Ρ„осфолипидов Π²ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΊΡƒΠ»ΡŒΡ‚ΠΈΠ²ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Ρ… Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘Π«ΠͺΠΎΠΏΠΎΡ‚ΠΎΠΏΠ°$ ΡΠ°Π˜Π–Π³ΠΎ&Π΅Π° ΠΈ Thermogemmaiispora эр. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81).

2. Π£ΡΡ‚Π°Π½ΠΎΠ²ΠΈΡ‚ΡŒ структуры нСизвСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот ΠΈ Ρ„осфолипидов Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81).

3. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»ΠΈΡ‚ΡŒ структуру Π³Π»Π°Π²Π½ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида (PL2) Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Meiothermus ruber ΠΈ Thermus spp. ΠΈ ΡƒΡ‚ΠΎΡ‡Π½ΠΈΡ‚ΡŒ строСниС фосфогликолипидов этих Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ.

4. ΠžΡ†Π΅Π½ΠΈΡ‚ΡŒ Π²ΠΎΠ·ΠΌΠΎΠΆΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ использования ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Π½Ρ‹Ρ… ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот ΠΈ Ρ„осфолипидов для хСмосистСматики.

ΠžΡΠ½ΠΎΠ²Π½Ρ‹Π΅ полоТСния, выносимыС Π½Π° Π·Π°Ρ‰ΠΈΡ‚Ρƒ:

1. НСнасыщСнныС Π–Πš Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea прСдставлСны Ρ‚ΠΎΠ»ΡŒΠΊΠΎ Π”5-ΠΌΠΎΠ½ΠΎΠ΅Π½Π°ΠΌΠΈ. БактСрия Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ содСрТит Π½ΠΎΠ²ΡƒΡŽ Ρ†ΠΈΠΊΠ»ΠΎΠΏΡ€ΠΎΠΏΠ°Π½ΠΎΠ²ΡƒΡŽ кислоту — 5,6-ΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»Π΅Π½ Π³Π΅ΠΊΡΠ°Π΄Π΅ΠΊΠ°Π½ΠΎΠ²ΡƒΡŽ кислоту.

2. БактСрия Π²ΠΈΠ΄Π° Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81) содСрТит ряд Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ Π½Π΅ ΠΎΠΏΠΈΡΠ°Π½Π½Ρ‹Ρ… Π΄ΠΈΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»Ρ€Π°Π·Π²Π΅Ρ‚Π²Π»Π΅Π½Π½Ρ‹Ρ… кислот, Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ 12,17-Π΄ΠΈΠΌΠ΅Ρ‚ΠΈΠ»ΠΎΠΊΡ‚Π°Π΄Π΅ΠΊΠ°Π½ΠΎΠ²ΡƒΡŽ кислоту. Данная кислота являСтся хСмотаксономичСским ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€ΠΎΠΌ для Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ€ΠΎΠ΄Π° Thermogemmatispora.

3. БактСрия Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea содСрТит ΡƒΠ½ΠΈΠΊΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ фосфогликолипиды, построСнныС Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ фосфатидил-Π«-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ»Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½Π°, сходныС ΠΏΠΎ ΡΡ‚Ρ€ΠΎΠ΅Π½ΠΈΡŽ с Ρ„осфогликолипидами Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Deinococcus radiodurans.

4. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ установлСны структуры фосфолипидов Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² М. ruber ΠΈ Π’. filiformis. Π‘Ρ‚Ρ€ΡƒΠΊΡ‚ΡƒΡ€Π° Π³Π»Π°Π²Π½ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида (PL2) установлСна ΠΊΠ°ΠΊ N-Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»Π³Π»ΡŽΠΊΠΎΠ·Π°ΠΌΠ΅Π½ΠΈΠ» фосфатидилглицСроилалкиламин ΠΈ Π΅Π³ΠΎ Π°Π½Π°Π»ΠΎΠ³, построСнный Π½Π° 1,2-Π΄ΠΈΠΎΠ»Π΅.

5. На ΠΏΡ€ΠΈΠΌΠ΅Ρ€Π΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Geobacillus stearothermophilus, М. ruber ΠΈ Thermus spp. Π±Ρ‹Π»ΠΎ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ фосфолипиды Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ ΠΌΠΎΠ³ΡƒΡ‚ являтся Π±ΠΎΠ»Π΅Π΅ эффСктивными ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€Π°ΠΌΠΈ таксономичСского полоТСния, Ρ‡Π΅ΠΌ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Π΅ кислоты.

Научная Π½ΠΎΠ²ΠΈΠ·Π½Π° ΠΈ ΠΏΡ€Π°ΠΊΡ‚ичСская Π·Π½Π°Ρ‡ΠΈΠΌΠΎΡΡ‚ΡŒ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ Π±Ρ‹Π» ΠΎΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81). ΠœΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄Π°ΠΌΠΈ масс-спСктромСтрии ΠΈ Π―МР Π±Ρ‹Π»ΠΈ установлСны структуры дСвяти нСизвСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот. Π‘Ρ‹Π» ΠΎΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав простых Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81). Π‘Ρ‹Π»ΠΎ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ простыС Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea содСрТат Π½Π°Π±ΠΎΡ€ Ρ‚Π΅Ρ€ΠΏΠ΅Π½ΠΎΠΈΠ΄ΠΎΠ² — ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Ρ… сквалСна. Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ частично ΠΈ ΠΏΠΎΠ»Π½ΠΎΡΡ‚ΡŒΡŽ Ρ†ΠΈΠΊΠ»ΠΈΠ·ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Π΅. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ Π±Ρ‹Π» ΠΎΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав фосфолипидов Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea, Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81), ΠΈ ΡƒΡΡ‚Π°Π½ΠΎΠ²Π»Π΅Π½ΠΎ строСниС Π³Π»Π°Π²Π½ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² М. ruber ΠΈ Thermus spp. Ѐосфолипиды Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea Π±Ρ‹Π»ΠΈ ΠΈΠ΄Π΅Π½Ρ‚ΠΈΡ„ΠΈΡ†ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Ρ‹ с ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ΠΌ ΠΌΠ΅Ρ‚ΠΎΠ΄ΠΎΠ² химичСской ΠΌΠΎΠ΄ΠΈΡ„ΠΈΠΊΠ°Ρ†ΠΈΠΈ, масс-спСктромСтрии ΠΈ Π―МР-спСктроскопии ΠΊΠ°ΠΊ фосфатидил-К-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ»Π°Π» ΠΊΠΈΠ» Π°ΠΌΠΈΠ½Ρ‹ с Ρ€Π°Π·Π»ΠΈΡ‡Π½Ρ‹ΠΌ Π³Π»ΠΈΠΊΠΎΠ·ΠΈΠ»ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ΠΌ. Π­Ρ‚ΠΎ ΠΏΠ΅Ρ€Π²ΠΎΠ΅ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ΠΈΠ΅ ΠΏΠΎΠ΄ΠΎΠ±Π½Ρ‹Ρ… Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π·Π° ΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π°ΠΌΠΈ Ρ‚ΠΈΠΏΠ° Deinococcus-Thermus. Для ΠΊΠ°ΠΆΠ΄ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида Π±Ρ‹Π» Π²ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½ Π°Π½Π°Π»ΠΎΠ³, содСрТащий гидроксилированный Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½. Из 10 описанных Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² лишь 2 Π±Ρ‹Π»ΠΈ описаны Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ Ρƒ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° D. radiodurans. /^-конфигурация Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΈΠ½ΠΎΠ²ΠΎΠΉ кислоты Π±Ρ‹Π»Π° установлСна с ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΠΎΠ²Π°Π½ΠΈΠ΅ΠΌ 31Π -ЯМР ΠΈ ΡΠΈΠ½Ρ‚СтичСских Π°Π½Π°Π»ΠΎΠ³ΠΎΠ². УстановлСна структура Π³Π»Π°Π²Π½ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² М. ruber ΠΈ T. filiformis, послСдниС 30 Π»Π΅Ρ‚ Ρ‚Ρ€Π°Π΄ΠΈΡ†ΠΈΠΎΠ½Π½ΠΎ ΠΎΠ±ΠΎΠ·Π½Π°Ρ‡Π°Π²ΡˆΠ΅Π³ΠΎΡΡ ΠΊΠ°ΠΊ PL2 — 2'-0-(1,2-Π΄ΠΈΠ°Ρ†ΠΈΠ»-Π»Ρ‚7-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎ-3-фосфо)-3'-Π‘-(Π°-Π›/-Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»-глюкозаминил)-/Π£-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ» Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ фосфатидилглицСроилалкиламин ΠΈ Π³Π»ΡŽΠΊΠΎΠ·Π°ΠΌΠΈΠ½ΠΈΠ» фосфатидилглицСроилалкиламин Π±Ρ‹Π»ΠΈ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Ρ‹ Π² Π±Π°ΠΊΡ‚Сриях Ρ€ΠΎΠ΄ΠΎΠ² Thermus ΠΈ Meiothermus.

ΠŸΠΎΠ»ΡƒΡ‡Π΅Π½Π½Ρ‹Π΅ Π΄Π°Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΠΎ ΡΠΎΡΡ‚Π°Π²Ρƒ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот ΠΌΠΎΠ³ΡƒΡ‚ Π±Ρ‹Ρ‚ΡŒ ΠΈΡΠΏΠΎΠ»ΡŒΠ·ΠΎΠ²Π°Π½Ρ‹ для хСмосистСматики Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π½Π° ΡƒΡ€ΠΎΠ²Π½Π΅ Ρ€ΠΎΠ΄Π°. На ΠΏΡ€ΠΈΠΌΠ΅Ρ€Π΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ€ΠΎΠ΄ΠΎΠ² Meiothermus ΠΈ Thermus Π±Ρ‹Π»ΠΎ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ Π² Π½Π΅ΠΊΠΎΡ‚ΠΎΡ€Ρ‹Ρ… случаях фосфолипиды ΠΌΠΎΠ³ΡƒΡ‚ Π±Ρ‹Ρ‚ΡŒ Π±ΠΎΠ»Π΅Π΅ ΠΏΡ€Π΅Π΄ΠΏΠΎΡ‡Ρ‚ΠΈΡ‚Π΅Π»ΡŒΠ½Ρ‹ΠΌΠΈ ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€Π°ΠΌΠΈ таксономичСского полоТСния, Ρ‡Π΅ΠΌ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Π΅ кислоты. Π’Π°ΠΊΠΆΠ΅ Π½Π°ΠΌΠΈ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½Π° Π²ΠΎΠ·ΠΌΠΎΠΆΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ использования 31Π -ЯМР для установлСния стСрСохимичСских особСнностСй строСния фосфолипидов, Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΠΌΠΎΠΆΠ΅Ρ‚ Π±Ρ‹Ρ‚ΡŒ использовано ΠΏΡ€ΠΈ исслСдовании строСния нСизвСстных фосфолипидов.

Апробация Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹. ΠžΡΠ½ΠΎΠ²Π½Ρ‹Π΅ Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚Ρ‹ Π±Ρ‹Π»ΠΈ прСдставлСны Π½Π° 102-ΠΉ Π΅ΠΆΠ΅Π³ΠΎΠ΄Π½ΠΎΠΉ ΠΊΠΎΠ½Ρ„Π΅Ρ€Π΅Π½Ρ†ΠΈΠΈ the American Oil Chemists' Society (Π¦ΠΈΠ½Ρ†ΠΈΠ½Π½Π°Ρ‚ΠΈ, БША, 2011), 8-ΠΌ Π΅ΠΆΠ΅Π³ΠΎΠ΄Π½ΠΎΠΌ конгрСссС the European Federation for the Science and Technology of Lipids (ΠœΡŽΠ½Ρ…Π΅Π½, ГСрмания, 2010), 9-ΠΌ Π΅ΠΆΠ΅Π³ΠΎΠ΄Π½ΠΎΠΌ конгрСссС the European Federation for the Science and Technology of Lipids (Π ΠΎΡ‚Ρ‚Π΅Ρ€Π΄Π°ΠΌ, НидСрланды, 2011).

Π‘Ρ‚Ρ€ΡƒΠΊΡ‚ΡƒΡ€Π° ΠΈ ΠΎΠ±ΡŠΠ΅ΠΌ диссСртации

ДиссСртация состоит ΠΈΠ· Π’вСдСния, Π›ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Π½ΠΎΠ³ΠΎ ΠΎΠ±Π·ΠΎΡ€Π°, ΠžΠ±ΡΡƒΠΆΠ΄Π΅Π½ΠΈΡ Ρ€Π΅Π·ΡƒΠ»ΡŒΡ‚Π°Ρ‚ΠΎΠ², Π­ΠΊΡΠΏΠ΅Ρ€ΠΈΠΌΠ΅Π½Ρ‚Π°Π»ΡŒΠ½ΠΎΠΉ части, Π’Ρ‹Π²ΠΎΠ΄ΠΎΠ², Бписка Ρ†ΠΈΡ‚ΠΈΡ€ΡƒΠ΅ΠΌΠΎΠΉ Π»ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Ρ‹ ΠΈ ΠŸΡ€ΠΈΠ»ΠΎΠΆΠ΅Π½ΠΈΠΉ. Π Π°Π±ΠΎΡ‚Π° ΠΈΠ·Π»ΠΎΠΆΠ΅Π½Π° Π½Π° 147 страницах, содСрТит 9 Ρ‚Π°Π±Π»ΠΈΡ† ΠΈ 53 рисунка.

Бписок Π»ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Ρ‹

Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Π΅Ρ‚ 249 Ρ†ΠΈΡ‚ΠΈΡ€ΡƒΠ΅ΠΌΡ‹Π΅ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚Ρ‹.

4. Π’Ρ‹Π²ΠΎΠ΄Ρ‹.

1. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Chthonomonas calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (ΡˆΡ‚Π°ΠΌΠΌ Π’81). УстановлСны структуры дСвяти нСизвСстных Ρ€Π°Π½Π΅Π΅ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Ρ… кислот. Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ 12,17-димСтилоктадСкановая кислота являСтся хСмотаксономичСским ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€ΠΎΠΌ для Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Ρ€ΠΎΠ΄Π° Thermogemmatispora. ΠžΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав простых Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (Π’81). Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ простыС Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea содСрТат ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Π΅ сквалСна, Π²ΠΊΠ»ΡŽΡ‡Π°Ρ частично ΠΈ ΠΏΠΎΠ»Π½ΠΎΡΡ‚ΡŒΡŽ Ρ†ΠΈΠΊΠ»ΠΈΠ·ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹Π΅ ΠΏΡ€ΠΎΠΈΠ·Π²ΠΎΠ΄Π½Ρ‹Π΅. Π’Π°ΠΊΠΆΠ΅ ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ простыС Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄Ρ‹ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Thermogemmatispora sp. (Π’81) содСрТат насыщСнныС ΠΈ ΠΌΠΎΠ½ΠΎΠ½Π΅Π½Π°ΡΡ‹Ρ‰Π΅Π½Π½Ρ‹Π΅ ΡƒΠ³Π»Π΅Π²ΠΎΠ΄ΠΎΡ€ΠΎΠ΄Ρ‹.

2. Π’ΠΏΠ΅Ρ€Π²Ρ‹Π΅ ΠΎΠΏΡ€Π΅Π΄Π΅Π»Π΅Π½ состав фосфолипидов Ρ‚Π΅Ρ€ΠΌΠΎΡ„ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹Ρ… Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Π‘. calidirosea ΠΈ Thermogemmatispora sp. (Π’81). Показано, Ρ‡Ρ‚ΠΎ бактСрия Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea содСрТит ΡƒΠ½ΠΈΠΊΠ°Π»ΡŒΠ½Ρ‹Π΅ фосфогликолипиды, построСнныС Π½Π° ΠΎΡΠ½ΠΎΠ²Π΅ фосфатидил-/?-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ»Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½Π° ΠΈ Ρ„осфатидил-7?-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ»-3-гидроксиалкиламина. ЀГАА Π² Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea Π±Ρ‹Π»ΠΈ ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Ρ‹ Π² ΡΠ²ΠΎΠ±ΠΎΠ΄Π½ΠΎΠΌ Π²ΠΈΠ΄Π΅, Π° Ρ‚Π°ΠΊΠΆΠ΅ ΠΌΠΎΠ΄ΠΈΡ„ΠΈΡ†ΠΈΡ€ΠΎΠ²Π°Π½Π½Ρ‹ΠΌΠΈ ΡΠ»Π΅Π΄ΡƒΡŽΡ‰ΠΈΠΌΠΈ Π³Π»ΠΈΠΊΠΎΠ·ΠΈΠ»ΡŒΠ½Ρ‹ΠΌΠΈ остатками — ксилоза, глюкоза, N-Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»Π³Π»ΡŽΠΊΠΎΠ·Π°ΠΌΠΈΠ½ ΠΈ TV-аланилглюкозамин. Из 10 ΠΎΠ±Π½Π°Ρ€ΡƒΠΆΠ΅Π½Π½Ρ‹Ρ… Π² Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΈ Π²ΠΈΠ΄Π° Π‘. calidirosea Π»ΠΈΠΏΠΈΠ΄ΠΎΠ² лишь 2 Π±Ρ‹Π»ΠΈ описаны Ρ€Π°Π½Π΅Π΅.

3. УстановлСна структура Π³Π»Π°Π²Π½ΠΎΠ³ΠΎ фосфолипида (PL2) Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Meiothermus ruber ΠΈ Π’. filiformis ΠΊΠ°ΠΊ 2'-<9-(1,2-Π΄ΠΈΠ°Ρ†ΠΈΠ»-?я-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎ-3-фосфо)-3'-0-(ΠΎΠΊ/Π£-Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»-глюкозаминил)-]Π£-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ» Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½ ΠΈ Π΅Π³ΠΎ Π°Π½Π°Π»ΠΎΠ³ построСнный Π½Π° Π±Π°Π·Π΅ 1,2-Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π΄ΠΈΠΎΠ»Π° — 2'-<9-(2-Π°Ρ†ΠΈΠ»Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π΄ΠΈΠΎΠ»-1 -фосфо)-3 '-0-(Π°-Π›^-Π°Ρ†Π΅Ρ‚ΠΈΠ»-глюкозаминил)-А^-Π³Π»ΠΈΡ†Π΅Ρ€ΠΎΠΈΠ» Π°Π»ΠΊΠΈΠ»Π°ΠΌΠΈΠ½.

4. На ΠΏΡ€ΠΈΠΌΠ΅Ρ€Π΅ Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ Π²ΠΈΠ΄ΠΎΠ² Geobacillus stearothermophilus, M. ruber ΠΈ Thermus spp. ΠΏΠΎΠΊΠ°Π·Π°Π½ΠΎ, Ρ‡Ρ‚ΠΎ фосфолипиды Π±Π°ΠΊΡ‚Π΅Ρ€ΠΈΠΉ ΠΌΠΎΠ³ΡƒΡ‚ являтся Π±ΠΎΠ»Π΅Π΅ эффСктивными ΠΌΠ°Ρ€ΠΊΠ΅Ρ€Π°ΠΌΠΈ таксономичСского полоТСния, Ρ‡Π΅ΠΌ ΠΆΠΈΡ€Π½Ρ‹Π΅ кислоты.

5. Показана Π²ΠΎΠ·ΠΌΠΎΠΆΠ½ΠΎΡΡ‚ΡŒ использования 3, Π -ЯМР для установлСния особСнностСй строСния фосфолипидов, Ρ‡Ρ‚ΠΎ ΠΌΠΎΠΆΠ΅Ρ‚ Π±Ρ‹Ρ‚ΡŒ использовано ΠΏΡ€ΠΈ. исслСдовании строСния нСизвСстных фосфолипидов.

ΠŸΠΎΠΊΠ°Π·Π°Ρ‚ΡŒ вСсь тСкст

Бписок Π»ΠΈΡ‚Π΅Ρ€Π°Ρ‚ΡƒΡ€Ρ‹

  1. Ray Π .Н., White D.C., Brock T.D. Effect of temperature on the fatty acid composition of Thermus aquaticus. II J. Bacteriol. 1971. Vol. 106, № 1. P. 25−30.
  2. Kaneda T. Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function, and taxonomic significance. // Microbiol.Rev. 1991. Vol. 55, № 2. P. 288−302.
  3. Russel N. Mechanisms of thermal adaptation in bacteria: blueprints for survival // Trends Biochem. Sci. 1984. Vol. 9, № 3. P. 108−112.
  4. Russell N.J., Fukunaga N. A comparison of thermal adaptation of membrane lipids in psychrophilic and thermophilic bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1990. Vol. 75, № 2−3. P.171−182.
  5. Suutari M., Laakso S. Microbial fatty acids and thermal adaptation. // Crit. Rev. Microbiol. 1994. Vol. 20, № 4. P. 285−328.
  6. Luzzati V. et al. Polar lipids of thermophilic prokaryotic organisms: chemical and physical structure. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1987. Vol. 16. P. 25−47.
  7. Langworthy T. Lipids of bacteria living in extreme enviroments // In Bronner F., Kleinzeller A. (Eds) Current Topics in membranes and transport. Academic Press. New York. 1982. P. 45−78.
  8. Wilson Z.E., Brimble M.A. Molecules derived from the extremes of life // Nat. Prod. Rep. 2009. Vol. 26, β„– l.P. 44−71.
  9. Pikuta E. V, Hoover R.B., Tang J. Microbial extremophiles at the limits of life. // Crit. Rev. Microbiol. 2007. Vol. 33, № 3. P. 183−209.
  10. Martin W., Baross J., Kelley D., Russell M.J. Hydrothermal vents and the origin of life // Nat. Rev. Micro. 2008. Vol. 6, № 11. P.805−814.
  11. Blochl E., Rachel R., Burggraf S. Pyrolobus fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of archaea, extending the upper temperature limit for life to 113 Β°C // Extremophiles. 1997. Vol. 1,№ 1. P. 14−21.
  12. Kashefi K., Lovley D.R. Extending the upper temperature limit for life. // Science. 2003. Vol. 301, № 5635. P. 934.
  13. Rothschild L.J., Mancinelli R.L. Life in extreme environments. // Nature. 2001. Vol. 409, № 6823. P. 1092−1101.
  14. McNaught A.D. and Wilkinson A. (Eds). IUPAC Compendium of Chemical Terminology // Blackwell Scientific Publications. Oxford. 1997.
  15. Brock T.D. Life at high temperatures // Science. 1967. Vol. 158, № 3804. P. 1012.
  16. Miquel P. Monographie d’un bacille vivant au-dela de 70 uC. // Ann. Micrographic. 1888. Vol. l.P. 3−10.
  17. Gaughran E.R. The thermophilic microorganisms. // Bacteriol. Rev. 1947. Vol. 11, № 3. P. 189−225.
  18. Donk P.J. A Highly Resistant Thermophilic Organism. // Journal of bacteriology. 1920. Vol. 5, № 4. P. 373−374.
  19. Setchell W.A. The upper temperature limits of life. // Science. 1903. Vol. 17, № 441. P. 934−937.
  20. Brock T.D. The road to Yellowstone-and beyond. // Armu. Rev. Microbiol. 1995. Vol. 49. P. 1−28.
  21. Brock T.D. Knots in Leucothrix mucor II Science. 1964. Vol. 144, № 3620. P. 870−872.
  22. Brock T.D., Freeze H. Thermus aquaticus gen. n. and sp. n., a nonsporulating extreme thermophile. // J. Bacteriol. 1969. Vol. 98, № 1. P. 289−297.
  23. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S., Scharf S.J., Higuchi R., Horn G.T., Mullis K.B., Erlich H.A. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase // Science. 1988. Vol. 239, № 4839. P. 487−491.
  24. Brock T.D., Brock K.M., Belly R.T., Weiss R.L. Sulfolobus: a new genus of sulfur-oxidizing bacteria living at low pH and high temperature. // Arch. Mikrobiol. 1972. Vol. 84, β„– l.P. 54−68.
  25. Brock T.D., Brock M.L. Temperature Optima for Algal Development in Yellowstone and Iceland Hot Springs //Nature. 1966. Vol. 209, № 5024. P. 733−734.
  26. Brock T.D., Brock M.L. Microbiological studies of thermal habitats of the central volcanic region, North Island, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 1971. Vol. 5, № 2. P. 233−258.
  27. Niehaus F., Bertoldo C., Kahler M., Antranikian G.l. Extremophiles as a source of novel enzymes for industrial application. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1999. Vol. 51, № 6. P. 711−729.
  28. Haki G.D., Rakshit S.K. Developments in industrially important thermostable enzymes: a review. // Bioresour. Technol. 2003. Vol. 89, № 1. P. 17−34.
  29. Demirjian D.C., Moris-Varas F., Cassidy C.S. Enzymes from extremophiles // Curr. Opin. Chem. Biol. 2001. Vol. 5, № 2. P. 144−151.
  30. Rappe M.S., Giovannoni S.J. The uncultured microbial majority. // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 369−394.
  31. Woese C.R., Fox G.E. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1977. Vol. 74, № 11. P. 5088−5090.
  32. Hugenholtz P., Pitulle C., Hershberger K.L., Pace N.R. Novel division level bacterial diversity in a Yellowstone hot spring // J. Bacteriol. 1998. Vol. 180, № 2. P. 366−376.
  33. Anitori R.P. Trott C., Saul D.J., Bergquist P.L., Walter M.R. A culture-independent survey of the bacterial community in a radon hot spring // Astrobiology. 2002. Vol. 2, № 3. P. 255−270.
  34. Miller S.L., Lazcano A. The origin of life-did it occur at high temperatures? // J. Mol. Evol. 1995. Vol. 41. P. 689−692.
  35. Cavicchioli R. Extremophiles and the search for extraterrestrial life // Astrobiology. 2002. Vol. 2, № 3. P. 281−292.
  36. Chapman V.J., Thompson R., Segar E. Checklist of the freshwater algae of New Zealand // Trans. R. Soc. N. Z. 1957. Vol. 84. P. 695−747.
  37. Kaplan I. Evidence of microbiological activity in some of the geothermal regions of New Zealand //N. Z. J. Sci. Technol. 1956. Vol. 37, № 6. P. 639−662.
  38. Winterbourn M. The distribution of algae and insects in hot spring thermal gradients at Waimangu, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 1969. Vol. 3, № 3. P. 459-^65.
  39. Heinen W., Lauwers A.M., Mulders J.W.M. Bacillus flavothermus, a newly isolated facultative thermophile // Antonie Van Leeuwenhoek. 1982. Vol. 48, № 3. P. 265−272.
  40. Hickey C.W., Daniel R.M. The Electron Transport System of an Extremely Thermophilic Bacterium // J. Gen. Microbiol. 1979. Vol. 114, № 1. P. 195−200.
  41. Guy G.R., Daniel R.M. The purification and some properties of a stereospecific D-asparaginase from an extremely thermophilic bacterium, Thermus aquaticus II Biochem. J. 1982. Vol. 203, № 3. P. 787−790.
  42. Jansen G.J., Daniel R.M., Nicholson B.K., Morgan H.W. Membrane phase transitions and succinate oxidase activity in an extremely thermophilic bacterium // Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1982. Vol. 685, № 2. P. 191−195.
  43. Cowan D.A., Daniel R.M. A modification for increasing the sensitivity of the casein-agar plate assay: a simple semiquantitative assay for thermophilic and mesophilic proteases // J. Biochem. Biophys. Methods. 1982. Vol. 6, № 1. P. 31−37.
  44. Cowan D.A., Daniel R.M. Purification and some properties of an extracellular protease (caldolysin) from an extreme thermophile // Biochim. Biophys. Acta, Protein Struct. Mol. Enzymol. 1982. Vol. 705, № 3. P. 293−305.
  45. Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. Isolation and characterisation of a new caldoactive filamentous bacterium // FEMS Microbiol. Lett. 1984. Vol. 22, № 2. P. 149 153.
  46. Cowan D.A., Daniel R.M., Martin A.M., Morgan H.W. Some properties of a beta-galactosidase from an extremely thermophilic bacterium. // Biotechnol. Bioeng. 1984. Vol. 26, № 10. P. 1141−1145.
  47. Castenholz R.W. The effect of sulfide on the blue-green algae of hot springs. I. New Zealand and Iceland // J. Phycol. 1976. Vol. 12. P. 54−68.
  48. Castenholz R.W., Utkilen H.C. Physiology of sulfide tolerance in a thermophilic Oscillatoria II Arch. Microbiol. 1984. Vol. 138, № 4. P. 299−305.
  49. Castenholz R.W. The green sulfur and nonsulfur bacteria of hot springs // In Olson J.M., Ormerod J.G., Amesz J., Stackebrandt E., Triiper H.G. (Eds) Green Photosynthetic Bacteria. Plenum Press. New York. 1988. P. 243−255.
  50. Castenholz R.W., Bauld J., Jorgenson B.B. Anoxygenic microbial mats of hot springs: Thermophilic Chlorobium sp. // FEMS Microbiol. Ecol. 1990. Vol. 74, № 4. P. 325−336.
  51. Garcia-Pichel F., Castenholz R.W. Comparative anoxygenic photosynthetic capacity in 7 strains of a thermophilic cyanobacterium // Arch. Microbiol. 1990. Vol. 153, № 4. P. 344 351.
  52. Wahlund T.M., Woese C.R., Castenholz R.W., Madigan M.T. A thermophilic green sulfur bacterium from New Zealand hot springs, Chlorobium tepidum sp. nov. // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 156, № 2. P. 81−90.
  53. Miroshnichenko M.L., Rainey F.A., Rhode M., Bonch-Osmolovskaya E.A. Hippea marilimci gen. nov., sp. nov., a new genus of thermophilic, sulfur-reducing bacterium from submarine hot vents // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. Vol. 49, № 3. P. 1033−1038.
  54. Miroshnichenko M.L., Kostrikina N.A., Hippe H., Slobodkin A.I., Bonch-Osmolovskaya E.A. Biodiversity of thermophilic sulfur-reducing bacteria: New substrates and new habitats // Microbiology. 1998. Vol. 67, № 5. P. 563−568.
  55. Stott M.B., Crowe M.A., Mountain B.W., Smirnova A.V., Hou S., Alam M., Dunfield P.F. Isolation of novel bacteria, including a candidate division, from geothermal soils in New Zealand // Appl. Environ. Microbiol. 2008. Vol. 10, № 8. P. 2030−2041.
  56. S., Rottem S. (Ads). Membrane lipids of prokaryotes // Academic Press. 1982. P. 383.
  57. Cronan J. Phospholipid modifications in bacteria // Curr. Opin. Microbiol. 2002. Vol. 5, № 2. P. 202−205.
  58. Keweloh H., Heipieper H.J. Trans unsaturated fatty acids in bacteria // Lipids. 1996. Vol. 31, № 2. P. 129−137.
  59. Borowitzka M.A. Microalgae as sources of essential fatty acids. // Aust. J. Biotechnol. 1988. Vol. l.P. 58−62.
  60. Russell N., Nichols D. Polyunsaturated fatty acids in marine bacteria-a dogma rewritten // Microbiology. 1999. Vol. 145, № 4. P. 767−779.
  61. Valentine R.C., Valentine D.L. Omega-3 fatty acids in cellular membranes: a unified concept // Prog. Lipid Res. 2004. Vol. 43, № 5. P. 383102.
  62. Gunstone, F.D., Harwood, J.L., Dijkstra, A.J. The lipid handbook. CRC Press. Boca Raton. 2007. P. 1273.
  63. Grogan D.W., Cronan J.E. Cyclopropane ring formation in membrane lipids of bacteria // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. Vol. 61, № 4. P. 429−441.
  64. Poralla K., Konig W.A. The occurrence of omega-cycloheptane fatty acids in a thermo-acidophilic bacillus // FEMS Microbiol. Lett. 1983. Vol. 16, № 2. P. 303−306.
  65. Goto K., Matsubara H. Alicyclobacillus herbarius sp. nov., a novel bacterium containing omega-cycloheptane fatty acids, isolated from herbal tea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. Vol. 52, № 1. P. 109−113.
  66. Parker J.H., Smith G.A., Fredrickson H.L., Vestal J.R., White D.C. Sensitive assay, based on hydroxy fatty acids from lipopolysaccharide lipid A, for Gram-negative bacteria in sediments // Appl Environ Microbiol, 1982. Vol. 44, № 5. P. 1170.
  67. Maitra S.K., Nachum R., Pearson F. Establishment of beta-hydroxy fatty acids as chemical marker molecules for bacterial endotoxin by gas chromatography-mass spectrometry//Appl. Environ. Microbiol. 1986. Vol. 52, № 3. P. 510−514.
  68. Zelles L. Fatty acid patterns of phospholipids and lipopolysaccharides in the characterisation of microbial communities in soil: a review // Biol. Fertil. Soils. 1999. Vol. 29, № 2. P. 111−129.
  69. Busse H.J., Denner E.B., Lubitz W. Classification and identification of bacteria: current approaches to an old problem. Overview of methods used in bacterial systematics // J. Bio techno1. 1996. Vol. 47, № 1. P. 3−38.
  70. Corbel M.J., Brinley Morgan W.J. Proposal for Minimal Standards for Descriptions of New Species and Biotypes of the Genus Brucella II Int. J. Syst. Bacteriol. 1975. Vol. 25, № 1. P. 83−89.
  71. Freney J., Kloos W.E., Hajek V., Webster J.A., Bes M., Brun Y., Vernozy-Rozand C. Recommended minimal standards for description of new staphylococcal species // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. Vol. 49, № 2. P. 489−502.
  72. Schumann P., Kampfer P., Busse H.J., Evtushenko L.I. Proposed minimal standards for describing new genera and species of the suborder Micrococcineae II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. Vol. 59, β„– Pt 7. P. 1823−1849.
  73. Bernardet J.F., Nakagawa Y., Holmes B. Proposed minimal standards for describing new taxa of the family Flavobacteriaceae and emended description of the family // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. Vol. 52, № 3. P. 1049−1070.
  74. Sasser M. Identification of bacteria by gas chromatography of cellular fatty acids. 1990. MIDI. Technical Note #101.
  75. Osterhout G.J., Shull V.H., Dick J.D. Identification of clinical isolates of gram-negative nonfermentative bacteria by an automated cellular fatty acid identification system // J. Clin. Microbiol. 1991. Vol. 29, № 9. P. 1822−1830.
  76. Cronan J.E. Bacterial membrane lipids: where do we stand? // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 203−224.
  77. Wada H., Murata N. The essential role of phosphatidylglycerol in photosynthesis. // Photosynth. Res. 2007. VoL92, № 2. P. 205−215.
  78. Hoch F.L. Cardiolipins and biomembrane function // Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1992. Vol. 1113, β„– l.P. 71−133.
  79. Sohlenkamp C., Lopez-Lara I.M., Geiger O. Biosynthesis of phosphatidylcholine in bacteria // Prog. Lipid Res. 2003. Vol. 42, № 2. P. 115−162.
  80. Geiger O., Gonzalez-Silva N., Lopez-Lara I.M., Sohlenkamp C. Amino acid-containing membrane lipids in bacteria // Prog. Lipid Res. 2010. Vol. 49, № 1. P. 46−60.
  81. Morita Y.S., Patterson J.H., Billman-Jacobe H., McConville M.J. Biosynthesis of mycobacterial phosphatidylinositol mannosides // Biochem. J. 2004. Vol. 378, № 2. P. 589.
  82. Morita Y.S., Fukuda T., Sena C.B., Yamaryo-Botte Y., McConville M.J., Kinoshita T. Inositol lipid metabolism in mycobacteria: biosynthesis and regulatory mechanisms // Biochim. Biophys. Acta. 2011. Vol. 1810, № 6. P. 630−641.
  83. Goldfine H. Structure, biosynthesis, physical properties, and functions of the polar lipids of Clostridium // In Gross R.W. (Ed) Advances in Lipobiology, Volume 2. JAI Press Inc. London. 1997. P. 109−142.
  84. Goldfine H. The appearance, disappearance and reappearance of plasmalogens in evolution // Prog. Lipid Res. 2010. Vol. 49, № 4. P. 493−498.
  85. Olsen I., Jantzen E. Sphingolipids in Bacteria and Fungi // Anaerobe. 2001. Vol. 7, № 2. P. 103−112.
  86. Kates M. Glycolipids, phosphoglycolipids, and sulfoglycolipids // In Hanahan D.J. (Ed) Handbook of Lipid Research. Prenum Press. New York. 1990. P. 123−235.
  87. Kopitz J. Glycolipids: structure and function // In Gabius H.-J., Gabius S. Weinheim G.S. (Eds) Glycosciences Wiley-VCH Verlag GmbH. Germany. 1996. P. 163−189.
  88. Kaur D., Guerin M.E., Skovierova H., Brennan P.J., Jackson M. Biogenesis of the cell wall and other glycoconjugates of Mycobacterium tuberculosis // Adv. Appl. Microbiol. 2009. Vol. 69. P. 23−78.
  89. Rezanka T., Siristova L., Melzoch K., Sigler K. N-acylated bacteriohopanehexol-mannosamides from the thermophilic bacterium Alicyclobacillus acidoterrestris II Lipids. 2011. Vol. 46, № 3. P. 249−261.
  90. Rutters H., Sassb H., Cypionkab H., Rullkottera J. Phospholipid analysis as a tool to study complex microbial communities in marine sediments // J. Microbiol. Methods. 2002. Vol. 48, № 2−3. P. 149−160.
  91. Zinka K-G., Wilkes H., Diskoa U., Elvertc M., Horsfield B. Intact phospholipids-microbial «life markers» in marine deep subsurface sediments // Org. Geochem. 2003. Vol. 34, № 6. P. 755−769.
  92. Tamaki H., Tanaka Y. Armatimonas rosea gen. nov., sp. nov., of a novel bacterial phylum, Armatimonadetes phyl. nov., formally called the candidate phylum OPIO // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. Vol. 61, № 6. P. 1442−1447.
  93. Nordstrom K.M., Laakso S. V. Effect of growth temperature on fatty acid composition of ten thermus strains // Appl. Environ. Microbiol. 1992. Vol. 58, № 5. P. 1656−1660.
  94. Ferraz A.S., Carreto L., Tenreiro S., Nobre M.F., da Costa M.S. Polar lipids and fatty acid composition of Thermus strains from New Zealand // Antonie Van Leeuwenhoek. 1994. Vol. 66, № 4. P. 357−363.
  95. Nobre M., Carreto L., Wait R. Fatty acid composition of the species of the genera Thermus and Meiothermus II Syst. Appl. Microbiol. 1996. Vol. 19, № 3. P. 303−311.
  96. Fujino Y., Kawatsu R., Inagaki F., Umeda A., Yokoyama T., Okaue Y., Iwai S., Ogata S., Ohshima T., Doi K. Thermus thermophilics TMY isolated from silica scale taken from a geothermal power plant // J. Appl. Microbiol. 2008. Vol. 104, № 1. P. 70−78.
  97. Donato M.M., Seleiro E.A., Da Costa M.S. Polar lipid and fatty acid composition of strains of the genus Thermus II Syst. Appl. Microbiol. 1990. Vol. 13, № 3. P. 234−239.
  98. Prado A., Da Costa M.S., Madeira V.M.C. Effect of Growth Temperature on the Lipid Composition of two Strains of Thermus sp. // Microbiology. 1988. Vol. 134, № 6. P. 1653−1660.
  99. Pires A.L., Albuquerque L., Tiago I., Nobre M.F., Empadinhas N., Verissimo A., da Costa M.S. Meiothermus timidus sp. nov., a new slightly thermophilic yellow-pigmented species // FEMS Microbiol. Lett. 2005. Vol. 245, № 1. P. 3915.
  100. Chung A.P., Rainey F.A., Valente M., Nobre M.F., da Costa M.S. Thermus igniterrae sp. nov. and Thermus antranikianii sp. nov., two new species from Iceland // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. Vol. 50, № 1. P. 209−217.
  101. Ray P.H., White D.C., Brock T.D. Effect of growth temperature on the lipid composition of Thermus aquaticus II J. Bacteriol. 1971. Vol. 108, № 1. P. 227−235.
  102. Ferreira A.M., Wait R., Nobre M.F., da Costa M.S. Characterization of glycolipids from Meiothermus spp. // Microbiology. 1999. Vol. 145, № 5. P. 1191−1199.
  103. Leone S., Molinaro A., Lindner B., Romano I., Nicolaus B., Parrilli M., Lanzetta R. Hoist O. The structures of glycolipids isolated from the highly thermophilic bacterium Thermus thermophilus Samu-SAl // Glycobiology. 2006. Vol. 16, № 8. P. 766−775.
  104. Yang Y.L., Yang F.L., Huang Z.Y., Tsai Y.H., Zou W., Wu S.H. Structural variation of glycolipids from Meiothermus taiwanensis ATCC BAA-400 under different growth temperatures // Org. Biomol. Chem. 2010. Vol. 8, № 19. P. 4252−4254.
  105. Lu T.L., Chen C.S., Yang F.L., Fung J.M., Chen M.Y., Tsay S.S., Li J., Zou W., Wu S.H. Structure of a major glycolipid from Thermus oshimai NTU-063 // Carbohydrate research. 2004. Vol. 339, № 15. P. 2593−2598.
  106. Pask-Hughes R.A., Shaw N. Glycolipids from some extreme thermophilic bacteria belonging to the genus Thermus II J. Bacteriol. 1982. Vol. 149, № 1. P. 54−58.
  107. Oshima M., Ariga T. Analysis of the anomeric configuration of a galactofuranose containing glycolipid from an extreme thermophile // FEBS Lett. 1976. Vol. 64, № 2. P. 440-^42.
  108. Oshima M., Yamakawa T. Chemical structure of a novel glycolipid from an extreme thermophile, Flavobacterium thermophilum II Biochemistry. 1974. Vol. 13, № 6. P. 1140— 1146.
  109. Kaneda T. Fatty acids of the genus Bacillus: an example of branched-chain preference // Bacteriol. Rev. 1977. Vol. 41, № 2. P. 391−418.
  110. Shen P.Y., Coles E., Foote J.L., Stenesh J. Fatty acid distribution in mesophilic and thermophilic strains of the genus Bacillus II J Bacteriol. 1970. Vol. 103, № 2. P. 479−481.
  111. Oshima M., Miyagawa A. Comparative studies on the fatty acid composition of moderately and extremely thermophilic bacteria // Lipids. 1974. Vol. 9, № 7. P. 476−480.
  112. Aerts J.M., Lauwers A.M., Heinen W. Temperature-dependent lipid content and fatty acid composition of three thermophilic bacteria // Antonie van Leeuwenhoek. 1985. Vol. 51, № 2. P. 155−165.
  113. Chan M., Virmani Y.P., Himes R.H. and Akagi J.M. Spin-labeling studies on the membrane of a facultative thermophilic bacillus // J. Bacteriol. 1973. Vol. 113, № 1. P. 322−328.
  114. C., Wilkinson S.G. (Eds) Microbial Lipids, 2 Volume Set edition // Academic Press. New York. 1988. P. 963.
  115. Moore B.S., Floss H.G., Poralla K. Three new omega-cycloheptyl fatty acids from Alicyclobacillus cycloheptanicus and their biosynthetic interrelationships // J. Nat. Prod. 1995. Vol. 58, № 4. P. 590−593.
  116. De Rosa M., Gambacorta A., Bu’lock J.D. Effects of pH and temperature on the fatty acid composition of bacillus acidocaldarius II J. Bacteriol. 1974. Vol. 117, № 1. P. 212−214.
  117. Nicolaus B., Manca M.C., Lama L., Esposito E., Gambacorta A. Lipid modulation by environmental stresses in two models of extremophiles isolated from Antarctica // Polar Biology. 2001. Vol. 24, № 1. P. 1−8.
  118. Caccamo D., Gugliandolo C., Stackebrandt E., Maugeri T.L. Bacillus vulcani sp. nov., a novel thermophilic species isolated from a shallow marine hydrothermal vent // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. Vol. 50, № 6. P. 2009−2012.
  119. Clejan S., Krulwich T.A., Mondrus K.R., Seto-Young D. Membrane lipid composition of obligately and facultatively alkalophilic strains of Bacillus spp. // J. Bacteriol. 1986. Vol. 168, β„– l.P. 334−340.
  120. MacDougall J.C., Phizackerley P.J. Isomers of glucosaminylphospatiylglycerol in Bacillus megaterium II Biochem. J. 1969. Vol. 114, № 2. P. 361−367.
  121. Schaffer C., Beckedorf A.I., Scheberl A., Zayni S., Peter-Katalinic J., Messner P. Isolation of glucocardiolipins from Geobacillus stearothermophilus NRS 2004/3a // J. Bacteriol. 2002. Vol. 184, № 23. P. 6709−6713.
  122. Hasegawa Y., Kawada N., Nosoh Y. Change in chemical composition of membrane of Bacillus caldolenax after shifting the growth temperature // Arch. Microbiol. 1980. Vol. 126, № 2. P. 103−108.
  123. Rilfors L., Wieslander A., Stahl S. Lipid and protein composition of membranes of Bacillus megaterium variants in the temperature range 5 to 70 degrees C // J. Bacteriol. 1978. Vol. 135, № 3. P. 1043−1052.
  124. Lee Y.H., Oo K.C. Metabolism of phospholipids in Bacillus stearothermophilus II J. Bacteriol. 1973. Vol. 74, № 3. P. 615−621.
  125. Rezanka T., Kambourova M., Derekova A., Kolouchova I., Sigler K. LC-ESI-MS/MS Identification of Polar Lipids of Two Thermophilic Anoxybacillus Bacteria Containing a Unique Lipid Pattern // Lipids. 2012. Vol. 47, № 7. P. 729−739.
  126. Iwasaki H., Shimada A., Yokoyama K., Ito E. Structure and glycosylation of lipoteichoic acids in Bacillus strains // J. Bacteriol. 1989. Vol. 171, № 1. P. 424129.
  127. Rezanka T., Siristova L., Melzoch K., Sigler K. Direct ESI-MS analysis of O-acyl glycosylated cardiolipins from the thermophilic bacterium Alicyclobacillus acidoterrestris //Chem. Phys. Lipids. 2009. Vol. 161, № 2. P. 115−121.
  128. Langworthy T.A., Mayberry W.R., Smith P.F. A sulfonolipid and novel glucosamidyl glycolipids from the extreme thermoacidophile Bacillus acidocaldarius II Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 431, № 3. P. 550−569.
  129. Langworthy T.A., Mayberry W.R. A 1,2,3,4-tetrahydroxy pentane-substituted pentacyclic triterpene from Bacillus acidocaldarius II Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 431, № 3. P. 570−577.
  130. Poralla K., Kannenberg E., Blume A. A glycolipid containing hopane isolated from the acidophilic, thermophilic Bacillus acidocaldarius, has a cholesterol-like function in membranes // FEBS Lett. 1980. Vol. 113, № 1. P. 107−110.
  131. Chan M., Himes R.H., Akagi J.M. Fatty acid composition of thermophilic, mesophilic, and psychrophilic Clostridia// Journal of bacteriology. 1971. Vol. 106, № 3. P. 876−881.
  132. Jung S., Lowe S.E., Hollingsworth R.I., Zeikus J.G. Sarcina ventriculi synthesizes very long chain dicarboxylic acids in response to different forms of environmental stress // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 4. P. 2828−2835.
  133. Klein R.A., Hazlewood G.P., Kemp P., Dawson R.M. A new series of long-chain dicarboxylic acids with vicinal dimethyl branching found as major components of the lipids of Butyrivibrio spp. // Biochem J. 1979. Vol. 183, № 3. P. 691−700.
  134. Castenholz R.W. Thermophilic blue-green algae and the thermal environment // Bacteriol. Rev. 1969. Vol. 33, № 4. P. 476−504.
  135. Kiseleva L.L., Horvath I., Vigh 1., Los D.A. Temperature-induced specific lipid desaturation in the thermophilic cyanobacterium Synechococcus vulcanus II FEMS Microbiol. Lett. 1999. Vol. 175, № 2. P. 179−183.
  136. Maslova I.P., Mouradyan E.A., Lapina S.S., Klyachko-Gurvich G.L., Los D.A. Lipid Fatty Acid Composition and Thermophilicity of Cyanobacteria // Russ. J. Plant Physiol. 2004. Vol. 51, № 3. P. 353−360.
  137. Jing H., Liu H., Pointing S.B. Identification and characterization of thermophilic Synechococcus spp. isolates from Asian geothermal springs // Can. J. Microbiol. 2007. Vol. 53, № 4. P. 480−487.
  138. Mizoguchi T., Harada J., Yoshitomi T., Tamiaki H. A variety of glycolipids in green photosynthetic bacteria // Photosynth Res. 2013. Vol. 114, № 3. P. 179−188.
  139. Marcolongo G., de Appolonia F., Venzo A., Berrie C.P., Carofiglio T., Ceschi Berrini C. Diacylglycerolipids isolated from a thermophile cyanobacterium from the Euganean hot springs // Nat. Prod. Res. 2006. Vol. 20, № 8. P. 766−774.
  140. Thompson B.G., Anderson R., Murray R.G. Unusual polar lipids of Micrococcus radiodurans strain Sark// Can. J. Microbiol. 1980. Vol. 26, № 12. P. 1408−1411.
  141. Anderson R., Hansen K. Structure of a novel phosphoglycolipid from Deinococcus radiodurans II J. Biol. Chem. 1985. Vol. 260, № 22. P. 12 219−12 223.
  142. Huang Y., Anderson R. Structure of a novel glucosamine-containing phosphoglycolipid from Deinococcus radiodurans II J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, № 31. P. 18 667−18 672.
  143. Huang Y., Anderson R. Phosphatidylglyceroylalkylamine, a novel phosphoglycolipid precursor in Deinococcus radiodurans II J. Bacteriol. 1991. Vol. 173, № 2. P. 457-^162.
  144. Anderson R. Alkylamines: Novel lipid constituents in Deinococcus radiodurans II Biochim. Biophys. Acta, Lipids Lipid Metab. 1983. Vol. 753, № 2. P. 266−268.
  145. Kampfer P., Lodders N., Huber B., Falsen E., Busse H.J. Deinococcus aquatilis sp. nov., isolated from water // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58, № 12. P. 2803−2806.
  146. Yang Y.L., Yang F.L., Jao S.C., Chen M.Y., Tsay S.S., Zou W., Wu S.H. Structural elucidation of phosphoglycolipids from strains of the bacterial thermophiles Thermus and Meiothermus II J. Lipid Res. 2006. Vol. 47, № 8. P. 1823−1832.
  147. Huang Y., Anderson R. Enhanced immune protection by a liposome-encapsulated recombinant respiratory syncytial virus (RSV) vaccine using immunogenic lipids from Deinococcus radiodurans II Vaccine. 2002. Vol. 20, № 11−12. P. 1586−1592.
  148. Andersson B.A., Holman R.T. Pyrrolidides for mass spectrometric determination of the position of the double bond in monounsaturated fatty acids // Lipids. 1974. Vol. 9,*-№ 3. P. 185−190.
  149. Christie W.W., Holman R.T. Mass spectrometry of lipids. I. Cyclopropane fatty acid esters // Lipids. 1966. Vol. 1, № 3. P. 176−182.
  150. Hartig C. Rapid identification of fatty acid methyl esters using a multidimensional gas chromatography-mass spectrometry database // J. Chromatogr., A. 2008. Vol. 1177, № 1. P.159−169.
  151. Knothe G. NMR characterization of dihydrosterculic acid and its methyl ester // Lipids. 2006. Vol. 41, № 4. P. 393−396.
  152. McCloskey J.A., Law J.H. Ring location in cyclopropane fatty acid esters by a mass spectrometric method. // Lipids. 1967. Vol. 2, № 3. P. 225−230.
  153. Kaneda T. Major occurrence of cis-delta 5 fatty acids in three psychrophilic species of Bacillus // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1971. Vol. 43, № 2. P. 298−302.
  154. Macmillan J.B., Molinski T.F. Majusculoic acid, a brominated cyclopropyl fatty acid from a marine cyanobacterial mat assemblage // J. Nat. Prod. 2005. Vol. 68, № 4. P. 604−606.
  155. Jiao Y., Yoshihara T., Ishikuri S., Uchino H., Ichihara A. Structural identification of cepaciamide A, a novel fungitoxic compound from Pseudomonas cepacia D-202 // Tetrahedron Lett. 1996. Vol. 37, № 7. P. 1039−1042.
  156. Im W.T., Hu Z.Y., Kim K.H., Rhee S.K., Meng H., Lee S.T., Quan Z.X. Description of Fimbriimonas ginsengisoli gen. nov., sp. nov. within the Fimbriimonadia class nov., of the phylum Armatimonadetes II Antonie van Leeuwenhoek. 2012.
  157. Rohmer M., Bouvier-Nave P., Ourisson G. Distribution of Hopanoid Triterpenes in Prokaryotes // Microbiology. 1984. Vol. 130, № 5. P. 1137−1150.
  158. Tornabene T.G., Kates M., Gelpi E., Oro J. Occurrence of squalene, di- and tetrahydrosqualenes, and vitamin MK8 in an extremely halophilic bacterium, Halobacterium cutirubrun II J. Lipid Res. 1969. Vol. 10, № 3. P. 294−303.
  159. Kramer J.K., Kushwaha S.C., Kates M. Structure ditermination of the squalene, dihydrosqualene and tetrahydrosqualene in Halobacterium cutirubrum II Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 270, № 1. P. 103−110.
  160. Shiojima K., Arai Y. Masuda K., Kamada T., Ageta H. Fern constituents: Polypodatetraenes, novel bicyclic triterpenoids, isolated from polypodiaceous and aspidiaceous plants // Tetrahedron Lett. 1983. Vol. 24, № 51. P. 5733−5736.
  161. Domingo V., Arteaga J.F., del Moral J.F.Q., Barrero A.F. Unusually cyclized triterpenes: occurrence, biosynthesis and chemical synthesis // Nat. Prod. Rep. 2009. Vol. 26, β„– l.P. 115.
  162. Huanga X., Wanga C., Xuea J., Meyersc P.A., Zhanga Z., Tand K., Zhangd Z., Xie S. Occurrence of diploptene in moss species from the Dajiuhu Peatland in southern China // Org. Geochem. 2010. Vol. 41, № 3. p. 321−324.
  163. Venkatesan M.I. Tetrahymanol: Its widespread occurrence and geochemical significance // Geochim. Cosmochim. Acta. 1989. Vol. 53, № 11. P. 3095−3101.
  164. Taylor RF. Bacterial triterpenoids // Microbiol.Rev. 1984. Vol. 48, № 3. p. 181−198.
  165. Kannenberg E.L., Poralla K. Hopanoid Biosynthesis and Function in Bacteria // Naturwissenschaften. 1999. Vol. 86, № 4. P. 168−176.
  166. Sahm H., Rohmer M., Bringer-Meyer S., Sprenger G.A., Welle R. Biochemistry and physiology of hopanoids in bacteria // Adv. Microb. Physiol. 1993. Vol. 35. P. 247−273.
  167. Talbot H.M., Squier A.H., Keely B.J., Farrimond P. Atmospheric pressure chemical ionisation reversed-phase liquid chromatography/ion trap mass spectrometry of intact bacteriohopanepolyols // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2003. Vol. 17, № 7. P. 728 737.
  168. Renoux J.-M., .Rohmer M. Prokaryotic triterpenoids. New bacteriohopanetetrol cyclitol ethers from the methylotrophic bacterium Methylobacterium organophilum II Eur. J. Biochem. 1985. Vol. 151, № 2. P. 405−410.
  169. MacKenzie A., Vyssotski M., Nekrasov E. Quantitative Analysis of Dairy Phospholipids by 31P NMR // J. Am. Oil Chem. Soc. 2009. Vol. 86, № 8. P. 757−763.
  170. Lombard J., Lopez-Garcia P., Moreira D. The early evolution of lipid membranes and the three domains of life //Nat. Rev. Microbiol. 2012. Vol. 10, № 7. P. 507−515.
  171. Koga Y. Early Evolution of Membrane Lipids: How did the Lipid Divide Occur? // J. Mol. Evol. 2011. Vol. 72, № 3. P. 274−282.
  172. Tulloch A.P. Solvent effects on the nuclear magnetic resonance spectra of methyl hydroxystearates // J. Am. Oil Chem. Soc. 1966. Vol. 43, № 12. P. 670−674.
  173. Jakob B., Voss G., Gerlach H. Synthesis of (S) — and ®-3-hydroxyhexadecanoic acid // Tetrahedron: Asymmetry. 1996. Vol. 7, № 11. P. 3255−3262.
  174. A.P., Mazurek M. 13C nuclear magnetic resonance spectroscopy of saturated, unsaturated, and oxygenated fatty acid methyl esters // Lipids. 1976. Vol. 11, № 3. P. 228−234.
  175. Vyssotski M., MacKenzie A. Resolution of diastereomers of phosphatidylglycerol-based lipids by 31P-NMR // World congress on Oils and Fats & 28th ISF Congress. Sydney. -2009.
  176. Anderson R., Huang Y. Fatty acids are precursors of alkylamines in Deinococcus radiodurans II J. Bacteriol. 1992. Vol. 174, № 22. P. 7168−7173.
  177. Maclean L., Perry M.B., Nossova L., Kaplan H., Vinogradov E. The structure of the carbohydrate backbone of the LPS from Myxococcus xanthus strain DK1622 // Carbohydr. Res. 2007. Vol. 342, № 16. P. 2474−2480.
  178. Kannenberg E.L., Carlson R.W. Lipid A and O-chain modifications cause Rhizobium lipopolysaccharides to become hydrophobic during bacteroid development // Mol. Microbiol. 2001. Vol. 39, № 2. P. 379−392.
  179. Card G.L. Metabolism of phosphatidylglycerol, phosphatidylethanolamine, and cardiolipin of Bacillus stearothermophilus II J. Bacteriol. 1973. Vol. 114, № 3. P. 1125— 1137.
  180. Gunstone F.D., Pollard M.R., Scrimgeour C.M., Gilman N.W., Holland B.C. Fatty acids. Part 48. 13C nuclear magnetic resonance studies of acetylenic fatty acids // Chem Phys Lipids. 1976. Vol. 17, № 1. P. 1−13.
  181. Gunstone F.D. High resolution 13C NMR study of synthetic branched-chain acids and of wool wax acids and isostearic acid // Chem Phys Lipids. 1993. Vol. 65, № 2. P. 155−163.
  182. Hedrick D.B., Peacock A.D., Long P., White D.C. Multiply methyl-branched fatty acids and diacids in the polar lipids of a microaerophilic subsurface microbial community // Lipids. 2008. Vol. 43, № 9. P. 843−851.
  183. Soltani M., Metzger P., Largeau C. Fatty acid and hydroxy acid adaptation in three gramnegative hydrocarbon-degrading bacteria in relation to carbon source // Lipids. 2005. Vol. 40, № 12. P. 1263−1272.
  184. Smith A., Duncan W.R. Characterization of branched-chain fatty acids from fallow deer perinephric triacylglycerols by gas chromatography-mass spectrometry // Lipids. 1979. Vol. 14, № 4. P. 350−355.
  185. Cavaletti L., Monciardini P., Bamonte R., Schumann P., Rohde M., Sosio M., Donadio S. New lineage of filamentous, spore-forming, gram-positive bacteria from soil // Appl. Environ. Microbiol. 2006. Vol. 72, № 6. P. 4360^1369.
  186. Lewis T., Nickols P.D., McMeekin T.A. Evaluation of extraction methods for recovery of fatty acids from lipid-producing microheterotrophs // J. Microbiol. Methods. 2000. Vol. 43, № 2. P. 107−116.
  187. Appelqvist L.-A. A simple and convenient procedure for the hydrogenation of lipids on the micro- and nanomole scale // J. Lipid Res. 1972. Vol. 13. P. 146−148.
  188. Saito T., Ochiai H. Fatty acid composition of the cellular slime mold Polysphondylium pallidum II Lipids. 1998. Vol. 33, № 3. P. 327−332.
  189. Yamamoto K., Shibahara A., Nakayama T., Kajimoto G. Double-bond localization in heneicosapentaenoic acid by a gas chromatography/mass spectrometry (GC/MS) method // Lipids. 1991. Vol. 26, № 11. P. 948−950.
  190. Christie W.W. Structural analysis of fatty acids // In Chrisie W.W. (Ed) Advances in Lipid Methodology, Four. Oily Press. Dunde. 1997. P. 308.
  191. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis 11 J. Chromatogr., A. 1975. Vol. 114, № 1. P. 129−141.
  192. Van Gent C.M., Roseleur O.J., Van Der Bijl P. The detection of cerebrosides on thin-layer chromatograms with an anthrone spray reagent // J. Chromatogr., A. 1973. Vol. 85, № 1. P. 174−176.
  193. Stransky K., Jursik T., Vitek A. Standard equivalent chain length values of monoenic and polyenic (methylene interrupted) fatty acids // J. High Resolut. Chromatogr. 1997. Vol. 20, № 3. P. 143−158.
  194. Donachie S.P., Christenson B.W., Kunkel D.D., Malahoff A., Alam M. Microbial community in acidic hydrothermal waters of volcanically active White Island, New Zealand // Extremophiles. 2002. Vol. 6, № 5. P. 419−425.
  195. Hetzer A., McDonald I.R., Morgan H.W. Venenivibrio stagnispumantis gen. nov., sp. nov., a thermophilic hydrogen-oxidizing bacterium isolated from Champagne Pool, Waiotapu, New Zealand // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58, № 2. P. 398−403.
  196. Schofield K.M., Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. A thermophilic gliding bacterium from New Zealand hot springs // FEMS Microbiol. Lett. 1987. Vol. 40, № 2−3. P. 169−172.
  197. Hudson J.A., Schofield K.M., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermonema lapsum gen. nov., sp. nov., a thermophilic gliding bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1989. Vol. 39, № 4. P. 485−487.
  198. Papke R.T., Ramsing N.B., Bateson M.M., Ward D.M. Geographical isolation in hot spring cyanobacteria // Environ. Microbiol. 2003. Vol. 5, № 8. P. 650−659.
  199. Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermus filiformis sp. nov., a filamentous caldoactive bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1987. Vol. 37, № 4. P. 431−436.
  200. Saul D.J., Rodrigo A.G., Reeves R.A., Williams L.C., Borges K.M., Morgan H.W., Bergquist P.L. Phylogeny of twenty Thermus isolates constructed from 16S rRNA gene sequence data // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1993. Vol. 43, № 4. P. 754−760.
  201. Patel B.K.C., Morgan H.W., Wiegel J., Daniel R.M. Isolation of an extremely thermophilic chemoorganotrophic anaerobe similar to Dictyoglomus thermophilum from New Zealand hot springs // Arch. Microbiol. 1987. Vol. 147, № 1. P. 21−24.
  202. Ellis D.G., Weiss Bizzoco R.L., Maezato Y., Baggett J.N., Kelley S.T., Microscopic examination of acidic hot springs of Waiotapu, North Island, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 2005. Vol. 39, № 5. P. 1001−1011.
  203. Patel B.K.C. Extremely thermophilic bacteria in New Zealand hot springs // PhD thesis. Waikato, 1984.
  204. Patel B.K.C., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermophilic anaerobic spirochetes in New Zealand hot springs // FEMS Microbiol. Lett. 1985. Vol. 26, № 1. P. 101−106.
  205. Cook G.M., Rainey F.A., Patel B.K., Morgan H.W. Characterization of a new obligately anaerobic thermophile, Thermoanaerobacter wiegelii sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1996. Vol. 46, № 1. P. 123−127.
  206. Hetzer A., Morgan H.W., McDonald I.R., Daughney C.J. Microbial life in Champagne Pool, a geothermal spring in Waiotapu, New Zealand // Extremophiles. 2007. Vol. 11, № 4. P. 605−614.
  207. Smith B.Y., Turner S.J., Rodgers K.A. Opal-A and associated microbes from Wairakei, New Zealand: The first 300 days // Mineral. Mag. 2003. Vol. 67, № 3. p. 563−579.
  208. Rainey F.A., Janssen P.H., Wild D.J.C., Morgan H.W. Isolation and characterization of an obligately anaerobic, polysaccharolytic, extremely thermophilic member of the genus Spirochaeta II Arch. Microbiol. 1991. Vol. 155, № 4. P. 396101.
  209. Patel B.K.C., Morgan H.W., Daniel R.M. Fervidobacterium nodosum gen. nov. and spec, nov., a new chemoorganotrophic, caldoactive, anaerobic bacterium // Arch. Microbiol. 1985. Vol. 141, № 1. P. 63−69.
Π—Π°ΠΏΠΎΠ»Π½ΠΈΡ‚ΡŒ Ρ„ΠΎΡ€ΠΌΡƒ Ρ‚Π΅ΠΊΡƒΡ‰Π΅ΠΉ Ρ€Π°Π±ΠΎΡ‚ΠΎΠΉ