Морфологические и иммунофенотипические характеристики лимфоцитов при лимфопролиферативных заболеваниях

Заключение

.

Не существует единого мнения по поводу того, как описывать плотность экспрессии. При оценке плотности экспрессии поверхностных антигенов в литературе, как правило, описаны два подхода:

1) Количественный — подсчет точного количества антигенных молекул на поверхности или внутри клетки (ABC — antibody bound per cell), для этого должен использоваться набор QuantiBRITE® РЕ* BD, но есть несколько проблем, затрудняющие его использование повсеместно в диагностической практике:

• Необходимость использования МАТ, для которых эффективное соотношение белок: флюорохром строго соответствует 1:1.

• В многоцветной проточной цитофлуориметрни нас интересуют антигены, моноклональные антитела к которым мечены различными флуорохромами, а данная методика возможна только для РЕ меченых МАТ.

• Высокая стоимость набора.

2) Качественная — выражение плотности экспрессии в относительных величинах, таких как dim (клетки с низким уровнем экспрессии целевого маркера), moderate (клетки с промежуточным уровнем экспрессии), bright (яркий уровень экспрессии) [15], либо low, average, high [10] Но такой подход не всегда удобен. Например, если уровень экспрессии CD20 при ХЛЛ низкий (dim), в норме CD20 экспрессируется умеренно (moderate), при ЛМЗС и ЛКМЗ — ярко, то при ВКЛ плотность экспрессии CD20 в ~ 3 раза выше, чем при ЛМЗС и ЛКМЗ, что трудно отразить как просто ярко (bright). Но, даже если, при сравнении плотности экспрессии CD между нозологическими группами такой подход, в некотором смысле, уместен, то внутри одного заболевания оценка экспрессии становится затруднительна.

В связи с вышесказанным, мы предлагаем описывая плотность экспрессии того или иного маркера в цифровом выражении MFI, указывать нормальные значения MFI, полученные на донорах в конкретной лаборатории с соблюдением стандартных условий.

Кроме того, при использовании для терапии лимфопролиферативных заболеваний препаратов на основе МАТ, целесообразно учитывать экспрессию АГ для подбора адекватной схемы. Например, уровень экспрессии CD20 у доноров (193,6−366,4), при XJIJI у больного X. MFI CD20 всего 24,8, а у больного У. 104,6. Допустим, масса опухоли одинаковая, лимфоциты обоих больных экспрессируют CD20 с более низкой плотностью, чем доноры, но MFI CD20 больного У практически в 4 раза выше таковой у больного X. Возможно, в такой ситуации, доза препарата для больного У может быть ниже, чем для больного X. Либо, больной У, вероятней всего, лучше ответит на терапию, включающую в себя моноклональные антитела к CD20, чем больной X.

По данным литературы выделяются формы XJIJI в зависимости от морфологии опухолевого субстрата. [7,8,24] В виду близости и субъективизма морфологических признаков дифференциальная диагностика ЛПЗ в настоящее время базируется на данных иммунологических и молекулярно-биологических методов исследований. Разработаны основные иммунологические критерии диагностики различных вариантов ЛПЗ, определен ряд прогностических критериев. Однако не всегда заболевания протекают в классической форме с четкими морфологическими и иммунологическими критериями. Все большее число больных попадают в поле зрения врачей на доклинической стадии развития заболевания при отсутствии клинических и морфологических признаков заболевания, когда опухолевая масса еще не велика и присутствие достаточного количества нормальных лимфоцитов нивелирует признаки опухолевой пролиферации, затрудняя раннюю постановку диагноза.

Мы оценили иммунофенотип опухолевых лимфоцитов с классической и атипичной морфологией опухолевых клеток у 70 больных ХЛЛ. Анализ экспрессии CD 19, CD20 CD23 и CD 45 между больными с различными морфологическими вариантами ХЛЛ достоверных различий не выявил. Изменения иммунофенотипа опухолевых В-лимфоцитов по отношению к донорам носили однотипный характер. У больных с различным по морфологии опухолевым субстратом при ХЛЛ нет различий в иммунофенотипических характеристиках опухолевых клеток.

При оценке изменения плотности экспрессии CD 19 CD20 CD23 CD45 у больных ХЛЛ по отношению к донорам наблюдалось следующее:

• плотность экспрессии CD 19 была достоверно ниже чем у доноров доверительный интервал (ДИ) для разности истинных средних 23,3 <Цдон~.

Ц’Хлл< 158,4 (р<0,05).

• плотность экспрессии CD20 была значительно ниже чем у доноров ДИ 201,1<�Цдон-Цхлл< 246,07 (р<0,001).

• плотность экспрессии CD45 ниже чем у доноров ДИ 39,7<�Цдон~М'Хлл< 138,7 (р<0,05).

Достоверных различий в плотности экспрессии CD23 лимфоцитами периферической крови доноров и больных ХЛЛ выявлено не было.

В течение любой опухоли существуют две стадии: первая моноклональ-ная — доброкачественная и вторая, стадия повышенной мутабельности, характеризующаяся появлением субклона и всеми чертами злокачественной опухоли. Стадии и форма заболевания одновременно являются прогностическими факторами, к которым можно добавлять более глубокие исследования [8]. Современные методы лечения подразумевают различную тактику ведения больных в зависимости от стадии заболевания, что требует более детальной диагностики состояния больного, своевременной оценки признаков прогрессирования заболевания.

Оценка некоторых показателей общего анализа крови, в зависимости от клинической стадии ХЛЛ, показала тенденцию к увеличению количества лейкоцитов и лимфоцитов, а так же к снижению количества эритроцитов и тромбоцитов по мере прогрессирования’заболевания. Однако данные изменения крайне индивидуальны и не могут служить надежным критерием прогрессировать заболевания. Попытка оценить иммунологические изменения опухолевых клеток показала, что значимых различий в плотности экспрессии антигенов CD 19, CD20 и CD45 лимфоцитами больных ХЛЛ на стадиях А, В и С (по Binet) получено не было, но наблюдалась тенденция к увеличению MFI CD20 и CD45 по мере развития заболевания. Достоверное (р<0,01) увеличение MFI относительно развернутой стадии на стадии прогрессии наблюдалось только для CD20, в экспрессии CD 19 и CD45 значимые отличия не получены. Следовательно, увеличение плотности экспрессии CD20 и CD45 у больных ХЛЛ по мере развития заболевания, совместно с нарастанием клинических симптомов, могу указывать на прогрессирование заболевания и служить в качестве дополнительного прогностического критерия трансформации ХЛЛ в терминальную стадию.

Иммуиофенотипирование лимфоцитов периферической крови у пациентов с реактивными лимфоцитозами не выявило клинически значимых различий с донорами в экспрессии CD 19, CD20, CD23 и CD45. Даже в тех случаях, когда отмечалось некоторое увеличение популяции В-лимфоцитов соотношение количества клеток экспрессирующих иммуноглобулины с различными типами легких цепей (к или X) оставалось в нормальным, что указывает на поликлональную пролиферацию В-лимфоцитов.

Сравнение MFI CD20 у пациентов разных нозологических групп и доноров выявило значительное снижение плотности экспрессии CD20 у больных ХЛЛ по сравнению с донорами и со всеми В-ЛПЗ. Также были получены значимые отличия в экспрессии CD20 при сравнении MFI CD20 у больных разными формами В-ЛПЗ между собой.

Анализ экспрессии CD45 может быть полезен для дифференциальной диагностики реактивных лимфоцитозов от ХЛЛ, ЛМЗС и ЛКМЗ отличающихся более низкой плотностью данного антигена. Кроме того, оценка экспрессии CD45 может помочь в дифференциальной диагностике таких близких по морфологическим (наличие выростов цитоплазмы на опухолевых клетках) и клиническим (спленомегалия) признакам заболеваний как ВКЛ и ЛМЗС. При ВКЛ MFI CD45 достоверно выше таковой при ЛМЗС.

Помимо заболеваний с классической клинической картиной довольно часто встречаются ЛПЗ со стертым клиническим течением и аберрантным фенотипом. Исследование CD43 может служить дополнительным маркером в дифференциальной диагностике В-ЛПЗ. При ХЛЛ CD43 экспрессируется опухолевыми В-лимфоцитами с более высокой плотностью, чем клетками ЛКМЗ. При таких ЛПЗ, как волосатоклеточный лейкоз (ВКЛ) и лимфома маргинальной зоны селезенки (ЛМЗС) экспрессия CD43 на В-лимфоцитах отсутствует. Добавление, к стандартной диагностической панели CD43 расширяет возможности дифференциальной диагностики В-клеточных лимфо-пролиферативных заболеваний.

В результате проведенной работы нами предложен алгоритм, направленный на улучшение дифференциальной диагностики реактивных лимфоцито-зов, ХЛЛ, ВКЛ, ЛМЗС и ЛКМЗ.

Алгоритм дифференциальной диагностики ХЛЛ, ВКЛ, ЛМЗС, ЛКМЗ и реактивных лимфоцитозов о.

Для оценки плотности экспрессии антигенов может использоваться MFI при условии стандартизации методики анализа включающей в себя:

• стандартный (постоянный и достаточный) объем моноклональ-ных антител вносимых в пробу.

• использование для анализа MPI флуорохромы одного типа.

• использование для сравнения межу собой реагенты одной фирмы производителя.

Иммунофенотип опухолевых лимфоцитов не зависит от морфологического варианта ХЛЛ, и характеризуется экспрессией CD 19, CD20, CD5, CD23, CD43 (к или X). Опухолевые В-лимфоциты при ХЛЛ достоверно отличаются от нормальных В-лимфоцитов снижением плотности экспрессии (MFI) CD 19 (р<0,05) на величину доверительного интервала (ДИ) от 32,7 до 109,5- CD20(p<0,001) — ДИ 201,1 до 246,07 и CD45 (р<0,001) — ДИ от 39,7 до 138,7. Плотность экспрессии CD23 не отличается от таковой у доноров. На стадиях, А В и С по Binet (развернутая стадия) ХЛЛ характер экспрессии антигенов CD 19, CD20, CD45 не меняется. При переходе заболевания в стадию прогрессировании выявлено достоверное повышение (р<0.01) плотности экспрессии (MFI) только CD20, в экспрессии CD 19 и CD45 значимых отличий получено не было. При этом экспрессия данных антигенов остается достоверно ниже таковой у доноров. Экспрессия CD23 при прогрессировании заболевания не меняется.

Анализ экспрессии CD20 выявил достоверное увеличение плотности данного антигена по сравнению с плотностью его экспрессии у доноров и больных волосатоклеточным лейкозом (ВКЛ) 359,4<рвкл-pN < 902,4 (р<0,001), у больных лимфомой из клеток мантийной зоны (JIKM3) 42,05<�цлкмз-Цы<154,9 (р< 0,05), у больных лимфомой маргинальной зоны селезенки (ЛМЗС) 74,5<�цЛмзс-Цы<227,1. При этом достоверных отличий в экспрессии CD20 в группах больных JIKM3 и ЛМЗС выявлено не было. Экспрессия CD20 у больных ВКЛ была выше таковой у больных ЛКМЗ и ЛМЗС.

Анализе плотности экспрессии CD45 показал статистически значимое (р<0,05) снижение экспрессии данного антигена в группе больных ХЛЛ, ЛКМЗ и ЛМЗС по сравнению с донорами, больными ВКЛ и пациентами с реактивными лимфоцитозами. Кроме того, при.

ВКЛ MFI CD45 достоверно выше 16,97<^ВКл-^лмзс<84,7 (р< 0,05) таковой при ЛМЗС, что может быть полезно для дифференциальной диагностике таких близких по морфологическим (наличие выростов цитоплазмы на опухолевых клетках) и клиническим (спленомегалия) признакам заболеваний.

Анализ экспрессии CD43 выявил присутствие данного антигена на В-лимфоцитах у 100% больных ХЛЛ и у 58% больных ЛКМЗ, и отсутствие его у доноров, больных ВКЛ, ЛМЗС и пациентов с реактивными состояниями. Среди опухолевых клеток наиболее высокие показатели плотности экспрессии (MFI) наблюдались у больных ХЛЛ. Оценка CD43 может служить дополнительным маркером в дифференциальной диагностике В-ЛПЗ.

1. Абрамов М. Г. Гематологический атлас. Москва-, 1979.

2. Буглова С. Е., Белевцев М. В., Потапнев М. В. Диагностическое значение показателя средней интенсивности флуоресценции дифференцировоч-ных антигенов при острых лейкозах у детей. Минск ГУ РНМБ 2003 г.

3. Ван де Хюпст Г. «Рассеяние света малыми частицами», Ин Линг, 1981, 8, р. 12−14.

4. Вершигора А. Е. Общая иммунология. Киев, 1990.

5. Волкова М. А. Волосатоклеточный лейкоз, Вкн.: Клиническая онкоге-матология. М.: 2001 С. 396 — 410.

6. Волкова М. А. Клиническая онкогематология. Москва- 2001.

7. Воробьев А. И., Бриллиант М. Д. Хронический лимфолейкоз. Руководство по гематологии. М.: 1985 — С. 273 290.

8. Воробьев А. И. Руководство по гематологии, т.2. Москва- 2002.

9. Галактионов В. Г. Иммунология.-Москва, 1998.

10. Змушко Е. И., Белозеров Е. С., Митин Ю. А. Клиническая иммунология: руководство для врачей. СПб.: 2001 С. 30−31, 49−56.

11. Зуева Е. Е. Проточная цитометрия. Анализ изображения получение и представление данных Medline.ru (стр.465−470).

12. Иванов В. Т. Белки иммунной системы.- Москва, 1997.

13. Кадагидзе З. Г., Короткова О. В., Заботина Т. Н., Современные методы оценки иммунного статуса у онкологических больных, Клиническая лабораторная диагностика, 2000 № 10 — с. 51.

14. Кассирский И. А., Алексеев Г. А. Клиническая гематология. М.: 1962.

15. Крутова А. В., Русанова Е. Б., Зуева Е. Е. Оценка интенсивности флуоресценции методом проточной цитометрии: методические аспекты внедрения в диагностику онкогематологических заболеваний. Онкоге-матология 2008; т.1 н.4, 310−314.

16. Луговская С. А. Клеточные основы классификаций лимфопролиферативных заболеваний. Клиническая лабораторная диагностика, 2001.-№ 2. с.3−6.

17. Луговская С. А., Лимфома селезенки с ворсинчатыми лимфоцитами (В-клеточная лимфома маргинальной зоны селезенки), Клиническая лабораторная диагностика, 2000. Ю-с.10−11.

18. Луговская С. А., Почтарь М. Е., Гематологический атлас, Тверь, Триада 2008.

19. Луговская С. А., Морозова В. Т., Почтарь М. Е. Лабораторная диагностика лейкозов. Уч. пособие, Москва 1999 г.

20. Луговская С. А., Почтарь М. Е., Тупицын Н. Н. Иммунофенотипирование в диагностике гемобластозов. Тверь, 2005 С. 24−30.

21. Мазуров Д. В., Дамбаева С. В., Пинегин Б. В., Оценка внутриклеточного киллинга стафилококка фагоцитами периферической крови с помощью проточной цитофлуориметрии, Иммунология, 2000 № 2 — с.57−59.

22. Мейл Д. Иммунология. Логосфера, 2007.

23. Морозова В. Т., Луговская С. А., Почтарь М. Е., Хронические лейкозы, Клиническая лабораторная диагностика, 2000. № 12. с.25−32.

24. Никитин Е. А., Пивник А. В., Судариков А. Б., Сравнение форм хронического лимфолейкоза в зависимости от мутационного статуса генов вариабельного региона иммуноглобулинов, терапевтический архив, 2000 № 7 — с.52−56.

25. Новик А. А. Классификация злокачественных лимфом, Санкт Петербург 2000.

26. Попов Е. А., Левитан Б. Н., Заклякова Л. В., Овсянникова Е. Г., Иммуно-генетические маркеры клеточных линий при системных заболеваниях крови //Астраханский медицинский журнал. 2007. — Т.2. -N1.-C.13−17.

27. Ройт А. Основы иммунологии. — Москва, 1991.

28. С. А. Луговская М.Е.Почтарь, Гематологический атлас, Москва 2008, Триада.

29. Семикмна Е. Л. Варианты патологических клеточных клонов костного мозга при болезнях крови у детей. Москва 2003.

30. Семикмна Е. Л., Торубарова Н. А., Копыльцова Е. А. и др. Оценка интенсивности экспрессии дифференцировочных антигенов бластных клеток. Гематология и трансфузиология, 1999;(44)6:21.

31. Соколов Е. И. Клиническая иммунология. Москва, 1998.

32. Тотолян А. А., Балдуева И. А., Бубнова Л. И., Стандартизация иммуно-фенотипирования клеток крови и костного мозга человека, Медицинская имменология, 1999. № 5. — с.21−43.

33. Хаитов P.M., Игнатьева Г. А., Сидорович И. Г. ИммунологияМосква-.2000.

34. Хайдуков С. В., Зурочка А. В. Избранные вопросы проточной цитомет-рии. Челябинск 2007 г.

35. Хайдуков С. В., Проточная цитофлуориметрия как современное средство диагностики, Клиническая лабораторная диагностика, 1998. № 9-с.7−10.

36. Чередеев А. Н., Горлина Н. К., Козлов И. Г., CD маркеры в практике кли-нико диагностических лабораторий. Клиническая лабораторная диагностика. 2001, № 7 С. 1−11.

37. Ярилин А. А. Основы иммунологии.-Москва, 1999.

38. Ярилин А. А., Пинчук В. Г., Гриневич Ю. А. Структура тимуса и диффе-ренцировка Т-лимфоцитов.-Киев, 1991.

39. Abbas A. K., Lichtman A. H., Pober J.S. (1994) Cellular and imolecular immunology. Harcout Brase & Сотр.

40. Anagnostopoulos I, Foss HD, Hummel M, Trenn G, Stein H. Extranodal mantle cell lymphoma mimicking marginal zone cell lymphoma. Histopathology. 2001 Dec-39(6):561−5.

41. Anon. (1997). A clinical evalution of the international lymphoma Study Group classification of non-Hodgkin's lymphoma. The nonHodgkin’s lymphoma Classification Project. Blood 89:3909−3918.

42. Argatoff LH, Connors JM, Kiasa RJ, et al, (1997) Mantle cell lymphoma a clinicopatologic study of 80 cases. Blood 89:2067; 2078.

43. Bacal N.S., Mantovani E., Grossl S., et al. Flow cytometry: Immunopheno-typing in 48 hairy cell leukemia cases and the relevance of fluorescence intensity in CD expression for diagnosis. Einstein 2007;5(2):123−128.

44. Bagwell C.B., Baker D, Whetstone S, Munson M, Hitchcox S, Ault KA, Lo-vett EJ: A simple and rapid method for determining the linearity of a flow cytometer amplification system. Cytometry 10:689−694, 1989.

45. Barnett D., Wilson G.A., Granger V., Reilly J.T. Determination of leukocyte antibody binding capacity (ABC): The Need for Standartization. Clin. Lab. Hematol 20: 155−164, 1998.

46. Battle Т.Е., Arbiser J., and Frank D.A.The natural product honokiol induces caspase-dependent apoptosis in B-cell chronic lymphocytic leukemia (B-CLL) cells. Blood, 15 July 2005, Vol. 106, No. 2, pp. 690−697.

47. Binet JL, AuquierA, Dighiero G, et al. (1981) A new prognostic classification of chronic lymphocytic leukemia derived from a multivariate survival analysis. Cancer 48: 198−206.

48. Bjorck P., Axessson & Paulie S. Expression of CD40 and CD43 during activation of human B-lymphocytes. Scand. J. Immunol. 33, 211−218, 1991.

49. Boddy L., Morrys C.W. Neural Network Analysis of Flow Cytometry Data. London, Springer-VELAG, p. 159−169.

50. Bommhard U., Cerottini J. C., MacDonald H.R. Heterogeneity in P-glycoprotein (multidrug resistance) activity among murine peripheral T cell: correlation with surface phenotype and effector function. Eur. J. Immunol. 1994 Vol.24 — P.2974 — 2981.

51. Borowitz MJ, Bonsaros A, Brynes RK, et al. Monoclonal antibody pheno-typing of B-cell non-Hodgkin's lymphoma. The Southeastern Cancer Stydy Group experience. Am J Pathol 1985: 121: 514.

52. Bourocle B. A (1994) Thirty-five years in the progress of hairy cell leukemia. LeukLymphoma 14 Suppl 1:1−12:1−12.

53. Brian L. Abbott. Chronic Lymphocytic Leukemia: Recent Advances in Diagnosis and Treatment. The Oncologist, Vol. 11, No. 1,21−30, January 2006.

54. Capron С., Lecluse Y, Kaushik A.L., Foudi A., Catherine Lacout, Dalila Sekkai et. all. The SCL relative LYL-1 is required for fetal and adult hematopoietic stem cell function and B-cell differentiation. Blood, Jun 2006; 107: 4678 4686.

55. Catovsky D. Immunophenotypic analysis of chronic lymphoid leukemia И Rev. Clin. Exp. Hematol. 1997. Vol. 1. P. 1−14.

56. Cessna MH, Hartung L, Tripp S, Perkins SL, Bahler DW. Hairy cell leukemia variant: fact or fiction. Am J Clin Pathol. 2005;123(1):132−138.

57. Chen YH, Tallman MS, Goolsby C, Peterson L. Immunophenotypic variations in hairy cell leukemia. Am J Clin Pathol. 2006; 125(2):251−259.

58. Corcione A., Benvenuto F., Ferretti E., et al. Human mesenchymal stem cells modulate B-cell functions. Blood, Jan 2006; 107: 367 372.

59. Coustan-Smith E., Behm F.G., Sanches J., Boyet J.M., Hanacock M.L., Raimondi S.C., Rubnitz J.E., Rivera G.K. Immunologocal detection of minimal residual desiase. Lancet 351: 550−554, 1998.

60. Craig F.E., and Foon K.A. Flow cytometric immunophenotyping for hematologic neoplasms. Blood, 15 April 2008, Vol. 111, No. 8, pp. 3941−3967.

61. Dagklis A, Fazi C, Sala C, et al. The immunoglobulin gene repertoire of low-count CLL-like MBL is different from CLL: diagnostic implications for clinical monitoring. Blood. 2009; 114:26−32.

62. Damle R.N., Wasil Т., Fais F. et al. Ig V gene mutation status and CD38 expression as novel prognostic indicators in chronic lymphocyte leukemia // Blood. 1999. Vol. 94. P.1840.

63. Deaglio S., Capobianco A., Bergui L., et al. CD38 is a signaling molecule in B-cell chronic lymphocytic leukemia cells. Blood, 15 September 2003, Vol. 102, No. 6, pp. 2146−2155.

64. Deaglio S., Zubiaur M., Gregorini A., et al. Human CD38 and CD16 are functionally dependent and physically associated in natural killer cells. Blood, 1 April 2002, Vol. 99, No. 7, pp. 2490−2498.

65. Dean P.N., Melamed M.R., Lindmo Т., Mendelsohn M.L., «Data Processing in Flow Cytometry», 2nd Edition, 1990, p. 415−434.

66. Deborah A. Thomas, Susan O’Brien, Jeffrey L. Jorgensen, et. al. Prognostic significance of CD20 expression in adults with de novo precursor В-lineage acute lymphoblastic leukemia. Blood, 18 June 2009, Vol. 113, No. 25, pp. 6330−6337.

67. Delgado J, Matutes E, Morilla AM et al. Diagnostic significance of CD20 and FMC7 expression in B-cell disorders. Am J Clin Pathol. 2003;120(5):754−759.

68. Demers S., Kim J., Legendre L. Analyzing Multivariate Flow Cytometric Data in Blood Sciences. Cytometry, 1992, 13, 291−298.

69. Dergunova N.N., Bulycheva T.I., Pegova A.N. et al. // Immunology Letters.2002. Vol. 83-P. 67−72.

70. Diehl-L.F., Ketchum L.H. (1998) Autoimmune disease and chronic limpho-cytic leukemia: autoimmune hemolytic anemia, red cell aplasia, and autoimmune thrombocytopenia. Sem.Oncol.98−25(l):80−97.

71. Eisert W.G. «Cytometry». 1981, 1, p. 254−256.

72. Fitzgerald. J. E., Ricalton N.S., Meyer A.C. et al. Analysis of clonal CD8/T-cell expansions in normal individuals and patients with rheumatoid arthritis. J. Immunol. 1994 Vol. 154 — P.609−618.

73. Forconi F., Sahota S.S., Raspadori D., Ippoliti M., G. Babbage G., Lauria F., Stevenson F.K. Hairy cell leukemia: at the crossroad of somatic mutation and isotype switch. Blood 2004;104:3312−3317.

74. Franco V., Florena AM, and Iannitto E. Splenic marginal zone lymphoma. Blood, 1 April 2003, Vol. 101, No. 7, pp. 2464−2472.

75. Frater JL, Kay NE, Goolsby CL, Crawford SE, Dewald GW, Peterson LC. Dysregulated angiogenesis in B-chronic lymphocytic leukemia: Morphologic, immunohistochemical, and flow cytometric evidence. Diagn Pathol. 2008 Apr 18−3:16.

76. Fujiwara T, Ishizawa K, Kohata K, Yamamoto J, Yamada MF, Kameoka J, Ichinohasama R, Harigae H. Aggressive B-cell lymphoma with dual surface immunoglobulin light-chain expression. Intern Med. 2007;46(17):1458−61. .

77. Fukushima P.I., Nguyen P.K., O’Grady P., Stetler-Stevenson M. Flow cytometric analysis of kappa and lambda light chain expression in evaluation of specimens for B-cell neoplasia // Cytometry. 1996. Vol. 26. P. 243.

78. Fulwyler M.Y.. «Flow cytometry and Sorting», 1979, Wikey, N.Y., p. 137 143.

79. Garcia DP, Rooney MT, Ahmad E, Davis BH. Diagnostic usefulness of CD23 and FMC-7 antigen expression patterns in B-cell lymphoma classification. Am J Clin Pathol. 2001;115(2):258−265.

80. Greiner Т.С., Raffeld М., Lutz С. et al. Analysis of T-cell receptor-gamma gene rearragements by denaturing gradient gel electrophoresis of GCclamped polymerase chain reaction products. 1995;Vol.l46-P.46−55.

81. Grogan W.M., Collins J.M., «Flow Cytometry Methods», N.Y., 1993, p. 6771.

82. Hanson CA, Kurtin PJ, Katzmann JA et al. Immunophenotypic analysis of peripheral blood and bone marrow in the staging of B-cell malignant lymphoma. Blood. 1999;94(ll):3889−3896.

83. HiroakiNiiro & Edward A. Clark Regulation of B-Cell fate by antigen-reseptor signals. Nature Reviews Immunology 2, 945−956 (2002);

84. Hoffmann, R., T. Seidl, L. Bruno, M. Dugas. 2003. Developmental markers of В cells are superior to those of T cells for identification of stages with distinct gene expression profiles. J. Leukocyte Biol. 74: 602−610.

85. Hoffmann, R., T. Seidl, M. Neeb, A. Rolink, F. Melchers. 2002. Changes in gene expression profiles in developing В cells of murine bone marrow. Genome Res. 12: 98−111.

86. Hulttin L.E., Hausner M A, Hultin PM.(1993)CD20 (pan-B cell) antigen is expressed at a low level on a subpopulation of human T Lymphocytes. Cytometry. 1993: 14: 196−204.

87. Hut Y.O., Keating M.J., et al. Higher levels of surface CD20 expression on circulating lymphocytes compared with bone marrow and lymph nodes in B-CLL. Am j Clin Pathol 2001;116: 437−443.

88. Ibrahim S., Keating M., Kim-Anh Do. Et. A1. CD38 expression as an important prognostic factor in B-cell chronic lymphocytic leukemia. Blood, 1 July 2001, Vol. 98, No. 1, pp. 181−186.

89. Iyer S.B., Bishop J.E., Abrams B, Maino V.C., Ward A.J., Christian T, Davis K.A.: QuantiBRITE®: A new standard for fluorescence quantitation. Becton Dickinson Immunocytometry Systems, San Jose, CA, 1997.

90. Jaffe E.S., Harris N.L., Stein H., eds. WHO Classification of Tumours. Pathology and genetics of tumours of haematopoietic and lymphoid tissues. -Lyon IARS Press, 2008.-439p.

91. Jett J.N. «Cytometry», 1988, 9, p. 26−30.

92. Johnson SE, Shah N, Panoskaltsis-Mortari A, LeBien TW. Murine and human IL-7 activate STAT5 and induce proliferation of normal human pro-B cells. J Immunol. 2005; 175: 7325−7331.

93. Jung D., C. Giallourakis, R. Mostoslavsky, F. W. Alt. 2006. Mechanism and control of V (D)J recombination at the immunoglobulin heavy chain locus. Annu. Rev. Immunol. 24: 541−5701.i.

94. Keating M.J., Chiorazzi N., Messmer В., et al. Biology and Treatment of Chronic Lymphocytic Leukemia. Hematology 2003.

95. Kost C.B., Holden J.T., Mann K.P. Marginal zone B-cell lymphoma: retrospective immunophenotypic analysis. Cytometry Part В (Clinical Cytometry) 74B: 282−286 (2008).

96. Kuppers R., Ph.D., Ulf Klein, Ph.D., Martin-Leo Hansmann, M.D., and Klaus Rajewsky, M.D. Cellular origin of human B-cell lymphomas. Nature Reviews Cancer 5, 251−262 (April 2005).

97. Lee, Po-ShingBeneck,, Wojciech., Coexpression of CD43 by Benign В Cells in the Terminal Ileum Applied Immunohistochemistry & Molecular Morphology 2005,13(2): 13 8−141.

98. Lenkei R, Andersson B: Determination of the antibody binding capacity of lymphocyte membrane antigens by flow cytometry in 58 blood donors. J Immunol Methods 183:267−277, 1995.

99. Lenkei R, Gratama JW, Rothe G, Schmitz G, D’hautcourt JL, ArekransA, Mandy F, Marti G: Performance of calibration standards for antigen quantitation with flow cytometry. Clinical Cytometry 2007 Vol 72B,№ б, P450 -457.

100. Loken M, Brosnan J, Bach B, Ault KJ. (1990) Establishing optimal lymphocyte gates for immunophenotyping by flow cytometry. Cytometry. 90−11:453−459.

101. Lynch E.F., Jones P.A., Sverdlov S.H. CD43 and CD5 definefour mormal and neoplastic B-cell subsets: A three-color flow cytometric study. Cytometry 22:223−231(1995).

102. Maljaei SH, Asvadi-E-Kermani I, Eivazi-E-Ziaei J, Nikanfar A, Vaez J. Usefulness of CD45 density in the diagnosis of B-cell chronic lymphoprolif-erative disorders. Indian J Med Sci. 2005 May-59(5): 187−94.

103. Manshouri Т., Kim-anh Do, Xuemei Wang, et al. Circulating CD20 is detectable in the plasma of patients with chronic lymphocytic leukemia and is of prognostic significance. Blood, 1 April 2003, Vol. 101, No. 7, pp. 25 072 513.

104. Marzec M., Kasprzycka M., Lai R., et al. Mantle cell lymphoma cells express predominantly cyclin Dla isoform and are highly sensitive to selective inhibition of CDK4 kinase activity. Blood, 1 September 2006, Vol. 108, No. 5, pp. 1744−1750.

105. Mason DY, Stern H, Gerbes J, et al. Monoclonal Anti-CD22 (pi35) antibodies for the detection of normal and neoplastic В lymphoid cells. Blood. 1987:1 69:836i.