Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Математическое моделирование процесса фототрансдукции в палочках сетчатки

Диссертация: Математическое моделирование процесса фототрансдукции в палочках сетчатки
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Зрительный пигмент родопсин является классическим белком-рецептором, типичным представителем большого семейства G-белок-связывающих рецепторов. Его принципиальным отличием является то, что вместо сигнальной молекулы (гормон, нейромедиатор, одорант) в этом случае выступает квант света. Если химическое вещество как сигнал взаимодействует с рецепторным сайтом белка-рецептора, локализованным… Читать ещё >

Математическое моделирование процесса фототрансдукции в палочках сетчатки (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. Введение
  • 2. Литературный обзор
    • 2. 1. Молекулярные механизмы фоторецепции
    • 2. 2. Описание кинетики фототрансдукции в рамках математического моделирования
  • 3. Постановка задачи
  • 4. Моделирование процесса фототрансдукции темноадаптированной палочки при предъявлении одиночных вспышек
    • 4. 1. Фаза активации фотоответа
    • 4. 2. Фаза восстановления фототоответа
    • 4. 3. Система уравнений, описывающих процесс фототрансдукции
  • 5. Определение критических этапов кинетики процесса фототрансдукции
    • 5. 1. Влияние отдельных стадий на кинетику фазы активации фотоответа
    • 5. 2. Активация родопсина
    • 5. 3. Взаимодействие родопсина с трансдуцином
    • 5. 4. Взаимодействие трансдуцина с фосфодиэстеразой и гидролиз цГМФ
    • 5. 5. Регуляция активности цГМФ чувствительных каналов
    • 5. 6. Результаты
  • 6. Построение модели при использовании констант, полученных альтернативными методами
  • 7. Моделирование адаптационных процессов
    • 7. 1. Деактивация родопсина
    • 7. 2. Регуляция активности гуанилатциклазы
    • 7. 3. Результаты
    • 7. 4. Роль отдельных механизмов в обеспечении адаптационных процессов

Изучение механизмов сенсорной рецепции обнаружило сходный характер процессов протекающих при преобразовании сигналов различной модальности. Оказалось, что механизмы трансдукции (усиления и десенситизации сигнала) в процессах сенсорной, гормональной и синаптической рецепции, за исключением, может быть, механорецепции, в принципе, близки.

Во всех этих случаях принимают участие белок-рецептор (белок из семейства G-белков), передающий сигнал на фермент-мишень, белки, осуществляющие десенситизацию (киназы, фосфорилирующие белок-рецептор) и белки из семейства арестинов.

Зрительный пигмент родопсин является классическим белком-рецептором, типичным представителем большого семейства G-белок-связывающих рецепторов. Его принципиальным отличием является то, что вместо сигнальной молекулы (гормон, нейромедиатор, одорант) в этом случае выступает квант света. Если химическое вещество как сигнал взаимодействует с рецепторным сайтом белка-рецептора, локализованным на N-концевой части полипептидной цепи или петель, экспонированных во внеклеточное пространство, то свет поглощается хромофорной группой, находящейся в гидрофобном ядре молекулы родопсина. Иными словами, информационный сигнал в родопсине передается изнутри наружу, а именно на С-концевую часть молекулы и гидрофильные петли на цитоплазматической стороне мембраны, а во всех остальных случаях — с N-концевого фрагмента и петель на С-концевой, внутриклеточный участок полипептидной цепи. Следует подчеркнуть, что в случае родопсина N-концевой фрагмент в палочке экспонирован во внутридисковое пространство и не несёт никакой функциональной нагрузки с точки зрения внутримолекулярной передачи сенсорного сигнала. С другой стороны, С-концевой фрагмент и петли на цитоплазматической поверхности мембраны во всех случаях, включая фоторецепцию, являются ключевыми для взаимодействия белка-рецептора с G-белками, киназами и арестинами. Естественно предположить, что молекулярные механизмы такого взаимодействия близки. Только в случае фоторецепции эти молекулярные механизмы описаны достаточно подробно. Действительно, родопсин явился первым типичным интегральным мембранным белком, первичная, вторичная и третичная структура которого была установлена. Его топография в фоторецепторной мембране (семь трансмембранных столбов) явилась прототипом всех известных в настоящее время G-белок-связывающих рецепторов. Арестин также впервые был обнаружен в зрительной клетке, и его роль в десенситизации белка-рецептора была установлена. До недавнего времени считалось, что он является уникальным фоторецепторным белком. Выяснилось, однако, что он лишь представитель семейства подобных белков.

Становится очевидным, что успехи в понимании молекулярных механизмов взаимодействия ключевых белков фототрансдукцииродопсина, G-белка, родопсиновой киназы и арестина — открывают реальную возможность для подобного рода исследований в отношении молекулярных механизмов трансдукции других модальностей.

При описании сложных биохимических систем, начиная с некоторого момента описание лишь отдельных этапов перестает быть информативным для понимания общей картины. Учитывая то, что в последние годы накопилось большое количество новых данных относительно детальных молекулярных механизмов, обеспечивающих процесс фототрансдукции, представляется весьма актуальным их обобщение в рамках кинетической математической модели. С одной стороны это может позволить получить более глубокое понимание системы взаимосвязей в процессе сигнальной трансдукции. С другой стороны математическая модель позволяет свести воедино экспериментальные данные, полученные различными методами и проверить их на противоречивость друг другу.

Целью представленной работы было: во-первых, обобщить современные представления о молекулярных механизмах фототрансдукции в рамках математической кинетической модели. Во-вторых, проверить на противоречивость друг другу ряд экспериментальных данных, полученных различными методами.

2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

9. ВЫВОДЫ.

1. Построенная с учетом последних экспериментальных данных математическая модель, позволила адекватно описать кинетику фотоответов темновой адаптированной палочки при предъявлении одиночных вспышек.

2. Проведенный анализ модели позволил выявить отдельные этапы, имеющие определяющее значение для кинетики всего процесса фототрансдукции.

3. Проведенный учет в математической модели экспериментальных кинетических параметров, полученных альтернативными методами, показал, что результаты биохимических оценок, несмотря на сильное расхождение со значениями, полученными методом светорассеяния, не требуют пересмотра самой схемы каскада фототрансдукции.

4. Учет в математической модели современных представлений о молекулярных механизмах кальциевой регуляции фототрансдукции позволил получить адекватное описание не только одиночных фотоответов, но и адаптационных процессов, протекающих при включении фонового освещения.

5. Анализ построенной модели обнаружил, что определяющую роль в обеспечении адаптационных процессов в палочке сетчатки играет регулируемый кальцием процесс выключения активности родопсина.

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю доктору биологических наук Г. Р. Каламкарову за предложенную тему и руководство работой, а также кандидату биологических наук Т. Ф. Шевченко за ценные замечания и помощь в подготовке публикаций .

8.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В представленной работе было произведено обобщение известных на сегодняшний день экспериментальных данных о механизмах фототрансдукции в рамках математической кинетической модели.

В последние годы были уточнены детальные механизмы процесса фототрансдукции. Так, были обнаружены конкретные белки, осуществляющие кальциевую регуляцию в палочках сетчатки (рековерин, GCАР-белки). Их учет в математичской модели позволил получить адекватное описание кинетики одиночных фотоответов темноадаптированной палочки сетчатки в широком интервале интенсивностей засветок.

Проведенный анализ построенной модели позволил выделить критические реакции, скорость протекания которых определяет кинетическое поведение системы в целом. Так для фазы активации фотоответа определяющими оказались реакции: МП-Т + ГТФ—и-^Мп-Т-ГТФ Т • ГТФ —Та • ГТФ + тРу Та • ГТФ + ФДЭ —Та ¦ ГТФ ¦ ФДЭ Та • ГТФ • ФДЭ + цГМФ —^^ Та • ГТФ • ФДЭ + ГМФ.

Кинетика фазы восстановления фотоответа определяется в основном временем выключения родопсина.

В представленной работе также был рассмотрен вопрос о достаточности известных на сегодня механизмов фототрансдукции для описания не только одиночных фотоответоов, но и обеспечения адаптационных процессов. Проведенное рассмотрение позволило дать положительный ответ на данный вопрос. Изучение вклада отдельных процессов в обеспечение световой адаптации позволило считать, что определяющим процессом здесь является кальций зависимая инактивация родопсина.

Кроме того, в представленной модели был рассмотрен вопрос о противоречивых оценках скорости активации трансдуцина родопсином, полученных различными методами. Проведенный анализ показал, что, несмотря на сильное отличие новых оценок от предыдущих, их учет в общей кинетической модели позволяет также получить адекватное описание наблюдаемых экспериментально фотоответов. Таким образом, каким бы ни оказалось реальное значение скорости активации трансдуцина, это не потребует пересмотра сложившихся представлений о молекулярных процессах, обеспечивающих процесс фототрансдукции.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Н.Г. и Артамонов И.Д. Биоорганическая химия зрительного процесса. //Биол. мембраны. 1984,1, 775−793.
  2. Г. Р. и Островский М.А. Молекулярные механизмы зрительной рецепции. // Москва: Наука. 2002.
  3. A.M., Аршавский В. Ю., Шестакова И. К. и Филаппов П.П. Влияние фосфорилирования родопсина на светозависимую активацию фосфодиэстеразы циклических нуклеотидов из наружных сегментов палочек сетчатки быка.// Биологич. мембраны. 1984, 10, 1051−1056.
  4. Д.Г. Обмен кальция и кальциевая обратная связь в палочках сетчатки амфибий.// Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. 2004
  5. П.П., Аршавский В. Ю., Дижур A.M. (1987). Биохимия зрительной рецепции.// Итоги науки и техники. ВИНИТИ, т.26.
  6. Langlois G, Chen СК, Palczewski К, Hurley JB, Vuong TM. Responses of the phototransduction cascade to dim light. // Proc Natl Acad Sci USA. 1996 May 14−93(10):4677−82
  7. Ames J.B., Porumb Т., Tanaka Т., Ikura M. and Stryer L. Amino-terminal myristoylation induces cooprerative binding to recoverin.// J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 4526−4533.
  8. Arshavsky VY, Dizhoor AM, Shestakova IK, Philippov P. The effect of rhodopsin phosphorylation on the light-dependent activation of phosphodiesterase from bovine rod outer segments.// FEBS Lett. 1985 Feb 25−181(2):264−6.
  9. Arshavsky VY. Rhodopsin phosphorylation: from terminating single photon responses to photoreceptor dark adaptation.// Trends Neurosci. 2002 Mar-25(3):124−6.
  10. Artemyev NO, Surendran R, Lee JC, Hamm HE. Subunit structure of rod cGMP-phosphodiesterase.// J Biol Chem. 1996 Oct 11−271(41):25 382~8.
  11. Baehr W, Morita EA, Swanson RJ, Applebury ML. Characterization of bovine rod outer segment G-protein.// J Biol Chem. 1982 Jun 10−257(ll):6452−60.
  12. Baehr, W., Delvin, M.J. and Applebury, M.L. Isolation and characterization of cGMP phosphodiesterase from bovine ROS.// J. Biol. Chem. 1979, 254,11 669−11 677.
  13. Baumann Ch. The equilibrium between metarhodopsin I and metarhodopsin II in the isolated frog retina.// J. Physiol. 1978. V. 279. P. 71−80.
  14. Baylor DA, Hodgkin AL, Lamb TD. Reconstruction of the electrical responses of turtle cones to flashes and steps of light.// J Physiol. 1974a Nov-242(3):759−91.
  15. Baylor DA, Hodgkin AL, Lamb TD. The electrical response of turtle cones to flashes and steps of light.// J Physiol. 1974b Nov-242(3):685−727.
  16. Baylor DA, Hodgkin AL. Changes in time scale and sensitivity in turtle photoreceptors.// J Physiol. 1974 Nov-242(3):729−58.
  17. Bennett N, Dupont Y. The G-protein of retinal rod outer segments (transducin). Mechanism of interaction with rhodopsin and nucleotides. // J Biol Chem. 1985 Apr 10−260(7):4156−68.
  18. Bennett N, Sitaramayya A. Inactivation of photoexcited rhodopsin in retinal rods: the roles of rhodopsin kinase and 48-kDa protein (arrestin). // Biochemistry. 1988 Mar 8−27(5):1710−5.
  19. Berger AL, Cerione RA, Erickson JW. Real time conformational changes in the retinal phosphodiesterase gamma subunit monitored by resonance energy transfer. // J Biol Chem. 1997 Jan 31 -272(5):2714−21.
  20. Blazynski C, Cohen Al. Rapid declines in cyclic GMP of rod outer segments of intact frog photoreceptors after illumination. // J Biol Chem. 1986 Oct 25−261(30): 14 142−7.
  21. Bruckert F., Catty P., Deterre P., Pfister C. Activation of phosphodiesterase by transducin in bovine rod outer segments: characteristics of the successive binding of two transducins.// Biochemistry. 1994. V. 33. P. 12 625−12 634.
  22. Buczylko J, Gutmann C, Palczewski K. Regulation of rhodopsin kinase by autophosphorylation. // Proc Natl Acad Sci U S A. 1991 Mar 15−88(6):2568−72.
  23. Burns M.E. and Baylor D.A. Activation, deactivation, and adaptation in vertebrate photoreceptor cells.// Annu. Rev. Neurosci. 2001. V. 24. P. 779 805.
  24. Calvert P. D, Govardovskii V. I, Arshavsky V. Y, Makino C.L. Two temporal phases of light adaptation in retinal rods.// J. Gen. Physiol. 2002. V. 119. № 2. P. 129−145.
  25. Calvert P. D, Ho T. W, LeFebvre Y.M. and Arshavsky V.Y. Onset of feedback reactions underlying vertebrate rod photoreceptor light adaptation.// J. Gen. Physiol. 1998. V. 111. P. 39−51.
  26. Catty P, Pfister C, Bruckert F. and Deterre P. The cGMP Phosphodiesterase-Transducin Complex of Retinal Rods. Membrane binding and subunits interactions.// J Biol Chem, 1992 267−271(25): 19 489−93.
  27. Cervetto L, Lagnado L, Perry RJ, Robinson DW, McNaughton PA. Extrusion of calcium from rod outer segments is driven by both sodium and potassium gradients. //Nature. 1989 Feb 23−337(6209):740−3.
  28. Chabre M. Trigger and amplification mechanisms in visual phototransduction. // Annu Rev Biophys Biophys Chem. 1985−14:331−60.
  29. Chen CK, Inglese J, Lefkowitz RJ, Hurley JB. Ca (2+)-dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase. // J Biol Chem. 1995 Jul 28−270(30): 18 060−6.
  30. Cobbs WH, Pugh EN Jr. Kinetics and components of the flash photocurrent of isolated retinal rods of the larval salamander, Ambystoma tigrinum. // J Physiol. 1987 Dec-394:529−72.
  31. Cuenca N, Lopez S, Howes K, Kolb H. The localization of guanylyl cyclase-activating proteins in the mammalian retina. // Invest Ophthalmol Vis Sci. 1998 Jun-39(7):1243−50.
  32. Dawis SM, Graeff RM, Heyman RA, Walseth TF, Goldberg ND. Regulation of cyclic GMP metabolism in toad photoreceptors. Definition of the metabolic events subserving photoexcited and attenuated states. // J Biol Chem. 1988 Jun 25−263(18):8771−85.
  33. Detwiler PB, Gray-Keller MP. Measurement of light-evoked changes in cytoplasmic calcium in functionally intact isolated rod outer segments. // Methods Enzymol. 2000−316:133−46.
  34. Dizhoor A.M., Boikov S.G., Olshevskaya E.V. Constitutive activation of photoreceptor guanylate cyclase by Y99C mutant of GCAP-1. Possible role in causing human autosomal dominant cone degeneration.// J Biol. Chem. 1998.V. 273 P. 17 311−17 314.
  35. Dizhoor A.M., Hurley J.B. Regulation of photoreceptor membrane guanylyl cyclases by guanylyl cyclase activator proteins.// Methods. 1999. V. 19. P. 521−531.
  36. Dizhoor AM, Hurley JB. Inactivation of EF-hands makes GCAP-2 (p24) a constitutive activator of photoreceptor guanylyl cyclase by preventing a
  37. Ca2+~induced «activator-to-inhibitor» transition. // J Biol Chem. 1996 Aug 9−271(32):19 346~50.
  38. Dizhoor AM, Lowe DG, Olshevskaya EV, Laura RP, Hurley JB. The human photoreceptor membrane guanylyl cyclase, RetGC, is present in outer segments and is regulated by calcium and a soluble activator. // Neuron. 1994 Jun-12(6):1345−52.
  39. Dratz, E.A. and Hargrave, P.A. The structure of rhodopsin and the rod outer segment disk membrane. // Trends Biochem. Sci. 1983, 8,128−131.
  40. Erickson MA, Lagnado L, Zozulya S, Neubert TA, Stryer L, Baylor DA. The effect of recombinant recoverin on the photoresponse of truncated rod photoreceptors. // Proc Natl Acad Sci USA. 1998 May 26−95(11):6474−9.
  41. Ernst OP, Bieri C, Vogel H, Hofmann KP. Intrinsic biophysical monitors of transducin activation: fluorescence, UV-visible spectroscopy, light scattering, and evanescent field techniques. // Methods Enzymol. 2000−315:471−89.
  42. Fain G. L, Matthews H. R, Cornwall M. C, Koutalos Y. Adaptation in vertebrate photoreceptors.//Physiol. Rev. 2001. V. 81. P. 117−151.
  43. Fain GL, Matthews HR. Calcium and the mechanism of light adaptation in vertebrate photoreceptors. // Trends Neurosci. 1990 Sep-13(9):378−84.
  44. Fain GL. Sensitivity of toad rods: Dependence on wave-length and background illumination. //J Physiol. 1976 Sep-261(l):71−101.
  45. Fesenko E.E., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A.L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment.//Nature. 1985. V. 313. № 6000. P. 310−313.
  46. Flaherty K.M., Zozulya S., Stryer L., McKay D.B. Three-dimensional structure of recoverin, a calcium sensor in vision.// Cell. 1993 V. 75. № 4. P. 709−716.
  47. Frins S, Bonigk W, Muller F, Kellner R, Koch KW. Functional characterization of a guanylyl cyclase-activating protein from vertebrate rods. Cloning, heterologous expression, and localization. // J Biol Chem. 1996 Apr 5−271(14):8022−7.
  48. Gorczyca W.A., Gray-Keller M.P., Detwiler P.B., Palczewski K. Purification and physiological evaluation of a guanylate cyclase activating protein from retinal rods.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V.91. P.4014−4018.
  49. Gorczyca WA, Polans AS, Surgucheva IG, Subbaraya I, Baehr W, Palczewski K. Guanylyl cyclase activating protein. A calcium-sensitive regulator of phototransduction. // J Biol Chem. 1995 Sep 15−270(37):22 029−36.
  50. Gorodovikova EN, Gimelbrant AA, Senin II, Philippov PP. Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells.//FEBS Lett. 1994a Aug 1 -349(2): 187−90.
  51. Gorodovikova EN, Philippov PP. The presence of a calcium-sensitive p26-containing complex in bovine retina rod cells. // FEBS Lett. 1993 Dec 6−335(2):277−9.
  52. Gorodovikova EN, Senin II, Philippov PP. Calcium-sensitive control of rhodopsin phosphorylation in the reconstituted system consisting of photoreceptor membranes, rhodopsin kinase and recoverin. // FEBS Lett. 1994b Oct 17−353(2): 171−2.
  53. Gray-Keller M.P. and Detwiler P.B. The calcium feedback signal in the phototransduction cascade of vertebrate rods.// Neuron. 1994. V.13. P. 849−861.
  54. Gurevich VV, Benovic JL. Cell-free expression of visual arrestin. Truncation mutagenesis identifies multiple domains involved in rhodopsin interaction. // J Biol Chem. 1992 Oct 25−267(30):21 919−23.
  55. Hamer RD. Computational analysis of vertebrate phototransduction: combined quantitative and qualitative modeling of dark- and light-adapted responses in amphibian rods. // Vis Neurosci. 2000 Sep-Oct-17(5):679−99.
  56. Hargrave PA, McDowell JH. Rhodopsin and phototransduction: a model system for G protein-linked receptors.// FASEB J. 1992 Mar-6(6):2323−31.
  57. Harley, J.B. and Stryer, L. Purification and characterization of the gamma regulatory subunit of the cGMP phosphodiesterase from retinal rod outer segments. // J. Biol. Chem. 1982, 257,11 094−11 099.
  58. Harley, J.B. Signal transduction enzymes of vertebrate photoreceptors. // J. Bioenerg. andBiomemb. 1992, 24, 219−226.
  59. Неск М, Hofmann КР. G-protein-effector coupling: a real-time light-scattering assay for transducin-phosphodiesterase interaction. // Biochemistry. 1993 Aug 17−32(32):8220−7.
  60. Heck M, Pulvermuller A, Hofmann KP. Light scattering methods to monitor interactions between rhodopsin-containing membranes and soluble proteins. // Methods Enzymol. 2000−315:329−47.
  61. Kawamura S, Hisatomi 0, Kayada S, Tokunaga F, Kuo CH. Recoverin has S-modulin activity in frog rods. // J Biol Chem. 1993 Jul 15−268(20): 14 579−82.
  62. Kawamura S. Rhodopsin phosphorylation as a mechanism of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin. // Nature. 1993 Apr 29−362(6423):855−7.
  63. Kelleher DJ, Johnson GL. Characterization of rhodopsin kinase purified from bovine rod outer segments. I I J Biol Chem. 1990 Feb 15−265(5):2632−9.
  64. Kisselev OG, Meyer CK, Heck M, Ernst OP, Hofmann KP. Signal transfer from rhodopsin to the G-protein: evidence for a two-site sequential fit mechanism. // Proc Natl Acad Sci USA. 1999 Apr 27−96(9):4898−903.
  65. Klenchin V.A., Calvert P.D. and Bownds M.D. Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction.//J. Biol. Chem. 1995. V.270. P. 16 147−16 152.
  66. Koch KW, Stryer L. Highly cooperative feedback control of retinal rod guanylate cyclase by calcium ions. // Nature. 1988 Jul 7−334(6177):64−6.
  67. Koch KW. Calcium as modulator of phototransduction in vertebrate photoreceptor cells. // Rev Physiol Biochem Pharmacol. 1994−125:149−92.
  68. Koch KW. Purification and identification of photoreceptor guanylate cyclase. // J Biol Chem. 1991 May 5−266(13):8634−7.
  69. Wilden U And Kuhn H. Light-dependent phosphorylation of rhodopsin: number of phosphorylation sites.//Biochemistry 1982 21: 3014−3022.
  70. Kuhn H, Wilden U. Deactivation of photoactivated rhodopsin by rhodopsin-kinase and arrestin. // J Recept Res. 1987−7(l-4):283~98.
  71. Kuhn H. Light- and GTP-regulated interaction of GTPase and other proteins with bovine photoreceptor membranes. // Nature. 1980 Feb 7−283(5747):587−9.
  72. Kuhn H, Bennet N. Michel-Villaz M., Chabre M. Interactions between photoexcited rhodopsin and GTP-binding protein: kinetic and stoichiometric analyses from light-scattering changes // Proc. Nat.Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. P. 6873−6877.
  73. Laitko U, Hofmann KP. A model for the recovery kinetics of rod phototransduction, based on the enzymatic deactivation of rhodopsin. // Biophys J. 1998 Feb-74(2 Pt 1):803−15.
  74. Lamb T.D. and Pugh Jr E.N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors// J. Physiol. 1992. V. 449. P. 719−758.
  75. Leskov IB, Klenchin VA, Handy JW, Whitlock GG, Govardovskii VI, Bownds MD, Lamb TD, Pugh EN Jr, Arshavsky VY. The gain of rod phototransduction: reconciliation of biochemical and electrophysiological measurements. //Neuron. 2000 Sep-27(3):525−37.
  76. Liebman P.A., Parker K.R. and Dratz E.A. The molecular mechanism of visual excitation and its relation to the structure and composition of the rod outer segment.//Ann. Rev. Physiol. 1987. V. 49. P. 765−791.
  77. Lipkin VM, Dumler IL, Muradov KG, Artemyev NO, Etingof RN. Active sites of the cyclic GMP phosphodiesterase gamma-subunit of retinal rod outer segments. //FEBS Lett. 1988 Jul 18−234(2):287−90.
  78. Lyubarsky A., Nikonov S., Pugh E.N. Jr. The kinetics of inactivation of the rod phototransduction cascade with constant Ca2+i// J. Gen. Physiol. 1996. V.107. № 1. P. 19−34.
  79. Matthews H.R. Actions of Ca2+ on an early stage in phototransduction revealed by the dynamic fall in Ca2+ concentration during the bright flash response.//J. Gen. Physiol. 1997. V. 109. P. 141−146.
  80. Matthews HR, Murphy RL, Fain GL, Lamb TD. Photoreceptor light adaptation is mediated by cytoplasmic calcium concentration. // Nature. 1988 Jul 7−334(6177):67−9.
  81. Matthews HR. Effects of lowered cytoplasmic calcium concentration and light on the responses of salamander rod photoreceptors. // J Physiol. 1995 Apr 15−484 (Pt 2):267−86.
  82. McNaughton PA. Light response of vertebrate photoreceptors. // Physiol Rev. 1990 Jul-70(3):847−83,
  83. Mendez A, Burns ME, Sokal I, Dizhoor AM, Baehr W, Palczewski K, Baylor DA, Chen J. Role of guanylate cyclase-activating proteins (GCAPs) in setting the flash sensitivity of rod photoreceptors. // Proc Natl Acad Sci USA. 2001 Aug 14−98(17):9948−53.
  84. Mullen, E. and Akhtar, M. Topographic and active site studies on bovine rhodopsin. // FEBS Lett. 1982,132, 261−264.
  85. Nakatani K, Yau KW. Calcium and light adaptation in retinal rods and cones. //Nature. 1988 Jul7−334(6177):69−71.
  86. Nikonov S, Engheta N, and Pugh Jr E.N. Kinetics of recovery of the dark-adapted salamander rod photoresponse.// J.Gen.Physiol. 1998. V. 111. P. 7−37.
  87. Palczewski K, Buczylko J, Kaplan MW, Polans AS, Crabb JW. Mechanism of rhodopsin kinase activation. // J Biol Chem. 1991 Jul 15−266(20): 12 949−55.
  88. Palczewski K, Buczylko J, Lebioda L, Crabb JW, Polans AS. Identification of the N-terminal region in rhodopsin kinase involved in its interaction with rhodopsin. // J Biol Chem. 1993 Mar 15−268(8):6004−13.
  89. Palczewski К, Buczylko J, Van Hooser P, Carr SA, Huddleston MJ, Crabb JW. Identification of the autophosphorylation sites in rhodopsin kinase. // J Biol Chem. 1992 Sep 15−267(26):18 991−8.
  90. Pepe IM. Rhodopsin and phototransduction. // J Photochem Photobiol B. 1999 Jan-48(l):l-10.
  91. Pepperberg D. R, Cornwall M. C, Kahlert M, Hofmann K. P, Jin J, Jones G. J, Ripps H. Light-dependent delay in the falling phase of the retinal rod photoresponse.// Vis. Neurosci. 1992. V. 8. P. 9−18.
  92. Pfister C, Chabre M, Plouet J, Tuyen VV, De Kozak Y, Faure JP, Kuhn H. Retinal S antigen identified as the 48K protein regulating light-dependent phosphodiesterase in rods. // Science. 1985 May 17−228(4701):891−3.
  93. Philippov PP. Phototransduction and calcium. // Membr Cell Biol. 2000−13(2):195−206.
  94. Pugh E, Altaian J. Phototransduction. A role for calcium in adaptation. //Nature. 1988 Jul7−334(6177):16−7.
  95. Pugh EN Jr. Cobbs WH. Visual transduction in vertebrate rods and cones: a tale of two transmitters, calcium and cyclic GMP. // Vision Res. 1986−26(10):1613−43.
  96. Pugh EN Jr. Variability in single photon responses: a cut in the Gordian knot of rod phototransduction? // Neuron. 1999 Jun-23(2):205−8.
  97. Pugh Jr. E.N. and Lamb T.D. Amplification and kinetics of the activation steps in phototransduction//BBA. 1993. V. 1141. P. 111−149.
  98. Pugh Jr. E.N. and Lamb T.D. Cyclic GMP and calcium: the internal messengers of excitation and adaptation in vertebrate photoreceptors// Vision Res. 1990. V. 30. P. 1923−1948.
  99. Pugh Jr. E.N., Nikonov S. and Lamb T.D. Molecular mechanisms of vertebrate photoreceptor light adaptation// Curr. Opin. Neurobiol. 1999. V. 9. P. 410−418.
  100. Pulvermuller A, Palczewski K, Hofmann KP. Interaction between photoactivated rhodopsin and its kinase: stability and kinetics of complex formation. //Biochemistry. 1993 Dec28−32(51):14 082−8.
  101. Ratto GM, Payne R, Owen WG, Tsien RY. The concentration of cytosolic free calcium in vertebrate rod outer segments measured with fura-2. //JNeurosci. 1988 Sep-8(9):3240−6.
  102. Rayer B, Naynert M, Stieve H. Phototransduction: different mechanisms in vertebrates and invertebrates. // J Photochem Photobiol B. 1990 Nov-7(2−4):107−48.
  103. Rieke F., Baylor D.A. Origin of reproducibility in the responses of retinal rods to single photons// Biophys. J. 1998. V. 75. P. 1836−1857.
  104. Schleicher A, Hofmann KP. Kinetic study on the equilibrium between membrane-bound and free photoreceptor G-protein. // J Membr Biol. 1987−95(3):271−81.
  105. Schleicher A., Kuhn H. and Hofmann K. P. Kinetics, binding constant, and activation energy of the 48-kDa protein-rhodopsin complex by extra-metarhodopsin II.// Biochemistry. 1989. V. 28. P. 1770 -1775.
  106. Schnetkamp PP, Szerencsei RT, Basu DK. Unidirectional Na+, Ca2+, and K+ fluxes through the bovine rod outer segment Na-Ca-K exchanger. //J Biol Chem. 1991 Jan 5−266(1): 198−206.
  107. Schwartz EA. First events in vision: the generation of responses in vertebrate rods. // J Cell Biol. 1981 Aug-90(2):271−8.
  108. Senin I.I., Fischer Т., Komolov K.E., Zinchenko D.V., Philippov P.P., Koch K.W. Ca2±myristoyl switch in the neuronal calcium sensor recoverin requires different functions of Ca2±binding sites.// J. Biol. Chem. 2002 V. 277. № 52. P. 50 365−50 372.
  109. Senin II, Koch KW, Akhtar M, Philippov PP. Ca2±dependent control of rhodopsin phosphorylation: recoverin and rhodopsin kinase. // Adv Exp Med Biol. 2002−514:69−99.
  110. Stryer L, Bourne ER. G proteins: a family of signal transducers. // Annu Rev Cell Biol. 1986−2:391−419.
  111. Stryer L. Cyclic GMP cascade of vision. // Annu Rev Neurosci. 1986−9:87−119.
  112. Stryer L. Molecular design of an amplification cascade in vision. // Biopolymers. 1985 Jan-24(l):29−47.
  113. Stryer L. Visual excitation and recovery. // J Biol Chem. 1991 Jun 15−266(17):10 711−4.
  114. Stryer, L., Hurley, J.B. and Fung, B.K. First stage of amplification in the cyclic nucleotide cascade of vision. // Trends Biochem. Sci. 1981, 6, 245−247.
  115. Yamazaki A, Hayashi F, Tatsumi M, Bitensky MW, George JS. Interactions between the subunits of transducin and cyclic GMP phosphodiesterase in Rana catesbiana rod photoreceptors. // J Biol Chem. 1990 Jul 15−265(20): 11 539−48.
  116. Yang CS, Skiba NP, Mazzoni MR, Hamm HE. Conformational changes at the carboxyl terminus of Galpha occur during G protein activation. // J Biol Chem. 1999 Jan 22−274(4):2379−85.
  117. Yau K.W., Baylor D.A. Cyclic GMP-activated conductance of retinal photoreceptor cells.// Annu. Rev. Neurosci. 1989. V. 12 P. 289−327.
  118. Yu H., Olshevskaya E., Duda Т., Seno K., Hayashi F" Sharma R.K., Dizhoor A.M., Yamazaki A. Activation of retinal guanylyl cyclase-1 by Ca2±binding proteins involves its dimerization.// J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P.15 547−15 555.
  119. Zhao X, Huang J, Khani SC, Palczewski K. Molecular forms of human rhodopsin kinase (GRK1). // J Biol Chem. 1998 Feb 27−273(9):5124−31.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!