Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Обнаружение и структурно-функциональная характеристика пролин-и глутаминспецифичных пептидаз из Tenebrio molitor

Диссертация: Обнаружение и структурно-функциональная характеристика пролин-и глутаминспецифичных пептидаз из Tenebrio molitor
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

PSP, катализирующие гидролиз пептидной связи, в образовании которой принимает участие иминогруппа пролина — АРР и пролидазы — являются металлопептидазами, относятся к М24 семейству, и, вероятно, имеют общего предшественника. Ферменты, специфически гидролизующие полипептидную цепь по карбонилу пролина, относятся к сериновым пептидазам: POP и DPP IV — к семейству S9, DPP И, РСР и PEP из A. niger… Читать ещё >

Обнаружение и структурно-функциональная характеристика пролин-и глутаминспецифичных пептидаз из Tenebrio molitor (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Пролинспецифичные пептидазы (Обзор литературы)
    • 1. 1. Краткая характеристика пролинспецифичных пептидаз
    • 1. 2. Пролилолигопептидазы'
    • 1. 3. Дипептидилпептидазы IV
    • 1. 4. Дипептидилпептидазы II
    • 1. 5. Пролилкарбоксипептидазы
    • 1. 6. Пролилэндопептидаза из Aspergillus niger
    • 1. 7. Пролилиминопептидазы
    • 1. 8. Аминопептидазы Р
    • 1. 9. Пролидазы
    • 1. 10. Пролиназы (цитозольные неспецифические дипептидазы)
    • 1. 11. Карбоксипептидазы Р

Пролинспецифичные пептидазы (proline specific peptidases, PSP) представляют собой сравнительно небольшую группу высокоспецифичных экзои эндопептидаз, расщепляющих в белках и пептидах связи, образованные остатком пролина. Уникальность действия PSP обусловлена структурными особенностями пролина — единственной циклической иминокислоты среди 20 а-аминокислот, из которых построены белки и пептиды. Под действием других пептидаз, даже с очень широкой специфичностью, пептидные связи, образованные остатком пролина, практически не расщепляются. К настоящему времени накоплено достаточно информации о том, что остаток пролина в пептидной цепи может выполнять функции своеобразного регуляторного сигнала защиты пептидов от деградации ферментами с широкой специфичностью. Таким образом, PSP, участвующие в расщеплении пролинсодержащих белков и пептидов, оказываются вовлеченными в регуляцию различных метаболических процессов. Предполагается, что PSP участвуют в дифференциации и созревании клеток, секреции и процессинге белков, катаболических процессах, иммунном ответе. В связи с этим изучение PSP представляет несомненный научный интерес с точки зрения понимания фундаментальных процессов протеолиза и структурных основ регуляции метаболической стабильности биологически активных соединений. Практический интерес к PSP обусловлен их возможным использованием в научных исследованиях как инструментов структурного анализа белков и ферментативного пептидного синтеза. Особое значение имеет изучение PSP в медицинских целях, поскольку известно, что активность этих ферментов меняется при таких заболеваниях как диабет, рак, болезни Альцгеймера и Паркинсона, гипертония, нейропсихические заболевания. PSP заслуживают пристального внимания и как потенциальное лекарство против целиакии, аутоиммунного заболевания, связанного с нарушением пищеварения из-за неспособности человеческих пищеварительных пептидаз полностью гидролизовать богатые пролином белки.

Несмотря на громадный интерес к уникальным по своему действию PSP, на сегодняшний день подробно изучены свойства только ограниченного числа PSP, главным образом из млекопитающих, а сведения о функциональной роли этих ферментов носят противоречивый и неоднозначный характер. Таким образом, исследования, направленные на обнаружение PSP из различных источников и изучение их структурно-функциональных особенностей, весьма актуальны.

Основной целью данной работы являлся поиск и изучение PSP насекомого — личинок большого мучного хрущака Tenebrio molitor. Большой мучной хрущак является вредителем зерновых запасов, в состав диеты которого входят богатые пролином глиадины, являющиеся главными запасными белками семян пшеницы. Было логично предположить наличие PSP в спектре пищеварительных ферментов Т. molitor. Однако, на настоящий момент такие ферменты не были выявлены в пищеварительном комплексе насекомых, в том числе и у Т. molitor. Большой интерес представлял также поиск пептидаз Т. molitor, способных гидролизовать пептидные связи, образованные остаткомглутамина, содержание которого в глиадинах достигает 30 — 50%.

В работе решались следующие задачи:

• поиск и идентификация пролин-и глутаминспецифичных пептидаз;

• очистка выявленных ферментов;

• ¦ характеристика их физико-химических, энзиматических и" функциональных свойств;

• сравнительный анализ действия выделенных ферментов на глиадины.

Впервые выделен и охарактеризован весь комплекс PSP из кишечника насекомого, включающий дипептидилпептидазу (DPP) IV, пролилкарбоксипептидазу (РСР), пролидазу и пролилолигопептидазу (POP). Обнаружено, что DPP IV и PGP находятся в содержимом кишечника, a POP и пролидаза локализованы внутри тканей кишечника. DPP IV, РСР и, вероятно, пролидаза: являются пищеварительными ферментами, a POP — внутритканевым ферментом, не участвующим в пищеварении. РСР впервые обнаружена в спектре пищеварительных ферментов животных. Проведены выделение, очистка, и детальное изучение физико-химических щ • энзиматических свойств этого фермента. Определены кинетические параметры гидролиза субстратов разной длины высокоочищенной РСР. Установлена первичная структура РСР из Т. molitor.

Впервые обнаружено, что именно цистеиновые пептидазы из кишечника личинок Г. molitor гидролизуют пептидные связи по карбонильной группе глутамина;

Показано действие выявленных пролини глутаминспецифичных ферментов на глиадины. Предложена гипотетическая схема гидролиза глиадинов, в том числе и пептидов, устойчивых к действию пищеварительных ферментов человека и вызывающих целиакию у чувствительных людей.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВЭЖХ — высокоэффективная жидкостная хроматография ПААГ — полиакриламидный гель ПЦР — полимеразная цепная реакция ADA — аденозиндезаминаза.

AM (=anterior mesenteron) — передняя часть средней кишки АМС — 7-амино-4-метилкумарин.

BBMV (brush border membrane vesicles) — фракции мембран щеточной каемки.

Вое — /я/ге/и-бутилоксикарбонил.

Bz — бензоил.

DMF — диметилформамид.

DPA — дефицит пролидазной активности.

DTT — дитиотреитол.

FPLC — высокоскоростная жидкостная хроматография белков.

Glp — пироглутамил.

Нур — 4-гидроксипролин pNA — р-нафтиламид pNA — гс-нитроанилид.

ОМе — метиловый эфир

ONp — гс-нитрофениловый эфир кислоты.

РМ (^posterior mesenteron) — задняя часть средней кишки.

SDS — додецилсульфат натрия.

Sue — сукцинил.

Z — бензилоксикарбонил.

Все аминокислоты L-ряда, если не указано особо. Ферменты:

АРР — аминопептидаза Р СРР — карбоксипептидаза Р.

CND (=cytosol nonspecific dipeptidase) — цитозольная неспецифичная дипептидаза DPP II — дипептидилпептидаза II DPP IV — дипептидилпептидаза IV.

GSP (= glutamine specific peptidase) -глутаминспецифичные пептидазы.

РСР — пролилкарбоксипетидаза PIP — пролилиминопетидаза PEP — пролилэндопептидаза POP — пролилолигопептидаза.

PSP (=praline specific peptidase) — пролинспецифичные пептидазы Ингибиторы:

DFP — диизопропилфторфосфат.

Е-64 — Ь-/иранс-эпоксисукцинил-лейциламидо (4-гуанидино) бутан EDTA — этилендиаминтетрауксусная кислота РСМВ — «-хлоромеркурибензоат PMSF — фенилметилсульфонилфторид.

выводы.

1. Впервые изучен комплекс пролннспецифичных пептидаз в кишечнике насекомого. В личинках Tenebrio molitor обнаружены дипептидилпептидаза IV, пролидаза, пролилкарбоксипептидаза и пролилолигопептидаза.

2. Изучены физико-химические и энзиматические свойства очищенных пролннспецифичных пептидаз.

3. Установлена первичная структура пролилкарбоксипептидазы из Т. molitor.

4. Обнаружено, что все выявленные пролинспецифичные пептидазы PSP являются растворимыми ферментами, но локализация их различна. Дипептидилпептидаза IV и пролилкарбоксипептидаза выявлены в содержимом, а пролилолигопептидаза и пролидаза — в тканях кишечника Т. molitor. Показано, что дипептидилпептидаза IV, пролилкарбоксипептидаза и, вероятно, пролидаза, являются пищеварительными ферментами, а пролилолигопептидаза — внутритканевым ферментом, не участвующим в пищеварении.

5. Впервые показано, что именно цистеиновые пептидазы из кишечника личинок Т. molitor гидролизуют пептидные связи по карбонильной группе глутамина.

6. С использованием охарактеризованных ферментов предложена гипотетическая схема гидролиза глиадинов, в том числе и пептидов, устойчивых к действию пищеварительных ферментов человека и вызывающих целиакию у чувствительных людей.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор искренне признателен руководителям работы Ирине Юрьевне Филипповой и Елене Николаевне Элпидиной за ценные советы в ходе выполнения работы и помощь во время ее написания. Автор особенно благодарен Е. С. Оксенойт за синтез отдельных использованных субстратов, Д. П. Жужикову за предоставление образцов из насекомых и К. С. Винокурову за помощь в проведении экспериментов. Автор также признателен сотрудникам НИИ ФХБ им. Белозерского Я. Е. Дунаевскому, М. А. Белозерскому и B.JI. Друце за советы по выполнению экспериментов и за помощь в анализе получившихся результатов. Автор чрезвычайно признателен отделу хроматографии НИИ ФХБ им. Белозерского в лице JI.A. Баратовой, Н. В. Федоровой, A. JL Ксенофонтова и А. В. Тимофеевой за помощь в проведении необходимых опытов по ВЭЖХ. Автор хотел бы поблагодарить студентов факультета ББФ МГУ И. А. Кулемзину, Е. С. Горячеву и С. А. Даниленко за активное участие в экспериментах и ценные советы по биоинформатическому анализу данных. Автор признателен всем сотрудникам лаборатории химии белка кафедры ХПС МГУ, в том числе Е. Н. Лысогорской, Ю. А. Смирновой, О. М. Аникиной и А. В. Бачевой. Автор хотел бы выразить отдельную благодарность Т. А. Семашко за помощь в написании работы и за моральную поддержку на протяжении всего времени выполнения работы.

1.12.

Заключение

.

Таким образом, для гидролиза пептидных связей, образованных пролином, в природе существуют различные ферменты, специфичность действия которых зависит от положения остатка пролина в полипептидной цепи субстрата.

PSP, катализирующие гидролиз пептидной связи, в образовании которой принимает участие иминогруппа пролина — АРР и пролидазы — являются металлопептидазами, относятся к М24 семейству, и, вероятно, имеют общего предшественника. Ферменты, специфически гидролизующие полипептидную цепь по карбонилу пролина, относятся к сериновым пептидазам: POP и DPP IV — к семейству S9, DPP И, РСР и PEP из A. niger — к S28, a PIP — к S33. На основании анализа аминокислотных последовательностей было сделано предположение о существовании общего предшественника у семейств S9 и S28-[124], а на основании-данных о пространственной структуре вблизи активного центра — о возможном общем предшественнике у семейств S9 и S33 [162]. По всей видимости, все ферменты из семейств S9, S28 и S33 вообще имели одного предшественника, изменения в специфичности которого затронули лишь вариации в необходимом количестве остатков субстрата с обеих сторон от расщепляемой связи. При этом изменения не затронули первичную специфичность ферментов — все они гидролизуют связи с С-конца пролина и со значительно меньшими скоростями — аланина.

Несколько в стороне находятся пролиназы (CND) и СРР — металлопептидазы, также способные гидролизовать связи по карбонилу остатка пролина. Однако у этих пептидаз наблюдается намного меньшая селективность по отношению к остатку Pro в Pi положении. Эти ферменты способны гидролизовать связи, образованные и другими аминокислотными остатками, со сравнимыми или большими скоростями.

Многие PSP млекопитающих являются хорошо изученными ферментами. Так, охарактеризованы физико-химические и энзиматические свойства, а также разрешена пространственная структура POP, DPP IV, АРР, пролидазы I типа и PIP. В значительно меньшей степени изучена DPP II, а о пролидазе II типа и РСР известно очень мало. Сведения о функциях PSP носят противоречивый характер. Даже для POP — наиболее изученного представителя PSP, физиологическая функция до сих пор не выявлена. Между тем, PSP представляют большой интерес для медицины, поскольку изменения в их активности наблюдаются при различных заболеваниях. Эти ферменты интересны и с точки зрения изучения механизмов протеолиза пролинсодержащих белков, в том числе в связи с их возможным применением в сыроварении и при лечении целиакии.

Сведения о PSP насекомых крайне скудны. POP была выявлена у серой мясной мухи Sarcophaga peregrina [8] и плодовой мушки Drosophila melanogaster [9], где они экспрессируются в имагинальных дисках. Была частично очищена DPP IV из мозга и кишечника таракана [53]. Кроме того, были получены и частично изучены продукты 2 генов из Drosophila melanogaster, идентифицированые как DPP IV [54] и АРР [172]. Функции PSP насекомых практически не изучены.

2. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

Как следует из литературного обзора, свойства большинства PSP подробно изучены только для представителей млекопитающих, а такие ферменты, как РСР и СРР, вообще слабо охарактеризованы. Сведения о функциональной роли этих ферментов и их участии в протеолизе пролинсодержащих белков носят противоречивый и неоднозначный характер.

Таким образом, исследования, направленные на обнаружение PSP из различных источников и изучение их структурно-функциональных особенностей, весьма актуальны.

Основной целью данной работы являлся поиск и изучение PSP’насекомоголичинок большого мучного хрущака Tenebrio molitor (Coleoptera: Tenebrionidae). Большой мучной хрущак является одним из самых распространенных насекомыхвредителй зерновых и крупяных запасов, портящим муку и мучные продукты, причем основной вред наносят именно личинки. Изучение пищеварения у личинок Т. molitor показало наличие градиента рН в содержимом средней кишки, где локализованы пищеварительные ферменты: значение рН увеличивалось от 5,6 в передней части средней кишки (anterior mesenteron, AM) до значения 7,9 в задней части средней кишки (posterior mesenteron, РМ) [137]. Такое различие в значениях рН приводит к разному распределению пищеварительных ферментов в кишечнике: цистеиновые пептидазы и пептидазы, имеющие рН-оптимум активности в кислой области, локализованы преимущественно в AM, а сериновые пептидазы и металлоэкзопептидазы, проявляющие максимальную активность в нейтральной и щелочной области, выявлены преимущественно в РМ [237−241].

В состав диеты Tenebrio molitor входят богатые пролином глиадины, являющиеся главными запасными белками семян пшеницы. Глиадины состоят на 1030% из остатков Pro и на 30−50% из остатков Gin [37,38]. Было логично предположить наличие PSP в спектре пищеварительных ферментов Т. molitor. Однако на настоящий момент такие ферменты не были выявлены в пищеварительном комплексе насекомых. Большой интерес представлял также поиск пептидаз Т. molitor, способных гидролизовать пептидные связи, образованные остатком глутамина, содержание которого в глиадинах достигает 30 — 50%.

В работе решались следующие задачи: (1) поиск и идентификация пролини глутаминспецифичных пептидаз;

2) очистка выявленных ферментов;

3) характеристика их физико-химических, энзиматических и функциональных свойств;

4) сравнительный анализ действия выделенных ферментов на глиадины.

2.1. Выявление и общая характеристика пролинспецифичных пептидаз 2.1.1. Выявление PSP.

На первом этапе работы на основе анализа литературных данных о субстратной специфичности известных PSP был проведен дизайн пептидных субстратов, необходимых для выявления всего пищеварительного комплекса PSP Т. molitor. Использованные в работе субстраты, синтезированные в лаборатории химии белка Химического факультета МГУ, представлены в табл. 12.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Cunningham D. F., O’Connor В. Proline specific peptidases, Biochim. Biophys. Acta, 1997, V. 1343, P. 160−186.
  2. Walter R. Partial purification and characterization of post-proline cleaving enzyme: enzymatic inactivation of neurohypophyseal hormones by kidney preparations of various species, Biochim. Biophys. Acta, 1976, V. 422, P. 138−158.
  3. Koida M., Walter R. Post-proline cleaving enzyme. Purification of this endopeptidase by affinity chromatography, J. Biol. Chem., 1976, V. 251, P. 7593−7599.
  4. Sharma K.K., Ortwerth В J. Purification and characterization of prolyl oligopeptidase from bovine lens, Exp Eye Res., 1994, V. 59, P. 107−115.
  5. Cunningham D. F., O’Connor B. A study of prolyl endopeptidase in bovine serum and its relevance to the tissue enzyme, Int. J. Biochem. Cell Biol., 1998, V. 30, P. 99−114.1
  6. Yoshida K., Inaba K., Ohtake H., Morisawa M. Purification and characterization of -prolyl endopeptidase from the Pacific herring, Clupea pallasi, and its role in the activation of sperm motility, Dev. Growth Differ., 1999, V. 41, P. 217−225.
  7. Ohtsuki S., Homma K., Kurata S., Komano H., Natori S. A prolyl endopeptidase of Sarcophaga peregrina (flesh fly): its purification and suggestion for its participation in the differentiation of the imaginal discs. J. Biochem., 1994, V. 115, P. 449−453.
  8. Amin A., Li Y., Finkelstein R. Identification of a Drosophila prolyl endopeptidase and analysis of its expression, DNA Cell Biol., 1999, V. 18, P. 605−610.
  9. Sattar A.K., Yamamoto N., Yoshimoto Т., Tsuru D. Purification and characterization of an extracellular prolyl endopeptidase from Agaricus bisporus, J. Biochem., 1990, V. 107, P. 256−261.
  10. Shan L., Marti Т., Sollid L.M., Gray G.M., Khosla C. Comparative biochemical analysis of three bacterial prolyl endopeptidases: implications for coeliac sprue, Biochem. J., 2004, V. 383, P. 311−318.
  11. Д.В., Руденская Г. Н. Пролинспецифичные эндопептидазы, Биоорган, химия, 2003, Т. 29, С. 3−20.13. http://merops.sanger.ac.uk
  12. Rea D., Fulop V. Structure-Function Properties of Prolyl Oligopeptidase Family Enzymes, Cell Biochem. Biophys., 2006, V. 44, P. 349−365.
  13. Walter R., Yoshimoto T. Postproline cleaving enzyme: kinetic studies of size and stereospeciflcity of its active site, Biochemistry, 1978, V. 17, P. 4139−4144.
  14. Harris M.N., Madura J.D., Ming L.-J., Harwood V.J. Kinetic and Mechanistic Studies of Prolyl Oligopeptidase from the Hyperthermophile Pyrococcus furiosus, J. Biol. Chem., 2001, V. 276, P. 19 310−19 317.
  15. Noula C., Kokotos G., Barth Т., Tzougraki C. New fluorogenic substrates for the study of secondary specificity of prolyl oligopeptidase, J Pept Res., 1997, V. 49, P. 4651.
  16. Kaspari A., Diefenthal Т., Grosche G., Schierhorn A., Demuth H.U. Substrates containing phosphorylated residues adjacent to proline decrease the cleavage by proline-specific peptidases, Biochim Biophys Acta, 1996, V. 1293, P. 147−153.
  17. Fulop V., Bocskei Z., Polgar L. Prolyl oligopeptidase: an unusual р-propeller domain regulates proteolysis, Cell, 1998, V. 94, P. 161−170.
  18. Ollis D.I., Cheah E., Cygler M., Dijkstra В., Frolow F., Franken S. M., Harel M., Remington S.J., Silman I., Schrag J., Sussman J.L., Verschueren K. H.G., Goldman A. The o/p hydrolase fold, Protein Eng., 1992, V. 5, P. 197−211.
  19. Polgar L. The prolyl oligopeptidase family, Cell. Mol. Life Sci., 2002, V. 59, P. 349−362.
  20. Szeltner Z., Renner V., Polgar L. The non-catalytic р-propeller domain of prolyl oligopeptidase enhances the catalytic capability of the peptidase domain, J. Biol. Chem., 2000, V. 275, P. 15 000−15 005.
  21. Shan L., Mathews I.I., Khosla C. Structural and mechanistic analysis of two prolyl endopeptidases: role of interdomain dynamics in catalysis and specificity, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005, V. 102, P. 3599−3604.
  22. Gass J., Khosla C. Prolyl endopeptidases, Cell. Mol. Life Sci., 2007, V. 64, P. 345 355.
  23. Yoshimoto Т., Ogita K., Walter R., Koida M., Tsuru D. Post-proline cleaving enzyme. Synthesis of a new fluorogenic substrate and distribution of the endopeptidase in rat tissues and body fluids of man, Biochim Biophys Acta, 1979, V. 569, P. 184−92.
  24. Williams R.S.B. Prolyl oligopeptidase and bipolar disorder, Clin. Neurosci. Res., 2004, V. 4, P. 233−242.f133
  25. Ohtsuki S., Homma K., Kurata S., Natori S. Molecular cloning of cDNA for Sarcophaga prolyl endopeptidase and characterization of the recombinant enzyme produced by an E. coli expression system, Insect Biochem. Moll Biol., 1997, V. 27, P. 337−343.
  26. Ishino Т., Ohtsuki S., Homma K., Natori S. cDNA cloning of mouse prolyl endopeptidase and its involvement in DNA synthesis by Swiss3T3-cells, J. Biochem., 1998, V. 123, P. 540−545.
  27. Kato Т., Okada M., Nagatsu T. Distribution of post-proline cleaving enzyme in human brain and the peripheral tissues, Mol Cell Biochem., 1980, V. 32, P. 117−121.
  28. Goossens F., De Meester I., Vanhoof G., Scharpe S. Distribution of prolyl oligopeptidase in human peripheral tissues and body fluids, Eur. J. Clin. Chem. Clin. Biochem., 1996, V. 34, P. 17−22.
  29. O’Leary R.M., B. O’Connor. Identification and localization of a synaptosomal membrane prolyl endopeptidase from bovine brain, Eur. J. Biochem., 1995, V. 227, P. 277−283.
  30. O’Leary R.M., Gallagher S.P., O’Connor B. Purification and characterization of a novel membrane-bound form- of prolyl endopeptidase from bovine brain, Int: J. Biochem. Cell Biol., 1996, V. 28, P. 441−449.
  31. Kimura A., Yoshida I., Takagi N., Takahashi T. Structure and localization of the mouse prolyl oligopeptidase gene, J. Biol. Chem., 1999, V. 274, P. 24 047−24 053.
  32. Brandt I., Scharpe S., Lambeir A.M. Suggested functions for prolyl oligopeptidase: a puzzling paradox, Clin Chim Acta, 2007, V.377, P. 50−61.
  33. Atack J.R., Suman-Chauhan N., Dawson G., Kulagowski J.J. In vitro and in vivo inhibition of prolyl endopeptidase, Eur. J. Pharmacol., 1991, V. 205, P. 157−163:
  34. Schulz I., Zeitschel U., Rudolph Т., Ruiz-Carrillo D., Rahfeld J.-U., Gerhartz В., Bigl V., Demuth H.-U., Robner S. Subcellular localization suggests novel functions for prolyl endopeptidase in protein secretion, J. Neurochem., 2005, V. 94, P. 970−979.
  35. Shewry P.R., Tatham A.S. The prolamin storage proteins of cereal seeds: structure and evolution. Biochem. J., 1990, V. 267, P. 1−12.
  36. Shewry P: R., Halford N.G. Cereal seed storage proteins: structures, properties and role in grain utilization. J. Exp. Botany, 2002, V. 53, P. 947−958.
  37. Shan L., Molberg O., Parrot I., Hausch F., Filiz F., Gray G.M., Sollid L.M., Khosla C. Structural basis for gluten intolerance in celiac sprue, Science, 2002, V. 297, P. 22 752 279.
  38. Piper J.L., Gray G.M., Khosla C. Effect of Prolyl Endopeptidase on Digestive-Resistant Gliadin Peptides in Vivo, J. Pharm. Exp. Ther., 2004, V. 311, P. 213−219.
  39. Shan L., Qiao S.W., Arentz-Hansen H., Molberg O., Gray G.M., Sollid L.M., Khosla C. Identification and analysis of multivalent proteolytically resistant peptides from gluten: implications for celiac sprue, J. Proteome Res., 2005, V. 4, P. 1732−1741.
  40. Marti Т., Molberg O., Li Q., Gray G.M., Khosla C., Sollid L.M. Prolyl endopeptidase-mediated destruction of T cell epitopes in whole gluten: chemical and immunological characterization. J. Pharmacol. Exp. Ther., 2005, V. 312, P. 19−26.
  41. Khosla C., Gray G.M., Sollid L.M. Putative efficacy and dosage of prolyl endopeptidase for digesting and detoxifying gliadin peptides, Gastroenterology, 2005, V. 129, P. 1362−1363.
  42. Siegel M., Bethune M.T., Gass J., Ehren J., Xia J., Johannsen A., Stuge T.B., Gray G.M., Lee P.P., Khosla C. Rational design of combination enzyme therapy for celiac sprue, Chem. Biol., 2006, V. 13, P. 649−658.
  43. Gass J., Vora H., Bethune M.T., Gray G.M., Khosla C. Effect of barley endoprotease EP-B2 on gluten digestion in the intact rat, J. Pharmacol. Exp. Ther., 2006, V. 318, P. 1178−1186.
  44. Erickson R.H., Bella A.M., Brophy E.J., Kobata A., Kim Y.S. Purification and molecular characterization of rat intestinal brush border membrane dipeptidyl aminopeptidase IV, Biochim. Biophys. Acta, 1983, V. 756, P. 258−265.
  45. Brownlees J-, Williams. C.H., Brennan G. P, Halton D.W. Purification and immunochemical studies of dipeptidyl peptidase IV from bovine kidney, Bioll Ghem. Hoppe Seyler, 1992, V. 373, P. 911−914.
  46. Buckley S.J., Collins P.J., O’Conner B.F. The purification, and characterization of novel dipeptidyl peptidase IV-like activity from bovine serum, Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004, V. 36, P. 1281−1296.
  47. Peters I-D., Rancourt D: E., Davies P.L., Walker V.K. Isolation and characterization of an antifreeze protein precursor, from transgenic Drosophila: evidence — for partial processing, Biochim. Biophys. Acta, 1993, V. 1171, P. 247−254.
  48. Davy A., Thomsen K.K., Juliano М.А., Alves L.C., Svendsen I., Simpson D.J. Purification and Characterization of Barley Dipeptidyl Peptidase IV, Plant Physiology, 2000, V. 122, P. 425−431.
  49. Kabashima Т., Yoshida Т., Ito К., Yoshimoto Т. Cloning, sequencing, and expression of the dipeptidyl peptidase IV gene from Flavobacterium meningosepticum in Escherichia coli. Arch. Biochem. Biophys., 1995, V. 320- P. 123−128.
  50. Gazi M.I., Cox S.W., Clark D.T., Eley B.M. Comparison of host tissue and bacterial dipeptidyl peptidases! in human gingival crevicular fluid by analytical isoelectric focusing, Arch. Oral Biol., 1995, V. 40, P. 731−736.
  51. Kyouden Т., Himeno M, Ishikawa Т., Ohsumi Y., Kato K. Purification and characterization of dipeptidyl peptidase IV in rat liver lysosomal membranes, J: Biochem., 1992, V. Ill, P. 770−777.
  52. Misumi Y., Hayashi Y., Arakawa F., Ikehara Y. Molecular cloning and sequence analysis of human dipeptidyl peptidase IV, a serine proteinase on the cell' surface. Biochim. Biophys. Acta, 1992, V. 1131, P. 333−336.
  53. Jobin M.-C., Martinez G., Motard J., Gottschalk M., Grenier D. Cloning, Purification, and Enzymatic Properties of Dipeptidyl Peptidase IV from the Swine Pathogen Streptococcus suis, J. Bacteriology, 2005, V. 187, P. 795−799.
  54. Rahfeld J., Schierborn M., Hartrodt В., Neubert K., Heins J. Are diprotin A (Ile-Pro-Ile) and diprotin В (Val-Pro-Leu) inhibitors or substrates of dipeptidyl peptidase IV? Biochim. Biophys. Acta, 1991, V. 1076, P. 314−316.
  55. Kopcho L.M., Kim Y.B., Wang A., Liu M.A., Kirby M.S., Marcinkeviciene J. Probing prime substrate binding sites of human dipeptidyl peptidase-IV using competitive substrate approach. Arch. Biochem. Biophys., 2005, V. 436, P. 367−376.
  56. Thoma R., Loffler В., Stihle M., Huber W., Ruf A., Hennig M. Structural^Basis of Proline-Specific Exopeptidase Activity as Observed in Human Dipeptidyl Peptidase-IV Structure, 2003, V. 11, P. 947−959.
  57. Rasmussen H.B., Branner S., Wiberg F.C., and Wagtmann, N. Crystal structure of human dipeptidyl peptidase IV/CD26 in complex with a substrate analog, Nat. Struct. Biol., 2003, V. 10, P. 19−25.
  58. Ohkubo I., Huang K., Ochiai Y., Takagaki M., Kani K. Dipeptidyl peptidase IV from porcine seminal plasma: purification, characterization, and N-terminal amino acid sequence, J. Biochem., 1994, V. l 16, P. 1182−1186.
  59. Kurktschiev D., Adler D., Subat S., Lehmann H.U., Schentke K.U. Dipeptidyl-peptidase IV of human lymphocytes in patients with primary biliary cirrhosis and UDCA therapy. Z. Gastroenterol., 1993, V. 2, P. 104−105.
  60. Smyth M., O’Cuinn G. Dipeptidyl aminopeptidase activities of guinea-pig brain. Int. J. Biochem., 1994, V. 26, V. 913−921.
  61. Jackman H.L., Tan F., Schraufnagel D., Dragovic Т., Dezso В., Becker R.P., Erdos E.G. Plasma membrane-bound and lysosomal peptidases in human alveolar macrophages, Am. J. Respir. Cell Mol Biol., 1995, V. 13, P. 196−204.
  62. Ajami K., Abbott C.A., Obradovic M., Gysbers V., Kahne Т., MaCaughan G.W., Gorrell M.D. Structural requirements for catalysis, expression, and dimerization in the CD26/DPIV gene family, Biochemistry, 2003, V. 42, P. 694−701.
  63. Tiruppathi C., Miyamoto Y., Ganapathy V., Leibach F.H. Genetic evidence for role of DPP IV in intestinal hydrolysis and assimilation of prolyl peptides, Am. J. Physiol., 1993, V. 265, P. G81−89.
  64. Kameoka J., Tanaka Т., Nojima Y., Schlossman S. F., Morimoto C. Direct association of adenosine deaminase with a T cell activation antigen, CD26, Science, 1993, V. 261, P. 466−469.
  65. Ludwig K., Fan H., Dobers J., Berger M., Reutter W., Bottcher C. 3D structure of the, CD26-ADA complex obtained by cryo-EM and single particle analysis. Biochem.
  66. Biophys. Res. Commun., 2004, V. 313, P. 223−229.
  67. Aertgeerts K., Ye S., Shi L., Prasad S.G., Witmer D., Chi E., Sang B.C., Wijnands R.A., Webb D.R., Swanson R.V. N-linked glycosylation of dipeptidyl peptidase IV
  68. CD26): effects on enzyme activity, homodimer formation, and adenosine deaminase binding, Protein Sci., 2004, 13, 145−154.
  69. Weihofen W. A, Liu J., Reutter W., Saenger W., Fan H. Crystal structure of CD26/dipeptidyl-peptidase IV in complex with adenosine deaminase reveals a highly amphiphilic interface, J. Biol. Chem., 2004, V. 279, P. 43 330−43 335.
  70. De Meester I., Vanham G., Kestens L., Vanhoof G, Bosmans E, Gigase P, Scharpe S. Binding of adenosine deaminase to the lymphocyte surface via CD26, Eur. J. Immunol, 1994, V. 24, P. 566−570.
  71. Cheng H.C., Abdel-Ghany M., Pauli B.U. A novel consensus motif in fibronectin mediates dipeptidyl peptidase IV adhesion and metastasis, J. Biol. Chem., 2003, V. 278, P. 24 600−24 607.
  72. Loster K., Zeilinger K., Schuppan D., Reutter W. The cysteine-rich region of dipeptidyl peptidase IV (CD 26) is the collagen-binding site, Biochem. Biophys.Res. Commun., 1995, V. 217, P. 341−348.
  73. Busek P., Malik R., Sedo A. Dipeptidyl peptidase IV activity and/or structure homologues (DASH) and their substrates in cancer, Int. J. Biochem. Cell Biol., 2004, V. 36, P: 408−421.
  74. Drucker D. J. Minireview: the glucagon-like peptides, Endocrinology, 2001, V. 142, P. 521−527.
  75. Vilsboll Т., Krarup Т., Deacon C. F., Madsbad S., Hoist J.J. Reduced postprandial concentrations of intact biologically active glucagon-like peptide 1 in r type 2 diabetic patients, Diabetes, 2001, V. 50, P. 609−613.
  76. Asada Y., Aratake Y., Kotani Т., Marutsuka K., Araki Y., Ohtaki S., Sumiyoshi A. Expression of dipeptidyl aminopeptidase IV activity in human lung carcinoma, Histopathology, 1993, V. 23, P. 265−270.
  77. Takahashi N., Sato T. Dipeptide utilization by the periodontal pathogens Porphyromonas gingivalis, Prevotella intermedia, Prevotella nigrescens and Fusobacteriumnucleatum, Oral Microbiol. Immunol., 2002, V. 17, P. 50−54.
  78. Fukasawa K., Fukasawa K.M., Hiraoka B.Y., Harada M. Purification and properties of. dipeptidyl peptidase II from rat kidney, Biochim. Biophys. Acta, 1983, V. 745, P. 611.
  79. Lynn K.R. The isolation and some properties of dipeptidyl peptidases II andTIIfrom porcine spleen, Int. J. Biochem., 1991, V. 23, P. 47−50.
  80. Eisenhauer D.A., McDonald J.K. A novel dipeptidyl peptidase II from the porcine ovary. Purification and characterization of a lysosomal serine protease showing enhanced specificity for prolyl bonds, J. Biol. Chem., 1986, V. 261, P. 8859−8865.
  81. Sakai Т., Kojima K., Nagatsu T. Rapid chromatographic purification of dipeptidyl-aminopeptidase II from human kidney, J. Chromatogr., 1987, V. 416, P. 131−137.
  82. Bogitsh B.J., Dresden M.H. Fluorescent histochemistry of acid proteases in adult Schistosoma mansoni and Schistosoma japonicum, J'. Parasitol.,.1983, V. 69, P. 106 110.
  83. Bogitsh В J. Haematoloechus medioplexus: light and electron microscope localization of dipeptidyl aminopeptidases I and II in the gastrodermis, Exp. Parasitol., 1985, V. 59, P. 300−306.
  84. Choi W.S., Fu Q., Jones Т.Н. Purification and characterization of a novel dipeptidyl peptidase from Dictyostelium discoideum, Biochem. Mol. Biol. Int., 1999, V. 47, P. 455−464.
  85. Murao S., Kitade Т., Oyama H., Shin T. Isolation and characterization of a dipeptidyl aminopeptidase from Streptomyces sp. WM-23, Biosci. Biotechnol. Biochem., 1994, V. 58, P. 1545−1546.
  86. White B.A., Clewell D.B. Identification and partial purification of a dipeptidyl aminopeptidase from Streptococcus faecalis, J. Gen. Microbiol., 1986, V. 132, P. 1269−1276.
  87. Maes M.-B., Scharpe S., De Meester I. Dipeptidyl peptidase II (DPPII), a review, Clinica Chimica Acta, 2007, V. 380. P. 31−49.
  88. Huang K., Takagaki M., Kani K., Ohkubo I. Dipeptidyl peptidase II from porcine seminal plasma: purification, characterization, and its homology to granzymes, cytotoxic cell proteinases (CCP1−4), Biochim. Biophys. Acta, 1996, V. 1290, P. 149 156.
  89. Stockel-Maschek A., Mrestani-Klaus C., Stiebitz В., Demuth H., Neubert K. Thioxo amino acid pyrrolidides and thiazolidides: new inhibitors of proline specific peptidases, Biochim. Biophys. Acta, 2000, V. 1479, P. 15−31.
  90. Sentandreu M.A., Toldra F. Partial purification and characterisation of dipeptidyl peptidase II from porcine skeletal muscle, Meat Sci., 2001, V. 57, P. 93−103.
  91. Mentlein R., Struckhoff G. Purification of two dipeptidyl aminopeptidases II from rat brain and their action on proline-containing neuropeptides, J. Neurochem., 1989, V. 52, P. 1284−1293.
  92. Fukasawa K.M., Fukasawa К., Higaki К., Shiina N., Ohno M., Ito S., Otogoto J., Ota N. Cloning and functional expression of rat kidney dipeptidyl peptidase II, Biochem. J, 2001, V. 353, P. 283−290.
  93. Chiravuri M., Lee H., Mathieu S.L., Huber B.T. Homodimerization via a leucine zipper motif is required for enzymatic activity of quiescent cell proline dipeptidase, J. Biol. Chem., 2000, V. 275, 26 994−26 999.
  94. Gossrau R., Lojda Z. Study on dipeptidylpeptidase II (DPP II), Histochemistry, 1980, V. 70, P. 53−76.
  95. Sannes P.L., McDonald J.K., Allen R.C., Spicer S.S. Cytochemical localization and biochemical characterization of dipeptidyl aminopeptidase II in macrophages and mast cells, J. Histochem. Cytochem., 1979, V. 27, P. 1496−1498.
  96. Imai K., Hama Т., Kato T. Purification and properties of rat brain dipeptidyl aminopeptidase, J Biochem., 1983, V. 93, P. 431−437.
  97. Smid J.R., Monsour P.A., Rousseau E.M., Young W.G. Cytochemical localization of dipeptidyl peptidase II activity in rat incisor tooth ameloblasts, Anat. Rec., 1992, V. 233, P. 493−503.
  98. Ito M., Yoshida M., Karasawa N. Immunohistochemical distribution of DAP II and tyrosine hydroxylase in the rat brain, Biog. Amines, 1986, V. 3, P. 267−277.
  99. Fujita K., Hagihara M., Nagatsu Т., Iwata H., Miura T. The activity of dipeptidyl peptidase II and dipeptidyl peptidase IV in mice immunized with type II collagen, Biochem. Med. Metab. Biol., 1992, V. 48, 227−234.
  100. Hagihara M., Mihara R., Toagri A., Nagatsu T. Dipeptidyl-aminopeptidase II in human cerebrospinal fluid: changes in patients with Parkinson’s disease, Med. Metab. Biol., 1987, V. 37, P. 360−365.
  101. Klener P., Lojda Z., Haber J., Kvasnicka J. Possible prognostic significance of the assessment of dipeptidylpeptidase II in peripheral — blood lymphocytes of patients with chronic lymphocytic leukemia, Neoplasma^ 1987, V. 34, P. 581−586.
  102. Mantle D. Characterization of dipeptidyl and tripeptidyl aminopeptidases in human kidney soluble fraction. Clin. Chim. Acta, 1991, V. 196, P. 135−142.
  103. Odya C.E.- Marinkovic D.V.- Hammon K.J.- Stewart T.A.- Erdos E.G.- Purification and properties of procarboxypeptidase (angiotensinase C) from human kidney, J. Biol. Chem., 1978, V. 253, P: 5927−5931.
  104. Tan F-, Morris P.W., Skidgel R.A., Erdos E.G. Sequencing and cloning of human prolylcarboxypeptidase (angiotensinase C). Similarity to both serine carboxypeptidase and prolylendopeptidase families, J. Biol. Chem., 1993, V. 268, P- 16 631−16 638.
  105. Kakimoto Т., Oshima G., Yeh H.S.J-, Erdos E.G., Purification! of lysosomal prolycarboxypeptidase. angiotensinase C, Biochim. Biophys. Acta, 1973, V. 302, P- 178−182. /л
  106. Suzawa- Y., Hiraoka B.Y., Harada M., Deguchi T. High-performance, liquid chromatographic determination of prolylcarboxypeptidase activity in monkey kidney, J. Chromatogr. В Biomed. Appl., 1995, V. 670, P. 152−156.
  107. Suga K., Ito K., Tsuru D., Yoshimoto T. Prolylcarboxypeptidase (angiotensinase C): purification and characterization of the enzyme from Xanthomanas maltophilia, Biosci. Biotechnol. Biochem., 1995, V, 59, P. 298−301.
  108. Shariat-Madar. Z., Mahdi F., Schmaier A.H. Recombinant prolylcarboxypeptidase activates plasma prekallikrein, Blood, 2004, V. 103, P. 4554−4561.129: Rawlings N.D., Barrett A.J. Families of serine peptidases, Methods Enzymol., 1994, V. 244, P. 19−61.
  109. Kumamoto K., Stewart T.A., Johnson: A.R., Erdos E.G. Prolylcarboxypeptidase (angiotensinase C) in human cultured cells, J. Clin. Invest., 1981, V. 67, P. 210−215.
  110. Skidgel R.A., Wickstrom F., Kumamoto K., Erdos E.G. Rapid radioassay for prolylcarboxypeptidase (angiotensinase C), Anal. Biochem., 1981, V. 118, P. 113−119.
  111. Yang H.Y.T., Erdos E.G., Chiang T.S. New enzymatic route for the inactivation of angiotensin, Nature, 1968, V. 218, P. 1224−1226.
  112. Odya C.E., Erdos E.G. Human. procarboxypeptidase, Methods Enzymol., 1981, V. 80, P. 460−466.
  113. Skidgel R.A., Jackman H.L., Erdos E.G. Metabolism of substance P and bradykinin by human neutrophils, Biochem. Pharmacol., 1991, V. 41, P. 1335−1344.
  114. Skidgel R.A., Erdos E.G. Cellular carboxypeptidases, Immunol. Rev., 1998, V. 161, P. 129−141.
  115. Duff J.L., Marrero M.B., Paxton W.G., Schieffer В., Bernstein K.F., Berk B.C. Angiotensin II signal transduction and the mitogen-activated protein kinase pathway, Cardiovasc. Res., 1995, V. 30, P. 511−517.
  116. Li P., Chappell M.C., Ferrario C.M., Brosnihan K.B. Angiotensin-(1−7) augments bradykinininduced vasodilation by competing with ACE and releasing nitric oxide, Hypertension, 1997, V. 29, P. 394−400.
  117. Moreira C.R., Schmaier A.H., Mahdi F., da Motta G., Nader H.B., Shariat-Madar Z. Identification of prolylcarboxypeptidase as the cell matrix-associated prekallikrein activator. FEBS Lett., 2002, V. 523, P. 167−170.
  118. Lopez M., Edens L. Effective prevention of chill-haze in beer using an acid proline- • specific endoprotease from Aspergillus niger, J. Agric. Food Chem., 2005, V. 53, P. 7944−7949.
  119. Edens L., Dekker P., van der Hoeven R., Deen F., de Roos A., Floris R. Extracellular prolyl endoprotease from Aspergillus niger and its use in the debittering of protein hydrolysates, J. Agric. Food Chem., 2005, V. 53, P. 7950−7957.
  120. Augustyns K., Borloo M., Belyaev A., Rajan P., Goossens F., Hendriks D., Scharpe S., Haemers A. Synthesis of peptidyl acetals as inhibitors of prolyl endopeptidase, Bioorg. Med. Chem. Lett., 1995, V. 5, P. 1265−1270.
  121. Li J., Wilk E., Wilk S. Inhibition of prolyl oligopeptidase by Fmoc-aminoacylpyrrolidine-2-nitriles. J. Neurochem., 1996, V. 66, P. 2105−2112.
  122. Mitea С., Havenaar R., Drijfhout J.W., Edens L., Dekking L., Koning F. Efficient degradation of gluten by a prolyl endoprotease in a gastrointestinal model: implications for coeliac disease, Gut, 2008, V. 57, P. 25−32.
  123. Yoshimoto Т., Tsuru D. Proline iminopeptidase from Bacillus coagulans: purification and enzymatic properties, Biochem, 1985, V. 97, P. 1477−1485.
  124. Albertson N.H., Koomey M. Molecular cloning and characterization of a proline iminopeptidase gene from’Neisseria gonorrhoeae, Mol. Microbiol., 1993, V. 9, P. 1203−1211.
  125. Alonso J., Garcia J. L, Proline iminopeptidase gene from Xanthomonas campestris pv. citri, Microbiology, 1996, V. 142, P. 2951−2957.
  126. Bolumar Т., Sanz Y., Aristoy M.C., Toldra F. Purification and characterization of a prolyl aminopeptidase from Debaryomyces hansenii, Appl. Environ. Microbiol., 2003, V. 69, P. 227−232.
  127. Basten D.E., Moers A.P., Ooyen A J., Schaap P.J. Characterisation of Aspergillus niger prolyl aminopeptidase, Mol. Genet. Genomics, 2005, V. 272, P. 673−679.
  128. Sattar A.K.M.A., Yoshimoto Т., Tsuru D. Purification and characterization of proline iminopeptidase from Lyophyllum cinerascens, J. Ferment. Bioeng, 1989, V. 68, P. 178−182.
  129. Hiwatashi K., Hori K., Takahashi K., Kagaya A., Inoue S., Sugiyama Т., Takahashi S. Purification and characterization of a novel prolyl aminopeptidase from Maitake (Grifola frondosa), Biosci. Biotechnol. Biochem., 2004, V. 68, P. 1395−1397.
  130. Ninomiya K., Tanaka S., Kawata S., Ogata F., Makisumi S. Substrate specifictiy of a proline iminopeptidase from apricot seeds, Agric. Biol. Chem., 1983, V. 47, P. 629 630.
  131. Nordwig A., Mayer H. The cleavage of prolyl peptides by kidney peptidases. Detection of a new peptidase capable of removing N-terminal praline, Hoppe Seylers Z Physiol. Chem., 1973, V. 354, P. 380−383.
  132. Khilji M.A., Bailey G.S. The purification of a bovine kidney enzyme which cleaves melanocyte-stimulating hormone-release inhibiting factor, Biochim. Biophys. Acta, 1978, V. 527, P. 282−328.
  133. Turzynski A., Mentlein R. Prolyl aminopeptidase from rat brain and kidney. Action on peptides and identification as leucyl aminopeptidase, Eur. J. Biochem., 1990, V. 190, P. 509−515.
  134. Matsushima M., Takahashi Т., Ichinose M., Miki К., Kurokawa К., Takahashi К. Structural and immunological evidence for the identity of prolyl aminopeptidase with leucyl aminopeptidase, Biochem. Biophys. Res. Commun., 1991, V. 178, P. 14 591 464.
  135. Kitazono A., Yoshimoto Т., Tsuru D. Cloning, sequencing, and high expression of the proline iminopeptidase gene from Bacillus coagulans, J. Bacteriol., 1992, V. 174, P. 7919−7925.
  136. Gobbetti M., Smacchi E., Semeraro M., Fox P.F., Lanciotti R., Cogan T. Purification and characterization of an extracellular proline iminopeptidase from Corynebacterium variabilis NCDO 2101, J. Appl. Microbiol., 2001, V. 90, P. 449−456.
  137. Yoshimoto Т., Kabashima Т., Uchikawa K., Inoue Т., Tanaka N., Nakamura K.T., Tsuru M., Ito K. Crystal structure of prolyl aminopeptidase from Serratia marcescens, J. Biochem., 1999, V. 126, P. 559−565.
  138. Medrano F.J., Alonso J., Garcia J.L., Romero A., Bode W., Gomis-Ruth F.X. Structure of proline iminopeptidase from Xanthomonas campestris pv. citri: a prototype for the prolyl oligopeptidase family, EMBO J., 1998, V. 17, P. 1−9.
  139. Ito K., Inoue Т., Kabashima Т., Kanada M., Huang H.S., Ma X.H., Azmi N., Azab E., Yoshimoto T. Substrate recognition mechanism of prolyl aminopeptidase from Serratia marcescens, J. Biochem., 2000, V. 128, P. 673−678.
  140. Tamura Т., Tamura N., Lottspeich F., Baumeister W. Tricorn protease (TRI) interacting factor 1 from Thermoplasma acidophilum is a proline iminopeptidase, FEBS Lett., 1996, V. 398, P. 101−105.
  141. Carnio M.C., Eppert I., Scherer S. Analysis of the bacterial surface ripening flora of German and French smeared cheeses with respect to their anti-listerial potential, Int. J. Food Microbiol., 1999, V. 47, P. 89−97.
  142. Rusu I., Yaron A. Aminopeptidase P from human leukocytes, Eur. J. Biochem., 1992, V. 210, P. 93−100.
  143. Ryan J.W., Valido F., Benyer P., Chung A.Y., Ripka J.E. Purification and characterization of guinea pig serum aminoacylproline hydrolase (aminopeptidase P), Biochim. Biophys. Acta, 1992, V. 1119, P. 140−147.
  144. Simmons W.H., Orawski A.T. Membrane-bound aminopeptidase P from bovine lung. Its purification, properties, and degradation of bradykinin, J. Biol. Chem., 1992, V. 267, P. 4897−903.
  145. Simmons W.H., Orawski A.T. Purification and properties of membrane-bound aminopeptidase P from rat lung, Biochemistry, 1995, V. 34, P. 11 227−11 236.
  146. Bhargava S., Kulkarni G.V., Deobagkar D.D., Deobagkar D.N. Distribution of aminopeptidase P like immunoreactivity in the olfactory system and brain of frog, Microhyla ornate, Neurosci. Lett., 2006, V. 396, P. 81−85.
  147. Laurent V., Brooks D.R., Coates D., Isaac R.E. Functional expression and characterization of the cytoplasmic aminopeptidase P of Caenorhabditis elegans, Eur. J. Biochem., 2001, V. 268, P. 5430−5438.
  148. Kulkarni G.V., Deobagkar D.D. A cytosolic form of aminopeptidase P from Drosophila melanogaster: molecular cloning and characterization, J. Biochem., 2002, V. 131, P. 445−452.
  149. Hauser F., Strassner J., Schaller A. Cloning, Expression, and Characterization of Tomato (Lycopersicon esculentum) Aminopeptidase P, J. Biol. Chem., 2001, V. 276, P. 31 732−31 737.
  150. Yoshimoto Т., Tone H., Honda Т., Osatomi K., Kobayashi R., Tsuru D. Sequencing and high expression of aminopeptidase P gene from Escherichia coli HB101, J. Biochem., 1989, V. 105, P. 412−416.
  151. Arima J., Uesugi Y., Iwabuchi M., Hatanaka T. Streptomyces aminopeptidase P: biochemical characterization and insight into the roles of its N-terminal domain, Protein Eng. Des. Sel., 2008, V. 21, P. 45−53.
  152. Yoshimoto Т., MurayamaN., Honda Т., Tone H, Tsuru D. Cloning and expression of aminopeptidase P gene from Escherichia coli HB101 and characterization of expressed enzyme, J. Biochem., 1988, V. 104, P. 93−97.
  153. Harbeck H.T., Mentlein R. Aminopeptidase P from rat brain. Purification and action on bioactive peptides, Eur. J. Biochem., 1991, V. 198, P. 451−458.
  154. Vanhoof G., De Meester I., Goossens F., Hendriks D., Scharpe S., Yaron A. Kininase activity in human platelets: cleavage of the Argl-Pro2 bond of bradykinin by aminopeptidase P, Biochem. Pharmacol., 1992, V. 44, P. 479−487.
  155. Hooper N.M., Hryszko J., Turner A J. Purification and characterization of pig kidney aminopeptidase P. A glycosyl-phosphatidylinositol-anchored ectoenzyme, Biochem. J., 1990, V. 267, P. 509−515.
  156. Prechel M.M., Orawski A.T., Maggiora L.L., Simmons W.H. Effect of a new aminopeptidase P inhibitor, apstatin, on bradykinin degradation in the rat lung, J. Pharmacol. Exp. Ther., 1995, V. 275, P. 1136−1142.
  157. Maggiora L.L., Orawski A.T., Simmons W.H. Apstatin analogue inhibitors of aminopeptidase P, a bradykinin-degrading enzyme, J. Med. Chem, 1999, V. 42, P. 2394−2402.
  158. Yoshimoto Т., Orawski A.T., Simmons W.H. Substrate specificity of aminopeptidase P from Escherichia coli: comparison with membrane-bound forms from rat and bovine lung, Arch. Biochem. Biophys., 1994, V. 311, 28−34.
  159. Orawski' A.T., Simmons W.H. Purification and properties of membrane-bound aminopeptidase P from rat lung, Biochemistry, 1995, V. 34, P. 11 227−11 236.
  160. Wilce M.C.J., Bond C.S., Dixon N.E., Freeman H.C., Guss J.M., Lilley P.E., Wilce J.A. Structure and mechanism of a proline-specific aminopeptidase from Escherichia coli, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1998, V. 95, P. 3472−3477.
  161. Graham S.C., Maher M.J., Simmons W.H., Freeman H.C., Guss J.M. Structure of Escherichia coli aminopeptidase P in complex with the inhibitor apstatin, Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr., 2004, V. 60, P. 1770−1779.
  162. Graham S.C., Bond C.S., Freeman H.C., Guss J.M. Structural and functional implications of metal ion selection in aminopeptidase P, a metalloprotease with aIdinuclear metal center, Biochemistry, 2005, V. 44, P. 13 820−13 836.
  163. W. Т., Matthews B. W. Metalloaminopeptidases: common functional themes in disparate structural surroundings, Chem. Rev., 2002, V. 102, P. 4581−4607.
  164. D’Souza V.M., Bennett В., Copik A.J., Holz R.C. Divalent metal binding properties of the methionyl aminopeptidase from Escherichia coli, Biochemistry, 2000, V. 39, P. 3817−3826.
  165. Cottrell G.S., Hooper N.M., Turner A.J. Cloning, expression, and characterization of human cytosolic aminopeptidase P: a single manganese (II)-dependent enzyme, Biochemistry, 2000, V. 39, P. 15 121−15 128.
  166. Cosper N.J., D’Souza V.M., Scott R.A., Holz R.C. Structural evidence that the methionyl aminopeptidase from Escherichia coli is a mononuclear metalloprotease, Biochemistry, 2001, V. 40, P. 13 302−13 309.
  167. Lasch J., Koelsch R., Steinmetzer Т., Neumann U., Demuth H.-U. Enzymic properties of intestinal aminopeptidase P: a new continuous assay, FEBS Lett., 1988, V. 227, P. 171−174.
  168. Linz W., Wiemer G., Gohlke P., Unger Т., Scholkens B.A. Contribution of kinins to the cardiovascular actions of angiotensin-converting enzyme inhibitors, Pharmacol. Rev., 1995, V. 47, P. 25−49.
  169. Hendriks D., De Meester I., Umiel Т., Vanhoof G., van Sande M., Scharpe S., Yaron A. Aminopeptidase P and dipeptidyl peptidase IV activity in human leukocytes and in stimulated lymphocytes, Clin. Chim. Acta, 1991, V. 196, P. 87−96.
  170. Kitamura S., Carbini L.A., Carretero O.A., Simmons W.H., Scicli A.G. Potentiation by aminopeptidase P of blood pressure response to bradykinin, Br. J. Pharmacol., 1995, V. 114, P. 6−7.
  171. Yoshimoto Т., Matsubara F., Kawano E., Tsuru D. Prolidase from bovine intestine: purification and characterization, J. Biochem., 1983, V. 94, P. 1889−1896.
  172. Browne P., O’Cuinn G. The purification and characterization of a proline dipeptidase from guinea pig brain, J. Biol. Chem., 1983, V. 258, P. 6147−6154.
  173. Ни M., Cheng Z., Zheng L. Functional and Molecular Characterization of Rat Intestinal Prolidase, Pediatr. Res., 2003, V. 53, P. 905−914.
  174. Suga К., Kabashima Т., Ito К., Tsuru D., Okamaura H., Katoaka J., Yoshimoto T. Prolidase from Xanthomonas maltophilicr. purification and characterization of the enzyme, Biosci. Biotechnol. Biochem., 1995, V. 59, P. 2087−2090.
  175. Ohhashi Т., Ohno Т., Arata J., Sugahara K., Kodama H. Characterization of prolidase I and II from erythrocytes of a control, a patient with prolidase deficiency and her mother, Clin. Chim. Acta, 1990, V. 187, P. 1−10.
  176. Liu G., Nakayama K., Awata S., Tang S., Kitaoka N., Manabe M., Kodama H. Prolidase isoenzymes in the rat: their organ distribution, developmental change and specific inhibitors, Pediatr. Res., 2007, V. 62, P. 54−59.
  177. Myara I. Effect of long preincubation on the two forms of human erythrocyte prolidase, Clin. Chim. Acta, 1987, V. 170, P. 263−270.
  178. Mock W.L., Green P.C., Boyer K.D. Specificity and pH dependence for acylproline cleavage by prolidase, J. Biol. Chem., 1990, V. 265, P. 19 600−19 605.
  179. Butterworth J., Priestman D. Substrate specificity of manganese-activated prolidase in control and prolidase-deficient cultured skin fibroblasts, J. Inherit. Metab. Dis., 1984, V. 7, P. 32−34.
  180. Maher MJ.1, Ghosh M., Grunden A.M., Menon A.L., Adams M.W., Freeman H.C., Guss J.M. Structure of the prolidase from Pyrococcus furiosus, Biochemistry, 2004, V. 43, P. 2771−2783.
  181. Der Kaloustian V.M., Freij В J., Kurban A.K. Prolidase deficiency: an inborn error of metabolism with major dermatological manifestations, Dermatologica, 1982, V. 164, P. 293−304.
  182. Tanoue A., Endo F., Matsuda I. Structural organization of the gene for human prolidase (peptidase D) and demonstration of a partial gene deletion in a patient with prolidase deficiency, J. Biol. Chem., 1990, V. 265, P. 11 306−11 311.
  183. Tanoue A., Endo F., Awata H., Matsuda I. Abnormal mRNA and inactive polypeptide in a patient with prolidase deficiency, J. Inherit. Metab. Dis., 1991- V. 14, P. 777−782.
  184. Maxwell S.A., Rivera A. Proline oxidase induces apoptosis in tumor cells, and its expression is frequently absent or reduced in renal carcinomas, J. Biol. Chem., 2003, V. 278, P. 9784−9789.
  185. Davis C., Smith E.L. Partial purification and specificity of iminodipeptidase, J. Biol. Chem., 1953, V. 200, P. 373−384.
  186. Mayer H., Nordwig A. The cleavage of prolyl peptides by kidney peptidases. Purification of iminodipeptidase (prolinase), Z. Physiol. Chem., 1973, V. 354, P. 371 379.
  187. Akrawi A.F., Bailey G.S. Purification and specificity of prolyl dipeptidase from bovine kidney, Biochim. Biophys. Acta, 1976, V. 422, P. 170−178.
  188. Priestman D.A., Butterworth J. Prolinase and non-specific dipeptidase of human kidney, Biochem. J., 1985, V. 231, P. 689−694.
  189. Lenney J.F. Human cytosolic carnosinase: evidence of identity with prolinase, a nonspecific dipeptidase, Biol. Chem. Hoppe-Seyler, 1990, V. 371, P. 167−171.
  190. Lenney J.F. Separation and characterization of two carnosine-splitting cytosolic dipeptidases from hog kidney (carnosinase and non-specific dipeptidase), Biol. Chem. Hoppe-Seyler, 1990, V. 371, P. 433−440.
  191. Das M, Radhakrishnan A.N. Glycyl-L-leucine hydrolase, a versatile 'master' dipeptidase from monkey small intestine, Biochem J., 1973, V. 135, P. 609−615.
  192. Plancot M.T., Han K.K. Purification and characterization of an intracellular dipeptidase from Mycobacteriumphlei, Eur. J. Biochem., 1972, V. 28, P. 327−333.
  193. Lenney J.F., Peppers S.C., Kucera-Orallo C.M., George R.P. Characterization of human tissue carnosinase, Biochem. J., 1985, V. 228, P.653−660.
  194. Peppers S.C., Lenney J.F. Bestatin inhibition of human tissue carnosinase, a nonspecific cytosolic dipeptidase, Biol. Chem. Hoppe Seyler, 1988, V. 369, P. 1281−1286.
  195. Kunze N., Kleinkauf H., Bauer K. Characterization of two carnosine-degrading enzymes from rat brain. Partial purification and characterization of a carnosinase and a beta-alanyl-arginine hydrolase, Eur. J. Biochem., 1986, V. 160, P. 605−613.
  196. Wang W., Liu G., Yamashita K., Manabe M., Kodama H. Characteristics of prolinase against various iminodipeptides in erythrocyte lysates from a normal human and a patient with prolidase deficiency, Clin. Chem. Lab. Med., 2004, V. 42, P. 1102−1108.
  197. Rowsell S., Pauptit R.A., Tucker A.D., Melton R.G., Blow D.M., Brick P. Crystal structure of carboxypeptidase G2, a bacterial enzyme with applications in cancer therapy, Structure, 1997, V. 5, P. 337−347.
  198. K., Niijima A., Yamano Т., Otani H., Okumura N., Tsuruila N., Nakai M., Kiso Y. (2003) Possible role of Lcarnosine in the regulation of blood glucose through controlling autonomic nerves. Exp. Biol. Med., V. 228, P. 1138−1145.
  199. Imai K., Nagatsu Т., Yajima Т., Maeda N., Kumegawa M., Kato T. Developmental changes in the activities of prolinase and prolidase in rat salivary glands, and the effect of thyroxine administration, Mol. Cell. Biochem., 1982, V. 42, P. 31−36.
  200. Miech G., Myara I., Mangeot M., Voigtlander V., Lemonnier A. Prolinase activity in prolidase-deficient fibroblasts, J. Inherit. Metab. Dis., 1988, V. 11, P. 266−269.
  201. Dehm P., Nordwig A. The cleavage of prolyl peptides by kidney peptidases. Partial purification of an «X-prolyl-aminopeptidase» from swine kidney microsomes, Eur. J. Biochem., 1970, V. 17, P. 364−371.
  202. Hedeager-Sorensen S., Kenny A.J. Proteins of the kidney microvillar membrane. Purification and properties of carboxypeptidase P from pig kidneys, Biochem. J., 1985, V. 229, P. 251−257.j
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!