Расшифровка структур геномов как основа изучения особенностей метаболизма, путей эволюции и биоразнообразия архей

выводы.

1. Определены полные структуры геномов термофильных архей Acidolobus saccharovorans, Fervidicoccus fontis, Desulfurococcus kamchatkensis, Thermogladius cellulolyticus, Vulcanisaeta moutnovskia, Thermoproteus uzoniensis, Pyrobaculum sp. 1860, Thermofilum carboxydotrophus, и Thermococcus sibiricus.

2. Анализ геномов кренархей Desulfurococcus kamchatkensis и Thermogladius cellulolyticus, представляющих порядок Desulfurococcales, показал, что эти микроорганизмы обладают комплексом ферментов, которые могут обеспечивать гидролиз белковых субстратов и некоторых полисахаридов. В геномах D. kamchatkensis и T. cellulolyticus отсутствуют гены ключевых ферментов цикла трикарбоновых кислот, что ограничивает возможности метаболизма этих архей брожением и не позволяет им полностью окислять органические субстраты.

3. Анализ генома кренархей Fervidicoccus fontis, представителя порядка Fervidicoccales, показал, что эта архея обладает специализированным типом метаболизма, осуществляя гидролиз высокополимерных белковых субстратов и их сбраживание с образованием ацетата и водорода.

4. Анализ генома кренархей Acidolobus saccharovorans подтвердил правомерность выделения этого микроорганизма в новый порядок Acidilobales филума Crenarchaeota. В геноме были выявлены пути Эмбдена-Мейергофа и Энтнера-Дудорова метаболизма глюкозы и путь бета-окисления жирных кислот. Наличие окислительного цикла трикарбоновых кислот и ферментативных комплексов, осуществляющих восстановление серы, позволяет Acidolobus saccharovorans помимо сбраживания органических субстратов осуществлять их полное окисление в процессах анаэробного дыхания в присутствии внешних акцепторов электронов. Репликация хромосомы А. saccharovorans инициируется с двух сайтов инициации репликации и является двунаправленной.

5. Бета-гликозидаза ASAC1390 из кренархей Acidolobus saccharovorans является многофункциональным ферментом, обладающим бета-гликозидазной, бета-галактозидазной, бета-ксилозидазной и бета-маннозидазной активностями.

6. Анализ геномов кренархей Vulcanisaeta moutnovskia, Thermoproteus uzoniensis и Pyrobaculum sp. 1860 порядка Thermoproteales показал, что эти микроорганизмы могут осуществлять окисление органических субстратов в присутствии внешних акцепторов электронов и автотрофно фиксировать СО2. Геномы этих архей кодируют пути Эмбдена-Мейергофа и Энтнера-Дудорова метаболизма глюкозы. Геномные данные указывают на способность РугоЪасиЫт ер. 1860 использовать широкий спектр акцепторов электронов, в том числе оксид железа и нитрат.

7. Анализ генома кренархеи Ткегто/йит сагЬохуйоКорИш порядка ТЬегшорго1еа1е8 показал, что эта архея адаптирована к использованию низкомолекулярных продуктов жизнедеятельности других микроорганизмов. В её геноме отсутствуют гены ферментов путей биосинтеза многих метаболитов. Способность ТИегто/Иит сагЬохуд-оггоркт к росту на СО с образованием Нг и СО2 обеспечивается мембран-связанной СО-дегидрогеназой, кластер генов которой получен путем горизонтального переноса.

8. В результате анализа генома термофильной эуриархеи Ткегтососсиз зШпст, выделенной из пластовых вод нефтяного резурвуара в Западной Сибири, были выявлены пути метаболизма, с помощью которых эта архея может использовать различные органические субстраты, включая белки, липиды и полисахариды. Гены ферментов гидролиза полисахаридов и транспорта Сахаров в клетку локализованы в геноме в виде кластеров, приобретенных в результате горизонтального переноса. Особенности метаболизма Т. зШпсш подтверждают предположение об аборигенном происхождении этой археи из пластовых вод нефтяного резервуара Юрского периода и объясняют ее выживание в этой изолированной экологической нише со времени ее образования.

9. Методом пиросеквенирования фрагментов гена 16Б рРНК определены составы микробных сообществ семи термальных источников кальдеры вулкана Узон, различающихся температурой и рН воды. Наибольшее разнообразие автотрофных и гетеротрофных микроорганизмов при отсутствии доминирования какой-либо одной группы обнаружено в воде источника Заварзина, имеющего нейтральный рН и умеренно-высокую температуру воды (55−58°С). В высокотемпературном нейтральном источнике «Бурлящий» (90−94°С, рН 6.2) доминируют две группы хемолитоавтотрофных микроорганизмов, — бактерии АциШса1е8 и археи РугоЬасиШт. В источниках с низким рН археи составляют большинство микроорганизмов. В источнике с температурой около 50 °C преобладают различные линии архей, не имеющие культивируемых представителей, в кислых источниках с температурой 6090 °C — ацидофильные кренархеи порядков БиИЫоЬаЬз и Ас1сШоЬа1е5.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

1. Скрябин К. Г., Марданов А. В., Кубланов И. В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В. Определение полной нуклеотидной последовательности генома гипертермофильного микроорганизма. // Доклады Академии наук. 2008 Т. 421. С. 204 206.

2. Смагин В. А., Марданов А. В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В. Выделение и характеристика новой термостабильной ДНК-лигазы из архей рода Themococcus. // Прикладная биохимия и микробиология. 2008. Т. 45. С. 523−528.

3. Ravin N.V., Mardanov A.V., Beletsky A.V., Kublanov I.V., Kolganova T.V., Lebedinsky A.V., Chernyh N.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Skryabin K.G. Complete genome sequence of the anaerobic, protein-degrading hyperthermophilic crenarchaeon Desulfurococcus kamchatkensis. //J. Bacteriol. 2009. V. 191. P. 2371−2379.

4. Kublanov I.V., Bidjieva S.Kh., Mardanov A.V., Bonch-Osmolovskaya E.A. Desulfurococcus kamchatkensis sp. nov., a novel hyperthermophilic protein-degrading archaeon isolated from a Kamchatka hot spring. // Int. J. Syst. Evol. Micr. 2009. V. 59. P.1743−1747.

5. Mardanov A.V., Ravin N.V., Svetlitchnyi V.A., Beletsky A.V., Miroshnichenko M.L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Skryabin K.G. Metabolic versatility and indigenous origin of the archaeon Thermococcus sibiricus, isolated from a Siberian oil reservoir, as revealed by genome analysis. // Appl. Environ. Microbiol. 2009. V. 75. P. 4580−4588.

6. Stekhanova T.N., Mardanov A.V., Bezsudnova E.Y., Gumerov V.M., Ravin N.V., Skryabin K.G., Popov V.O. Characterization of a thermostable short-chain alcohol dehydrogenase from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus sibiricus. II Appl. Environ. Microbiol. 2010. V. 76. P. 4096−4098.

7. Lyashenko A.V., Bezsudnova E.Y., Gumerov V.M., Lashkov A.A., Mardanov A.V., Mikhailov A.M., Popov V.O., Ravin N.V., Skryabin K.G., Stekhanova T. N, Kovalchuk M.V. Expression, purification and crystallization of a thermostable short-chain alcohol dehydrogenase from archaeon Thermococcus sibiricus. II Acta Crystallogr. Sect. F Struct. Biol. Cryst. Commun. 2010. V. 66. P. 655−657.

8. Марданов A.B., Гумеров B.M., Белецкий A.B., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В., Скрябин К. Г. Характеристика биоразнообразия термофильного микробного сообщества методом параллельного пиросеквенирования. // Доклады Академии наук. 2010. Т. 432. С. 544−548.

9. Mardanov A.V., Svetlitchnyi V.A., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. The genome sequence of the crenarchaeon.

Acidilobus saccharovorans supports a new order, Acidilobales, and suggests an important ecological role in terrestrial acidic hot springs. // Appl. Environ. Microbiol. 2010. V. 76. P. 5652−5657.

10. Perevalova A.A., Bidzhieva S.K., Kublanov I.V., Hinrichs K.U., Liu X.L., Mardanov A.V., Lebedinsky A.V., Bonch-Osmolovskaya E.A. Fervidicoccus fontis gen. nov., sp. nov., a novel anaerobic thermophilic crenarchaeote from hot springs in Kamchatka, and proposal of Fervidicoccaceae fam. nov. and Fervidicoccales ord. nov. // Int J Syst Evol Microbiol. 2010. V. 60. P. 2082;2088.

11. Gumerov V.M., Mardanov A.V., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. Complete genome sequence of «Vulcanisaeta moutnovskia» strain 768−28, a novel member of the hyperthermophilic crenarchaeal genus Vulcanisaeta. //J. Bacteriol. 2011. V. 193. P. 2355−2356.

12. Гумеров B.M., Марданов A.B., Белецкий A.B., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В. Молекулярный анализ биоразнообразия микроорганизмов в источнике Заварзина, кальдера Узон, Камчатка // Микробиология. 2011. Т. 80. С. 258−265.

13. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Beletsky A.V., Perevalova A.A., Karpov G.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. Uncultured archaea dominate in the thermal groundwater of Uzon Caldera, Kamchatka. // Extremophiles. 2011. V. 15(3). P. 365−372.

14. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. Complete genome sequence of the thermoacidophilic crenarchaeon Thermoproteus uzoniensis 768−20. // J. Bacteriol. 2011. V. 193. P. 3156−3157.

15. Голубев С. С., Кононогов С. А., Кудеяров Ю. А., Марданов А. В., Николаева П. Ю., Равин Н. В., Скрябин К. Г. Метрологическое обеспечение секвенирования молекул ДНК. // Измерительная техника. 2012. Т. 3. С. 64−68.

16. Слуцкая Э. С., Безсуднова Е. Ю., Марданов А. В., Гумеров В. М., Ракитина Т. В., Попов В. О., Липкин В. М. Характеристика новой М42 аминопептидазы из кренархеи Desulfurococcus kamchatkensis. II Доклады Академии наук. 2012. Т. 442. С. 551−554.

17. Гумеров В. М., Марданов А. В., Колосов П. М., Равин Н. В. Выделение и характеристика липазы из термоалкалофильной бактерии Thermosyntropha lipolytica. II Прикладная биохимия и микробиология. 2012. Т. 48. С. 376−382.

18. Слуцкая Э. С., Безсуднова Е. Ю., Марданов А. В., Сафенкова И. В., Клейменов С. Ю., Чеботарева Н. А., Гумеров В. М., Равин Н. В., Скрябин К. Г., Попов В. О. Fe-зависимая супероксиддисмутаза из новой термоацидофильной кренархеи Acidilobus saccharovorans: от гена до активного фермента. // Биохимия. 2012. Т. 77. С. 1681−1692.

19. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Slobodkina G.B., Beletsky A.V., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. Complete genome sequence of strain 1860, a crenarchaeon of the genus Pyrobaculum able to grow with various electron acceptors. // J. Bacterid. 2012. V. 194. P. 727−728.

20. Mardanov A.V., Kochetkova T.V., Beletsky A.V., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. Complete genome sequence of the hyperthermophilic cellulolytic crenarchaeon «Thermogladius cellulolyticus» 1633 // J. Bacteriol. 2012. V. 194. P. 44 464 447.

21. Марданов A.B., Равин H.B. Роль геномики в исследовании разнообразия и эволюции архей. // Биохимия. 2012. Т. 77. С. 965−980.

Патенты.

22. Смагин В. А., Марданов А. В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В. (2010) Термостабильная ДНК-лигаза из археи рода Thermococcus, способ ее получения и нуклеотидная последовательность ДНК, кодирующая эту ДНК-лигазу. Патент РФ № 2 405 823 от 10.12.2010 г.

23. Смагин В. А., Марданов А. В., Прокофьева М. И., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н. В. (2011) Термостабильная ДНК-лигаза из археи рода Acidilobus. Патент РФ № 2 413 767 от 10.03.2011 г.

24. Безсуднова Е. Ю., Бонч-Осмоловская Е.А., Гумеров В. М., Марданов А. В., Попов В. О., Равин Н. В., Скрябин К. Г., Стеханова Т. Н. (2011) Термостабильная алкогольдегидрогеназа из археи Thermococcus sibiricus. Патент РФ № 2 413 766 от 10.03.2011 г.

Избранные материалы конференций.

25. Mardanov A.V., Smagin V.A., Е.А. Bonch-Osmolovskaya, Ravin N.V. Isolation of new thermostable DNA ligase from the archaeon Thermococcus. Abstracts of the II International Conference on Environmental, Industrial and Applied Microbiology (BioMicroWorld2007), Seville, Spain. 2007. P. 21.

26. Mardanov, A., Bonch-Osmolovskaya, E., Ravin, N. Molecular analysis of microbial communities from hydrothermal environments of Kamchatka volcanic area in Russia. Abstracts of the workshop on metabolomics and environmental biotechnology, Palma de Mallorca, Spain. 2008. P13.

27. Gumerov V.M., Mardanov A.V., Chernyh N.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. (2009) Microbial community of high-temperature spring «Burluashy» of Uzon Caldera,.

Kamchatka peninsula. Abstracts of the 10th International Symposium on Bacterial Genetics and Ecology BAGECO-IO, Uppsala, Sweden. 2010. P.210.

28. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. (2010) Molecular analysis of microbial communities of hydrothermal environments of Uzon Caldera. Abstracts of the International Workshop «Biodiversity, molecular biology and biogeochemistry of thermophiles», Petropavlovsk-Kamchatsky, Russia. 2010. P. 18.

29. Ravin N.V., Mardanov A.V., Bonch-Osmolovskaya E.A., Skryabin K.G. Complete genome sequences of ten hyperthermophilic archaea reveal their metabolic capabilities and possible ecological roles. Abstracts of the international conference «Extremophiles 2010», Azores, Portugal. 2010. P. 185.

30. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V. Microbial diversity of thermal springs of Uzon Caldera, Kamchatka, as revealed by 454 pyrosequencing. Abstracts of the international conference «Extremophiles 2010», Azores, Portugal. 2010. P. 250.

31. Марданов A.B., Равин H.B. Расшифровка геномов термофильных архей: фундаментальные и прикладные аспекты. Тезисы I международной научно-практической конференции «Постгеномные методы анализа в биологии, лабораторной и клинической медицине», Москва, Россия. 2010. С. 86.

32. Mardanov A.V., Bonch-Osmolovskaya Е.А., Ravin N.V. (2011) Complete genome sequences of new crenarchaeones isolated from hot springs of Kamchatka revealed their metabolic potentials and possible ecological roles. Abstracts of the 11th International Symposium on Bacterial Genetics and Ecology BAGECO-11, Corfu, Greece. 2011. P. 58.

33. Марданов А. В., Кадников B.B., Равин H.B. Геномика и метагеномика экстремофильных микроорганизмов. Тезисы II международной научно-практической конференции «Постгеномные методы анализа в биологии, лабораторной и клинической медицине: геномика, протеомика, биоинформатика», Новосибирск, Россия. 2011. С. 64.

34. Mardanov A.V., Kadnikov V.V., Gumerov V.M., Ravin N.V. Advances in genomic and metagenomic studies of extremophilic microoganisms. Abstracts of the Eight international conference on bioinformatics of genome regulation and structure/systems biology (BGRS/SB' 12), Новосибирск, Россия. 2012. P. 198.

35. Mardanov A.V., Kadnikov V.V., Ravin N.V. The impact of genomics on research in diversity and evolution of thermophilic microorganisms. Тезисы 3-й Московской международной конференции «Молекулярная филогенетика MolPhy-З», Москва, Россия. 2012. Р. 21.

36. Mardanov A.V., Kadnikov V.V., Ravin N.V. Metagenomic analysis of microbial community inhabiting the deep subsurface thermal waters in Western Siberia. Abstracts of the 14th International Symposium on Microbial Ecology — ISME14, Copenhagen, Denmark. 2012. P. 905.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В рамках диссертационной работы определены полные структуры геномов 9 термофильных архей, представляющих различные филогенетические группы, в основном кренархей. На момент начала работы, в 2008 г., было просеквенировано всего около 50 полных геномов архей, причем большинство из них представляли всего несколько филогенетических групп, — метаногены, галофилы, термофильные архей порядков Ткегтососса1е$ и 5и1/о1оЬа1е.ч. Для большинства остальных групп архей, в первую очередь термофильных кренархей, геномные данные отсутствовали либо были доступны для одного-двух представителей, что ограничивало наши знания о биологии этих организмов.

В качестве объектов исследования нами были выбраны новые виды термофильных архей из коллекции микроорганизмов, выделенных сотрудниками лаборатории гипертермофильных микробных сообществ Института микробиологии РАН. Анализ геномов двух архей, Ас1йо1оЪт яасскагоуогат и Регу1сИсосст /опШ, подтвердил, что эти микроорганизмы представляют два новых порядка кренархей (АыйПвЬсЛвь и? е^'кИсосса1ен), наряду с тремя ранее известными порядками {Рет1^гососса1е$, Би1/о1оЬа1е5 и Ткегторго1еа1ез). Другие архей были выделены из неисследованных экологических ниш и/или имели необычные пути метаболизма {Оеяи^игососсш катсЬ. а1кет18, ТИегтососст з№тсш, Уи1сап$ае1а тоШпоузЫа, Ткегторгогеия иготет18, РугоЪасиЫт ер. 1860, ТИеппо/Ишп сагЬохус1о1гор1ш$, Thermogladius сеИиЫуйст). Две из них представляли порядок ОехиЦигососсаЫя, триТ1гегторго1еа1ез, и одна архея, ТИегтососсиз яШпсш, — эуриархейный порядок Т/гегтососсакя.

Расшифровка и анализ геномов этих архей и сравнение полученных данных с результатами других геномных проектов позволило не только охарактеризовать конкретные организмы, но и выявить ряд закономерностей и общих характеристик отдельных линий архей. Наконец, проведенный молекулярный анализ термальных источников с различными физико-химическими характеристиками дал дополнительную информацию о распространении в природе и вероятной экологической роли этих микроорганизмов.

Кренархей порядка Ткегторго1еа1е$ занимают ближайшее к «корню» положение на филогенетическом дереве кренархей и отличаются от остальных кренархей особенностью молекулярных механизмов ряда важных генетических процессов. Например, клеточное деление у Ткегторгогеа1е5 обеспечивается системой с использованием актинов, а у остальных кренархей (включая АсгйНоЪсйез и.

Регуісіісоссаіез) — системой СсіуАВС, родственной эукариотической ЕБСКТ-Ш. Тем не менее, несмотря на эволюционную древность, ТкегторгоіеаІе5 имеют сравнительно крупные геномы (1.8−2.4 млн. нт.) и обладают разнообразными системами автотрофного и гетеротрофного метаболизма (кроме Тігегто/ііит — см. ниже). Возможность автотрофного роста в присутствии водорода и серы обеспечивается короткой электрон-транспортной цепью, включающей мембран-связанные гидрогеназу и серо-редуктазу. У некоторых организмов, видимо, обитающих в богатых органикой экологических нишах, например, V. тошпоузкіа, соответствующие гены были утрачены в результате делеций. Автотрофная фиксация углерода может осуществляться в дикарбоксилат/4-гидроксибутиратном цикле, наличие которого является специфичной чертой Тііегторгоґеаіез.

Fervidicoccus fontis Kam940 Fervid icoccales.

— Acidilobus saccharovorans 345−15.

— Caldisphaera.

Acidilobales.

— Aeropyrum pernix K1.

— Ignicoccus hospitalis KIN4/I.

— Pyrolobus fumarii 1A Hyperthermus butylicus DSM 5456.

Staphylothermus marinus F1.

— Thermogladius cellulolyticus 1633.

— Thermosphaera aggregans DSM 11 486.

— Desulfurococcus kamchatkensis 1221n.

Desulfurococcales.

Sulfolobales.

100 Thermofilum carboxydotrophus Thermofilum pendens Hrk 5 100 J— Vulcanisaeta distributa DSM 14 429.

— Vulcanisaeta moutnovskia 768−28 Caldivirga maquilingensis 1С-167.

— Thermoproteus tenax Kra 1.

— Thermoproteus uzoniensis 768−20 Pyrobaculum calidifontis JCM 11 548.

— Pyrobaculum aerophilum str. IM2.

— Pyrobaculum sp. 1860.

Thermococcus sibiricus MM 739.

Thermo proteales.

0.05.

Рисунок 7.1. Филогенетическое дерево, построенное на основании контактенированных последовательностей 53 рибосомных белков, построенное методом Neighbour-joining. Aeropyrum pernix в соответствии с существующей таксономией архей показан как представитель порядка Desulfurococcales. Цифры у ветвей указывают бутстреп-поддержку (100 реплик).

Геномы всех Т1гегторго1еа1е8 кодируют набор секретируемых гидролитических ферментов, способных гидролизовать белковые субстраты и полисахариды. Для утилизации образующейся в результате метаболизма Сахаров глюкозы в геномах кодируются ферменты сразу двух гликолитических путей — Эмбдена-Мейергофа и Энтнера-Дудорова. В большинстве кренархей, за исключением АысШоЪсйез, используется только один из этих путей (путь Энтнера-Дудорова — у 8и1/о1оЬа1ея, путь Эмбдена-Мейергофа — у других кренархей). Для утилизации жирных кислот, образующихся в результате гидролиза липидов, геномы ТкегторШеа1е8 кодируют набор ферментов цикла бета-окисления. Еще одной особенностью Ткегторго1еа1ез является их способность не только сбраживать органические вещества, но и осуществлять их полное окисление в процессах анаэробного дыхания. Для этого в геномах кодируются ферменты окислительного цикла трикарбоновых кислот и разнообразные цитоплазматические и мембран-связанные оксидоредуктазы, позволяющие этим археям использовать различные акцепторы электронов. Набор этих оксидоредуктаз отличается у разных представителей Ткегторгогеа1ея. Так, ферменты сульфат-редукции имеются у СаШт^а, УШсатзаега и некоторых видов Ткегторгогет (имеется у Т. генах, но отсутствует у Т. иготет1з). Наиболее широкий спектр терминальных оксидоредуктаз кодируется геномами РугоЪасиЫт — это цитохром оксидазы разных типов, нитрат редуктазы, цитохром с нитрит редуктазы, N0-редуктазы, цитохром с редуктазы закиси азота, Ее (Ш) редуктазы цитохром с типа и молибдоптериновые оксидоредуктазы Рзг/РЬв семейства, способные восстанавливать такие соединения, как арсенат, тиосульфат и полисульфид. По-видимому, в процессе эволюции Ткегторгогеа1е$ происходили потери генов отдельных оксидоредуктаз (напр. ферментов сульфат редукции) и их приобретение в процессах горизонтального переноса и дупликации генов с последующей специализацией ферментов, в особенности у РугоЪасиЫт. Широкий спектр путей метаболизма у Ткегторгогеа1ез обуславливает их распространение в термальных источниках с различными физико-химическими характеристиками. Наиболее многочисленными они являются в нейтральном источнике с наиболее высокой температурой, «Бурлящем». По-видимому, благодаря своей способности к литоавтотрофному росту Т1гегторго1еа1е$ являются не только первичными продуцентами органических веществ, но и осуществляют их полное окисление процессах анаэробного дыхания.

Другой тип метаболизма характерен для ТНегтоЩит сагЬохуйоггоркт, -представителя рода ТкегтоЩит, образующего базовую ветвь порядка Т1гегторго1еа1е$.

Анализ генома Т. carboxydotrophus показывает, что эта архея специфически адаптирована к использованию низкомолекулярных продуктов жизнедеятельности других микроорганизмов, присутствующих в окружающей среде. Так, геном Т. carboxydotrophus практически не кодирует секретируемых в окружающую среду гидролитических ферментов, но содержит большое число внутриклеточных гидролаз и ферментов, обеспечивающих транспорт пептидов и низкомолекулярных Сахаров в клетку, в том числе ферменты фосфотрансферазной системы транспорта углеводов. Особенностью Т. carboxydotrophus является наличие ферментов, необходимых для ассимиляции глицерина, который может образовываться в результате гидролиза триглицеридов липолитическими ферментами других архей. Еще одной особенностью Т. carboxydotrophus является наличие генов, кодирующих СО-дегидрогеназу, что обеспечивает возможность гидрогеногенной карбоксидотрофии — роста на СО и Н20 с образованием Н2 и С02. Адаптация представителей рода Thermofilum к росту на продуктах метаболизма других микроорганизмов иллюстрируется тем, что культивирование Т. carboxydotrophus требует присутствия в среде дрожжевого экстракта, что указывает на потребность в сложных соединениях, а другой представитель этого рода, Т. pendens, требует для роста клеточных экстрактов археи Т. tenax. Анализ геномов Т. carboxydotrophus и Т. pendens указывает не только на отсутствие имеющихся у других Thermoproteales пути Энтнера-Дудорова и цикла трикарбоновых кислот, но и на потерю способности синтезировать многие метаболиты, в том числе пурины, большинство кофакторов и аминокислот. Такая потеря биосинтетических путей характерна для облигатных паразитов. Вероятно, более «простой» набор путей метаболизма у представителей рода Thermofilum по сравнению с другими Thermoproteales обусловлен не эволюционной древностью Thermofilum, а потерей этих путей в результате вторичной адаптации к получению необходимых метаболитов в «готовом» виде из содержащей разнообразную органику среды термального источника.

Гораздо более простыми по сравнению с Thermoproteales путями метаболизма обладают проанализированные нами представители порядка Desulfurococcales, — D. kamchatkensis и Т. cellulolyticus, что отражается и в небольших размерах их геномов (1.3−1.4 млн. нт), близких к минимальным среди свободноживущих микроорганизмов. Как и у большинства других представителей Desulfurococcales, геномы этих архей кодируют комплекс гидролитических ферментов, которые могут обеспечивать внеклеточный гидролиз сложных полимерных белковых и углеводных субстратов. В отличие от Thermoproteales, в геномах D. kamchatkensis и Т. cellulolyticus отсутствуют гены ключевых ферментов цикла трикарбоновых кислот, что ограничивает возможности метаболизма этих архей брожением и не позволяет им полностью окислять органические субстраты даже в присутствии внешнего акцептора электронов (напр. серы). В отсутствии серы акцептором электронов являются протоны в реакциях, осуществляемых мембран-связанными и/или цитоплазматическими гидрогеназами. Другие потенциальные акцепторы электронов (сульфат, нитрат, тиосульфат) не используются, что согласуется с отсутствием генов соответствующих редуктаз в геномах D. kamchatkensis и Т. cellulolyticus. Отсутствие ферментов известных циклов автотрофной фиксации углерода согласуется с неспособностью этих микроорганизмов к автотрофному росту. Согласно геномным данным D. kamchatkensis и Т. cellulolyticus могут синтезировать АТФ как за счет субстратного фосфорилирования, так и в процессе окислительного фософорилирования с помощью АТФ синтаз, использующих трансмембранный ионный градиент. Протонный градиент может создаваться за счет окисления восстановленного ферредоксина мультисубъединичными мембран-связанными комплексами, так называемыми энерго-преобразующими гидрогеназами.

Анализ генома Fervidicoccus fontis, филогенетически отнесенного к новому порядку кренархей (Fervidicoccales), показал его сходство по возможностям метаболизма с археями порядка Desulfurococcales. F. fontis имеет небольшой по размеру геном (1.319.216 нт) и обладает специализированным органотрофным метаболизмом, ориентированным на гидролиз и сбраживание белковых субстратовего геном кодирует широкий спектр протеолитических ферментов при отсутствии ферментов, обеспечивающих гидролиз полисахаридов. Пути центрального метаболизма и окислительного фосфорилирования у F. fontis такие же, как у Desulfurococcales. Видимо, подобно Thermofilum и Thermoproteales, Fervidicoccales представляют собой имеющую общее происхождение с Desulfurococcales филогенетическую линию, эволюционировавшую по пути специализации к росту на сложных белковых субстратах с потерей «ненужных» генов. Почти во всех исследованных термальных микробных сообществах Fervidicoccales присутствовали в небольших количествах за исключением источника «1884», в котором они составляли около 10% архей. Этот искусственно вырытый источник содержал горячую грунтовую воду, характеризующуюся умеренными температурой и кислотностью (50°С, рН 4.0) и высоким содержанием органических веществ.

В отличие от Fervidicoccus fontis, кренархея Acidolobus saccharovorans не только филогенетически относится к новому порядку Acidilobales, но и обладает специфическими особенностями метаболизма. Филогенетически Acidilobales наиболее близки к Desulfurococcales, но по своим путям метаболизма они скорее напоминают Thermoproteales и, в меньшей степени, Sulfolobales. Это является одним из аргументов в пользу выделения Acidilobales в «новый» порядок наряду с тремя ранее известными. Как и Thermoproteales, A. saccharovorans обладает сразу двумя путями метаболизма глюкозы — Энтнера-Дудорова и Эмбдена-Мейергофа. Другой общей чертой А. saccharovorans и Thermoproteales является наличие цикла трикарбоновых кислот, который обеспечивает полное окисление органических веществ в анаэробных условиях в присутствии внешних акцепторов электронов за счет функционирования разветвленной электрон-транспортной цепи, включающей протон-переносящий ферредоксишИАБР оксидоредуктазный комплекс, цитоплазматическую NAD (P)H:S° оксидоредуктазу и мембран-связанный серо-редуктазный комплекс. Редким свойством, не описанным у Desulfurococcales, но также характерным для Thermoproteales, является наличие цикла бета-окисления жирных кислот. Однако в отличие от Thermoproteales у A. saccharovorans отсутствуют характерный для Thermoproteales широкий спектр терминальных оксидаз, а в качестве акцептора электронов могут использоваться только сера или тиосульфат.

Анализ состава протеомы A. saccharovorans и результаты филогенетического анализа рибосомных белков показывают, что ближайшим родственником А. saccharovorans является кренархея Aeropyrum pernix, в настоящее время относимая к порядку Desulfurococcales. Эти результаты показывают, что вместе A. saccharovorans и A. pernix образуют отдельную линию, ответвляющуюся от Desulfurococcales после расхождения Desulfurococcales и Sulfolobales. A. saccharovorans и A. pernix имеют и ряд особенностей метаболизма, отличающих их от большинства Desulfurococcales, в частности, обе эти кренархеи кодируют ферменты цикла трикарбоновых кислот. Таким образом, данные полногеномного анализа показывают близкое родство А. saccharovorans с A. pernix и поддерживают классификацию Acidilobales в качестве нового порядка кренархей. Еще одной особенностью этих архей является то, что А. pernix является аэробом и кодирует цитохром-оксидазы bacтипов, а также супероксиддисмутазу как основной фермент, обеспечивающий защиту клеток от супероксид радикалов (Kawarabayasi et al., 1999). В отличие от A. pernix, А. saccharovorans является строгим анаэробом. Хотя геном A. saccharovorans кодирует субъединицы DoxDA цитохром с оксидазы ааЗ типа, гены остальных субъединиц (DoxBCEF) отсутствуют, что может указывать на потерю способности к аэробному росту. Кодируемая цитохром bd оксидаза вероятнее всего участвует в реакциях детоксификации кислорода, используя электроны анаэробной дыхательной цепи для восстановления Ог. Тем не менее, как и A. pernix, A. saccharovorans использует для защиты от супероксид радикалов супероксиддисмутазу, а не супероксидредуктазу, как большинство анаэробов. Вероятно, предшественники Acidilobales были аэробными или факультативно анаэробными микроорганизмами, а впоследствии способность к аэробному росту сохранилась у A. pernix, но была потеряна у A. saccharovorans.

Молекулярный анализ микробных сообществ термальных источников кальдеры Узона показал широкое распространение Acidilobales в кислых горячих источниках при температурах от 60 °C до 90 °C и рН в диапазоне от 3.5 до 5.6. Вместе с Sulfolobales они составляли большинство архей в этих источниках, а в источнике «1818» (80°С, рН 3.5) являлись доминирующей группой. Физиологические функции, предсказанные на основе геномного анализа A. saccharovorans, и широкая распространенность Acidilobus подтверждают их важную экологическую роль в анаэробных микробных сообществах кислых горячих источников. Органические вещества, образующиеся в результате жизнедеятельности литоавтотрофных микроорганизмов или поступающие извне, служат субстратами для органотрофных термоацидофилов. Представители Acidilobales могут завершать анаэробный цикл углерода, не только расщепляя сложные полимерные субстраты, но и осуществляя минерализацию органических веществ в процессах анаэробного дыхания. В отличие от мезофильных микробных сообществ, в которых процесс анаэробного разложения органических субстратов состоит из нескольких стадий, которые осуществляют разные группы микроорганизмов (гидролиз, ферментация, синтрофные реакции и конечное окисление), в высокотемпературных условиях он может быть осуществлен всего одной группой микроорганизмов, Thermoproteales — в нейтральных горячих источниках и Acidilobales — в кислых.

Проведенный нами анализ полных геномных последовательностей выявил не только особенности метаболизма исследуемых микроорганизмов, но и пути их приобретения и потери. Наряду с упоминавшимися выше примерами утраты функциональных генов, не востребованных в специализированных экологических нишах, анализ геномов выявил примеры приобретения функций за счет дупликации генов с последующей специализацией (например, протяженные кластеры генов гликозил-трансфераз в геноме Т. cellulolyticus) и горизонтального переноса из других организмов. В некоторых специализированных экологических нишах частота горизонтального переноса генов может быть достаточно высокой даже между эволюционно удаленными группами микроорганизмов. Примером является интенсивный перенос генов между Sulfolobales и Acidilobales, сосуществующими в кислых горячих источниках, выявленный в результате анализа генома А. saccharovorans. Набор горизонтально переносимых генов включает в основном различные гидролитические ферменты и транспортные белки. Другим примером могут служить кластеры генов гидролиза полисахаридов и транспорта мономеров в клетку, которые локализованы в геноме Т. sibiricus в виде «островков», отсутствующих у близкородственных видов и, вероятно, приобретенных в результате горизонтального переноса от термофильных сахаролитических бактерий.

Анализ геномов архей выявил ряд особенностей генетических процессов на молекулярном уровне. Прежде всего, отметим обнаружение двух функционирующих сайтов инициации репликации в геноме A. saccharovorans. Один из этих сайтов, oriC2, расположен вблизи гена, кодирующего архейный инициаторный белок WhiP, гомолог эукариотического белка Cdtl (Robinson and Bell, 2007). WhiP гены были найдены в некоторых архейных геномах, и во всех случаях они ассоциированы с oriC2 -подобными сайтами инициации репликации. WhiP гены и oriC2 — подобные сайты присутствуют в геномах Sulfolobales и некоторых (но не всех) представителей Desulfurococcales (Robinson and Bell, 2007), но отсутствуют у представителей наиболее эволюционно древней ветви кренархей, Thermoproteales, а также у Fervidicoccales. Филогенетический анализ WhiP белков показал, что их филогения практически совпадает с филогенией кренархей, определенной по последовательностям 16S рРНК или рибосомных белков, что указывает на приобретение этой функции на раннем этапе эволюции, а не в результате интеграции вирусов и горизонтального переноса генов, как это было предложено ранее (Robinson and Bell, 2007). Вероятно, whiP / oriC2 модуль был приобретен общим предшественником Sulfolobales и Desulfurococcales (после ответвления Thermoproteales), а затем был утрачен в некоторых линиях Desulfurococcales и у F. fontis.

Анализ определенных нами геномов архей показал, что значительная доля генов каждого из просеквенированных организмов (20−30%) не имеют гомологов в базах данных или гомологичны только генам близкородственных организмов, функции которых также неизвестны. Часто такие гены встречаются в виде кластеров, включающих до нескольких десятков генов. Одним из возможных объяснений является гипотеза о плазмидном или вирусном происхождении этих генов, являющемся результатом интеграции соответствующих внехромосомных элементов в геном. Это согласуется с тем, что в природе существует огромное разнообразие таких генетических элементов, и большинство белков вирусов архей не имеют гомологов в базах данных. Проведенный нами анализ показал, что распределение таких участков в геномах может быть не случайным. Так, сравнение полных геномных последовательностей Т. carboxydotrophus и Т. pendens показало, что на протяжении примерно ¾ длины (непрерывно) геномы в основном колинеарны и содержат гомологичные гены, а оставшиеся фрагменты (¼ генома) сильно различаются. У Т. carboxydotrophus этот «видоспецифический» участок включает почти шестьсот белок-кодирующих генов, из которых только 35% имеются у Т. pendens, это в два раза ниже, чем в среднем по геному. Большая часть генов этого района кодируют белки с неизвестными функциями, отсутствующие в геномах других архей. Можно предположить, что «видоспецифический» участок в геноме Т. carboxydotrophus образовался в результате интеграции горизонтально перенесенной ДНК и последующих геномных перестроек. Поскольку участок составляет около четверти генома, т. е. несколько сот тысяч пар нуклеотидов, его возникновение может быть результатом интеграции крупных фрагментов чужеродной ДНК. В пользу гипотезы о горизонтальном переносе свидетельствует то, что этот участок в геноме Т. carboxydotrophus расположен в районе терминации репликации. Предполагается, что частота перестроек генома и интеграции чужеродной ДНК выше в районах хромосомы, прилагающих к сайтам терминации.

В целом, в результате выполнения данной работы определены полные структуры геномов 9 архей, что стало основой серии работ по микробиологической и биохимической характеристике этих микроорганизмов, изучения молекулярных механизмов генетических процессов, исследований эволюции кренархей и проведения структурно-функциональных исследований белков, представляющих интерес как для фундаментальных исследований в области эволюции ферментов, так и для решения биотехнологических задач.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор выражает глубокую благодарность за разнообразную помощь в выполнении работы своим коллегам В. М. Гумерову, A.B. Белецкому, В. А. Смагину, В. А. Светличному, A.JI. Ракитину, В. В. Кадникову и всем другим, кто помогал в работе;

К.Г. Скрябину — за создание инфраструктуры, необходимой для проведения исследований и плодотворные научные дискуссии;

Е.А. Бонч-Осмоловской и сотрудникам лаборатории гипертермофильных микробных сообществ ИНМИ РАН — за предоставленные для проведения работы образцы культур и препараты геномной ДНК, и плодотворные дискуссии;

Г. А. Карпову и сотрудникам Института вулканологии и сейсмологии ДВО РАНза помощь при проведении экспедиции в кальдеру вулкана Узон, химический анализ воды и газов из термальных источников;

В.О. Попову и сотрудникам Института биохимии им. Баха РАН за плодотворное сотрудничество в исследовании структурно-функциональных характеристик ферментов термофильных архей.

Особую благодарность автор выражает Равину Николаю Викторовичу за обсуждение результатов, ценные советы и замечания на разных этапах работы, а также постоянный интерес к научной и личной жизни автора.

Исследования проводились при поддержке Министерства образования и науки Российской Федерации (ФЦП «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития научно-технологического комплекса России на 2007;2013 годы» и «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России» на 2009 -2013 годы") и Российского Фонда Фундаментальных Исследований.

1. Albers SV, Jonuscheit M, Dinkelaker S, Urich T, Kletzin A, Tampe R, Driessen AJ, Schleper C: Production of recombinant and tagged proteins in the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus. Appl Environ Microbiol 2006, 72:102−111.

2. Albers SV, Driessen AJ: Conditions for gene disruption by homologous recombination of exogenous DNA into the Sulfolobus solfataricus genome. Archaea 2008, 2:145−149.

3. Akolkar AV, Deshpande GM, Raval KN, Durai D, Nerurkar AS, Desai AJ. (2008) Organic solvent tolerance of Halobacterium sp. SP1(1) and its extracellular protease. J Basic Microbiol. 48(5):421−5.

4. Amo Т., M Paje, A. Inagaki, S. Ezaki, H. Atomi, and T. Imanaka. 2002. Pyrobaculum calidifontis sp. nov., a novel hyperthermophilic archaeon that grows in athmospheric air. Archaea 1:113−121.

5. Andersson A.F., Lindberg M., Jakobsson H., Backhed F., Nyren P., Engstrand L. 2008. Comparative analysis of human gut microbiota by barcoded pyrosequencing. PLoS ONE 3: e2836.

6. Andrade CM, Aguiar WB, Antranikian G. (2001) Physiological aspects involved in production of xylanolytic enzymes by deep-sea hyperthermophilic archaeon Pyrodictium abyssi. Appl Biochem Biotechnol- 91−93:655−69.

7. Andrews K.T., Patel B.K. 1996. Fervidobacterium gondwanense sp. nov., a new thermophilic anaerobic bacterium isolated from nonvolcanically heated geothermal waters of the Great Artesian Basin of Australia. Int. J. Syst. Bacteriol., 46: 265−269.

8. Antranikian G, Vorgias CE, Bertoldo C. (2005) Extreme environments as a resource for microorganisms and novel biocatalysts. Adv Biochem Eng Biotechnol. 96:219−62.

9. Aucelli T, Contursi P, Girfoglio M, Rossi M, Cannio R: A spreadable, non-integrative and high copy number shuttle vector for Sulfolobus solfataricus based on the genetic element pSSVx from Sulfolobus islandicus. Nucleic Acids Res 2006, 34: el 14.

10. Baker G. C, Cowan D.A. 2004. 16 S rDNA primers and the unbiased assessment of thermophile diversity. Biochem Soc Trans., 32: 218−221.

11. Barns S.M., Fundyga R.E., Jeffries M.W., Pace N.R. 1994. Remarkable archaeal diversity detected in a Yellowstone National Park hot spring environment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91: 1609−1613.

12. Barns S.M., Delwiche, C. F., Palmer J. D., and Pace N. R. 1996. Perspectives on archaeal diversity, thermophily and monophyly from environmental rRNA sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93: 9188−9193.

13. Barrangou R., Fremaux C., Deveau H., Richards M., Boyaval P., Moineau S., Romero D.A., Horvath P. 2007. CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes. Science, 315: 1709−1712.

14. Bartlett, M.S. 2005. Determinants of transcription initiation by archaeal RNA polymerase. Curr. Opin. Microbiol. 8:677−684.

15. Bell S.D., Jackson. 1998. Transcription and translation in Archaea: a mosaic of eukaryal and bacterial features. Trends Microbiol. 6:222−228.

16. Bell S.D., C.P. Magill, S.P. Jackson. 2001. Basal and regulated transcription in Archaea Biochem. Soc. Trans. 29:392−395.

17. Bell S.D. 2005. Archaeal transcriptional regulation variation on a bacterial theme? Trends Microbiol. 13:262−265.

18. Berkner S, Grogan D, Albers SV, Lipps G: Small multicopy, nonintegrative shuttle vectors based on the plasmid pRNl for Sulfolobus acidocaldarius and Sulfolobus solfataricus, model organisms of the (cren-)archaea. Nucleic Acids Res 2007, 35: e88.

19. Berkner S, Lipps G: Genetic tools for Sulfolobus spp.: vectors and first applications. Arch Microbiol 2008, 190:217−230.

20. Berkner S, Wlodkowski A, Albers SV, Lipps G: Inducible and constitutive promoters for genetic systems in Sulfolobus acidocaldarius. Extremophiles 2010, 14:249−259.

21. Bertoldo C., Antranikian G. 2006. The Order Thermococcales. In «The Prokaryotes» (Dworkin, M., Falkow, S., Rosenberg, E., Scleifer, K.-H., and Stackebrandt, E., eds.) Vol. 3, Springer-Verlag, New York: 69−81.

22. Betlach M.J., J. Friedman, H.W. Boyer, F. Pfeifer. 1984. Characterization of a halobacterial gene affecting bacterio-opsin gene expression. Nucleic Acids Res. 12:79 497 959.

23. Bintrim SB, Donohue TJ, Handelsman J, Roberts GP, Goodman RM. Molecular phylogeny of Archaea from soil. Proc Natl Acad Sei USA. 1997 Jan 7−94(l):277−82.

24. Blainey PC, Mosier AC, Potanina A, Francis CA, Quake SR (2011) PLOS one, 6, el6626.

25. Blochl E" Rachel R., Burggraf S., Hafenbradl D" Jannasch H. W., and Stetter K. O. 1997. Pyrolobus fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of archaea, extending the upper temperature limit for life to 113 degrees C. Extremophiles, 1: 14−21.

26. Boetius A, Ravenschlag K, Schubert CJ, Rickert D, Widdel F, Gieseke A, Amann R, J0rgensen BB, Witte U, Pfannkuche O. (2000) Nature, 407(6804), 623−634. Boketal. 1998.

27. Bonch-Osmolovskaya E.A., Sokolova T.G., Kostrikina N.A., Zavarzin G.A. 1990. Desulfurella acetivorans gen. nov. and sp. nov. a new thermophilic sulfur-reducing eubacterium. Arch. Microbiol., 153: 151−155.

28. Bonch-Osmolovskaya E. A. 1994. Bacterial sulfur reduction in hot vents. FEMS Microbiol. Rev., 15: 65−77.

29. Brasen, C., C. Urbanke, and P. Scho «nheit. 2005. A novel octameric AMP-forming acetyl-CoA synthetase from the hyperthermophilic crenarchaeon Pyrobaculum aerophilum. FEBS Lett. 579:477¹⁸².

30. Brioukhanov AL, Netrusov AI, Eggen RI. The catalase and superoxide dismutase genes are transcriptionally up-regulated upon oxidative stress in the strictly anaerobic archaeon Methanosarcina barkeri. Microbiology. 2006 Jun-152(Pt6):1671−7.

31. Brochier C., Forterre P., Gribaldo S. 2005. An emerging phylogenetic core of Archaea: phylogenies of transcription and translation machineries converge following addition of new genome sequences. BMC Evol. Biol., 5: 36.

32. Brochier-Armanet C., Boussau B., Gribaldo S., Forterre P. 2008. A DNA topoisomerase IB in Thaumarchaeota testifies for the presence of this enzyme in the last common ancestor of Archaea and Eucarya. Biol Direct., 3: 54.

33. Brochier-Armanet C, Forterre P, Gribaldo S. (2011) Curr Opin Microbiol, 14(3), 274−81.

34. Brock T. D., Brock K. M" Belly R. T" and Weiss R. L. 1972. Sulfolobus: a new genus of sulfur-oxidizing bacteria living at low pH and high temperature. Arch. Microbiol., 84, 54−68.

35. Brugger, K., P. Redder, Q. She, F. Confalonieri, Y. Zivanovic and R.A. Garrett. 2002. Mobile elements in archaeal genomes. FEMS Microbiol. Lett. 206:131−141.

36. Brugger, K., E. Torarinsson, P. Redder, L. Chen, and R. A. Garrett. (2004). Biochem. Soc. Trans., 32, 179−183.

37. Brugger, K., X. Peng and R.A. Garrett. 2006. Sulfolobus genomes: mechanisms of rearrangement and change. In Archaea. Evolution, physiology and molecular biology. Eds. R.A. Garrett and H.-P. Klenk. Blackwell Publishing, Oxford, pp 95−104.

38. Brugger, K. 2007. The Sulfolobus database. Nucleic Acids Res. 35: D413−415.

39. Campbell E, Wheeldon IR, Banta S: Broadening the cofactor specificity of a thermostable alcohol dehydrogenase using rational protein design introduces novel kinetic transient behavior. Biotechnol Bioeng 2010, 107:763−774.

40. Catara G, Ruggiero G, La Cara F, Digilio FA, Capasso A, Rossi M. (2003) A novel extracellular subtilisin-like protease from the hyperthermophile Aeropyrum pernix Kl: biochemical properties, cloning, and expression. Extremophiles. 7: 391−399.

41. Chang LS, Hicks PM, Kelly RM: Protease I from Pyrococcus furiosus. Methods Enzymol 2001, 330:403−413.

42. Chen, L., K. Briigger, M. Skovgaard, P. Redder, Q. She, E. Torarinsson, B. Greve, M. Awayez, A. Zibat, H.-P. Klenk, and R.A. Garrett. 2005. The genome of Sulfolobus acidocaldarius, a model organism of the Crenarchaeota. J. Bacteriol. 187:4992−4999.

43. Clingenpeel S.R., D’Imperio S., Oduro H., Druschel G.K., McDermott T.R. 2009. Cloning and in situ expression studies of the Hydrogenobaculum arsenite oxidase genes. Appl Environ Microbiol., 75: 3362−3365.

44. Cobucci-Ponzano B, Aurilia V, Riccio G, Henrissat B, Coutinho PM, Strazzulli A, Padula A, Corsaro MM, Pieretti G, Pocsfalvi G et al.: A new archaeal b-glycosidase from.

45. Sulfolobus solfataricus: seeding a novel retaining b-glycanspecific glycoside hydrolase family along with the human nonlysosomal glucosylceramidase GBA2. J Biol Chem 2010, 285:20 691−20 703.

46. Condo I, Ciammaruconi A, Benelli D, Ruggero D, Londei P. Cis-acting signals controlling translational initiation in the thermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus. Mol Microbiol. 1999 Oct-34(2):377−84.

47. Cortez D, Forterre P, Gribaldo S. (2009) Genome Biol., 10(6), R65.

48. Costa KC, Navarro JB, Shock EL, Zhang CL, Soukup D, etal. 2009. Microbiology and geochemistry of Great Boiling and Mud Hot Springs in the United States Great Basin. Extremophiles 13 :447 -459.

49. Cowan DA, Daniel RM. (1996) Rapid purification of two thermophilic proteinases using dye-ligand chromatography. J Biochem Biophys Methods. 31(l-2):31−7.

50. Cozen AE, et al. 2009. Transcriptionalmap of respiratory versatility in the hyperthermophilic crenarchaeon Pyrobaculum aerophilum. J. Bacteriol. 191:782−794.

51. Craven GR, Steers E, Enfinsen CB (1965) J Biol Chem 240: 2468−2477.

52. Csuros M, Miklos I (2009) Mol Biol Evol, 26, 2087;2095.

53. Delcher A.L., Bratke K.A., Powers E.C., Salzberg S.L. 2007. Identifying bacterial genes and endosymbiont DNA with Glimmer. Bioinformatics, 23: 673−679.

54. DeLong EF (1992) Proc Natl Acad Sci USA, 89, 5685−5689.

55. Deng L, Zhu H, Chen Z, Liang YX, She Q: Unmarked gene deletion and host-vector system for the hyperthermophilic crenarchaeon Sulfolobus islandicus. Extremophiles 2009, 13:735−746.

56. Di Giulio M. 2007. The tree of life might be rooted in the branch leading to Nanoarchaeota. Gene, 401: 108−113.

57. Diruggiero, J., D. Dunn, D. L. Maeder, R. Holley-Shanks, J. Chatard, R. Horlacher, F. T. Robb, w. Boos, and R. B. Weiss. (2000). Mol. Microbiol., 38, 684−693.76. Doherty et a/., 2000;

58. Finn, M. W., and F. R. Tabita. 2004. Modified pathway to synthesize ribulose 1,5-bisphosphate in methanogenic archaea. J. Bacteriol. 186:6360−6366.

59. Fischer F., Zillig W" Stetter K. O., Schreiber G. 1983. Chemolithoautotrophic metabolism of anaerobic extremely thermophilic archaebacteria. Nature 301:511−513.

60. Fitz-Gibbon ST, Ladner H, Kim UJ, Stetter KO, Simon MI, Miller JH. (2002) Proc Natl Acad Sci USA., 99(2), 984−9.

61. Forterre, P. 2002. A hot story from comparative genomics: reverse gyrase is the only hyperthermophile-specific protein. Trends Genet. 18: 236−237.

62. Forterre P, Gribaldo S, Brochier-Armanet C (2009) J Biol., 8, 7.

63. Fox, J. D., R. L. Kerby, G. P. Roberts, and P. W. Ludden. 1996. Characterization of the CO-induced, CO-tolerant hydrogenase from Rhodospirillum rubrum and the gene encoding the large subunit of the enzyme. J. Bacteriol. 178:1515−1524.

64. Friedrich A.B., Antranikian G. 1996. Keratin degradation by Fervidobacterium pennavorans, a novel thermophilic anaerobic species of the order Thermotogales. Appl. Environ. Microbiol., 62: 2875−2882.

65. Friedrich T., Scheide D. 2000. The respiratory complex I of bacteria, archaea and eukarya and its module common with membrane-bound multisubunit hydrogenases. FEBS Lett., 479: 1−5.

66. Friest JA, Maezato Y, Broussy S, Blum P, Berkowitz DB: Use of a robust dehydrogenase from an archael hyperthermophile in asymmetric catalysis-dynamic reductive kinetic resolution entry into (S)-profens. J Am Chem Soc 2010, 132:5930−5931.

67. Fuhrman JA, McCallum K, Davis AA (1992) Nature, 356, 148−149.

68. Fujishima K, Sugahara J, Kikuta K, Hirano R, Sato A, Tomita M, Kanai A (2009) Proc Natl Acad Sei USA 2009, 106, 2683−2687.

69. Fukuda W, Morimoto N, Imanaka T, Fujiwara S: Agmatine is essential for the cell growth of Thermococcus kodakaraensis. FEMS Microbiol Lett 2008, 287:113−120.

70. Fukui T., Atomi, H., Kanai, T., Matsumi, R., Fujiwara, S., and Imanaka, T. 2005. Complete genome sequence of the hyperthermophilic archaeon KOD1 and comparison with Thermococcus kodakaraensis genomes Pyrococcus. Genome Res. 15:352−363.

71. Futterer O., Angelov A., Liesegang H., Gottschalk G., Schleper C., Schepers B., Dock C., Antranikian G, Liebl W. 2004. Genome sequence of Picrophilus torridus and its implications for life around pH 0. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 101: 9091−9096.

72. Galand P.E., Fritze H" Conrad R" Yrjala K. (2005) Appl Environ Microbiol., 71., 21 952 198.

73. Galichet, A., Belarbi, A. 1999. Cloning of an alpha-glucosidase gene from Thermococcus hydrothermalis by functional complementation of a Saccharomyces cerevisiae malll mutant strain. FEBS Lett. 458:188−192.

74. Gaspard S, Vazquez F, Holliger C. Localization and solubilization of the Iron (III) reductase of geobacter sulfurreducens. Appl Environ Microbiol. 1998 Sep-64(9):3188−94.

75. Gogos, A. and N.D. Clarke. 1999. Characterization of an 8-oxoguanine DNA glycosylase from Methanococcus jannaschii. J. Biol. Chem. 274:3047−3045.

76. Gorby YA, Lovley DR. Electron Transport in the Dissimilatory Iron Reducer, GS-15. Appl Environ Microbiol. 1991 Mar-57(3):867−70.

77. Gordon, D., C. Abajian and P. Green. 1998. Consed: a graphical tool for genome finishing. Genome Res. 8:195−202.

78. J. B. Green, Ryan P. J. Lower J. Peter W. Young. The NfeD Protein Family and Its Conserved Gene Neighbours Throughout Prokaryotes: Functional Implications for Stomatin-Like J Mol Evol (2009) 69:657−667.

79. Gribaldo S, Brochier-Armanet C (2006) Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 361. 10 071 022.

80. Grigoriev, A. 1998. Analyzing genomes with cumulative skew diagrams. Nucleic Acids Res. 26:2286−2290.

81. Grundmann, O., Behrends, A., Rabus, R., Amann, J., Haider, T., Heider, J., Widdel, F. 2008. Genes encoding the candidate enzyme for anaerobic activation of n-alkanes in the denitrifying bacterium, strain HxNl. Environ. Microbiol. 10:376−385.

82. Gueguen, Y., Voorhorst, W.G., van der Oost, J., de Vos, W.M. 1997. Molecular and biochemical characterization of an endo-P-1,3- glucanase of the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. J. Biol. Chem. 272:31 258−31 264.

83. Gumerov V.M., Mardanov A.V., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. (2011) J. Bacterid., 193, 2355−2356.

84. Hain J, Reiter WD, Hudepohl U, Zillig W. Elements of an archaeal promoter defined by mutational analysis. Nucleic Acids Res. 1992 Oct 25−20(20):5423−8.

85. Hallam SJ, Putnam N, Preston CM, Detter JC, Rokhsar D, Richardson PM, DeLong EF (2004) V. 305 P. 1457−1462.

86. Hanazawa, S., Hoaki, T., Jannasch, H., Maruyama, T. (1996). An extremely thermostable serine protease from hyperthermophilic archaeum Desulfurococcus strain sy, isolated from a deep sea hydrothermal vent. J. Mar. Biotechnol. 4, 121−126.

87. Haring, M., X. Peng, K. Brugger, R. Rachel, K. O. Stetter, R. A. Garrett, and D. Prangishvili. (2004) Virology, 323, 233−242.

88. Hedderich R. 2004. Energy-converting NiFe. hydrogenases from archaea and extremophiles: ancestors of complex I. J. Bioenerg. Biomembr. 36:65−75.

89. Heider, J. 2007. Adding handles to unhandy substrates: anaerobic hydrocarbon activation mechanisms. Curr. Opin. Chem. Biol. 11:188−194.

90. Herrmann, G., Jayamani, E., Mai, G., and Buckel, W. 2008. Energy conservation via electron-transferring flavoprotein in anaerobic bacteria. J. Bacteriol. 190:784−791.

91. Hinsley, A.P., and Berks, B.C. 2002. Specificity of respiratory pathways involved in the reduction of sulfur compounds by Salmonella enterica. Microbiology. 148:3631−3638.

92. Hoang V, Bini E, Dixit V, Drozda M, Blum P: The role of cis-acting sequences governing catabolite repression control of lacS expression in the archaeon Sulfolobus solfataricus. Genetics 2004, 167:1563−1572.

93. Hohn M.J., Hedlund B.P., Huber H. 2002. Detection of 16S rDNA sequences representing the novel phylum «Nanoarchaeota»: indication for a wide distribution in high temperature biotopes. Syst Appl Microbiol., 25: 551−554.

94. Hu Y., Holden J.F. 2006. Citric acid cycle in the hyperthermophilic archaeon Pyrobaculum islandicum grown autotrophically, heterotrophically, and mixotrophically with acetate. J. Bacterid. 188:4350−4355.

95. Huang, Y., Krauss, G., Cottaz, S., Driguez, H., and Lipps, G. 2005. A highly acid-stable and thermostable endo-(3-glucanase from the thermoacidophilic archaeon Sulfolobus solfataricus. Biochem. J. 385:581−588.

96. Huber, R., Kristjansson, J.K., and Stetter, K.O. 1987. Pyrobaculum gen. nov., a new genus of neutrophilic, rod-shaped archaebacteria from continental solfataras growing optimally at 100 °C. Arch. Microbiol. 149:95−101.

97. Huber, R" M. Sacher, A. Vollmann, H. Huber, and D. Rose. 2000. 10 Respiration of arsenate and selenate by hyperthermophilic archaea. Syst Appl 11 Microbiol 23:305−14.

98. Huber H" Hohn M.J., Rachel R" Fuchs T" Wimmer V.C., Stetter K.O. 2002. A new phylum of Archaea represented by a nanosized hyperthermophilic symbiont. Nature, 417: 6367.

99. Huber J.A., Mark Welch D.B., Morrison H.G., Huse S.M., Neal P.R., Butterfield DA, Sogin ML. 2007. Microbial population structures in the deep marine biosphere. Science, 318: 97−100.

100. Huber H, et al. 2008. A dicarboxylate/4-hydroxybutyrate autotrophic carbon assimilation cycle in the hyperthermophilic Archaeum Ignicoccus hospitalis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 105:7851−7856.

101. Hugenholtz P., Pitulle C., Hershberger K. L., and Pace N. R. 1998. Novel division level bacterial diversity in a Yellowstone hot spring. J. Bacterid., 180: 366−376.

102. Islam T., Jensen S., Reigstad .LJ., Larsen O., Birkeland N.K. 2008. Methane oxidation at 55 degrees C and pH 2 by a thermoacidophilic bacterium belonging to the Verrucomicrobia phylum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105: 300−304.

103. Itoh T., Suzuki K., Sanchez P.C., Nakase T. 1999. Caldivirga maquilingensis gen. nov., sp. nov., a new genus of rod-shaped crenarchaeote isolated from a hot spring in the Philippines. Int J Syst Bacteriol., 49: 1157−1163.

104. Itoh T., Suzuki K., Nakase T. 2002. Vulcanisaeta distributa gen. nov., sp. nov., and Vulcanisaeta souniana sp. nov., novel hyperthermophilic, rod-shaped crenarchaeotes isolated from hot springs in Japan. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 52: 1097−1104.

105. Itoh T., Nomura N., Sako Y. 2003. Distribution of 16S rRNA introns among the family Thermoproteaceae and their evolutionary implications. Extremophiles, 7: 229−233.

106. Jackson CR, Langner HW, Donahoe-Christiansen J, Inskeep WP, McDermott TR. 2001. Molecular analysis of microbial community structure in an arsenite-oxidizing acidic thermal spring. Environ. Microbiol. 3:532 542.

107. Jaeger, K., Ransac, S" Dijktra, C" Colson, C" Heuvel, M., Misset, O. (1994) Bacterial lipases. FEMS Microbiol. Rev. 15, 29−63.

108. Jansen, R., J.D. Embden, W. Gaastra and L.M. Schouls. 2002. Identification of genes that are associated with DNA repeats in prokaryotes. Mol. Microbiol. 43:1565−1575.

109. Jenney, F.E., Jr., Verhagen, M.F., Cui, X., and Adams, M.W. 1999. Anaerobic microbes: oxygen detoxification without superoxide dismutase. Science. 286: 306−309.

110. Jenney, F.E. Jr., Adams, M.W. 2008. Hydrogenases of the model hyperthermophiles. Ann. N.Y. Acad. Sei. 1125:252−266.

111. Jeon SJ, Ishikawa K. A novel ADP-dependent DNA ligase from Aeropyrum pernix Kl. FEBS Lett. 2003 Aug 28−550(l-3):69−73.

112. Jessberger R, Berg P. Repair of deletions and double-strand gaps by homologous recombination in a mammalian in vitro system. Mol Cell Biol. 1991 Jan-ll (l):445−57.

113. Johnsen, U., and Schonheit, P. 2004. Novel xylose dehydrogenase in the halophilic archaeon Haloarcula marismortui. J. Bacteriol. 186:6198−6207.

114. Jonuscheit M, Martusewitsch E, Stedman KM, Schleper C: A reporter gene system for the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus based on a selectable and integrative shuttle vector. Mol Microbiol 2003,48:1241−1252.

115. Kanokratana P, Chanapan S, Pootanakit K, Eurwilaichitr L. Diversity and abundance of Bacteria and Archaea in the Bor Khlueng Hot Spring in Thailand. J Basic Microbiol. 2004;44(6):430−44.

116. Karner MB, DeLong EF, Karl DM (2001) Nature, 409, 507−510.

117. Kashefi K., Lovely D.R. 2003. Extending the Upper Temperature Limit for Life. Science. 301: 934.

118. Kashima Y, Mori K, Fukada H, Ishikawa K. Analysis of the function of a hyperthermophilic endoglucanase from Pyrococcus horikoshii that hydrolyzes crystalline cellulose. Extremophiles. 2005 Feb-9(l):37−43.

119. Kato, N., H. Yurimoto, and R. K. Thauer. 2006. The physiological role of the ribulose monophosphate pathway in bacteria and archaea. Biosci. Biotechnol. Biochem. 70:10−21.

120. Kennedy SP, Ng WV, Salzberg SL, Hood L, DasSarma S. Understanding the adaptation of Halobacterium species NRC-1 to its extreme environment through computational analysis of its genome sequence. Genome Res. 2001 0ct-ll (10):1641−50.

121. Keough B.P., Schmidt T.M., Hicks R.E. (2003) Microb Ecol., 46, 238−248.

122. Keppetipola N, Shuman S. Characterization of a thermophilic ATP-dependent DNA ligase from the euryarchaeon Pyrococcus horikoshii. J Bacteriol. 2005 Oct-187(20):6902−8.

123. Kieboom J, Abee T. Arginine-dependent acid resistance in Salmonella enterica serovar Typhimurium. J Bacteriol. 2006 Aug-188(15):5650−3.

124. Kim, I., Kim, H., Lee, K., Chung, S., Ko, S. (2002a). Lipase-catalyzed acidolysis of perilla oil with caprylic acid to produce structured lipids. JAOCS 79, 363−367.

125. Kim, Y., Bae, J., Oh, B., Lee, W., Choi, J. (2002b). Enhancement of proteolytic enzyme activity excreted from Bacillus stearothermophilus for a thermophilic aerobic digestion process. Biores. Technol. 82, 57−164.

126. Kim TB, Oh DK. Xylitol production by Candida tropicalis in a chemically defined medium. Biotechnol Lett. 2003 Dec-25(24):2085;8.

127. Kim HJ, Park AR, Lee JK, Oh DK. Characterization of an acid-labile, thermostable beta-glycosidase from Thermoplasma acidophilum. Biotechnol Lett. 2009 Sep-31(9): 1457−62.

128. Kim CS, Ji ES, Oh DK. Characterization of a thermostable recombinant beta-galactosidase from Thermotoga maritima. J Appl Microbiol. 2004;97(5): 1006−14.

129. Kim YJ, Lee HS, Bae SS, Jeon JH, Yang SH, Lim JK, Kang SG, Kwon ST, Lee JH. Cloning, expression, and characterization of a DNA ligase from a hyperthermophilic archaeon Thermococcus sp. Biotechnol Lett. 2006 Mar-28(6):401−7.

130. Kim YJ, Lee HS, Kim ES, Bae SS, Lim JK, Matsumi R, Lebedinsky AV, Sokolova TG, Kozhevnikova DA, Cha SS et al.: Formate-driven growth coupled with H2 production. Nature 2010, 467:352−355.

131. Kim BK, Jung MY, Yu DS, Park S3, Oh TK, Rhee SK, Kim JF. (2011) J. Bacterid., 193(19), 5539−40.

132. Kjems J, Garrett RA. (1988) Cell, 54(5), 693−703.

133. Kjems J, Leffers H, Olesen T, Garrett RA (1989) J. Biol. Chem., 264(30), 17 834−7.

134. Kletzin A. Molecular characterisation of a DNA ligase gene of the extremely thermophilic archaeon Desulfurolobus ambivalens shows close phylogenetic relationship to eukaryotic ligases. Nucleic Acids Res. 1992 Oct 25−20(20):5389−96.

135. Kletzin A. 2007. General characteristics and important model organisms. In «Archaea: molecular and cellular biology». Ed. Cavicchioli R. Washington, USA: ASM Press, 2007: 1493.

136. Koning, S.M., Elferink, M.G., Konings, W.N., Driessen, A.J. 2001. Cellobiose uptake in the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus is mediated by an inducible, high-affinity ABC transporter. J. Bacteriol. 183: 4979−4984.

137. Koning, S.M., Albers, S.V., Konings, W.N., Driessen, A.J. 2002. Sugar transport in (hyper)thermophilic archaea. Res. Microbiol. 153:61−67.

138. Konneke M" Bernhard A.E., de la Torre J.R., Walker C.B., Waterbury J.B., Stahl D.A. 2005. Isolation of an autotrophic ammonia-oxidizing marine archaeon. Nature, 437: 543−546.

139. Kunin V., Engelbrektson A., Ochman H., Hugenholtz P. 2010. Wrinkles in the rare biosphere: pyrosequencing errors can lead to artificial inflation of diversity estimates. Environ. Microbiol., 12: 118−123.

140. Kvist T, Mengewein A, Manzei S, Ahring BK, Westermann P.2005. Diversity of thermophilic and non-thermophilic Crenarchaeota at 80 °C. FEMS Microbiol. Lett. 244:61 -68.

141. Kvist T., Ahring B.K. and Westermann P. 2007. Archaeal diversity in Icelandic hot springs. FEMS Microbiology Ecology, 59: 71−80.

142. Lai X, Shao H, Hao F, Huang L. Biochemical characterization of an ATP-dependent DNA ligase from the hyperthermophilic crenarchaeon Sulfolobus shibatae. Extremophiles. 2002 Dec-6(6):469−77.

143. Lake JA, Henderson E, Oakes M, Clark MW. (1984) Proc Natl Acad Sei USA, 81(12), 3786−90.

144. Larsen N., H. Leffers, J. Kjems, R.A. Garrett. 1986. Evolutionary divergence between the ribosomal RNA operons of Halococcus morrhuae and Desulfurococcus mobilis. Syst.Appl.Microbiol. 7:49−57.

145. Laska S., Lottspeich F., Kletzin A. 2003. Membrane-bound hydrogenase and sulfur reductase of the hyperthermophilic and acidophilic archaeon Acidianus ambivalens. Microbiology, 149: 2357−2371.

146. Lebedinsky AV, Chernyh NA, Bonch-Osmolovskaya EA. Phylogenese systematics of microorganisms inhabiting thermal environments. Biochemistry (Mose). 2007 Dec-72(12): 1299−312.

147. Lehman IR. DNA ligase: structure, mechanism, and function. Science. 1974 Nov 29−186(4166):790−7.

148. Leininger S, Urich T, Schloter M, Schwark L, Qi J, Nicol GW, Prosser JI, Schuster SC, Schleper C (2006) Nature, 442(7104), 806−9.

149. Lepp PW, Brinig MM, Ouverney CC, Palm K, Armitage GC, Relman DA. (2004) Proc Natl Acad Sei USA., 101(16), 6176−81.

150. Li Y., Mandelco L., Wiegel J. 1993. Isolation and characterization of a moderately thermophilic anaerobic alkaliphile, Clostridium paradoxum sp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 43: 450−460.

151. Li Z, Santangelo TJ, Cubonova' L, Reeve JN, Kelman Z: Affinity purification of an archaeal DNA replication protein network. mBio 2010, 1: e00221−210.

152. Lillest0l R.K., Redder P., Garrett R.A., Brugger K. 2006. A putative viral defence mechanism in archaeal cells. Archaea, 2: 59−72.

153. Lin, X. and J. Tang. 1990. Purification, characterization, and gene cloning of thermopsin, a thermostable acid protease from Sulfolobus acidocaldarius. J. Biol. Chem. 265: 1490−1495.

154. Lindas, A.C., Karlsson, E.A., Lindgren, M. T" Ettema, T.J. and Bernander, R. (2008) Proc. Natl Acad. Sei. USA, 105, 18 942−18 946.

155. Lobry, J.R. 1996. Asymmetric substitution patterns in the two DNA strands of bacteria. Mol. Biol. Evol. 13:660−665.

156. Londei P. Evolution of translational initiation: new insights from the archaea. FEMS Microbiol Rev. 2005 Apr-29(2): 185−200.

157. Lopez P, Philippe H, Myllykallio H, Forterre P. Identification of putative chromosomal origins of replication in Archaea. Mol Microbiol. 1999 May-32(4):883−6.

158. Lundgren, M., A. Andersson, L. Chen, P. Nilsson and R. Bernander. 2004. Three replication origins in Sulfolobus species: Synchronous initiation of chromosome replication and asynchronous termination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101:7046−7051.

159. Luscombe NM, Laskowski RA, Thornton JM. Amino acid-base interactions: a three-dimensional analysis of protein-DNA interactions at an atomic level. Nucleic Acids Res. 2001 Jul l-29(13):2860−74.

160. Ma K., Hutchins A., Sung S.J., Adams M.W. 1997. Pyruvate ferredoxin oxidoreductase from the hyperthermophilic archaeon, Pyrococcus furiosus, functions as a CoA-dependent pyruvate decarboxylase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94: 9608−9613.

161. Ma K, Weiss R, Adams MW: Characterization of hydrogenase II from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus and assessment of its role in sulfur reduction. J Bacteriol 2000, 182:1864−1871.

162. MacGregor BJ, Moser DP, Aim EW, Nealson KH, Stahl DA. (1997) Appl Environ Microbiol., 63(3), 1178−81.

163. Magnuson A, Rova M, Mamedov F, Fredriksson PO, Styring S. The role of cytochrome b559 and tyrosineD in protection against photoinhibition during in vivo photoactivation of photosystem II. Biochim Biophys Acta. 1999 Apr 21- 1411(1): 180−91.

164. Mahillon, J. and Chandler, M. 1998. Insertion sequences. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62: 725−774.

165. Mai X., Adams M.W. 1996. Purification and characterization of two reversible and ADP-dependent acetyl coenzyme A synthetases from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. J. Bacterid., 178: 5897−5903.

166. Makarova, K. S" L. Aravind, M. Y. Galperin, N. V. Grishin, R. L. Tatusov, Y. I. Wolf, and E. V. Koonin. (1999) Genome Res., 9, 608−628.

167. Makarova K.S., Koonin E. V. 2005. Evolutionary and functional genomics of the Archaea. Curr. Opin. Microbiol., 8: 586−594.

168. Mardanov A.V., Gumerov V.M., Beletsky A.V., Prokofeva M.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Ravin N.V., Skryabin K.G. 2011. Complete genome sequence of the thermoacidophilic crenarchaeon Thermoproteus uzoniensis 768−20. J. Bacteriol. 2011 Apr 8.

169. Mardanov AV, Gumerov VM, Slobodkina GB, Beletsky AV, Bonch-Osmolovskaya EA, Ravin NV, Skryabin KG. (2012) J Bacteriol., 194(3), 727−8.

170. Marsh, V.L. and S.D. Bell. 2006. DNA replication and the cell cycle. In Archaea. Evolution, physiology and molecular biology. Eds. R.A. Garrett and H.-P. Klenk. Blackwell Publishing, Oxford, pp 217−231.

171. Marteinsson VT, Hauksdottir S, Hobel CF, Kristmannsdottir H, Hreggvidsson GO, Kristjansson JK. Phylogenetic diversity analysis of subterranean hot springs in Iceland. Appl Environ Microbiol. 2001 Sep-67(9):4242−8.

172. Mathur J., Bizzoco R.W., Ellis D.G., Lipson D.A., Poole A.W., Levine R., Kelley S.T. 2007. Effects of abiotic factors on the phylogenetic diversity of bacterial communities in acidic thermal springs. Appl Environ Microbiol., 73: 2612−2623.

173. Matsumi R, Manabe K, Fukui T, Atomi H, Imanaka T: Disruption of a sugar transporter gene cluster in a hyperthermophilic archaeon using a host-marker system based on antibiotic resistance. J Bacteriol 2007, 189:2683−2691.

174. Matsunaga, F., P. Forterre, Y. Ishino and H. Myllykallio. 2001. Interactions of archaeal Cdc6/Orcl and minichromosome maintenance proteins with the replication origin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98:11 152−11 157.

175. McCliment E.A., Voglesonger K.M., O’Day P.A., Dunn E.E., Holloway J.R., Cary S.C. 2006. Colonization of nascent, deep-sea hydrothermal vents by a novel Archaeal and Nanoarchaeal assemblage. Environ Microbiol., 8: 114−125.

176. Meyerdierks A, Kube M, Kostadinov I, Teeling H, Glockner FO, Reinhardt R, Amann R (2010) Environ Microbiol., 12, 422−439.

177. Meyer-Dombard D. R., Shock E. L., Amend J. P. 2005. Archaeal and bacterial communities in geochemically diverse hot springs of Yellowstone National Park, USA. Geobiology, 3: 211−227.

178. Mills H.J., Martinez R.J., Story S., Sobecky P.A. (2005) Appl. Environ. Microbiol., 71, 3235−3247.

179. Mojica F.J., Diez-Villasenor C., Garcia-Martinez J., Soria E. 2005. Intervening sequences of regularly spaced prokaryotic repeats derive from foreign genetic elements. J. Mol. Evol., 60:174−182.

180. Mori K., Suzuki K. 2008b. Thiofaba tepidiphila gen. nov., sp. nov., a novel obligately chemolithoau to trophic, sulfur-oxidizing bacterium of the Gammaproteobacteria isolated from a hot spring. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 58: 1885−1891.

181. Muerhoff AS, Dawson GJ, Desai SM. A non-isotopic method for the determination of activity of the thermostable NAD-dependent DNA ligase from Thermus thermophilus HB8. J Virol Methods. 2004 Aug-l 19(2): 171−6.

182. Mukund, S., and M. W. W. Adams. 1995. Glyceraldehyde-3-phosphate ferredoxin oxidoreductase, a novel tungsten-containing enzyme with a potential glycolytic role in the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. J. Biol. Chem. 270:8389−8392.

183. Muyzer, G., van der Kraan. G.M. 2008. Bacteria from hydrocarbon seep areas growing on short-chain alkanes. Trends Microbiol. 16:138−141.

184. Myers CR, Myers JM. Localization of cytochromes to the outer membrane of anaerobically grown Shewanella putrefaciens MR-1. J Bacterid. 1992 Jun- 174(11):3429−38.

185. Myllykallio, H., Lopez, P., Lopez-Garcia, P., Heilig, R., Saurin, W., Zivanovic, Y., Philippe, H., and Forterre, P. 2000. Bacterial mode of replication with eukaryotic-like machinery in a hyperthermophilic archaeon. Science. 288: 2212−2215.

186. Nakatani M, Ezaki S, Atomi H, Imanaka T. A DNA ligase from a hyperthermophilic archaeon with unique cofactor specificity. J Bacteriol. 2000 Nov-182(22):6424−33.

187. Niederberger TD, McDonald IR, Hacker AL, Soo RM, Barrett JE, Wall DH, Cary SC. Microbial community composition in soils of Northern Victoria Land, Antarctica. Environ Microbiol. 2008 Jul-10(7): 1713−24.

188. Nishiyama Y, Massey V, Takeda K, Kawasaki S, Sato J, Watanabe T, Niimura Y. Hydrogen peroxide-forming NADH oxidase belonging to the peroxiredoxin oxidoreductase family: existence and physiological role in bacteria. J Bacteriol. 2001 Apr-183(8):2431−8.

189. Noller HF. RNA structure: reading the ribosome. Science. 2005 Sep 2−309(5740):1508−14.

190. Ochsenreiter T., Selezi D., Quaiser A., Bonch-Osmolovskaya L., Schleper C. (2003) Environ Microbiol, 5, 787−797.

191. The ribulose monophosphate pathway substitutes for the missing pentose phosphate pathwayin the archaeon Thermococcus kodakaraensis. J. Bacteriol. 188:4698−4704.

192. Orphan, V.J., Taylor, L.T., Hafenbradl, D., Delong, E.F. 2000. Culture-dependent andculture-independent characterization of microbial assemblages associated with hightemperature petroleum reservoirs. Appl. Environ. Microbiol. 66:700−711.

193. Pandey, A., Benjamin, S., Soccol, C., Nigam, P., Krieger, N" Soccol, V. (1999) The realm of microbial lipases in biotechnology: a review. Biotechnol. Appl. Biochem. 29, 119— 131.

194. Paper W" Jahn U" Hohn M.J., Kronner M" Nather D.J., Burghardt T" Rachel R., Stetter K.O., Huber H. 2007. Ignicoccus hospitalis sp. nov., the host of Nanoarchaeum equitans. Int J Syst Evol Microbiol., 57: 803−808.

195. Park AR, Oh DK. Effects of galactose and glucose on the hydrolysis reaction of a thermostable beta-galactosidase from Caldicellulosiruptor saccharolyticus. Appl Microbiol Biotechnol. 2010 Feb-85(5): 1427−35.

196. Park YJ, Yoon SJ, Lee HB. A novel dienelactone hydrolase from the thermoacidophilic archaeon Sulfolobus solfataricus PI: purification, characterization, and expression. Biochim Biophys Acta. 2010 Nov- 1800(11): 1164−72.

197. Park SH, Park KH, Oh BC, Alii I, Lee BH. Expression and characterization of an extremely thermostable ?-glycosidase (mannosidase) from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus DSM3638. N Biotechnol. 2011 Oct-28(6):639−48.

198. Pearson A, Huang Z, Ingalls AE, Romanek CS, Wiegel J, etal. 2004. Nonmarine crenarchaeol in Nevada hot springs. Appl. Environ. Microbiol. 70 :5229 5237.

199. Pester M, Schleper C, Wagner M. The Thaumarchaeota: an emerging view of their phylogeny and ecophysiology. Curr Opin Microbiol. 2011 Jun-14(3):300−6.

200. Pina M, Bize A, Forterre P, Prangishvili D. (2011) FEMS Microbiol Rev. 35(6), 1035−54.

201. Pisa, K.Y., Huber, H., Thomm, M., and Muller, V. 2007. A sodium ion-dependent AiAo ATP synthase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. FEBS J. 274:39 283 938.

202. Pisani FM, Rella R, Raia CA, Rozzo C, Nucci R, Gambacorta A, De Rosa M, Rossi M. Thermostable beta-galactosidase from the archaebacterium Sulfolobus solfataricus. Purification and properties. Eur J Biochem. 1990 Jan 26- 187(2):321−8.

203. Pol A., Heijmans K., Harhangi H.R., Tedesco D" Jetten M.S., Op den Camp H.J. 2007. Methanotrophy below pH 1 by a new Verrucomicrobia species. Nature, 450: 874−878.

204. Praetorius-Ibba M, Ibba M. Aminoacyl-tRNA synthesis in archaea: different but not unique. Mol Microbiol. 2003 May-48(3):631−7.

205. Purschke WG, Schmidt CL, Petersen A, Schafer G. The terminal quinol oxidase of the hyperthermophilic archaeon Acidianus ambivalens exhibits a novel subunit structure and gene organization. J Bacteriol. 1997 Feb-179(4): 1344−53.

206. Raasch, C., Streit, W" Schanzer, J., Bibel, M., Gosslar, U" and Liebl, W.2000.Thermotoga maritima AglA, an extremely thermostable NAD±, Mn2±, and thiol-dependent a-glucosidase. Extremophiles. 4:189−200.

207. Rabus, R" Kube, M" Heider, J., Beck, A., Heitmann, K., Widdel, F., and Reinhardt, R. 2005. The genome sequence of an anaerobic aromatic-degrading denitrifying bacterium, strain EbNl. Arch. Microbiol. 183:27−36.

208. Ram RJ, Verberkmoes NC, Thelen MP, Tyson GW, Baker BJ, Blake RC 2nd, Shah M, Hettich RL, Banfield JF. Community proteomics of a natural microbial biofilm. Science. 2005 Jun 24−308(5730): 1915;20.

209. Ramos-Vera WH, Berg IA, Fuchs G. Autotrophic carbon dioxide assimilation in Thermoproteales revisited. J Bacteriol. 2009 Jul-191(13):4286−97.

210. Ramos-Vera WH, Weiss M, Strittmatter E, Kockelkorn D, Fuchs G. Identification of missing genes and enzymes for autotrophic carbon fixation in crenarchaeota. J Bacteriol. 2011 Mar-193(5):1201-ll.

211. Reeve J.N. 2003. Archaeal chromatin and transcription. Мої. Microbiol. 48:587−598.

212. Reigstad L. J., Jorgensen S.L., Schleper C. 2010. Diversity and abundance of Korarchaeota in terrestrial hot springs of Iceland and Kamchatka. ISME J., 4: 346−356.

213. Reiter WD, Palm P, Zillig W. Transcription termination in the archaebacterium Sulfolobus: signal structures and linkage to transcription initiation. Nucleic Acids Res. 1988 Mar 25−16(6):2445−59.

214. Reiter WD, Hiidepohl U, Zillig W. Mutational analysis of an archaebacterial promoter: essential role of a TATA box for transcription efficiency and start-site selection in vitro. Proc Natl Acad Sci USA. 1990 Dec-87(24):9509−13.

215. Reysenbach A.-L., Ehringer M., and Hershberger K. 2000. Microbial diversity at 83 °C in Calcite Springs, Yellowstone National Park: another environment where the Aquificales and «Korarchaeota» coexist. Extremophiles, 4: 61−67.

216. Reysenbach A.-L., Liu Y., Banta A.B., Beveridge T.J., Kirshtein J.D., Schouten S., Tivey M.K., Von Damm K.L., Voytek M.A. 2006. A ubiquitous thermoacidophilic archaeon from deep-sea hydrothermal vents. Nature. 442: 444−447.

217. Reysenbach AL, Shock E. Merging genomes with geochemistry in hydrothermal ecosystems. Science. 2002 May 10−296(5570): 1077−82.

218. Reysenbach AL, Flores GE (2008) Geobiology, 6, 331−336.

219. Robb, F.T., Maeder, D.L., Brown, J.R., DiRuggiero, J., Stump, M.D., Yeh, R. K, Weiss R.B., Dunn, D.M. 2001. Genomic sequence of hyperthermophile, Pyrococcus furiosus: implications for physiology and enzymology. Methods Enzymol. 330:134−157.

220. Robinson, N.P., Dionne, I., Lundgren, M., Marsh, V.L., Bernander, R. and Bell, S.D. 2004. Identification of two origins of replication in the single chromosome of the archaeon Sulfolobus solfataricus. Cell. 116:25−38.

221. Robinson, N.P., and Bell, S.D. 2007. Extrachromosomal element capture and the evolution of multiple replication origins in archaeal chromosomes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 104:5806−5811.

222. Roesch L.F., Fulthorpe R.R., Riva A., Casella G., Hadwin A.K., Kent A.D., Daroub S.H., Camargo F.A., Farmerie W.G., Triplett E.W. 2007. Pyrosequencing enumerates and contrasts soil microbial diversity. ISME J., 1: 283−290.

223. Rolland JL, Gueguen Y, Persillon C, Masson JM, Dietrich J. Characterization of a thermophilic DNA ligase from the archaeon Thermococcus fumicolans. FEMS Microbiol Lett. 2004 Jul 15−236(2):267−73.

224. Rothery RA, Workun GJ, Weiner JH. The prokaryotic complex iron-sulfur molybdoenzyme family. Biochim Biophys Acta. 2008 Sep- 1778(9): 1897−929.

225. Ruepp, A., Gr ami, W., Santos-Martinez, M.L., Koretke, K.K., Volker, C., Mewes, H.W., Frishman, D., Stocker, S., Lupas, A.N., and Baumeister, W. 2000. The genome sequence of the thermoacidophilic scavenger Thermoplasma acidophilum. Nature. 407:508−513.

226. Rusch A, Amend JP. Order-specific 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes for (hyper)thermophilic archaea and bacteria. Extremophiles. 2004 Oct-8(5):357−66.

227. Ryabova OB, Chmil OM, Sibirny AA. Xylose and cellobiose fermentation to ethanol by the thermotolerant methylotrophic yeast Hansenula polymorpha. FEMS Yeast Res. 2003 Nov-4(2): 157−64. PubMed PMID: 14 613 880.

228. Sako Y, Nunoura T, Uchida A. 2001. Pyrobaculum oguniense sp. nov., a novel facultatively aerobic and hyperthermophilic archaeon growing at up to 97 degrees C. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 51:303−309.

229. Santa-Maria MC, Yencho CG, Haigler CH, Thompson WF, Kelly RM, Sosinski B: Starch self-processing in transgenic sweet potato roots expressing a hyperthermophilic aamylase. Biotechnol Prog 2011, 27:351−359.

230. San tangelo TJ, Cubonova L, Reeve JN: Thermococcus kodakarensis genetics: TK1827-encoded b-glycosidase, new positive-selection protocol, and targeted and repetitive deletion technology. Appl Environ Microbiol 2010, 76:1044−1052.

231. Sao K, Murata M, Umezaki K, Fujisaki Y, Mori T, Niidome T, Katayama Y, Hashizume M: Molecular design of protein-based nanocapsules for stimulus-responsive characteristics. Bioorg Med Chem 2009, 17:85−93.

232. Sapra, R., Bagramyan, K., and Adams, M.W. 2003. A simple energy-conserving system: proton reduction coupled to proton translocation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100:75 457 550.

233. Sato T, H. Atomi, and T. Imanaka. 2007. Archaeal type III RuBisCOs function in a pathway for AMP metabolism. Science. 315:1003−1006.

234. Say R.F., G. Fuchs. 2010. Fructose 1,6-bisphosphate aldolase/phosphatase may be an ancestral gluconeogenic enzyme. Nature. 464(7291): 1077−81.

235. Sayeh R" Birrien J.L., Alain K., Barbier G., Hamdi M., Prieur D. 2010. Microbial diversity in Tunisian geothermal springs as detected by molecular and culture-based approaches. Extremophiles, 14: 501−514.

236. Sazanov L.A., Hinchliffe P. 2006. Structure of the hydrophilic domain of respiratory complex I from Thermus thermophilus. Science, 311: 1430−1436.

237. Schiraldi C, De Rosa M (2002) The production of biocatalysts and biomolecules from extremophiles. Trends Biotechnol 20:515−521.

238. Schleper C, Kubo K, Zillig W: The particle SSV1 from the extremely thermophilic archaeon Sulfolobus is a virus: demonstration of infectivity and of transfection with viral DNA. Proc Natl Acad Sei USA 1992, 89:7645−7649.

239. Schonert, S., Buder, T., and Dahl, M.K. 1998. Identification and enzymatic characterization of the maltose-inducible a-glucosidase MalL (sucrase-isomaltase-maltase) of Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 180:2574−2578.

240. Schut, G. J., J. Zhou, and M.W. Adams. 2001. DNA microarray analysis of the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus: evidence for a new type of sulfur-reducing enzyme complex. J. Bacteriol. 183:7027−7036.

241. She, Q" R. K. Singh, F. Confalonieri, Y. Zivanovic, G. Allard, M. J. Awayez, C. C. Chan-Wei her, I. G. Clausen, B. A. Curtis, A. De Moors, G. Erauso, C. Fletcher, P. M.

242. Siebers B., Schonheit P. 2005. Unusual pathways and enzymes of central carbohydrate metabolism in Archaea. Curr Opin Microbiol., 8: 695−705.

243. Siebers B, Zaparty M, Raddatz G, Tjaden B, Albers SV, Bell SD, Blombach F, Kletzin A, Kyrpides N, Lanz C, Plagens A, Rampp M, Rosinus A, von Jan M, Makarova KS, Klenk HP, Schuster SC, Hensel R. (2011) PLoS One. 6(10), e24222.

244. Siebers B, Brinkmann H, Dorr C, Tjaden B, Lilie H, van der Oost J, Verhees CH. Archaeal fructose-1,6-bisphosphate aldolases constitute a new family of archaeal type class I aldolase. J Biol Chem. 2001 Aug 3−276(31):28 710−8.

245. Siering C, Kerschbaumer H, Nieger M, Waldvogel SR. A supramolecular fluorescence probe for caffeine. Org Lett. 2006 Mar 30−8(7):1471−4.

246. Siezen, R. J., and J. A. M. Leunissen. 1997. Subtilases: The superfamily of subtilisin-like serine proteases. Protein Sei. 6:501−523.

247. Siguier P, Filee J, Chandler M. Insertion sequences in prokaryotic genomes. Curr Opin Microbiol. 2006 Oct-9(5):526−31.

248. Silva P.J., Van den Ban E.C.D., Wassink H., Haaker H" Baltazar de Castro, Robb F.T., Hagen W.R. 2000. Enzymes of hydrogen metabolism in Pyrococcus furiosus. European Journal of Biochemistry, 267: 6541−6551.

249. Slupska MM, King AG, Fitz-Gibbon S, Besemer J, Borodovsky M, Miller JH. Leaderless transcripts of the crenarchaeal hyperthermophile Pyrobaculum aerophilum. J Mol Biol. 2001 Jun l-309(2):347−60.

250. Stetter K. O. 1996. Hyperthermophilic procaryotes. FEMS Microbiol. Rev., 18: 149−158 366.Stetter G, Hermie P, Hering KG, Bussmann JF. Pathologic fracture of the navicular bone. Aktuelle Traumatol.

251. Stetter KO. History of discovery of the first hyperthermophiles. Extremophiles. 2006 Oct-10(5):357−62.

252. Svetlitchnyi, V., Peschel, C., Acker, G., Meyer, O. 2001. Two membrane-associated NiFeS-carbon monoxide dehydrogenases from the anaerobic carbon-monoxide-utilizing eubacterium Carboxydothermus hydrogenoformans. J. Bacteriol. 183:5134−5144.

253. Swartz TH, Ito M, Hicks DB, Nuqui M, Guffanti AA, Krulwich TA. The Mrp Na+/H+ antiporter increases the activity of the malate: quinone oxidoreductase of an Escherichia coli respiratory mutant. J Bacteriol. 2005 Jan-187(l):388−91.

254. Takahata, Y., Nishijima, M., Hoaki, T. and Maruyama, T. 2000. Distribution and physiological characteristics of hyperthermophiles in the Kubiki oil reservoir in Niigata, Japan. Appl. Environ. Microbiol. 66:73−79.

255. Takahata, Y., Hoaki, T., Maruyama, T. 2001. Starvation survivability of Thermococcus strains isolated from Japanese oil reservoirs. Arch. Microbiol. 176:264−270.

256. Takai K., Horikoshi K. 1999. Genetic diversity of archaea in deep-sea hydrothermal vent environments. Genetics, 152: 1285−1297.

257. Takai K, Moser DP, DeFlaun M, Onstott TC, Fredrickson JK. (2001) Appl Environ Microbiol., 67(12), 5750−60.

258. Takemasa R, Yokooji Y, Yamatsu A, Atomi H, Imanaka T: Thermococcus kodakarensis as a host for gene expression and protein secretion. Appl Environ Microbiol 2011, 77:23 922 398.

259. Teske A, S0rensen KB. (2008) ISME J., 2(1), 3−18.

260. Timson DJ, Wigley DB. Functional domains of an NAD±dependent DNA ligase. J Mol Biol. 1999 Jan 8−285(l):73−83.

261. Tomkinson AE, Vijayakumar S, Pascal JM, Ellenberger T. DNA ligases: structure, reaction mechanism, and function. Chem Rev. 2006 Feb-106(2):687−99.

262. Tor, J. M" Kashefi, K. & Lovley, D. R. (2001). Acetate oxidation coupled to Fe (III) reduction in hyperthermophilic microorganisms. Appl Environ Microbiol 67, 1363−1365.

263. Tringe SG, von Mering C, Kobayashi A, Salamov AA, Chen K, Chang HW, Podar M, Short JM, Mathur EJ, Detter JC, Bork P, Hugenholtz P, Rubin EM. Comparative metagenomics of microbial communities. Science. 2005 Apr 22−308(5721):554−7.

264. Tsujibo H, Kosaka M, Ikenishi S, Sato T, Miyamoto K, Inamori Y. Molecular characterization of a high-affinity xylobiose transporter of Streptomyces thermoviolaceus OPC-520 and its transcriptional regulation. J Bacteriol. 2004 Feb- 186(4): 1029−37.

265. Turnbaugh P.J., Ley R.E., Mahowald M.A., Magrini V., Mardis E.R., Gordon J.I. 2006. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444: 1027−1031.

266. Valdes J., Pedroso I., Quatrini R., Dodson R.J., Tettelin H., Blake R. 2nd, Eisen J.A., Holmes D.S. 2008. Acidithiobacillus ferrooxidans metabolism: from genome sequence to industrial applications., 9: 597.

267. Vas A, Leatherwood J. Where does DNA replication start in archaea? Genome Biol. 2000;1(3):

268. Vick TJ, Dodsworth JA, Costa KC, Shock EL, Hedlund BP. Microbiology and geochemistry of Little Hot Creek, a hot spring environment in the Long Valley Caldera. Geobiology. 2010 Mar-8(2): 140−54.

269. Vignais, P. M., and B. Billoud. 2007. Occurrence, classification, and biological function of hydrogenases: an overview. Chem. Rev. 107:4206−4272.

270. Volkl P, et al. 1993. Pyrobaculum aerophilum sp. nov., a novel nitrate-reducing hyperthermophilic archaeum. Appl. Environ. Microbiol. 59: 2918−2926.

271. Volkl, P., P. Markiewicz, K.O. Stetter and J.H. Miller. 1994. The sequence of a subtilisin-type protease (aerolysin) from the hyperthermophilic archaeum Pyrobaculum aerophilum reveals sites important to thermostability. Protein Sei. 3:1329−1340.

272. Waege I, Schmid G, Thumann S, Thomm M, Hausner W: Shuttle vector-based transformation system for Pyrococcus furiosus. Appl Environ Microbiol 2010, 76:3308−3313.

273. Wagner M, Berkner S, Ajon M, Driessen AJ, Lipps G, Albers SV: Expanding and understanding the genetic toolbox of the hyperthermophilic genus Sulfolobus. Biochem Soc Trans 2009, 37:97−101.

274. Wanarska M, Kur J, Pladzyk R, Turkiewicz M. Thermostable Pyrococcus woesei beta-D-galactosidase—high level expression, purification and biochemical properties. Acta Biochim Pol. 2005;52(4):781−7.

275. Wang Y, Zhang YH: Overexpression and simple purification of the Thermotoga maritima 6-phosphogluconate dehydrogenase in Escherichia coli and its application for NADPH regeneration. Microb Cell Fact 2009, 8:30.

276. Ward, D.E., Shockley, K.R., Chang, L.S., Levy, R.D., Michel, J.K., Conners, S.B., and Kelly, R.M. 2002. Proteolysis in hyperthermophilic microorganisms. Archaea 1: 63−74.

277. Watanabe, Y., S. Yokobori, T. Inaba, A. Yamagishi, T. Oshima, Y. Kawarabayashi, H. Kikuchi and K. Kita. 2002. Introns in protein coding genes in archaea. FEBS Lett. 510:27−30.

278. Werner, F. 2007. Structure and function of archaeal RNA polymerases. Mol. Microbiol. 65:1395−1404.

279. White, M.F. 2006. DNA repair. In Archaea. Evolution, physiology and molecular biology. Eds. R.A. Garrett and H.-P. Klenk. Blackwell Publishing, Oxford, pp 171−184.

280. Wich G, Hummel H, Jarsch M, Bar U, Bock A. Transcription signals for stable RNA genes in Methanococcus. Nucleic Acids Res. 1986 Mar 25−14(6):2459−79.

281. Wilkinson A, Day J, Bowater R. Bacterial DNA ligases. Mol Microbiol. 2001 Jun-40(6): 1241−8.

282. Winker S., Woese C.R. 1991. A definition of the domains Archaea, Bacteria and Eucarya in terms of small subunit ribosomal RNA characteristics. Syst. Appl. Microbiol., 14: 305−310.

283. Woese C. R., Fox G. E. 1977. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74: 5088−5090.

284. Woese CR, Kandler 0, Wheelis ML (1990) Proc Natl Acad Sci USA, 87, 4576−4579.

285. Worthington P, Hoang V, Perez-Pomares F, Blum P: Targeted disruption of the a-amylase gene in the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus. J Bacteriol 2003, 185:482−488.

286. Wuchter C, Abbas B, Coolen MJ, Herfort L, van Bleijswijk J, Timmers P, Strous M, Teira E, Herndl GJ, Middelburg JJ, Schouten S, Sinninghe Damste JS. (2006) Proc Natl Acad Sci USA., 103(33), 12 317−22.

287. Yang X, Ma K. Determination of hydrogen peroxide generated by reduced nicotinamide adenine dinucleotide oxidase. Anal Biochem. 2005 Sep 1−344(1): 130−4.

288. Yim LC, Hongmei J, Aitchison JC, Pointing SB. Highly diverse community structure in a remote central Tibetan geothermal spring does not display monotonic variation to thermal stress. FEMS Microbiol Ecol. 2006 Jul-57(l):80−91.

289. Ying X, Ma K: Characterization of a zinc-containing alcohol dehydrogenase with stereoselectivity from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus guaymasensis. J Bacteriol 2011, 193:3009−3019.

290. Yokooji Y, Tomita H, Atomi H, Imanaka T: Pantoate kinase and phosphopantothenate synthetase, two novel enzymes necessary for CoA biosynthesis in the Archaea. J Biol Chem 2009, 284:28 137−28 145.

291. Yonath A. Ribosomal crystallography: peptide bond formation, chaperone assistance and antibiotics activity. Mol Cells. 2005 Aug 31−20(1): 1−16.

292. Zaparty M, Tjaden В., Hensel R., Siebers B. 2008. The central carbohydrate metabolism of the hyperthermophilic crenarchaeote Thermoproteus tenax: pathways and insights into their regulation. Arch. Microbiol., 190: 231−245.

293. Zaunmuller T, Kelly DJ, Glockner FO, Unden G. Succinate dehydrogenase functioning by a reverse redox loop mechanism and fumarate reductase in sulphate-reducing bacteria. Microbiology. 2006 Aug-152(Pt 8):2443−53.

294. Zhang, R. and C. Zhang. 2005. Identification and replication origins in archaeal genomes based on the Z-curve method. Archaea 1: 335−346.

295. Zillig W, Stetter КО, Tobien M. DNA-dependent RNA polymerase from Halobacterium halobium. Eur J Biochem. 1978 Nov 2−91(1): 193−9.

296. Zivanovic, Y., P. Lopez, H. Philippe, and P. Forterre. (2002) Nucleic Acids Res., 30, 1902;1910.

297. Марданов A.B., Равин H.B. (2012) Роль геномики в исследовании разнообразия и эволюции архей. Биохимия, т.11, № 8, с. 965−980.

298. Слуцкая Э. С., Безсуднова Е. Ю., Марданов A.B., Гумеров В. М., Ракитина Т. В., Попов В. О., Липкин В. М. (2012) Характеристика новой М42 аминопептидазы из кренархеи Desulfurococcus kamchatkensis. Доклады Академии наук, т. 442, № 4, с. 551 554.