Обмен кальция и кальциевая обратная связь в палочках сетчатки амфибий

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Обмен кальция и кальциевая обратная связь в палочках сетчатки амфибий (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы
Цель и задачи исследования
Научная новизна результатов исследования
Основные положения, выносимые на защиту
Теоретическая и практическая значимость работы
Апробация работы
Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Фототрансдукция и феномен световой адаптации в фоторецепторах
- 1. 2. Обмен ионов Са2+ в фоторецепторах. Свойства каналов, обменника и буфера
  - 1. 2. 1. Общее содержание Са в наружных сегментах
  - 1. 2. 2. Каналы
  - 1. 2. 3. Обменник
  - 1. 2. 4. Обмен кальция и кинетика светоиндуцированных изменений его внутриклеточной концентрации
  - 1. 2. 5. Системы связывания кальция в наружном сегменте
- 1. 3. Механизмы регуляции каскада фототрансдукции ионами Са2+
  - 1. 3. 1. Регуляция каналов
  - 1. 3. 2. Регуляция гуанилатциклазы
  - 1. 3. 3. Кальциевая регуляция фосфорилирования родопсина
  - 1. 3. 4. Гипотетические механизмы регуляции каскада
- 1. 4. Временной ход процессов адаптации. Сопоставление биохимических и физиологических данных
Глава 2. МЕТОДЫ
- 2. 1. Препарат
- 2. 2. Измерение внеклеточной концентрации Са2+ при помощи ион-селективного микроэлектрода
- 2. 3. Обработка результатов измерений внеклеточной концентрации Са
Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
- 3. 1. Измерение светоиндуцированного выхода ионов кальция при помощи ион-селективного микроэлектрода
- 9. 3.2. Математическая модель фототрансдукции и адаптации в палочке
  - 3. 3. Фотоответы одиночной палочки
  - 3. 4. Диапазон значений параметров модели
  - 3. 5. Исследование математической модели
Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ
- 4. 1. Кинетика светоиндуцированных изменений цитоплазматической концентрации Са2+ в интактных фоторецепторах
- 4. 2. Математическая модель фототрансдукции и адаптации в палочках лягушки
ВЫВОДЫ

Актуальность проблемы.

Диапазон интенсивностей света, в котором работает зрительная система человека, составляет 11 порядков, из которых 20 раз обеспечивает работа зрачка, а более 9 порядков перекрывают сетчатка и центральные механизмы (Хартридж, 1952; Rodieck, 1998). Этот диапазон обслуживается работой двух систем — палочковой и колбочковой. Первая способна работать при предельно низких освещенностях, вызывая зрительное ощущение при попадании всего нескольких квантов на ограниченную область сетчатки (Hecht et al., 1942), вторая нуждается в высоком уровне освещенности, приблизительно на три порядка выше (Graham, 1966). Световая адаптация — приспособление зрения к различным условиям освещенности. Наличие двух систем и переход к колбочковому зрению при высоких яркостях освещения являются механизмом адаптации зрительной системы в целом, при этом каждая из систем способна к световой адаптации, обеспечивая свой рабочий диапазон.

Г Л С освещенностей от 10″ до 10 люкс у палочковой и от 10″ до 10 люкс у колбочковой.

Процессы адаптации происходят на всех уровнях зрительной системы, а фоторецепторные клетки, являясь первым звеном зрительной системы, определяют работу всех ее последующих звеньев. Световая адаптация на уровне одиночных фоторецепторов обеспечивается процессами регуляции внутриклеточного каскада фототрансдукции. Несколько цепей отрицательной обратной связи, работающих через изменение внутриклеточной концентрации ионов Са2+, влияют на ряд компонентов каскада, подстраивая чувствительность клетки к условиям освещения. Среди внутриклеточных сигнальных схем, работающих через G-белок, фототрансдукционный каскад в палочках является на сегодняшний день наиболее изученным. Многочисленные данные по биохимии, молекулярной биологии и электрофизиологии палочек, полученные в последние десятилетия, позволяют представить детальную схему каскада и определить вклад отдельных его компонентов в процессы передачи возбуждения и световой адаптации.

Столь детальный уровень знаний о механизмах фоторецепции должен позволить составить математическую модель, способную количественно воспроизвести ответы палочки на свет в широком диапазоне условий световой стимуляции. Примечательно, однако, что предпринятая недавно попытка построения такой модели (№копоу е1 а1., 2000) окончилась по сути неудачей. Модель удовлетворительно предсказывала ответы на вспышки света в условиях темновой адаптации, но совершенно не воспроизводила эффекты световой адаптации. Главной проблемой оказалась невозможность состыковать в единой модели известные из экспериментов с ион-чувствительными красителями быстрые (секундные) изменения цитоплазматической концентрации Са2+ и высокие скорости Са-управляемых реакций с наблюдаемой медленной (десятки секунд) электрической активностью клетки, отражающей ход световой адаптации. Возможны два невзаимоисключающих пути разрешения имеющихся противоречий: либо кинетика светоиндуцированных изменений концентрации Са2+ гораздо медленнее той, что была до сих пор показана экспериментально, либо существуют неизвестные медленные механизмы регуляции каскада, не учитываемые существующей моделью. Как первое, так и второе предположения имеет ряд косвенных доводов в свою защиту, однако прямых экспериментальных данных в пользу того или другого нет.

Цель и задачи исследования

Целью работы было выяснить кинетику кальциевой обратной связи в палочках и ее способность исчерпывающе объяснить феноменологию электрического ответа, для чего:

1. Исследовать на палочках лягушки кинетику изменения внутриклеточной концентрации ионов Са2+ за времена развития световой адаптации.

2. Используя полученные данные об обмене свободного внутриклеточного кальция, построить математическую модель фототрансдукции в палочке, основываясь на собственных экспериментальных данных.

3. Исследуя модель, оценить вклад в световую адаптацию известных кальций-регулируемых реакций и их достаточность или недостаточность для полного описания механизма фототрансдукции и адаптации в палочках.

Научная новизна результатов исследования.

Показано, что светоиндуцированные изменения концентрации кальция в цитоплазме наружного сегмента палочки имеют двухфазную кинетику с постоянными времени фаз, отличающимися на порядок, что объясняется присутствием в фоторецепторе многокомпонентного Сабуфера. Полученные количественные параметры обмена кальция позволяют использовать их для математического моделирования фототрансдукции и fs i световой адаптации. Построенная с учетом двухфазной кинетики обмена Са модель позволяет добиться наилучшего описания световой адаптации, по сравнению со всеми ранее существовавшими моделями фототрансдукции, и позволяет оценить вклад различных Са-зависимых механизмов в световую адаптацию палочки. Ограничения модели, не позволяющие добиться в ее рамках полного описания ответа на вспышки в состоянии световой адаптации, указывают на наличие неизвестных пока биохимических механизмов регуляции каскада фототрансдукции.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Суммарное количество кальция, освобождаемое из наружного сегмента палочки сетчатки лягушки Rana ridibunda при освещении, составляет 3.3−108 ионов, что соответствует цитоплазматической концентрации 0.55 мМ. Кальций переносит 11% общего темнового тока.

2. Скорость выхода ионов.

Са2+ в слое фоторецепторов изолированной перфузируемой сетчатки, отражающая светоиндуцированные изменения цитоплазматической концентрации свободного Са2+, падает по двухэкспоненциальной кривой с постоянными времени 4.6 и 44 с и относительными амплитудами 58 и 42%.

3. Количественная математическая модель процессов возбуждения и световой адаптации в палочках должна включать двухкомпонентный кальциевый буфер, состоящий из быстрои медленнообмениваемой фракций для хорошего воспроизведения ответов на вспышки и ступеньки света в широком диапазоне условий стимуляции.

4. Модель с двухкомпонентным кальциевым буфером не в состоянии объяснить все особенности ответа на вспышки в состоянии световой адаптации, указывая тем самым на существование неизвестных пока биохимических механизмов регулирования каскада фототрансдукции.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Полученные в работе данные об обмене ионов кальция в цитоплазме палочки и их учет в математической модели фототрансдукции позволяют разрешить противоречия в теории фототрансдукции, связанные с недоучетом реальной кинетики обмена кальция в фоторецепторной клетке. Построенная модель является инструментом для дальнейшего исследования и позволяет указать направление для новых экспериментальных работ. Результаты исследования могут использоваться в курсах лекций по общей физиологии и физиологии сенсорных систем в биологических и медицинских ВУЗах.

Апробация работы.

Результаты исследования доложены на международном симпозиуме по зрительной рецепции «Visionarium III» в Твярмине (Финляндия) в 2004 году, XIX Съезде Физиологического общества им. И. П. Павлова в Екатеринбурге в 2004 году и конференции «Transport mechanisms across cell membranes: channels and pumps» в Санкт-Петербурге в 2004 году.

ВЫВОДЫ.

•л .

1. Светоиндуцированный выход ионов Са из наружных сегментов интактных палочек изолированной сетчатки лягушки Rana ridibunda исследован при помощи ион-селективного микроэлектрода, введенного в слой фоторецепторов. Суммарное количество кальция, освобождаемое из наружного сегмента при освещении, составляет 3.3−108 ионов, что соответствует цитоплазматической концентрации 0.55 мМ. Кальций переносит 11% общего темнового тока.

2. Скорость выхода, отражающая изменения цитоплазматической концентрации свободного Са, падает по двухэкспоненциальной кривой с постоянными времени 4.6 и 44 с и относительными амплитудами 58 и 42%, что обусловлено наличием как минимум двух буферных систем для Са, с различными скоростями обмена со свободной фракцией.

3. Построена наиболее детальная из известных математическая модель процессов возбуждения и световой адаптации в палочках. Модель исследована в применении к фотоответам палочек R. ridibunda.

4. Для хорошего воспроизведения ответов на вспышки и ступеньки света, поданные в темноте, модель должна включать двухкомпонентный кальциевый буфер, состоящий из быстрои медленнообмениваемой фракций, подобный обнаруженному в экспериментах с ион-селективными электродами.

5. Для воспроизведения ответов на вспышки умеренной яркости в состоянии световой адаптации в модель необходимо ввести гипотетическое ускорение инактивации комплекса трансдуцин-фосфодиэстераза, но даже расширенная модель не воспроизводит ответы палочки на выключение фонового освещения и на яркие вспышки, поданные на фоне. Это указывает на существование дополнительных, не идентифицированных пока биохимически механизмов регуляции каскада фототрансдукции.

Показать весь текст

Список литературы

Быков К.А., Томилин Н. В. Фотоиндуцированный выход ионов кальция из фоторецепторных мембран сетчатки лягушки в средах различного ионного состава // Физиологический журнал СССР им. И. М. Сеченова. 1981. — Т. 67. — С. 652−656.
Говардовский В.И., Быков К. А., Скачков С. Н. Светоиндуцированный выход ионов Са2+ из фоторецепторов и «кальциевая гипотеза» зрительного возбуждения // Биологические мембраны. 1987. — Т. 4. — С. 600−612.
Каймачников Н.П., Колесников С. С., Мякишев А. С. Модельное исследование регуляции фототрансдукции внутренним кальцием // Сенсорные системы. 1992. — Т. 6. — С. 13−17.
Каймачников Н.П., Колесников С. С., Мякишев А. С. Роль Са2±зависимой деактивации родопсина в адаптации фоторецепторов. Модельное исследование // Сенсорные системы. 1993. — Т. 3. — С. 79−92.
Каламкаров Г. Р., Островский М. А. Молекулярные механизмы зрительной рецепции // М.: Наука. 2002. — С. 279.
Фирсов M. JL, Говардовский В. И. Световая адаптация фоторецепторов: смысл и механизмы // Сенсорные системы. 2001. — Т. 15.-С. 101−113.
Ames J.B., Porumb Т., Tanaka Т., Ikura М., Stryer L. Amino-terminal myristoylation induces cooperative calcium binding to recoverin // J. Biol. Chem. -1995. V. 270. — P. 4526−4533.
Arshavsky V.Y., Lamb T.D., Pugh E.N. G proteins and phototransduction // Ann. Rev. Physiol. 2002. — V. 64. — P. 153−187.
Bader C.R., Bertrand D., Schwartz E.A. Voltage-activated and calcium-activated currents studied in solitary rod inner segments from the salamander retina //J. Physiol. 1982. -V. 331. — P. 253−284.
Barnes S. After transduction: response shaping and control of transmission by ion channels of the photoreceptor inner segments // Neuroscience. 1994. — V. 58. p. 447−459.
Bauer P.J. Cyclic GMP-gated channels of bovine rod photoreceptors: affinity, density and stoichiometry of Ca -calmodulin binding sites // J. Physiol. 1996. -V. 494. — P. 675−685.
Baylor D.A., Lamb T.D., Yau K.W. The membrane current of single rod outer segment // J. Physiol. 1979. — V. 288. — P. 589−611.
Burns M.E., Mendez A., Chen J., Baylor D.A. Dynamics of cyclic GMP synthesis in retinal rods // Neuron. 2002. — V. 36. — P. 81−91.
Burns M.E., Lamb T.D. Visual transduction by rod and cone photoreceptors // In The Visual Neurosciences. Ed. Chalupa L.M., Werner L.S. Cambridge, MA: MIT Press. — 2003. — Chapter 16. — P. 215−233.
Calvert P.D., Ho T.W., Le Febvre Y.M., Arshavsky V.Y. Onset of feedback reactions underlying vertebrate rod photoreceptor light adaptation // J. Gen. Physiol. 1998. — V. 111 — P. 39−51.
Calvert P.D., Makino C.L. The time course of light adaptation in vertebrate retinal rods // In Photoreceptors and Calcium. Ed. Baehr W., Palczewski K. -Kluwer Academic/Plenum Publishers and Landes Bioscience. 2002. — P. 37−60.
Calvert P.D., Govardovskii V.I., Krasnoperova N., Anderson R.E., Lem J., Makino C.L. Membrane protein diffusion sets the speed of rod phototransduction // Nature. 2001. — V. 411. — P. 90−94.
Calvert P.D., Govardovskii V.I., Arshavsky V.Y., Makino C.L. Two temporal phases of light adaptation in retinal rods // J. Gen. Physiol. 2002. — V. 119. — P. 129−145.
Cervetto L., Lagnado L., Perri R.J., Robinson, McNaughton P.A. Extrusion of calcium from rod outer segments is driven by both sodium and potassium gradients // Nature. 1989. — V. 337. — P. 740−743.
Chen C.K., Inglese J., Lefkowitz R.J., Hurley J.B. Ca2±dependent interaction of recoverin with rhodopsin kinase // J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. — P. 1 806 018 066.
Chen C.K., Burns M.E., He W., Wensel T.G., Baylor D.A., Simon M.I. Slowed recovery of rod photoresponse in mice lacking the GTPase accelerating protein RGS9−1 // Nature. -2000. V. 403. — P. 557−560.
Chen C., Nakatani K., Koutalos Y. Free magnesium concentration in salamander photoreceptor outer segments // J. Physiol. 2003. — V. 553. — P. 125 135.
Dizhoor A.M., Lowe D.G., Olshewskaya E.V., Laura R.P., Hurley J.B. The human photoreceptor membrane guanilyl cyclase, RetGC, is present in outer segments and is regulated by calcium and a soluble activator // Neuron. 1994. -V. 12.-P. 1345−1352.
Dizhoor A.M., Hurley J.B. Inactivation of EF-hands makes GCAP-2 a constitutive activator of photoreceptor guanylyl cyclase by preventing a Ca -induced «activator to — inhibitor» transition // J. Biol. Chem. — 1996. — V. 271. — P. 19 346−19 350.
Erickson M.A., Lagnado L., Zozulya S., Neubert T.A., Stryer L., Baylor D.A. The effect of recombinant recoverin on the photoresponse of truncated rod photoreceptors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998. V. 95. — P. 6474−6479.
Fain G.L., Shroder W.H. Calcium content and calcium exchange in dark-adapted toad rods // J. Physiol. 1985. — V. 368. — P. 641−665.
Fain G.L., Lamb TD, Matthews HR, Murphy RL. Cytoplasmic calcium as the messenger for light adaptation in salamander rods // J. Physiol. 1989. — V. 416. -P. 215−243.
Fain G.L., Matthews H.R., Cornwall M.C., Koutalos Y. Adaptation in vertebrate photoreceptors // Physiological Reviews. 2001. -V. 81.-P. 117−151.
Fesenko E.E., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A.L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment // Nature. -1985.-V. 313.-P. 310−313.
Forti S., Menini A., Rispoli G., Torre V. Kinetics of phototransduction in retinal rods of the newt Triturus cristatus II J. Physiol. 1989. — V. 419. — P. 265 295.
Gorczyca W.A., Polans A.S., Surgucheva I.G., Subbaraya I., Baehr W., Palczewski K. Guanylyl cyclase activating protein. A calcium-sensitive regulator of phototransduction// J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. — P. 22 029−22 036.
Gordon S.E., Dowling-Park J., Zimmerman A.L. Modulation of the cGMP-gated ion channel in frog rods by calmodulin and an endogenous inhibitory factor // J. Physiol. 1995. — V. 486. — P. 533−546.
Govardovskii V.I., Calvert P.D., Arshavsky V.Y. Photoreceptor light adaptation. Untangling desensitization and sensitization // J. Gen. Physiol. 2000. -V. 116.-P. 791−794.
Graham C.H. Some fundamental data // In: Vision and vision perception. Ed. Graham C.H. New York, London, Sydney: John Wiley & Sons, Inc., — 1966. — P. 68−80.
Gray-Keller M.P., Detwiler P.B. The calcium feedback signal in the phototransduction cascade of vertebrate rods // Neuron. 1994. — V. 13. — P. 849 861.
Hecht S., Shlaer S., Pirenne M.H. Energy, quanta, and vision // J. Gen. Physiol. 1942.-V. 25.-P. 819−840.
Hackos D.H., Korenbrot J.I. Divalent cation selectivity is a function of gating in native and recombinant cyclic nucleotide-gated ion channels from retinal photoreceptors // J. Gen. Physiol. 1999. — V. 113. — P. 799−817.
Hamer R.D., Tyler C.W. Phototransduction: modeling the primate cone flash response // Vis. Neurosci. 1995. — V. 12. — P. 1063−1082.
Hamer R.D. Computational analysis of vertebrate phototransduction: combined quantitative and qualitative modeling of dark- and light-adapted responses in amphibian rods // Vis. Neurosci. 2000. — V. 17. — P. 679−699.
Hamer R.D., Nicholas S.C., Tranchina D., Liebman P.A., Lamb T.D. Multiple phosphorylation of activated rhodopsin can account for the reproducibility of vertebrate rod single-photon responses // J. Gen. Physiol. 2003. — V. 122. — P. 419−444.
Haynes L.W., Kay A.R., Yau K.W. Single cyclic GMP-activated channel activity in excised patches of rod outer segment membrane // Nature. 1986. — V. 321.-P. 66−70.
Haynes L.W. Permeation and block by internal and external divalent cations of the catfish cone photoreceptor cGMP-gated channel // J. Gen. Physiol. 1995. — V. 106. — P. 507−523.
Hodgkin A.L., McNaughton P.A., Nunn B.J. Measurements of sodium-calcium exchange in salamander rods // J. Physiol. 1987. — V. 391. — P. 347−370.
Hodgkin A.L., Nunn B.J. The effect of ions on sodium-calcium exchange in salamander rods // J. Physiol. 1987. — V. 391. — P. 371−398.
Hsu Y.T., Molday, R.S. Modulation of the cGMP-gated channel of rod photoreceptor cells by calmodulin // Nature. 1993. — V. 361. — P. 76−79.
Huppertz B., Weyand I., Bauer P.J. Ca binding capacity of cytoplasmic proteins from rod photoreceptors is mainly due to arrestin // J. Biol. Chem. 1990. -V. 265.-P. 9470−9475.
Jones G.J. Light adaptation and the rising phase of the flash photocurrent of salamander retinal rods // J. Physiol. 1995. — V. 487. — P. 441−451.
Kamiyama Y., Ogura T., Usui S. Ionic current model of the vertebrate rod photoreceptor // Vision Res. 1996. — V. 36. — P. 4059−4068.
Karpen J.W., Brown R.L., Stryer L., Baylor D.A. Interactions between divalent cations and the gating machinery of cyclic GMP-activated channels in salamander retinal rods // J. Gen. Physiol. 1993. — V. 101. — P. 1−25.
Kawamura S. Rhopdopsin phosphorylation as a mechanism of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin // Nature. 1993. — V. 362. — P. 855 857.
Kawamura S., Kuwata O., Yamada M., Matsuda S., Hisatomi O., Tokunaga F. Photoreceptor protein S26, a cone homologue of S-modulin in frog retina // J. Biol. Chem. 1996. — V. 271. — P. 21 359−21 364.
Kennedy M.J., Lee K.A., Niemi G.A., Craven K.B., Garwin G.G., Saari J.C., Hurley J.B. Multiple phosphorylation of rhodopsin and the in vivo chemistry underlying rod photoreceptor dark adaptation // Neuron. 2001. — V. 31. — P. 87 101.
Klenchin V.A., Calvert P.D., Bownds M.D. Inhibition of rhodopsin kinase by recoverin. Further evidence for a negative feedback system in phototransduction // J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. — P. 16 147−16 152.
Knopp A., Rueppel H. Ca2+ fluxes and channel regulation in rods of albino rat // J. Gen. Physiol. 1996. — V. 107. — P. 577−596.
Koch K.W., Stryer L. Highly cooperative feedback control of retinal rod guanylate cyclase by calcium ions // Nature. 1988. — V. 334. — P. 64−66.
Korenbrot J.I., Miller D.L. Cytoplasmic free calcium concentration in dark-adapted retinal rod outer segments // Vis. Research. 1989. — V. 29. — P. 939−948.
Koutalos Y., Nakatani K., Tamura T., Yau K.W. Characterization of guanilate cyclase activity in single retinal rod outer segments // J. Gen. Physiol. 1995. — V.106.-P. 863−890.
Koutalos Y., Nakatani K., Yau K.W. The cGMP phosphodiesterase and its contribution to sensitivity regulation in retinal rods // J. Gen. Physiol. 1995. — V. 106.-P. 891−921.
Koutalos Y., Yau K.W. Regulation of sensitivity in vertebrate rod photoreceptors by calcium // Trends Neurosci. 1996. V. 19. — P. 73−81.
Krispel C.M., Chen C.K., Simon M.I., Burns M.E. Novel form of adaptation in mouse retinal rods speeds recovery of phototransduction // J. Gen. Physiol. 2003. -V. 122.-P. 703−712.
Lagnado L., Cervetto L., McNaughton P.A. Ion transport by the Na-Ca exchange in isolated rod outer segments // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1988. — V. 85. — P. 4548−4552.
Lagnado L., Cervetto L., McNaughton P.A. Calcium homeostasis in the outer segment of retinal rods from tiger salamander // J. Physiol. 1992. — V. 455. — P. 111−142.
Lagnado L., Baylor D.A. Calcium controls light-triggered formation of catalytically active rhodopsin //Nature. 1994. — V. 367. -P. 273−277.
Lamb T. D, Pugh E.N. A quantitative account of the activation steps involved inphototransduction in amphibian photoreceptors // J. Physiol. 1992. — V. 449. — P. 719−758.
Lasater E.M. Membrane properties of distal retinal neurons // Progress in retinal research. Ed. Osborne N., Chader. G. Oxford — New York — Seoul — Tokyo: Pergamon Press. — 1991. — V. 11. — Chapter 9. — P. 215−246.
Li J.D., Gallemore R., Govardovskii V.I., Steinberg R.H. Calcium gradients and light-evoked calcium changes outside rods in the intact cat retina // Visual Neurosci. 1994. -V. 11. — P. 753−761.
Lolley R.N., Racz E. Calcium modulation of cyclic GMP synthesis in rat visual cells // Vision Res. 1982. — V. 22. — P. 1481−1486.
Lyubarsky A., Nikonov S., Pugh E.N. The kinetics of inactivation of the rod phototransduction cascade with constant Ca2+ // J. Gen. Physiol. 1996. — V. 107.- P. 19−34.
Makino C.L., Dodd R.L., Chen J., Burns M.E., Roca A., Simon M.I., Baylor D.A. Recoverin regulates light-dependent phosphodiesterase activity in retinal rods // J. Gen. Physiol. 2004. — V. 123. — P. 729−741.
Matthews H.R., Murphy R.L.W., Fain G.L., Lamb T.D. Photoreceptor light adaptation is mediated by cytoplasmic calcium concentration // Nature. 1988. -V. 334. — P. 67−69.
Physiol. 1997. — V. 109. — P. 141−146.• 94
Matthews H.R., Fain G.L. A light-dependent increase in free Ca concentrationin the salamander rod outer segment // J. Physiol. 2001. — V. 532. — P. 305−321.
Matthews H.R., Cornwall M.C., Crouch R.K. Prolongation of actions of Ca2+ early in phototransduction by 9-demethylretinal // J. Gen. Physiol. 2001. — V. 118 -P. 377−390.
McCarthy S.T., Younger J.P., Owen W.G. Free calcium concentrations in bullfrog rods determined in the presence of multiple forms of Fura-2 // Biophys. J.- 1994. V. 67. — P. 2076−2089.
McCarthy S.T., Younger J.P., Owen W.G. Dynamic, spatially nonuniform calcium regulation in frog rods exposed to light // J. Neurophysiol. 1996. — V. 76. -P. 1991−2004.
McLaughlin S., Brown J. Diffusion of calcium ions in retinal rods: a theoretical calculation // J. Gen. Physiol. 1981. — V. 77. — P. 475−487.
Mendez A., Burns M.E., Roca A., Lem J., Wu L.W., Simon M.I., Baylor D.A., Chen J. Rapid and reproducible deactivation of rhodopsin requires multiple phosphorylation sites // Neuron. 2000. — V. 28. — P. 153−164.
Miller J.L., Korenbrot J.I. Kinetics of light-dependent Ca fluxes across the plasma membrane of rod outer segments // J. Gen. Physiol. 1987. — V. 90. — P. 397−425.
Miller J.L., Korenbrot J.I. Cytoplasmic free calcium concentration in dark-adapted retinal rod outer segments // Vision Res. 1989. — V. 29. — P. 939−948.
Miller J.L., Korenbrot J.I. Differences in calcium homeostasis between retinal rod and cone photoreceptors revealed by the effects of voltage on the cGMP-gated conductance in intact cells // J. Gen. Physiol. 1994. — V. 104. — P. 909−940.
Murnick J.G., Lamb T.D. Kinetics of desensitisation induced by saturating flashes in toad and salamander rods // J. Physiol. 1996. — V. 495. — P. 1−13.
Nakatani K., Yau K.W. Calcium and light adaptation in retinal rods and cones // Nature. 1988. — V. 334. — P. 69−71.
Nakatani K., Yau K.W. Calcium and magnesium fluxes across the plasma membrane of the toad rod outer segment // J. Physiol. 1988. — V. 395. — P. 695• 729.
Nakatani K., Koutalos Y., Yau K.W. Ca modulation of the cGMP-gated channel of bullfrog retinal rod photoreceptors // J. Physiol. 1995. — V. 484. — P. 69−76.
Nakatani K., Chen C., Koutalos Y. Calcium diffusion in rod photoreceptor outer segments // Biophys. J. 2002. — V. 82. — P. 728−739.
Nicholson C., Phillips J.M. Ion diffusion modified by tortuosity and volume fraction in the extracellular microenvironment of the rat cerebellum // J. Physiol. 1981.-V. 321.-P. 225−257.
Nikonov S., Encheta N., Pugh E.N. Kinetics of recovery of the dark-adapted salamander rod photoresponse // J. Gen. Physiol. 1998. — V. 111. — P. 7−37.
Nikonov S., Lamb T.D., Pugh E.N. The role of steady posphodiesterase activity in the kinetics and sensitivity of the light-adapted salamander rod photoresponse // J. Gen. Physiol. 2000. — V. 116. — P. 795−824.
Ohyama T., Hackos D.H., Frings S., Hagen V., Kaupp U.B., Korenbrot J.I. Fraction of the dark current carried by Ca through cGMP-gated ion channels of intact rod and cone photoreceptors // J. Gen. Physiol. 2000. — V. 116. — P. 735% 753.
Palczewski K., Polans A.S., Baehr W., Ames J.B. Ca2±binding proteins in the retina: structure, function, and the etiology of human visual diseases // Bioessays. -2000.-V. 22.-P. 337−350.
Pepe I.M., Boero A., Vergani L., Panfoli I., Cugnoli C. Effect of light and calcium on cyclic GMP synthesis in rod outer segments of toad retina // Biochim. Biophys. Acta. 1986. -V. 889. — P. 271−276.
Pepperberg D.R., Cornwall M.C., Kahlert M., Hofmann K.P., Jin J., Jones G.J., Ripps H. Light-dependent delay in the falling phase of the retinal rod photoresponse // Vis. Neurosci. 1992. V. 8. — P. 9−18.
Perri R.J., McNaughton P.A. Response properties of cones from retina of the tiger salamander // J. Physiol. 1991. — V. 433. — P. 561−587.
Picones A., Korenbrot J.I. Permeability and interaction of Ca2+ with cGMP-gated ion channels differ in retinal rod and cone photoreceptors // Biophys J. -1995.-V. 69.-P. 120−127.
Ratto G.M., Payne R., Owen W.G., Tsien R.Y. The concentration of cytosolic free calcium in vertebrate rod outer segments measured with fura-2 // J. Neurosci. -1988.-V. 8, — P. 3240−3246.
Rebrik T.I., Kotelnikova E.A., Korenbrot J.I. Time course and Ca2+ dependence of sensitivity modulation in cyclic GMP-gated currents of intact cone photoreceptor // J. Gen. Physiol. 2000. — V. l 16. — 521−534.
Rebrik T.I., Korenbrot J.I. In intact mammalian photoreceptors, Ca2±dependent modulation of cGMP-gated ion channels is detectable in cones but not in rods // J. Gen. Physiol. 2004. — V. 123. — P. 63−75.
Rieke F., Baylor D.A. Origin of reproducibility in the responses of retinal rods to single photons // Biophys. J. 1998. — V. 75. — P. 1836−1857.
Rispoli G., Sather W.A., Detwiler P.B. Visual transduction in dialysed detached rod outer segments from lizard retina // J. Physiol. 1993. — V. 465. -513−537.
Rodieck R.W. The first steps in seeing // Sunderland, MA: Sinaeur Associates, Inc. Publishers. 1998.
Sagoo M.S., Lagnado L. The action of cytoplasmic calcium on the cGMP-activated channel in salamander rod photoreceptors // J. Physiol. 1996. — V. 497. -P. 309−319.
Sagoo M.S., Lagnado L. G-protein deactivation is rate-limiting for shut-off of the phototransduction cascade // Nature. 1997. — V. 389. — P. 392−395.
Sampath A.P., Matthews H.R., Cornwall M.C., Fain G.L. Bleached pigment produces a maintained decrease in outer segment Ca2+ in salamander rods // J. Gen. Physiol. 1998. — V. 111. — P. 53−64.
Sampath A.P., Matthews H.R., Cornwall M.C., Bandarchi J., Fain G.L. Light-dependent changes in outer segment free-Ca2+ concentration in salamander cone photoreceptors // J. Gen. Physiol. 1999. — V. 113. — P. 267−277.
Schnetkamp P.P. Optical measurements of Na-Ca-K exchange currents in intact outer segments isolated from bovine retinal rods // J. Gen. Physiol. 1991. -V. 98.-P. 555−573.
Schnetkamp P.P., Szerencsei R.T. Intracellular Ca2+ sequestration and release in intact bovine retinal rod outer segments. Role in inactivation of Na-Ca+K exchange // J. Biol. Chem. 1993. — V. 268. — P. 12 449−12 457.
Schnetkamp P.P. How does the retinal rod Na-Ca+K exchanger regulate cytosolic free Ca2+? // J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. — P. 13 231−13 239.
Sneyd J., Tranchina D. Phototransduction in cones: an inverse problem in enzyme kinetics // Bulletin of Mathematical Biology. 1989. — V. 51. — P. 749 784.
Somlyo A.P., Walz B. Elemental distribution in Rana pipiens retinal rods: quantitative electron probe analysis // J. Physiol. 1985. — V. 358. — P. 183−195.
Torre V., Matthews H.R., Lamb T.D. Role of calcium in regulating the cyclic GMP cascade of phototransduction in retinal rods // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. -1986.-V. 83.-P. 7109−7113.
Tranchina D., Peskin C.S. Light adaptation in the turtle retina: embedding a parametric family of linear models in a single nonlinear model // Vis. Neurosci. -1988.-V. l.-P. 339−348.
Tranchina D., Sneyd J., Cadenas I.D. Light adaptation in turtle cones. Testing and analysis of a model for phototransduction // Biophys. J. 1991. — V. 60. — P. 217−237.
Woodruff M.L., Sampath A.P., Matthews H.R., Krasnoperova N.V., Lem J., Fain G.L. Measurement of cytoplasmic calcium concentration in the rods of wildtype and transducin knock-out mice // J. Physiol. 2002. — V. 542. — P. 843−854.
Yau K.W., Nakatani K. Electrogenic Na±Ca2+ exchange in retinal rod outer segment // Nature. 1984. — V. 311. — P. 661−663.
Whitlock, G.G., Lamb, T.D. Variability in the time course of single photon responses from toad rods: Termination of rhodopsin’s activity // Neuron. 1999. -V. 23.-P. 337−351.
Wen R., Oakley B. Ion-selective microelectrodes suitable for recording rapid changes in extracellular ion concentration // J. Neurosci. Meth. 1990. — V. 31. -P. 207−213.
Wilden U. Duration and amplitude of the light-induced cGMP hydrolysis in vertebrate photoreceptors are regulated by multiple phosphorylation of rhodopsin and by arrestin binding // Biochemistry. 1995. — V. 34. — P. 1446−1454.
Xu J, Dodd RL, Makino CL, Simon MI, Baylor DA, Chen J. Prolonged photoresponses in transgenic mouse rods lacking arrestin // Nature. 1997. — V. 389.-P. 505−509.
Zimmerman A.L., Baylor D.A. Cyclic GMP-sensitive conductance of retinal rods consists of aqueous pores // Nature. 1986. — V. 321. — P. 70−72.
Zimmerman A.L., Baylor D.A. Cation interactions within the cyclic GMP-activated channel of retinal rods from the tiger salamander // J. Physiol. 1992. -V. 449. — P. 759−783.

Заполнить форму текущей работой