Микробиологический контроль проб мышечной ткани, внутренних органов и лимфатических узлов на обсемененность бактериями рода Proteus установлено: слизистая оболочка кишечника — 5,1%, печень и мезентеральные лимфатические узлы — 4,2%, легкие и селезенка — 1,8% случаев. Анализируя результаты микробиологических анализов, приходим к выводу о том, что инфицированные животные являются нетолько носителями сальмонеллеза, но являются латентными носителями стрептококковой инфекции, кишечной палочки и стафилококков.
3.3. Сроки выживаемости возбудителя во внешней среде и его устойчивость.
Выживаемость возбудителя сальмонеллезного аборта коров один из важнейших вопросов эпизоотологии и эпидемиологии заболеваний, вызываемых этим возбудителем. От изучения этого вопроса в конкретных условиях зависят вопросы борьбы с заболеваниями животных и людей и вопросы профилактики. Анализ литературных данных по этому вопросу показал, что длительность выживания возбудителя сальмонеллезного аборта коров в значительной степени зависит от: географического положения места исследования, метеорологических условий или микроклимата помещений, а также от структуры и характера объекта. Таблица 14Выживаемость возбудителя сальмонеллезного аборта коров на различных объектах исследований. Дата начала и конца исследований.
Объекты исследований.
Сроки выживаемости (дни).
02. 08- 29. 11. 2014 г. Волосяной покров13 002. 08. 2015; 01. 2016гг. Зерно180Установлено, что сальмонеллы выживали на волосяном покрове коров до 130 дней, в зерне до 180 дней (таб. 14).Сальмонеллы весьма устойчивы к неблагоприятным факторам и обладают способностью длительно выживать во внешней среде. Объекты внешней среды, контаминированные возбудителем сальмонеллезного аборта лошадей, являются факторами передачи возбудителя инфекции. Длительную выживаемость возбудителя сальмонеллеза необходимо учитывать при оценке эпизоотической ситуации и при проведении ветеринарно-санитарных, профилактических мероприятий против сальмонеллезного аборта лошадей.
3.3. 1 Изучение сроков выживаемости возбудителя сальмонеллезного аборта и его устойчивость в мясе и мясных продуктах.
Работами многих авторов доказано то, что наиболее эффективными и в то же время доступным способом уничтожения микробов является воздействие на них высокой температуры. При нагревании мяса происходит ряд изменений в клетках микробов, главным образом, в результате свертывания белка цитоплазмы и разрушения внутриклеточных ферментов, эти изменения и вызывают гибель микробов. При воздействии высокой температуры на микрофлору мяса следует иметь ввиду, что мясо является плохим проводником тепла, причем мышечная ткань проводит тепло хуже, чем другие ткани организма животного. Этим объясняется тот факт, что при варке быстрее прогреваются части мяса, прилегающие к костям. На скорость проникновения тепла в толщу мяса, помимо величины кусков, наличия в них жира, а также воздействия других факторов, влияет и содержание в мясе воды. Чем больше влаги содержит мясо, тем оно более проницаемо для тепла. Таким образом, возбудитель Salmonella abortus equi погибает в варено-копченых колбасных и деликатесных (национальные блюда) изделиях на первой стадии (сушка) технологического процесса от 1 до 1,5 часа.
3.3. 2 Микробиологический анализ куриного филе в Московской области.
Например, при исследовании куриного филе методом смыва (ополаскивания) без обжига поверхности. Все отобранные пробы отдельно взвешивали, помещали их в новыестерильные пакеты, добавляли физиологический раствор в количестве, равномпо массе пробам, и встряхивали смесь. Полученную взвесь использовали для проведения десятикратных разведений каждой пробы и последующих посевов на общепринятые и специальные питательные среды. Пробы фарша и мяса механической обвалки исследовали без обжига поверхности. При этом образцы взвешивали, помещали в стерильные ступки и добавлялифизиологический раствор до разведения 1:
10. Исходную суспензию каждого образца использовали для проведения ряда десятикратных разведений с последующим посевом на питательные среды. Для определения КМАФАнМ, КОЕ/г по 1 мл соответствующих разведенийвносили в стерильные чашки Петри и заливали расплавленным и охлажденнымдо 43—45оС МПА. Посевы инкубировали при температуре (30 1) С в течение72 ч. Колонии, выросшие в чашках Петри на МПА, подсчитывали с помощьюсчетчика колоний и лупы. Для выявления бактерий группы кишечных палочек (БГКП) по 1 мл соответствующих разведений вносили в пробирки со средой Кесслера с поплавком, инкубировали при температуре 37 оС в течение 24 ч. При наличии изменений цветасреды и образовании пузырьков газа в поплавке проводили пересев на среду.
Эндо среда, на которой БГКП образуют темно-красные колонии с металлическим блеском. С целью обнаружения бактерий рода Salmonella 25 г каждого образца вносили во флаконы с жидкой магниевой средой, инкубировали при температуре (37 оС) в течение 24 ч. Затем жидкую среду из флаконов пересевали на селективный висмут-сульфитный агар для выделения чистой культуры, на которомсальмонеллы образуют черные колонии. Для изолирования стафилококков из соответствующих в солевой бульон, инкубировали при температуре 37 оС в течение 24 ч. В солевом бульоне учитывали рост микроорганизмов со стабильным равномернымпомутнением среды и суспендируемым осадком. Для получения изолированныхколоний из пробирок с солевым бульоном бактериологической петлей проводиливысев штрихом на поверхность чашек Петри с Байрд-Паркер агаром. Посевы инкубировали при температуре 37 оС в течение 48 ч. На среде Байрд-Паркера стафилококки растут в виде черных или серых блестящих выпуклых колоний с просветлением среды вокруг них. С целью выявления Listeria monocytogenes проводили двухэтапное селективное обогащение на среде Фразера. Сначала в бульон Фразера 1 вносили образецмассой 25 г и инкубировали при температуре 30 оС в течение 24 ч. На следующийдень после первичного обогащения 0,1 мл образца высевали в бульон Фразера 2для вторичного селективного обогащения. Посевы инкубировали при температуре 37 оС в течение 48 ч.
Рост Listeria monocytogenes в бульоне Фразерасопровождается почернением среды. После второго этапа селективного обогащения производили пересев на ПАЛКАМ-агар, посевы инкубировали при температуре 37оС в течение 24 ч. На ПАЛКАМ-агаре Listeria monocytogenes образуетсеро-зеленые колонии с черным ореолом, энтерококки и стафилококки — желтыеколонии с желтым ореолом вокруг колоний. Для выделения клостридий пробу высевали на среду Китт-Тароцци и инкубировали при температуре 37 оС в течение 24 ч. При наличии помутнения средыи выделения газа готовили мазки, окрашивали по Граму и методу Шеффера-Фултона. Затем проводили высев на среду Вильсона-Блера, на которой клостридииобразуют черные колонии. С целью обнаружения бактерий рода Proteus проводили посев в конденсационную воду пробирок со свежескошенным питательным агаром по Шукевичу. Посевы инкубировали в вертикальном положении при температуре 37 оС в течение 48 ч. Бактерии рода Proteus растут вверх по поверхности среды, образуя ползучий вуалеобразный налет с голубым оттенком и определенным запахом. Для выявления молочнокислых микроорганизмов использовали общепринятые питательные среды, бактерии рода Pseudomonas выделяли с помощью сывороточных питательных сред. Результаты исследования образцов куриного филе представлены в табл. 1, образцов фарша и мяса механической обвалки — в табл.
Результаты посевов проб различных полуфабрикатов из мяса птицы показали, что в 19—23% образцов мяса механической обвалки КМАФАнМ КОЕ/г превышало допустимые нормы. У 15—17% образцов полуфабрикатов микробиологические показатели достигали верхних пределов допустимых норм. И только 33—36%образцов имели КМАФАнМ, КОЕ/г ниже пределов допустимых норм. В отдельных образцах КМАФАнМ, КОЕ/г превышало допустимые показатели в 2,2—5 раз. Колиформные бактерии выявлены в 12—28% проб, в том числе в образцахфиле в 12—17% проб, фарша — 19—22% проб, в образцах ММО бройлеров —21—28% проб, ММО индеек — в 15—26% проб. Бактерии рода Salmonella были выявлены в 3—5% образцов куриного филе, в 4—6% проб фарша куриного, 8—10% — ММО бройлеров, в 4—9% — образцов.
ММО индеек. Наличие стафилококков в полуфабрикатах не нормировано, но проведенныеисследования показали, что они присутствуют в 12—36% проб, в том числе в филе12—23% проб, в фарше — 17—29% проб, ММО бройлеров — 25—35%, ММОиндеек — 17—36% проб. Клостридии действующими нормативными документами тоже не нормированы, но были обнаружены в исследуемых образцах у 7—26% проб полуфабрикатов, в том числе в курином филе в 7—16% проб, в фарше — 9—17%, ММОбройлеров — 18—23%, ММО индеек — 12—26% проб. Бактерии рода Proteus выявлены у 9—37% проб, из них в филе 9—15% проб, в фарше 14—16%, ММО бройлеров — 30—37%, ММО индеек — 22—28% проб. Бактерии рода Pseudomonas выявлены в 5—14% исследованных проб. Молочнокислые микроорганизмы выявляли в 15—17% проб полуфабрикатов, имеющих высокие показатели КМАФАнМ, КОЕ/г. При обычных микробиологических исследованиях в 11—18% проб ММО бройлеров и индеек были также выявлены дрожжи рода Saccharomyces и плесени родов Cladosporium и Penicillium. Все эти микроорганизмы широко распространены в природе, обитают в кишечникездоровых животных и птицы, их обнаруживают в смывах с оборудования, инструментов и рук рабочих. В мясное сырье они попадают при нарушении производственных санитарно-гигиенических режимов. Многие из них являются возбудителями порчи продуктов, при употреблении которых могут возникать пищевые токсикозы, которые развиваются быстро и в массовом порядке. У заболевших животных признаки сопровождаются схваткообразными болями в животе и признаками резкогорасстройства функции пищеварения. Listeria monocytogenes не были обнаружены ни в одной пробе исследуемыхполуфабрикатов, что свидетельствует о благополучии по листериозу регионов, где выращивали птицу. Сезонные колебания в микробиологических показателях полуфабрикатов закономерности не имели. Наиболее выраженные изменения в микробном статусептичьих полуфабрикатов были связаны с увеличением срока их хранения. Наиболее интенсивная контаминация микроорганизмами отмечена в образцах фарша и ММО из мяса бройлеров и индейки по сравнению с образцами куриного филе. По нашему мнению, при реализации полуфабрикатов из мяса птицы с повышенной микробной контаминацией необходимо сокращать сроки хранения и реализации. При выявлении КМАФАнМ, КОЕ/г выше допустимых уровней полуфабрикаты надо снимать с реализации и направлять в утиль, так как в них могут изменяться органолептические показатели и обнаруживаться возбудители токсикоинфекций и токсикозов микробного происхождения, или подвергать проварке, обеспечивающей гибель пищевых патогенов, и использовать в кормах для животных. Коммерческие полуфабрикаты с высокими показателями КМАФАнМ, КОЕ/г и пониженными органолептическими свойствами (изменение цвета или запаха, наличие признаков бактериальной порчи), необходимо тоже снимать с реализации и направлять в утиль для производства консервированных или сухих животных кормов. При производстве птичьего фарша и мяса механической обвалки для длительного хранения необходимо использовать свежее мясное сырье и замораживать полуфабрикаты при температуре не выше минус 15—18 оС до достижения в центре блока температуры ниже минус 12—13 оС. При изготовлении птичьих полуфабрикатов необходимо соблюдать высокую осторожность. При изготовлении птичьих полуфабрикатов необходимо соблюдать высокий уровень производственной гигиены, который должен периодически контролироваться микробиологическими исследованиями сырья, оборудования и готовой продукции.Выводы.
Санитаорно-ветеринарная экспертиза мяса является важным этапам ветеринарного контроля качества продукции. Ткани и органы животных, перенесших сальмонеллез, сопровождается глубокими изменениями морфологических и биохимических показателей крови. При сальмонеллезном аборте коров патологоанатомические признаки выражаются в печени, селезенке, в желудочно-кишечном тракте, почках и лимфатических узлах. Патоморфологические изменения печени выражаются разрушением печеночных балок. Наличие красной пульпы в селезенке говорит об отеке тканей. Стенки желудка, тонкой, толстой кишок и матки наблюдается диффузная инфильтрация подслизистого слоя полиморфно-ядерными лейкоцитами. Почки с интерстициальным отеком, кровоизлияниями и лейкоцитарными инфильтратами. Лимфатические узлыс фолликулярная гиперплазией и трансформацией мякотных тяжей. По мясной продуктивности, убойным качествам и морфологическому составу мяса больных животных заметно снижение качеств: больные животные дают убойный выход 40−50%. Отрубы больных животных содержат преимущественно костную и соединительную тканис незначительным содержанием жировой ткани.
Органолептические и физико-химические показатели мяса больных животных характеризуется плохой степенью обескровления, поверхность мяса влажная, от красного до темно-красного цвета, мясной сок и бульон мутный. Мясо больных животных отличается высоким показателем рН до 6,5±0,02, отрицательной реакцией на пероксидазу, повышением амино-— аммиачного азота 1,62±0,09мг/10 мл вытяжки и летучих жирных кислот 6,9±1,2 мг/КОН, положительной реакцией на продукты распада белков. Мясо и субпродукты коров при сальмонеллезном аборте имеют более интенсивное микробное обсеменение, чем продукты убоя от здоровых животных. Бактериальная обсемененность органов и тканей составило: сальмонеллы — 23,5%, 2 серовара (S. abortus equi и S. typhimurium); бактерии группы кишечных палочек — 18,9%, 10 серогрупп (0,18, 0,26, 044, 055, 0,78, 6 и др); стафилококки- 5,9% (St. aureus и St.
album); стрептококки- 2,1% (S. pneumonia и S. piogenes); протей — 1,6% (P. vulgaris и P. mirabilis).Органолептические и физико-химические показатели жира больных животных имеют существенные различия от данных здоровых животных: цвет жира желтоваты с неприятным салистым запахом с отклонениями консистенции и вкуса, содержание влаги в жире 15,01±0,12% по сравнению в контроле 10,49±0,6, жира соответственно 81,42±1,2 и 87,01±1,4. Показатели по белку не имели существенных различий. Кислотное и перекисное числа подкожного жира больных животных составило 2,64±0,12(мг КОН) и 0,09±0,004% соответственно. Сроки выживаемости Salmonella abortus equi на различных объектах в условиях Якутии на волосяном покрове якутских лошадей от 85 до 120 дней, в зерне — от 97 до 160 дней. В мясе и мясных продуктах (варено-копченые колбасы), национальных деликатесных блюдах возбудитель погибает при температуре 90°.
— 100 °C от 1 до 1,5 часа. Возбудитель сальмонеллезного аборта коров (Salmonella abortus equi) — не образующая спор сальмонеллезная палочка, устойчивая во внешней среде. Выделение бактерий может продолжаться 60 дней и дольше. Заражение происходит в основном через пищеварительный тракт. У жеребят возможно внутриутробное заражение. Одной из особенностей эпизоотического процесса сальмонеллезных абортов коров является сезонность.
Чаще — в весенние месяцы (март-апрель и частично май) и реже — в осенне-зимние (октябрь, ноябрь и частично декабрь).Паратифозные микробы обычно проявляют патогенное действие при снижении резистентности и нарушении обмена веществ в организме лошади. При этом возбудитель через кровь проникает в беременную матку, ткани плода, плодовые оболочки и вызывает катаральное воспаление оболочки матки и поражение плода. В результате происходит аборт или рождение нежизнеспособного приплода. Непременным условием возникновения пищевых токсикоинфекций является предварительное размножение микроорганизмов. При интоксикациях в патогенезе заболевания исключительную роль играет только токсин. Микроб-возбудитель, исполнив роль продуцента яда в продукте, утрачивает свое значение и его поступление в организм не является обязательным. Для диагноза в лабораторию направляют плод или кусочек его сердца или печени, плодовые оболочки, выделения из влагалища. Кроме лабораторных исследований, сальмонеллезный аборт выявляют с помощью реакции иммунофлюоресценции по В. Ф. Бутковскому. Данные наших исследований свидетельствуют, что полуфабрикаты из тушек птицы, реализуемые в торговых сетях, в 19—23% случаев имели повышенную микробную контаминацию, в 15—17% образцов показатель КМАФАнМ, КОЕ/г достигал верхних пределов уровней, допустимых НТД.
Превышение норм по микробной контаминации в исследуемых полуфабрикатах составляло в 1,9—3,5 раза. Бактерии группы кишечных палочек выявлены у 12—28% исследованных образцов, бактерии рода Salmonella — у 3—10% исследуемыхпроб, микроорганизмы кокковых форм — у 12—36%, клостридии — в 7—26%исследуемых проб, рода Proteus — в 9—37% проб, Pseudomonas — 5—14% проб, молочнокислые — 5—17% проб исследованных полуфабрикатов. Бактерии родаListeria monocytogenes в исследуемых полуфабрикатах из мяса птиц не выявлены. Таким образом, проблема сальмонеллезного аборта коров в настоящее время имеет важное эпизоотологическое и эпидемиологическое значение как во многих странах мира, так и на территории Московской области5. Список использованной литературы.
Абалдова В. А. Повышение гигиенической безопасности мяса птицы механическойи птицепродукты. 2013. № 1.Абрамов А. Ф. Воспроизводство и кормление якутских лошадей. — Якутск: Книжное издательство, 2007. 96 с. Абрамов А. Ф.
Оценка условий тебеневки якутских лошадей. Якутск, 1984. — 69 с. Абрамов А. Ф.
Якутская лошадь (экология, размножение, питание, оптимизация воспроизводства): Автореф. дис. д-ра биол. наук. М., 199 172 с. Алексеев Н. Д. Адаптация коров к температурным факторам среды: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Рязань, 1984. —&#.
160;24 с. Алексеева Л. И. Эпизоотологические особенности и распространенность сальмонеллезного аборта коров в зависимости от природно-географических и климатических условий Республики Саха (Якутия): Автореф. дис. канд. вет. наук. М., 2005. 17 с. Анашина Н. В. Биологическая ценность депонированных жиров лошади: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Рязань, 2010. —&#.
160;17 с. Андреев Н. П. Мясная продуктивность якутских лошадей и пути его повышения: Автореф. дисс. канд. с. -х. наук. — М., 1978.
18 с. Андреев Н. П. Некоторые данные по зоотехнической характеристике и продуктивным качествам якутских лошадей / Н. П. Андреев, П. С. Другин, Т. В. Аммосова // Тр. Якутского НИИСХ. Якутск, 2008.
—&# 160;С. 119−127.Артюк И. А. // По кн. Сальмонеллезы молодняка.
/&# 160;И. А. Артюк, А. Г. Осташевский М., 2003. —&# 160;С. 28. Архипов Н. И. Патолого-анатомическая диагностика вирусных болезней животных: Справочное издание / Н. И.
Архипов, С. Ф. Чевелев, Г. И. Брагин и др. — М.: «Колос», 2004. — С. 130−132.Ахмедов A.M. Сальмонеллезы молодняка. М.: Колос, 1983.
—&# 160;С. 240. Бакулов И. А. Листериоз / Сост. Ф. М. Орлов // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей. М.: Колос, 20 166. —&# 160;С. 192−197.Бакулов И. А.
Методические указания по пизоотологическому исследованию / И. А. Бакулов, Г. Г. Юрков, В. А. Ведерников. М.: Колос, 1982. —&# 160;18 с. Бакулов И. А. Сальмонеллезный аборт коров / Сост. Ф. М.
Орлов // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей. М.: Колос, 2006. —&# 160;С. 182 187.Белоусова Р. Н. Об изучении вирусов, экологически связанных с птицами / Р. Н.
Белоусова, В.Н. Сюрин// Ветеринария. 1976. —&# 160;№ 8.
—&# 160;С. 46−50.Боровков М. Ф. Ветеринарно-санитарная экспертиза с основами технологии и стандартизации продуктов животновдства. Санкт-Петербург, Москва, Краснодар, 2008.
Бутковский В. Ф. О распространении и выживаемости возбудителя сальмонеллезного аборта коров // Лечебно-профилактические мероприятия по охране здоровья животных в Якутии. Новосибирск, 1990. —&# 160;С. 30−34.Бутковский В. Ф. Изучение сальмонеллеза лошадей в Республике Саха (Якутия) / В. Ф. Бутковский, А. В. Лысков // Эпизоотология и профилактика болезней животных в условиях Якутии.
Новосибирск, 2004. —&# 160;С. 28−34.Габышев М. Ф. Якутское коневодство. Якутск, 1966. —&#.
160;250 с. Кадыкоев Р. Т. Выявление ДНК вируса ринопневмонии лошадей в пробах патматериала с помощью ПЦР / Р. Т. Кадыкоев, М. И. Калабеков, С. Ж. Цыбанов, Т. С. Чевелева // Диагностика и меры борьбы с особо опасными и экзот. болезнями животных. Покров, 1998.
—&# 160;С. 73. Колычев Н. М., Сухотина В. П. Дезинфекция почвы при туберкулезе // Ветеринария. 1983. —&# 160;№ 4.
—&# 160;С. 22. Крюков Н. Н. Ринопневмония // В кн.: Вирусные болезни лошадей. М., 1973. ;
С. 47−64.Крюков Н. Н. Ринопневмония // Инфекционные и инвазионные болезни коров. М.: Колос, 1976. —&# 160;С. 90−98.Махонина В. Н. К вопросу оценки качества мяса птицы механической обвалки // Птицыобвалки // Мясная индустрия. 2010. №.
10.Неустроев М. П. Биологические свойства штамма бактерий Str. equi Н-34. // Сб. докл. науч. -практ. конф., посвященной году Арктики.
Якутск, 1998. —&# 160;С. 19−20.Неустроев М. П. Оценка естественной резистентности лошадей: Метод, рекомендации / М. П. Неустроев, В. И.
Малышева / РАСХН. Сиб. отд-ние. НПО «Якутское». Якут. НИИСХ. Новосибирск, 2005. —&#.
160;16 с. Неустроев М. П. Проблемы профилактики сальмонеллезного аборта кол / М. П. Неустроев, И. А. Ордахов // Северо-восток России. Проблемы экономики и народонаселения: Мат-лы науч.
— практ. конф. Магадан, 1998. —&# 160;Т. 1. ;
С. 201−202.Ордахов И. А. Специфическая профилактика сальмонеллезного аборта коров в условиях Московской области: Автореф. дисс. канд. вет. наук. Якутск, 2002. —&# 160;16 с. Поддубский И. В. Инфекционный аборт (паратиф) / И. В. Поддубский, Б. Г.
Иванов // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей. М., 2004. —&# 160;С. 154 171.Поддубский И. В. Роль паратифозной инфекции при абортах коров в условиях полноценного и неполноценного кормления / И. В. Поддубский, В. А. Аликаев // Болезни лошадей.
М.: ОГИЗ-Сельхозгиз, 1941. —&# 160;С. 67−78.Поляков А. А. Ветеринарная дезинфекция.
М.: Колос, 1975. —&# 160;560 с. Поляков А. А. Ветеринарная санитария. М.: Колос, 1979.
Поляков А. А. Руководство по ветеринарной санитарии. М., 1986. — 318с. Серёгин И. Г. Ветеринарно-санитарная экспертиза при переработке птицы. Дербент:
Серёгин И.Г., Абдуллаева А. М., Васильев Д. А., Золотухин С. Н. Производственный ветеренарный вестник, 2015 г., 213 с. Смородинцев А. А. Реакция торможения гемагглютинизации / Под ред. Т. В. Перадзе, П. Халонена // Иммунологическая диагностика вирусных инфекций. М.: «Медицина», 2005. —&# 160;С. 49−76.Цветков К. И.
Заразные болезни животных / К. И. Цветков, И. В. Поддубский, А. С. Субботник, М. Я. Полыковский. M. -JI., 1956. —&#.
160;С. 354−359.Цветков К. И. Инфекционный аборт // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей. М.: ОГИЗ-Сельхозгиз, 1948. —&# 160;С. 190−200.Цветков К. И. Специфическая профилактика / К. И.
Цветков, И. В. Поддубский, М. Я. Полыковский // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей. — М., 1954. — С. 169−171.Юров К. П. Грипп // Инфекционные и инвазионные болезни лошадей.
— М.: Колос, 2009. -С. 81−90.
