Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Электрохимические биосенсоры для анализа эстераз в смеси

Диссертация: Электрохимические биосенсоры для анализа эстераз в смеси
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Возможность применения такого подхода для анализа эстераз в смеси в данной работе исследуется на примере определения активностей ацетилхолинэстеразы и бутирилхолинэстеразы с использованием холини фенол-содержащих субстратов и двухэлектродного сенсора, состоящего из холинового и фенолыюго амперометрических датчиков, ранее разработанных в нашей лаборатории с использованием метода послойного… Читать ещё >

Электрохимические биосенсоры для анализа эстераз в смеси (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Эстеразы крови и методы их определения
      • 1. 1. 1. Эстеразы крови и здоровье человека
        • 1. 1. 1. 1. Ацетилхолинэстераза
        • 1. 1. 1. 2. Бутирилхолинэстераза
        • 1. 1. 1. 3. Карбоксилэстераза
      • 1. 1. 2. Методы определения активностей эстераз крови
        • 1. 1. 3. 1. Методы определения эстераз
        • 1. 1. 3. 2. Методы определения эстераз в смеси
        • 1. 1. 3. 3. Мультисенсоры как новый подход к проведению ферментативного анализа
    • 1. 2. Метод послойного нанесения полиэлектролитов как перспективный подход к созданию биосенсоров
      • 1. 2. 1. Метод послойного нанесения полиэлектролитов
      • 1. 2. 2. Холиноксидаза и биосенсоры на ее основе
      • 1. 2. 3. Тирозиназа и биосенсоры на ее основе
      • 1. 2. 4. Тирозиназный и холиноксидазный биосенсоры, созданные в лаборатории Экобиокатализа
      • 1. 2. 5. Полимеры в методе послойного нанесения полиэлектролитов *
    • 1. 3. Строение, синтез и свойства полимерных звезд
      • 1. 3. 1. Строение и синтез полимерных звезд
      • 1. 3. 2. ATRP-полимеризация
      • 1. 3. 3. Синтез и свойства полианионной звезды
      • 1. 3. 4. Синтез и свойства поликатионной звезды
      • 1. 3. 5. Моделирование поведения полимерных звезд в водных растворах
    • 1. 4. Алкогольоксидаза и биосенсоры на ее основе
      • 1. 4. 1. Структура и свойства алкогольоксидазы
        • 1. 4. 1. 1. Особенности структуры алкогольоксидазы
        • 1. 4. 1. 2. Свойства алкогольоксидазы
      • 1. 4. 2. Биосенсоры на основе алкогольоксидазы
        • 1. 4. 2. 1. Амперометрические сенсоры на основе алкогольоксидазы
        • 1. 4. 2. 2. Методы иммобилизации алкогольоксидазы при изготовлении амперометрических сенсоров
  • 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
    • 2. 1. Материалы
    • 2. 2. Методы
      • 2. 2. 1. Изготовление тирозиназных биосенсоров
      • 2. 2. 2. Электромодификация графитовых электродов М11О
      • 2. 2. 3. Изготовление холиноксидазных биосенсоров
      • 2. 2. 4. Приготовление образцов для АСМ
      • 2. 2. 5. Получение АСМ-изображений
      • 2. 2. 6. Обработка топографии поверхностей
      • 2. 2. 7. Спектрофотометрическое определение активностей холинэстераз
      • 2. 2. 8. Титрование активных центров холинэстераз
      • 2. 2. 9. Электрохимический анализ фенола и холнна в одноэлектродной ячейке
      • 2. 2. 10. Циклическая вольтамперометрия
      • 2. 2. 11. Электрохимический анализ фенола и холина в двухэлектродной ячейке
      • 2. 2. 12. Одновременное определение скорости ферментативного гидролиза холиновых и фениловых эфиров под действием холинэстераз
      • 2. 2. 13. Квазиупругое динамическое светорассеяние
      • 2. 2. 14. Определение активности тирозиназы и холиноксидазы в водных растворах
      • 2. 2. 15. ИК-спектроскопия
      • 2. 2. 16. Изготовление алкогольоксидазных биосенсоров
      • 2. 2. 17. Определение активности алкогольоксидазных биосенсоров
      • 2. 2. 18. Обработка результатов
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Использование электрохимических биосенсоров на основе тирозиназы и холиноксидазы для анализа эстераз в смеси
      • 3. 1. 1. Стабилизация тирозиназных и холиноксидазных электродов, изготовленных по методу послойного нанесения полиэлектролитов

      3.1.1.1. Стабилизация тирозиназного биосенсора, созданного по методу послойного нанесения полиэлектролитов 103 3.1.1.1. Стабилизация холипоксидазного биосенсора, созданного по методу послойного нанесения полиэлектролитов

      3.1.2. Оптимизация условий одновременного электрохимического определения фенола и холина

      3.1.2.1. Оптимизация рабочего потенциала холипоксидазного электрода

      3.1.2.2. Влияние холиновых и фениловых эфиров на электрохимическое определение фенола и холина

      3.1.3. Определение холинэстераз в смеси с использованием двухэлектродного электрохимического биосенсора

      3.1.3.1. Определение коэффициентов чувствительности холинэстераз по выбранным субстратам

      3.1.3.2. Дискриминационный анализ холинэстераз в смеси 122 3.2. Использование полиэлектролитов нелинейной архитектуры для создания электрохимических биосенсоров

      3.2.1. Использование полиэлектролитов нелинейной архитектуры для улучшения аналитических характеристик тирозиназного и холпноксидазного биосенсоров

      3.2.1.1. Взаимодействие тирозиназы и холиноксидазы с полиэлектролитами нелинейной архитектуры в водных растворах

      3.2.1.2. Влияние полимерных звезд на активности тирозиназы и холиноксидазы в водных растворах

      3.2.1.3. ИК-спектры комплексов тирозиназы и холиноксидазы с полимерными звездами

      3.2.1.4. Электроды, полученные на основе комплексов ферментов с полимерными звездами

      3.2.1.5. Электроды различных конструкций на основе холиноксидазы и полиэлектролитов нелинейной архитектуры

      3.2.1.6. Электроды различных конструкций на основе тирозиназы и полиэлектролитов нелинейной архитектуры

      3.2.2. Создание алкогольоксидазного биосенсора по методу послойного нанесения полиэлектролитов

      3.2.2.1. Включение алкогольоксидазы в состав наноструктурированных пленок полиэлектролитов

      3.2.2.2. Оптимизация методики изготовления алкогольоксидазных биосенсоров

      3.2.2.2.1. Выбор оптимальной концентрации алкогольоксидазы, используемой для создания сенсоров

      3.2.2.2.2. Оптимизация состава биосенсоров по типу поликатиона

      3.2.2.3. Оптимизация условий количественного определения этилового спирта

      3.2.2.3.1. Оптимизация рН рабочего буфера

      3.2.2.3.2. Влияние ионной силы рабочего буфера на активность сенсоров

      3.2.2.4. Исследование операционной стабильности алкогольоксидазного биосенсора

      3.2.2.5. Определение кинетических характеристик алкогольоксидазы, иммобилизованной по методу послойного нанесения полиэлектролитов

Эстеразы являются одними из ключевых ферментов крови человека, уровень их активности является исключительно важным показателем в токсикологии, фармакологии и нейробиологии. Изменение активности этих ферментов в крови приводит к развитию целого ряда функциональных нарушений организма, в том числе вызванных контактом с фосфорорганическими соединениями и карбаматами, широко использующимися в сельском хозяйстве в качестве пестицидов и инсектицидов. Для клинических исследований и ранней диагностики таких нарушений необходимо знать соотношение уровней активности этих ферментов в крови. Таким образом, акгуальной задачей является создание высокочувствительных и стабильных биоаналитических устройств, позволяющих быстро и надежно определять активности эстераз в крови человека.

Поскольку каждая из эстераз локализована преимущественно в одном компоненте крови, обычно при проведении анализа исходный препарат цельной крови подвергают фракционированию, что делает общую схему анализа довольно сложной и требует значительного времени. При этом анализ большого количества образцов представляет собой длительную и трудоемкую процедуру. Упрощение схемы определения активностей эстераз, а также существенное увеличение скорости проведения анализа может быть достигнуто, во-первых, за счет анализа активностей эстераз в препаратах цельной крови, что исключает фракционирование, а во-вторых, за счет использования методик, позволяющих одновременно определять уровни активностей этих ферментов в образце.

На сегодняшний день в литературе имеется единственный пример разработанного1 метода одновременного определения активностей эстераз в образце цельной крови, основанного на многоступенчатой схеме флуориметрического измерения скорости гидролиза различных субстратов (ацетил-, бутирили пропионилтиохолинов) под действием холинэстераз [1]. Данный метод характеризуется высокой чувствительностью и высокой скоростью проведения анализа, однако тип субстратов, используемых в данном методе, ограничивается только тиохолинсодержащими соединениями, что накладывает ограничения на количество определяемых таким методом ферментов.

В настоящей работе разрабатывается подход к определению активностей эстераз в смеси, основанный на использовании электрохимического мультисснсора. Данный метод позволит проводить одновременный анализ эстераз с использованием смеси субстратов, что позволит дополнительно упростить схему анализа, снизить его стоимость, сократить время его проведения, а также увеличить его информативность вследствие возможности регистрации динамики развития электрохимического отклика. Необходимо отметить, что на сегодняшний день существует широкий спектр мультисенсорных устройств с оптической и электрохимической регистрацией аналитического отклика, позволяющих быстро и надежно решать задачи, связанные со скринингом ферментов, их потенциальных ингибиторов, а также в ряде случаев количественно определять содержание субстратов и ингибиторов в пробе [2−6]. При этом в литературе нет ни одного примера количественного анализа ферментов с использованием мультисенсоров.

Возможность применения такого подхода для анализа эстераз в смеси в данной работе исследуется на примере определения активностей ацетилхолинэстеразы и бутирилхолинэстеразы с использованием холини фенол-содержащих субстратов и двухэлектродного сенсора, состоящего из холинового и фенолыюго амперометрических датчиков, ранее разработанных в нашей лаборатории с использованием метода послойного нанесения полиэлектролитов [7]. Перспективность использования данного двухэлектродного сенсора заключается в возможности дальнейшего увеличения количества сенсорных элементов, что позволит одновременно определять активности нескольких эстераз крови. Так, одной из задач данной работы является разработка алкогольоксидазного биосенсора по методу послойного нанесения полиэлектролитов, использование которого вместе с тирозиназным и холиноксидазным сенсорами дает-возможность одновременно определять активности ацетилхолинэстеразы, бутирилхолинэстеразы и карбоксилэстеразы. Следует также отметить, что метод j, послойного нанесения полиэлектролитов, представляющий собой простую и эффективную технику создания многослойных ультратонких органических пленок на твердой поверхности, допускает миниатюризацию аналитических систем, что в свою К очередь делает возможным создание в будущем микроэлектромеханических мультисенсоров с малыми, менее 1 мкм, размерами чувствительных элементов.

Поскольку потенциальное использование электрохимического мультисенсора связано с анализом образцов цельной крови, что подразумевает сильное разбавление исследуемых проб, то очень важным аспектом этой работы являются аналитические характеристики биосенсоров, созданных по методу послойного нанесения полиэлектролитов, а именно их стабильность и чувствительность. Совсем недавно были синтезированы уникальные полимеры — полиэлектролиты нелинейной архитектуры, к которым относят полимерные звезды, молекулярные, сферические и цилиндрические щетки [8, 9]. До настоящего времени существовали определенные трудности получения полиэлектролитов нелинейной архитектуры. Полимеры такого типа с узким молекулярно-массовым распределением удалось пока синтезировать только небольшому числу научных групп в мире. Уже сейчас достаточно очевидно, что данные полимерные объекты отличаются от линейных аналогов в первую очередь большей объемной плотностью заряда и более жесткой топологической структурой. И именно благодаря этим свойствам полиэлектролиты нелинейной архитектуры обладают значительным потенциалом при создании биосенсоров по методу послойного нанесения полиэлектролитов.

Таким образом, целью данной работы является исследование возможности применения электрохимических сенсорных систем для одновременного определения активностей эстераз в смеси, а также исследование возможности улучшения аналитических характеристик биосенсоров на основе тирозиназы, холиноксидазы и алкогольоксидазы за счет использования полиэлектролитов нелинейной архитектуры.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

4. ВЫВОДЫ

1. Показано, что уменьшение активности тирозиназного и холиноксидазного электродов, покрытых пленкой (ПДМДААС1/Фермент), в процессе работы связано с неустойчивостью верхнего слоя фермента. Проведена стабилизация биосенсоров ковалентной прошивкой слоя фермента глутаровым альдегидом. RSD и декремент падения активности для оптимизированных конструкций составили 5% и -0,9 ± 0,4% для тирозиназных и 1% и -0,1 ± 0,1% для холиноксидазных электродов.

2. Разработана методика одновременного амперомегрического определения холина и фенола в двухэлектродной ячейке. Показано отсутствие влияния холиновых и фениловых эфиров на амперометрическую детекцию холина и фенола. Вычислены кинетические параметры и линейные диапазоны определяемых концентраций АХЭ и БХЭ по трем парам субстратов: ацетилхолин + фенилвалерат, ацетилхолин + фенилацетат и бутирилхолин + фенилацетат.

3. Показана принципиальная возможность использования электрохимического мультисенсора для одновременного определения активностей эстераз в смеси на примере анализа АХЭ и БХЭ с помощью двухэлектродного сенсора, состоящего из тирозиназного и холиноксидазного электродов. Средние ошибки определения АХЭ и БХЭ по 15 смесям составили 8% и 4%, соответственно. Минимальные средние ошибки определения АХЭ и БХЭ по 5 смесям, полученные при использовании пары субстратов ацетилхолин .+ фенилвалерат, составили 5% и 3%, соответственно.

4. Методом квазиупругого светорассеяния доказано образование комплексов звездообразных катионных полиэлектролитов с холиноксидазой и тирозиназой. Изучение активности комплексов (ПКЗ:Фермент) в молярном соотношении (1:1), (1:5) и (1:10) в водных растворах, а также сравнение ИК-спектров ферментов и комплексов (ПКЗ:Фермент) в соотношении (1:5) для тирозиназы и холиноксидазы, показало отсутствие сильных взаимодействий между ферментом и полиэлектр олптом в исследуемых комплексах. Сравнение активности электродов, покрытых пленкой (ПКЗ/Ферменг) и электродов, на поверхности которых были адсорбированы комплексы (ПКЗ:Фермент) в соотношении (1:5), показало, что более активные сенсоры получаются при послойном нанесении полиэлектролитов.

5. Показано, что использование звездообразных катионных полиэлектролитов и молекулярных полиэлектролитных щеток позволяет увеличить активность электродов, созданных по методу ПНП, в 4,7 раза в случае холиноксидазных и в 1,7 раза в случае тирозиназных сенсоров. Оптимальной конструкцией в случае холиноксидазы является (ПКЗ/ПАЩ/ПКЗ/Холиноксидаза), в случае тирозиназы — (ПКЗ/Тирозиназа).

6. Разработана методика создания алкогольоксидазных сенсоров по методу ПНП. Оптимизирован процесс изготовления сенсоров (оптимальная концентрация алкогольоксидазы из Hansenula polymorpha — 1,6*10″ 4 М, оптимальная конструкция — (ПКЗ/ПК1Ц/ПКЗ/Алкогольоксидаза)) и процесс измерения этилового спирта (рН = 8,0- I -0,65 мМ). Проведена стабилизация полученного сенсора за счет добавки 1 мг/мл БСА в рабочий буфер при количественном анализе этилового спирта. Получены аналитические характеристики электродов, покрытых пленкой (ПКЗ/ПАЩ/ПКЗ/Алкогольоксидаза). Операционная стабильность характеризуется RSD = 7% и декрементом падения активности, А — -0,2 ± 0,8%, предел обнаружения этилового спирта составил 43 ± 3 мкМ.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Shawn R. F., Doctor B.P. Rapid, quantitative, and simultaneous determination of AChE and BChE levels in unprocessed whole blood. // U.S. Patent № 6 746 850 B2, 08.06.2004.
  2. Zhu H., Klemic J.F., Chang S. Analysis of yeast protein kinases using protein chips. // Nat. Genet., 2000. V. 26, P. 283−289.
  3. Salisbury C.M., Maly D.J., Ellman J.A. A red-fluorescent substrate microarray for lipase fingerprinting. // J. Am. Chem. Soc., 2002. V. 124. P. 14 868−14 870.
  4. Ma H., Horiuchi K.Y., Wang Y. Nanoliter homogenous ultra-high throughput screening microarray for lead discoveries and IC50 profiling. // ASSAY and Drug Dev. Technol., 2005. V. 3(2). P. 177−187.
  5. Sieber S.A., Mondala T.S., Head S.R. Microarray platform for profiling enzyme activities in complex proteomes. //J. Ain. Chem. Soc., 2004. V. 126. P. 15 640−15 641.
  6. Solna S., Sapelnikova S., Skadal P. Multienzyme electrochemical array sensor for determination of phenols and pesticides.// Talanta, 2005. V. 65. P. 349−357.
  7. Plamper F.A., Becker Н., Lanzendorfer М., Patel М., Wittemann A., BallauiT М., Miiller А. Н. Е. Synthesis, Characterization and Behavior in Aqueous Solution of Star-Shaped Poly (acrylic acid). //Macromol. Chem. Phys., 2005. V. 206. P. 1813−1825.
  8. Ordentlich A., Barak D., Kronman C. Dissection of human acetylcholinesterase active centre determinants of substrate specifity. // J. Biol. Chem., 1993. V. 268(23). P. 1 708 317 095.
  9. Willson В., Henderson J. D. Blood esterase determinations as markers of exposure. // Rev. of Environ. Contamin. and Toxicol., 1992. V. 128. P. 55−69.
  10. Lindstrom J. Mutation Causing Muscle Weakness. // Proc. Natl. Acad. Sci., 1998. V. 95. P. 9070−9071.
  11. Zhang X.J., Yang L., Zhao Q. Induction of acetylcholinesterase expression during apoptosis in various cell types. // Cell Death and Differentiation, 2002. V. 9. P. 790−800.
  12. Keesey J. Biochemica Information. // Boehringer Mannheim Biochemicals, 1987.
  13. Al-Kassab A.S., Vijayakumar E. Profile of serum cholinesterase in systemic sepsis syndrome (septic shock) in intensive care unit patients. // Eur. Clin. Chem. Clin. Biochem., 1995. V.33.P. 11−14.
  14. Ohayo-Mitoko G.J.A., Kromhout H., Simwa J.M. Self reported symptoms and inhibition of acetylcholinesterase activity among Kenyan agricultural woikers. // Occup. Environ. Med., 2000. V. 57. P. 195−200.
  15. Solberg Y., Belkin M. The role of excitotoxicity in organophosphorus nerve agents central poisoning. // Trends in Pharmacol. Sci., 1997. V. 18. P. 183−185.
  16. P. Т., Palmer A. M., Snape M. The cholinergic hypothesis of Alzheimer’s disease: a review of progress. // J. Neurol. Neurosurg Psychiatry, 1999. V. 66. P. 137−144.
  17. Schulpis K.H., Karikas G.A., Tjamouranis J. Acetylcholinesterase activity and biogenic amines in phenylketonuria. // Clin. Chem., 2002. V. 48(10). P. 1794−1796. {
  18. Ilermona S., Haim Z. Peripheral anionic site. Human Cholinesterases and Anticholinesterases, 1993, P. 14−15.
  19. McGuire M.C., Noguera C. P., Bartels C.F. Identification of the structural mutation responsible for the dibucaine-resistant (atypical) variant form of human serum cholinesterase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989, 86(3), 953−957.
  20. Noguera C.P., McGuire M.C., Graeser C. Identification of a frameshift mutation responsible for the silent phenotype of human serum cholinesterase, Gly 117 (GGT—GGAG). // Am. J. Hum. Genet., 1990. V. 46(5). P. 934−942.
  21. Noguera C.P., Bartels C.F., McGuire M.C. Identification of 2 different point mutations associated with the fluoride-resistant phenotype for human butyrylcholinesterase. // Am. J. Hum. Genet., 1992. V. 51(4). P. 821−828.
  22. Bartels C.F., Jensen F.S., Lockridge O. DNA mutations associated with the human butyrylcholinesterase K-variant and its linkage to the atypical variant mutation and other polymorphic sites. // Am. J. Hum. Genet., 1992. V. 50(5). P. 1086−1103.
  23. Bartels C.F., James K., Ladu B.N. DNA mutations associated with the human butyrylcholinesterase J-variant. // Am. J. Hum. Genet., 1992. V. 50(5). P. 1104−1114.
  24. Jensen F.S., Bartels C.F., Ladu B.N. Structural basis of the butyrylcholinesterase Invariant segregating in 2 Danish families. // Pharmacogenetics, 1992. V. 2(5). P. 234−240.
  25. Ruiz-Espejo F., Cabezas-Herrera J., Illana J. Cholinesterase activity and acetylcholinesterase glycosylation are altered in human breast cancer. // Breast Cancer Res. and Treatm., 2002. V. 72. P. 11−22.
  26. Gawin F.H., Ellinwood E.H. Cocaine and other stimulants, actions, abuse and treatment.//The new Engl. J. ofmed., 1988. V. 318(18). P. 1173−1182.
  27. Landry D. W, Zhao K., Yang G.X.-Q., Glickman M., Georgiadis T.M. Antibody-catalyzed degradation of cocaine. // Science, 1993. V. 259. P. 1899−1901.
  28. Sun H., Yazal J. E1., Lockridge O., Schopfer L.M., Brimijoin S., Pang Y.'-P. Predicted Michaelis-Menten complexes of cocaine-butyrylcholinesterase. // J. Biol. Chem., 2001. V. 276. P.9330−9336.
  29. Sitar D.S. Clinical pharmacokinetics of bambuterol. // Clin. Pharmacokinet., 1996, V. 31(4). P. 245−256.
  30. Lockridge O., Masson P. Pesticides and susceptible populations: people with Butyrylcholinesterase genetic variants may be at risk. // Neurotoxicol., 2000. V. 21. P. 113−126.
  31. Г. Ф., Малыгин B.B., Мартынов И. В. Отставленная нейротоксичность при действии фосфорорганических пестицидов. //Агрохимия, 1987. № 12. С. 103−124.
  32. Yen Т., Nightingale B.N., Bums J.C. Butyrylcholinesterase (BCHE) Genotyping for Post-Succinylcholine Apnea in an Australian Population. // Clin. Chem., 2003. V. 48(8). P. 1297−1308.
  33. Satoh Т., Hosokawa M. The mammalian carboxylesterases: from molecules to functions. // Ann. Rev. Pharmacol. Toxicol, 1998. V. 38. P. 257−188.
  34. Satoh Т., Taylor P., Bosron W.P., Sanghani S.P., Hosokawa M., La Du B.N. Current progress on esterases: from molecular structure to function. // Drug Metab. Dispos., 2002. V. 30(5). P. 488−493.
  35. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V.J. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity. // Biochem. Pharmacol., 1961. V. 7. P. 88−95.
  36. Richardson R.J. Organophosphates: Chemistry, Fate, and Effects. // Acad. Press., 1992. P. 299−323.
  37. Heymann E. Enzymatic Basis of Detoxication. // Acad. Press., 1980. V. 2. P. 291 323.
  38. Satoh T. Role of carboxylesterases in xenobiotic metabolism. // Revs. Biochem. Toxicol., 1987. Y. 8. P. 155−181.
  39. Prokai L., Prokai-Tatrai K. Metabolism -based drug design and drug targeting. // Pharm. Sci. Tech. Today., 1999. V. 2(11). P. 457−463.
  40. Fukuto T.R. Mechanism of action of oiganophosphorus and caibamate insecticides. // Environ. Health. Perspect., 1990. V. 87. P. 245−254.
  41. Maxwell D.M. The specificity of carboxylesterase protection, against the toxicity of organophosphorus compounds. //Toxicol. Appl. Pharmacol., 1992. V. 114. P. 306−312.
  42. Padilla S., Lassiter T.L., Hunter D. Methods in Molecular Medicine. V. 22: ¦ -Vf Л *
  43. Neurodegeneration Methods and Protocols. // Humana Press Inc., 1999. P. 237−245.
  44. Henn B.C., McMaster S., Padilla S. Measurin g cholinesteiase activity, in humanvsaliva. // J. of Tox. and Env. Health, 2006. V. 69. P. 1805−1818.
  45. Katsu Т., Kayamoto T. Determination of cholinesterase in blood serum with a benzoate-sensitive membrane electrode. // Anal. Chim. Acta, 1991. V. 254. P. 95−97.
  46. Ivanov A., Evtugyn G., Budnikov H. Cholinesterase sensors based on screen-printed electrodes for detection of organophosphorus and carbamic pesticides. // Anal Bioanal Chem., 2003. V. 377. P. 624−631.
  47. Morelis R.M., Coulet P.R., Simplot A. Rapid and sensitive discrimination of acetylcholinasterase activity in amniotic fluid with a cholin sensor. // Clin. Cim. Acta, 1991. V. 203. P. 295−304.
  48. Palleschi G., Lavagnini M.G., Moscone D. Determination of serum cholinesterase activity and dibucain numbers by an amperometric choline sensor. // Bios, and Bioel., 1990. V. 5 P. 27−35.
  49. Yao T. Flow injection analysis in blood serum by use of choline-sensitive electrode as an amperometric detector. // Analyt. Chim. Acta, 1983. V. 153. P. 169−174.
  50. Stoytcheva M., Zlatev R., Valdez B. Electrochemical sensor based on Arthrobacter globiformis for cholinesterase activity determination. // Bios, and Bioel., 2006. V. 22(1). P. 1−9.
  51. Stern S. H., Johnsen B. A, Fonnum F. Carboxylesterases, importance for the detoxification of organophosphorus anticholinesterases and trichothecenes. // Biochem. Pharmacol., 1985. V. 34 (15). P. 2779−2785.
  52. Dass P., Mejia M., Landes M., Jones R" Stuart В., Thyssen J. Cholinesterase: review of methods. // Clin. Chem, 1994. V. 34. P. 135−157.
  53. Kuhn D., Heymann E. Identification of the chloramphenicol-hydrolyzing enzyme of guinea pig liver as one of the nonspecific carboxylesterases. // Biochem. Pharmacol., 1982. V. 31(5). P. 781−786.
  54. Katsu Т., Hanada N. Ion-selective electrode for salicylate assay in bloom serum. // Anal. Chim. Acta, 1996. V. 321. P. 21−25.
  55. Chanda S.M., Mortensen S.R., Moser V.C., Padilla S. Tissue-specific effects of chlorpyrifos on carboxylesterase and cholinesterase activity in adult rats: An in vitro and in vivo comparison. // Fundam. Appl. Toxicol., 1997. V. 38. P. 148−157.
  56. Saboori A. M., Newcombe D. S. Human monocyte carboxylesterase. Purification and kinetics. //J. Biol. Chem., 1990. V. 265(32). P. 19 792−19 799.
  57. Kolf-Clauw M., Jez S. Acetyl- and pseudo-cholinesterase activities of plasma, erythrocytes, and whole blood in male beagle dogs using Ellman’s assay. // Vet. Human Toxicol., 2000. V. 42(4). P. 216−219.
  58. Zhu Q., Uttamchandani M., Li D. Enzymatic profiling system in a small-molecule microarray. // Org. Lett., 2003. V. 5(8). P. 1257−1260.
  59. Chen G.Y.J., Uttamchandani M., Zhu Q. Developing a strategy for activity-based detection of enzymes in a protein microarray. // Chem. Bio. Chem., 2003. V. 4. P. 336−339.
  60. Ю.М., Дехер Г. Сборка мультислойных упорядоченных пленок последством чередующейся адсорбции противоположно заряженных макромолекул. // Кристаллогр. 1994. Т. 39. № 4. С. 696−716.
  61. Keller S., Kim H., Mallouk, T. Layer-by-layer assembly of intercalation compounds and heterostructures on surfaces: towards molecular «beaker» epitaxy. // J. Am. Chem. Soc., 1994. V. 116. P. 8817−8818.
  62. Lvov, Y., Ariga, K., Ichinose, I., Kunitake, T. Assembly of multicomponent protein films by means of electrostatic layer-by-layer adsorption. // J. Am. Chem. Soc., 1995. V. 117. P. 6117−6123.
  63. Yoo D., Shiratori S., Rubner, M. Controlling bilayer composition and surface, wettability of sequentially adsorbed multilayers of weak polyelectrolytes. // Macromol., 1998. V. 31. P. 4309−4318.
  64. Mamedov A., Kotov N. Free-Standing Layer-by-Layer Assembled Films of Magnetite Nanoparticles. // Langm., 2000. Y. 16. P. 5530−5533.
  65. Cassagneau Т., Mallouk Т., Fendler J. Layer-by-layer assembly of thin film Zener diodes from conducting polymers and CdSe nanoparticles. // J. Am. Chem. Soc., 1998. V. 120. P. 7848−7859.i
  66. McShane M.J., Lvov Y.M. Layer-by-layer electrostatic self-assembly and biomaterial applications. Encyclopedia of nanoscience & nanotechnology. // New-York: M. Dekker Publ., 2004. P. 1−26. }
  67. Schlenoff J.B., Farhat T. Ion transport and equilibria in polyelectrolyte multilayers. // Langm., 2001. V. 17. P. 1184−1192.
  68. Lvov Y., Decher G., Mohwald H. Assembly, structural characterization* and thermal behavior of layer-by-layer deposited ultrathin films of poly (vinylsulfate) and poly (allylamine). // Langm., 1993. V. 9. P. 481−486.
  69. Decher G., Lehr В., Lowack K., Lvov Y., Schmitt J. New nanocomposite films for biosensors: layer-by-layer adsorbed films of polyelektrolytes, proteins or DNA. // Biosens. And Bioelectron., 1994. V. 9. P. 677−684.
  70. Anzai J., Kobayashi Y., Suzuki Y., Takeshita H., Chen Q., Osa Т., Hoshi Т., Du X. Enzyme sensors prepared by layer-by-layer deposition of enzymes on a platinum electrode through avidin-biotin interaction. // Sens, and Actuat., 1998. V. 52. P. 3−9.
  71. Trau D., Renneberg R. Encapsulation of glucose oxidase microparticles within a nanoscale layer-by-layer film: immobilization and biosensor applications. // Biosens. and Bioelectron., 2003. V. 18. P. 1491−1499.
  72. Ram M.K., Bertoncello P., Ding H., Paddeu S., Nicolini C. Cholesterol biosensors prepared by layer-by-layer technique. // Biosens. and Bioelectr., 2001. V. 16. P. 849−856.
  73. Wang J., Liu G., Lin Y. Amperometric choline biosensor fabricated through electrostatic assembly of bienzyme/polyelectrolyte hybrid layers on carbon nanotubes. // Analyst, 2006. V. 131. P. 477−483.
  74. Liw G., Lin Y. Biosensor based on self-assembling acetylcholinesterase on carbon nanotubes for flow injection/amperometric detection of organophosphate pesticides and nerve agents. // Anal. Chem., 2006. V. 78. P. 835−843.
  75. Ohta-Fukuyama M., Miyake Y., Emi S., Yamano T. Identification and properties of the prosthetic group of choline oxidase from Alcaligenes sp. II J. Biochem., 1983. V. 88. P. 197 203.
  76. Ikuta S., Imamura S., Misaki H., Hariuti Y. Purification and characterization of choline oxidase from Arthrobacter globiformis. // J. Biochem., 1977. V. 82. P. 1741−1749.
  77. Yamada, H., Mori, N., Tani, Y. Properties of choline oxidase of cylindrocarpon didymium M-l. //Agric. Biol. Chem., 1979. V. 43. P. 2173- 2177.
  78. Hatefi, Y., Stiggall, D.L. Metal-containing flavoprotein dehydrogenases. The Enzymes. // 3rd Ed. Boyer P.D. Ed., 1975. V. 13. P. 175−297.
  79. Schachl K., Alemu H., Kalcher K., Moderegger H., Svancara I., Vytras K. Amperometric determination of hydrogen peroxide with a manganese dioxide film-modified screen printed carbon electrode.// J. Anal. Chem., 1998. V. 362. P. 194−200.
  80. Fengli Qu, Minghui Yang, Jianhui Jiang, Guoli Shen, Ruqin Yu, Amperometric biosensor for choline based on layer-by-layer assembled functionalized carbon nanotube and polyaniline. // Anal. Biochem. 2005. V. 344. P. 108−114.
  81. Sanchez-Ferror A., Rodriguez-Lopez J.N., Garcia-Canovas F., Garcia-Carmona F. Tyrosinase: a comprehensive review of its mechanism. // Biochim. Biophys. Acta, 1995. V. 1247. P. 1−11.
  82. Himmelwright R.S., Eickman N.C., Lubien C.D., Lerch K., Solomon E. Chemical and spectroscopic studies of the binuclear copper active site of Neurospora Tyrosinase: comparison to hemocyanins. //J. Am. Chem. Soc., 1980. V. 102. P. 7339−7344.
  83. Streffer K., Vijgenboom E., Tepper A., Makower A., Scheller F.W., Canters G.W., Wollenberger U. Determination of phenolic compounds using recombinant tyrosinase from Streptomyces antibioticus. // Anal. Chim. Acta, 2000. V. 427. P. 201−210.
  84. Campuzano S., Serra В., Pedrero M., Manuel de Villena F.J., Pingarron J.M. Amperometric flow-injection determination of phenolic compounds at self-assembled monolayer-based tyrosinase biosensors. // Anal. Chim. Acta., 2003. V. 494. P. 187−197.
  85. Forzani E.S., Solis M.V. Electrochemical Behavior of Polyphenol Oxidase Immobilized in Self-Assembled Structures Layer by Layer with Cationic Pollyallylamine. // Anal. Chem., 2000. V. 72. P. 5300−5307.
  86. Forzani E.S., Teijelo M.L., Nart F., Calvo E.J., Soils V.M. Effect of the polycation nature on the structure of layer-by-layer electrostatically self-assembled multilayers of polyphenol oxidase. // Biomacromol., 2003. V. 4. P. 869−879.
  87. Г. В., Соколовская Л. Г., Сиголаева Л. В., Ярославов А. А., Ерёменко А. В., Курочкин И. Н. Тирозиназные биосенсоры на основе наноструктурированных пленок полиэлектролитов. // Сенс. Сист., 2006. Т. 20. С. 336−343.
  88. Hou S.F., Yang K.S., Fang H.Q., Chen H.Y. Amperometric glucose enzyme electrode by immobilizing glucose oxidase in multilayers self-assembled monolayers surface. // Talanta, 1998. V. 47. P. 561−567.
  89. Nakano K., Doi K., Tamura K., Katsumi Y., Tazaki M. Self-assembling monolayer formation of glucose oxidase covalently attached on 11-aminoundecanethiol monolayers on gold. // Chem. Commun., 2003. P. 1544−1545 .
  90. E., Wehner W., Voegtle F. «Cascade" — and «nonskin-chain-like» syntheses of molecular cavity topologies. // Synthesis, 1978. P. 155−158.
  91. Kim Y-G., Oh S-K, Crooks R. M. Preparation and Characterization of 1−2 nm Dendrimer-Encapsulated Gold Nanoparticles having Very Narrow Size-Distributions. // Chem. Mater., 2004. V. 16. P. 167−172.
  92. Crespilho F.N., Huguenin F., Zucolotto V., Olivi P., Nart F.C., Oliveira Jr. Dendrimers as nanoreactors to produce platinum nanoparticles embedded in layer-by-layer films for methanol-tolerant cathodes. // Electrochem. Commun., 2006. V. 8. P. 348−352.
  93. Alexander S. Adsorption of chain molecules with a polar head a scaling description. // J. de Phys., 1977. V. 38. P. 983−987.
  94. Gennes P. G. Scaling theory of polymer adsorption. // J. de Phys., 1976. V. 37. P. 1445−1453.
  95. Tsitsilianis C., Voulgaris D. Poly (2-vinylpyridine) based star-shaped polymers. Synthesis of heteroarm star (AnBn) and star-block (AB)n copolymers. // Macromol. Chem. Phys., 1997. V. 198. P. 997−1007.
  96. Heinrich M., Rawiso M., Zilliox J.G., Lesieur P., Simon J.P. Small angle X-ray scattering from salt-free solutions of star-branched polyelectrolytes. // Eur. Phys J. E., 2001. V. 4. P. 131−142.
  97. Heyes С., Groll J., Moller M., Nienhaus U. Synthesis, patterning and applications of star shaped poly (ethylene glycol) biofunctionalized surfaces. // Mol. Biosyst., 2007. V. 3. P. 419−430.
  98. Held D., Muller A.H.E. Synthesis and solution properties of star-shaped poly (tert-butyl acrylate). // Macromol. Symp., 2000. V. 157. P. 225−239.
  99. Zilliox J.G., Rempp P., Parrod J. J., Preparation of star-shaped macromolecules by anionic copolymerization. // Polym. Sci. Pol. Sym., 1968. V. 22. P. 145−156.
  100. Blaul J., Wittemann M., Ballauf M., Rehahn M. Osmotic coefficient of a synthetic rodlike polyelectrolyte in salt-free solution as a test of the Poisson-Boltzmann Cell Model. // J. Phys. Chem., 2000. V. 104. P. 7077−7081.
  101. Plamper F., Walther A., Ballauf M., Mueller A.H.E. Nanoblossoms: Light-Induced Conformational Changes of Cationic Polyelectrolyte Stars in the Presence of Multivalent Counterions. //Nanoletters, 2007. V. 70. P. 167−171.
  102. Ballauf M. Phase equilibria in rodlike systems with flexible side chains. // Macromol., 1986. V. 19. P. 1366−1374.
  103. Lyulin A.V., Duenweg В., Borisov O.V., Darinckii A.A. Computer simulation studies of a single polyelectrolyte chain in poor solvent. // Macromol., 1999. V. 32. P. 32 643 274.
  104. Klein Wolterlink J., van Male J., Cohen Stuart M.A., Koopal L.K., Zhulina E.B., Borisov O.V. Annealed star-branched polyelectrolytes in solution. // Macromol., 2002. V. 35. P. 9176−9190.
  105. Kurtzman C.P. Synonymy of the yeast genera Hansenula and Pichia demonstrated through comparisons of deoxyribonucleic acid relatedness. // Ant. Leeuwenh., 1984. V. 50. P. 209−217.
  106. Suiter G., Harder W., Veenhuis M. Structural and functional aspects of peroxisomal membranes in yeasts. // FEMS Microbiol. Rev., 1993. V. 11. P. 285−296.
  107. Evers M., Harder W., Veenhuis M. In vitro dissociation and reassembly of peroxisomal alcohol oxidase of Hansenula polymorpha and Pichia pastoris. IIFEBS Lett., 1995. V. 368. P. 293−296.
  108. Hopkins Т., Muller F. Biochemistry of alcohol oxidase. Microbial growth on CI compounds. Proc. 5th Intern. Symp. // Eds. H. van Verseveld & J. Duine. Dordrecht: Martinus Nijhoff Publishers, 1987. P. 150−157.
  109. Harder W., Trotsenko Y., Bystrykh L., Egli T. Metabolic regulation in methylotrophic yeasts. Microbial Growth on CI Compounds. Proc. 5th Intern. Symp. // Eds. H. W. van Verseveld, & J. Duine. Dordrecht: Martinus Nijhoff Publishers, 1987. P. 139−149.
  110. Geissler J., Ghisla S., Kroneck P. Flavin-dependent alcohol oxidase from yeast. Studies on the catalytic mechanism and inactivation during turnover. // Eur. J. Biochem., 1986. V. 160. P. 93−100.
  111. Pavlishko H., Gayda H., Gonchar M. Alcohol oxidase and its bioanalytical application. // Visnyk of L’viv Univ. Biology series, 2004. V. 35. P. 3−22.
  112. Sherry В., Abeles R. Mechanism of action of methanol oxidase, reconstitution of methanol oxidase with 5-deazoflavin, and inactivation of methanol oxidase by cyclopropanol. // Biochem., 1985. V. 24. P. 2594−2605.
  113. Svensson K., Bulow L., Kriz D. Investigation and evaluation of a method for determination of ethanol with the SIRE Biosensor PI00, using alcohol dehydrogenase as recognition element. // Biosens. and Bioelectron., 2005. V. 21. P. 705−711.
  114. Tsai Y., Huang J., Chiu C. Amperometric ethanol biosensor based on poly (vinyl alcohol)-multiwalled carbon nanotube-alcohol dehydrogenase biocomposite. // Biosens. and Bioelectron., 2007. V. 22. P. 3051−3056.
  115. К., Коп Т., Hashimoto Y. Optical bio-sniffer for ethanol vapor using an oxygen-sensitive optical fiber. // Biosens. and Bioelectron., 2003. V. 19. P. 193−198.
  116. Huang Y., Fangqiong W. Plant Tissue-based chemiluminescence biosensor for ethanol. // J. Anal. Sc., 2006. V. 22. P. 965−969.
  117. Wen G., Zhang Y., Shuang S. Application of a biosensor for monitoring of ethanol. // Biosens. and Bioelectron., 2007. V. 23, P. 121−129.
  118. Akyilmaz E., Dinckaya E. A mushroom (Agaricus bisporus) tissue homogenate based alcohol oxidase electrode for alcohol determination in serum. // Talanta, 2000. V. 53. P. 505−509.
  119. Morales A., Cespedes F., Martinez-Fabregas E. Ethanol amperometric biosensor based on an alcohol oxidase-graphite-polymer biocomposite. // Electroch. Acta., 1998. V. 43. P. 3575−3579.
  120. Patel N.G., Meier S., Cammann K. Screen-printed biosensors using different alcohol oxidases. // Sens, snd Actuat., 2001. V. В 75. P. 101−110.
  121. Liden.H., Vijayakumar A., Gorton L. Rapid alcohol determination in plasma and urine by column liquid chromatography with biosensor detection. // J. of Pharm. and Biomed. Anal., 1998. V. 17. P. 1111−1128.
  122. Karyakin A., Karyakina E., Gorton L. Prussian-Blue-based amperometric biosensors in flow-injection analysis. // Talanta, 1996. V. 43. P. 1597−1606.
  123. Boujtita M., Hart J., Pittson R. Development of a disposable ethanol biosensor based on a chemically modified screen-printed electrode coated with alcohol. // Biosens. and Bioelectron., 2000. V. 15. P. 257−263.
  124. Guzma’n-Va'zquez de Prada A., Pena N., Mena M. Graphite-Teflon composite bienzyme amperometric biosensors for monitoring of alcohols. // Biosens, and Bioelectron., 2003. V. 18. P. 1279−1288.
  125. Vijayakumar A., Csoregi E., Gorton L., Heller A. Alcohol biosensors based on coupled oxidase-peroxidase systems. //Anal. Chim. Acta., 1996. V. 327. P. 223−243.
  126. Kirgoz U., Odaci D., Timur S. A biosensor based on graphite epoxy. composite electrode for aspartame and ethanol detection. // Anal. Chim. Acta., 2006. V. 570. P: 165−169.
  127. Guerrieri A., Monaci L., Quinto М., Palmisano F. A disposable amperometric biosensor for rapid screening of anticholinesterase activity in soil extracts. // Analyst, 2002, V. 127. P. 5−7.
  128. Khan G.F., Wernet W. A highly sensitive amperometric creatinine sensor. // Anal. Chim. Acta., 1997, V. 351. P. 151−158.
  129. Mao L., Yamamoto K. Amperometric on-line sensor for continuous measurement of hypoxanthine based on osmium-polyvinylpyridine gel polymer and xanthine oxidase bienzyme modified glassy carbon elcctrode. // Anal. Chim. Acta, 2000, V. 415. P. 143−150.
  130. Woedtke Т., Julich W.-D., Hartmann V., Stieber M., Abel P.U. Sterilization of enzyme glucose sensors: problems and concepts. // Biosens. & Bioelectr., 2002, V. 17. P. 373 382.
  131. Yamato H., Koshiba Т., Ohwa M., Wernet W., Matsumura M. A new method for dispersing palladium microparticles in conducting polymer films and its application to biosensors. // Synth. Metals, 1997. V. 87. P. 231−236.
  132. А.П., Райлина Е. И., Лазинский В. И., Спасов С. Д. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. // М.: «Мир», 1994. С. 138−145.
  133. Forcani E., Teijelo M., Nart F., Calvo E., Solis V. Effect of the polycation nature on the structure of layer-by-layer electrostatically self-assembled multilayers of polyphenol oxidase. // Biomacromol., 2003. V. 4. P. 869−879.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!