Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур

Диссертация: Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Однако в ряде работ, посвященных изучению структурно-морфологических и функциональных изменений, происходящих в растительных клетках в условиях низкотемпературного стресса, имеются косвенные доказательства развития ПКГ: сокращение клетки в объеме и конденсация протопласта (Салчева и Самыгин, 1963; Александров и Шухтина, 1964; Кислюк, 1964), конденсация ядра (Агаев, 1964; Уип е1 а1., 1996… Читать ещё >

Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Программируемая клеточная гибель: особенности реализации процесса у растений и его физиологическая роль
      • 1. 1. 1. История изучения процесса клеточной гибели
      • 1. 1. 2. Возможные пути реализации клеточной гибели: апоптоз, автофагия и некроз
      • 1. 1. 3. ПКГ у растений и животных. Сходства и различия
        • 1. 1. 3. 1. Структурно-морфологические (цитологические) изменения клеток при ПКГ
        • 1. 1. 3. 2. Молекулярно-биологические и биохимические особенности ПКГ у растений и животных
        • 1. 1. 3. 2. 1. Сигнальные молекулы, участвующие в активации ПКГ
        • 1. 1. 3. 2. 2. Ферменты, осуществляющие реализацию программы ПКГ
        • 1. 1. 3. 2. 3. Пути реализации ПКГ в животной и растительной клетках
        • 1. 1. 3. 2. 4. Регуляция процесса ПКГ у животных и растений
    • 1. 2. Влияние низких температур на физиолого-биохимические процессы у растений
      • 1. 2. 1. Повреждения растительных клеток, вызванные понижением температуры внешней среды
      • 1. 2. 2. Механизмы защиты от повреждений, вызванных низкими температурами
        • 1. 2. 2. 1. Изменения состава и свойств клеточных мембран при снижении температуры
        • 1. 2. 2. 2. Изменение белкового синтеза под действием низких температур: синтез стрессовых белков
        • 1. 2. 2. 3. Накопление низкомолекулярных криопротекторов
        • 1. 2. 2. 4. Дыхательный метаболизм при низких температурах
      • 1. 2. 3. Низкие температуры как возможные факторы активации и развития ПКГ
    • 1. 3. Выводы из обзора литературы
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Объект исследования
    • 2. 2. Температурная обработка
    • 2. 3. Микроскопические методы (световая и флюоресцентная микроскопия)
      • 2. 3. 1. Определение выживаемости клеток
      • 3. 3. 2. Определение содержания АФК в клетках
      • 2. 3. 3. Определение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране
    • 2. 4. Изучение прироста биомассы
    • 2. 5. Определение дыхательной активности
    • 2. 6. Выделение белка
      • 2. 6. 1. Выделение суммарного белка
      • 2. 6. 2. Получение цитоплазматической и митохондриальной белковых фракций
    • 2. 7. Проведение электрофореза в ПААГе с ДДС-Ыа
    • 2. 8. Окраска и обесцвечивание гелей
    • 2. 9. Вестерн-блоттинг
    • 2. 10. Анализ жирнокислотного состава общих липидов: экстракция и метилирование жирных кислот
    • 2. 11. Выделение ДНК
    • 2. 12. Статистическая обработка данных
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Изучение влияния низких положительных температур на формирование механизмов низкотемпературной адаптации в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы

    3.1.1. Влияние предварительной обработки никими положительными температурами на устойчивость проростков и клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к последующему действию отрицательной температуры.

    3.1.2. Изучение формирования механизмов низкотемпературной адаптации в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы при действии низких положительных температур.

    3.1.2.1. Изменение жирнокислотного состава клеток суспензионной культуры озимой пшеницы, подвергнутых длительному воздействию низких положительных температур.

    3.1.2.2. Влияние низких положительных температур на синтез дегидринов в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

    3.1.2.3. Изучение интенсивности дыхания и вклада альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионной культуры озимой пшеницы в условиях низкотемпературной обработки.

    3.1.2.4. Изменение содержания АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы в контрольных условиях и после воздействия низких положительных температур.

    3.2. Влияние отрицательных температур на показатели жизнеспособности клеток суспензионных культур озимой пшеницы и сахарного тростника.

    3.2.1. Выбор отрицательной температуры для активации процесса гибели в суспензионной культуре клеток сахарного тростника.

    3.2.2. Изменение скорости прироста биомассы суспензионных культур растений под влиянием отрицательной температуры.

    3.2.2.1. Влияние отрицательной температуры на прирост биомассы суспензионной культуры озимой пшеницы.

    3.2.2.2. Влияние отрицательной температуры на прирост биомассы суспензионной культуры клеток сахарного тростника.

    3.2.3. Влияние отрицательной температуры на динамику гибели и процесс конденсации протопласта клеток в суспензионных культурах растений.

    3.2.3.1. Изучение влияния отрицательной температуры на гибель клеток и конденсацию протопласта в контрольной и предварительно обработанных при низких положительных температурах культурах клеток озимой пшеницы.

    3.2.3.2. Влияние отрицательной температуры на динамику гибели клеток суспензионной культуры сахарного тростника.

    3.2.4. Влияние отрицательной температуры на интенсивность дыхания и вклад альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионных культур растений.

    3.2.4.1. Изменения интенсивности дыхания и вклада альтернативного цианидрезистентного пути у клеток контрольной и закаленных суспензионных культур озимой пшеницы, вызываемые, действием отрицательной температуры.

    3.3.4.2. Влияние отрицательной температуры на интенсивность дыхания и вклад альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионной культуры сахарного тростника.

    3.2.5. Изменения содержания АФК в клетках суспензионных культур растений, вызываемые действием отрицательной температуры.

    3.2.5.1. Влияние отрицательной температуры на уровень АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

    3.2.5.2. Влияние отрицательной температуры на уровень АФК в клетках суспензионной культуры сахарного тростника.

    3.2.6. Изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионных культур растений под действием отрицательной температуры.

    3.2.6.1. Влияние отрицательной температуры на изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

    3.2.6.1. Изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионной культуры сахарного тростника под воздействием отрицательной температуры.

    3.2.7. Изучение выхода цитохрома с из митохондрий в цитоплазму и деградации ДНК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы под действием отрицательной температуры.

    4. ОБСУЖДЕНИЕ.

    4.1. Формирование механизмов низкотемпературной адаптации в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы.

    4.2. Отрицательная температура вызывает гибель клеток с признаками ПКГ в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника.

    4.3. Особенности развития ПКГ у растений при действии низких температур.

    ВЫВОДЫ.

Программируемая клеточная гибель (ПКГ) является одним из важнейших процессов, необходимых для нормальной жизнедеятельности любого живого организма. Наиболее интенсивно и всесторонне ПКГ изучается у животных, однако в последние годы возрос интерес к особенностям данного процесса у растений.

ПКГ представляет собой последовательность событий, которые приводят к контролируемой и организованной деструкции клетки (Reape et al., 2008). У растений ПКГ является ключевым процессом для реализации программы развития, начиная от эмбриогенеза, дифференцировки клеток и тканей и заканчивая старением организма. Кроме того, этот процесс также вовлечен в ответные реакции растения на абиотические и биотические стрессовые воздействия (Ванюшин, 2001; Jones, 2001). Известно, что ПКГ у растений может сопровождаться такими структурно-морфологическими и биохимическими изменениями как конденсация хроматина с последующим распадом ядра и межнуклеосомной фрагментацией ядерной ДНК, уплотнение и вакуолизация цитоплазмы, уменьшение клетки в объеме и отставание протопласта от клеточной стенки, переход фосфатидилсерина из внутреннего монослоя цитоплазматической мембраны в наружный, выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму, активация эндонуклеаз и каспазо-подобных белков, образование АФК, сохранение целостности цитоплазматической мембраны до поздних стадий процесса, а также зависимость процесса от уровня АТФ в клетке (Bras et al., 2005; Reape et al., 2008).

Запуск ПКГ в растениях зависит от физиологического состояния растения, а также может вызываться различными факторами внешней среды промежуточной интенсивности. Большое число работ посвящено изучению развития ПКГ в ответ на внедрение патогенов (Heath, 1997), в условиях окислительного стресса (Gao et al., 2008), засоления (Lin et al., 2005) и теплового шока (Reape et al., 2008). Имеющиеся в литературе данные по индукции и развитию ПКГ в растительных клетках при холодовом 6 воздействии немногочисленны (Коика1оуа е1 а1., 1997; е1 а1., 2002).

Однако в ряде работ, посвященных изучению структурно-морфологических и функциональных изменений, происходящих в растительных клетках в условиях низкотемпературного стресса, имеются косвенные доказательства развития ПКГ: сокращение клетки в объеме и конденсация протопласта (Салчева и Самыгин, 1963; Александров и Шухтина, 1964; Кислюк, 1964), конденсация ядра (Агаев, 1964; Уип е1 а1., 1996) и деградация хлоропластов (Александров и Савченко, 1950; Агаев, 1964; Кислюк, 1964; ЬЫкауа, 1996; Уип е1 а1., 1996; Уи е1 а1., 1997). Но в данных работах отсутствует изучение биохимических маркеров активного типа гибели, что не позволяет с полной уверенностью отнести наблюдавшийся процесс гибели к ПКГ. В то же время, пониженные температуры являются важными факторами среды, ограничивающими распространение растений, поэтому изучение возможности индукции ПКГ в данных условиях имеет большое значение как для выявления механизмов активации данного процесса и поиска путей управления им, так и для определения способов повышения устойчивости хозяйственно-ценных культур к действию неблагоприятных низких температур.

В связи с этим целью настоящей работы явилось изучение развития клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений под действием отрицательной температуры и влияния предварительного низкотемпературного закаливания на этот процесс.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) изучить влияние низких положительных температур на устойчивость клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры;

2) выявить механизмы, обеспечивающие повышение устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры (изменение жирнокислотного состава, дыхательной активности, 7 вклада цианидрезистентного пути в дыхание, содержания дегидринов и уровня АФК);

3) определить интенсивность и продолжительность воздействия отрицательной температурой, необходимые для активации клеточной гибели с признаками ПКГ в суспензионных культурах клеток озимой пшеницы и сахарного тростника;

4) изучить участие митохондрий в процессе гибели клеток суспензионной культуры озимой пшеницы, вызванной действием отрицательной температуры;

5) сравнить влияние отрицательной температуры на жизнеспособность и физиолого-биохимические параметры контрольной и предварительно обработанной низкими положительными температурами суспензионных культур клеток озимой пшеницы.

выводы.

1. Низкая положительная температура 8 °C (7 суток воздействия) является эффективной для закаливания клеток суспензионной культуры озимой пшеницы. На это указывает увеличение содержания ненасыщенных жирных кислот, накопление дегидринов, активация альтернативного цианид-резистентного пути дыхания, снижение содержания АФК и устойчивость клеток культуры к последующей обработке отрицательной температурой.

2. Отрицательная температура минус 8 °C индуцирует процесс гибели клеток в суспензионных культурах озимой пшеницы (6 ч воздействия) и сахарного тростника (2 ч воздействия), сопровождающийся увеличением содержания АФК в клетках и повышением электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране.

3. Скорость развития гибели клеток в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника, вызванная отрицательной температурой, различается. Процесс гибели быстрее протекает у сахарного тростника, имеющего более высокую скорость роста и меньшую устойчивость к низкой температуре.

4. Отрицательная температура вызывает активацию процесса гибели клеток с признаками ПКГ (конденсация протопласта, выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму и деградация ДНК) в суспензионной культуре озимой пшеницы, реализация которого, возможно, осуществляется при участии митохондрий. Предварительное закаливание суспензионной культуры озимой пшеницы при температуре 8 °C предотвращает гибель клеток с признаками ПКГ, вызываемую действием отрицательной температуры.

5. Анализ полученных результатов и данных, имеющихся в литературе, позволяет заключить, что процесс гибели клеток с признаками ПКГ у растений при действии пониженных температур реализуется медленнее, чем при действии других стрессовых факторов, и может происходить на протяжении нескольких суток.

Показать весь текст

Список литературы

  1. В.Г. О состоянии зеленых пластид коры деревьев в зимний период (к проблеме индивидуальности пластид и омоложения растительной клетки) / В. Г. Александров, М. И. Савченко // Труды Ботанического института АН СССР. 1950. — Т.7. — С. 5−81.
  2. H.H. Эндонуклеазы и их участие в апоптозе растений / H.H. Александрушкина, Б. Ф. Ванюшин // Физиология растений. -2009. Т.56. — С.323−339.
  3. Ч.Р. Дегидрины растений: их структура и предполагаемые функции / Ч. Р. Аллагулова, Ф. Р. Гималов, Ф. М. Шакирова,
  4. B.А. Вахитов // Биохимия. 2004. — Т.68. — С. 1157−1165.
  5. Е. Процессы замерзания и повреждения растительных клеток / Е. Асахина // Холодостойкость растений / пер. с англ. Г. Н. Зверевой, М. М. Тюриной. Под ред. и предисл. Г. А. Самыгина. М.: Колос, 1983.1. C.23−36.
  6. Г. Б. Ассоциация дегидринов с митохондриями озимой пшеницы при низкотемпературной адаптации / Г. Б. Боровский, И. В. Ступникова, А. И. Антипина, О. С. Анучина, В. К. Войников // Физиология растений. 2005. — Т.52. — С.194−198.
  7. .Ф. Апоптоз у растений / Б. Ф. Ванюшин // Успехи биологической химии. -2001. -Т.41. С.3−38.
  8. А.Г. Липиды в жизни растений / А. Г. Верещагин. -М.: Наука, 2007.-78 с.
  9. В.К. Белок холодового шока 310 кД разобщает окислительное фосфорилирование в растительных митохондриях / В. К. Войников, О. И. Грабельных, A.B. Колесниченко, Т. П. Побежимова // Физиология растений. 2001. — Т.48. — С.89−94.
  10. М.В. Биофизика: Учеб. пособие / М. В. Волькенштейн. СПб.: Лань, 2008. — 608 с.
  11. П.А. Холодостойкость растений и термические способы ее повышения / П. А. Генкель, С. В. Кушниренко. М.: Наука, 1966. — 223 с.
  12. Н.И. Сезонные изменения в содержании липидов, жирных кислот и пигментов бурой водоросли Costaria costata / Н. И. Герасименко, Н. Г. Бусарова, О. П. Моисеенко // Физиология растений. 2010. — Т.57. — С.217−223.
  13. С. Медико-биологическая статистика / С. Гланц. М.: Практика, 1998.-459 с.
  14. А.К. Антифризные белки. Сообщение I. Классификация и механизм действия / А. К. Гулевский, Л. И. Релина // Проблемы криобиологии. 2009. — Т. 19. — С. 18−23.
  15. Н.В. Озимая пшеницы в Иркутской области / Н. В. Дорофеев, A.A. Пешкова, В. К. Войников. Иркутск: Арт-Пресс, 2003. — 175 с.
  16. С.Н. Эколого-физиологические аспекты устойчивости растений к заморозкам / С. Н. Дроздов, З. Ф. Сычева, Н. П. Будыкина, В. К. Курец. Л.: Наука, 1977. — 228 с.
  17. O.A. Последействие пониженных температур на дыхание теплолюбивых растений / O.A. Зауралов, A.C. Лукаткин // Физиология растений. 1997. — Т.44. — С.736−741.
  18. С. Распад фосфолипидов при замерзании растительных клеток // Холодостойкость растений / пер. с англ. Г. Н. Зверевой, М. М. Тюриной. Под ред. и предисл. Г. А. Самыгина. М.: Колос, 1983. — С.97−111.
  19. М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов / М. Кейтс. М.: Мир, 1975. — 233 с.
  20. C.B. Повышенное отношение фотосинтез/дыхание при низких температурах важное условие холодового закаливания озимой пшеницы / C.B. Климов // Физиология растений. — 1998. — Т.45. — С.419−424.
  21. A.B. Содержание стрессового белка 310 кДа в проростках озимой пшеницы при гипотермии и водном стрессе / A.B.Колесниченко, В. К. Войников, Г. Б. Боровский // Физиол. и биох. культ, растений. 1999. — Т.31. — С.145−149.
  22. A.B. Белки низкотемпературного стресса / A.B. Колесниченко, В. К. Войников. Иркутск: Арт-Пресс, 2003. — 196 с.
  23. Т.Ю. Влияние процесса транскрипции на образование двойных разрывов при высокомолекулярной фрагментации ДНК / Т. Ю. Колотова // Анналы Мечниковского Института. 2005. — Т.1. — С.75−83.
  24. Э.Н. Изменение лектиновой активности клеточных стенок этиолированных проростков озимой пшеницы в процессе закаливания к морозу / Э. Н. Комарова, Э. И. Выскребенцева, Т. И. Трунова // Докл. РАН. -1993. Т.329. — С.680−682.
  25. Э.Н. Изменение лектиновой активности некоторых субклеточных фракций меристемы узла кущения озимой пшеницы в первые сутки холодовой адаптации / Э. Н. Комарова, Э. И. Выскребенцева, Т. И. Трунова // Докл. РАН. 2000. — Т.373. — С.289−290.
  26. В.А. Изменчивость растительного генома в процессе дифференцировки и каллусообразования in vitro / В. А. Кунах // Физиология растений. 1999. — Т.46. — С.919−930.
  27. В.К. Действие и последействие температуры на дыхание интактных растений / В. К. Курец, С. Н. Дроздов, Э. Г. Попов // Физиология растений. 2003. — Т.50. — С.349−353.
  28. М.П. Участие протеаз в апоптозе / М. П. Куцый, Е. А. Кузнецова, А. И. Газиев // Биохимия. 1999. — Т.64. — С.149−163.
  29. Дж. Повреждения и выживание после замораживания и связь с другими повреждающими воздействиями / Дж. Левит // Холодостойкость растений / отв. ред. Г. А. Самыгин. М.: Колос, 1983. -С. 10−22.
  30. Лозина-Лозинский Л. К. Очерки по криобиологии / Л.К. Лозина-Лозинский. Ленингр.: Наука, 1972. — 288 с.
  31. A.C. Холодовое повреждение теплолюбивых растений и окислительный стресс / A.C. Лукаткин. Саранск: Изд-во Мордовского университета, 2002. — 208 с.
  32. Е.А. Апоптозо-подобная деградация пыльцевых зерен у Scilla sibirica связана с отсутствием пониженных температур при их развитии / Е. А. Мирославов, Е. М. Бармичева // Физиология растений. 2009. — Т.56. — С.942−947.
  33. Г. В. Липидный состав листьев в связи с холодостойкостью растений томатов / Г. В. Новицкая, Т. А. Суворова, Т. И. Трунова // Физиология растений. 2000. — Т.47. — С.829−835.
  34. A.M. Культура клеток высших растений уникальная система, модель, инструмент / A.M. Носов // Физиология растений. — 1999. -Т.46. — С.837−844.
  35. Павлова E. J1. Роль салициловой кислоты в регуляции стрессовых ответов в культуре клеток Arabidopsis thaliana: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.01.05 / E.JI. Павлова. Иркутск, 2010. — 22 с.
  36. Т.П. Методы изучения митохондрий растений. Полярография и электрофорез / Т. П. Побежимова, A.B. Колесниченко, О. И. Грабельных. М.: ООО «КОЖ Промэкспобезопасность», 2004. — 98 с.
  37. О.Г. Растительная клетка и активные формы кислорода: Учеб. пособие / О. Г. Полесская. М.: КДУ, 2007. — 140 с.
  38. Д.Ф. Влияние индуктора апоптоза дексаметазона- на энергетический обмен и ультраструктуру растительных клеток / Д. Ф. Рахматуллина, JI.4. Гордон, A.A. Пономарева, Т. И. Огородникова // Цитология. 2009. — Т.51. — С.539−545.
  39. Г. Микроскопические наблюдения над замерзанием тканей озимой пшеницы / Г. Салчева, Г. А. Самыгин // Физиология растений.- 1963. Т.10. — С.65−72.
  40. O.A. Физиология дыхания растений: учеб. пособие / O.A. Семихатова, Т. В. Чиркова. СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2001. — 224 с.
  41. И. Методы в молекулярной биофизике: структура, функция, динамика: учеб. пособие: в 2 т. Т.1 / И. Сердюк, Н. Заккаи, Дж. Заккаи // М.: КДУ, 2009. 568 с.
  42. A.B. Роль белков теплового шока в регуляции программированной клеточной гибели у растений и дрожжей: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.00.12 / A.B. Степанов. Иркутск, 2009. — 22 с.
  43. H.H. Влияние температуры на состав внутри- и внеклеточных жирных кислот зеленых водорослей и цианобактерий / H.H.
  44. , Г. С. Калачева, Н.О. Жила, М. И. Гладышев, Т. Г. Волова // Физиология растений. 2003. — Т.50. — С.420−427.
  45. O.A. Лектины как активные компоненты адаптивных реакций озимой пшеницы к неблагоприятным условиям среды: дис.. док. биол. наук 03.00.12 / O.A. Тимофеева. Уфа, 2009. — 287 с.
  46. Т.И. Растение и низкотемпературный стресс / Т. И. Трунова. М.: Наука, 2007. — 54 с.
  47. A.A. Изготовление в лабораторных условиях закрытого полярографического электрода Кларка: Руководство по изучению биологического окисления полярографическим методом / Отв. ред. Г. М. Франк. М.: Наука, 1973. — С.73−79.
  48. И.И. Закаливание северных древесных растений отрицательными температурами / И. И. Туманов, O.A. Красавцев // Физиология растений. 1959. — Т.6. — С.654−667.
  49. И.И. Физиология закаливания и морозостойкости растений / И. И. Туманов. М.: Наука, 1979. — 350 с.
  50. А. И. Физика белка / А. И. Финкельштейн, О. Б. Птицын // М.: КДУ, 2005. 456 с.
  51. A.A. Апоптоз. Природа феномена и его роль в целостном организме / A.A. Ярилин // Пат. физиология. 1998. — № 2. — С.38−48.
  52. Affenzeller M.J. Salt-stressed induced cell death in the unicellular green alga Micrasterias denticulata / M.J. Affenzeller, A. Darehshouri, A. Andosch, C. Lutz, U. Lutz-Meindl // J. Exp. Bot. 2009. — V.60. — P.939−954.
  53. Aken O.V. Alternative oxidase: a target and regulator of stress responses / O.V. Aken, E. Giraud, R. Clifton, J. Whelan / Physiol. Plant. 2009. -V.137. -P.354−361.
  54. Alano C.C. Poly (ADP-ribose)polymerase-1-mediated cell death in astrocytes requires NAD+ depletion and mitochondrial permeability transition / C.C. Alano, W. Ying, R.A. Swanson // J. Biol. Chem. 2004. — V.279. — P. 1 889 518 902.
  55. Alcazar R. Polyamines: molecules with regulatory functions in plant abiotic stress tolerance / R. Alcazar, T. Altabella, F. Marco, C. Bortolotti, M. Reymond, C. Koncz, P. Carrasco, A.F. Tiburcio // Planta. 2010. — V.231. -P.1237−1249.
  56. Alcazar R. Integration of polyamines in the cold acclimation response / R. Alcazar, J.C. Cuevas, J. Planas, X. Zarza, C. Bortolotti, P. Carrasco, J. Salinas, A.F. Tiburcio, T. Altabella // Plant Sci. 2011. — V.180. — P.31−38.
  57. Amor Y. Anoxia pretreatment protects soybean cells against H202-induced cell death: possible involvement of peroxidases and of alternative oxidase / Y. Amor, M. Chevion, A. Levine // FEBS Lett. 2000. — V.477. — P. 175−180.
  58. Andronis E.A. Short-term salinity stress in tobacco plants leads to the onset of animal-like PCD hallmarks in planta in contrast to long-term stress / E.A. Andronis, K.A. Roubelakis-Angelakis 11 Planta. 2010. — V.231. — P.437−448.
  59. Asparagaus S. Occurrence and characteristics of the mitochondrial permeability transition in plants / S. Asparagaus, A. Rawyler, R. Braendle // J. Biol. Chem. 2002. — V.277. — P. 1780−1787.
  60. Atici O. Antifreeze proteins in higher plants / O. Atici, B. Nalbantoglu // Phytochemistry. 2003. — V.64. — P. 1187−1196.
  61. Azeez A. Enchanced expression of serine proteases during floral senescence in Gladiolus / A. Azeez, A.P. Sane, D. Bhatnagar, P. Nath // Phytochem. 2007. — V.68. — P.1352−1357.
  62. Baker C.J. An improved method for monitoring cell death in cell suspension and leaf disk assay using evans blue / C.J. Baker, N.M. Mock // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1994. — V.39. — P.7−12.
  63. Baliga B. Apaf-1/cytochrome c apoptosome: an essential initiator of caspase activation or just a sideshow? / B. Baliga, S. Kumar // Cell Death Differ. -2003. V.10. -P.16−18.
  64. Balk J. Translocation of cytochrome c from the mitochondria to the cytosol occurs during heat-induced programmed cell death in cucumber plants / J. Balk, C.J. Leaver, P.F. McCabe //FEBS Lett. 1999. — V.463. — P. 151−154.
  65. Balk J. The intermembrane space of plant mitochondria contains a DNase activity that may be involved in programmed cell death / J. Balk, S.K. Chew, C.J. Leaver, P.F. McCabe // Plant J. 2003. — V.34. — P.573−583.
  66. Ball M.C. Space and time dependence of temperature and freezing in evergreen leaves / M.C. Ball, J. Wolfe, M. Canny, M. Hofmann, A.B. Nicotra, D. Hughes // Funct. Plant. 2002. — V.29. — P. 1259−1272.
  67. Battelli R. Changes in ultrastructure, protease and caspase-like activities during flower senescence in Lilium longiflorum / R. Battelli, L. Lombardi, H.J. Rogers, P. Picciarelli, R. Lorenzi, N. Ceccarelli // Plant Sci. -2011. V. 180. — P.716−725.
  68. Beck E.H. Specific and unspecific responses of plants to cold and drought stress / E.H. Beck, S. Fettig, C. Knake, K. Hartig, T. Bhattarai // J. Biosci. -2007.-V.32.-P.501−510.
  69. Behal R.H. NAD±dependent isocitrate dehydrogenase from Arabidopsis thaliana. Characterization of two closely related subunits / R.H. Behal, D.J. Oliver // Plant Mol. Biol. 1998. — V.36. — P.691−698.
  70. Belenghi B. Caspase-like activity in the seedlings of Pisum sativum eliminates weaker shoots during early vegetative development by induction of cell death / B. Belenghi, M. Salomon, A. Levine // J. Exp. Bot. 2004. — V.55. -P.889−897.
  71. Bligh E.G. A rapid method of total lipid extraction and purification /
  72. E.G. Bligh, W.J. Dyer // Canad. J. Biochem. Physiol. 1959. — V.37. — P.911−919.
  73. Bonneau L. What happened to plant caspases? / L. Bonneau, Y. Ge, G.E. Drury, P. Gallois // J. Exp. Bot. 2008. — V.59. — P.491−499.
  74. Boren M. Developmental regulation of a VEIDase caspase-like proteolytic activity in barley caryopsis / M. Boren, A.S. Hoglund, P. Bozhkov, C. Jansson // J. Exp. Bot. 2006. — V.57. — P.3747−3753.
  75. Boresky J. The plant energy-dissipating mitochondrial systems: depicting the genomic structure and the expression profiles of the gene families of uncoupling protein and alternative oxidase in monocots and dicots / J. Borecky,
  76. F.T.S. Nogueira, K.A.P. de Oliveira, I.G. Maia, A.E. Vercesi, P. Arruda // J. Exp. Bot. 2006. — V.57. — P.849−864.
  77. Bosch M. Temporal and spatial activation of caspase-like enzymes induced by self-incompartiblity in Papaver pollen / M. Bosch, V.E. Franklin-Tong // Proceedlings Nat. Acad. Sci. USA. 2007. — V. 102. — P.14 463−14 468.
  78. Bras M. Programmed cell death via mitochondria: different modes of dying / M. Bras, B. Queenan, S.A. Susin // Biochem. 2005. — V.70. — P.231−239.
  79. Brown P.H. Barley aleurone layers secrete a nuclease in response to gibberellic acid / P.H. Brown, T.D. Ho // Plant Physiol. 1986. — V.82. — P.801−806.
  80. Bush D.S. Gibberellic acid stimulate Ca accumulation in barley aleurone endoplasmic reticulum: calcium transport and steady state levels /D.S. Bush, A.K. Biswas, R.L. Jones // Planta. 1989. — V. 178. — P.411−420.
  81. Butt A.J. Dimerization and autoprocessing of the Nedd2 (caspase-2) precursor requires both the prodomain and the carboxyl-terminal regions / A.J. Butt, N.L. Harvey, G. Parasivam, S. Kumar // J. Biol. Chem. 1998. — V.273. -P.6763−6768.
  82. Cacas J.-L. Devil inside: does plant programmed cell death involve the endomembrane system? / J.-L. Cacas // Plant Cell and Environ. 2010. — V.33 — P.1453−1473.
  83. Chaikam V. Comparison of structure, function and regulation of plant cold shock domain proteins to bacterial and animal cold shock domain proteins / V. Chaikam, D.T. Karlson // BMB Reports. 2009. — V43. — P. 1−8.
  84. Charron J.B.F. Identification, expression, and evolutionary analyses of plant lipocalins / J.B.F. Charron, F. Ouellet, M. Pelletier, J. Danyluk, C. Chauve, F. Sarhan // Plant Physiol. 2005. — V.139. — P.2017−2028.
  85. Chautan M. Interdigital dell death can occur through a necrotic and caspase-independent pathway / M. Chautan, G. Chazal, F. Cecconi, P. Gruss, P. Golstein // Curr. Biol. 1999. — V.9. — P.967−970.
  86. Chen J.M. Identification of the active site of legumain links it to caspases, clostripain and gingipains in a new clan of cysteine endopeptidases / J.M. Chen, N.D. Rawlings, R.A. Stevens, A.J. Barrett // FEBS Lett. 1998. — V.441. -P.361−365.
  87. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis / W.W. Christie // Advances in lipid methodology Two / Ed. Christie, W.W. Dundee. — Oily Press, 1993. — P.69−111.
  88. Clarke P.G. Developmental cell death: morphological diversity and multiple mechanisms / P.G. Clarke // Anat. Embryol. 1990. — V. 181. — P. 195 213.
  89. Clarke P.G. Historic apoptosis / P.G. Clarke, S. Clarke // Nature. -1995.-V.378.-P.230.
  90. Close T.J. A view of plant dehydrins using antibodies specific to the carboxy terminal peptide / T.J. Close, R.D. Fenton, F. Moonan // Plant Mol. Biol. -1993. V.23. — P.279−286.
  91. Coffen W.S. Purification and characterization of serine proteases that exhibit caspase-like activity and are associated with programmed cell death in Avena sativa / W.S. Coffen, T.J. Wolpert // Plant Cell. 2004. — V.16. — P.857−873.
  92. Cook D. A prominent role for the CBF cold response pathway in configuring the low-temperature metabolome of Arabidopsis / D. Cook, S. Fowler, O. Fiehn, M.F. Thomashow // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. — V.101. -P.15 243−15 248.
  93. Curtis M.J. The oat mitochondrial permeability transition and its implication in victorin binding and induced cell death / M.J. Curtis, T.J. Wolpert // Plant J. 2002. — V.29. — P.295−312.
  94. Danon A. UV-C radiation induces apoptotic like changes in Arabidopsos thaliana / A. Danon, P. Gallois // FEBS Lett. 1998. — V.437. -P.131−136.
  95. Danon A. Plant programmed cell death: a common way to die / A. Danon, V. Delorme, N. Mailhac, P. Gallois // Plant Physiol. Biochem. 2000. -V.38. — P.647−655.
  96. Diamond M. The mitochondrion and plant programmed cell death / M. Diamond, P.F. McCabe // Plant mitochondria / Ed. by D.C. Logan. Oxword: Blackwell Publishing, 2007. — P.308−334.
  97. Dionne J. Amino acids and protein changes during cold acclimation of green-type annual bluegrass (Poa annua L.) ecotypes / J. Dionne, Y. Castonguay, P. Nadeau, Y. Desjardins / Crop Sci. 2001. — V.41. — P. 1862−1870.
  98. Dominguez F. A gibberellin-induced nuclease is localized in the nucleus of wheat aleurone cells undergoing programmed cell death / F. Dominguez, J. Moreno, F.J. Cejudo // J. Biol. Chem. 2004. — V.279. — P. 1 153 011 536.
  99. Dong Y.H. Expression of a cDNA from apple encoding a homologue of DAD1, an inhibitor of programmed cell death / Y.H. Dong, X.C. Zhan, A. Kvarnheden, R.G. Atkinson, B.A. Morris, R.C. Gardner // J. Plant Physiol. 1998.- V.139. P. 165−174.
  100. Donnini S. Oxidative stress responses and root lignification induced by Fe deficiency conditions in pear and quince genotypes / S. Donnini, M. Dell’orto, G. Zocchi // Tree Physiol. 2011. — V.31. — P. 102 -113.
  101. Doukhanina E.V. Identification and functional characterization of the
  102. BAG protein family in Arabidopsis thaliana / E.V. Doukhanina, S. Chen, E. van149der Zalm, A. Godzik, J. Reed, M.B. Dickman // J. Biol. Chem. 2006. — V.281. -P. 18 793−18 801.
  103. Duval I. Thaxtomin A induces programmed cell death in Arabidopsis thaliana suspension-cultured cells / I. Duval, V. Brochu, M. Simard, C. Beaulieu, N. Beaudoin // Planta. 2005. — V.222. — P.820−831.
  104. Elbaz M. Constitutive caspase-like machinery executes programmed cell death in plant cells / M. Elbaz, A. Avni, M. Weil // Cell Death Differ. 2002.- V.9. P.726−733.
  105. Faris J.A. Cold chlorosis of sugar cane / J.A. Faris // Phytopath. -1926. V.16. -P.885−891.
  106. Fath A. Programmed cell death in cereal aleurone / A. Fath, P. Bethke, J. Lonsdale, R. Meza-Romero, R. Jones // Plant Mol. Biol. 2000. — V.44. -P.255−266.
  107. Fukuda H. Tracheary element differentiation / H. Fukuda // Plant Cell.- 1997.-V.9.-P.1147−1156.
  108. Fukuda H. Programmed cell death of tracheary elements as a paradigm in plants / H. Fukuda // Plant Mol. Biol. 2000. — V.44. — P.245−253.
  109. Galina A. Different properties of the mitochondrial and cytosolic hexokinases in maize roots / A. Galina, M. Reis, M.C. Albuquereque, A.G. Puyuo, L. de Meis//Biochem J. 1995. — V.l. — P. 105−112.
  110. Gallois P. An Arabidopsis thaliana cDNA complementing a hamster apoptosis suppressor mutant / P. Gallois, T. Makishima, V. Hecht, B. Despres, M. Laudie, T. Nishimoto, R. Cooke // Plant J. 1997. — V. l 1. — P. 1325−1331.
  111. Gao C. Sorting out the role of reactive oxygen species during plant programmed cell death induced by ultraviolet-C overexposure / C. Gao, L. Zhang, F. Wen, D. Xing // Plant Signaling & Behavior. 2008. — V.3. — P. 197−198.
  112. Garrido C. Mechanisms of cytochrome c release from mitochondria / C. Garrido, L. Galluzzi, M. Brunet, P.E. Puig, C. Didelot, G. Kroemer // Cell Death Differ. 2006. — V. l3. — P. 1423−1433.
  113. Guimaraes C.A. Programmed cell death. Apoptosis and alternative deathstyles / C.A. Guimaraes, R. Linden// Eur. J. Biochem. 2004. — V.271. -P.1638−1650.
  114. Guy C. Molecular responses of plants to cold shock and cold acclimation / C. Guy // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 1999. — V.l. — P.231−242.
  115. Hacker J. Inflorescences of alpine cushion plants freeze autonomously and may survive subzero temperatures by supercooling / J. Hacker, U. Ladinig, J. Wagner, G. Neuner // Plant Sci. 2011. — V. l80. — P. 149−156.
  116. Hansen G. Evidence for Agrobacterium-induced apoptosis in maize cells / G. Hansen // Mol. Plant-Microb Inter. 2000. — V. l3. — P.649−657.
  117. Hara M. Metal binding by Citrus dehydrin with histidine-rich domains / M. Hara, M. Fujinaga, T. Kuboi // J. Exp. Bot. 2005. — V.56. — P.2695−2703.
  118. Hara M. The multifunctionality of dehydrins / M. Hara // Plant Sign. Behav. 2010. — V.5. — P.1−6.
  119. Hatsugai N. A plant vacuolar protease, VPE, mediates virus-induced hypersensitive cell death / N. Hatsugai, M. Kuroyanagi, K. Yamada, T. Meshi, S. Tsuda, M. Kondo, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // Science. 2004. — V.305. -P.774−783.
  120. He R. Metacaspase-8 modulates programmed cell death induced by UV and H202 in Arabidopsis / R. He, G.E. Drury, V.I. Rotary, A. Gordon, M. Wilier, F. Tabasum, E.J. Woltering, P. Gallois // J. Biol. Chem. 2007. — V.283. -P.774−783.
  121. Heath M.C. Apoptosis, programmed cell death and the hypersensitive response / M.C. Heath // Eur. J Plant Pathol. 1997. — V.104. — P. 117−124.
  122. Heidarvand L. What happens in plant molecular responses to cold stress? / L. Heidarvand, R. Maali-Amiri // Acta Physiol. Plant. 2010. — V.32. P.419−431.
  123. Hewish D.R. Chromatin sub-structure. The digestion of chromatin DNA at regularly spaced sites by a nuclear deoxyribonuclease / D.R. Hewish and L.A. Burgoyne // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1973. — V.52. — P.504−510.
  124. Hoeberichts F.A. Changes in gene expression during programmed cell death in tomato cell suspensions / F.A. Hoeberichts, D. Orzaez, L.H.W. van der Plas, E.J. Woltering // Plant Mol. Biol. 2001. — V.45. — P.641−654.
  125. Hoeberichts F.A. Cloning and analysis of a defender against apoptotic cell death (DAD1) homologue from tomato / F.A. Hoeberichts, E.J. Woltering // J. Plant Physiol. 2001. — V.158. — P.125−1258.
  126. Hoeberichts F.A. Multiple mediators of plant programmed cell death: interplay of conserved cell death mechanisms and plant-specific regulators / F.A. Hoeberichts, E J. Woltering // BioEssays. 2002. — V.25. — P.47−57.
  127. Hoffmann J.C. A new C-terminal cleavage product of procaspase-8, p30, defines an alternative pathway of procaspase-8 activation / J.C. Hoffmann, A. Pappa, P.H. Krammer, I.N. Lavrik // Mol. Cell. Biol. 2009. — V.29. — P.4431−4440.
  128. Houot V. Hydrogene peroxide induces programmed cell death features in cultured tobacco BY-2 cells, in a dose-dependent manner / V. Houot, P. Etienne, A.-S. Petitot, S. Barbier, J.-P. Blein, L. Suty / J. Exp. Bot. 2001. — V.52. -P.1721−1730.
  129. Hsieh M.-H. A class of soybean low molecular weight heat shock proteins: immunological study and quantitation / M.-H. Hsieh, J.-T. Chen, T.-L. Jinn, Y.-M. Chen, C.-Y. Lin // Plant Physiol. 1992. — V.99. — P. 1279−1284.
  130. Huang W.P. Autophagy in yeast: a review of the molecular machinery / W.P. Huang, D.J. Klionsky // Cell Struc. Func. 2002. — V.27. — P.409−420.
  131. Huettenbrenner S. The evolution of cell death programs as prerequisites of multicellularity / S. Huettenbrenner, S. Maier, C. Leisser, D. Polgar, S. Strasser, M. Grusch, G. Krupitza // Mutation Research. 2003. — V.543.- P.235−249.
  132. Iba K. Acclimative response to temperature stress in higher plants: approaches of gene engineering to temperature tolerance / K. Iba // Annu. Rev. Plant Biol. 2002. — V.53. — P.225−245.
  133. Iftime D. Stachyose in the cytosol does not influence freezing tolerance of transgenic Arabidopsis expressing stachyose synthase from adzuki bean / D. Iftime, M.A. Hannah, T. Peterbauer, A.G. Heyer // Plant Sci. 2011. — V.180. — P.24−30.
  134. Ishikawa H.A. Ultrastructural features of chilling injury: injured cells and early events during chilling of suspension-cultured mung bean cells / H.A. Ishikawa // Amer. J. Bot. 1996. — V.83. — P.825−835.
  135. Jabs T. Reactive oxygen intermediates as mediators of programmed cell death in plants and animals / T. Jabs // Biochem. Pharmacol. 1999. — V.57. -P.231−245.
  136. Jones A. Does the plant mitochondrion integrate cellular stress and regulate programmed cell death? / A. Jones // Trends Plant Sci. 2000. — V.5. -P.225−230.
  137. Jones A.M. Programmed cell death in development and defense / A.M. Jones // Plant Physiol. 2001. — V. 125. — P.94−97.
  138. Karlson D. Conservation of the cold shock domain protein family in plants / D. Karlson, R. Imai // Plant Physiol. 2003. — V. 131. — P. 12−15.
  139. Kaufmann S.H. Programmed cell death: alive and well in the new millennium / S.H. Kaufmann, M.O. Hengartner // Trends Cell Biol. 2001. -V.l 1. — P.526−534.
  140. Kawai M. Evolutionally conserved plant homologue of the Bax inhibitor-1 (BI-1) gene capable of suppressing Bax-induced cell death in yeast / M. Kawai, L. Pan, J.C. Reed, H. Uchimiya // FEBS Lett. 1999. — V.464. — P. 143 147.
  141. Kawai-Yamada M. Dissection of Arabidopsis Bax inhibitor-1 suppressing Bax-, hydrogen peroxide-, and salicylic acid-induced cell death / M. Kawai-Yamada, Y. Ohori, H. Uchimiya // Plant Cell. 2004. — V. l6. — P.21−32.
  142. Kawai-Yamada M. A novel Arabidopsis gene causes Bax-like lethality in Saccharomyces cerevisiae / M. Kawai-Yamada, Y. Saito, L. Jin // J. Biol. Chem. 2005. — V.280. — P. 39 468−39 473.
  143. Kerr J.F. A histochemical study of hypertrophy and is chaemic injury of rat liver with special reference to changes in lysosomes / J.F.R. Kerr // J. Pathol. Bacteriol. 1965. — V.90. — P.419−435.
  144. Kerr J.F. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wideranging implications in tissue kinetics / J.F.R. Kerr, A.H. Wyllie, A.R. Currie // Br. J. Cancer. 1972. — V.6. — P.239−257.
  145. Kim M. Mitochondria-associated hexokinases play a role in the control of programmed cell death in Nicotiana benthamiana / M. Kim, J.-H. Lim, C.S. Ahn, K. Park, G.T. Kim, W.T. Kim, H.-S. Pai // Plant Cell. 2006. — V.18. -P.2341−2355.
  146. Kinoshita T. Homologues of a vacuolar processing enzyme that are expressed in deifferent organs in Arabidopsis thaliana / T. Kinoshita, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // Plant Mol. Biol. 1995. — V.29. — P.81−89.
  147. Klotke J. Impact of soluble sugar concentrations on the acquisition of freezing tolerance in accessions of Arabidopsis thaliana with contrasting cold adaptation evidence for a role of raffinose in cold acclimation / J. Klotke, J.
  148. Kopka, N. Gatzke, A.G. Heyer // Plant Cell Environ. 2004. — V.27. — P. 13 951 404.
  149. Kocsy G. Genetic study of glutathione accumulation during cold hardening in wheat / G. Kocsy, G. Szalai, A. Vagujfalvi, L. Stehli, G. Orosz, G. Galiba // Planta. 2000. — V.210. — P.295−301.
  150. Kosova K. The role of dehydrins in plant response to cold / K. Kosova, P. Vitamvas, I.T. Prasil // Biologia Plantarum. 2007. — V.51. — P.601−617.
  151. Kosova K. Role of dehydrines in plant stress response / K. Kosova, I.T. Prasil, P. Vitamvas // Handbook of plant and crop stress / Ed. By M. Pessarakli. CRC Press, 2010. — P.239−285.
  152. Kosova K. Expression of dehydrins in wheat and barley under different temperatures / K. Kosova, P. Vitamvas, I.T. Prasil // Plant Sci. — 2011. — V.180. P.46−52.
  153. Koukalova B. Chromatin fragmentation associated with apoptotic changes in tobacco cells exposed to cold stress / B. Koukalova, A. Kovarik, J. Fajkus, J. Siroky // FEBS Lett. 1997. — V.414. — P.289−292.
  154. Kourthout H.A. The presence and cellular localization of caspase 3-like proteinases in plant cells / H.A. Korthout, G. Berecky, W. Bruin, B. van Duijn, M. Wang // FEBS Letters. 2000. — V.475. — P. 139−144.
  155. Kovacs D. Chaperone activity of ERD10 and ERD14, two disordered stress-related plant proteins / D. Kovacs, E. Kalmar, Z. Torok, P. Tompa // Plant Physiol. 2008. — V.147. — P.381−390.
  156. Kovacs Z. Differential effects of cold acclimation and abscisic acid on free amino acid composition in wheat / Z. Kovacs, L. Simon-Sarkadi, C. Sovany, K. Kirsch, G. Galiba, G. Kocsy // Plant Sci. 2010. — V.180. — P.61−68.
  157. Kovtun Y. Functional analysis of oxidative stress-activated mitogen-activated protein kinase cascade in plants / Y. Kovtun, W.L. Chiu, G. Tena, J. Sheen // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. — V.97. — P.2940−2945.
  158. Kratsch H.A. The ultrastructure of chilling stress / H.A. Kratsch, R.R. Wise // Plant Cell Environ. 2000. — V.23. — P.337−350.
  159. Krishnamurthy K.V. The programme of cell death in plants and animals a comparison / K.V. Krishnamurthy, R. Krishnaraj, R. Chozhavendan, F.S. Christopher // Curr. Sci. — 2000. — V.79. — P. l 169−1181.
  160. Kroemer G. The mitochondrial death / life regulator in apoptosis and necrosis / G. Kroemer, B. Dallaporta, M. Resche-Rigon // Annu. Rev. Physiol. -1998. V.60. — P.619−642.
  161. Kuroyanagi M. VPE is essential for mycotoxyn-induced cell death in Arabidopsis thaliana / M. Kuroyanagi, K. Yamada, N. Hatsugay, M. Kondo, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // J. Biol. Chem. 2005. — V. 50. — P. 253−264.
  162. Lacomme C. Bax-induced cell death in tobacco is similar to the hypersensitive response / C. Lacomme, S. Santa Cruz // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999.- V.96.-P.7956−7961.
  163. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of head bacteriophage T4 / U.K. Laemmli // Nature. — 1970. — V.227. — P.680−685.
  164. Levesque-Tremblay G. The chloroplastic lipocalin AtCHL prevents lipid peroxidation and protects Arabidopsis against oxidative stress / G. Levesque-Tremblay, M. Havaux, F. Ouellet // Plant J. 2009. — V.60. — P.691−702.
  165. Li P. Cytochrome c and dATP-dependent formation of Apaf-l/caspase-9 complex initiate an apoptotic protease cascade / P. Li, D. Nijhawan, I. Budihardjo, S.M. Srinivasula, M. Ahmad, E.S. Alnemri, X. Wang // Cell. 1997. -V.91. — P.479−489.
  166. Lin J. Salt stress-induced programmed cell death via Ca2±mediated mitochondrial permeability transition in tobacco protoplasts / J. Lin, Y. Wang, G. Wang // Plant Growth Reg. 2005. — V.45. — P.243−250.
  167. Liszkay A. Production of reactive oxygen intermediates (OJ, H2C>2, and OH) by maize roots and their role in wall loosening and elongation growth / A. Liszkay, E. van der Zalm, P. Schopfer // Plant Physiol. 2004. — V.136. -P.3114−3123.
  168. Liu H. Endoplasmic reticulum stress-associated caspase 12 mediates cisplatin-induced LLC-PK1 cell apoptosis / H. Liu, R. Baliga // J. Am. Soc. Nephrol. 2005. — V.16. — P. 1985−1992.
  169. Liu J.-H. Endoplasmic reticulum protein quality control and its relationship to environmental stress responses in plants / J.-H. Liu, S.H. Howell // Plant Cell. 2010. — V.22. — P.2930−2942.
  170. Lockshin R.A. Programmed cell death. I. Cytology of degeneration in the intersegmental muscles of the pernyi silkmoth / R.A. Lockshin, C.M. Williams // J. Insect Phisiol. 1965. — V. l 1. — P. 123−133.
  171. Logan D.C. Having a swell time mitochondrial morphology and plant cell death programmes / D.C. Logan // J. of Microscopy. — 2008. — V.231. -P.215−224.
  172. Lopez-Otin C. Protease degradomics: a new challenge for proteomics / C. Lopez-Otin, C.M. Overall // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2002. — V.3. -P.509−519.
  173. Lord C.E. Environmentally induced programmed cell death in leaf protoplasts of Aponogeton madagascariensis / C.E. Lord, A.H. Gunawardena // Planta. 2011. — V.233. — P.407−421.
  174. Loreti E. A genome-wide analysis of the effects of sucrose on gene expression in Arabidopsis seedlings under anoxia / E. Loreti, A. Poggi, G. Novi, A. Alpi, P. Perata // Plant Physiol. 2005. — V. l37. — P. 1130−1138.
  175. Lowry O.H. Protein measurement with folin phenol reagent / O.H. Lowry, N.J. Rosebrough, A.L. Farr, R.J. Randall // J. Biol. Chem. 1951. — V.193. — P.265−275.
  176. Lyons J.M. Relationship between the physical nature of mitochondrial membranes and chilling sensitivity in plant / J.M. Lyons, T.A. Wheaton, H.K. Pratt // Plant Physiology. 1964. — V.39. — P.262−268.
  177. Ma W. Nitric oxide modulates cadmium influx during cadmium-induced programmed cell death in tobacco BY-2 cells / W. Ma, W. Xu, H. Xu, Y. Chen, Z. He, M. Ma // Planta. 2010. — V.232. — P.325−335.
  178. Ma Y. The mammalian endoplasmic reticulum as a sensor for cellular stress / Y. Ma, L.M. Hendershot // Cell Stress Chaperones. 2002. — V.7. — P.222−229.
  179. Mach J. Loss of an exosome complex component potentiates R gene-independent cell death in barley / J. Mach // Plant Cell. 2009. — V.21. — P.2986.
  180. Mahalingam R. Stress response, cell death and signalling: the many faces of reactive oxygen species / R. Mahalingam, N. Fedoroff // Physiol. Plant. -2003. V. l 19. — P.56−68.
  181. Majno G. Apoptosis, oncosis and necrosis. An overview of cell death / G. Majno, I. Joris // Am. J. Pathol. 1995. — V. l46. — P.3−15.
  182. Martin D.A. Membrane oligomerization and cleavage activates the caspase-8 (FLICE/MACH-1) death signal / D.A. Martin, R.M. Siegel, L. Zheng, M.J. Lenardo // J. Biol. Chem. 1998. — V.273. — P.4345−4349.
  183. Maxwell D.P. The alternative oxidase lowers mitochondrial reactive oxygen production in plant cells / D.P. Maxwell, Y. Wang, L. Mcintosh // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. — V.96. — P.8271−8276.
  184. McCabe P.F. A programmed cell death pathway activated in carrot cells cultured at low cell density / P.F. McCabe, A. Levine, P.J. Meijer, N.A. Tapon, R.I. Pennell // Plant J. 1997. — V. 12. — P.267−280.
  185. Mea M.D. Programmed cell death: similarities and differences in animals and plants. A flower paradigm / M.D. Mea, D. Serafini-Fracassini, S.D. Duca // AminoAcids. 2007. — V.33 — P.395−404.
  186. Miller L.J. Apoptosis / L.J. Miller, J. Marx // Science. 1998. -V.281. — P.1301.
  187. Mitsuhara I. Animal cell-death suppressors Bcl-XL and Ced-9 inhibit cell death in tobacco plants / I. Mitsuhara, K.A. Malik, M. Miura, Y. Ohashi // Curr. Biol. 1999. — V.9. — P.775−778.
  188. Mittler R. Characterization of nuclease activities and DNA fragmentation induced upon hypersensitive response cell death and mechanical stress / R. Mittler, E. Lam // Plant Mol. Biol. 1997. — V.34. — P.209−221.
  189. Mittler R. Pathogen-induced programmed cell death in tobacco / R. Mittler, L. Simon, E. Lam//J. Cell Sci. 1997. — V. l 10. — P.1333−1344.
  190. Mizuno M. Catalase and alternative oxidase cooperatively regulate programmed cell death induced by 3-glucan elicitor in potato suspension cultures / M. Mizuno, Y. Tada, K. Uchii, S. Kawakami, S. Mayama // Planta. 2005. -V.220. — P.849−853.
  191. Mizuno N. Mitochondrial alternative pathway is associated with development of freezing tolerance in common wheat / N. Mizuno, A. Sugie, F. Kobayashil, S. Takumi // J. Plant Physiol. 2008. — V.165. — P.462−467.
  192. Moriguchi T. Molecular cloning of a homologue of dad-1 gene in citrus: distinctive expression during fruit development / T. Moriguchi, A. Komatsu, M. Kita, K. Akimitsu, T. Endo-Inagaki, M. Omura // Biochim. Biophys. Acta. -2000. V.1490. — P.198−202.
  193. Morizane Y. X-linked inhibitor of apoptosis functions as ubiquitin ligase toward mature caspase-9 and cytosolic Smac/DIABLO / Y. Morizane, R. Honda, K. Fukami, H. Yasuda // J. Biochem. 2005. — V. l37. — P. 125−132.
  194. Moller I.M. A new dawn for plant mitochondrial NAD (P)H dehydrogenases / I.M. Meller // Trends Plant Sci. 2002. — V.7. — P.235−237.
  195. Mubarakshina M.M. Production and diffusion of chloroplastic H202 and its implication to signalling / M.M. Mubarakshina, B.N. Ivanov, I. A. Nay do v, W. Hillier, M.R. Badger, A. Krieger-Liszkay // J. Exp. Bot. 2010. — V.61. -P.3577−3587.
  196. Murashige T. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures / T. Murashige, F. Scoog // Physiol, plantarum. 1962. V.15. — P.473−497.
  197. Murakami Y. Trienoic fatty acids and plant tolerance of high temperature / Y. Murakami, M. Tsuyama, Y. Kobayashi, H. Kodama, K. Iba // Science. 2000. — V.287. — P.476−479.
  198. Miintz K. Leguimains and their function in plants / K. Muntz, A.D. Shutov // Trends. Plant Sci. 2002. — V.7. — P.340−344.
  199. Nagl W. Ultrastructural and developmental aspects of autolysis in embrio suspensors / W. Nagl // Ber. Dtsch. Bot. Ges. 1976. — V.89. — P.301−311.
  200. Nakaminami K. Arabidopsis cold shock domain proteins: relationships to floral and silique development / K. Nakaminami, K. Hill, S.E. Perry, N. Sentoku, J.A. Long, D.T. Karlson // J. Exp. Bot. 2009. — V.60. -P. 1047−1062.
  201. Ni T. The ubiquitin ligase ability of IAPs regulates apoptosis / T. Ni, W. Li, F. Zou // IUBMB Life. 2005. — V.57. — P.779−785.
  202. Oh H. Comparative study of the time dependency of cell death assays / H. Oh, R. Livingston, K. Smith, L. Abrishamian-Garcia // MURJ. 2004. — V. l 1. — P.53−62.
  203. Ohlrogge J. Lipid biosynthesis / J. Ohlrogge, J. Browse // Plant Cell. -1995. V.7. — P.957−970.
  204. Orzaez D. The plant homologue of the defender against apoptotic death gene is down-regulated during senescence of flower petals / D. Orzaez, A. Granell // FEBS Lett. 1997. — V.404. — P.275−278.
  205. Pagter M. Deacclimation kinetics and carbohydrate changes in stem tissues of Hydrangea in response to an experimental warm spell / M. Pagter, J.-F. Hausman, R. Arora // Plant Sci. 2011. — V.180. — P.140−148.
  206. Parish R.W. Death of a tapetum: a programme of developmental altruism / R.W. Parish, S.F. Li // Plant Sci. 2010. — V. 178. — P. 73−89.
  207. Park S.J. Cold shock domain proteins affect seed germination and growth of Arabidopsis thaliana under abiotic stress conditions / S.J. Park, K.J. Kwak, T.R. Oh, Y.O. Kim, H. Kang // Plant Cell Physiol. 2009. — V.50. — P.869−878.
  208. Paschen W. Disturbance of endoplasmic reticulum functions: a key mechanism underlying cell damage? / W. Paschen, J. Doutheil // Acta Neurochir. Suppl.- 1999.-V.73.-P.1−5.
  209. Paschen W. Endoplasmic reticulum dysfunction a common denominator for cell injury in acute and degenerative diseases of the brain? / W. Paschen, A. Frandsen // J. Neurochem. — 2001. — V.79. — P.719−725.
  210. Pennell R.I. Programmed cell death in plants / R.I. Pennell, C. Lamb // Plant Cell. 1997. — V.9. — P. l 157−1168.
  211. Petit P.X. Mitochondria and programmed cell death: back to the future / P.X. Petit, S.-A. Susin, N. Zamzami, B. Mignotte, G. Kroemer // FEBS Lett. -1996.-V.396.-P.7−13.
  212. Petrussa E. Mitochondrial bioenergetics linked to the manifestation of programmed cell death during somatic embryogenesis of Abies alba / E. Petrussa, A. Bertolini, V. Casolo, J. Krajnakova, F. Macri, A. Vianello // Planta. 2009. -V.231. — P.93−107.
  213. Purvis A.C. Does the alternative pathway ameliorate chilling injury in sensitive plant tissues? / A.C. Purvis, R.L. Shewfelt // Physiol. Plant. 1993. -V88. — P.712−718.
  214. Quirino B.F. Molecular aspects of leaf senescence / B.F. Quirino, Y.S. Noh, E. Himelblau, R.M. Amasino // Trends Plant Sci. 2000. — V.5. — P.278−282.
  215. Rao R.V. Coupling endoplasmic reticulum stress to the cell death program / R.V. Rao, H.M. Ellerby, D.E. Bredesen // Cell Death Differ. 2004. -V.ll. -P.372−380.
  216. Reape T.J. Apoptotic-like programmed cell death in plants // T.J. Reape, P.F. McCabe // New Phytol. 2008. — V.180. — P. 13−26.
  217. Reape T.J. Programmed cell death in plants: distinguishing between different modes / T.J. Reape, E.M. Molony, P.F. McCabe // J. Exp. Bot. 2008. -V.59. — P.435−444.
  218. Reape T.J. Apoptotic-like regulation of programmed cell death in plants / T.J. Reape, P.F. McCabe // Apoptosis. 2010. — V. 15. — P.249−256.
  219. Reinbothe C. Plant oxylipins: role of jasmonic acid during programmed cell death, defence and leaf senescence / C. Reinbothe, A. Springer, I. Samol, S. Reinbothe // FEBS J. 2009. — V.276. — P.4666−4681.
  220. Rogers H.J. Cell death and organ development in plants / H.J. Rogers // Curr. Top. Dev. Biol. 2005. — V.71. — P.225−261.
  221. Rorat T. Plant dehydrins tissue location, structure and function / T. Rorat // Cell Mol. Biol. Lett. — 2006. — V. l 1. — P.536−556.
  222. Rotari V.I. Death by proteases in plants: whodunit / V.I. Rotari, R. He, P. Gallois //Physiol. Plantarum. -2005. V. 123. -P.376−385.
  223. Rubinstein B. Regulation of cell death in flower petals / B. Rubinstein // Plant Mol. Biol. 2000. — V.44. — P.303−318.
  224. Ruiz J.M. Proline metabolism and NAD kinase activity in greenbean plants subjected to cold-shock / J.M. Ruiz, E. Sanchez, P.C. Garcia, L.R. Lopez-Lefebre, R.M. Rivero, L. Romero // Phytochem. 2002. — V.59. — P.473−478.
  225. Sameijima V. Trashing the genome: the role of nuclease during apoptosis / V. Sameijima, W.C. Earnshaw // Nat. Rew. Mol. Cell Biol. 2005. -V.6. — P.677−688.
  226. Sarkar D. Clonal response to cold tolerance in creeping bentgrass and role of proline-associated pentose phosphate pathway / D. Sarkar, P.C. Bhowmik, Y.-I. Kwon, K. Shetty // Biores. Tech. 2009. — V. 100. — P.5332−5339.
  227. Sasaki H. Sucrose synthase and sucrose phosphate synthase, but not acid invertase, are regulated by cold acclimation and deacclimation in cabbage seedlings / H. Sasaki, K. Ichimura, S. Imada, S. Yamaki // J. Plant Physiol. 2001. — V.158. — P.847−852.
  228. Saunders J.W. Death in embryonic systems / Saunders J.W. // Science.- 1966. V.154. — P.604−612.
  229. Scheer J.M. A common allosteric site and mechanism in caspases // J.M. Scheer, M.J. Romanowski, J.A. Wells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006.- V.103. P.7595−7600.
  230. Scherz-Shouval R. Reactive oxygen species are essential for autophagy and specifically regulate the activity of Atg4 / R. Scherz-Shouval, E. Shvets, E. Fass, H. Shorer, L. Gil, Z. Elazar // The EMBO J. 2007. — V.26. -P. 1749−1760.
  231. Schipper J.L. A bifunctional allosteric site in the dimer interface of procaspase-3 / J.L. Schipper, S.H. MacKenzie, A. Sharma, A.C. Clark // Bio. Chem. 2011. — V.159. — P.100−109.
  232. Scott I. Mitochondria and cell death pathways in plants: actions speak louder than words /1. Scott, D.C. Logan // Plant Signaling & Behavior. 2008. -V.3. — P.475−477.
  233. Senatore A. Ricinosomes predict programmed cell death leading to anther dehiscence in tomato / A. Senatore, C.P. Trobacher, J.S. Greenwood // Plant Physiol. 2009. — V. 149. — P.775−790.
  234. Serrano M. A chemical screen for suppressors of the avrRpml-RPMl-dependent hypersensitive cell death response in Arabidopsis thaliana / M. Serrano, D.A. Hubert, J.L. Dangl, P. Schulze-Lefert, E. Kombrink // Planta. 2010. -V.231. — V. 1013−1023.
  235. Shanklin J. Desaturation and related modification of fatty acids / J. Shanklin, E.B. Cahoon // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. -V.49.-P.611−641.
  236. Shi Y. The octadecanoid signaling pathway participates in the chilling-induced transcription of co-3 fatty acid desaturases in Arabidopsis / Y. Shi, L. An, X. Li, C. Huang, G. Chen / Plant Physiol. Biochem. 2011. — V.49. -P.208−215.
  237. Shibuya K. InPSR26, a putative membrane protein, regulates programmed cell death during petal senescence in Japanese morning glory / K. Shibuya, T. Yamada, T. Suzuki, K. Shimizu, K. Ichimura // Plant Physiol. 2009.- V.149. P.816−824.
  238. Siedow J.N. The mitochondrial cyanide-resistant oxidase: structural conservation amid regulatory diversity / J.N. Siedow, A.L. Umbach // Biochem. Biophys. Acta. 2000. — V. 1459. — P.432−439.
  239. Srinivasula S.M. Autoactivation of procaspase-9 by Apaf-1-mediated oligomerization / S.M. Srinivasula, M. Ahmad, T. Fernandes-Alnemri, E.S. Alnemri // Mol. Cell. 1998. — V.l. — P.949−957.
  240. Svenning M.M. Frost tolerance and biochemical changes during hardening and dehardening in contrasting white clover populations / M.M. Svenning, K. Rtfsnes, O. Junttila//Physiol. Plant. 1997. — V. 101. — P.31−37.
  241. Sugimoto A. Dad-1, an endogenous programmed cell death suppressor in Caernorhabditis elegans and vertebrates / A. Sugimoto, R.R. Hozak, T. Nakashima, T. Nishimoto, J.H. Rothman // EMBO J. 1995. — V. 14. — P.4434−4441.
  242. Sun S. Requirement for store-operated calcium entry in sodium butyrate-induced apoptosis in human colon cancer cells / S. Sun, W. Li, H. Zhang, L. Zha, Y. Xue, X. Wu, F. Zou // Biosci. Rep. 2011. -http://www.ncbi.nlm.nih.gOv/pubmed/21 699 495.
  243. Sun Y.-L. Cytocrome c release and caspase activation during menadion-induced apoptosis in plants / Y.-L. Sun, Y. Zhao, X. Hong, Z.-H. Zhai // FEBS Lett. 1999. -V.462. — P.317−321.
  244. Suzuki N. Reactive oxygen species and temperature stresses: a delicate balance between signaling and destruction / N. Suzuki, R. Mittler // Physiol. Plant. 2006. — V. 126. — P.45−51.
  245. Tabaei-Aghdaei S.R. Sugars regulate cold-induced gene expression and freezing-tolerance in barley cell cultures / S.R. Tabaei-Aghdaei, R.S. Pearce, P. Harrison//J. Exp. Bot. 2003. — V.54. — P. 1565−1575.
  246. Takayama S. Cloning and functional analysis of BAG-1: a novel Bcl-2-binding protein with anti-cell death activity / S. Takayama, T. Sato, S. Krajewski, K. Kochel, S. Irie, J.A. Millan, J.C. Reed // Cell. 1995. — V.80. -P.279−284.
  247. Tata J.R. Requirement for RNA and protein synthesis for induced regression of the tadpole tail in organ culture / J.R. Tata // Dev. Biol. 1966. -V.13. — P.77−94.
  248. Thomas H. Defining senescence and death / H. Thomas, H.J. Ougham, C. Wagstaff, A.D. Stead // J. Exp. Bot. 2003. — V.54. — P. 1127−1132.
  249. Thompson A.R. Autophagic recycling: lessons from yeast help define the process in plants / A.R. Thompson, R.D. Vierstra // Curr. Opinion in Plant Biol. -2005. V.8 -P.165−173.
  250. Tian R.-H. Involvement of poly (ADP-ribose)polymerase and activation of caspase-like protease in heat shock-induced apoptosis in tobacco suspension cells / R.-H. Tian, G.-Y. Zhang, C.-H. Yan, Y.-R. Dai // FEBS Lett. -2000.-V.474.-P.11−15.
  251. Turner S. Tracheary element differentiation / S. Turner, P. Gallois, D. Brown // Annu. Rev. Plant Biol. 2007. — V.58. — P.407−433.
  252. Uemura M. Responses of the plasma membrane to low temperatures / M. Uemura, Y. Tominaga, C. Nakagawara, S. Shigematsu, A. Minami, Y. Kawamura // Physiol. Plant. 2006. — V.126. — P.81−89.
  253. Uoshida S. Phospholipid changes associated with the cold hardiness of cortical cells from poplar stem / S. Uoshida, A. Sakai // Plant Cell Physiol. 1973. -V.14.-P.353.
  254. Vacca R.A. Production of reactive oxygen species, alteration ofcytosolic ascorbate peroxidase, and impairment of mitochondrial metabolism areearly events in heat shock-induced programmed cell death in tobacco Bright169
  255. Yellow 2 cells / R.A. Vacca, M.C. de Pinto, D. Valenti, S. Passarella, E. Marra, L. De Gara // Plant Physiol. 2004. — V.134. — P. 1100−1112.
  256. Van der Biezen E.A. The NB-ARC domain: a novel signalling motif shared by plant resistance gene products and regulators of cell death in animals / E.A. Van der Biezen, J.D. Jones // Curr. Biol. 1998. — V.8. — P.226−227.
  257. Van Doom W.G. Many ways to exit? Cell death categories in plants / W.G. van Doom, E.J. Woltering // Trends in Plant Science. 2005. — V.10. -P.117−122.
  258. Van Doom W.G. Classes of programmed cell death in plants, compared to those in animals / W.G. van Doom // J. Exp. Bot. 2011. -http://www.ncbi.nlm.nih.gOv/pubmed/21 778 180.
  259. Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase: from gene to function / G.C. Vanlerberghe, L. Mcintosh // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol. 1997. -V.48. — P.703−734.
  260. Vanlerberghe G.C. Is the maintenance of homeostatic mitochondrial signaling during stress a physiological role for alternative oxidase? / G.C. Vanlerberghe, M. Cvetkovska, J. Wang // Physiol. Plant. 2009. — V.137. — P.392−406.
  261. Vartapetian B. Plant adaptations to anaerobic stress / B. Vartapetian and M. Jackson // Annals of Botany (Supplement A). 1997. — V.79. — P.3−20.
  262. Vaux D.L. Apoptosis timeline / D.L. Vaux // Cell Death Differ. -2002. V.9. — P.349−354.
  263. Veneault-Fourrey C. Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus / C. Veneault-Fourrey, M. Barooah, M. Egan, G. Wakley, N.J. Talbot // Science. 2006. — V.312. — P.580−583.
  264. Vercammen D. Are metacaspases caspases? / D. Vercammen, W. Declercq, P. Vandenabeele, F.V. Breusegem // J. C. B. 2007. — V.179. — P.375−380.
  265. Vereshchagin A.G. On the role of cell membrane lipids in cold hardening of winter wheat leaves and crowns / A.G. Vereshchagin, T.I. Trunova, I.S. Shayakhmetova, V.D. Tsydendambaev // Plant Physiol. Biochem. 1990. -V.28. — P.623−630.
  266. Vianello A. Plant mitochondrial pathway leading to programmed cell death / A. Vianello, M. Zancani, C. Peresson, E. Petrussa, V. Casolo, J. Krajn akova, S. Patui, E. Braidot, F. Macri // Physiol. Plant. 2007. — V.129. — P.242−252.
  267. Virolainen E. Ca -induced high amplitude swelling and cytochrome c release from wheat (Triticum aestivum L.) mitochondria under anoxic stress / E. Virolainen, O. Blokhina, K. Fagerstedt // Ann. Bot. 2002. — V.90. — P.509−516.
  268. Vranova E. Signal transduction during oxidative stress / E. Vranova, D. Inze, F. van Breusegem // J. Exp. Bot. 2002. — V.53. — P.1227−1236.
  269. Wagner A.M. A role for active oxygen species as second messengers in the induction of alternative oxidase gene expression in Petunia hybrida cells / A.M. Wagner // FEBS Lett. 1995. — V.368. — P.339−342.
  270. Wang C.Y. Temperature preconditioning affects glutatione content and glutatione reductase activity in chilled zucchini squash / C.Y. Wang // J. Plant Physiol. 1995. — V.145. — P.148−152.
  271. Wang M. Apoptosis in barley aleurone during germination and its inhibition by abscisic acid / M. Wang, B.J. Oppedijk, X. Lu, B.V. Duijn, R.A. Schilperoort // Plant Mol. Biol. 1996. — V.32. — P. 1125−1134.
  272. Wang P. Hydrogen peroxide-mediated activation of MAP Kinase 6 modulates nitric oxide biosynthesis and signal transduction in Arabidopsis / P. Wang, Y. Du, Y. Li, D. Ren, C.-P. Songa // Plant Cell. 2010. — V.22. — P.2981−2998.
  273. Watanabe N. Two Arabidopsis metacaspases AtMCPlb and AtMCPb are arginine/lysine-specific cystein proteases and activate apoptosis-like cell death in yeast / N. Watanabe, E. Lam // J. Biol. Chem. 2005. — V.280. — P. 14 691 -14 699.
  274. Weir I.E. Oxidative stress is generated via the mitochondrial respiratory chain during plant cell apoptosis / I.E. Weir, N.-A. Pham, D.W. Hedley // Cytometry. 2003. — V.54A. — P. 109−117.
  275. White E. Life, death and the pursuit of apoptosis / E. White // Genes Dev. 1996, — V.10.-P.1−15.
  276. Williams B. Plant programmed cell death: can’t live with it- can’t live without it / B. Williams, M. Dickman // Mol. Plant Pathol. 2008. -V.9. — P.531−544.
  277. Williamson R. Properties of rapidly labelled deoxyribonucleic acid fragments isolated from the cytoplasm of primary cultures of embryonic mouse liver cells / R. Williamson // J. Mol. Biol. 1970. — V.51. — P. 157−168.
  278. Wilson P.W. Ice nucleation in nature: supercooling point (Sep) measurements and the role of heterogeneous nucleation / P.W. Wilson, A.F. Heneghan, A.D.J. Haymet // Cryobiology. 2003. — V.46. — P.88−98.
  279. Winbush A. Steroid-triggered, cell-autonomous death of a Drosophila motoneuron during metamorphosis / A. Winbush, J.C. Weeks // Neural. Dev. -2011. V.6. — P.1−14.
  280. Woo H.R. The RAVI transcription factor positively regulates leaf senescence in Arabidopsis / H.R. Woo, J.H. Kim, J. Kim, J. Kim, U. Lee, I.-J. Song, J.-H. Kim, H.-Y. Lee, H.G. Nam, P.O. Lim // J. Exp. Bot. 2010. — V.61. -P.3947−3957.
  281. Wu J. Low-temperature damage and subsequent recovery of fabl mutant Arabidopsis exposed to 2 °C / J. Wu, J. Lightner, N. Warwick, J. Browse // Plant Physiol. 1997. — V. l 13. — P.347−356.
  282. Wu M. Haem oxygenase delays programmed cell death in wheat aleurone layers by modulation of hydrogen peroxide metabolism / M. Wu, J. Huang, S. Xu, T. Ling, Y. Xie, W. Shen // J. Exp. B. 2011. — V.62. — P.235−248.
  283. Wyllie A.H. Glucocorticoid-induced thymocite apoptosis is associated with endogenous endonuclease activation / A.H. Wyllie // Nature. 1980. — V.284. — P.555−556.
  284. Wyllie A.H. Cell death: the significance of apoptosis / A.H. Wyllie, J.F. Kerr, A.R. Currie // Int. Rev. Cytol. 1980. — V.68. — P.251−306.
  285. Xiao S. Overexpression of Arabidopsis acyl-CoA binding protein
  286. ACBP3 promotes starvation-induced and age-dependent leaf senescence / S. Xiao, 173
  287. W. Gao, Q.-F. Chen, S.-W. Chan, S.-X. Zheng, J. Ma, M. Wang, R. Welti, M.-L. Chyea // Plant Cell. 2010. — V.22. — P.1463−1482.
  288. Xin Z.G. Cold comfort farm: the acclimation of plants to freezing temperatures / Z.G. Xin, J. Browse // Plant Cell Environ. 2000. — V.23. — P.893−902.
  289. Yamori W. Freezing tolerance in alpine plants as assessed by the FDA-staining method / W. Yamori, H. Kogami, T. Masuzawa // Polar Biosci. -2005. V.18. — P.73−81.
  290. Yang X. Autoproteolytic activation of procaspases by oligomerization / X. Yang, H.Y. Chang, D. Baltimore // Mol. Cell. 1998. — V.l. -P.319−325.
  291. Yang Y.L. The IAP family: endogenous caspase inhibitors with multiple biological activities / Y.L. Yang, X.M. Li // Cell Res. 2000. — V.10. -P.169−177.
  292. Yano R. Starch-related a-glucan/water dikinase is involved in the cold-induced development of freezing tolerance in Arabidopsis / R. Yano, M. Nakamura, T. Yoneyama, I. Nishida // Plant Physiol. 2005. — V.138. — P.837−846.
  293. Yao N. The mitochondrion an organelle commonly involved in programmed cell death in Arabidopsis thaliana / N. Yao, B.J. Eisfelder, J. Marvin, J.T. Greenberg // Plant J. — 2004. — V.40. — P.596−610.
  294. Young T.E. Programmed cell death during endosperm development / T.E. Young, D.R. Gallie // Plant Mol. Biol. 2000. — V.44 — P.283−301.
  295. Yu C. Overexpression of endoplasmic reticulum omega-3 fatty acid desaturase gene improves chilling tolerance in tomato / C. Yu, H.-S. Wang, S. Yang, X.-F. Tang, M. Duan, Q.-W. Meng // Plant Physiol. Biochem. 2009. -V.47.-P.1102−1112.
  296. Yu I.C. Gene-for-gene disease resistance without the hypersensitive response in Arabidopsis dndl mutant / I.C. Yu, J. Parker, A.F. Bent // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. — V.95. — P.7819−7824.
  297. Yu J.W. Mechanism of procaspase-8 activation by c-FLIPL / J.W. Yu, P.D. Jeffrey, Y. Shi // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. — V.106. — P.8169−8174.
  298. Yun J.G. Acute morphological changes of palisade cells of Saintpaulia leaves induced by a rapid temperature drop / J.G. Yun, T. Hayashi, S. Yazawa, T. Katoh, Y. Yasuda // J. Plant Research. 1996. — V.109. — P.339−342.
  299. Zhang S. Resistance gene N-mediated de novo synthesis and activation of a tobacco mitogen-activated protein kinase by tobacco mosaic virus infection / S. Zhang, D.F. Klessig // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. — V.95. -P.7433−7438.
  300. Zhang C. Ice recrystallization inhibition proteins of perennial ryegrass enhance freezing tolerance / C. Zhang, S.-Z. Fei, R. Arora, D.J. Hannapel // Planta. 2010. — V.232. — P.155−164.
  301. Zhang L.-L. Comparative studies on tolerance of Medicago truncatula and Medicago falcata to freezing / L.-L. Zhang, M.-G. Zhao, Q.-Y. Tian, W.-H. Zhang // Planta. 2011. — V.234. — P.445−457.
  302. Zhang S. Sex-related differences in morphological, physiological, and ultrastructural responses of Populus cathayana to chilling / S. Zhang, H. Jiang, S. Peng, H. Korpelainen, C. Li // J. Exp. Bot. 2011. — V.62. — P.675−686.
  303. Zhao M.G. Nitric reductase-dependent nitric oxide production is involved in cold acclimation and freezing tolerance in Arabidopsis / M.G. Zhao, L. nChen, L.-L. Zhang, W.H. Zhang // Plant Physiol. 2009. — V. 151. — P.755−767.
  304. Zou H. An APAF-1-cytochrome c multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9 / H. Zou, Y. Li, X. Liu, X. Wang // J. Biol. Chem. 1999. — V.274. — P. l 1549−11 556.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!