Количество TREC в периферических T-лимфоцитах человека в норме и при иммунопатологических состояниях

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Количество TREC в периферических T-лимфоцитах человека в норме и при иммунопатологических состояниях (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

Список сокращений
Часть I. Обзор литературы
Глава 1. Процесс образования Т-клеток в тимусе
- 1. 1. Механизм реаранжировки генов Т-клеточного рецептора
- 1. 2. Структурные и функциональные изменения тимуса и периферического пула Т-лимфоцитов, связанные с возрастом
Глава 2. Т-клеточный гомеостаз
- 2. 1. Механизмы гомеостатического контроля пула наивных
  - 2. 1. 1. Факторы выживания наивных Т-лимфоцитов
  - 2. 1. 2. Гомеостатическая пролиферация наивных Т-лимфоцитов
- 2. 2. Механизмы гомеостатического контроля пула Т-клеток памяти
  - 2. 2. 1. Факторы выживаемости Т-клеток памяти
  - 2. 2. 2. Гомеостатическая пролиферация Т-клеток памяти
Глава 3. Патологии, связанные с нарушением Т-клеточного гомеостаза
- 3. 1. ВИЧ-инфекция
- 3. 2. Ревматоидный артрит
- 3. 3. Бронхиальная астма
- 3. 4. Атопический дерматит
Часть II. Материалы и методы
Часть III. Результаты собственных исследований
Глава 1. Оптимизация реакции ПЦР в режиме реального времени для определения количества TREC в популяциях Т-лимфоцитов
Глава 2. Характеристика количества TREC-позитивных клеток в норме
- 2. 1. Взаимосвязь количества TREC и возраста
- 2. 2. Измерение количества TREC в динамике клеточных делений in vitro
Глава 3. Характеристика количества TREC-позитивных клеток при иммунопатологических заболеваниях
- 3. 1. Количество ТКЕС при ревматоидном артрите
- 3. 2. Количество ТИЕС при бронхиальной астме
- 3. 3. Количество ТЫЕС при атопическом дерматите
- 3. 4. Количество ТЯЕС в субпопуляциях СЭЗ1-позитивных Т-лимфоцитов в норме и при иммунопатологических заболеваниях
Обсуждение

Тимус является центральным органом иммунной системы, который создает специфическое микроокружение для созревания и селекции Т-лимфоцитов, несущих Т-клеточный рецептор aß—типа (95% периферических Т-клеток) и уб-типа (5%). Созревание по тимусзависимому пути обеспечивает разнообразие репертуара Т клеток, необходимого для иммунного ответа на большое число антигенов, также этот процесс помогает поддерживать Т-клеточный пул на периферии. С возрастом происходит сокращение объема островков, где осуществляется процесс тимопоэза [Steinmann G.G., 1986]. Данное явление было обозначено инволюцией тимуса. В последнее время ее рассматривают как одну из основных причин связанного с возрастом снижения функций иммунной системы.

Т-клеточный гомеостаз в организме определяется балансом между процессами образования лимфоидных клеток и их гибели [Freitas A.A., 2000]. Известно, что у взрослых людей наивные Т-лимфоциты пролиферируют с небольшой интенсивностью: делению на периферии подвергается около 1% клеток, в равной степени CD4+ и CD8+ [Hazenberg M.D., 2004; Sachsenberg N., 1998]. При многих аутоиммунных заболеваниях, лимфомах, миеломах наблюдается изменение показателей Т-клеточного гомеостаза (общего количества лимфоцитов, соотношения CD4+/CD8+, CD45RA+/CD45RO+ лимфоцитов и др.), и механизмы пополнения наивных Т-клеток в этих условиях отличаются от таковых в норме. У человека, несмотря на то, что для наивных CD4+ лимфоцитов выявлен поверхностный маркер CD31, точно определить количество клеток, недавно мигрировавших из тимуса довольно трудно, так как CD4+CD31+ клетки способны к самоподдержанию на низком уровне с сохранением экспрессии CD31 [Kohler S., 2009]. Однако во время созревания в тимусе при перестройке генов Т-клеточного рецептора в тимоцитах образуется последовательность кольцевой ДНК, или TREC, которая присутствует в наивных Т-лимфоцитах периферической крови. Измерение количества TREC методом полимеразной цепной реакции 6 позволяет выявить клетки, вышедшие из тимуса, и, таким образом, оценить функциональную активность тимуса [Douek D.C., 1998; Kong F.K., 1999].

Предполагается, что эта нехромосомная кольцевая ДНК не реплицируется в митозе и в процессе деления клетки переходит лишь к одной из дочерних клеток. При стимуляции выделенных из пуповинной крови Т-лимфоцитов антителами против CD3 и CD28 антигенов наблюдалось уменьшение относительного количества TREC, поэтому для оценки функциональной активности тимуса необходимо учитывать время жизни наивных клеток и скорость обновления периферического пула Т-клеток [Douek D.C., 1998; Hazenberg M.D., 2003]. В связи с этим представляется актуальным исследовать динамику TREC в зависимости от количества совершенных периферическими Т-лимфоцитами делений в условиях поликлональной активации in vitro.

Низкий уровень TREC выявлен при таких заболеваниях, как вариабельный неклассифицируемый иммунодефицит, кожная Т-клеточная лимфома, рассеянный склероз [Gauzzi V., 2002; Yamanaka K-i., 2005; Hug A., 2003]. При ВИЧ-инфекции на ранней стадии наблюдается увеличение количества TREC в CD4+ Т-клетках, что можно объяснить как увеличением гибели зрелых CD4+ Т-клеток, так и большей по сравнению со здоровыми донорами продукцией тимуса [Nobile M., 2004]. На поздней стадии ВИЧ-инфекции количество TREC значительно снижается, что может быть обусловлено снижением тимопоэза в следствие дефектов костномозговых предшественников лимфоидной линии [Clark D.R., 2000]- тем не менее после успешной противовирусной терапии оно способно восстановиться до нормальных значений [Steffens С.М., 2001; Franco J.M., 2002]. Кроме того, определение количества TREC используют для оценки вклада тимопоэза в восстановление Т-клеточного пула на периферии после аллогенной трансплантации стволовых кроветворных клеток или костного мозга [Farge D., 2005]. Интересно, что как у детей, так и у взрослых количество TREC достигает границы нормы примерно спустя 6 месяцев после трансплантации [Chen X, 2005; Hazenberg M. D, 2002].

Показано, что при ревматоидном артрите количество CD4 Тклеток, содержащих TREC, снижено настолько, что у пациентов в 20−30 лет оно соответствует количеству таких клеток у здоровых людей в 50−60 лет. Предположительно, это связано с нарушением генерации новых Т-клеток, экспансией олигоклональных Т-клеток на периферии, что приводит к укорочению теломер и ускоренному старению популяции Т-лимфоцитов в целом [Koetz К., 2000].

В патогенезе атопического дерматита и бронхиальной астмы ключевую роль играют Т-лимфоциты, которые отвечают на антигенную стимуляцию активацией, пролиферацией и синтезом цитокинов. Свидетельством такой репликативной истории клеток является ускоренное сокращение теломерных районов ДНК на концах хромосом [Борисов В.И., 2007]. Актуальным представляется исследование механизмов поддержания периферического пула Т-лифоцитов при данных заболеваниях, и сравнение их с таковыми в норме и при ревматоидном артрите.

Цель работы.

На основе исследования абсолютного и относительного количества TREC в различных субпопуляциях Т-клеток оценить вклад мигрирующих из тимуса наивных лимфоцитов в поддержание пула периферических Т-клеток в норме, при атопическом дерматите, бронхиальной астме и ревматоидном артрите.

Задачи исследования:

1. Разработать оптимальные условия для количественного определения TREC методом ПНР в режиме реального времени.

2. Изучить динамику TREC-позитивных лимфоцитов в зависимости от числа совершенных CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитами делений при поликлональной активации in vitro.

3. Определить количество TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах у здоровых доноров и у больных атопическим дерматитом, бронхиальной астмой, ревматоидным артритом.

4. Оценить число CD31-позитивных Т-клеток и количество TREC в них в норме, при атопическом дерматите, бронхиальной астме и ревматоидном артрите.

Научная новизна.

В работе показано снижение количества TREC в зависимости от числа совершенных CD4+ и CD8+ Т-лимфоцитами делений в условиях поликлональной стимуляции in vitro, что подтверждает предположение о переходе данной молекулы при делении только к одной из дочерних клеток.

В результате исследования впервые охарактеризован вклад мигрирующих из тимуса лимфоцитов в пополнение Т-клеточного пула при патологиях, сопровождающихся укорочением длины теломер в иммунокомпетентных клетках. Установлено, что у пациентов с ревматоидным артритом регистрируется снижение относительного количества TREC-содержащих лимфоцитов и абсолютного количества CD8+TREC+ клеток в периферической крови. Пациенты с атопическим дерматитом характеризуются уменьшением относительного количества TREC в субпопуляциях CD4+ и CD8+ лимфоцитов на фоне повышенного абсолютного количества клеток в мм3 крови в данных субпопуляциях. Учитывая отсутствие изменений у больных данной категории по содержанию TREC-позитивных клеток среди CD4+CD31+ и CD8+CD31+ лимфоцитов, полученные данные свидетельствуют о большем по сравнению с нормой вкладе периферической экспансии в поддержание Т-клеточного пула.

Впервые показано, что пациенты с длительностью заболевания бронхиальной астмой менее одного года демонстрируют увеличение абсолютного и относительного количества TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах по сравнению с донорами и пациентами с давностью заболевания более одного года. В совокупности с повышенным количеством TREC среди CD319 позитивных клеток эти данные говорят о более интенсивном при бронхиальной астме пополнении периферического пула Т-лимфоцитов за счет мигрирующих из тимуса клеток. Научно-практическая значимость работы.

На основе плазмиды pBluskript создан оригинальный стандарт, который позволяет количественно определять молекулы TREC в субпопуляциях Т-лимфоцитов методом ПЦР в режиме реального времени.

Полученные данные расширяют представление об иммунопатогенезе атопического дерматита, бронхиальной астмы и ревматоидного артрита и позволяют визуализировать механизмы пополнения периферического пула Т-клеток. Изменение относительного и абсолютного количества TREC-позитивных клеток в субпопуляциях Т-лимфоцитов указывает на изменение соотношения процессов тимопоэза и периферической экспансии при заболеваниях аллергической и аутоиммунной природы.

Результаты исследования лягут в основу для разработки новых подходов по оценке функциональной активности тимуса при различных патологических состояниях. Положения, выносимые на защиту.

1. Количество TREC в CD4+ и CD8+ лимфоцитах в условиях поликлональной стимуляции in vitro уменьшается в геометрической прогрессии в зависимости от числа совершенных клетками делений, свидетельствуя о том, что данная кольцевая структура не реплицируется в процессе митоза и передается одной из дочерних клеток.

2. Изменения абсолютного и относительного количества клеток, содержащих TREC, а также общего числа CD4+ и CD8+ лимфоцитов отражают изменения соотношения процессов тимопоэза и периферической экспансии в поддержании Т-клеточного пула на периферии при иммунопатологических заболеваниях.

Апробация работы:

Материалы диссертации были доложены и обсуждены на Всероссийской научно-практической конференции «Дни иммунологии в Сибири» (г. Красноярск, 2010), на 14 Международном иммунологическом конгрессе — 14th International Congress of Immunology (Kobe, Japan, 2010), на XIV Всероссийском форуме с международным участием им. академика В. И. Иоффе «Дни иммунологии в Санкт-Петербурге» (г. Санкт-Петербург, 2011), 8-ой отчетной конференции ГУ НИИ КИ СО РАМН «Иммунопатогенез и иммунотерапия основных заболеваний человека: от эксперимента к клинике» (г. Новосибирск, 2011). Объем и структура диссертации:

Диссертация написана в традиционном стиле и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, трех глав собственных исследований, обсуждения полученных результатов, заключения и выводов. Материал изложен на 117 страницах машинописного текста, включающего 8 таблиц и 13 рисунков. Прилагаемая библиография содержит ссылки на 205 литературных источников, в том числе 196 зарубежных, Публикации:

Выводы.

1. Разработанный оригинальный стандарт и подобранные концентрации специфических праймеров, термостабильной Taq ДНК-полимеразы позволяют определять количество TREC в субпопуляциях Т-лимфоцитов у человека методом количественной полимеразной цепной реакции в режиме реального времени.

2. При стимуляции in vitro анти-СБЗ антителами и IL-2 доля TREC-позитивных Т-лимфоцитов уменьшается пропорционально числу совершенных делений, что свидетельствует о переходе TREC только к одной из дочерних клеток при делении.

3. По сравнению со здоровыми донорами при ревматоидном артрите регистрируется снижение доли TREC-позитивных клеток среди CD4+ и CD8+ лимфоцитов и абсолютного количества содержащих TREC CD8+ лимфоцитов, что, учитывая неизмененное общее число СБ8±клеток, указывает на больший по сравнению с нормой вклад пролиферации периферических лимфоцитов в поддержание Т-клеточного пула.

4. Пациенты с атопическим дерматитом характеризуются уменьшением относительного количества TREC в Т-лимфоцитах с сохранением абсолютного количества TREC-позитивных клеток на уровне донорских значений, что, учитывая повышенное абсолютное количество CD4± и CD8±клеток, свидетельствует о большем вкладе периферической экспансии в поддержание пула Т-лимфоцитов.

5. По сравнению с больными бронхиальной астмой с давностью заболевания более одного года и донорами пациенты с длительностью бронхиальной астмы менее одного года демонстрируют повышенное абсолютное и относительное количество TREC-позитивных клеток среди CD4+ и CD8+ лимфоцитов, что указывает на более интенсивное пополнение периферического пула Т-лимфоцитов за счет мигрирующих из тимуса наивных клеток.

6. При бронхиальной астме регистрируется увеличение количества ТЫЕС в СБЗ1 -позитивных клетках, что свидетельствует о роли тимопоэза в поддержании Т-клеточного пула при данной патологии. Напротив, пациенты с ревматоидным артритом и атопическим дерматитом не отличаются от доноров по содержаниюу ТЛЕС-позитивных СБ4+СБ31+ и СБ8+С031+ лимфоцитов, что указывает на отсутствие выраженных изменений тимопоэза у больных данной категории.

7. Определение абсолютного и относительного количества Т11ЕС в субпопуляциях С04+ и СБ8+ лимфоцитов, числа СБ4+ и СБ8+ лимфоцитов в мм3 крови, а также числа СБ31-позитивных клеток и уровня ТЯЕС в них позволяет дифференцировать вклад различных механизмов (тимопоэза и периферической экспансии) в поддержание периферического пула Т-клеток при иммунопатологических состояниях.

Заключение

Исследование числа ТЛЕС среди различных субпопуляций Т-лимфоцитов при заболеваниях аутоиммунной и аллергической природы позволило выявить различия механизмов поддержания периферического пула Т-клеток. Изменение количества Т11ЕС в популяциях Т-лимфоцитов, иначе говоря, относительного количества ТКЕС-позитивных клеток, может быть связано с изменением числа мигрирующих из тимуса клеток, либо происходящими на периферии процессами апоптотической гибели клеток, а также пролиферации, обусловленной гомеостатическими механизмами или активацией антигеном. Для установления конкретной причины видоизмененного процесса тимопоэза, необходимо учитывать абсолютное количество СБ4+ и С08+ лимфоцитов и абсолютное количество ШЕС-позитивных клеток в этих субпопуляциях в мм3 крови.

Пациенты с ревматоидным артритом, атопическим дерматитом и бронхиальной астмой не только отличались от подобранных групп доноров по количеству ТКЕС-содержащих Т-лимфоцитов, но и каждое заболевание обладало различиями в механизмах пополнения периферического пула. Было показано сокращение абсолютного и относительного количества ТИЕС в С08+ клетках и относительного количества ТЯЕС в СВ4+ клетках при РА, что свидетельствует об усиленной пролиферации на периферии СБ4+ лимфоцитов, которая является важной составляющей патогенеза исследованного заболевания. В случае атопического дерматита процесс тимопоэза сохранялся в пределах нормы, и снижение относительного количества ТБШС-позитивных клеток происходило за счет периферической экспансии Т-лимфоцитов. Зато пациенты с бронхиальной астмой с длительностью заболевания менее одного года демонстрировали повышенное образование наивных Т-клеток в тимусе, которое возвращалось в пределы нормы при лечении на основе базисной терапии с применением глюкокортикостероидов. При данном заболевании также был повышен уровень TREC среди CD31-позитивных клеток.

Таким образом, исследование абсолютного и относительного количества TREC-позитивных клеток в субпопуляциях Т-лимфоцитов с учетом абсолютного числа CD4+ и CD8+ клеток, а также уровня TREC в CD31+ клетках позволяет оценить вклад мигрирующих из тимуса наивных лимфоцитов в пополнение Т-клеточного пула на периферии при иммунопатологических состояниях и расширить представления о патогенезе данных заблоеваний.

Показать весь текст

Список литературы

Борисов В.И. Укорочение длины теломерных районов ДНК при иммунодефицитных, фллергических и аутоиммунных состояниях // Автореф. дис. канд. биол. наук Новосибирск. 2007. — 19 с.
Борисов В .И., Демаков С. А., Непомнящих В. М., Леонова М. И., Демина Д. В., Баровская H.A., Кожевников B.C. Особенности изменения средней длины теломер в лимфоцитах у больных бронхиальной астмой // Мед. иммунология. 2009. — Т. 11. — № 6. — С. 523−530.
Боровиков В.П., Боровиков И.П. STATISTIC, А Статистический анализ и обработка данных в среде Windows. — М.: Информ.-изд. Дом «Филинъ», 1997.-608 с.
Донецкова А.Д., Фроленко А. Л., Трошина В. В., Смолягин А.И., Ярилин
A.A. Тимусные эксцизионные кольца в лимфоцитах периферической крови. Возрастная динамика и влияние тимэктомии // Клеточная иммунология. -2010,-№ 6. -С. 293−298.
Зиннатова Е.В., Борисов В. И., Кожевников B.C., Сизиков А.Э., Козлов
B.А. Теломерный профиль B-лимфоцитов у пациентов с ревматоидным артритом // Мед. иммунология. 2011. — Т. 13. — № 2−3. — С. 151−156.
Лакин Г. Ф. Биометрия. Москва, «Высшая школа», 1990. — 352 с.
Полякова В.О., Кветной И. М. Тимус и старение (нейроиммуноэдокринные механизмы). СПб.: Изд-во «Система», 2004. -104 с.
Ярилин А.А. Цитокины в тимусе. Выработка и рецепция цитокинов // Цитокины и воспаление. 2003. — Т. 2. — № 1. — С. 3−13.
Adoro S., McCaughtry Т., Erman В., Alag A., Van Laethem F., et al. Coreceptor gene imprinting governs thymocyte lineage fate // EMBO J. 2011. -Vol. 31.-N. 2.-P. 366−377.
Akdis M. The cellular orchestra in skin allergy: are differences to lung and nose relevant? // Curr. Opin. Allergy. Clin. Immunol. 2010. — Vol. 10. — N. 5. -P. 443−451.
Akdis M., Trautmann A., Klunker S., Daigle I., Kucuksezer U.C., et al. T helper (Th) 2 predominance in atopic disease is due to preferential apoptosis of circulating memory/effector Thl cells // FASEB J. 2003. — Vol. 17. — N. 9. — P. 1026−1035.
Aliahmad P., Kadavallore A., de la Torre В., Kappes D., Kaye J. TOX is required for development of the CD4 T cell lineage gene program // J. Immunol. -2011.-Vol. 187.-N. 11.-P. 5931−5940.
Allman, D., Sambandam, A., Kim, S., Miller, J. P., Pagan, A., Well, D., Meraz, A., Bhandoola, A. Thymopoiesis independent of common lymphoid progenitors // Nat. Immunol. 2003. — Vol. 4. — P. 168−174.
Al-Ramli W., Prefontaine D., Chouiali F., Martin J.D., Olivenstain R., Lemiere C., Hamid Q. T (H)17-associated cytokines (IL-17A and IL-17F) in severe asthma // J. Allergy. Clin. Immunol. 2009. — Vol. 123. — N. 5. — P. 1185−1187.
Appay V., Zaunders J.J., Papagno L., Sutton J., et al. Characterization of CD4(+) CTLs ex vivo // J. Immunol. 2002. — Vol. 168. — N. 11. — P. 5954−5958.
Azevedo R.I., Soares M.V., Barata J.T., Tendeiro R., et al. IL-7 sustains CD31 expression in human naive CD4+ T cells and preferentially expends the CD31+ subsets in a PI3K-dependent manner // Blood. 2009. — Vol. 113. — N. 13. -P. 2999−3007.
Bachmann M.F., Oxenius A., Mak T.W., Zinkernagel R.M. T cell development in CD8-/- mice. Thymic positive selection is based toward the helper phenotype // J. Immunol. 1995. — Vol. 155. -N. 8. — P. 3727−3733.
Baev D.V., Peng X.H., Song L., Barnhart J.R., Crooks G.M., Weinberg K.I., Metelitsa L.S. Distinct homeostatic requirements of CD4+ and CD4- subsets of Valpha24-invariant natural killer T cells in humans // Blood. 2004. — Vol. 104. -N. 13.-P. 4150−4156.
Baseta J.G., Stutman O. TNF regulates thymocyte production by apopyosis and proliferation of the triple negative (CD3-CD4-CD8-) subset // J. Immunol. -2000.-Vol. 165.-N. 10.-P. 5621−5630.
Bassing C.H., Swat W., Alt F.W. The mechanism and regulation of chromosomal V (D)J recombination // Cell. 2002. — Vol. 109 (Supl.). — P. S45-S55.
Boyman O., Cho J.H., Tan J.T., Surh C.D., Sprent J. A major histocompatibility complex class I-dependent subset of memory phenotype CD8+ cells // J. Exp. Med. 2006. — Vol. 203. -N. 7. — P. 1817−1825.
Boyman O., Letourneau S., Kreig C., Sprent J. Homeostatic proliferation and survival of naive and memory T cells // Eur. J. Immunol. 2009. — Vol. 39. -N. 8.-P. 2088−2094.
Brocker T. Survival of mature CD4 T lymphocytes is dependent on major histocompatibility complex class II-expressing dendritic cells // J. Exp. Med. -1997. P. 186. -N. 8. -P. 1223−1232.
Burgess W., Liu Q., Zhou J., Tang Q., Ozawa A., VanHoy R., Arkins S., et al. The immune-endocrine loop during aging: role of growth hormone and insulinlike growth factor-1 // Neuriommunomodulation. 1999. — Vol. 6. — N. 1−2. — P. 56−58.
Cao W., Jamieson B.D., Hultin L.E., Hultin P.M., Effros R.B., Detels R. Premature aging of T cells is associated with faster HIV-1 disease progression // J. Acquir. Immune. Defic. Syndr. 2009. — Vol. 50. — N. 2. — P. 137−147.
Carlson C.M., Endrizzi B.T., Wu J., Ding X., Weinreich M.A., et al. Kruppel-like factor 2 regulates thymocyte and T-cell migration // Nature. 2006. -Vol. 442.-P. 299−302.
Chen L., Xiao S., Manley N.R. Foxnl is required to maintain the postnatal thymic microenvironment in a dosage-sensitive manner // Blood. 2009. — Vol. 113.-N. 3.-P. 567−574.
Chidgey A., Dudakov J., Seach N., Boyd R. Impact of niche aging on thymic regeneration and immune reconstitution // Semin. Immunol. 2007. — Vol. 19.-N. 5.-P. 331−340.
Chipuk J.E., Fisher J.C., Dillon C.P., Kriwaki R.W., Kuwana T., Green D.R. Mechanism of apoptosis induction by inhibition of the anti-apoptotic BCL-2 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2008. Vol. 105. -N. 51. — P. 20 327−20 332.
Cho S.H., Stanciu L.A., Holgate S.T., Johnston S.L. Increased interleukin-5, and interferon-gamma in airway CD4+ and CD8+ T cells in atopic asthma // Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 2005. — Vol. 171. -N. 3. -P. 224−230.
Churchman S.M., Ponchel F. Interleukin-7 in rheumatoid arthritis // Rheumatology (Oxford). 2008. — Vol. 47. — N. 6. — P. 753−759.
Clark D.R., Repping S., Pakker N.G., Prins J.M., Notrmans D.W., Wit F.W., et al. T-cell progenitor function during progressive human immunodeficiency virus-1 infection and after antiretroviral therapy // Blood. 2000. — Vol. 96. -N. 1. — P. 242−249.
Cohen J.J. Glucocorticoid-induced apoptosis in the thymus // Semin. Immunol. 1992. — Vol. 6. — P. 363−369.
Consolini R., Legitimo A., Calleri A., Milani M. Distribution of age-related thymulin titres in normal subjects through the course of life // Clin. Exp. Immunol. -2000.-Vol. 121.-N3.-P. 444−447.
Dai Z., Lakkis F.G. Cutting edge: Secondary lymphoid organs are essential for maintaining the CD4, but not CD8, naive T cell pool // J. Immunol. 2001. -Vol. 167.-N. 12.-P. 6711−6715.
De Mello-Coelho V., Savino W., Postel-Vinay M.V., Dardenne M. Role of prolactin and growth hormone on thymus physiology // Dev. Immunol. 1998. -Vol. 6.-N. 3−4.-P. 317−323.
Demoly P, Chanez P., Pujol J.L. Gauthier-Rouviere C., et al. Fos immunoreactivity assessment on human normal and pathological bronchial biopsies // Raspir. Med. 1995. — Vol. 89. — P. 329−335.
Donnini A., Re F., Orlando F., Proviciali M. Intrinsic and microenvironmental defects are involved in the age-related changes of Lin-c-kit+ hematopoietic progenitors cells // Rejuvenation Res. 2007. — Vol. 10. — N. 4. — P. 459−472.
Doroshkind K., Montecino-Rodrigez E., Signer R.A. The ageing immune system: is it ever too old to become young again? // Nat. Rev. Immunol. 2009. -Vol. 9.-N. l.-P. 57−62.
Dumble M., Moore L., Chambers S.M., Geiger H., et al. The impact of altered p53 dosage on hematopoietic stem cells dynamics during aging // Blood. -2007. V. 109. — N. 4. — P. 1736−1742.
Effros R.B., Allsopp R., Chiu C.P., Hausner M.A., Hirji K., et al. Shortened telomeres in the expended CD28-CD8+ cell subset in HIV disease implicate replicative senescence in HIV pathogenesis // AIDS. 1996. — Vol. 10. — N. 8. — P. F17-F22.
Egawa T., Littman D.R. ThPOK acts late in specification of the helper T cell lineage and suppresses Runx-mediated commitment to the cytotoxic T cell lineage // Nat. Immunol. 2008. — Vol. 10. — P. 1131−1139.
Ernst B., Lee D.S., Chang J.M., Sprent J., Surh C.D. The peptide ligands mediating positive srlrction in the thymus control T cell survival and homeostatic proliferation in the periphery // Immunity. 1999. — Vol. 11. — N. 2. — P. 173−181.
Fabris N., Mocchegiani E., Provinciaiii M. Plasticity of neuroendocrine-thymus interactions during aging // Exp. Gerontol. 1997. — Vol. 32. — N. 4−5. -P. 415−429.
Farge D., Henegar C., Carmagant M., Daneshpouy M., Marjanovic Z., et al. Analysis of immune reconstitution after autologous bone marrow transplantation in systemic sclerosis//Arthritis Rheum. 2005.-Vol. 52.-N. 5.-P. 1555−1563.
Fasth A., Cao D., van Vollenhoven R., Trollmo C., Malmstrom V. CD28nullCD4+ T cells characterization of an effector memory T-cell population in patients with rheumatoid arthritis // Scand. J. Immunol. — 2004. — Vol. 60. -N. 1−2.-P. 199−208.
Ferone D., Pivonello R., Van Hagen P.M., Waaijers M., Zuijderwijk J., et al. Age-related decrease of somatostatin receptor number in the normal human thymus // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2000. — Vol. 279. — N. 4. — P. E791-E798.
Finkelman F.D., Hogan S. P, Hershey G.K., Rothenberg M.E., Wills-Karp M. Importance of cytokines in murine allergic airway disease and human asthma // J. Immunol.-2010.-Vol. 184.-N. 4.-P. 1663−1674.
Foger N., Rangell L., Danilenko D.M., Chan A.C. Requirement for coronin 1 in T lymphocyte trafficking and cellular homeostasis // Science. 2006. — Vol. 313.-P. 839−842.
Fraga M.F. Genetic and epigenetic regulation of aging // Curr. Opin. Immunol. 2009. — Vol. 21. — N. 4. — P. 446−453.
Franco J.M., Rubio A., Martinez-Moya M., Leal M., Merchante E., et al. T-cell repopulation and thymic volume in HIV-1-infected adult patients after highly active antiretroviral therapy // Blood. 2002. — Vol. 99. — N. 10. — P. 3702−3706.
Freitas A.A., Rocha B.B. Population biology of lymphocytes: the flight for survival // Annu. Rev. Immunol. 2000. — Vol. 18. — P. 83−111.
Fry T.J., Connick E., Fallon J., Lederman M.M., Liewehr D.J., et al. A potential role for interleukin-7 in T-cell homeostasis // Blood. 2001. — Vol. 97. -N. 10.-P. 2983−2990.
Fujii H., Shao L., Colmegna I., Goronzy J.J., Weyand C.M. Telomerase insufficiency in rheumatoid arthritis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. — Vol. 106.-N. 11.-P. 4360−4365.
Galiacy S., Planus E., Lepetit H., Fereol S., Laurent V., et al. Keratinocyte growth factor promotes cell motility during alveolar epithelial repair in vitro // Exp. Cell. Res. -2003. Vol. 283. -N. 2. — P. 215−229.
Ge Q., Hu H., Eisen N.H., Chen J. Naive to memory T-cell differentiation during homeostasis-driven proliferation // Microbes Infect. 2002. — Vol. 4. -N. 5.-P. 555−558.
Geiger H., Rennebeck G., Van Zant G. Regulation of hematopoietic stem cell aging in vivo by a distinct genetic element // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2005.-Vol. 102.-N. 14.-P. 5102−5107.
George A.J. and Ritter M.A. Thymic involution with ageing: obsolescence or good housekeeping? // Immunol. Today. 1996. — Vol. 17. — N. 7. — P. 267−272.
Gilliet M Soumelis V ., Watanabe N ., Hanabuchi S ., Antonenko S de Waal-Malefyt R., Liu Y.J. Human dendritic cells activated by TSLP and CD40L induce proallergic cytotoxic T cells // J. Exp. Med. 2003. — Vol. 197. — N. 8. -P. 1059−1063.
Ginaldi L., De Martinis M., D’Ostilio A., Loreto M.F., et al. The immune system in the eldery: II. Specific cellular immunity // Immunol. Res. 1999. -Vol. 20.-N. 2.-P. 109−115.
Goldberg G.L., King C.G., Nejat R.A., Suh D.Y., Smith O.M., et al. Luteinizing hormone-releasing hormone enhances T cell recovery following allogeneic bone marrow transplantation // J. Immunol. 2009. — Vol. 182. — N. 9. -P. 5846−5854.
Goldrath A.W., Luckey C.J., Park R., Benoist C., Mathis D. The molecular program induced in T cells undergoing homeostatic proliferation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2004. Vol. 101. -N. 48. — P. 16 885−16 890.
Grewe M., Czech W., Morita A., Werfel T., Klammer M., et al. A role for Thl and Th2 cells in the immunopathogenesis of atopic dermatitis // Immunol. Today. 1998. — Vol. 19. — N. 8. — P. 359−361.
Groh V., Bruhl A., El-Gabalawy H., Nelson J.L., Spies T. Stimulation of T cell autoreactivity by anomalous expression of NKG2D and its MIC ligands inrheumatoid arthritis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. — Vol. 100. — N. 16. -P. 9452−9457.
Gruver A.L., Sempowski G.D. Cytokines, leptin, and stress-induced thymic atrophy // J. Leukoc. Biol. 2008. — Vol. 84. — N. 4. — P. 915−923.
Haraldson M.K., Louis-Dit-Sully C.A., Lawson B.R., Sternik G., et al. The lupus-related Lmb3 locus contains a disease-supressing Coronin-IA gene mutation // Immunity. 2008. — Vol. 28. — N. 1. — P. 40−51.
Haynes B.F., Hale L.P. The human thymus. A chimeric organ comprised of central and peripheral lymphoid components Immunol. Res. — 1998. — Vol. 18. -N. 3.-P. 175−192.
Haynes L., Eaton S.M. The effect of age on the cognate function of the CD4+ T cells // Immunol. Rev. — 2005. — Vol. 205. — P. 220−228.
Hazenberg M.D., Borghans J.A., de Boer R.J., Miedema F. Thymic output: a bad TREC record // Nat. Immunol. 2003. — Vol. 4. — N. 2. — P. 97−99.
Hazenberg M.D., Otto S.A., de Pauw E.S., Roelofs H., et al. T-cell receptor excision circles and T-cell dynamics after allogeneic stem cell transplantation are related to clinical events // Blood. 2002. — Vol. 99. — N. 9. — P. 3449−3453.
Hazenberg M.D., Otto S.A., van Rossum A.M.C., Scherpbier H.J., et al. Establishment of the CD4+ T cell pool in healthy children and untreated children infected with HIV-1 //Blood. 2004. — Vol. 104.-P. 3513−3519.
He R. and Geha R.S. Thymic stromal lymphopoietin // Ann. N.Y. Acad. Sci. -2010.-Vol. 1183.-P. 13−24.
Hirokawa K., Utsuyama M., Kasai M., Kurashima C. Aging and immunity // Acta. Pathol. Jpn. 1992. — Vol. 42. — N. 8. — P. 537−548.
Hirosako S., Goto E., Tsumori K., Fujii K., Hirata N., Ando M., Kohrogi H. CD8 and CD 103 are highly expressed in asthmatic bronhial intrepitheliallymphocytes // Int. Arch. Allergy. Immunol. 2010. — Vol. 153. — N. 2. -P. 157−165.
Holland A.M., van den Brink M.R. Rejuvenation of the aging T cell compartment // Curr. Opin. Immunol. 2009. — Vol. 21. — N. 4. — P. 454−459.
Hosseinzadeh H., Goldschneider I. Recent thymic emigrants in the rat express a unique antigen phenotype and undergo post-thymic maturation in the peripheral lymphoid tissues // J. Immunol. 1993. — Vol. 150. — N. 5. — 16 701 679.
Huang Ching-Yu and Sleckman B.P. Developmental stage-specific regulation of TCR-a-chain gene assembly by intrinsic features of the TEA promoter // J. Imuunol. 2007. — Vol. 179. — P. 449−454.
Hug A., Korporal M., Shroder I., Haas J., Glatz K., Storch-Hagenlocher B., Wildemann B. Thymic export function and T cell homeostasis in patients with relapsing remitting multiple sclerosis//J. Immunol. 2003. — Vol. 171. — P. 432−437.
Humbert M., Menz G., Ying S., Corrigan C.J., Robinson D.S., et al. The immunopathology of extrinsic (atopic) and intrinsic (non-atopic) asthma: more similarities than differences // Immunol. Today. 1999. — Vol. 20. — N. 11. — P. 528−533.
Intlekofer A.M., Takemoto N., Wherry E.J., Longworth S.A., Northrup J.T., et al. Effector and memory CD8+ T cell fate coupled by T-bet and eomesodermin //Nat. Immunol.-2005.-Vol. 6.-N. 12.-P. 1236−1244.
Jackson D.E. The unfolding tale of PEC AM-1 // FEBS Lett. 2003. — Vol. 540.-N. 1−3.-P. 7−14.
Kay A.B. Allergy and allergic diseases first of two parts // Engl. J. Med. -2001.-Vol. 344. — P.30−37.
Kieper W.C., Burghardt J.T., Surh C.D. A role for TCR affinity in regulating naive T cell homeostasis // J. Immunol. 2004. — Vol. 172. — N. 1. — P. 40−44.
Kilpatrick R.D., Rickabaugh T., Hultin L.E., Hultin L.P., Hausner M.A., Detels R., et al. Homeostasis of the naive CD4+ T cell compartment during aging //J. Immunol.-2008.-Vol. 180.-N.3.-P. 1499−1507.
Kimmig S., Przybylski G.K., Schmidt C.A., Laurisch K., et al. Two subsets of naive T helper cells with distinct T cell receptor excision circle content in human adult peripheral blood // J. Exp. Med. 2002. — Vol. 195. — N. 6. — P. 789−794.
Koetz K., Bryl E., Spickschen K., O’Fallon W.M., Goronzy J.J., Weyand C.M. T cell homeostasis in patient with rheumatoid arthritis // PNAS. 2000. -Vol. 97. -N .16. — P. 9203−9208.
Kohler S., Thiel A. Life after the thymus: CD31+ and CD31″ human naive CD4+ T-cell subsets // Blood. 2009. — Vol. 113. — N. 2. — P. 769−774.
Kohler S., Wagner U., Pierer M., Kimming S., et al. Post-thymic in vivo proliferation of naive CD4+ T cells constrains the TCR repertoire in healthy human adults // Eur. J. Immunol. 2005. — Vol. 35. — N. 6. — P. 1987−1994.
Komanduri K.V., St. John L.S., de Lima M., McMannis J., Rosinski S., et al. Delayed immune reconstitution after cord blood transplantation is characterized thymopoiesis and late memory T-cell skewing//Blood. 2007. — Vol. 110.-N. 13.-P. 4543−4551.
Kong F., Chen C.H., Cooper M.D. Thymic function can be monitored by the level of recent T cell emigrants in the circulation // Immunity 1998. — Vol. 8. -N. l.-P. 97−104.
Kong F.K., Chen C.L., Six A., Hockett R.D., Cooper M.D. T cell receptor gene deletion circles identify recent thymic emigrants in the peripheral T cell pool // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1999. — Vol. 96. — N. 4. — P. 1536−1540.
Krueger A., Willenzon S., Lyszkiewicz M, Kremmer E., Forster R. CC chemokine receptor 7 and 9 double-deficient hematopoietic progenitors are severely impaired in seeding the adult thymus // Blood. 2010. — Vol. 115. -N. 10.-P. 1906−1912.
Kuo C.T., Veselits M.L., Leiden J.M. LKLF: A transcriptional regulator of single-positive T cell quiescence and survival // Science. 1997. — Vol. 277. — P. 1986−1990.
Lanzavecchia A., Lezzi G., Viola A. From TCR engagement to T cell activation: a kinetic view of T cell behavior // Cell. 1999. — Vol. 96. — N. 1. -P. 1−4.
Larche M., Robinson D.S., Kay A.B. The role of T lymphocytes in the pathogenesis of asthma // J. Allergy. Clin. Immunol. 2003. — Vol. 111. — N. 3. -P. 450−463.
Le P.T., Tuck D.T., Dinarello C.A., Haynes B.F., Singer K.H. Human thymic epithelial cells produce interleukin 1 // J. Immunol. 1987. — Vol. 138. -N. 8.-P. 2520−2526.
Lenz D.C., Kurz S.K., Lemmens E., Schoenberger S.P., Sprent J., et al. IL-7 regulates basal homeostatic proliferation of antiviral CD4+ T cell memory // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2004. — Vol. 101. -N. 25. — P. 9357−9362.
Leonard W.J. Cytokines and immunodeficiency diseases // Nat. Rev. Immunol. -2001. Vol. 1. -N. 3. — P. 200−208.
Leung D.Y., Bouguniewicz M., Howell M.D., Nomura I., Hamid Q.A. New insights into atopic dermatitis // J. Clin. Invest. 2004. — Vol. 113. — N. 5. — P. 651−657.
Lewis S.M. The mechanism of V (D)J joining: lessons from molecular, immunological, and comparative analyses // Adv. Immunol. 1994. — Vol. 56. — P. 27−150.
Liu Y.J., Soumelis V., Watanabe N., Ito T., Wang Y.H., et al. TSLP: an epithelial cell cytokine that regulates T cell differentiation by conditioning dendritic cell maturation // Annu. Rev. Immunol. 2006. — Vol. 25. — P. 193−219.
Livak IF. and Schatz D.G. T-cell receptor a locus V (D)J recombination byproducts are abundant in thymocytes and mature T cells // Mol. Cell. Biol. 1996. -Vol. 16.-N. 2.-P. 609−618.
Lloyd C.M., Hessel E.M. Function of T cells in asthma: more than just Th2 cells // Nat. Rev. Immunol. 2010. — Vol. 10. — P. 838−848.
Lodolce J.P., Brurkett P.R., Boone D.L., Chien M., Ma A. T cell-independent interleukin 15R alpha signals are required for bystander proliferation // J. Exp. Med. 2001. — Vol. 194. — N. 8. — P. 1187−1194.
Mamessier E., Magnan A. Cytokines in atopic disease: revisiting the Th2 dogma // Eur. J. Dermatol. 2006. — Vol. 61. — N. 5. — P. 581−588.
Mariani S.A., Vicenzi E., Poli G. Asymmetric HIV-1 co-receptor use and replication in CD4(+) T lymphocytes // J. Transl. Med. 2011. — Vol. 9 (Suppl.). -S1-S8.
Marrack P., Bender J., Hildeman D., Jordan M., Mitchell T., et al. Homeostasis of alpha beta TCR+ T cells // Nat. Immunol. 2000. — Vol. 1. — N. 2. -P. 107−111.
Martens P.B., Goronzy J.J., Schaid D., Weyand C.M. Expension of unusual CD4+ T cells in severe rheumatoid arthritis // Arthritis. Rheum. 1997. — Vol. 40. -N. 6.-P. 1106−1114.
Mayack S.R., Shadrach J.L., Kim F.S., Wagers A.J. Systemic signals regulate ageing and rejuvenation of blood stem cell niches // Nature. 2010. — Vol. 463.-495−500.
Mazzucchelli R., Durum S.K. Interleukin-7 receptor expression: intelligent design // Nat. Rev. Immunol. -2007. Vol. 7. — N. 2. — P. 144−154.
Min D., Panoskaltsis-Mortari A., Kuro-O M., Hollander G.A., et al. Sustained thymopoiesis and improvement in functional immunity induced by exogenouse KGF administration in murine models of aging // Blood. 2007. -Vol. 109.-N. 6.-P. 2529−2537.
Mocchegiani E., Bulian D., Santrelli L., Tibaldi A., et al. J. The immuno-rreconstituting effect of melatonin or pineal grafting and its relation to zinc pool in aging mice//Neuroimmunol.- 1994.-Vol. 53.-N. 2.-P. 189−210.
Murali-Krishna K., Ahmed R. Cutting edge: naive T eels masquerading as memory cells//J. Immunol. 2000. — Vol. 165.-N. 4.-P. 1733−1737.
Murali-Krishna K., Lau L.L., Sambhara S., Lemonnier F., Altman J., Ahmaed R. Persistence of memory CD8 T cells in MHC class I-deficient mice // Science. 1999. — Vol. 286. — P. 1377−1381.
Nabarra B., Andrianarison I. Ultrastructural study of thymic microenvironment involution in aging mice // Exp. Gerontol. 1996. — Vol. 31. -N. 4.-P. 489−506.
Naylor K., Li G., Vallejo A.N., Lee W.W., Koetz K., et al. The influence of age on T cell generation and TCR diversity // J. Immunol. 2005. — Vol. 174. -N. 11.-P. 7446−7452.
Nijnik A., Woodbine L., Marchetti C., Dawson S., Lambe T., et al. DNA repair is limiting for haematopoietic stem cells during ageing // Nature. 2007. -Vol. 447.-P. 686−690.
Nikolich-Zugich J. Ageing and life-long maintenance of T-cell subsets in the face of latent, persistent infections // Nat. Rev. Immunol. 2008. — Vol. 8. -N. 7. -P. 512−522.
Nobile M., Correa R., Borqhans J.A., D’Aqostino C., Schneider P., De Boer R.J., Pantaleo G. De novo T-cell generation in patients at different ages and stages of HIV-1 disease // Blood 2004. — Vol. 104, N 2. — P. 470−477.
Nolan T., Hands R.E., Bustin S.A. Quantification of mRNA using real-time RT-PCR//Nat. Protoc. -2006. Vol.1. -N. 3. -P. 1559−1582.
Oettinger M.A., Schatz D.G., Gorka C., Baltimore D. RAG-1 and RAG-2, adjacent genes that synergistically activate V (D)J recombination // Science. -1990.-Vol. 248.-P. 1517−1523.
Ofir R., Novick I., Krup M., Cleaveland J.L., Ihle J.N., Weinstein Y. Structural and functional analysis of the promoter of the murine V gamma 1.1T cell receptor gene // Eur. J. Immunol. 1995. — Vol. 25. — N. 11. — P. 3070−3080.
Osborne L.C., Dhanji S., Snow J.W., Priatel J.J., et al. Impqired CD8 T cell memory and CD4 T cell primary responses in IL-7R alpha mutant mice // J. Exp. Med. -2007. Vol. 204. -N. 3. — P. 619−631.
Oyoshi M.K., He R., Kumar L., Yoon J., Geha R.S. Cellular and molecular mechanisms in atopic dermatitis // Adv. Immunol. 2009. — Vol. 102. — P. 135−226.
Pai S.Y., Truitt M.L., Ting C.N., Leiden J.M., Glimcher L.H., Ho I.C. Critical roles for transcription factor GATA-3 in thymocyte development // Immunity. 2003. — Vol. 19. — N. 6. — P. 863−875.
Paiardini M., Cervasi B., Albrecht H., Muthukumar A., et al. Loss of CD127 expression defines an expension of effector CD8+ T cells in HIV-infected individuals // J. Immunol. 2005. — Vol. 174. — N. 5. — P. 2900−2909.
Pene J., Chevalier S., Preisser L., Venereau E., Guilleux M.H., et al. Chronically inflamed human tissues are infiltrated by highly differentiated Thl7 lymphocytes//J. Immunol. 2008.-Vol. 180.-N. 11.-P. 7423−7430.
Petrie H.T. and Zuniga-Pfluker J.C. Zoned out: functional mapping of stromal signaling microenvironments in the thymus // Annu. Rev. Immunol. -2007.-Vol. 25.-P. 649−679.
Ponchel F., Morgan A.W., Bingham S.J., Quinn M., Buch M., et al. Dysregulated lymphocyte proliferation and differentiation in patioents with rheumatoid arthritis // Blood. 2002. — Vol. 100. — N. 13. — P. 4550−4556.
Purton J.F., Tan J.T., Rubinstein M.P., Kim D.M., Sprent J., Surh C.D. Antiviral CD4+ memory T cells are IL-15 dependent // J. Exp. Med. 2007. — Vol. 204.-N. 4.-P. 951−961.
Raff M.C. Social controls on cell survival and cell death // Nature. 1992. -Vol. 356.-P. 397−400.
Rahemtulla A., Fung-Leung W.P., Schilham M.W., Kundig T.M., et al. Normal development and function of CD8+ cells but markedly decreased helper cell activity in mice lacking CD4 // Nature. 1991. — Vol. 353. — P. 180−184.
Ramos-Casals M., Garcia-Carrasco ML, Brito M.P., Lopez-Soto A., Font J. Autoimmunity and geriatrics: clinical significance of autoimmune manifestations in the eldery // Lupus. 2003. — Vol. 12. -N. 5. — P. 341−355.
Rea I.M., Stewart M., Campbell P., Alexander H.D., et al. Changes in lymphocytes subsets, interleukin 2, and soluble interleukin 2 receptor in old and very old age // Gerontology. 1996. — Vol. 42. — N. 2. — P. 69−78.
Rickabaugh T.M., Kilpatrick R.D., Hultin L.E., Hultin P.M., Hausner M.A., et al. The dual impact of HIV-1 infection and aging on naive CD4 T-cells: additive and distinct patterns of impairment // PLoS One. 2011. — Vol. 6. — N. 1.-P. el6459.
Robey E., Chang D., Itano A., Cado D., Alexander H., et al. An activated form of Notch influences the choice between CD4 and CD8 T cell lineages // Cell. 1996. yol. 87. -N. 3. P. 483−492.
Rochman I., Watanabe N., Arima K., Liu Y.J., Leonard W.J. Cutting edge: direct action of thymic stromal lymphopoietin on activated human CD4+ T cells // J. Immunol. -2007. Vol. 178, N 11. — P. 6720−6724.
Rossi D.J., Bryder D., Seita J., Nussenzweig A., Hoeijmakers J., Weissman I.L. Deficiencies in DNA damage repair limit the function of hematopoietic stem cells with age // Nature. 2007. — Vol. 447. — P. 725−729.
Rossi D.J., Bryder D., Zahn J.M., Ahlenius H., Sonu R., Wagers A.J., Weissman I.L. Cell intrinsic alteration underlie hematopoietic stem cell aging // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. — Vol. 102. -N. 26. — P. 9194−9199.
Rossi F.M., Corbel S.Y., Merzaban J.S., Carlow D.A., Gossens K., rt al. Recruitment of adult thymic progenitors is regulated by P-selectin and its ligand PSGL-1 // Nat. Immunol. 2005. — Vol. 6. — N. 6. — P. 626−634.
Sachsenberg N., Perelson A.S., Yerly S., Schockmel G.A., Leduc D., Hirshel B., Perrin L. Turnover of CD4+ and CD8+ T lymphocytes in HIV-1 infection as measured by Ki-67 antigen // J. Exp. Med. 1998. — Vol. 187. — N. 8. -P. 1295−1303.
Sallusto F., Geginat J., Lanzavecchia A. Central and memory T cell subsets: function, generation, and maintenance // Annu. Rev. Immunol. 2004. — Vol. 22. -P. 745−763.
Sawai H., Park Y.W., Roberson J., Imai T., Goronzy J.J., Weyand C.M. T cell costimulation by fractaline-expressing synoviocytes in rheumatoid arthritis // Arthritis. Rheum. 2005. — Vol. 52. — N. 5. — P. 1392−1401.
Schmidt D., Goronzy J.J., Weyand C.M. CD4+CD7-CD28+ T cells are expanded in rheumatoid arthritis and are characterized by autoreactivity // J. Clin. Invest. 1996. — Vol. 97. — N. 9. — P. 2027−2037.
Schwarz B.A., Sambandam A., Maillard I., Harman B.C., Love P.E., Bhandoola A. Selective thymus settling regulated by cytokine and chemokine receptors // J. Immunol. 2007. — Vol. 178. — N. 4. — P. 2008−2017.
Sebzda E., Zou Z., Lee J.S., Wang T., Kahn M.L. Transcription factor KLF2 regulates the migration of naive T cells by restricting chemokine receptor expression patterns // Nat. Immunol. 2008. — Vol. 9. — N. 3. — P. 292−300.
Selin L.K. and Welsh R.M. Plasticity of T cell memory responses to viruses // Immunity. 2004. — Vol. 20. -N. 1. — P. 5−16.
Sempowsky G., Thomasch J., Gooding M., Hale L., Edwards L., et al. Effect of thymectomy on human peripheral blood T cell pools in myasthenia gravis // J. Immunol. 2001. — Vol. 166. — N. 4. — P. 2808−2817.
Shao L., Fujii H., Colmegna I., Oishi H., Goronzy J.J., Weyand C.M. Deficiency of the DNA repair enzyme ATM in rheumatoid arthritis // J. Exp. Med. 2009. — Vol. 206. — N. 6. — P. 1435−1449.
Shin H., Blackburn S.D., Blattman J.N., and Wherry E.J. Viral antigen and extensive division maintain virus-specific CD8 T cells during chronic infection //J. Exp. Med. 2007. — Vol. 204. — P. 941−949.
Snyder M.R., Muegge L.O., Offord C., O’Fallon W.M., et al. Formation of the killer Ig-like receptor repertoire on CD4+CD28null T cells // J. Immunol. -2002. Vol. 168. — N. 8. — P. 3839−3846.
Soumelis V., Rech P.A., Kanzler H., Yuan W., Edward G., et al. Human epithelial cells trigger dendritic cell mediated allergic inflammation by producing TSLP // Nat. Immunol. 2002. — Vol. 3. — N. 7. — P. 673−680.
Sprent J. And Tough D.F. T cell death and memory // Science. 2001. -Vol. 293.-P. 245−248.
Steinmann G.G. Changes in the human thymus during aging // Curr. Topics Pathol. 1986. — Vol. 75. — P. 43−88.
Surh C.D. and Sprent J. Regulation of mature T cell homeostasis // Semin. Immunol.-2005.-Vol. 17.-N.3.-P. 183−191.
Sutherland J.S., Goldberg G.L., Hammett M.V., Uldrich A.P., Berzins S.P., et al. Activation of thymic function regeneration in mice and humans following androgen blockade // J. Immunol. 2005. — Vol. 175. — N. 4. — P. 2741−2753.
Tanchot C., Rosado M.M., Agenes F., Antonio A., Freitas A.A., Rocha B. Lymphocyte homeostasis // Sem. Immunol. 1997. — Vol. 9. -N. 6. -P. 331−337.
Thewissen M., Somers V., Venken K., Linsen L., van Paassen P., et al. Analyses of immunosenescent markers in pations with autoimmune disease // Clin. Immunol. 2007. — Vol. 123. -N. 2. — P. 209−218.
Trautmann A., Akdis M., Blaser K., akdis C.A. Role of dysregulated apoptosis in atopic dermatitis // Apoptosis. 2000. — Vol. 5. — P. 425−429.
Tyan M.L. Age-related decrease in mouse T cell progenitors // J. Immunol. -1977. Vol. 118.-N. 3.-P. 846−851.
Tyan M.L. Impaired thymic regeneration in lethally irradiated mice given bone marrow from aged donors // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1976. — Vol. 152. -N. l.-P. 33−35.
UlichT.R., Yi E.S., Longmuir K., Yin S., Biltz R., et al. Keratinocyte growth factor is a growth factor for type II pneumocytes in vivo // J. Clin. Invest. -1994.-Vol. 93.-N. 3.-P. 1298−1306.
Unutmaz D., Baldoni F., Abrignani S. Human naive T cells activated by cytokines differentiate into a split phenotype with functional features intermediate between naive and memory T cells // Int. Immunol. 1995. — Vol. 7. — N. 9. — P. 1417−1424.
Vallejo A.N., Weyand C.M., Goronzy J.J. T-cell senescence: a culprit of immune abnormalities in chronic inflammation and persistent infection // Trends Mol. Med.-2004.-Vol. 10.-N. 3.-P. 119−124.
Verschuren M.C., Wolvers-Tettero I.L., Breit T.M., Noordzij J., van Wering E.R., van Dongen J.J. Preferential rearrangements of the T cell receptor-delta-deleting elements in human T cells // J. Immunol. 1997. — Vol. 158. — N. 3. — P. 1208−1216. .
Vezys V., Yates A., Casey K.A., Lanier G., Ahmed R., Antia R., Masopust D. Memory CD8 T-cell compartment grows in size with immunological experience // Nature. 2009. — Vol. 457. — P. 196−199.
Wagner U.G., Koetz K., Weyand C.M., Goronzy J.J. Perturbation of the T cell repertoire in rheumatoid arthritis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. — Vol. 95. — N. 24. ^ P. 14 447−14 452.
Wagner W., Horn P., Bork S., Ho A.D. Aging of hematopoietic stem cells is regulated by the stem cell niche // Exp. Gerontol. 2008. — Vol. 43. — N. 11. — P. 974−980.
Warrington K.J., Kent P.D., Frye R.L., Lymp J.F., et al. Rheumatoid arthritis is an independent risk factor for multi-vessel coronary artery disease: a case control study // Arthritis. Res. Ther. 2005. — Vol. 7. — N. 5. — P. R984-R991.
Wu K., Higashi N., Hansen E.R., Lung M., Bang K., Thestrup-Pedersen K. Telomerase activity is increased and telomere length shortened in T-cells fromblood of patient with atopic dermatitis and psoriasis // J. Immunol. 2000. — Vol. 165.-P. 4742−4747.
Yamanaka K-i., Yawalkar N., Jones D.A., Hurwitz D. Decreased T-cell receptor excision circles in cutaneous T-cell lymphoma // Clin. Cancer Res. -2005. Vol. 11. — P. 5748−5754.
Yao Y.G., Ellison F.M., McCoy J.P., Chen J., Young N.S. Age-dependent accumulation of mtDNA mutations in murine hematopoietic stem cells is modulated by the nuclear genetic background // Hum. Mol. Genet. 2007. — Vol. 16.-N. 3.-P. 286−294.
Zediak V.P., Maillard I., Bhandoola A. Multiple prethymic defects underlie age-related loss of progenitor competence // Blood. 2007. — Vol. 110. — N. 4. — P. 1161−1167.
Zhang L., Lewin S.R., Markowitz M., Lin H.H., Skulsky E., et al. Measuring recent thymic emigrants in blood of normal and HIV-1-infected individuals befor and after effective therapy // J. Exp. Med. 1999. — Vol. 190. — N. 5. — P. 725−732.
Zhang X., Nakajima T., Goronzy J.J., Weyand C.M. Tissue trafficking patterns of effector memory CD4+ T cells in rheumatoid arthritis // Arthritis. Rheum. 2005. — Vol. 52. — N. 12. — P. 3839−3849.
Zlotoff D.A., Sambandam A., Logan T.D., Bell J.J., Schwarz B.A., Bhandoola A. CCR7 and CCR9 together recruit hematopoietic progenitors to the adult thymus//Blood.-2010.-Vol. 115.-N. 10.-P. 1897−1905.

Заполнить форму текущей работой