Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Изучение роли кальция в регуляции межклеточных взаимоотношений при ритмическом возбуждении нервной клетки

Диссертация: Изучение роли кальция в регуляции межклеточных взаимоотношений при ритмическом возбуждении нервной клетки
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Исследования структурно-морфологических изменений нервного волокна показали, что межклеточные взаимодействия в ходе РВ сопровождаются выходом К+, глютамата (ГЛ), ацетилхолина (АХ) и изменениями объема нервного волокна, миелина и площади перехвата Ранвье. Таким образом, перераспределение и транспорт ионов в ходе РВ обеспечивают координацию межклеточных взаимодействий аксона и ШК, причем большое… Читать ещё >

Изучение роли кальция в регуляции межклеточных взаимоотношений при ритмическом возбуждении нервной клетки (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Транспорт Са и состояние плазматиченской 5 мембраны возбудимой клетки при ритмическом возбуждении
    • 1. 2. Роль Са2+ в регуляции действия нейромедиаторов 18 при межклеточной передаче ритмического возбуждения
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Объект исследования 3 О
    • 2. 2. Методы исследования
    • 2. 2. ¡-.Методы определения кальция
      • 2. 2. 2. Метод регистрации внутриклеточного рН у
      • 2. 2. 3. Метод регистрации вязкости мембраны
      • 2. 2. 4. Метод регистрации мембранного потенциала и 41 потенциала действия нейрона
      • 2. 2. 5. Метод изотопного анализа
      • 2. 2. 6. Метод спектроскопии комбинационного рассеяния
      • 2. 2. 7. Метод определения аминокислотного состава 46 миелинового нерва
      • 2. 2. 8. Статистическая обработка результатов
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Исследование генерации постсинаптических ПД 48 при передаче ритмического возбуждения от Р к Ы- нейрону
    • 3. 2. Роль мембраносвязанного Са2+ в регуляции 55 действия нейромедиаторов
    • 3. 3. Перераспределение Са2+ при К+ деполяризации миелинового нервного волокна
    • 3. 4. Исследование вязкости мембран 87 каротиноидосом нейрона

Функционирование нервной клетки связано с генерацией и проведением потенциалов действия (ПД). Как правило, при этом осуществляется формирование ритмических рядов ПД и проведение ритмического возбуждения (РВ). В настоящее время накоплен значительный экспериментальный материал биофизических исследований РВ нервной клетки [79,132,139]. В ходе исследований установлено, что для генерации ПД достаточно наличия селективных, потенциалозависимых каналов, тогда как для генерации и проведения РВ необходима активация дополнительных ионтранспортирующих систем (ИТС) и запуск специфических мембранных процессов, а также изменение структуры миелина и объема шванновской клетки (ШК). [136, 5].

Исследования структурно-морфологических изменений нервного волокна показали, что межклеточные взаимодействия в ходе РВ сопровождаются выходом К+, глютамата (ГЛ), ацетилхолина (АХ) и изменениями объема нервного волокна, миелина и площади перехвата Ранвье. Таким образом, перераспределение и транспорт ионов в ходе РВ обеспечивают координацию межклеточных взаимодействий аксона и ШК, причем большое значение для этого имеют буферные свойства миелина [139]. При передаче РВ в синапсах существенное значение приобретает координация межклеточных процессов с помощью нейромедиаторов (НМ) [121,112,100]. Известно, что действие таких НМ как серотинин (5-НТ), АХ и ГЛ не только обеспечивает передачу РВ между нейронами, но и запускает дополнительные процессы, обеспечивающие пролонгированное функционирование нейрона. Важную роль в осуществлении данных процессов играет перераспределение межклеточного и внутриклеточного Са^+ [121]. На мембранном уровне, изменение содержания Са^+ в экстраклеточной среде приводит к модификации поверхностного потенциала, внутримембранного электрического поля и потенциала активации ионных каналов, что на макроуровне проявляется в изменении величины критического потенциала волокна и характера ритмического ответа.

Таким образом, функционирование нервной клетки сопровождается целым комплексом процессов, среди которых перераспределение НМ играет важную роль в интеграции межклеточных взаимодействий, контролируемых, по-видимому, межклеточным Са2+.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

И ВЫВОДЫ.

В ходе исследования было показано, что проведение по миелиновому нервному волокну и передача ритмического возбуждения между нейронами затрагивает целый комплекс процессов, регулируемых межклеточным и внутриклеточным Са2+. Важно, что на каждом этапе функционирование нервной клетки контролируется нейромедиаторами (5-НТ, Г Л и АХ), действие которых приводит не только к активации соответствующих рецепторов, переносу заряда и изменению трансмембранного потенциала, но и модификации поверхностного заряда, контролирующего перераспределение мембраносвязанного Са^+ и вязкость липидов плазматической мембраны. Изменения уровня мембраносвязанного Я-клетки при деполяризации или действии: нейромедиаторов обусловлены активностью потенциалозависимых Ки Саканалов. НМ (5-НТ, АХ и ГЛ) обратимо меняют содержание мембраносвязанного Са: увеличивают на плазматической мембране Рклетки и уменьшают на К-клетке. Данный факт может лежать в основе того, что передача РВ от одного нейрона к другому (от Рк Яклетке) меняет частоту постсинаптических потенциалов действия Я-клетки. То, что изменения содержания мембраносвязанного Са^+ нейронов при функционировании Р-Ясинапса зависят от мембранного потенциала и активности специфических, потенциалозависимых каналов (К± и канал) может свидетельствовать о важной роли мембранных изменений в ходе синаптической активнности нейронов. Отметим, что РВ аксона приводит к зависимым от действия нейромедиаторов АХ и ГЛ, «нетрадиционным» межклеточным взаимоотношениям аксона и шванновскеой клетки, при которых наблюдаются характерные изменения входа Са2+ в ШК и содержание ионов Са2+ в миелине, а также увеличение числа активных ацетилхолиновых рецепторов ШК.

Таким образом, при изучения роли процессов перераспределения и транспорта Са2+ в регуляции межклеточных взаимодействий отдельных нейронов, а также аксона и шванновской клетки нами было показано, что:

1. Функционирование РЯ- синапса характеризуется линейной зависимостью между изменениями частоты РВ Р-нейрона и Я-нейрона.

2.Действие на Я-клетку нейромедиаторов (серотонин, ацетилхолин и глютамат) приводит к снижению содержания мембраносвязанного Са2+ внутриклеточного рН и увеличению вязкости мембранных липидов.

3.Изменения содержания мембраносвязанного Са^+зависят от уровня мембранного потенциала и активности К± и Са2± каналов.

4.Накопление межклеточного К+ и АХ при РВ аксона, а также снижение содержания межклеточного Са2+ способствуют увеличению числа активных ацетилхолиновых рецепторов шванновской клетки.

5.Проведение ритмического возбуждения аксоном и передача его между нейронами обеспечивается процессами медиаторзависимого перераспределения межклеточного Са2+.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Антонов В. Ф. Липиды и ионная проницаемость мембран.// Изд-во «Наука», 149,1982
  2. Ю.А., Добрецов Г. Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. Наука. 1980
  3. В.Г., Берестовский Г. Н. Динамическая структура липидного би-слоя.М. Наука, 194,1981.
  4. В.А., Пашко В. И. Гришин Е.В. Молекулярная организация электровозбудимой мембраны. // Биоорганическая химия, N12, 18 281 837,1981
  5. О.Р., Максимов Г. В. Ритмическое возбуждение в соматических нервнах. Физико-химические аспекты.// М., Наука, 1987.
  6. Костюк П. Г. Дрышталь O.A.B кн.:"Механизмы электрической возбудимости нервной клетки"М.Наука, 120−156,1981
  7. Г. М., Покудин Н. И., Орлов С. И. Са-аккумулирующая способность итохондрий, сарколеммы и саркоплазматического ретикулума сердца крысы.//Биохимия, 44,2058−2065,1979
  8. Г. М., Ряжский Г.Г., Орлов С. Н. Транспорт кальция в синапто-сомах и субклеточные мембранные фракции головного мозга: влияние опиоидных пептидов. //Биохимия, Т.47, N12, 2006−2014, 1982
  9. Е.М. Эволюционная нейрофизиология и нейрохимия.Л. Наука. 211, 1976
  10. Е.М. Липиды клеточных мембран.Л.Наука, 341,1981
  11. С.А. Система транспорта Са2+ в нервных клетках. Киев. Нау-кова думка. 245., 1983
  12. Левин .В. Структурные изменения клеточных мембран. Наука, Л,1979
  13. Магура И.С., ВАалеев А.Е., Пономарев И. Д. Влияние ионов кальция на поверхностный потенциал в области локалоизации быстрых калиевых каналов сомы нейронов молюсков.// Нейрофизиология, Т. 11, N4, 367 370,1979
  14. Г. В. Механизмы перераспределения и транспорта Са2+ при ритмическом возбуждении миелинового нерва. Автореф. докт.дисс. МД997
  15. Д. Химическая регуляция возбудимых мембран при электрической активности.//Биохимия и функция нервной системы. Л., Наука, 168−174,1967
  16. С.Н. Регуляция внутриклеточного распределения кальция в норме и при артериальной гипертониии. Докт. диссерт. М.1982
  17. А.И. (1993) Глия и ее роль в нервной деятельности.// С,-П.:Изд-во «Наука»,
  18. Abood L.G., Goldman Е. Inhibition of phosphorylation during electrical exci-tation. //Am. J. Physiol, V. 184, N.2, 329−332,1956
  19. Abbott B.C., Howarth J. V, Ritchie J.N. The initial heat production associated with the nerve impulse in crustacean and mammalian nonmyelinated nerve fibres.//J.Physiol, 178,368−383,1965
  20. Acosta-Urquidi J, Sahley C, Kleinhaus A, Serotonin differentially modulates two К currents in the Retzius cells of the leech.// J. Exp. Biol, 145, 403−417, 1989
  21. Aimers W. Gating currents and charge movements in excitable membrabes. // Rev. Physiol.Biochem.and Pharmacol, V.82,950 190,1978
  22. Angelides K, J, Elmer L. W, Loftus D, Elson E. Distribution and lateral mobility of voltage-dependent sodium channels in neorons. // J. Cell Biol, V.106,1011−1925, 1989
  23. Aronson P. S, Nee J, Suhm M.A.Modifier role of internal H+ in activating the Na+/H+exchanger in renal microvillus vesicles.//Nature, V.299,161−163,1982
  24. Augustine G. J, Charlton M. P, Smith S.J.Calcium entry and transmitter release at voltage-clamped nerve terminals of squid.// J. Physiol, V.367, 163 181, 1985
  25. Baker P. F, Shaw T.I. A comparison of the phosphorus metabolism of intact squid nerve with that of the isolated axoplasm and sheath.//J. Physiol, V.180, 424−438, 1965
  26. Baker P.F., Blaustein M.P.Sodium-dependent uptake of calcium by crab nerve. // Biochim.Biophys.Acta., V. 150,167−170,1968
  27. Baker P.F., Blaustein M.P., Hodgkin A.L., Steinhart R.A.The effect of sodium concentration on calcium movements in giant axon of Loligo forbesi.// J. Physiol., V. 192,43P, 1967
  28. Baker P.F.Transport and metabolism of calcium ions in nerve. Progr. Biophys. Mol. Biol.24,N2,177−223,1972
  29. Baur P. S., Brown A.M., Rogers T.D., Brower M.E. Lipochondria and the light response of Aplysia giant neurons.// Neurobiol., V.8, 19−42, 1977
  30. Bean B.P. Classes of calcium channels in vertebrate cell. // Annu. Rev. Physiol, V.51,367−384,1989
  31. Beleslin B., Sensivity of the resting sodium conductivity of the leech Retzius nerve cells to tetrodotoxin,// Comp. Biochem. Physiol. V. 81C, N.2, 323−328, 1985
  32. Bhaum D., Dutta-Roy C.T.K., Lahiri A. Electric field dependence of phase transitions in billaer lipid membranes and possible biological implications. // Bull. Math. Biol., V.45, 91−101, 1983
  33. Black J.A., Waxman S.C.Friedman B., Elmer L.W., Angelides K.J.Sodium channels in astrocytes of rat optic nerve in situ: immunoelectron microscopic studies. // Glia, V.2, 353−369,1989
  34. Bladk J.A., Yokayama S., Waxman S.G., Oh Y., Zur K., Sontheimer H., Muga-shida M., Ransom R. Sodium channel MRNAs in cultured spinal cord astro-cytes:in situ hybrisation in identified cell types.//Molec Brain Res., V.23, 235−246,1994
  35. Blaustein M.P. The interralationship between sodium and calcium fluxes across cell membranes. //J.Physiol.Biochem., Pharmacol., V.70,(l), 33−82, 1974
  36. Blaunstein M.P. Effects of internal and external cations and ATP on sodium-calcium and calcium-calcium exchange in squid axons.// Biophys.J., V.20, 79−111, 1977
  37. Boron W.F., McCormick W.C., Ross A. pH regulation in barancle muscle fibres: Dependence on extracellular sodium and bicarbonate. // Amer.J.Physiol., V.240, 80−89,1981
  38. Boron W.F., Russel J.M.Stoichiometry and iondependencies of the intracellular pH regulating mechanism in squid giant axons.//J.Gen Physiol., V.81, 373−399, 1983
  39. Bowe C.M., Hildebrand C. Different effects of 4-aminopyridine on regene-ratyed cutaneous and muscular sciatic nerve bundles.// J.Neuro.Sci., V.120, 145−153, 1993
  40. Blaustein M.P., Steele T.D., Fontana G., Krueger B.K., Santiago E.M., Steel T.D., Yarowsky P.J.Physiological roles of sodium-calcium exchanger in nerve and muscle.//Ann.N.Y.Acad.Sci., V.639,254−274, 1991
  41. Boyarsky G., Ransom B.R., Schlue W-R., Davis M.B.E., Boron W-F. Intracellular pH regulation in single cultured astrocytes from rat forebrain.//GLIA, V.8,241- 248,1991
  42. Bryant S.H., Tobias J.M. Changes in light scattering accompanying activity in nerve. //J.Cell. Comp.Physiol., V.40,199−220, 1952
  43. Bruns D., Jahn R. Real-time measurement of transmitter release from single synaptic vesicles. Nature (L), 377(6544), 1995,62−65
  44. Burgin A.M., Szczupak L., Basal acetylcholine release in the leech ganglia depolarizes neurons through receptors with a nicotinic binding site.// J. Exp. Biol. 201, 1907−1915, 1998
  45. Burnashev N., Khodorova A., Jonas P., Helm P.J., Wisden N. JMonyer H., Seeburg P.H., Sakmann B. Calcium-permeable AMPA-kainate receptors in ftisi-form cerebellar glial cells.//Science, V.256,1566−1570,1992
  46. Carafoli E. The calcium pumping ATPase of the plasma membrane.// Annu. Rev. Physiol. V.53,531−547,1991
  47. Caswell A.H., Hutchison J.D.Tetracyclines as fluorescent chalate probes of membranes.//Federal.proceedings, V.3 0,1281,1971
  48. Caswell A.H., Hutchison J.D. Tetracyclines as fluorescent chelate probes of membranes. Fed.proceed. v.30.1281, 1971.
  49. Catarsi S., ching S., Merz D.C., Drapeau P. Tyrosine phosphorylation during synapse formation between indentified leech neurons. J. Physiol.©, 485(3), 1995,775−786
  50. Catarsi S., Drapeau P. Modulation and selection of neurotransmitter responses during synapse formation between indentified neurons. Cellular & Molecular Neurobiology, 16(6), 1996,699−713
  51. Cervetto L., Lagnado L., Perry R.J., Robinson R.W., McNaughton P.A. Extrusion of calcium from rod outer segments is driven by both sodium and potassium gradients.//Nature, V.337,740−743,1989
  52. Cohen L.B., Keynes R.D., Hille. Light scattering and birefringence changes during nerve activity.// Nature, V.218,43 8−441,196 8
  53. Cohen L.B., Salzberg B.M., Davila H.V., Waggoner A.S. Changes in axon fluorescence during activity: molecular probe of membrane potenrial. // J.Memb. Biol. V.19,1−36,1974
  54. Cohen L.B., Lesher S. Optical monitoring of membrane potentials: Methods of multisite optical measurement.//Soc.Gen.Physiol.Ser., V.40,71−99,1986
  55. Etter E.F., Kuhn M.A.JFay F.S.Detection of changes in near-membrane Ca2+ concentration using a novel membrane-associated Ca2+ indicator.// J.Biol. Chem., V.269,10 141−10 149,1994
  56. Fern R., Waxman S.G., Ransom B.R. Endogenous GABA attenuates CNS white matter dysfunction following anoxia.// J.Neurosci., V.226, 136 156,1994
  57. Fiehn W. The effect of phospholipase D on the function of fragmented sarcoplasmic reticulum. //Lipids., V.34, 264−266, 1979
  58. Fiskum G., Leninger A.L. The mechanisms and regulation of mitochondrial Ca2+ transport.// Fed.Proc., V.39(7), 2432−2436, 1980
  59. Frey G., W.-R. Schlue, Single K channels in the Embryonic leech ganglion cells. J. Membrane Biol. 151, 113−122, 1996
  60. Georgesculd D., Duclochier H. Transient fluorescence signal from pyrine labelled pike nerves during action potential. Possible implications fluidity chan-ges.//Biochem.Biophys.Res.Commun., V.85, 1185−1191, 1978
  61. Georgescauld D., Deamazes J.P., Duclchier H. Studies of fluidity dependent fluorescent probes in nerve membranes. // In: Physiol. Excitable Membr.: Proc. 28-th Intern. Congr.Physiol.Sci., Budapest, V.4, 201−201, 1980
  62. Gerard R.W., Hill A.V., Zotterman L. The effect frequency of stimulation on the heat production of nerve.// J. Physiol., V.63, N.2, 280−298, 1927
  63. Geves M.W.Generation of proton by metabolic processes in heart cell. // Mol. Cell., Card.9,867−874,1977
  64. Goldman D.E. Gate control of fluxm in axon. // J.Gen. Physiol., V.48, 75−77, 1965
  65. Golderman M., Hanke W., Schule W.R. Modulation of K+ -channels in P-neurones of the leech CNS by phosphorylation. J. Comp.Physiol. 174(2), 1994, 231−237
  66. Gorman A.L.F., Thomas M.V.Intracellular calcium accumulation during depolarization in a molluscan neuron.//J.Physiol., V.308,359−285,1980
  67. Grinstein S., Rothstein A. Cytoplasmic pH-regulation in thymic lymphocytes by an amiloride-sensitive Na+/H+ antiport.//J.Gen.Physiol., V.83,341−369,1984
  68. Grinstein S., Rothstein A. Mechanism of regulation on the Na+/H±exchan-ges. // J. Membrane Biol., V.90,l-12,1986
  69. Grover A.K.// Cell Calcium, V.6, 227−236, 1985
  70. Hanmun V.A., Bell R.M. Mechanism of activation of protein kinase C. Role of diacylglycerol and calcium second messengers. //Cell Calcium, 40-th Annu. Symp., Woods Hole, 229−240, 1986
  71. Hallet M., Schneider A.S., Carbone E. Tetracyclin fluorescence as a calcium probe for nerve membrane with some model studies using eritrocyte ghosts.// J. Membr.Biol., V.10,N.l, P., 31,1972.
  72. Henkart M. Indentification and function intracellular calcium stores in axon and cell bodies of neurons.//Fed.Proc., V.39,N.10,2783−2789,1980
  73. Hille B., Woodhull A.M., Shapiro B.I. Negative surface charge nera sodium channels of nerve: Divalent ions, monovalent ions and pH.// Philos.Trans.Roy Soc. london B., V.270, N.908, 301−318,1975
  74. Hille B. Ionic channels of excitable membranes. Sunderland, MA, Sinauer As-sociates, 1−607, 1990
  75. Hochstrate P., Piel C., Schlue W-R. Effect of extracellular K on the intracellular free Ca concentration in the leech glial cells and Retzius neurons.// brain Research, V. 696, 231−241., 1995
  76. Hodgkin A.L., Keynes R.D. Movement of labelled calcium in squid axons. // J. Physiol., V.138,N.2,253−281,1957
  77. Hokin L.E., Hokin R.M. Effects of acetylcholine on phosphate turnover in phospholipids of brain cortex in vitro.// Biochem.Biophys.Acta, V. 16, 229 237,1954
  78. Honig M.G., Hume R.I. Fluorescent carbocyanine dyes allow living neurons of identified origin to be studied in long term cultures. J. of Cell Biol.v.l03pp.l71−187, 1968
  79. Howarth J.V., Keynes R.D., Ritchie J.M., Von Muralt A. The heat production associated with the passage of single impulse in pike olfactory nerve fibres.//J. Physiol., V.249,349−368, 1975
  80. Howe, J.R., Ritchie J.M. Multipole kinetic components of sodium channel inactivation in rabbit Schwann cells.// J.Physiol., V.455,529−566, 1992
  81. Johansen J., Kleinhause A.L. Ionic conductances in two types of sensory neurons in the leech Macrobdella decora. Conp.Biochim.Physiol., v.97 a, No 4,577−582, 1990
  82. Jorgen Johansen, Kleinhaus A. Transient and delayed Potassium Currents in the Retzius cell of the leech, Macrobdella decora// Journal of Neurophysiol, V. 56, N.3, 812−822, 1986
  83. Kathleen A, French and William B, Kristan Jr. Target influences on the development of the leech neurons, TINS, Vol. 15, No. 5, 1992
  84. Kinsella J. L, Freiberg J. M, Sacttor B. pH regulation in renal system.// Amer. J. Physiol, V.248,F233-F239,1986
  85. Kleinhaus A. L, Lerea K. M, Zeman R.J.Ocadaic acid prolong K-induced increases in Cain leech retzius cells. Society for Neuroscience.Abstr.l 113,1991
  86. Kleyman N. R, Cragoe E. J, Jz. Amiloride and its analogs as tools in the study of ion transport.- J. Membrane Biol, 1988, Vol. 105, P. 1−21.
  87. Kruijff B. Lipid structure and plasma membrane function. // Europ. J. Cell Biol, V.3, 14, 1983
  88. Kostyuk P. G, Mironov S. L, Tepikin A. V, Belan P.V.Cytoplasmic free Ca2+. in isolated snail neurones as revealed by fura-2.//J.Neurosci, V. 14,395−433, 1989
  89. Koyama Y, Long J, Martin W. A, Carey P.R.The resonance Raman spectrum of carotenoids as an intrinsic probe for membrane potential.//Boichim.Biophys. Acta, V.548, 153−157,1979
  90. Krauhs J. M, Sordahl L. A, Braun A.M. Isolation of pigmented granules involved in extraretinal photoreception in Aplysia californica neurons.// Biochim. Biophys. Acta, V.471,25−31,1977
  91. Landowen D, Ritchie J.M. Optical studies on the kinetics of the sodium pump in mammalian non-myelinated nerve fibers.// J. Physiol, V.212, 483 509, 1971
  92. Lessman V., Dietzel I.D., Development of Serotonin-Induced Ion Currents in Identified Embryonic Retzius Cells from Medicinal Leech (Hirudo medicinalis), J. Neuroscience, 11(3): 800−809, 1991
  93. Lessmann V., Dietzel I.D. Enhancement of postsynaptic serotonin-activated Cl-currents by depolarization -induced Ca2+ entry into leech neurons. Neuroscience, 67(3), 1995, 525−529
  94. Levitan I.B. Phosphorylation of ion channels. // J/Membr. Biol., V.87,177−190,1985
  95. Lipscombe D., Madison D.V., Poenie M., Reuter H., Tsien R.W., Tsien R.Y. Imaging of cytosolic Ca2+ transients arising from Ca2+ stores and Ca2+ channels in simpathetic neurons.//Neuron, N. 1,355−365,1988
  96. Lohr C., Rose C.R., Deitmer J.W. Extracellular Ca changes during transmitter application in the leech central nervous system. Neurosci.Lett.205(1), 1996, 57−60
  97. Magshus I.H.Regulation of intracellular pH eukariotic cells.// Biochem.J., V.250, 1−8,1988
  98. Mattson M.P.JDou P., Kater S.B. Outgrowth-regulating actins of glutamate in isolated hippocampal pyramidal neurons.// J/Neurosci., V.8,2087−2100,1988
  99. Meister M., Wong R.O.JBayylor D.A., Shatz C.J. Synchronous bursts of action potentials in ganglion cells of the developing mammalian retina.// Science, V.252, 939−947,1991
  100. Meves H. Electric current flow in peripheral nerves. In: Biomagnetism: Clinical Aspects. M. Hole et al., eds. Amsterdam, Elsever Science Publishers B.V., 343−348, 1992
  101. Meves H. Calcium currents in squid giant axon.// Philos Trans. Roy. Soc. London B., V.270, N.908., 377−387, 1975
  102. Moor L., Tufts M., Soroka M. Light scattering spectroscopy of the squid axon membrane.// Bioche.Biophys.Acta., V.382, 286−294, 1975
  103. Meves H. Calcium currents in squid giant axin.//Phil.Trans.Roy. Soc.(L), V.270,N.908,477−3 87,1975
  104. Mullins L.J., Requena J. The «late» Ca channel in squid axon.// Ibid., 1981, Vol. 78, N6, P. 683−700.
  105. Nishizuka Y. Intracellular signaling hydrolysis of phospholipids and activation protein kinase C. Science, v. 258, 607−613, 1992
  106. Numan R., Catterall W.A., Scheuer T. Functional modulation of brain sodium channels by protein kinase C.// Science, V.254, 115−118,1991
  107. Osmanovic S., Beleslin B., Post-stimulus hyperpolarization in Retzius nerve cells of leech, Haemopis sanguisuga.// Comp. Biochem. Physiol. V. 82A, N.4, 763−774, 1985
  108. Paschenko V.Z., Vershinin A.O., Churin A.A.Electrochromic behavior of Carotenoid molecules in nerve cell membranes: a resonance Raman study. // J. Photochem, Photobiol.B.:Biol., V. 18,127−130,1993
  109. Pellegrini M., Simoni A., Pellegrino M., Two types of K channels in the excised patches of the somatic membrane of leech AP neuron// Brain Research, 483, 294−300, 1989
  110. Peracchia C. Excitable membrane ultrastructure.//J.Cell.Biol., V.61, 53, 1974
  111. Rang H.P., Ritchie L.M. Activation of protein kinase C causes a depolariza-tion of the rat isolated vagus nerve associated with increased sodium concent-ration. //J/Physiol., V.391, 78−90., 1987
  112. Roper J., Schwarz J.R. Heterogeneous distribution of fast and slow potassium channels in myelinated rat nerve fibers.// J.Physiol., V.416, 93 110,1989
  113. Ritchie J.M.Sodium-channel turnover in rabbit cultured Schwann cells.// Proc. R. Soc.Lond.Biol., V.233, 423−430,1988
  114. Ritchie J.M., Black J.A., Waxman S.G., Angelides K.J.Sodium channels in the cytoplasm of Schwann cells.//Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A., V.87, 92 909 294,1990
  115. Roizer G., De Lean A. Purification of adenohypohysical plasma membranes and properties of associated adenylate cyclase. // J.Biol.Chem., V. 249,316−322, 1974
  116. Szczupak L., Edgar J., Peralta M.L., Kristan W., Long -lasting depolarization of leech neurons mediated by receptors with a nicotinic binding site//J. Exp. Biol. 201, 1895−1906, 1998
  117. Singer S.J., Nicolson G.L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes.// Scoence, V.175, 720−730, 1972
  118. Sontheimer H., Fernandez-Marques E., Ullrich N., Waxman S.G. Astrocyte Na+ channels are required for meomtenance of Na+/K±ATPase activity.// J. Neurosci., V.14, 2464−2476,1993
  119. Spector R., Lorenzo A.V. Myxinositol transport in the central neurous system. // Am. J. Physiol., V.228, 1510−1518, 1981
  120. Stephens W.G.S.Hydrogen iion and the activation of electrically excitable membranes.//Nature, V.224,N.5219,547−549,1969
  121. Stewart R.R." Nicholls J.G., Adams W.B., Na K+ and Ca2+ currents in identified leech neurons in culture// J. Exp. Biol., 141, 1−20, 1989
  122. Stewart R.R." Nicholls J.G., Adams W. B, Presynaptic calcium currents and facilitation of serotonin release at synapses between cultured leech neurons.//J. Exp. Biol, 144, 1−12, 1989
  123. Stockholm A., Clark H.R. Cooperative transitions in ionic permeability in cryfish axon membranes resulting from changes in external calcium and potas-sium. // BiophysJ., V.15, N.15, 133−135, 1975
  124. Stockholm A. Ionic permeability of K, Na and CI in potassium depolarized nerve: dependency on pH, cooperative effects and action of tetrodotoxin. // Biophys.J., V.35,677−697,1981
  125. Szalontai B. Bagynkas C., Horvath L.I. Changes in Raman spectrum of frog sciatic nerve during action potential propagarion. // Biochem. Biophys. Res. Commun. V.76,N 3,660−665,1977
  126. Tasaki I., Watanabe A., Hallett M. Extrinsic fluorescence changes in squid axon. //J.Membran.Biol., V.8,109−132,1972
  127. Tasaki I. Physiology and electrochemistry of nerve fibres.//Biophysical and bioengineering series., NY-L.:Acad.pres., V.3,P.3,1−348,1982
  128. Thomas R.C.Experimental displacement of intracellular pH and mechanism of its subsequentl recovery.//J.Phusiol.V.354,3P-22P, 1984
  129. Tranelis S.F., Cull-Candy S.C.Proton inhibition of N-methyl-D-asparate receptors in cerebellar neurons.//Nature, V.345,347−350,1990
  130. Valkina O.N., Vergun O.V., Turivetsky V.B., Khodorov B.I.Effects of repetitive stimulation, veratridine and ouabain on cytoplasmic pH in frog nerve fibres: role internal Na+.//Feder.of Europ.Biochem.Soc., V.334,N.l, 83−85,1993
  131. Villegas J. Effects of cholinergic compounds on the axom-Schwann cell relationship in the squid nerve fiber.// Fed.Proc., V.34, N.5, 1370−1373, 1975
  132. Villegas J. Axon-Schwann-cell relationships in the giant nerve fibre of the squid.//J.Exp.Biol., V.95,135−151,1981
  133. Wakabayashi S., et al. Structure function of the growth factor activatable Na+/H+ exchange.//Rev.Physiol.Biochem.Pharmacol.V. 119,157−186, 1993
  134. Waxman S.G., Kocsis J.D., Stys P.K. The axon. Structure, function and pathophysiology. Oxford Univ. Press, NY-Oxford, 325,1995
  135. Watanabe A., Terakava S., Nagano M. Axoplasmic origin of the birefrigence changes assosiated with excitation of crab nerve.//Jap. Proc.Acad., V.49, N.6., 470−475,1973
  136. Wolson L.R., Gao W-Q., Passani M.B., Magano E.R. Growth cone «collapse» in vivo: Are inhibitory interactions mediated by gap junctions?.
  137. Neuroscience, 14(3), 1994,999−1010
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!