Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Молекулярно-генетическая и иммунофенотипическая характеристика мезенхимных стромальных клеток из миелоидных органов крыс в онтогенезе

Диссертация: Молекулярно-генетическая и иммунофенотипическая характеристика мезенхимных стромальных клеток из миелоидных органов крыс в онтогенезе
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сравнительный анализ MCK различной органной принадлежности важен для получения глубокого и всестороннего представления о биологии этих клеток в целом. Мы полагаем, что наиболее подходящим критерием для проведения подобного сравнительного исследования является функциональная близость МСК. Это определило выбор органов-источников данных клеток, которыми стали печень зародышей и зрелый костный мозг… Читать ещё >

Молекулярно-генетическая и иммунофенотипическая характеристика мезенхимных стромальных клеток из миелоидных органов крыс в онтогенезе (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ОСНОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ И СОКРАЩЕНИЯ
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. МСК: основные аспекты биологии
      • 1. 1. 1. История открытия МСК
      • 1. 1. 2. Терминология
      • 1. 1. 3. Критерии МСК
      • 1. 1. 4. Источники МСК
      • 1. 1. 5. Методы выделения МСК
      • 1. 1. 6. Условия культивирования МСК
      • 1. 1. 7. Морфологическая, функциональная и биохимическая неоднородность популяции МСК
      • 1. 1. 8. Антигенный фенотип и профиль экспрессии генов МСК
      • 1. 1. 9. Возможные направления дифференцировки МСК. Явление пластичности
      • 1. 1. 10. Перспективы практического использования МСК в современной медицине
    • 1. 2. Общая характеристика МСК из печени зародышей как транзиторного органа миелоидного кроветворения в эмбриогенезе
      • 1. 2. 1. Роль МСК и их производных в создании кроветворного микроокружения. Миграционные свойства МСК
      • 1. 2. 2. Предпосылки изучения МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном аспекте
    • 1. 3. Молекулярно-генетические основы дифференцировки МСК
      • 1. 3. 1. Роль сигнальных белков и транскрипционных факторов в клеточной дифференцировке
      • 1. 3. 2. Молекулярно-генетические аспекты остеогенной дифференцировки МСК
      • 1. 3. 3. Молекулярно-генетические аспекты адипогенной. дифференцировки МСК
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
    • 3. 1. Антигенный профиль МСК из печени зародышей и зрелого. костного мозга
      • 3. 1. 1. Оценка экспрессии негативных маркеров МСК на разных сроках культивирования
      • 3. 1. 2. Оценка экспрессии позитивных маркеров МСК на разных сроках культивирования
    • 3. 2. Молекулярно-генетические и морфологические аспекты остеогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном плане
      • 3. 2. 1. Гистохимический и иммуноцитохимический анализ остеогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга
      • 3. 2. 2. Сравнительный молекулярно-генетический анализ экспрессии генов, ответственных за реализацию остеогенеза в культурах МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга
    • 3. 3. Молекулярно-генетические и морфологические аспекты адипогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном плане
      • 3. 3. 1. Гистохимический и иммуноцитохимический анализ адипогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга
      • 3. 3. 2. Сравнительный молекулярно-генетический анализ экспрессии генов, ответственных за реализацию адипогенеза в культурах
  • МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга
  • Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
    • 4. 1. Сравнительная оценка антигенного профиля МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга
    • 4. 2. Молекулярно-генетический и морфологический анализ остеогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном аспекте
    • 4. 3. Молекулярно-генетический и морфологический анализ адипогенной дифференцировки МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном аспекте
  • ВЫВОДЫ

Актуальность проблемы. Познание механизмов регуляции клеточной пролиферации и дифференцировки, несомненно, остается одним из основополагающих направлений в биологии развития, интенсивно и плодотворно изучаемых как на клеточном, так и на субклеточном уровнях с привлечением самых разнообразных подходов и методов. Мезенхимные стромальные клетки (МСК) являются одной из часто используемых экспериментальных моделей для изучения морфогенетических процессов в связи с несложностью их выделения, культивирования, высокой пролиферативной активностью и широкими потенциями к дифференцировке. Неоспоримые преимущества названной модели также заключаются в том, что она позволяет изучать процессы клеточной пролиферации и дифференцировки на молекулярно-генетическом уровне, что особенно актуально сейчас, когда внимание исследователей сместилось с изучения морфологических аспектов клеточного развития на события, происходящие на уровне гена.

В настоящее время МСК рассматриваются как мультипотентные тка-неспецифические стволовые и родоначальные клетки взрослого организма, по своим потенциям к дифференцировке близкие к клеткам эмбриональной мезенхимы. МСК способны осуществлять направленную дифференцировку в определенные типы клеток соединительной ткани, такие как остеобласты, хондробласты, адипоциты и стромальные клетки, создающие кроветворное микроокружение (Owen, 1988; Owen, Friedenstein 1988; Dominici et al., 2006). По общему признанию, основы экспериментального изучения и клинического применения МСК были заложены отечественным исследователем А. Я. Фриденштейном в 60-х гг. XX столетия (Friedenstein et al., 1966, 1968).

МСК обнаружены в различных органах и тканях половозрелого организма (Meirelles et al., 2006), тем не менее, основным источником этих клеток на протяжении всего постнатального онтогенеза считается костный мозг (Bianco et al., 2001; Pittenger, Marshak, 2001; Pittenger, 2008). MCK также найдены в составе кроветворной стромы эмбриональных органов гемопоэза, в частности, в печени зародышей (Charbord et al., 2002; Mendes et al., 2005). Присутствие MCK в составе стромы кроветворных органов в разные периоды онтогенеза тесным образом связано с исключительной ролью этих клеток и их производных в формировании и поддержании кроветворного микроокружения, так называемой «ниши» кроветворной стволовой клетки (КСК) (Metealf, Moore, 1971; Van Den Heuvel et al., 1987; Mendes et al., 2005).

Сравнительный анализ MCK различной органной принадлежности важен для получения глубокого и всестороннего представления о биологии этих клеток в целом. Мы полагаем, что наиболее подходящим критерием для проведения подобного сравнительного исследования является функциональная близость МСК. Это определило выбор органов-источников данных клеток, которыми стали печень зародышей и зрелый костный мозг, т.к. МСК в составе этих органов выполняют сходную функцию, участвуя в организации кроветворного микроокружения в разные периоды онтогенеза. Мы полагаем также, что изучение МСК из разных кроветворных источников в сравнительном аспекте позволит не только охарактеризовать исследуемые клеточные популяции с необходимой полнотой и определенностью, но и предоставит возможность судить об их идентичности, как это показано для кроветворных стволовых клеток (КСК). Известно, что в онтогенезе процесс кроветворения последовательно развертывается в разных органах. Согласно современной концепции миграционной теории, КСК, впервые возникнув в желточном мешке и области аорта-гонадо-мезонефроса, последовательно заселяют тран-зиторные и дефинитивные кроветворные органы по мере формирования в них соответствующего микроокружения (Metealf, Moore, 1971; Van Den Heuvel et al., 1987; Mendes et al., 2005). Нами не исключается наличие подобной последовательной миграции из одних временно существующих кроветворных органов в другие в процессе индивидуального развития и для МСК, чему есть ряд экспериментальных подтверждений (Van Den Heuvel et al., 1987; Mendes et al., 2005).

Однако, рассматривая МСК как важный компонент кроветворного микроокружения, необходимо учитывать, что сами МСК должны находиться под влиянием специфических локальных внутриорганных факторов. Следовательно, несмотря на возможную гистогенетическую близость МСК из различных кроветворных источников, возможно также наличие некоторых фе-нотипических и функциональных особенностей между этими клетками. Планируя проведение сравнительного изучения МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга, мы допускали, что такие различия реально существуют.

Рассмотрение весьма немногочисленной литературы, посвященной сравнительной характеристике МСК из указанных источников, косвенно подтвердило наши предположения. Показано, что МСК из печени зародышей обладают большим пролиферативным потенциалом по сравнению с костномозговыми МСК (Campagnoli et al., 2001; Gotherstrom et al., 2003, 2005; Guil-lot et al., 2007), а также, по некоторым данным, несут на своей поверхности маркеры эмбриональных стволовых клеток, такие как Oct4 и Nanog (Guillot et al., 2007), что хорошо укладывается в современные представления о биологических свойствах клеток эмбрионального происхождения. Вместе с тем, сведения о дифференцировочных потенциях МСК в составе печени зародышей остаются неполными и противоречивыми. Так, рядом авторов подтверждена способность этих клеток дифференцироваться в адипогенном, остео-генном и хондрогенном направлениях (Campagnoli et al., 2001; Gotherstrom et al., 2003, 2005; Guillot et al., 2007), тогда как другими исследователями наличие таких множественных потенций ставится под сомнение (in't Anker et al., 2003aFromigue et al., 2008).

Таким образом, всесторонний подход к решению этих проблем требует глубокого изучения фенотипических и функциональных особенностей МСК в составе печени зародышей и зрелого костного мозга в сравнительном плане с помощью комплексного экспериментального подхода, предусматривающего проведение исследований на молекулярно-генетическом уровне.

Мы остановили свой выбор на дифференцировке МСК в двух направлениях: остеогенном и адипогенном. Эти направления дифференцировки приводят, в конечном счете, к развитию двух типов клеток — остеобластов и ади-поцитов, чьи функции in vivo достаточно разобщены. Остеогенные клетки причисляются к механоцитам, выполняющим прежде всего опорную функцию вместе с продуцируемым ими межклеточным веществом, тогда как ади-поцитам приписывается преимущественно энергетическая и трофическая функции. Несмотря на такую функциональную разобщенность, есть все основания предполагать, что остеобласты и адипоциты происходят от общего бипотентного предшественника в составе популяции МСК (Richard et al., 1996; Gimble et al., 1996; Nuttall, Gimble, 2000). К этому следует добавить, что клетки обоих типов объединяет выполняемая ими исключительно важная функция — секреторная, благодаря которой они играют незаменимую роль в формировании и поддержании кроветворного микроокружения (Tavassoli, 1974; Zhang et al., 2003; Haylock, Nilsson, 2006; Benayahu et al., 2007).

Цель и задачи исследования

Все вышесказанное позволило наметить основную цель диссертационной работы — сравнительный молекулярно-генетический и иммунофенотипический анализ антигенного профиля, остео-генных и адипогенных потенций МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга крыс. Для достижения цели исследования были сформулированы следующие задачи:

1. Охарактеризовать изучаемые клеточные популяции с позиции общепринятых критериев МСК по экспрессии специфических поверхностных антигенов СТ>1Ъ, СБ90, СБ 105.

2. Изучить динамику экспрессии указанных маркеров на разных сроках культивирования.

3. Провести иммунофенотипическое и гистохимическое исследование остеогенных потенций МСК из двух источников.

4. Сравнить уровень экспрессии генов, кодирующих маркеры остеогенной дифференцировки, в изучаемых популяциях МСК.

5. Провести иммунофенотипическое и гистохимическое исследование адипогенных потенций МСК из двух источников.

6. Сравнить уровень экспрессии генов, кодирующих маркеры адипогенной дифференцировки, в изучаемых популяциях МСК.

Научная новизна. На экспериментальной модели — культуре МСК из печени зародышей крыс, впервые проведена комплексная оценка антигенного профиля и динамики экспрессии специфических маркеров МСК в ходе культивирования в сравнении с таковыми из зрелого костного мозга. Показано, что исследованные клеточные популяции обладают сходным иммунофе-нотипом, а именно экспрессируют специфические поверхностные антигены С090, СБ73, СБ 105. Выявлено, что по мере увеличения сроков культивирования МСК из обоих источников наблюдается снижение экспрессии таких маркеров как СБ73 и СОЮ5.

Впервые проведен подробный иммунофенотипический и гистохимический анализ остеогенных и адипогенных потенций МСК из печени зародышей в сравнении с таковыми МСК из костного мозга половозрелых крыс. В сходных экспериментальных условиях МСК из печени зародышей обладают менее выраженными потенциями к адипогенезу и не способны к завершению остеогенной дифференцировки, а именно к формированию зрелых остеобластов и минерализованного межклеточного матрикса, в отличие от выраженных адипои остеогенных потенций МСК из зрелого костного мозга.

Впервые проведен сравнительный анализ экспрессии ряда генов, кодирующих маркеры остеогенной и адипогенной дифференцировок, на разных сроках культивирования МСК из обоих источников в соответствующих индукционных средах. Выявлено, что МСК из печени зародышей характеризуются более низкой экспрессией генов, вовлеченных в реализацию как остеогенной, так и адипогенной программ дифференцировок, по сравнению с МСК из зрелого костного мозга.

Теоретическое и практическое значение. Для решения поставленных в работе задач реализован комплексный подход, позволивший в сходных экспериментальных условиях сравнить МСК из транзиторного (печень зародышей) и дефинитивного (зрелый костный мозг) органов миелоидного кроветворения. Подобный сравнительный анализ представляет общебиологический интерес, поскольку позволяет получить более целостное представление о системе МСК. Кроме того, полученные сведения позволяют судить о фено-типическом сходстве МСК из двух источников, но не их идентичности, проявляющейся в различной степени реализации той или иной программы дифференцировки в сравнимых условиях культивирования. Неодинаковые инду-цибельные свойства МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга могут быть связаны с разной органной принадлежностью этих клеток, в частности, с влиянием специфических локальных внутриорганных факторов.

Проведенное сравнительное изучение МСК из печени зародышей в сравнении с таковыми из зрелого костного мозга имеет также важное практическое значение. Результаты исследования могут быть использованы при чтении курса лекций по биологии развития и биологии стволовых клеток, а также учитываться при проведении биомедицинских исследований.

В заключение автор выражает глубокую признательность своим научным руководителям, д.б.н. В. И. Старостину и к.б.н. A.C. Микаеляну, оказавшим неоценимую помощь в организации экспериментальных исследований, принявшим непосредственное участие в их проведении и теоретическом анализе. Автор искренне признателен д.б.н. Р. Д. Зиновьевой за ценные критические высказывания и консультации. Автор также выражает благодарность сотрудникам лабораторий Гистогенеза и Молекулярно-генетических проблем онтогенеза за помощь в организации экспериментов и обсуждении полученных результатов.

ВЫВОДЫ.

1. МСК из печени зародышей и зрелого костного мозга обладают сходным иммунофенотипом, т. е. экспрессируют специфические поверхностные антигены CD90, CD73, CD 105.

2. В обеих клеточных популяциях МСК, начиная с 8-го пассажа, наблюдается снижение экспрессии CD73 и CD 105, что, возможно, является признаком клеточного старения.

3. МСК из печени зародышей, в отличие от МСК из зрелого костного мозга, под влиянием индукторов остеогенеза не способны к реализации терминальных этапов остеогенной дифференцировки, несмотря на некоторые морфологические преобразования.

4. Временной и топографический характер распределения ключевого регулятора остеогенной дифференцировки Osterix в культуре МСК из зрелого костного мозга свидетельствует о строгой привязанности экспрессии этого фактора транскрипции к презумптивным и сформированным очагам остеогенеза in vitro.

5. Под влиянием остеогенных индукторов в МСК из зрелого костного мозга заметно повышалось содержание мРНК генов ОС, ALP и RUNX2, тогда как в МСК из печени зародышей уровень экспрессии перечисленных генов оставался сравнительно низким.

6. Адипогенная дифференцировка МСК из печени зародышей выражена слабее по сравнению с таковой МСК из костного мозга, что проявляется в невысокой численности зрелых адипоцитов, более позднем их формировании, а также в менее интенсивной экспрессии фактора транскрипции PPARS и маркера зрелых адипоцитов ALB Р.

7. Под влиянием адипогенных индукторов в МСК из печени зародышей отмечали пониженное содержание мРНК гена АЬВР, крайне низкий уровень экспрессии гена РРАЯд, а также отсутствие мРНК гена ЬЕР, в сравнении с выраженной экспрессией указанных генов в МСК из зрелого костного мозга.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И. Г., Сергеев В. Г. 2002. Нейроиммуноэндокриноло-гия жировой ткани. Успехи физиологических наук. 33: 3−16.
  2. Е. Б., Буравкова Л. Б. 2007. Гетерогенность стро-мальных клеток-предшественников, выделенных из костного мозга крыс. Цитология. 49: 40−47.
  3. М. Н., Микаелян А. С., Паюшина О. В., Старостин В. И. 2008. Сравнительная характеристика мезенхим-ных стромальных клеток из костного мозга крысы на ранних и поздних этапах культивирования. Известия РАН. Серия биол. № 2: 156−162.
  4. О. В., Домарацкая Е. И., Старостин В. И. 2006. Мезенхимные стволовые клетки: источники, фенотип и потенции к дифференцировке. Известия РАН. Серия биол. № 1: 6−25.
  5. О. В., Хныкова О. Н., Буторина Н. И., Кожевникова М. Н., Старостин В. И. 2009. Спонтанный миогенез в первичной культуре эмбриональной печени крысы. Доклады Академии Наук (в печати).
  6. Э. Гистохимия. М.: Изд-во ин. лит-ры, 1962, 962 с.
  7. В. И., Домарацкая Е. И. 2001. Хондро- и остеоге-нез в эктопических трансплантантах печени зародышей мыши. Онтогенез. 32: 114−117.
  8. Р. Б. Таблицы Стрелкова и экспресс-метод статистической обработки данных. -М.: ПАИМС, 1999, 96 с.
  9. B. M., Kassem M. 2008. Human mesenchymal stem cells: from basic biology to clinical applications. Gene Therapy. 15: 109−116.
  10. Anjos-Afonso F., Bonnet D. 2007. Nonhematopoietic/endothelial SSEA-1+ cells define the most primitive progenitors in the adult murine bone marrow mesenchymal compartment. Blood. 109: 1298−1306.
  11. AmriE. Z., BoninoF., Ailhaud G., AbumradN. A., Grimaldi P. A. 1995. Cloning of a protein that mediates transcriptional effects of fatty acids in preadipocytes. Homology to peroxisome prolifera-tor-activated receptors. J Biol Chem. 270(5): 2367−2371.
  12. H., Zilberman Y., Kandel L., Liebergall M., Oskouian R. J., Gazit D., Gazit Z. 2006. Osteogenic differentiation of noncultured immunoisolated bone marrow-derived CD105+ cells. Stem Cells. 24: 1728−1737.
  13. Aubin J. E., Liu F. The osteoblast lineage. In: Principles of bone biology / Eds. Bilezikian J. P., Raisz L. G., Rodan G. A. — San Diego: Academic Press, 1996, p. 51−68.
  14. Baxter M. A., Wynn R. F., Jowitt S. N. et al. 2004. Study of telomere length reveals rapid aging of human marrow stromal cells following in vitro expansion. Stem Cells. 22: 675−682.
  15. D., Akavia U. D., Shur I. 2007. Differentiation of bone marrow stroma-derived mesenchymal cells. Current Medicinal Chemistry. 14: 173−179.
  16. Bendall A. J., Abate-Shen C. 2000. Roles for Msx and Dlx ho-meoproteins in vertebrate development. Gene. 247: 17−31.
  17. Bennett C. N., Ross S. E., Longo K. A., Bajnok L., Hemati N., Johnson K. W., Harrison S. D., MacDougald O. A. 2002. Regulation of Wnt signaling during adipogenesis. J Biol Chem. 277(34): 30 998−31 004.
  18. Bennett C. N., Longo K. A., Wright W. S., Suva L. J., Lane T. F., Hankenson K. D., MacDougald O. A. 2005. Regulation of osteohistogenesis and bone mass by WntlOb. PNAS. 102: 33 243 329.
  19. Bialek P., Kern B., Yang X., Schrock M., Sosic D., Hong N., Wu H., Yu K., Ornitz D. M., Olson E. N., Justice M. J., Karsenty G. 2004. A twist code determines the onset of osteoblast differentiation. Dev Cell. 6(3): 423135.
  20. P., Riminucci M., Gronthos S., Robey P. G. 2001. Bone marrow stromal stem cells: nature, biology, and potential applications. Stem Cells. 19: 180−192.
  21. M. M., Alimoghaddam K., Talebian F., Ghajfari S. H., Ghavamzadeh A., Nikbin B. 2006. Aging of mesenchymal stem cell in vitro. BMC Cell Biol. 7(14).
  22. S. P., Jaiswal N., Haynesworth S. E. 1997. Growth kinetics, self-renewal and the osteogenic potential of purified humanmesenchymal stem cells during extensive subcultivation following cryopreservation. J. Cell. Biochem. 64: 278−294.
  23. Burns J. S., Abdallah B. M., Guldberg P., Rygaard J., Schroder
  24. H. D., Kassem M. 2005. Tumorigenic heterogeneity in cancer stem cells evolved from long-term cultures of telomerase-immortalized human mesenchymal stem cells. Cancer Res. 65: 3126−3135.
  25. Campagnoli C., Roberts I., Kumar S., Bennett P. R., Bellantuono1., Fisk N. M. 2001. Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-trimester fetal blood, liver, and bone marrow. Blood. 98: 2396−2402.
  26. A. I. 1991. Mesenchymal stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 9: 641−650.
  27. Caplan A. L, Dennis J. E. 2006. Mesenchymal stem cells as tro-phicmediators. Journal of Cellular Biochemistry. 98: 1076−1084.
  28. Chagraoui J., Lepage-Noll A., Anjo A., Uzan G., Charbord P. 2003. Fetal liver stroma consists of cells in epithelial-to-mesenchymal transition. Blood. 101: 2973−2982.
  29. P., Oostendorp R., Pang W., Herault O., Noel F., Tsuji T., Dzierzakand E., Peault B. 2002. Comparative study of stromal cell lines derived from embryonic, fetal, and postnatal mouse blood-forming tissues. Exp. Hematology. 30: 1202−1210.
  30. S., Ichante J., Delorme B., Frouin V., Pietu G., Langonne A., Gallay N., Sensebe L., Martin M. T., Moore K. A., Charbord P. 2007. Molecular profile of mouse stromal mesenchymal stem cells. Physiol Genomics. 29: 128−138.
  31. Chen J., Li Y., Wang L., Zhang Z, Lu D., Lu M., Chopp M. 2001. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrowstromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32: 10 051 011.
  32. D., Zhao M., Mundy G. R. 2004. Bone morphogenetic protein. Growth Factors. 22: 233−241.
  33. Cheng S. L., Shao J. S., Charlton-Kachigian N., Loewy A. P., Towler D. A. 2003. Msx2 promotes osteogenesis and suppresses adipogenic differentiation of multipotent mesenchymal progenitors. J. Biol. Chem. 278: 45 969−45 977.
  34. Colter D. C, Class R., DiGirolamo C. M, Prockop D. J. 2000. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. PNAS. 97: 3213−3218.
  35. Darlington G. J., Ross S. E. MacDougald O. A. 1998. The role of C/EBP genes in adipocyte differentiation. J Biol Chem. 273: 30 057−30 060.
  36. Day T. F., Guo X., Garrett-Beal L., Yang Y. 2005. Wnt/beta-catenin signaling in mesenchymal progenitors controls osteoblast and chondrocyte differentiation during vertebrate skeletogenesis. Dev Cell. 8(5): 739−750.
  37. De Bari C., Dell’Accio F., Tylzanowski P., Layten F. P. 2001. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human synovial membrane. Arthritis Rheum. 44: 1928−1942.
  38. B., Chateauvieux S., Charbord P. 2006. The concept of mesenchymal stem cells. Regenerative Med. 1: 497−509.
  39. B., Charbord P. 2007. Culture and characterization of human bone marrow mesenchymal stem cells. In: Hauser H. and Fussenegger M., editors. Tissue engineering. 2nd ed. Totowa: Humana Press. P. 67−81.
  40. Dennis J. E, Merriam A., Awadallah A., Yoo J. U., Johnstone B., Caplan A. I. 1999. A quadripotential mesenchymal progenitor cellisolated from the marrow of an adult mouse. J Bone Miner Res. 14 (5):700−9.
  41. Dexter T. M., Spooncer E., Simmons P., Allen T. D. Long-term marrow culture: an pverview of techniques and experience. In: Long-term bone marrow culture / Eds. Wright D. G., Greenberger J. S. — New York: Alan R. Liss., 1984, p. 57−96.
  42. O’Donoghue K., Chan J., de la Fuente J., Kennea N. Sandison A., Anderson J. R., Roberts I. A., Fisk N. M. 2004. Microchimerism in female bone marrow and bone decades after fetal mesenchymal stem-cell trafficking in pregnancy. Lancet. 364: 179−182.
  43. O’Donoghue K., Chan J. 2006. Human fetal mesenchymal stem cells. Curr. Stem Cell Res. Ther. 1: 371−386.
  44. P. 2000. Cbfal: a molecular switch in osteoblast biology. Dev. Dyn. 19:461−471.
  45. P., Karsenty G. 1995. Two distinct osteoblast-specific cis-acting elements control expression of a mouse osteocalcin gene. Mol. Cell Biol. 15: 1858−1869.
  46. Durand C., Robin G, DzierzakE. 2006. Mesenchymal lineage potentials of aorta-gonad-mesonephros stromal clones. 91: 1172— 1179.
  47. E. 2001. Haemoglobin disorders. A dynamic system. Lancet. 358 (Suppl):S31.
  48. El-Jack A. K., Hamm J. K., Pilch P. F., Farmer S. R. 1999. Reconstitution of insulin-sensitive glucose transport in fibroblasts requires expression of both PPARgamma and C/EBPalpha. J Biol Chem. 274(12): 7946−7951.
  49. Erices A., Conget P., Mingue 11 J. J. 2000. Mesenchymal progenitor cells in human umbilical cord blood. Br. J. Haematol. 109: 235−242.
  50. L. 2003. Adipogenesis: a cross-talk between cell proliferation and cell differentiation. Annals Med. 35: 79−85.
  51. Fernandez M., Simon V., Herrera G., Cao C., Del Favero H., Minguell J. J. 1997. Detection of stromal cells in peripheral blood progenitor cell collections from breast cancer patients. Bone Marrow Transplant. 20(4): 265−271.
  52. T., Abildtrup L., Fogd K., Abdallah B. M., Kassem M., Ebbesen P., Zachar V. 2004. Induction of adipocyte-like pheno-type in human mesenchymal stem cells by hypoxia. Stem Cells. 22:1346−1355.
  53. S., Fiedler J., Brenner R. E. 2003. Identification, quantification and isolation of mesenchymal progenitor cells from os-teoarthritic synovium by fluorescence automated cell sorting. Osteoarthritis Cartilage. 11: 790−800.
  54. Friedenstein A. J., Piatetzky-Shapiro I. L, Petrakova K. V. 1966. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. J. Embryol. Exp. Morphol. 16:381−390.
  55. A. J., Petrakova K. V., Kurolesova A. I., Frolova G. P. 1968. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 6: 230 247.
  56. A. J., Chailakhyan R. K., Lalykina K. S. 1970. The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells. Cell Tissue Kinet. 3: 393−403.
  57. A. J., Gorskaja J. F., Kulagina N. N. 1976. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. Exp. Hematol. 4: 267—274.
  58. A. J., Chailakhyan R. K., Gerasimov U. V. 1987. Bone marrow osteogenic stem cells: in vitro cultivation and transplantation in diffusion chambers. Cell Tissue Kinet. 20(3): 263 272.
  59. O., Hamidouche Z., Chateauvieux S., Charbord P., Marie P. J. 2008. Distinct osteoblastic differentiation of murinefetal liver and bone marrow stroma-derived mesenchymal stem cells. J. Cell. Biochem. 104: 620−628.
  60. V., Kneissel M., Fournier B., Boyde A., Matthias P. 2002. High bone resorption in adult aging transgenic mice over-expressing cbfal/runx2 in cells of the osteoblastic lineage. Mol Cell Biol. 22 (17):6222−33.
  61. Gimble J. M., Robinson C. E" WuX., Kelly K. A. 1996. The function of adipocytes in the bone marrow stroma: an update. Bone. 19(5): 421−428.
  62. Gotherstrom C., Ringden O., Westgren M., Tammik C., Le Blanc K. 2003. Immunomodulatory effects of human foetal liver-derived mesenchymal stem cells. Bone Marrow Transplantation. 32: 265 272.
  63. Gotherstrom C., West A., Liden J., Uzunel M., Lahesmaa R., Le Blanc K. 2005. Difference in gene expression between human fetal liver and adult bone marrow mesenchymal stem cells. Haema-tologica. 90:1017−1026.
  64. P. A. 2001. The roles of PPARs in adipocyte differentiation. Progress in Lipid Research. 40: 269−281.
  65. Gregoire F. M, Smas C. M, Sid H. S. 1998. Understanding adipocyte differentiation. Physiological reviews. 78: 783−809.
  66. S., Graves S. E., Ohta S., Simmons P. J. 1994. The STRO-1+ fraction of adult human bone marrow contains the osteogenic precursors. Blood. 84: 4164^4173.
  67. Gronthos S., Zannettino A. C., Hay S. J., Shi S., Graves S. E., Kortesidis A., Simmons P. J. 2003. Molecular and cellular characterisation of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow. J. Cell Sci. 116: 1827−1835.
  68. H. P., Ishizuka T., Chid P. C., Lehrke M., Lazar M. A. 2005. Corepressors selectively control the transcriptional activity of PPARgamma in adipocytes. Genes Dev. 19: 453−461.
  69. P. V., Gotherstrom C., Chan J., Kurata H., Fisk N. M. 2007. Human first-trimester fetal MSC express pluripotency markers and grow faster and have longer telomeres than adult MSC. Stem Cells. 25: 646−654.
  70. Guillot P. V., De Bari C., Dell’Accio F., Kurata H., PolakJ., Fisk N. M. 2008. Comparative osteogenic transcription profiling of various fetal and adult mesenchymal stem cell sources. Differentiation. 76: 946−957.
  71. Guo J, Lin G. S., Bao C. Y, Hu Z. M., Hu M. Y 2007. Antiinflammation role for mesenchymal stem cell transplantation in myocardial infarction. Inflammation. 30: 97−104.
  72. Gupta N" Su X, Popov B., Lee J. W., Serikov V., Matthay M.A. 2007. Intrapulmonary delivery of bone marrow-derived mesenchymal stem cells improves survival and attenuates endotoxin-induced acute lung injury in mice. J Immunol. 179: 1855−1863.
  73. S. A., Maltman D. J., Przyborski S. A. 2008. Mesenchymal stem cells as mediators of neural differentiation. Curr. Stem Cell. Res. Ther. 3(1): 43−52.
  74. Harting M., Jimenez F., Pati S., Baumgartner J., Cox C. Jr. 2008. Immunophenotype characterization of rat mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 10: 243−253.
  75. D. N., Nilsson S. K. 2006. Osteopontin: a bridge between bone and blood. Br. J. Haematol. 134(5): 467−474.•87. Helledie T., Antonius M., Sorensen R. V., Hertzel A. V., Bernlohr
  76. D. A., Kolvraa S., Kristiansen K., Mandrup S. 2000. Lipid-binding proteins modulate ligand-dependent trans-activation byperoxisome proliferator-activated receptors and localize to the nucleus as well as the cytoplasm. J. Lipid Res. 41: 1740−1751.
  77. Hu H., Hilton M. J., Tu X., Yu K., Ornitz D. M., Long F. 2005. Sequential roles of Hedgehog and Wnt signaling in osteoblast development. Development. 132(1): 49−60.
  78. Hwang C. S., Mandrup S., MacDougald O. A., Geiman D. E., Lane M. D. 1996. Transcriptional activation of the mouse obese (ob) gene by CCAAT/enhancer binding protein alpha. PNAS. 93(2): 873−877.
  79. Ishii M., Han J., Yen H. Y., Sucov H. M., Chai Y., Maxson R. E. Jr. 2005. Combined deficiencies of Msxl and Msx2 cause impaired patterning and survival of the cranial neural crest. Development. 132: 4937−4950.
  80. E. H., Colter D. C., Schwarz E. J., Prockop D. J. 2001. Rat marrow stromal cells are more sensitive to plating density and expand more rapidly from single-cell-derived colonies than human marrow stromal cells. Stem cells. 19: 219−225.
  81. Y., Vaessen B., Lenvik T., Blackstad M., Reyes M., Verfaillie C. M. 2002. Multipotent progenitor cells can be isolated from postnatal murine bone marrow, muscle, and brain. Exp. Hematology. 30: 896−904.
  82. G., Wagner E. F. 2002. Reaching a genetic and molecular understanding of skeletal development. Developmental Cell. 2: 389−406.
  83. Kanatani N., Fujita T., Fukuyama R., Liu W., Yoshida C. A., Moriishi T., Yamana K., Miyazaki T., Toyosawa S., Komori T. 2006. Cbf beta regulates Runx2 function isoform-dependently in postnatal bone development. Dev Biol. 296(1): 48−61.
  84. Kassem M., Anker sen L., Eriksen E. F, Clark B. F, Rattan S. I. 1997. Demonstration of cellular aging and senescence in serially passaged long-term cultures of human trabecular osteoblasts. Osteoporosis Int. 7: 514−524.
  85. Keilhoff G., Goihl A., Langndse K., Fansa H" Wolf G. 2006. Transdifferentiation of mesenchymal stem cells into Schwann cell-like myelinating cells. Eur. J. Cell Biol. 85(1): 11−24.
  86. S., Eichler H., Stoeve J., Kluter H., Bieback K. 2006. Comparative analysis of mesenchymal stem cells from bone marrow, umbilical cord blood, or adipose tissue. Stem Cells. 24(5): 1294— 2301.
  87. E. E., Flier J. S. 2004. Adipose tissue as an endocrine organ. J Clin Endocrinol Metab. 89(6): 2548−2556.
  88. Kim I., Saunders T. L., Morrison S. J. 2007. Soxl7 dependence distinguishes the transcriptional regulation of fetal from adult hematopoietic stem cells. Cell. 130: 470183.
  89. Klees R. F., Salasznyk R. M., Kings ley K., Williams W. A., Boskey A., Plopper G. E. 2005. Laminin-5 induces osteogenic gene expression in human mesenchymal stem cells through an ERK-dependent pathway. Mol. Biol. Cell. 16(2): 881−890.
  90. Kobayashi H., Gao Y., Ueta C., Yamaguchi A., Komori T. 2000. Multilineage differentiation of Cbfal-deficient calvarial cells in vitro. Biochem Biophys Res Commun. 273: 630−636.
  91. T., Kronenberg H. 2005. Minireview: transcriptional regulation in development of bone. Endocrinology. 146: 10 121 017.
  92. Koerner J., Nesic D., Romero J. D., Brehm W., Mainil-Varlet P., Grogan S. P. 2006. Equine peripheral blood-derived progenitors in comparison to bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 24: 1613−1619.
  93. T. 2002. Runx2, a multifunctional transcription factor in skeletal development. J. Cell. Biochem. 87: 1−8.
  94. T. 2003. Requisite roles of Runx2 and Cbfb in skeletal development. Bone Miner. Metabolism. 21: 193−197.
  95. T. 2005. Regulation of skeletal development by the Runx family of transcription factors. J Cell Biochem. 95(3):445−453.
  96. T. 2006. Regulation of osteoblast differentiation by transcription factors. J. Cell. Biochem. 99: 1233−1239.
  97. S. A., Krebsbach P. H., Satomura K., Kerr J., Riminucci M., Benayahu D., Robey P. G. 1997. Single colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. J Bone Miner Res. 12: 1335−1347.
  98. S. A., Mankani M. H., Gronthos S., Satomura K., Bianco P., Robey P. G. 2001. Circulating skeletal stem cells. The Journal of Cell Biology. 153: 1133−1140.
  99. Lazarus H. M, Haynesworth S. E., Gerson S. L., Caplan A. I. 1997. Human bone marrow-derived mesenchymal (stromal) progenitor cells (MPCs) cannot be recovered from peripheral blood progenitor cell collections. J. Hematother. 6: 447−455.
  100. Lee M. H., Kwon T. G., Park H. S., Wozney J. M., Ryoo H. M. 2003. BMP-2-induced Osterix expression is mediated by Dlx5 butis independent of Runx2. Biochem. Biophysical Res. Com. 309: 689−694.
  101. Lee R. H" Kim B., Choi I., Kim H., Choi H.S., Suh K, Bae Y.C., Jung J.S. 2004. Characterization and expression analysis of mesenchymal stem cells from human bone marrow and adipose tissue. Cellular Physiology and Biochemistry. 14: 311−324.
  102. Le Blanc K. 2003. Immunomodulatory effects of fetal and adult mesenchymal stem cells. Cytotherapy. 5: 485489.
  103. Li an J. B., Javed A., Zaidi S. K, Lengner C., Montecino M., van Wijnen A. J., Stein J. L., Stein G. S. 2004. Regulatory controls for osteoblast growth and differentiation: role of Runx/Cbfa/AML factors. Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 14: 1—41.
  104. Liu L., DiGirolamo C. M., Navarro P. A., Blasco M. A., Keefe D. L. 2004. Telomerase deficiency impairs differentiation of mesenchymal stem cells. Exp Cell Res. 294(1): 1−8.
  105. Logan C. Y, Nusse R. 2004. The Wnt signaling pathway in development and disease. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 20: 781−810.
  106. MacDougald O. A., Hwang C. S., Fan H., Lane M. D. 1995. Regulated expression of the obese gene product (leptin) in white adipose tissue and 3T3-L1 adipocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 9034−9037.
  107. J. R., Stacey G. N. 2007. Changing medium and passaging cell lines. Nature protocols. 2: 2276−2284.
  108. S., Lane M. D. 1997. Regulating adipogenesis. J. Biol. Chem. 272: 5367−5370.
  109. L., Chagastelles P. C., Nardi N. B. 2006. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues. J. Cell Science. 119: 2204−2213.
  110. Meirelles L. S., NardiN. B. 2003. Murine marrow-derived mesenchymal stem cell: isolation, in vitro expansion and characterization. Brit. J. Haematol. 123: 702−711.
  111. Mendes S. C., Robin C., DzierzakE. 2005. Mesenchymal progenitor cells localize within hematopoietic sites throughout ontogeny. Development. 132: 1127−1136.
  112. Metcalf D., Moore M. A. S. Haemopoietic cells. Amsterdam, London: North-Holland, 1971, p. 550.
  113. K. A., Lemischka I. R. 2006. Stem cells and their niches. Science. 311(5769): 1880−1885.
  114. A., Cancedda R., Quarto R. 2000. Clonal mesenchymal progenitors from human bone marrow differentiate in vitro according to a hierarchical model. J. Cell Sci. 113: 1161−1166.
  115. Nathan S., Das De S., Thambyah A., Fen C., Goh J., Lee E. H. 2003. Cell-based therapy in the repair of osteochondral defects: a novel use for adipose tissue. Tissue Eng. 9: 733−44.
  116. Nakahara H., Bruder S. P., Haynesworth S. E., Holecek J. J, Ba-ber M. A, Goldberg V. M, Caplan A. I. 1990. Bone and cartilageformation in diffusion chambers by subcultured cells derived from the periosteum. Bone. 11: 181−188.
  117. Nakashima K., Zhou X., Kunkel G., Zhang Z., Deng J. M., Behringer R. R, Crombrugghe B. 2002. The novel zinc finger-containing transcription factor osterix is required for osteoblast differentiation and bone formation. Cell. 108: 17−29.
  118. Noort W. A., Kruger M., Wilpshaar J., Wiillemze R., Falkenburg J. H. F. 1999. A candidate mesenchymal stem cell from human fetal lung tissue. Blood. 94: 42a (abstact).
  119. M. E., Gimble J. M. 2000. Is there a therapeutic opportunity to either prevent or treat osteopenic disorders by inhibiting marrow adipogenesis? Bone. 27(2): 177−184.
  120. M. 1988. Marrow stromal stem cells. J. Cell Sci Suppl. 10: 63−76.
  121. M., Friedenstein A.J. 1988. Stromal stem cells: marrow-derived osteogenic precursors. Ciba Found Symp. 136: 42−60.
  122. Panepucci R. A., Siufi J. L., Silva W. A. Jr., Proto-Siquiera R., Neder L., Orellana M., Rocha V., Covas D. T., Zago M. A. 2004. Comparison of gene expression of umbilical cord vein and bone marrow-derived MSC. Stem Cells. 22: 1263−1278.
  123. C., Huff J. T., Yamamoto K. R. 2008. Glucocorticoid signaling defines a novel commitment state during adipogenesis in vitro. Mol Biol Cell. In print.
  124. Petersen B. E., Bowen W. C., Patrene K. D., Mars W. M., Sullivan A. K., Murase N., Boggs S. S., Greenberger J. S., GoffJ. P. 1999. Bone marrow as a potential source of hepatic oval cells. Science. 284: 1168−1170.
  125. D. G., Kopen G., Righter W., Webster S., Tremain N., Prockop D. J. 1999. Donor variation in the growth properties and osteogenic potential of human marrow stromal cells. J. Cell Bio-chem. 75: 424136.
  126. Phinney D. G, Isakova I. 2005. Plasticity and therapeutic potential of mesenchymal stem cells in the nervous system. Curr Pharm Design. 11: 1255−1265.
  127. D. G. 2007. Biochemical heterogeneity of mesenchymal stem cell populations. Cell Cycle. 6: 2884−2889.
  128. D. G., Prockop D. J. 2007. Concise review: Mesenchymal stem/multipotent stromal cells: the state of transdifferentiation and modes of tissue repair current views. Stem Cells. 25: 2896−2902.
  129. M. F., Mackay A. M., Beck S. C., Jaiswal R. K., Douglas R., Mosca J. D., Moorman M. A., Simonetti D. W., Craig S., Marshak D.R. 1999. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 284: 143−147.
  130. Pittenger M. F., Marshak D. R. Mesenchymal stem cells of human adult bone marrow. In: Stem cell biology. — Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001, pp. 349−373.
  131. M. F. 2008. Mesenchymal stem cells from adult bone marrow. Methods Mol Biol. 449: 2714.
  132. Prockop D.J., Sekiya /., Colter D.C. 2001. Isolation and characterization of rapidly self renewing stem cells from cultures of human marrow stromal cells. Cytotherapy. 3: 393−396.
  133. Quirici N., Soligo D., Bossolasco P., Servida F., Lumini C., Delil-iers G. L. 2002. Isolation of bone marrow mesenchymal stem cells by anti-nerve growth factor receptor antibodies. Exp Hema-tol. 30:783−791.
  134. Rasmusson I., Ringden O., Sundberg B., Le Blanc K. 2005. Mesenchymal stem cells inhibit lymphocyte proliferation by mitogensand alloantigens by different mechanisms. Exp Cell Res. 305: 3341.
  135. RichardD. J., Kassem M., Hefferan T. E., Sarkar G., Spelsberg T. C., Riggs B. L. 1996. Isolation and characterization of osteoblast precursor cells from human bone marrow. J Bone Miner Res. 11: 312−324.
  136. Robledo R.F., Rajan L., Li X., Lufkin T. 2002. The Dlx5 and Dlx6 homeobox genes are essential for craniofacial, axial and appendicular skeletal development. Genes Dev. 16: 1089−1101.
  137. G. Y., Delorme B., Lopez A., Herault O., Bonnet P., Charbord P., Eder V., Domenech J. 2006. Multipotential mesenchymal stem cells are mobilized into peripheral blood by hypoxia. Stem Cells. 24(10): 2202−2208.
  138. Rodda S. J., McMahon A. P. 2006. Distinct roles for Hedgehog and canonical Wnt signaling in specification, differentiation and maintenance of osteoblast progenitors. Development. 133: 32 313 244.
  139. , E. D., Walkey C. J., Puigserver P., Spiegelman B. M. 2000. Transcriptional regulation of adipogenesis. Genes Dev. 14: 1293−1307.
  140. Rosen E. D., Hsu C. H., Wang X., Sakai S., Freeman M. W., Gonzalez F. J., Spiegelman B. M. 2002. C/EBPalpha induces adipogenesis through PPARgamma: a unified pathway. Genes Dev. 16(1): 22−26.
  141. Ross M. H., Kaye G. I., Pawlina W. Adipose tissue. In: Histology / Ed. Scogna K. H. — Philadelphia et al.: Lippincott Williams & Wilkins, 2003, p. 156−162.
  142. Ross S. E., Hemati N., Longo K. A., Bennett C. N., Lucas P. C., Erickson R. L., MacDougald O. A. 2000. Inhibition of adipogene-sis by Wnt signaling. Science. 289(5481): 950−953.
  143. Salasznyk R. M., Williams W. A., Bos key A., Bat or sky A., Plopper G. E. 2004. Adhesion to vitronectin and collagen I promotes osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. J. Biomed. Biotechnol. 2004(1): 24−34.
  144. Satomura K., Krebsbach P., Bianco P., Gehron, Robey P. 2000. Osteogenic imprinting upstream of marrow stromal cell diffrentia-tion. J. Cell Biochem. 78: 391103.
  145. A., Ladage D., Steingen C., Brixius K., Schinkothe T., Klinz F.J., Schwinger R.H., Mehlhorn U., Bloch W. 2006. Mesenchymal stem cells transmigrate over the endothelial barrier. European Journal of Cellular Biology. 85: 1179−1188.
  146. R. 1978. The relationship between the spleen colony-forming cell and the haemopoietic stem cell. Blood Cells. 4: 7−25.
  147. Sharpless N. E, DePinho R. A. 2007. How stem cells age and why this makes us grow old. Nat Rev Mol Cell Biol. 8: 703−713.
  148. Silva W. A. Jr., Covas D. T., Panepucci R. A., Proto-Siqueira R., Siufi J. L., Zanette D. L., Santos A. R., Zago M. A. 2003. The profile of gene expression of human marrow mesenchymal stem cells. Stem Cells. 21: 661−669.
  149. B. M. 1998. PPAR-y: adipogenic regulator and thia-zolidinedione receptor. Diabetes. 47: 507−514.
  150. Sodek J., Ganss B., McKee M. D. 2000. Osteopontin. Crit. Rev. Oral. Biol. Med. 11: 279−303.
  151. J. L., Gregory C. A., Singh H., Tucker H. A., Piester A., Lynch P. J., Smith J., Prockop D. J. 2004. Internalized antigens must be removed to prepare hypo-immunogenic mesenchymal stem cells for cell and gene therapy. Molec. Ther. 9: 747- 756.
  152. G. S., Lian J. B. 1993. Molecular mechanisms mediating proliferation/differentiation interrelationships during progressive development of the osteoblast phenotype. Endocrine Reviews. 14: 424−442.
  153. K., Justesen J., Clausen C., Kassem M. 2003. Aging is associated with decreased maximal life span and accelerate senescence of bone marrow stromal cells. Bone. 33: 919−926.
  154. Stevens A., Lowe J. S. Musculoskeletal system. In: Histology. -St. Louis et al.: Mosby, 1993, pp. 226−248.
  155. Q. Q., Otto T. C., Lane M. D. 2003. Mitotic clonal expansion: a synchronous process required for adipogenesis. Proc Natl Acad Sci USA. 100(1): 4419.
  156. M. 1974. Differential response of bone marrow and ex-tramelullary adipose cells to starvation. Experientia. 30: 42425.
  157. M. 1978. Cytochemistry of marrow and extramedullar adipocytes in monolayer cultures. Scand. J. Haematol. 20(4): 330−334.
  158. Terada N., Hamazaki T., Oka M., Hoki M., Mastalerz D. M, Na-kano Y, Meyer E. M., Morel L., Petersen B. E" Scott E. W. 2002. Bone marrow cells adopt the phenotype of other cells by spontaneous cell fusion-. Nature. 416(6880): 542−545.
  159. Tontonoz P., Hu E., Spiegelman B. M. 1995. Regulation of adipocyte gene expression and differentiation by peroxisome proliferator activated receptor gamma. Curr Opin Genet Dev. 5(5): 571— 576.
  160. P., Noel D., Platet N., Legrand P., Benabid A. L., Berger F. 2004. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from adult mouse bone marrow. Exp. Cell. Res. 295: 395−406.
  161. Van Den Heuvel R., Versele S., Schoeters G., Vanderborght O. 1987. Stromal stem cells (CFU-f) in yolk sac, liver, spleen and bone marrow of pre- and postnatal mice. Br. J. Haematology. 66: 15−20.
  162. Wagner W., Ho A. D. 2007. Mesenchymal stem cell preparations comparing apples and oranges. Stem Cell Rev. 3: 239−248.
  163. R., Tontonoz P. 2002. PPARadigms and PPARadoxes: expanding roles for PPARg in the control of lipid metabolism. 43: 177−186.
  164. Wang I. N" Lu H. H. 2006. Role of cell-cell interactions on the regeneration of soft tissue-to-bone interface. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 1: 783−786.
  165. Wang H. S" Hang S. C., Peng S. T., Huang C. C., Wei H. M., Guo Y. J., FuY. S., Lai M. C., Chen C.C. 2004. Mesenchymal stem cells in the Wharton’s jelly of the human umbilical cord. Stem Cells. 22: 1330−1337.
  166. Wexler S. A. Donaldson C., Denning-Kendall P., Rice C., Brand-ley B., Hows J. M. 2003. Adult bone marrow is a rich source ofhuman mesenchymal «stem» cells but umbilical cord and mobilized adult blood are not. Br. J. Haemotol. 121: 368−374.
  167. WolfN. S., Bertoncello I., Jiang D" Priestley G. 1995. Developmental hematopoiesis from prenatal to young-adult life in the mouse model. Exp. Hematol. 23: 142−146.
  168. Woodbury D" Schwarz E. J., Prockop D. J., Black 1. B. 2000. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J. Neurosci. Res. 61: 364−370.
  169. Wright W. E, Shay J. W. 2002. Historical claims and current interpretations of replicative aging. Nat Biotechnol. 20: 682−688.
  170. N., Cappellen D., Rohner D., Susa M. 2004. Coordinated activation of Notch, Wnt, and Transforming growth factor-p Signaling Pathways in Bone Morphogenic Protein 2-induced osteogenesis. J. Biol. Chem. 279: 37 704−37 715.
  171. Zhang H., Miao Z, He Z., Yang V., Wang Y., Feng M. 2005. The existence of epithelial-to-mesenchymal cells with the ability to support hematopoiesis in human fetal liver. Cell. Biol. Int. 29: 213−219.
  172. S., Voss M., Kaiser S., Kapp U., Waller C. F., Martens U. M. 2003. Lack of telomerase activity in human mesenchymal stem cells. Leukemia. 17: 1146−1149.
  173. Zuk P. A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J. W., Katz A. J., Benhaim P., Lorenz H. P., HedrickM. H. 2001. Multilineage cells from human adipose tissue: Implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7: 211−228.
  174. Zuk P. A., Zhu M., Ashjian P., De Ugarte D. A., Huang J. I., Mizuno H., Alfonso Z. C., Fraser J. K, Benhaim P., Hedrick, M. H. 2002. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13: 4279^1295.
  175. A., Komori T., Suda T. 2000. Regulation of osteoblast differentiation mediated by bone morphogenetic proteins, hedgehogs, and Cbfal. Endocr Rev. 21(4):393−411.
  176. Ye Z. Q., Burkholder J. K., Qiu P., Schultz J. C., Shahidi N. T., Yang, N. S. 1994. Establishment of an adherent cell feeder layer from human umbilical cord blood for support of long-term hematopoietic progenitor cell growth. PNAS. 91: 12 140−12 144.
  177. Yin T., Li L. 2006. The stem cell niches in bone. J. Clin. Invest. 116(5): 1195−1201.
  178. Q. L., Nichols J., Evans E. P., Smith A. G. 2002. Changing potency by spontaneous fusion. Nature. 416(6880): 545−548.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!