Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Характеристика системы рестрикции-модификации IV типа BspLU11III из штамма Bacillus species LU11

Диссертация: Характеристика системы рестрикции-модификации IV типа BspLU11III из штамма Bacillus species LU11
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Впервые явление ограничения (рестрикции) размножения бактериофагов в бактериях было описано в начале 50-х годов исследователями Luria и Bertani. Было замечено, что при пересеве бактериофага X с одного штамма E. coli на другой происходит резкое снижение эффективности инфекции. Но уже после первого цикла размножения бактериофаг восстанавливает свою исходную способность инфицировать. Подобный эффект… Читать ещё >

Характеристика системы рестрикции-модификации IV типа BspLU11III из штамма Bacillus species LU11 (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. Введение
  • 2. Обзор литературы
    • 2. 1. Классификация систем рестрикдаи-модификации прокариот
      • 2. 1. 1. Системы рестрикщш-модификации 1-го типа
      • 2. 1. 2. Системы рестрикции-модификации П-го типа
      • 2. 1. 3. Системы рестрикции-модификации ПЗ-го типа
      • 2. 1. 4. Системы рестрикции-модификации IV-ro типа
      • 2. 1. 5. Эндонуклеазы, кодируемые нитронами (хоуминг-эндонуклеазы)
    • 2. 2. Молекулярная организация сайт-специфических эндонуклеаз и метилтрансфераз
      • 2. 2. 1. Структурная организация сайт-специфических эндонуклеаз
      • 2. 2. 2. Взаимодействие сайт-специфических эндонуклеаз с ДНК
      • 2. 2. 3. Молекулярная организация сайт-специфических ДНК метилтрансфераз
      • 2. 2. 4. Мульшспецифичные ДНК метилтрансферазы
    • 2. 3. Регуляция экспрессии и организация генов сайт-специфических эндонуклеаз и метилтрансфераз
    • 2. 4. Биологическое значение ферментов рестрикции-модификации
  • 3. Экспериментальная часть
    • 3. 1. Материалы
    • 3. 2. Методы
      • 3. 2. 1. Создание рекомбинантных молекул ДНК и манипуляции с ДНК
      • 3. 2. 2. Определение природы метилируемого основания методом тонкослойной хроматографии на пластинках с целлюлозой
      • 3. 2. 3. Получение компетентных клеток E. col
      • 3. 2. 4. Получение компетентных клеток Bacillus subtilis
      • 3. 2. 5. Трансформация компетентных клеток Е. col
      • 3. 2. 6. Трансформация компетентных клеток Bacillus subtilis
      • 3. 2. 7. Выделение плазмидной ДНК из E. col
      • 3. 2. 8. Выделение хромосомной ДНК из штамма Bacillus species LU
      • 3. 2. 9. ПЦР амплификация ДНК
      • 3. 2. 10. Скрининг рекомбинантных клонов при помощи ПЦР с колоний
      • 3. 2. 11. Определение положения остатков С5-шС с помощью обработки ДНК бисульфитом натрия
      • 3. 2. 12. Клонирование фрагмента С5-тС специфичной метилтрансферазы из Bacillus species LU
      • 3. 2. 13. Саузерн блот гибридизация фрагментов хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU11 с клонированным фрагментом С5-шС специфичной метилтрансферазы
      • 3. 2. 14. Создание библиотеки генов штамма Bacillus species LU
      • 3. 2. 15. Скрининг геномных библиотек
      • 3. 2. 16. Обратный ПЦР
      • 3. 2. 17. Субклонирование и определение нуклеотидных последовательностей клонированных фрагментов хромосомной
  • ДНК штамма Bacillus species LU
    • 3. 2. 18. Анализ нуклеотидных и предсказанных аминокислотных последовательностей
    • 3. 2. 19. Тест на активность метилтрансфераз M. BspUJl 1Ша, M. As/?LUl 1111b и на активность эндонуклеазы НИ
    • 3. 2. 20. Экспрессия рекомбинантных бежов и их очистка
    • 3. 2. 21. Определение специфичностей рекомбинантных метилтрансфераз
  • МJfepLUl 1Ша, MSspLUl1111b
    • 3. 2. 22. Определение специфичности рекомбинантной эндонуклеазы
  • R. #^LUlim
  • 4. Результаты
    • 4. 1. Исследование функциональных особенностей метилтрансферазы М.&рШ11Ш
    • 4. 2. Клонирование генов системы рестрикции-модификации 5луЛЛЛ11И
      • 4. 2. 1. Амплификация и клонирование фрагмента гена С5-тС специфичной метилтрансферазы из Bacillus species LU
      • 4. 2. 2. Клонирование Clal фрагмента хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU11 размером 5200 п. о
      • 4. 2. 3. Определение и анализ нуклеотидной последовательности клонированного Clal фрагмента хромосомной ДНК
      • 4. 2. 4. Клонирование областей, фланкирующих клонированный Clal фрагмент хромосомной ДНК. «Обратный ПЦР»
      • 4. 2. 5. Определение и анализ нуклеотидной последовательности продукта «обратного ПЦР»
      • 4. 2. 6. Клонирование фрагмента геномной ДНК штамма Bacillus species LU11 содержащего ORF
      • 4. 2. 7. Определение и анализ нуклеотидной последовательности клона 141 из библиотеки случайных фрагментов хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU
      • 4. 2. 8. Анализ последовательности суммарного клонированного фрагмента хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU
    • 4. 3. Экспрессия рекомбинантных белков в E. coli и в Bacillus subtilis
      • 4. 3. 1. Создание генетической конструкции для экспрессии рекомбинантного белка, кодируемого ORF
      • 4. 3. 2. Экспрессия и очистка рекомбинантного белка, кодируемого ORF
      • 4. 3. 3. Создание генетической конструкции для экспрессии рекомбинантного белка, кодируемого ORF
      • 4. 3. 4. Экспрессия и очистка рекомбинантного бежа, кодируемого ORF
      • 4. 3. 5. Создание генетических конструкций для экспрессии рекомбинантного белка, кодируемого ORF
      • 4. 3. 6. Экспрессия и очистка рекомбинантного белка, кодируемого ORF
    • 4. 4. Изучение функциональных особенностей рекомбинантных ферментов
      • 4. 4. 1. Изучение функциональных особенностей рекомбинантных метилтрансфераз
      • 4. 4. 2. Изучение функциональных особенностей рекомбинантной эндонуклеазы
  • 5. Обсуждение результатов
    • 5. 1. Ферментативные свойства метилтрансферазы M. BsplXJl 1III
    • 5. 2. Клонирование генов ферментов системы рестрхшдци-модификации BspLXJ 111П
    • 5. 3. Первичная структура и функциональные особенности метилтрансферазы M. AvpLUlima
    • 5. 4. Первичная структура и функциональные особенности метилтрансферазы М.%?Ш11Ш
    • 5. 5. Первичная структура и функциональные особенности эндонуклеазы R.5s/?LU11HI
    • 5. 6. Организация генов ферментов системы рестрикции-модификации 2? spLUllIIL
    • 5. 7. Особенности системы рестрикции-модификации BspLJ\ll
  • 6. ВЫВОДЫ

Системы рестрикции-модификации (Р-М) прокариот представляют собой комплекс ферментов, позволяющих клетке отличать чужеродную ДНК от собственной и инактивировать ее расщеплением. Система Р-М состоит го сайт-специфической эндонуклеазы и сайт-специфической метилтрансферазы, узнающих одну и ту же последовательность ДНК. Как правило, один фермент обладает лишь одной активностью, но в некоторых случаях обе активности совмещены в одном ферменте. ДНК метилтрансферазы защищают ДНК клетки метилированием в строго определенных участках (сайтах) от гидролиза соответствующей эндонуклеазой, узнающей тот же участок ДНК. При введении в клетку немодифицированной ДНК, например ДНК фага, сайт-специфические эндонуклеазы при наличии в этой ДНК своих сайтов узнавания расщепляют ее в узнаваемой последовательности или на некотором расстоянии от нее.

Открытие в конце 60-х годов сайт-специфических эндонуклеаз оказало значительное влияние на исследование нуклеиновых кислот и дало мощный толчок развитию генной инженерии. Прогресс современной молекулярной биологии во многом связан с открытием ферментов рестрикции и их практическое значение неоценимо. Кроме того, сайт-специфические эндонуклеазы и метилтрансферазы представляют собой интересный объект для изучения специфического ДНК-белкового взаимодействия, что связано с высокой специфичностью взаимодействия этих ферментов с молекулами ДНК. Одним из этапов проведения исследований в этом направлении является сбор и накопление данных о первичной структуре ферментов, их пространственной организации как в свободном состоянии, так и в комплексе с ДНК.

Ключевым моментом проведения подобных исследований является клонирование генов ферментов систем Р-М и определение их нуклеотидных последовательностей.

В настоящее время выделяют четыре основных типа систем Р-М. Сейчас известно более 250 прототипов эндонуклеаз по узнаваемой последовательности и для многих прототипов известно по нескольку изомеров и изошизомеров. Установлена первичная структура нескольких сотен сайт-специфических эндонуклеаз и метилтрансфераз, большинство из которых принадлежит второму, наиболее изученному и многочисленному типу. Ферменты этого типа представляют наибольший интерес для генетической инженерии, поскольку являются одним из основных инструментов при манипуляциях с молекулами ДНК. Наименее изученными являются системы Р-М четвёртого типа. Всего известно по крайней мере шесть систем Р-М четвёртого типа, из которых только три клонированы и для которых определена первичная структура ферментов.

Интерес представляет также эволюционный аспект в возникновении, развитии и распространении систем Р-М в царстве прокариот. Ферменты четвертого типа рассматриваются как промежуточное звено в возникновении систем подтипа Ш и изучение систем четвёртого типа позволяет проследить эволюционный ход развития различных типов систем Р-М и пути их возникновения. Анализ последовательностей ДНК, фланкирующих гены ферментов Р-М, так же может пролить свет на понимание путей распространения систем Р-М внутри царства бактерий. Часто гены эндонуклеаз и метилтрансфераз являются частью транспозонов, что говорит о повышенной мобильности этих генов.

Ранее в нашей лаборатории из термофильного штамма Bacillus species LU11 были выделены два фермента: R. Asy?LUl 1III и M. ZfapLUl 1Ш [1, 2]. Было установлено, что оба фермента узнают непалиндромную последовательность 5'-GGGAC-3'/3'.

CCCTG-5'. Эндонуклеаза R. ZfapLUl11П расщепляет ДНК по 5−3' цепи в двух точках на расстоянии 10 и 11 нуклеотидов, а по 3−5' цепи в точках на расстоянии 14 и 15 нуклеотидов. Было обнаружено, что кроме эндонуклеазной активности R. IfapLUl 1Ш обладает и аденин-специфичной метилтрансферазной активностью, то есть метилирует единственный остаток аденина в сайге узнавания в одной цепи. Было так же установлено, что M. AypLUl 1Ш является цитозин-специфичной метилтрансферазой. На основании полученных данных было предложено отнести систему Р-М BsplXlWHl к четвертому типу систем Р-М.

Целью настоящего исследования является клонирование, определение нуклеотидной последовательности, экспрессия генов и изучение функциональных особенностей ферментов системы Р-М четвёртого типа Z?, s-pLUl 1П1 из термофильного пггамма Bacillus species LU11. Для достижения поставленной цели были поставлены и выполнены следующие задачи:

1. Исследование функциональных особенностей сайт-специфической ДНК метилтрансферазы M. BspUJ 1П1.

2. Создание библиотеки генов штамма Bacillus species LU11.

3. Клонирование фрагмента хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU11, несущего гены ферментов системы Р-М четвёртого типа Ау/ЛДЛНП, а так же прилегающих к этому локусу областей хромосомной ДНК.

4. Определение и анализ нуклеотидаых последовательностей клонированных фрагментов хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU11.

5. Анализ аминокислотных последовательностей белков, кодируемых открытыми рамками чтения, найденными в клонированных фрагментах.

6. Экспрессия генов метилтрансфераз и эндонуклеаз в E. coli и в Bacillus subtilis.

7. Очистка и исследование функциональных особенностей рекомбинантных белков.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Впервые явление ограничения (рестрикции) размножения бактериофагов в бактериях было описано в начале 50-х годов исследователями Luria и Bertani [3, 4]. Было замечено, что при пересеве бактериофага X с одного штамма E. coli на другой происходит резкое снижение эффективности инфекции. Но уже после первого цикла размножения бактериофаг восстанавливает свою исходную способность инфицировать. Подобный эффект был позже (в 1961 году Дрекслером) обнаружен и при размножении фага Т1 в бактерии Shigella dysenteriae [5], после этого в научных журналах были опубликованы серии статей, описывающих данный феномен в различных штаммах бактерий. В 1962 году Арбером с сотр. была предложена модель, согласно которой ограничение осуществляется эндонуклеазами, которые расщепляют молекулы ДНК, не защищенные специфической модификацией [6]. Первые публикации, описывающие выделение и характеристику ферментов, обуславливающих ограничение размножения бактериофагов, появились в 1968 году. В этих публикациях было описано выделение ферментов первого типа из Haemophilus influenzae [7] и E. coli [8]. В 1970 году. Смит (Smith) с соавторами из Haemophilus influenzae выделили фермент второго типа, названный эндонуклеазой R, способный деградировать чужеродную ДНК расщеплением в строго определенных точках [9]. Этот момент явился поворотным как в изучении систем Р-М, так и в развитии молекулярной биологии в целом. Спустя несколько лет ферменты рестрикции нашли свое применение при создании рекомбинантных молекул ДНК [10−12] и подобное применение этих ферментов явилось в дальнейшем основной движущей силой развития такой науки, как генетическая инженерия. Сайт-специфические эндонуклеазы П-го типа сейчас являются одним из самых главных инструментов при манипуляциях с молекулами ДНК.

Практическое применение этих ферментов не ограничивается только их применением в генетической инженерии. Уже традиционными стали такие методы, как физическое картирование молекул ДНК [13], RFLP — анализ (Restriction Fragments Length Polymorphism) [14], определение степени метилирования различных участков генома эукариот при помощи эндонуклеаз, чувствительных к метилированию остатков цитозина в 5'-CpG-3' сайтах [15]. Удобным оказалось применение эндонуклеаз подтипа IIS для изучения констант связывания ДНК-связывающих белков со специфичными сайтами. Этот метод основан на характерной особенности эндонуклеаз подтипа IIS: сайт узнавания и точка расщепления на молекуле ДНК разделены промежутком от 5 до 20 нуклеотидов (специфично для каждого фермента), при этом сайт связывания исследуемого белка должен располагаться в этом промежутке [16]. Совместное введение сайт специфических эндонуклеаз и различных генно-инженерных конструкций при трансформации различных линий клеток эукариот в 5 — 10 раз увеличивает вероятность случайной интеграции чужеродной ДНК в геном клеток, при этом пропорционально уменьшается вероятность встраивания за счет гомологичной рекомбинации [17]. Была показана также потенциальная возможность применения эндонуклеаз подтипа IIS для создания &bdquo-биокомпьютеров" [18]. Кроме своей чисто практической значимости ферменты Р-М могут оказать значительное влияние на понимание некоторых фундаментальных аспектов современной молекулярной биологии. Поскольку эти ферменты способны узнавать строго определенные последовательности ДНК, то одним из таких аспектов является вопрос о сайт-специфическом взаимодействии бежов и ДНК.

Исследования показали, что &bdquo-рекордсменами" по содержанию различных систем Р-М являются патогенные штаммы Neisseria, Helicobacter, Salmonella и другие, причем патогенность отдельных штаммов напрямую кореллирует с количеством систем Р-М, содержащихся в штамме [19−21]. Особый интерес представляют сайт-специфические ДНК метилтрансферазы и влияние метилирования ДНК на различные процессы в клетках прои эукариот.

6. выводы.

1. Определена специфичность метилирования метилтрансферазы MJfapLUl 1 III из штамма Bacillus species LU11. Показано, что метилтрансфераза узнаёт несимметричную пентануклеотидную последовательность ДНК 5'-GTCCC-3'/3'-CAGGG-5' и метилирует внутренний остаток цитозина (подчеркнут), при этом единственный остаток цитозина в комплементарной цепи метилированию не подвергается.

2. Клонирован и определена нуклеотидная последовательность фрагмента хромосомной ДНК штамма Bacillus species LU11 размером 15 тыс.п.о. В клонированном фрагменте найдены гены двух метилтрансфераз — аденин-специфичной M. Av/ЯДЛ ПИа и цитозин-специфичной M. BsplXW 1ШЬ, и ген эндонуклеазы R-fispLUllIII.

3. Показано, что обе метилтрансферазы и эндонуклеаза узнают одну и ту же последовательность ДНК 5'-GTCCC-3'/3'-CAGGG-5'. Фермент М.?л/?Ш11ШЬ полностью аналогичен раннее выделенной из штамма Bacillus species LU11 метилтрансферазе MJfapLUllIIIM. BspW) 11 Ша метилирует единственный остаток аденина в сайте узнавания, этот же остаток аденина метилируется эндонуклеазой RJJspLUl 1 III за счет присущей ей метилтрансферазной активности. Все три фермента принадлежат системе Р-М четвертого типа BspUJ11 III.

4. Наличие генов транспозаз, окружающих гены системы Р-М ZfapLUllIII, говорит о том, что она является частью транспозона.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Chernov, А.V., et al., BspLUllIII, a bifunctional restriction and modification enzyme from a thermohilic strain Bacillus species LUll. Nucleic Acids Res., 1995. 23: p. 1213−1214.
  2. Chernov, A.V., et al., A new site-specific endonuclease-methylase from the thermophilic strain of Bacillus species LUll. Biokhimiia, 1994. 59: p. 1714−1729.
  3. Luria, S.E. and Human, M.L., A nonhereditary, host-induced variation of bacteria viruses. J. Bacterid., 1952. 64: p. 557.
  4. Bertani, G. and Weigle, J. J., Host controlled variation in bacterial viruses. J. Bacterid., 1953. 65: p. 113.
  5. Drexler, H. and Christensen, J.R., Genetic crosses between restricted and unrestricted phage T1 in lysogenic and nonlysogenic hosts. Virology, 1961. 13: p. 31−39.
  6. Arber, W. and Dussoix, D., J. Mol. Biol., 1962. 5: p. 18.
  7. Linn, S. and Arber, W., A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. Proc Natl Acad Sci USA, 1968. 59(4): p. 13 006.
  8. Meselson, M. and Yuan, R., DNA restriction enzyme from E. coli. Nature, 1968. 217(134): p. 1110−4.
  9. Smith, H.O. and Wilcox, K.W., A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. J. Mol. Biol., 1970. 51: p. 379−391.
  10. Smith, H.O., Restriction endonucleases as enzymatic tools for DNA analysis and genetic manipulation. PAABS Revista, 1976. 5: p. 313−319.
  11. Rougeon, F., Kourilsky, P., and Mach, В., Insertion of a rabbit beta-globin gene sequence into an E. coliplasmid. Nucleic Acids Res, 1975. 2(12): p. 2365−78.
  12. Alikhanian, S.I., et al., Preparation of functioning recombinant (hybrid) DNA molecules in vitro (genetic engineering experiments). Genetika, 1975. 11(11): p. 3445.
  13. Smith, H.O. and Birnstiel, M.L., A simple method for DNA restriction site mapping. Nucleic Acids Res., 1976. 9: p. 2387−2399.
  14. Kiko, H., Niggemann, E., and Ruger, W., Physical mapping of the restriction fragments obtained from bacteriophage T4 dC-DNA with the restriction endonucleases Smal, Kpnl and Вgill. Mol Gen Genet, 1979. 172(3): p. 303−12.
  15. Singer, J., et al., Methylation ofDNA in mouse early embryos, teratocarcinoma cells and adult tissues of mouse and rabbit. Nucleic Acids Res, 1979. 7(8): p. 2369−85.
  16. Ward, В., Type IIS restriction enzyme footprint I. Measurement of a triple helix dissociation constant with Eco57I at 25oC. Nucleic Acids Res., 1996. 24: p. 24 352 440.
  17. Manivasakam, P., et al., Restriction enzymes increase efficiencies of illegitimate DNA integration but decrease homologous integration in mammalian cells. Nucleic Acids Res, 2001. 29(23): p. 4826−33.
  18. Benenson, Y., et al., Programmable and autonomous computing machine made of biomolecules. Nature, 2001. 414(6862): p. 430−4.
  19. Bart, A., et al., NmeSI restriction-modification system identified by representational difference analysis of a hypervirulent Neisseria meningitidis strain. Infect. Immun., 2001. 69: p. 1816−1820.
  20. Isokpehi, R.D. and Coker, A.O., In silico evidence for horizontal gene transfer of type II restriction-modification genes in Helicobacter pylori. Biochem. Soc. Trans., 2000. 28: p. A185.
  21. McClelland, M.e.a., Complete genome sequence of Salmonella enterica serovar typhimurium LT2. Nature, 2001. 413: p. 852−856.
  22. Kessler, C. and Manta, V., Specificity of restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases a review (Edition 3). Gene, 1990. 92: p. 1−248.
  23. Wilson, G.G. and Murray, N.E., Restriction and Modification Systems. Annu. Rev. Genet., 1991. 25: p. 585−627.
  24. Janulaitis, A., et al., Purification and properties of the EcoSlI restriction endonuclease and methylase-prototypes of a new class (type IV). Nucleic Acids Res., 1992. 20: p. 6043−6049.
  25. Janulaitis, A., et al., Cloning and sequence analysis of the genes coding for Eco57I type IVrestriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res., 1992. 20: p. 6051−6056.
  26. Lee, N., et al., Cloning and mapping of the hsdR genes of KpnAI and KpnBI restriction-modification systems of Klebsiella pneumoniae. Abstr. Gen. Meet. Am. Soc. Microbiol., 1993. 93: p. 199.
  27. Piekarowicz, A., et al., Analysis of type I restriction modification systems in the Neisseriaceae: Genetic organization and properties of the gene products. Mol. Microbiol., 2001. 41: p. 1199−1210.
  28. Schouler, С., et al., Combinational variation of restriction modification specificities in Lactococcus lactis. Mol. Microbiol., 1998. 28: p. 169−178.
  29. Dybvig, K. and Yu, H., Regulation of a restriction and modification system via DNA inversion in Mycoplasma pulmonis. Mol. Microbiol., 1994. 12: p. 547−560.
  30. Xu, G., et al., BsuCI, a type-I restriction-modification system in Bacillus subtilis. Gene, 1995. 157: p. 59.
  31. Titheradge, A.J., et al., Families of restriction enzymes: an analysis prompted by molecular and genetic data for type ID restriction and modification systems. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 4195−4205.
  32. Murray, N.E., Type I restriction systems: sophisticated molecular machines. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2000. 64: p. 412−434.
  33. Winter, M., Investigation of de novo methylation activity in mutants of the EcoKI methyltransferase., in Ph.D. Thesis, University of Edinburgh, Edinburgh, Scotland. 1997: Edinburgh, p. 1−216.
  34. Davies, G.P., et al., On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. J. Mol. Biol., 1999. 290: p. 565−579.
  35. Dryden, D.T.F., Bacterial DNA methyltransf erases., in S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structures and Functions., X. Cheng and R.M. Blumenthal, Editors. 1999, World Scientific Publishing: Singapore, p. 283−340.
  36. Suri, B. and Bickle, T.A., EcoA: The first member of a new family of Type I restriction modification systems Gene organization and enzymatic activities. J. Mol. Biol., 1985. 186: p. 77−85.
  37. Dryden, D.T.F., Cooper, L.P., and Murray, N.E., Purification and characterization of the methyltransferase from the Type I restriction and modification system of Escherichia coliK12. J. Biol. Chem., 1993. 268: p. 13 228−13 236.
  38. Taylor, I., Watts, D., and Kneale, G., Substrate recognition and selectivity in the type 1С DNA modification methylase M. EcoR124I. Nucleic Acids Res., 1993. 21: p. 49 294 935.
  39. Powell, L.M. and Murray, N.E., S-adenosyl methionine alters the DNA contacts of the EcoKI methyltransferase. Nucleic Acids Res., 1995. 23: p. 961−91 A.
  40. Janscak, P., et al., DNA translocation blockage, a general mechanism of cleavage site selection by type I restriction enzymes. EMBO J., 1999. 18: p. 2638−2647.
  41. Diyden, D.T., Murray, N.E., and Rao, D.N., Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 3728−3741.
  42. Dreier, J., Mac Williams, M. R, and Bickle, T.A., DNA cleavage by the type 1С restriction-modification enzyme EcoRl24II. J. Mol. Biol., 1996. 264: p. 722−733.
  43. Roberts, R.J. and Macelis, D., REBASE—restriction enzymes and methylenes. Nucleic Acids Res, 2001. 29(1): p. 268−9.
  44. Pingoud, A. and Jeltsch, A., Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 3705−3727.
  45. Wilson, G.G., Organization of restriction-modification systems. Nucleic Acids Res., 1991. 19: p. 2539−2566.
  46. Szybalski, W., et al., Class-IIS restriction enzymes a review. Gene, 1991. 100: p. 1326.
  47. Zelinskaya, N.V., et al., A novel site-specific endonuclease from Bacillus species ST5. Biokhimiia, 1995. 60: p. 1999−2010.
  48. Bickle, T.A. and Kruger, D.H., Biology of DNA Restriction. Microbiol. Rev., 1993. 57: p. 434−450.
  49. Zheleznaya, L., et al., R. SspDSI is a neoschizomer of HphIproducing blunt end DNA fragments. FEBS Lett., 1999. 448: p. 38−40.
  50. Bitinaite, J., et al., Fold dimerization is required for DNA cleavage. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1998. 95: p. 10 570−10 575.
  51. Vanamee, E.S., Santagata, S., and Aggarwal, A.K., Fokl requires two specific DNA sites for cleavage. J. Mol. Biol., 2001. 309: p. 69−78.
  52. Soundararajan, M., et al., DNA Binding and Recognition by the lis Restriction Endonuclease MboII. J Biol Chem, 2002. 277(2): p. 887−95.
  53. Gormley, N.A., Hillberg, A.L., and Halford, S.E., The Type lis Restriction Endonuclease BspMI Is a Tetramer That Acts Concertedfy at Two Copies of an Asymmetric DNA Sequence. J Biol Chem, 2002. 277(6): p. 4034−41.
  54. Bath, A.J., et al., Many Type lis Restriction Endonucleases Interact with Two Recognition Sites before Cleaving DNA. J Biol Chem, 2002. 277(6): p. 4024−33.
  55. Sektas, M., Kaczorowski, Т., and Podhajska, A. J., Purification and properties of the MboII, a class-IIS restriction endonuclease. Nucleic Acids Res, 1992. 20(3): p. 433−8.
  56. Tucholski, J., Skowron, P.M., and Podhajska, A.J., Mmel, a class-IIS restriction endonuclease: purification and characterization. Gene, 1995. 157: p. 87−92.
  57. Looney, M. C, et al., Nucleotide sequence of the Fokl restriction-modification system: separate strand-specificity domains in the methyltransferase. Gene, 1989. 80: p. 193 208.
  58. Kita, K., et al., The Fokl restriction-modification system I. Organization and nucleotide sequences of the restriction and modification genes. J. Biol. Chem., 1989. 264: p. 5751−5756.
  59. Landry, D., et al., M. Fckl methylates adenine in both strands of its asymmetric recognition sequence. Gene, 1989. 77: p. 1−10.
  60. Sugisaki, H., Yamamoto, K., and Takanami, M., The Hgal restriction-modification system contains two cytosine methylase genes responsible for modification of different DNA strands. J. Biol. Chem, 1991.266: p. 13 952−13 957.
  61. Bitinaite, J, et al, Alw26I, ЕсоЗП and Esp3I type lis methyltransferases modifying cytosine and adenine in complementary strands of the target DNA. Nucleic Acids Res, 1992. 20: p. 4981−4985.
  62. Lubys, A, et al. Cloning and analysis of the genes encoding the type IIS restriction-modification system HphI from Haemophilus parahaemofyticus. Nucleic Acids Res, 1996. 24: p. 2760−2766.
  63. Bocklage, H, Heeger, K, and Muller-Hill, B, Cloning and characterization of the MboII restriction-modification system. Nucleic Acids Res, 1991. 19: p. 1007−1013.
  64. Vesely, Z, et al., RleAI: a novel class-IIS restriction endonuclease from Rhizobium leguminosarum recognizing 5'-CCCACA (N)12−3' and 3'-GGGTGT (N)9−5'. Gene, 1990. 95: p. 129−131.
  65. Reuter, M., et al. Cooperative binding properties of restriction endonuclease EcoRII with DNA recognition sites. J. Biol. Chem, 1998. 273: p. 8294−8300.
  66. Mucke, M, et al. Imaging DNA loops induced by restriction endonuclease EcoRII. A single amino acid substitution uncouples target recognition from cooperative DNA interaction and cleavage. J. Biol. Chem, 2000. 275: p. 30 631−30 637.
  67. Milsom, S. E, et al. Analysis of DNA looping interactions by type II restriction enzymes that require two copies of their recognition sites. J. Mol. Biol, 2001. 311: p. 515−527.
  68. Senesac, Т.Н. and Allen, J. R, Oligonucleotide activation of the type He restriction enzyme Naelfor digestion of refractory sites. Biotechniques, 1995. 19: p. 990−993.
  69. Senesac, J.H. and Romanin, J.K., Application of oligonucleotide activation to restriction endonuclease Narl. Biotechniques, 1997. 22: p. 1166−1168.
  70. Embleton, M.L., Siksnys, V., and Halford, S.E., DNA cleavage reactions by type II restriction enzymes that require two copies of their recognition sites. J. Mol. Biol., 2001. 311: p. 503−514.
  71. Deibert, M., et al., Structure af the tetrameric restriction endonuclease NgaMIV in complex with cleaved DNA. Nat. Struct. Biol., 2000. 7: p. 792−799.
  72. Stankevicius, K., et al., Cloning and analysis of the four genes coding for BpuIOI restriction-modification enzymes. Nucleic Acids Res., 1998. 26: p. 1084−1091.
  73. Hsieh, P.-C., et al., Cloning, expression, and purification of a thermostable nonhomodimeric restriction enzyme, Bsll. J. Bacteriol., 2000. 182: p. 949−955.
  74. Kong, H., et al., A unique restriction endonuclease, Bcgl, from Bacillus coagulans. Nucleic Acids Res., 1993. 21: p. 987−991.
  75. Kong, H., et al., Characterization of Bcgl, a new kind of restriction-modification system. J. Biol. Chem., 1994. 269: p. 683−690.
  76. Sears, L.E., et al., Bael, another unusual Bcgl-like restriction endonuclease. Nucleic Acids Res., 1996. 24: p. 3590−3592.
  77. Vitkute, J., et al., BpII, a new Bcgl-like restriction endonuclease, which recognizes a symmetric sequence. Nucleic Acids Res., 1997. 25: p. 4444−4446.
  78. Kong, H., Analyzing the Junctional organization of a novel restriction modification system, the Bcgl system. J. Mol. Biol., 1998. 279: p. 823−832.
  79. Lacks, S. and Greenberg, В., A deaxyribonuclease of Diplococcus pneumoniae specific for methylated DNA. J. Biol. Chem., 1975. 250: p. 4060−4066.
  80. Glover, S.W., Restriction Endonucleases. Genetics of restriction/modification systems. Biochem. Soc. Trans., 1980. 8: p. 395−396.
  81. De Backer, O. and Colson, C., Identification of the recognition sequence for the M. StyLTI methyltransferase of Salmonella typhimurium LT7: an asymmetric site typical of type-Ill enzymes. Gene, 1991. 97: p. 103−107.
  82. Piekarowicz, A., Stasiak, A., and Stanczak, J., Specific restriction endonucleases from Haemophilus influenzae JC9. Acta Microbiol. Pol., 1980. 29: p. 151−156.
  83. Su, P., et al., LlaFI, a type III restriction and modification system in Lactococcus lactis. Appl. Environ. Microbiol., 1999. 65: p. 686−693.
  84. Rao, D.N., Saha, S., and Krishnamurthy, V., ATP-dependent restriction enzymes. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 2000. 64: p. 1−63.
  85. Bist, P., et al., S-adenosyl-L-methionine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. J. Mol. Biol., 2001. 310: p. 93−109.
  86. Arber, W. and Wauters-Willems, D., Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. XII. The two restriction and modification systems of strain 15T-. Mol. Gen. Genet., 1970. 108: p. 203−217.
  87. Meyer, J., et al., Sequence relations among the IncY plasmid pl5B, PI, and P7 prophages. Plasmid, 1986. 16(2): p. 81−9.
  88. Humbelin, M., et al., Type III DNA restriction and modification systems EcoPl and EcoP15. J. Mol. Biol., 1988. 200: p. 23−29.
  89. Rao, D.N., Page, M.G., and Bickle, T.A., Cloning, over-expression and the catalytic properties of the EcoP15 modification methylase from Escherichia coli. J Mol Biol, 1989. 209(4): p. 599−606.
  90. Redaschi, N. and Bickle, T. A., Posttranscriptional regulation of EcoPlI and EcoPl51 restriction activity. J. Mol. Biol., 1996. 257: p. 790−803.
  91. Meisel, A., et al., Type III restriction enzymes need two inversely oriented recognition sites for DNA cleavage. Nature, 1992.355: p. 467−469.
  92. Kruger, D.H., et al., The significance of distance and orientation of restriction endonuclease recognition sites in viral DNA genomes. FEMS Microbiol. Rev., 1995. 17: p. 177−184.
  93. Meisel, A., et al., Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBO J., 1995. 14: p. 2958−2966.
  94. Kunz, A., et al., Mutual activation of two restriction endonucleases: interaction of EcoPl and EcoPl5. Biol. Chem., 1998. 379: p. 617−620.
  95. Ahmad, I., Krishnamurthy, V., and Rao, D.N., DNA recognition by the EcoP15I and EcoPI modification methyltransferases. Gene, 1995. 157: p. 143−147.
  96. Ahmad, I. and Rao, D.N., Functional analysis of conserved motifs in EcoPI51 DNA methyltransferase. J. Mol. Biol., 1996. 259: p. 229−240.
  97. Saha, S. and Rao, D.N., ATP hydrolysis is required for DNA cleavage by EcoPI restriction enzyme. J. Mol. Biol., 1995. 247: p. 559−567.
  98. Reich, S., et al., DNA cleavage by the restriction endonuclease EcoPI51. Biochem. Soc. Trans., 2000. 28: p. A331.
  99. Saha, S. and Rao, D.N., Mutations in the Res subunit of the EcoPI restriction enzyme that affect ATP-dependent reactions. J. Mol. Biol., 1997. 269: p. 342−354.
  100. Muecke, M., et al., DNA cleavage by type III restriction-modification enzyme EcoPI51 is independent of spacer distance between two head to head oriented recognition sites. J. Mol. Biol., 2001. 312: p. 687−698.
  101. Petrusyte, M.P., et al., New types of restriction endonucleases. Dokl. Akad. Nauk., 1987. 295: p. 1250−1253.
  102. Matvienko, N.N., et al., Bce83I, a restriction endonuclease from Bacillus cereus 83 which recognizes novel nonpalindromic sequence 5-CTTGAG-3' and is stimulated by S-adenosylmethionine. Nucleic Acids Res., 1992. 20: p. 1803.
  103. Piekarowicz, A., et al., The HaelV restriction modification system of Haemophilus aegyptius is encoded by a single polypeptide. J. Mol. Biol., 1999. 293: p. 1055−1065.
  104. Tucholski, J., Zmijewski, J.W., and Podhajska, A.J., Two intertwined methylation activities of the Mmel restriction-modification class-IIS system from Methylophilus methylotrophus. Gene, 1998. 223: p. 293−302.
  105. Jurenaite-Urbanaviciene, S., et al., Characterization of BseMII, a new type IV restriction-modification system, which recognizes the pentanucleotide sequence 5'-CTCAG (N)10/8. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 895−903.
  106. Rimseliene, R. and Timinskas, A., Site-directed mutagenesis of type IV restriction endonuclease Eco57I. Biologija, 1997. 1: p. 31−33.
  107. Rimseliene, R. and Janulaitis, A., Mutational analysis of two putative catalytic motifs of the Type IV restriction endonuclease Eco57I. J. Biol. Chem., 2001. 276: p. 1 049 210 497.
  108. Lepikhov, K., et al., Characterization of the type IV restriction modification system BspLUl 1111 from Bacillus sp. LU11. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 4691−4698.
  109. Watabe, H., Shibata, Т., and Ando, Т., Site-specific endo-deoxyribonucleases in eukaryotes: endonucleases of yeasts, Saccharomyces and Pichia. J. Biochem. (Tokyo), 1981. 90: p. 1623−1632.
  110. Dujon, В., Group I introns as mobile genetic elements: facts and mechanistic speculations—a review. Gene, 1989. 82: p. 91−114.
  111. Dujon, В., et al., Mobile introns: definition of terms and recommended nomenclature. Gene, 1989. 82(1): p. 115−8.
  112. Gimble, F.S., Invasion of a multitude of genetic niches by mobile endonuclease genes. FEMS Microbiol. Lett., 2000. 185: p. 99−107.
  113. Chevalier, B.S. and Stoddard, B.L., Homing endonucleases: structural and functional insight into the catalysts of intron/intein mobility. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 3757−3774.
  114. Macreadie, I.G., et al., Transposition of an intron in yeast mitochondria requires a protein encoded by that intron. Cell, 1985. 41: p. 395−402.
  115. Jacquier, A. and Dujon, В., An intron-encodedprotein is active in a gene conversion process that spreads an intron into a mitochondrial gene. Cell, 1985. 41: p. 383−394.
  116. Marshall, P. and Lemieux, C., Cleavage pattern of the homing endonuclease encoded by the fifth intron in the chloroplast large subunit rRNA-encoding gene of Chlamydomonas eugametos. Gene, 1991. 104: p. 241−245.
  117. Ellison, E.L., Muscarella, D.E., and Vogt, V. M, Characterization of I-Ppol, an intron-encoded endonuclease from Physarum polycephalum. J. Cell Biochem. Suppl., 1993. 17C: p. 177.
  118. Shub, D.A. and Goodrich-Blair, H., Protein introns: A new home for endonucleases. Cell, 1992. 71: p. 183−186.
  119. Perler, F.B., et al., Intervening sequences in an Archaea DNA polymerase gene. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1992. 89: p. 5577−5581.
  120. Komori, K., et al., Pl-Pful and Pl-PfuII, intein-coded homing endonucleases from Pyrococcus Juriosus. I. Purification and identification of the homing-type endonuclease activities. Nucleic Acids Res., 1999. 27: p. 4167−4174.
  121. Bell-Pedersen, D., et al., I-TevI, the endonuclease encoded by the mobile td intron, recognizes binding and cleavage domains on its DNA target Proc Natl Acad Sci U S A, 1991. 88(17): p. 7719−23.
  122. Thompson, A.J., et al., Cleavage and recognition pattern of a double-strand-specific endonuclease (I-Crel) endcoded by the chloroplast 23S rRNA intron of Chlamydomonas reinhardtii. Gene, 1992. 119: p. 247−251.
  123. Marshall, P., Davis, T.B., and Lemieux, C., The I-Ceul endonuclease: purification and potential role in the evolution of Chlamydomonas group I introns. Eur. J. Biochem., 1994. 220: p. 855−859.
  124. Dalgaard, J.Z., Garrett, R.A., andBelfort, M., Purification and characterization of two forms of I-Dmol, a thermophilic site-specific endonuclease encoded by an archaeal intron. J. Biol. Chem., 1994. 269: p. 28 885−28 892.
  125. Gimble, F.S. and Thorner, J., Homing of a DNA endonuclease gene by meiotic gene conversion in Saccharomyces cerevisiae. Nature, 1992. 357: p. 301−306.
  126. Chevalier, B.S., Monnat, R.J.J., and Stoddard, B.L., The homing endonuclease I-Crel uses three metals, one of which is shared between the two active sites. Nat. Struct. Biol., 2001. 8: p. 312−316.
  127. Duan, X., Gimble, F.S., and Quiocho, F.A., Crystal structure of Pl-Scel, a homing endonuclease with protein splicing activity. Cell, 1997. 89: p. 555−564.
  128. Schoettler, S., et al., Identification of Asp218 and Asp326 as the principal Mg2+ binding ligands cf the homing endonuclease Pl-Scel. Biochemistry, 2000. 39: p. 15 895−15 900.
  129. Sharma, M., Ellis, R.L., and Hinton, D.M., Identification of a family of bacteriophage T4 genes encoding proteins similar to those present in group I introns of fungi and phage. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1992. 89: p. 6658−6662.
  130. Saguez, C., Lecellier, G., and Koll, F., Intronic GIY-YIUG endonuclease gene in the mitochondrial genome of Podospora curvicolla: evidence for mobility. Nucleic Acids Res., 2000. 28: p. 1299−1306.
  131. Denovan-Wright, E.M., Nedelcu, A.M., and Lee, R.W., Complete sequence of the mitochondrial DNA of Chlamydomonas eugametos. Plant Mol. Biol., 1998. 36: p. 285 295.
  132. Derbyshire, V, et al. Two-domain structure of the td intron-encoded endonuclease I-TevI correlates with the two-domain configuration of the homing site. J. Mol. Biol, 1997. 265: p. 494−506.
  133. Wah, D. A, et al. Structure of Fokl has implications for DNA cleavage. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A, 1998. 95: p. 10 564−10 569.
  134. Johansen, S, Embley, T.M., and Willassen, N. P, A family of nuclear homing endonucleases. Nucleic Acids Res, 1993. 21: p. 4405.
  135. Muscarella, D. E, et al. Characterization of I-Ppo, an intron-encoded endonuclease that mediates homing of a group I intron in the ribosomal DNA of Physarum polycephalum. Mol. Cell. Biol, 1990.10: p. 3386−3396.
  136. Galburt, E. A, et al, A novel endonuclease mechanism directly visualized for I-Ppol. Nat. Struct. Biol, 1999. 6: p. 1096−1099.
  137. Galburt, E. A, et al. Conformational changes and cleavage by the homing endonuclease 1-Ppol: A critical role for a leucine residue in the active site. J. Mol. Biol, 2000. 300: p. 877−887.
  138. Zimmerly, S, et al. Group II intron mobility occurs by target DNA-primed reverse transcription. Cell, 1995. 82: p. 545−554.
  139. Kleanthous, C, et al. Structural and mechanistic basis of immunity toward endonuclease colicins. Nat Struct Biol, 1999. 6(3): p. 243−52.
  140. Drouin, M, et al. Biochemical characterization of I-Cmoel reveals that this H-N-H homing endonuclease shares functional similarities with H-N-H colicins. Nucleic Acids Res, 2000. 28: p. 4566−4572.
  141. Goodrich-Blair, H. and Shub, D. A, Beyond homing: Competition between intron endonucleases confers a selective advantage on flanking genetic markers. Cell, 1996. 84: p. 211−221.
  142. Kuhlmann, U. C, et al. Structural parsimony' in endonuclease active sites: should the number of homing endonuclease families be redefined? FEBS Lett, 1999. 463: p. 1−2.
  143. Roberts, R. J. and Halford, S.E., Type II restriction enzymes., in Nucleases, S.M. Linn, R.S. Lloyd, and R.J. Roberts, Editors. 1993, Cold Spring Harbor Laboratory Press: Cold Spring Harbor, p. 35−88.
  144. Kovall, R.A. and Matthews, B. W, Structural, functional, and evolutionary relationships between lambda-exonuclease and the type II restriction endonucleases. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A, 1998. 95: p. 7893−7897.
  145. Kim, Y., et al., Refinement of EcoRl endonuclease crystal structure: A revised protein chain tracing. Science, 1990. 249: p. 1307−1309.
  146. Winkler, F.K., et al., The crystal structure of EcoRV endonuclease and of its complexes with cognate and non-cognate DNA fragments. EMBO J., 1993. 12: p. 1781−1795.
  147. Athanasiadis, A., et al., Crystal structure of PvuII endonuclease reveals extensive structural homologies to EcoRV. Nat. Struct. Biol., 1994. 1: p. 469−475.
  148. Newman, M., et al., Structure of restriction endonuclease BamHI phased at 1.95 A resolution by MAD analysis. Structure, 1994. 2: p. 439−452.
  149. Grabowski, G., Maass, G., and Alves, J., Asp-59 is not important for the catalytic activity of the restriction endonuclease EcoRl. FEBS Lett., 1996. 381: p. 106−110.
  150. Heitman, J., How the EcoRl endonuclese recognizes and cleaves DNA. Bioessays, 1992. 14: p. 445−454.
  151. Viadiu-Ilarraza, H., Structural study of specificity and catalysis by restriction endonuclease BamHI. Diss. Abstr., 2000. 60: p. 5978.
  152. Hirsch, J.A., et al., Crystallization and preliminary X-ray analysis of restriction endonuclease Fokl bound to DNA. FEBS Lett., 1997. 403: p. 136−138.
  153. Wah, D.A., Structural study of the type lis restriction endonuclease Fold. Ph.D. Thesis, Columbia University, 1998. 0: p. 1−108.
  154. Bozic, D., et al., Crystal structure of Citrobacter freundii restriction endonuclease CfrlOI at 2.15 A resolution. J. Mol. Biol., 1996. 255: p. 176−186.
  155. Deibert, M., et al., Crystal structure ofMunl restriction endonuclease in complex with cognate DNA at 1.7 A resolution. EMBO J., 1999. 18: p. 5805−5816.
  156. Lukacs, C.M., et al., Understanding the immutability of restriction enzymes: crystal structure ofBglll and its DNA substrate at 1.5A resolution. Nat. Struct. Biol., 2000. 7: p. 134−140.
  157. Grazulis, S., et al., Crystal structure of the Bse634I restriction endonuclease: comparison of two enzymes recognizing the same DNA sequence. Nucleic Acids Res, 2002. 30(4): p. 876−85.
  158. Vipond, B. and Halford, S.E., Structure-function correlation for the EcoRV restriction enzyme: from non-specific binding to specific DNA cleavage. Mol. Microbiol., 1993. 9: p. 225−231.
  159. Newman, M., et al., Crystal structure of restriction endonuclease Bgll bound to its interrupted DNA recognition sequence. EMBO J., 1998. 17: p. 5466−5476.
  160. Cheng, X., et al., Structure ofPvuII endonuclease with cognate DNA. EMBO J., 1994. 13: p. 3927−3935.
  161. Horton, N.C., Dorner, L.F., and Perona, J.J., Sequence selectivity and degeneracy of a restriction endonuclease mediated by DNA intercalation. Nat Struct Biol, 2002. 9(1): p. 42−7.
  162. Galburt, E.A. and Stoddard, B.L., Restriction endonucleases: one of these things is not like the others. Nat. Struct. Biol., 2000. 7: p. 89−91.
  163. Li, L., Wu, L.P., and Chandrasegaran, S., Functional domains in Fokl restriction endonuclease. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1992. 89: p. 4275−4279.
  164. Wah, D.A., et al., Structure of the multimodular endonuclease Fold bound to DNA. Nature, 1997. 388: p. 97−100.
  165. Kim, Y.-G., Cha, J., and Chandrasegaran, S., Hybrid restriction enzymes: Zinc finger fusions to Fold cleavage domain. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1996. 93: p. 11 561 160.
  166. Schaeffer, C.J., Huang, В., and Tsai, M.-D., A new class IIS zinc finger restriction enzyme with specificity for SP1 binding sites. FASEB J., 1996. 10: p. A1241.
  167. Kim, Y.-G., et al., Chimeric restriction enzyme: GaU fusion to Fokl cleavage domain. Biol. Chem., 1998. 379: p. 489−495.
  168. Kim, Y.-G., et al., Construction of a Z-DNA-specific restriction endonuclease. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1997. 94: p. 12 875−12 879.
  169. Chandrasegaran, S. and Smith, J., Chimeric restriction enzymes: What is next? Biol. Chem., 1999. 380: p. 841−848.
  170. Choo, Y. and Isalan, M., Advances in zinc finger engineering. Curr. Opin. Struct. Biol., 2000. 10: p. 411−416.
  171. Robinson, C.R. and Sligar, S.G., Changes in solvation during DNA binding and cleavage are critical to altered specificity of the EcoRI endonuclease. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1998. 95: p. 2186−2191.
  172. Wenner, J.R. and Bloomfield, V.A., Buffer effects on EcoRVkinetics as measured by fluorescent staining and digital imaging of plasmid cleavage. Anal. Biochem., 1999. 268: p. 201−212.
  173. Viadiu, H. s et al., Crystallization of Restriction Endonuclease BamHI with Nonspecific DNA. J. Struct. Biol., 2000. 130: p. 81−85.
  174. Jeltsch, A. and Pingoud, A., Kinetic characterization of linear diffusion of the restriction endonuclease EcoRV on DNA. Biochemistry, 1998. 37: p. 2160−2169.
  175. Jeltsch, A., et al., Pausing of the restriction endonuclease EcoRI during linear diffusion on DNA. Biochemistry, 1994. 33: p. 10 215−10 219.
  176. Lynch, T.W. and Sligar, S.G., Macromolecular Hydration Changes Associated with BamHI Binding and Catalysis. J. Biol. Chem., 2000. 275: p. 30 561−30 565.
  177. Horton, N.C. and Perona, J.J., Crystallographic snapshots along a protein-induced DNA-bendingpathway. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2000. 97: p. 5729−5734.
  178. Cheng, X. and Roberts, R.J., AdoMet-dependent methylation, DNA methyltransferases and base flipping. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 3784−3795.
  179. Posfai, J., et al., Predictive motifs derived from cytosine methyltransferases. Nucleic Acids Res., 1989. 17: p. 2421−2435.
  180. Posfai, J. and Roberts, R.J., Predictive motifs of cytosine methy loses. J. Cell Biochem. SuppL, 1989. 13D: p. 213.
  181. Lauster, R., Trautner, T.A., and Noyer-Weidner, M., Cytosine-specific type II DNA methyltransferases: A conserved enzyme core with variable target-recognizing domains. J. Mol. Biol., 1989. 206: p. 305−312.
  182. Balganesh, T.S., et al., Construction and use of chimeric SPR/Phi3T DNA methyltransferases in the definition of sequence recognizing enzyme regions. EMBO J., 1987. 6: p. 3543−3549.
  183. Klimasauskas, S., Nelson, J.L., and Roberts, R.J., The sequence specificity domain of cytosine-C5 methylases. Nucleic Acids Res., 1991. 19: p. 6183−6190.
  184. Chen, L., et al., Direct identification of the active-site nucleophile in a DNA (Cytosine-5)-methyltransferase. Biochemistry, 1991. 30: p. 11 018−11 025.
  185. Chen, L., MacMillan, A.M., and Verdine, G.L., Mutational separation of DNA binding from catalysis in a DNA cytosine methyltransferase. J. Am. Chem. Soc., 1993. 115: p. 5318−5319.
  186. Cheng, X., et al., Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. Cell, 1993. 74: p. 299−307.
  187. Reinisch, K. M, et al., The crystal structure of Haelll methyltransferase covalently complexed to DNA: an extrahelical cytosine and rearranged base pairing. Cell, 1995. 82: p. 143−153.
  188. Malone, Т., Blumenthal, R.M., and Cheng, X., Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyl-transferases, and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J. Mol. Biol., 1995. 253: p. 618−632.
  189. Xu, S.-Y., et al., Cloning of the BssHII restriction-modification system in Escherichia coli: BssHII methyltransferase contains circularly permuted cytosine-5 methyltransferase motifs. Nucleic Acids Res., 1997. 25: p. 3991−3994.
  190. Jeltsch, A., Circular permutations in the molecular evolution of DNA methyltransferase. J. Mol. Evol., 1999. 49: p. 161−164.
  191. Klimasauskas, S. and Roberts, R.J., M. HhaI binds tightly to substrates containing mismatches at the target base. Nucleic Acids Res., 1995. 23: p. 1388−1395.
  192. Cheng, X., DNA modification by methyltransferases. Curr. Opin. Struct. Biol., 1995. 5: p. 4−10.
  193. Klimasauskas, S., et al., Hhal methyltransferase flips its target base out of the DNA helix. Cell, 1994. 76: p. 357−369.
  194. Buhk, H.-J., et al., Restriction and modification in Bacillus subtilis: nucleotide sequence, functional organization and product of the DNA methyltransferase gene of bacteriophage SPR. Gene, 1984. 29: p. 51−61.
  195. Tran-Betcke, A., et al., DNA methyltransferase genes of Bacillus subtilis phages: comparison of their nucleotide sequences. Gene, 1986. 42: p. 89−96.
  196. Behrens, В., et al., Organization of multispecific DNA methyltransferases encoded by temperate Bacillus subtilis phages. EMBO J., 1987. 6: p. 1137−1142.
  197. Schumann, J., et al., M. BssHII: a new multispecific C5-DNA-methyltransferase. Gene, 1995. 157: p. 103−104.
  198. Schumann, J., et al., M. BssHII, a multispecific cytosine-C5-DNA-methyltransferase with unusual target recognizing properties. J. Mol. Biol., 1996. 257: p. 949−959.
  199. Lange, C., et al., Pseudo domains in phage-encoded DNA methyltransferases. Nature, 1991. 352: p. 645−648.
  200. Lange, C., Wild, C., and Trautner, T.A., Altered sequence recognition specificity of a С5-DNA methyltransferase carrying a chimeric 'target recognizing domain'. Gene, 1995. 157: p. 127−128.
  201. Lange, С., Wild, С., and Trautner, Т. A., Colinearity between amino acids of the target recognizing domains of a C5-DNA-methyltransferase and the nucleotide sequence of its target. FASEB J., 1995. 9: p. A1391.
  202. Lange, C., Wild, C., and Trautner, T.A., Identification of a subdomain within DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases responsible for the recognition of the 5' part of their DNA target. EMBO J., 1996. 15: p. 1443−1450.
  203. Doronina, V.A. and Murray, N.E., The proteolytic control of restriction activity in Escherichia coli K-12. Mol. Microbiol., 2001. 39: p. 416−428.
  204. Ives, C.L., Nathan, P.D., and Brooks, J.E., Regulation of the BamHI restriction-modification system by a small intergenic open reading frame, bamHIC, in both Escherichia coli and Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 1992. 174: p. 7194−7201.
  205. Tao, T. and Blumenthal, R.M., Sequence and characterization of pvuIIR, the PvuII endonuclease gene, and of pvuIIC, its regulatory gene. J. Bacteriol., 1992. 174: p. 3395−3398.
  206. Kroger, M., et al., Organization and gene expression within restriction-modification systems of Herpetosiphon giganteus. Gene, 1995. 157: p. 43−47.
  207. O’Sullivan, D.J. and Klaenhammer, T.R., Control of expression of Llal restriction in Lactococcus lactis. Mol. Microbiol., 1998. 27: p. 1009−1020.
  208. Rimseliene, R., Vaisvila, R., and Janulaitis, A., The eco72IC gene specifies a transacting factor which influences expression of both DNA methyltransferase and endonuclease from the Eco72I restriction-modification system. Gene, 1995. 157: p. 217−219.
  209. Anton, B.P., et al., Cloning and characterization of the BgUI restriction-modification system reveals a possible evolutionary footprint. Gene, 1997. 187: p. 19−27.
  210. Tao, Т., Bourne, J.C., and Blumenthal, R.M., A family of regulatory genes associated with Type II restriction-modification systems. J. Bacteriol., 1991. 173: p. 1367−1375.
  211. Stankevicius, K. and Timinskas, A., Expression autoregulation of the Eco47II methyltransferase gene. Biologija, 1996. 0: p. 54−56.
  212. Butler, D. and Fitzgerald, G.F., Transcriptional analysis and regulation of expression of the ScrFI restriction-modification system of Lactococcus lactis subsp. cremoris UC503. J. Bacteriol., 2001. 183: p. 4668−4673.
  213. Szilak, L., et al., Self-methylation of theM. BspRI methyltransferase. Gene, 1995. 157: p. 105.
  214. Beletskaya, I.V., et al., DNA methylation at the CfrBI site is involved in expression control in the CfrBI restriction-modification system. Nucleic Acids Res., 2000. 28: p. 3817−3822.
  215. Elhai, J., et al., Reduction of conjugal transfer efficiency by three restriction activities ofAnabaenasp. strain PCC 7120. J. Bacterid., 1997. 179: p. 1998−2005.
  216. Black, W.J., et al., Characterization of Neisseria gonorrhoeae protein II phase variation by use of monoclonal antibodies. Infect Immun, 1984. 45(2): p. 453−7.
  217. Segal, E., et al., Role of chromosomal rearrangement in N. gonorrhoeae pilus phase variation. Cell, 1985. 40(2): p. 293−300.
  218. Peak, I.R., et al., Tetranucleotide repeats identijy novel virulence determinant homologues in Neisseria meningitidis. Microb Pathog, 1999. 26(1): p. 13−23.
  219. Snyder, L.A., Butcher, S.A., and Saunders, N.J., Comparative whole-genome analyses reveal over 100 putative phase- variable genes in the pathogenic Neisseria spp. Microbiology, 2001. 147(Pt 8): p. 2321−32.
  220. Ryan, K.A. and Lo, Y.C., Characterization of a CACAG pentanucleotide repeat in Pasteurella haemolytica and its possible role in modulation of a novel type III restriction-modification system. Nucleic Acids Res., 1999. 27: p. 1505−1511.
  221. Saunders, N.J., et al., Repeat-associated phase variable genes in the complete genome sequence of Neisseria meningitidis strain MC58. Mol. Microbiol., 2000. 37: p. 207 215.
  222. De Bolle, X., et al., The length of a tetranucleotide repeat tract in Haemophilus influenzae determines the phase variation rate of a gene with homology to type III DNA methyltransferases. Mol. Microbiol., 2000. 35: p. 211−222.
  223. Rasmussen, L.J., Samson, L., and Marinus, M.G., Dam-directed DNA mismatch repair., in DNA Damage and Repair, J.A.a.H. Nickloff and M.F., Editors. 1998, Humana Press, Inc.: Totowa, NJ. p. 205−228.
  224. Bell, D.C. and Cupples, C.G., Very-Short-Patch Repair in Escherichia coli Requires the dam AdenineMetkylase. J. Bacteriol., 2001. 183: p. 3631−3635.
  225. Russell, D. W. and Zinder, N.D., Hemimethylation prevents DNA replication in E. coli. Cell, 1987. 50(7): p. 1071−9.
  226. Messer, W. and Noyer-Weidner, M., Timing and targeting: the biological functions of Dam methylation in E. coli. Cell, 1988. 54: p. 735−737.
  227. Kataoka, Т., et al., Fully methylated oriC with negative superhelicity forms an oriC-membrane complex before initiation of chromosome replication. Biochem Biophys Res Commun, 1993. 194(3): p. 1420−6.
  228. Theisen, P.W., et al., Correlation of gene transcription with the time of initiation of chromosome replication in Escherichia coli. Mol Microbiol, 1993. 10(3): p. 575−84.
  229. Mahan, MJ. and Low, D.A., DNA methylation regulates bacterial gene expression and virulence. ASM News, 2001. 67: p. 356−361.
  230. Julio, S.M., et al., DNA adenine methylase is essential for viability and plays a role in the pathogenesis of Yersinia pseudotuberculosis and Vibrio cholerae. Infect Immun, 2001. 69(12): p. 7610−5.
  231. Low, D.A., Weyand, N.J., and Mahan, M.J., Roles of DNA adenine methylation in regulating bacterial gene expression and virulence. Infect Immun, 2001. 69(12): p. 7197−204.
  232. Eberhard, J., Oza, J., and Reich, N.O., Cloning, sequence analysis and heterologous expression of the DNA adenine-(N-6) methyltransferase from the human pathogen Actinobacillus actinomycetemcomitans. FEMS Microbiol. Lett., 2001. 195: p. 223 229.
  233. Piekarowicz, A. and Bujnicki, J., Cloning of the Dam methyltransferase gene from Haemophilus influenzae bacteriophage HP1. Acta Microbiol. Pol., 1999. 48: p. 123 129.
  234. Ostendorf, Т., et al., Characterization of a dam mutant of Serratia marcescens and nucleotide sequence of the dam region. J. Bacteriol., 1999. 181: p. 3880−3885.
  235. Stamm, L.V., et al., Identification and characterization of a Treponema pallidum subsp. pallidum gene encoding a DNA adenine methyltransferase. FEMS Microbiol. Lett., 1997. 155: p. 115−119.
  236. Heithoff, D.M., et al., Salmonella DNA adenine methylase mutants confer cross-protective immunity. Infect Immun, 2001. 69(11): p. 6725−30.
  237. Dar, ME. and Bhagwat, A.S., Mechanism of expression of DNA repair gene vsr, an Escherichia coli gene that overlaps the DNA cystosine methylase gene, dcm. Mol. Microbiol., 1993. 9: p. 823−833.
  238. Lieb, M. and Bhagwat, A.S., Very short patch repair: reducing the cost of cytosine methylation. Mol. Microbiol., 1996. 20: p. 467−473.
  239. Stephens, С, et al, A cell cycle-regulated bacterial DNA methyltransferase is essential for viability. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A, 1996. 93: p. 1210−1214.
  240. Robertson, G. T, et al. The Brucella abortus CcrM DNA methyltransferase is essential for viability, and its overexpression attenuates intracellular replication in murine macrophages. J. Bacteriol, 2000. 182: p. 3482−3489.
  241. Kahng, L.S. and Shapiro, L, The CcrM DNA methyltransferase of Agrobacterium tumefaciens is essential, and its activity is cell cycle regulated. J. Bacteriol, 2001. 183: p. 3065−3075.
  242. Rouet, P, Smith, F., and Jasin, M., Expression of a site-specific endonuclease stimulates homologous recombination in mammalian cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A, 1994. 91: p. 6064−6068.
  243. Godwin, A. R, et al. Spontaneous and restriction enzyme-induced chromosomal recombination in mammalian cells. Proc Natl Acad Sci U S A, 1994. 91(26): p. 12 554−8.
  244. Jones, P. A. and Takai, D, The role of DNA methylation in mammalian epigenetics. Science, 2001. 293: p. 1068−1070.
  245. Robertson, K. D, DNA methylation, methyltransferases, and cancer. Oncogene, 2001. 20: p. 3139−3155.
  246. Zhang, X. and Mathews, C. K, Effect of DNA cytosine methylation upon deamination-induced mutagenesis in a natural target sequence in duplex DNA. J. Biol. Chem, 1994. 269: p. 7066−7069.
  247. Shen, J, Rideout, W.M.I, and Jones, P. A, The rate of hydrolytic deamination of 5-methylctyosine in double-stranded DNA. Nucleic Acids Res, 1994. 22: p. 972−976.
  248. Shen, J.-C, et al, A mutant Hpall methyltransferase functions as a mutator enzyme. Nucleic Acids Res, 1995. 23: p. 4275−4282.
  249. Kusano, К., et al., Restriction-modification systems as genomic parasites in competition for specific sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1995. 92: p. 11 095−11 099.
  250. Kobayashi, I., Behavior of restriction-modification systems as selfish mobile elements and their impact on genome evolution. Nucleic Acids Res., 2001. 29: p. 3742−3756.
  251. Gelfand, M.S. and Koonin, E.V., Avoidance of palindromic words in bacterial and archaeal genomes: a close connection with restriction enzymes. Nucleic Acids Res., 1997. 25: p. 2430−2439.
  252. Panina, E.M., Mironov, A.A., and Gelfand, M.S., Statistical analysis of complete bacterial genomes: Avoidance of palindromes and restriction-modification systems. Mol. Biol. (Mosk), 2000. 34: p. 246−252.
  253. Heitman, J., Ivanenko, Т., and Kiss, A., DNA nicks inflicted by restriction endonucleases are repaired by a RecA- and RecB-dependent pathway in Escherichia coli. Mol. Microbiol., 1999. 33: p. 1141−1151.
  254. Jeltsch, A., Kroger, M., and Pingoud, A., Evidence for an evolutionary relationship among type-II restriction endonucleases. Степе, 1995.160: p. 7−16.
  255. Matsuo, K., et al., The CpG-specific methylase SssI has topoisomerase activity in the presence ofMg2+. Nucleic Acids Res., 1994. 22: p. 5354−5359.
  256. Jo, K. and Topal, M.D., Effects on Nael-DNA recognition of the leucine to lysine substitution that transforms restriction endonuclease Nael to a topoisomerase: a model for restriction endonuclease evolution. Nucleic Acids Res., 1996. 24: p. 41 714 175.
  257. Sambrook, J. and Russel, D., Molecular cloning: a laboratory manual. 3rd ed. 2001, Cold Spring Harbor, N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory. 3 v.
  258. Altschul, S.F., et al., Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res, 1997. 25(17): p. 3389−402.
  259. Inoue, H., Nojima, H., and Okayama, H., High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene, 1990. 96(1): p. 23−8.
  260. Engemann, S., et al., Bisulfite-based methylation analysis of imprinted genes, in Methods in Molecular Biology: Genomic imprinting, methods and protocols, A. Ward, Editor. 2001, Humana Press Inc.: Totowa, NJ. p. 217−228.
  261. Altschul, S.F., et al., Basic local alignment search tool. 1990, National Center for Biotechnology Information.
  262. Laemmli, U.K., Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970. 227(259): p. 680−5.
  263. Frommer, М., et al., A genomic sequencing protocol that yields a positive display of 5-methylcytosine residues in individual DNA strands. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1992. 89: p. 1827−1831.
  264. Clark, S.J., et al., High sensitivity mapping of methylated cytosines. Nucleic Acids Res., 1994. 22: p. 2990−2997.
  265. Olek, A., Oswald, J., and Walter, J., A modified and improved method for bisulphite based cytosine methylation analysis. Nucleic Acids Res, 1996. 24(24): p. 5064−6.
  266. Sanger, F., Nicklen, S., and Coulson, A.R., DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1977. 74: p. 2990−2997.
  267. Malagnac, F., et al., A gene essential for de novo methylation and development in Ascobolus reveals a novel type of eukaryotic DNA methyltransferase structure. Cell, 1997. 91: p. 281−290.
  268. Chernov, A.V., et al., Masc2, a C5-DNA-methyltransferase from Ascobolus immersus with similarity to methyltransferases of higher organisms. Biol. Chem., 1997. 378: p. 1467−1473.
  269. Okano, M., Xie, S., and Li, E., Cloning and characterization of a family of novel mammalian DNA (cytosine-5) methyltransferases. Nat. Genet., 1998. 19: p. 219−220.
  270. Studier, F.W. and Moffatt, B.A., Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J Mol Biol, 1986. 189(1): p. 113−30.
  271. Kozak, M., Initiation of translation in prokaryotes and eukaryotes. Gene, 1999. 234(2): p. 187−208.
  272. , T.A., Персональное сообщение.
  273. Degtyarev, S.K., et al., Primary structure and strand specificity of BstF5I-l DNA methyltransferase which recognizes 5'-GGATG-3'. Gene, 1997. 187: p. 217−219.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!