Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации

Диссертация: Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В последние десятилетия особый научный интерес вызывают прикрепленные формы микроорганизмов в водотоках разного генезиса. Перифитонные сообщества являются традиционным объектом экологических исследований, поскольку в обрастаниях подводных субстратов обитает большинство водных микроорганизмов. Здесь обычно доминируют микроскопические водоросли и бактерии, которые способны быстро реагировать… Читать ещё >

Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ЧАСТЬ 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • Глава 1. Поверхностные воды как среда обитания
    • 1. 1. Экологическая характеристика
    • 1. 2. Водная микрофлора
  • Глава 2. Характеристика перифитонных сообществ
    • 2. 1. Общие сведения о перифитоне
    • 2. 2. Механизм формирования микробных обрастаний
  • Глава 3. Азотный обмен в водных системах
    • 3. 1. Структура бактериального цикла азота
    • 3. 2. Азотфиксация
    • 3. 3. Нитратредукция
  • Глава 4. Общая характеристика пурпурных несерных бактерий
    • 4. 1. Систематическое положение в Международной системе прокариот
    • 4. 2. Основные свойства
    • 4. 3. Функциональная активность
      • 4. 3. 1. Интенсивность процессов азотного обмена
      • 4. 3. 2. Биосорбция тяжелых металлов
    • 4. 4. Распространение в водных экосистемах
    • 4. 5. Практическое использование
  • ЧАСТЬ 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ
  • Глава 5. Объекты и методы исследований
    • 5. 1. Общая характеристика исследуемых водотоков
      • 5. 1. 1. Речной бассейн Пермской области
      • 5. 1. 2. Бассейн Байкальского региона
    • 5. 2. Методы полевых исследований
    • 5. 3. Методы лабораторных исследований
      • 5. 3. 1. Анализы химических показателей в пробах воды
      • 5. 3. 2. Количественная оценка микроорганизмов
      • 5. 3. 3. Выделение пурпурных несерных бактерий
      • 5. 3. 4. Изучение выделенных штаммов
      • 5. 3. 5. Газохроматографический анализ активностей азотфиксации и денитрификации
  • РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
  • Глава 6. Экологическая характеристика вод
  • Камского и Байкальского бассейна
    • 6. 1. Физико-химическая характеристика водотоков
    • 6. 2. Численность пурпурных несерных бактерий в природных водотоках
    • 6. 3. Численность пурпурных несерных бактерий в биологических очистных сооружениях г. Перми
  • Глава 7. Пурпурные несерные бактерии из перифитонных сообществ
    • 7. 1. Характеристика первичных накопительных культур
    • 7. 2. Выделение и изучение чистых культур
      • 7. 2. 1. Общая характеристика выделенных штаммов
      • 7. 2. 2. Анализ каротиноидного состава
      • 7. 2. 3. Филогенетический анализ и идентификация
  • Глава 8. Активность фиксации азота и восстановления нитратов в чистых культурах штаммов Ююс1оЬа&ег эрр
    • 8. 1. Нитрогеназная активность 85 8.1.1. Влияние ионов меди на активность азотфиксации
    • 8. 2. Нитратредуктазная активность
  • Глава 9. Активность процессов цикла азота в природных и техногенных водотоках Прикамья
    • 9. 1. Азотфиксация и денитрификация в сточных водах
    • 9. 2. Сезонная динамика азотфиксации и денитрификации в реке Кама
    • 9. 3. Азотфиксация и денитрификация в планктоне и перифитоне рек Камского бассейна

Актуальность проблемы. Фототрофные пурпурные несерные бактерии (ПНБ) благодаря универсальности обмена и пластичности метаболизма весьма широко распространены в водоемах разного типа [Горленко и др., 1977]. Принято считать, что они обычноне образуют массовых скоплений. ПНБ наиболее быстро растут в фотоорганотрофных условиях. Такие исключительные условия создаются в природе сравнительно редко. В водоемах, где формируется анаэробная зона, наряду с органическими соединениями часто появляется сульфид. Хотя ряд видов ПНБ способен использовать H2S, но они реализуют его с меньшей эффективностью, чем фототрофные серобактерии [Горленко, 2010]. Поэтому в донных осадках и стратифицированных водных массах озер, содержащих сульфид, ПНБ вытесняются на второй план зелеными и пурпурными серобактериями. Поэтому роль ПНБ в микробиологических процессах цикла серы в озерах представляется несущественной. Однако ПНБ здесь могут играть важную роль в микробиологических процессах круговорота азота [Кузнецов и др., 1985]. У чистых культур различных видов ПНБ установлена способность к аммонификации, азотфиксации, нитратредукции или денитрификации [Satoh, 1977; Klemme, 1979; Alef et al., 1982; Castillo, Cardenas, 1982; Madigan et. al., 1984; Shapleigh, 2009].

В последние десятилетия особый научный интерес вызывают прикрепленные формы микроорганизмов в водотоках разного генезиса. Перифитонные сообщества являются традиционным объектом экологических исследований, поскольку в обрастаниях подводных субстратов обитает большинство водных микроорганизмов [Константинов, 1986; Watnick, Kolter, 2000]. Здесь обычно доминируют микроскопические водоросли и бактерии, которые способны быстро реагировать на изменения окружающей среды [Горбунов, Уманская, 2008]. В частности, на примере предгорной реки Сылва (бассейн р. Камы) установлено, что не планктону, а фитои бактериоперифитону принадлежит ведущая роль в самоочищении и биопродуктивности быстротекущих вод [Беляева и др., 2007]. Часть работ в этом направлении посвящена изучению активности азотфиксации и денитрификации перифитонных микробоценозов, но преимущественно в озерах и водохранилищах [Steppe et al., 1996; Pinckney, Paerl, 1997; Smith, Lee, 2006; Falcon et. al., 2007; Ishida et. al., 2008; Inglett et al., 2009]. К настоящему времени имеются лишь единичные сведения о распространении ПНБ и их участии в процессах цикла азота в составе перифитонных сообществ проточных природных и антропогенных систем [Finke, Seeley, 1978; Rybakova et al., 2009].

Цель и задачи исследования

Целью данного исследования являлось изучение распространения пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, оценка их вклада в процессы цикла азота: азотфиксацию и денитрификацию.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Провести учет численности ПНБ в планктоне и обрастаниях подводных субстратов водотоков Камского и Байкальского бассейнов.

2. Установить таксономическую1 принадлежность ПНБ, доминирующих в перифитонных сообществах.

3. Оценить способность культур изолятов ПНБ к азотфиксации, нитратредукции и денитрификации.

4. Определить интенсивность фиксации молекулярного азота и денитрификации микробными сообществами планктона и перифитона в ряде природных и антропогенных водотоков Камского бассейна.

Научная новизна. Впервые выявлено массовое распространение ПНБ в перифитоне (обрастаниях каменистых субстратов и макрофитов) в условиях быстротекущих вод разного генезиса. Обнаружена ведущая роль ПНБ родов Rhodopseudomonas и Rhodobacter в составе речных эпилитонных сообществ и активного ила биологических очистных сооружений (БОС) г. Перми в процессах биологической денитрификации. В обрастаниях макрофитов и в планктоне рек Предуралья гетероцистным цианобактериям (ЦБ) родов Anabaena, Aphanizomenon и ПНБ принадлежит ведущая роль в процессах азотфиксации. В природных и антропогенных водотоках Камского бассейна интенсивность и масштабы АФ и потенциальной ДЕН перифитонными и планктонными ПНБ и ЦБ сопоставимы с таковыми в водных массах и донных отложениях загрязненных участков продуктивных озер и водохранилищ.

Теоретическая и практическая значимость работы. Установлена способность выделенных из перифитонных сообществ культур штаммов Rhodobacter spp. к восстановлению токсичных оксианионов теллура и к внутриклеточной аккумуляции ионов меди. Полученные данные позволяют полагать, что перифитонным ПНБ принадлежит важная роль в процессах самоочищения природных и сточных вод от минеральных и органических загрязняющих веществ. Выделенные штаммы активных денитрифицирующих ПНБ (1−3R) целесообразно использовать для повышения эффективности очистки городских сточных вод. Суспензионные и иммобилизованные культуры активного азотфиксирующего штамма 1R, изолированного-из перифитона р. Сылвы, перспективны для промышленного получения водорода за счет органических отходов и энергии света.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. В течение летне-осеннего периода в обрастаниях гидрофильной растительности и каменистых субстратов водотоков разного генезиса массовое распространение могут получать ПНБ.

2. Среди ПНБ перифитонных сообществ обычно доминируют Rhodopseudomonas palustris и различные виды рода Rhodobacter. Все выделенные в чистую культуру штаммы Rhodobacter spp. содержат ген ntfH, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Из них штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к активной денитрификации в темноте, а штаммы Я. ЫаяИсш 4−9Ы — к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктоне и эпифитоне рек Пермского края ПНБ и гетероцистным ЦБ родов АпаЬаепа и Аркатготепоп принадлежит ведущая роль в азотфиксации. На БОС г. Перми и в речном эпилитоне ПНБ, напротив, способны реализовать свой потенциал к денитрификации.

Апробация работы и публикации. Всего по теме диссертации опубликовано 9 научных работ: 4 статьи, одна из которых в журнале, рекомендованном ВАК Минобрнауки РФ, и 5 тезисов. Материалы диссертации доложены на трех Всероссийских конференциях молодых ученых.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 131 страницах, включает введение, обзор литературы, экспериментальную часть, обсуждение, выводы и список литературы из 263 наименований: 99 на русском и 164 на английском языках.

выводы.

1. Выявлено широкое распространение фототрофных пурпурных несерных бактерий в обрастаниях подводных субстратов пресноводных водотоков разного генезиса Камского и Байкальского бассейнов. Среди ПНБ перифитонных сообществ обычно доминируют Rhodopseudomonas palustris и различные виды рода Rhodobacter.

2. Все выделенные в чистую культуру штаммы, имеющие по совокупности фенотипических и генотипических признаков высокий уровень сходства с Rhodobacter capsulatus, R. sphaeroides, R. azotoformans и R. blasticus, содержат ген ntfH, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к денитрификации в темноте, а штаммы R. blasticus — к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктонных и эпифитонных сообществах низовьев рек Пермского-края гетероцистным цианобактериям родов Anabaena, Aphanizomenon и ПНБ принадлежит ведущая роль в фиксации N2. В речном эпилитоне ПНБ, напротив, реализуют свой потенциал к денитрификации in situ.

4. Наиболее массовое распространение ПНБ обнаружено в составе агрегированных частиц активного ила БОС г. Перми (до 100—700 млн. клеток/мл). Именно ониобусловливали здесь аномально высокую интенсивность денитрификации (до 900—1900 мкг]Ч/(л ¦ сут)), которая в десятки раз превышала максимальные показатели в речном эпилитоне и была сопоставима с активностью чистых культур денитрифицирующих изолятов Rhodobacter spp.

5. ПНБ играют важную роль впроцессах самоочищения исследуемых природных и сточных вод от соединений углерода, азота и металлов. В частности, все культуры фототрофных ПНБ рода Rhodobacter обладают способностью к поглощению и детоксикации/восстановлению оксианионов теллура, причем в концентрациях в несколько раз превышающих таковые для других грамотрицательных гетеротрофных бактерий.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В перифитонных сообществах и альго-бактериальных матах ряда текучих вод обнаружено массовое распространение ПНБ, где их численность обычно в 40−100 раз превышает таковую в речном планктоне и может достигать 10−50% от А^. В резервуарах БОС г. Перми, особенно в аэротенках и возвратном иле, численность ПНБ достигала 50−70% от N5 (0.2−1.0 млрд. кл/мл). Эти водотоки являются пресноводными с относительно низким содержанием сульфатов и сульфидов. Однако в анаэробных сероводородных водных массах р. Глотихи, вбирающей в себя сульфатсодержащие стоки, ПНБ вытесняются, на второй план сульфатвосстанавливающими бактериями, фототрофными зелеными и пурпурными серобактериями.

У выделенных в чистую культуру 9 штаммов рода Яко^ЬаМег выявлена способность к активной ассимиляционной сульфатредукции (растут на средах содержащих до 50 г/л М§-804 • 7 Н20), к восстановлению токсичных оксианионов теллура до экологически безвредного элементного теллура (МИК К2Те03 — 800−1800* мг/л), к аккумуляции ионов меди (на уровне 5 ПДК), фиксации N2 на свету и* к нитратредукции на свету и в темноте. Кроме того, штаммы Я. сартШт 1И, Я. аго^/огтат 2К и Я. sphaeroid. es ЗЯ выделяются способностью к активной денитрификации в темноте. Эти пресноводные нейтрофильные ПНБ содержат бактериохлорофилл а, розово-красные каротиноиды сфероиденовой серии, внутриклеточные жирные кислоты преимущественно С^ь внутриклеточные мембранные системы везикулярного и ламеллярного типа, при фотосинтезе и дыхательном метаболизме используют широкий спектр органических веществ, наиболее быстро растут в фотоорганотрофных условиях. Г+Ц в их ДНК составляет 64.5−69.5 мол.%.

В планктоне и перифитоне низовьев рек и после крупных населенных пунктов по мере увеличения численности ПНБ и гетероцистных ЦБ родов АпаЬаепа и АрЬатготепоп в летне-осенний период наблюдается рост активности фиксации N2 (за сутки 18−164 мг N в 1 м воды, 16−106 мг Мм" -в эпифитоне и 14—57 мг 1Ч/м2 — в эпилитоне). Поступление связанного азота в водотоки за счет биологической азотфиксации (в основном за счет ЦБ и ПНБ) в прибрежье р. Кама напротив БОС не превышает 10 г Ы/м" в год: 12% — в планктоне, 36% - в эпилитоне и 52% - в эпифитоне.

В аэрируемых прибрежных водах ДЕН не регистрировалась, но обнаруживалась в придонных слоях с наилком глубоководных станций (10−17 мкг >Т/(л • сут)). В обрастаниях макрофитов, несмотря на повышенную численность ПНБ и N6, потенциальная ДЕН отмечена лишь в местах обильного излива подземных вод или на загрязненных участках рек. Увеличение ПНБ и N5 в обрастаниях каменистых субстратов р. Камы напротив БОС в течение летне-осеннего периода сопровождалось значительным усилением интенсивности потенциальной ДЕН — от 25 до 227 мг >1/(м • сут). Всего, с июня по сентябрь 2005 года (122 сут.), потери соединений азота при биологической ДЕН составили 15 г 1Г/м в год: 5% - в эпифитоне и 95% — в эпилитоне. Чрезвычайно высокая скорость ДЕН (до 1.9 мг 1Ч/(л • сут)) обнаружена в активных илах БОС г. Перми и коррелировала с массовым развитием, ПНБ. Тогда, как в проточной системе-городских БОС с постоянно высоким содержанием азота аммония и нитратов интенсивность АФ поддерживается на низком уровне (< 0.001 мг 1Ч/(л • сут)).

Таким образом, ПНБ в составе перифитонных сообществ играют важную роль в биологической ДЕН, и, совместно с ЦБ, в АФ. Потенциальные возможности сообществ ПНБ по восстановлению азота нитратов в более полной мере реализуются в воде и активном иле очистных сооружений, а также в обрастаниях каменистых субстратов в речных водах Пермского края, в природных и антропогенных водотоках Камского бассейна интенсивность и масштабы АФ и ДЕН планктонными и перифитонными сообществами ПНБ и ЦБ сопоставимы с таковыми в водных массах и донных отложениях загрязняемых участков продуктивных озер и водохранилищ [Тиэка, Огеш1ап (1, 1981; Кузнецов и др., 1985; Костяев, 2004].

Показать весь текст

Список литературы

  1. O.A. Общая гидрохимия. Л.: Гидрометеоиздат. 1948. 540 с.
  2. А.Ф. Введение в продукционную гидробиологию. Л.: Гидрометеоиздат. 1989. 152 с.
  3. Е.И., Коптева Ж. Н., Занина В. В. Цианобактерии. Киев: Наук. Думка. 1990. 195 с.
  4. Е. В., Вацурина А. В., Сузина Н. Е., Гавриш Е. Ю. Кобальт-и хромсодержащие включения в клетках бактерий // Микробиология. 2004. Т. 73. № 2. С. 199−203.
  5. Н.Р. Микробиология: Учеб. пособие для студ. Вузов. М.: Колос. 2001. 352 с.
  6. М.П., Банкина Т. А., Коробейникова Л. П. Физико-химические методы в агрохимии и биологии почв: Учеб. пособие. СПб.: Изд-во С-Петер. ун-та. 2005. 177 с.
  7. И.О. Изучение механизмов адаптации пурпурных бактерий в ответ на действие природных оксидантов: Автореф. дис. .канд. биол. наук. Пермь. 2002. 24 с.
  8. П.Г. Фитоперифитон предгорной реки Сылва (бассейн Камы) // Бот. журн. 2004. Т. 89. № 3. С. 101−115.
  9. П. Г., Саралов А. И., Чикин С. М., Банникова О. М. Функциональная роль перифитона предгорной реки Сылва (бассейн р. Камы) // Биол. внутр. вод. 2007. № 3. С. 32−40.
  10. Н.С. Байкаловедение: Учеб. пособие / Н. С. Беркин, А. А. Макаров, О. Т. Русинек. Иркутск: Изд-во Ирк. гос. ун-та. 2009. 291 с.
  11. Биологические процессы во внутренних водоемах: Итоги науч. деят. Ин-та биологии внутренних вод АН СССР за 1976−1980 гг. / Под ред. A.B. Монакова. Рыбинск: Типография № 2. 1981. 44 с.
  12. E.H. Аэробные аноксигенные фототрофные бактерии щелочных местообитаний: Автореф. дис.канд. биол. наук. Москва. 2008. 27 с.
  13. И.М., Замана JI.B. Минеральные воды Бурятской АССР. Улан-Удэ: Бурятское книжное издательство. 1978. 163 с.
  14. Е.С., Кузнецов Б .Б., Марусина А. И. и др. Изучение нуклеотидных последовательностей ntfH генов у представителей метанотрофных бактерий // Микробиология. 2002. Т. 71. № 4. С. 500−508.
  15. О.В., Немцева Н. В. Микробиология биоценозов природных водоемов. Екатеринбург: УрО РАН. 2008. 156 с.
  16. A.A. Байкал в цифрах: Краткий справочник. Иркутск: Изд-во ИП «Макаров С.Е.». 2001. 72 с.
  17. Я.И., Ежиков И. Г. Живая вода Прикамья. Пермь: Перм. кн. изд-во. 1983. 140 с.
  18. Н.М. Гидромикробиология с основами общей микробиологии. М.: Пищевая промышленность. 1980. 288 с.
  19. Водные ресурсы и водное хозяйство • Урала. Коллектив авторов. Свердловск: Ср.-Уральск. кн. изд-во. 1977. 272 с.
  20. Водные системы Баргузинской котловины / Б. Б. Намсараев, В. В. Хахинов, Е. Ж. Гармаев и др. // Улан-Удэ: Изд-во Бурят, гос. ун-та. 2007. 154 с.
  21. Г. И. Байкал в вопросах и ответах. Иркутск: Вост-Сиб. кн. изд-во. 1987. 384 с.
  22. А.П. География России. М.: Большая Российская энциклопедия. 1998. 800 е.: ил, карт.
  23. М.В. Роль фотооксидазной активности в восстановлении оксианионов. теллурита и селенита у пурпурных бактерий: Автореф. дис. канд. биол. наук. Пермь: Перм. гос. ун-т. 2005. 22 с.
  24. И.Н. Перспективы использования азотфиксирующих фототрофных бактерий в биотехнологии // Фототрофные микроорганизмы: Сб. науч. трудов. Пущино. 1988. С. 95−107.
  25. И.Н., Горленко В. М. Влияние условий культивирования на состав хинонов пурпурных бактерий и пресноводных эритробактерий // Микробиология. 1995. Т 64. № 6. С. 772−775,
  26. Н.В., Кириченко О. Г., Филатова JI.B. Особенности превращения фосфатов на хроматофорах Rhodobacter sphaeroides II Прикл. биохим. и микробиол. 2004. Т. 40. № 1. С. 66−69.
  27. М.Ю., Уманская М. В. Макро- и микроскопическое разнообразие прикрепленных микробных собществ серных озер Самарской области // Матер. Всерос. конф. «Водные и наземные экосистемы: проблемы и перспективы исследований». Вологда. 2008. С. 40−43.
  28. В.М. История изучения биоразнообразия фотосинтезирующих бактерий // Микробиология. 2004. Т. 73. № 5. С. 633−643.
  29. В.М. Аноксигенные фототрофные бактерии // Труды ИНМИ им. С. Н. Виноградского: Вып. 15 «Фотосинтезирующие микроорганизмы» / Отв. Ред. В. Ф. Гальченко. М.: МАКС Пресс. 2010. С. 133−174.
  30. В.М., Бонч-Осмоловская Е.А., Компанцева Е. И., Старынин Д. А. Дифференциация сообществ микроорганизмов в связи с изменением физико-химических условий в источнике термофильном // Микробиология. 1987. Т. 56. № 2. С. 314−322.
  31. В.М., Дубинина Г. А., Кузнецов С. И. Экология водных микроорганизмов. М.: Наука. 1977. 289 с.
  32. В.М., Кеппен О. И., Пучков А. Н. Морфологическая дифференциация у несерных пурпурных бактерий // Микробиология. 1976. Т. 45. № 5. С. 817−823.
  33. К.А. Экология высших водных растений. М.: Изд-во МГУ. 1982. 157 с.
  34. A.M., Черных Е. А. Реки Пермской области: Режим, ресурсы, прогнозы, проблемы. Пермь: Перм. кн. изд-во. 1984. 214 с.
  35. Е.И., Горленко В. М. Фототрофные сообщества в некоторых термальных источниках озера Байкал // Микробиология. 1988. Т. 57. № 5. С. 841−846.
  36. Е.И., Имхофф Й. Ф., Тиманн Б. и др. Сравнительное изучение жирнокислотного состава некоторых групп несерных пурпурных бактерий // Микробиология. 2007. Т. 76. № 5. С. 615−626.
  37. Е.И., Комова A.B., Краузова В. И. и др. Несерные пурпурные бактерии в слабо- и среднеминерализованных содовых озерах Южного Забайкалья- и Северо-Восточной Монголии // Микробиология. 2009. Т. 78. № 2. С. 281−288.
  38. Е.И., Пантелеева Е. Е., Лысенко A.M. и др. Таксономический анализ группы штаммов бактериофилл ¿--содержащих пурпурных бактерий рода Blastochloris II Микробиология. 1998. Т. 67. № 3. С. 391−398.
  39. Е.И., Сорокин Д. Ю., Горленко В. М., Намсараев Б. Б. Фототрофное сообщество соленого щелочного озера Хилганта (Юго-Восточное Забайкалье) // Микробиология. 2005. Т. 74. № 3. С. 410119.
  40. С.Ф. Структура и функционирование фитоперифитона в малых реках Восточной Фенноскандии: Дис. д-ра биол. наук. 2005. 257 с.
  41. E.H. Систематическое положение и физиолого-биохимическое разнообразие фототрофных микроорганизмов // Сб. науч. трудов «Фототрофные микроорганизмы». Пущино. 1988. С. 3−10.
  42. E.H., Максимова И. В., Самуилов В. Д. Фототрофные микроорганизмы: Учеб. пособие. М.: Изд-во МГУ. 1989. 376 с.
  43. Т.Ф., Николаева И. В., Гаврилова С.В Изучение микробных сообществ при повышенном увлажнении в условиях модельного эксперимента // Ярослав, пед. ун-та вестн. 2004. № 1—2. С. 38−39.
  44. А.П. Эколого-биохимическая характеристика микроорганизмов, участвующих в круговороте азота в щелочных гидротермах Прибайкалья: Дис. канд. биол. наук. Улан-Удэ. 2007. 133 с.
  45. Экология микроорганизмов: Учеб. для студ. Вузов / А. И. Нетрусов, Е.А. Бонч-осмоловская, В. М. Горленко и др. / Под ред. А. И. Нетрусова. М.: Изд. центр «Академия». 2004. 272 с.
  46. В.В., Горленко В. М. Новый вид пресноводных аэробных бактерий Erythrobacter sibiricus sp. nov., содержащих бактериохлорофилл, а //Микробиология. 1990. Т. 59. № 1. С. 120−126.
  47. Alef К., Jackson В., McEwan A.G., Ferguson S.J. The activities of two pathways of nitrate reduction in Rhodopseudomonas capsulata II Arch. Microbiol. 1985. Vol. 142. No. 4. P. 403108.
  48. Alef K., Kleiner D. Regulatory aspects of inorganic nitrogen metabolism in the Rhodospirillaceae II Arch. Microbiol. 1982. Vol. 133. No. 3. P. 239−241.
  49. Bai H.-J., Zhang Z.-M., Guo Y., Yang G.-E. Biosynthesis of cadmium sulfide nanoparticles by photosynthetic bacteria Rhodopseudomonas palustris II Colloids and Surfaces B: Biointerfaces 70. 2009. Vol. 70. No. 1. P. 142−146.
  50. Bartnikas T.B., Tosques I.E., Laratta W.P. et al. Characterization of the nitric oxide reductase-encoding region in Rhodobacter sphaeroides 2.4.3 // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 11. P. 3534−3540.
  51. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, 2nd edn // Vol. 2: The Proteobacteria (Part C) / D.J. Brenner- N.R. Krieg- J.R. Staley (Eds.). Ed-in-chief: G. Garrity. Springer. 2005. XXVIII. 1388 p.
  52. Berne C., Allainmat B., Garcia D. Tributyl phosphate degradation by Rhodopseudomonas palustris and other photosynthetic bacteria // Biotechnol. Lett. 2005. Vol. 27. No. 8. P. 561−566.
  53. Boldareva E.N., Moskalenko A.A., Makhneva Z.K. et al. Rubribacterium polymorphum gen. nov., sp. nov., a novel alkaliphilic nonsulfur purple bacterium from an Eastern Siberian Soda Lake // Microbiology. 2009. Vol. 78. No. 6. P. 732−740.
  54. Boomer S.M., Katherine L., Noll K.L. et al. Formation of multilayered photosynthetic biofilms in an alkaline thermal spring in Yellowstone National Park, Wyoming // Appl. Environ. Microbiol. 2009. Vol. 75. No. 8. P. 2464−2475.
  55. Borghese R., Borsetti F., Foladori P. et al. Effects of the metalloidOoxyanion tellurite (TeC>3 «) on growth characteristics of the phototrophic bacterium Rhodobacter capsulatus II Appl. Environ. Microbiol. 2004. Vol. 70. No. 11. P. 6595−6602.
  56. Breitbarth E., Mills M. M., Friedrichs G., LaRoche J. The Bunsen gas solubility coefficient of ethylene as a function of temperature and salinity and its importance for nitrogen fixation assays // Limnol. Oceanogr.: Methods. 2004. Vol. 2. P. 282−288.
  57. Cantera J.J.L., Kawasaki H., Seki T. The nitrogen-fixing gene (nifH) of Rhodopseudomonas palustris: a case of lateral gene transfer? // Microbiology. 2004. Vol. 150. No. 7. P. 2237−2246.
  58. Castillo F., Cardenas J. Nitrate reduction by photosynthetic purple bacteria II Photosynt. Res. 1982. Vol. 3. No. 1. P. 3−18.
  59. Castillo F.M., Dobao M.M., Reyes F. et al. Molecular and regulatory properties of the nitrate reducing systems of Rhodobacter II Curr. Microbiol. 1996. Vol. 33. No. 6. P. 341−346.
  60. Costerton J.W. Overview of microbial biofilms // J. Industr. Microbiol. Biotechnol. 1995. Vol. 15. No. 3. P. 137−140.
  61. Danilov R.F., Ekelund N.G.A. Effects of Cu2+, Ni2+, Pb2+, Zn2+ and pentachlorophenol on photosynthesis and motility in Chlamydomonas reinhardtii in short-term exposure experiments // BMC Ecology. 2001. 1:1.1186: P. 1472−6785.
  62. Davey M., O’Toole G.A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics II Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. Vol. 64. No. 4. P. 847−867.
  63. Donmez G.C., Ozturk A. Biodegradation of homocyclic and heterocyclic aromatic compounds by Rhodopseudomonas palustris strains // Turkish J. Biol. 1999. Vol. 23. No. 4. P. 507−511.
  64. Euzeby J.P., Kudo T. Corrigenda to the Validation Lists // Int. J. of Syst. Evol. Microbiol. 2001. Vol. 51. No. 5. P. 1933−1938.
  65. Falcon L. I., Cerritos R., Eguiarte L. E., Souza V. Nitrogen fixation in microbial mat and stromatolite communities from Cuatro Cienegas, Mexico // Microb. Ecol. 2007. Vol. 54. No. 2. P. 363−373.
  66. Ferguson S J., Jackson J.B., McEwan A.G. Anaerobic respiration in the Rhodospirillaceae: characterisation of pathways and evaluation of roles inredox balancing during photosynthesis // FEMS Microbiol. Rev. 1987. Vol. 46. No. 2. P. 117−143.
  67. Finke L.R., Seeley, Jr.H.W. Nitrogen fixation (acetylene reduction) by epiphytes of freshwater macrophytes // Appl. Environ. Microbiol. 1978. Vol. 36. No.l.P. 129−138.
  68. Fujimoto H., Wakabayashi M., Yamashiro H. et al. Whole-cell arsenite biosensor using photosynthetic bacterium Rhodovulum sulfidophilum II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 73. No. 2. P. 332−338.
  69. Giotta L., Agostiano A., Italiano F. et al. Heavy metal ion influence on the photosynthetic growth of Rhodobacter sphaeroides II Chemosphere. 2006. Vol. 62. No. 9. P. 1490−1499.
  70. Gu Z., Chen D., Han Y. et al. Optimization of carotenoids extraction from Rhodobacter sphaeroides II LWT-Food Sci. Technol. 2008. Vol. 41. No. 6. P: 1082−1088.
  71. Halbleib C.M., Ludden P.W. Regulation of biological nitrogen fixation // J. Nutrition. 2000. Vol. 130. No. 5. P. 1081−1084.
  72. Hallin S., Pell M. Acetylene inhibition for measuring denitrification rates in activates sludge II Wat. Sci. Technol. 1994. Vol. 30. No.6. P. 161−167.
  73. Heising S., Schink B. Phototrophic oxidation of ferrous iron by a Rhodomicrobium vannielii strain // Microbiology. 1998. Vol. 144. No. 8. P. 2263−2269.
  74. Hiraishi A. Transfer of the bacteriochlorophyll ?-containing phototrophic bacteria Rhodopseudomonas viridis and Rhodopseudomonas sulfoviridis to the genus Blastochloris gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. Vol. 47. No. 1. P. 217−219.
  75. Hiraishi A., Hoshino Y., Satoh T. Rhodoferax fermentans gen. nov., sp. nov., a phottrophic purple nonsulfur bacterium previously refered to as the „Rhodocyclus gelatinosus-like“ group // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 155. No. 4. P. 330−336.
  76. Hiraishi A., Santos T.S., Sugiyama J., Komagata K. Rhodopseudomonas rutila is a later subjective synonym of Rhodopseudomonas palustris // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol. 42. No.l. P. 186−188.
  77. Hiraishi A., Ueda Y. Intrageneric Structure of the Genus Rhodobacter: transferof Rhodobacter suljidophilus and related marine species to the genus Rhodovulum gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. Vol. 44. No. 1. P. 15−23.
  78. Hodoki Y. Bacteria biofilm encourages algal immigration onto substrata in lotic systems // Hydrobiologia. 2005. Vol. 539. No. 1. P. 27−34.
  79. Hougardy A., Klemme J.-H. Nitrate reduction in a new strain of Rhodoferax fermentans II Arch. Microbiol. 1995. Vol. 164. No. 5. P. 358−362.
  80. Imhoff J.F. True marine and halophilic anoxygenie phototrophic bacteria // Arch Microbiol. 2001. Vol. 176. No. 4. P. 243−254.
  81. Imhoff J.F. Systematics of anoxygenic phototrophic bacteria / R. Hell et al. (Eds.) // Sulfur metabolism in phototrophic organisms. Springer. 2008. P. 269−287.
  82. Imhoff J.F., Caumette P. Recommended standards for the description of new species of anoxygenic phototrophic bacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. Vol: 54. No. 4. P. 1415−1421.
  83. Imhoff J.F., Thiemann B. Influence of salt concentration and temperature on the fatty acid compositions of Ectothiorhodospira and other halophilic phototrophic purple bacteria // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 156. No. 5. P. 370−375.
  84. Inglett P.W., Reddy K.R., McCormick P.V. Periphyton chemistry and nitrogenase activity in a northern Everglades ecosystem // Biogeochemistry. 2004. Vol. 67. No. 2. P. 213−233.
  85. Ishida C.K., Arnon S., Peterson C.G. et al. Influence of algal community structure on denitrification rates in periphyton cultivated on artificial substrata // Microb. Ecol. 2008. Vol. 56. No. 1. P. 140−152.
  86. Ismail K.S.K., Najafpour G., Younesi H. et al. Biological hydrogen production from CO: bioreactor performance // Biochem. Engin. J. 2008. Vol. 39. No. 3. P. 468−477.
  87. Jordan T.L., Staly J.T. Electron microscopic study of succession in the periphyton community of Lake Washington // Microbial. Ecology. 1976. Vol. 2. No. 4. P: 241−251.
  88. Joshi, H.M., Tabita F.R. A global', two component signal transduction system that integrates the control of photosynthesis, carbon dioxide assimilation, and nitrogen fixation // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. No. 25. P. 14 515−14 520.
  89. Kantachote D., Torpee S., Umsakul K. The potential use of anoxygenic phototrophic bacteria for treating latex rubber sheet wastewater // Electron. J. Biotechnol., 2005. Vol 8. No 3. P. 314−323.
  90. Katoh T. Nitrate reductase in photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum adaptive formation of nitrate reductase // Plant. Cell. Physiol. 1963. Vol. 4. No. 2. P. 199−215.
  91. Kern M., Koch H.G., Klemme J.H. EDTA activation H2 photoproduction by Rhodospirillum rubrurn II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992. Vol. 37. No. 4. P. 496 500.
  92. Kessi J. Enzymic systems proposed to be involved in the dissimilatory reduction of selenite in the purple non-sulfur bacteria Rhodospirillum rubrum and Rhodobacter capsulatus II Microbiology. 2006. Vol. 152. No. 3. P. 731−743.
  93. Kim K., Zhang-Y., Roberts G. P. Characterization of altered regulation variants of dinitrogenase reductase-activating glycohydrolase from Rhodospirillum rubrum IIFEBS Lett. 2004b. Vol. 559. No. 1. P. 84−88.
  94. Klemme J-H. Occurrence of assimilatory nitrate reduction in phototrophic bacteria of the genera Rhodospirillum and Rhodopseudomonas II Microbiologica. 1979. Vol. 2. P. 415−420.
  95. Klemme J-H., Chyla I., Preuss M. Dissimilatory nitrate reduction by strains of the facultative phototrophic bacterium Rhodopseudomonas palustris II FEMS Microbiol. Lett. 1980. Vol. 9. No. 2. P. 137−140.
  96. Kowalewska G., Fulkowski L. Hoffmannand S., Szezepaniak L.S. Replacement of magnesium by copper (II) in the chlorophyll porphyrin ring of planctonic algae // Acta Physiol. Plant. 1987. Vol. 9. No. 2. P. 43−52.
  97. Kuchta T., Rusell N.J. Glycinebetaine stimulates, but NaCl inhibits, fatty acid biosynthesis in the moderately halophilic eubacterium HX // Arch. Microbiol. 1994. Vol. 161. No. 3. P. 234−238.
  98. Kulichevskaya I.S., Guzev V.S., Gorlenko V.M. et al. Rhodoblastus sphagnicola sp. nov., a novel acidophilic purple non-sulfur bacterium from Sphagnum peat bog // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. Vol. 56. No. 6. P.1397−1402.
  99. Kumar A., Prasad R. Biofilms // JK Science. 2006. Vol. 8. No. 1. P. 14−17.
  100. Kwiatkowski A.V., Laratta W.P., Toffanin A., Shapleigh J.P. Analysis of the role of the nnrR gene product in the response of Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 to exogenous nitric oxide // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 17. P. 5618−5620.
  101. , D. J. 16S/23S rRNA sequencing / E. Stackebrandt, M. Goodfellow (Eds.) // Nucl. Acid Techniq. Bacter. Syst. 1991. P. 115−175.
  102. Lim S.-K., Kim S.J., Cha S.H. et al. Complete genome sequence of Rhodobacter sphaeroides KD 131 II J. Bacteriol. 2009. Vol. 191. No. 3. P. 1118−1119.
  103. Liu G.-F., Zhou J.-T., Wang J. et al. Bacterial decolorization of azo dyes by Rhodopseudomonas palustris II World J. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 22. No. 10. P. 1069−1074.
  104. Loveless T.M., Saah J.R., Bishop P.E. Isolation of nitrogen-fixing bacteria containing molybdenum-independent nitrogenases from Natural Environments // Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. 65. No. 9. P. 4223−4226.
  105. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chemistry. 1951. Vol. 193. No. l.P. 265−275.
  106. Ludden P.W., Roberts G.R. Nitrogen fixation by photosynthetic bacteria // Photosynt. Res. 2002. Vol. 73. No. 1−3. P. 115−118.
  107. Lyautey E., Jackson C.R., Cayrou J. et al. Bacterial community succession in natural river biofilm assemblages // Microbiol. Ecol. 2005. Vol. 50. No. 4. P. 589−601.
  108. Mack E.E., Mandelco L., Woese C.R., Madigan M.T. Rhodospirillum sodomense, sp. nov., a Dead Sea Rhodospirillum species // Arch. Microbiol. 1993. Vol. 160. No. 5. P. 363−371.
  109. Maeda I., Yamashiro H., Yoshioka D. et al. Colorimetric dimethyl sulfide sensor using Rhodovulum sulfidophilum cells based on intrinsic pigment conversion by CrtA // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 70. No. 4. P. 397402.
  110. Madigan M. T. Anoxygenic phototrophic bacteria from extreme environments // Photosynt. Res. 2003. Vol. 76. No. 3. P. 157−171.
  111. Madigan M., Cox S.S., Stegeman R.A. Nitrogen- fixation and nitrogenase activities in members of the family Rhodospirillaceae II J. Bacteriol. 1984. Vol. 157.No. LP. 73−78.
  112. Madigan M.T., Jung D.O. An overview of purple bacteria: systematics, physiology, and habitats / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds.) // The Purple phototrophic bacteria. Springer. Netherlands. 2008. P. 1−15.
  113. Malofeeva I.V., Bogorov L.V., Gogotov I.N. Utilization of nitrates by purple bacteria // Mikrobiologiya. 1974. Vol. 43. No. 6. P. 967−972.
  114. Marmur J., Doty P. Determination of the base composition of desoxyribonucleic acid from its thermal denaturation temperature // J. Mol. Biol. 1962. Vol. 5. No. 1. P. 109−118.
  115. Masepohl B., Drepper T., Paschen A. et al. Regulation of nitrogen fixation in the phototrophic purple bacterium Rhodobacter capsidatus // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2002. Vol. 4. No. 3. P.243−248.
  116. McCormick P.A., Stevenson R.J. Periphyton as a tool for ecological assessment and management in the Florida Everglades // J. Phycol. 1998. Vol. 34. No. 5. P. 726−733.
  117. McEwan A.G., Greenfield A J. Wetzstein H.G. et. al. Nitrous oxide reduction by members of the family Rhodospirillaceae and the nitrous oxide reductase of Rhodopseudomonas capsulate II J. Bacteriol. 1985. Vol. 164. No. 2. P. 823−830.
  118. McEwan A.G., Jackson J.B., Ferguson S J. Rationalization of properties of nitrate reductases in Rhodopseudomonas capsulate II Arch. Microbiol. 1984. Vol. 137. No. 4. P. 344−349.
  119. Michalski W.P., Nicholas D.J.D. The Adaptation: of Rhodopseudomonas sphaeroides f. sp. denitrificans for growth under denitrifying conditions // J. Gen. Microbiol. 1984. Vol. 130. No. 1. P. 155−165.
  120. Miller D.N., Bryant J.E.,. Madsen E.L., Ghiorse W.C. Evaluation and optimization of DNA extraction and purification procedures for soil and sediment samples // Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. 65. No. 11. P. 4715^1724.
  121. Moreno-Vivian C., Cabello P., Martinez-Luque M. et al. Prokaryotic nitrate reduction: molecular properties and functional distinction among bacterial nitrate reductases // J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. No. 21. P. 6573−6584.
  122. Najafpour G., Ismail K.S.K., Younesi H. et al. Hydrogen as clean fuel via continuous fermentation by anaerobic photosynthetic bacteria, Rhodospirillum rubrum II African J. Biotechnol. 2004. Vol. 3. No. 10. P. 503−507.
  123. Neu T.R. Significance of bacterial surface-active compounds in interaction of bacteria with interfaces // Microbiol. Rev. 1996. Vol. 60. No. 1. P. 151−166.
  124. Odum E.P. The Strategy of ecosystem development // Science. 1969. Vol. 164. No. 3877. P. 262−270.
  125. O’gara J. P, Gomelsky M., Kaplan.S. Identification-and molecular genetic analysis of multiple loci contributing to high-level tellurite resistance in Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 // Appl: Environ: Microbiol. 1997. Vol. 63. No. 12. P: 471−3-4720.
  126. Okabe S., Satoh H.,.Watanabe Y. In situ analysis of nitrifying biofilms as determined' by in situ hybridization and the use of microelectrodes II Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. .65. No. 7. P. 3182−3191.
  127. Okamura K., Hisada T., Kanbe T., Hiraishi A. Rhodovastum atsumiense gen. nov., sp. nov., a phototrophic alphaproteobacterium isolated from paddy soil // J. Gen. Appl. Microbiol. 2009. Vol. 55. No. 1. P. 43−50.
  128. Okubo Y., Futamata H., Hiraishi A. Distribution and capacity for utilization of lower fatty acids of phototrophic purple nonsulfur bacteria in
  129. Wastewater environments // Microb. Environ. 2005. Vol. 20. No. 3. P.135−143.
  130. Okubo Y., Futamata H., Hiraishi A. Characterization of phototrophic purple nonsulfur bacteria forming colored microbial mats in a Swine Wastewater Ditch // Appl. Environ. Microbiol. 2006. Vol. 72. No. 9. P.6225−6233.
  131. Orcutt F.S., Seevers M.H. A method for, determining the solubility of gases in pure liquids or solutions using the Van Slyke-Neill manometric apparatus // J. Biol. Chem. 1937. Vol. 117. No. 2. P. 501−507.
  132. Oremland R.S., Capone D.G. Use of „Specific“ inhibitors in biogeochemistry and microbial ecology // Adv. Microbial^ Ecoll 1988. V. 10. P. 285−383.
  133. Paerl H. W., Pinckney J.L. A Mini-review of microbial consortia: their roles in aquatic production and biogeochemical cycling // Microb. Ecol. 1996. Vol. 31. No. 3. P. 225−247.
  134. Pappas C.T., Sram J., Moskvin O.V. et al. Construction and validation of the Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 DNA microarray: transcriptome flexibility at diverse growth modes //J. Bacteriol. 2004. Vol. 186. No. 14. P. 4748−4758.
  135. Pemberton J. Mi, Home I.M., McEwan A.G. Regulation of photosynthetic gene expression in purple bacteria // Microbiology. 1998. Vol. 144. No: 2. P. 267−278.
  136. Pinckney J.L., Paerl H.W. Anoxygenic photosynthesis and- nitrogen fixation by a microbial mat community in a Bahamian Hypersaline Lagoon // Appl. Environ. Microbiol. 1997. Vol. 63. No. 2. P. 420−426: —
  137. Pino- C., Olmo-Mira F., Martinez-Luque M. et al: The assimilatory nitrate reduction system of thehototvophic bzLCteYmm Rhodobacter capsulatus E1F1 // Biochem. Soc. Trans. 2006. Vol. 34 (Pt 1). P. 127−129.
  138. Ponsano E. H-G-, Pinto? M: F., Neto M. G-, Lacava PIM. Rhodocyclus gelatinosus biomass for egg yolk, pigmentations // J. Appl. Poult. Res. 2004: Vol. 13. No. 3. P. 421425. .
  139. Raymond J., Siefert J-L., Staples C.R., Blankenship R.E. The Natural history of nitrogen fixation // MoL Biol. Evol. 2004. Vol. 21. No. 3. P. 541−554.,
  140. Rey F.E., Heiniger E.K., Harwood C.S. Redirection of metabolism for biological hydrogen production //AppL Environ. Microbiol. 2007. Vol. 73. No. 5. P. 1665 1671.
  141. Richardson D.J., Berks B.C., Russell D.A. et al. Functional, biochemical and genetic diversity of prokaryotic nitrate reductases // Cell. Mol. Life Sci. 2001. Vol. 58. No. 2. P.165−178.
  142. Richardson D.J., King G.F., Kelly D.J. et al. The role of auxiliary oxidants in maintaining redox balance during phototrophic growth of Rhodobacter capsulatus on propionate or butirate // Arch. Microbiol. 1988. Vol. 150. No. 2. P. 131−137.
  143. Rodionov D.A., Dubchak I.L., Arkin A.P. et al. Dissimilatory metabolism of nitrogen oxides in bacteria: comparative reconstruction of transcriptional networks // PLoS Comput. Biol. 2005. 1(5): e55.
  144. Roeselers G., van Loosdrecht M.C.M., Muyzer G. Phototrophic biofilms and their potential applications // J. Appl. Phycol. 2007. Vol. 20. No. 3. P.227−35.
  145. Rubio L.M., Ludden P.W. Maturation of nitrogenase: a biochemical puzzle // J. Bacteriol. 2005. Vol. 187. No. 2. P. 405−414.
  146. Rybakova I.V., Bel’kova N.L., Lapteva N.A., Sukhanova E. V. Adapting molecular-genetic methods for studying the taxonomic diversity of microbial communities associated with macrophytes // Inland' Water Biology. 2009. Vol. 2. No. l.P. 96−103.
  147. Sabaty M., Avazeri C., Pignol D., Vermeglio A. Characterization of the reduction of selenate and tellurite by nitrate reductases // Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67. No.ll. P. 5122−5126.
  148. Sameshima-Saito R., Chiba K., Minamisawa K. New method of denitrification analysis of Bradyrhizobium field isolates by gas chromatographic determination of 15N-labeled N2 //Appl. Environ. Microbiol. 2004. Vol. 70. No. 5. P. 2886−2891.
  149. Sandmann G., Boger P. Copper-mediated lipid peroxidation processes in photosynthetic membranes // Plant Physiol. 1980. Vol. 66. No. 5. P. 797−800.
  150. Satoh T. Light-activated, -inhibited and -independent denitrification by a denitrifying phototrophic bacterium // Arch. Microbiol. 1977. Vol. 115. No. 3. P. 293−298.
  151. Satoh T., Hoshino Y., Kitamura N. Rhodopseudomonas sphaeroides forma sp. denitrificans, a denitrifying strain as a subspecies of Rhodopseudomonas sphaeroides II Arch. Micribiol. 1976. Vol. 108. No. 3. P. 265−269.
  152. Scheuring S., Reiss-Husson F., Engel A. et al. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2 // EMBO J. 2001. Vol. 20. No. 12. P. 3029−3035.
  153. Schmidt K., Bowien B. Notes on the description of Rhodopseudomonas blastica II Arch. Microbiol. 1983. Vol. 136. No. 3. P. 242.
  154. Schneider K., Muller A., Schramm U., Klipp W. Demonstration of a molybdenum- and vanadium-independent nitrogenase in a nifHDK deletion mutant of Rhodobacter capsulatus II Eur. J. Biochem. 1991. Vol. 195. No: 3. P. 653−661.
  155. Seitzinger S.P., Garber J.H. Nitrogen fixation and 15N2 calibration of the acetylene redction assay in-coastal marine sediments // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1987. Vol. 37. P: 65−73.
  156. Shapleigh J.P. Dissimilatory and assimilatory nitrate reduction in the purple photosynthetic bacteria / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds.) // The Purple Phototrophic Bacteria. Springer. 2009. P. 623−642.
  157. Shoreit A.A.M., Abd-Alla M.H., Shabeb M.S.A. Acetylene reduction by Rhodospirillaceae from the Aswan High Dam Lake // World J. Microbiol. Biotechnol. 1992. Vol. 8. No. 2. P. 151−154.
  158. Siefert E., Irgens R.L., Pfennig N. Phototrophic purple and green bacteria in a sewage treatment plant //Appl. Environ. Microbiol. 1978. Vol. 35. No.l. P. 38−44.
  159. Siefert E., Pfennig N. Diazotrophic growth of Rhodopseudomonas acidophila and Rhodopseudomonas capsulata under microaerobic conditions in the dark// Arch. Microbiol. 1980. Vol. 125. No. 1. P. 73−77.
  160. Sinha S.N., Banerjee R.D. Ecological role of thiosulfate and sulfide utilizing purple nonsulfur bacteria of a riverine ecosystem // FEMS Microbiol. Ecol. 1997. Vol. 24. No. 3. P. 211−220.
  161. Smith S.V. Phosphorus versus nitrogen limitation in the marine environment // Limnol. Oceanogr. 1984. Vol. 29. No. 6. P. 1149−1160.
  162. Smith S.M., Lee K.D. Responses of periphyton to artificial nutrient enrichment in freshwater kettle ponds of Care Cod National Seashore // Hydrobiologia. 2006. Vol. 571. No. 1. P. 201−211.
  163. Sohier D., Berthier F., Reitz J. Safety assessment of dairy microorganisms: bacterial taxonomy // Int. J. Food Microbil. 2008. Vol: 126. No. 3. P. 267−270.
  164. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16s rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. Vol. 44. No. 4». P. 846−849.
  165. Steppe T.F., Olson J.B., Paerl II.W. et al. Gonsortial’N2 fixation: a strategy for meeting nitrogen requirements of marine and terrestrial cyanobacterial mats //FEMS Microbiol. Ecol. 1996. Vol. 21. No. 3. P. 149−156.
  166. Stewart W.D., Fitzgerald G.P., Burris R.H. In situ, studies on N2 fixation using the’acetylene reduction technique // Proc. Natl. Acad>. Sci. USA. 1967. Vol. 58. No. 5. P. 2071−2078.
  167. Strnad H., Lapidus A., Paces J. et al. Complete genome sequence of the photosynthetic purple nonsulfur bacterium Rhodobacter capsulatus SB 1003 // J. Bacteriol. 2010. Vol. 192. No. 13. P. 3545−3546.
  168. Sunita M., Mitra C.K. Photoproduction of hydrogen by photosynthetic bacteria from sewage and waste water // J. Biosci. 1993. Vol. 18. No. 1. P. 155−160.
  169. Szlauer-Lukaszewska A. Succession of periphyton developing on artificial substrate immersed in polysaprobic Wastewater Reservoir // Polish J. Environ. Stud. 2007. Vol. 16. No. 5. P. 753−762.
  170. Tan J.W., Thong K.L., Arumugam N.D. et al. Development of a PCR assay for the detection of nifH and nifD genes in indigenous photosynthetic bacteria // Int. J. Hydrogen Ener. 2009. Vol. 34. No. 17. P. 7538−7541.
  171. Tang X., Gao G., Qin B. et al. Characterization of bacterial communities associated with organic aggregates in a large, shallow, eutrophic freshwater Lake (Lake Taihu, China) // Microbial Ecol. 2009.Vol. 58. No. 2. P. 307−322.
  172. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Hanmougin F., Higgins D.G. The ClustalX windows interface: flexible strategies for multiple sequence aligment aided by quality analysis tools // Nucleic Acids Research. 1997. Vol. 25. No. 24. P. 4876−4882.
  173. Tindall B.J. Rhodocista centenaria vs Rhodospirillum centenum: a reply to Gest and. Favinger // Int. J. Syst. Evol. Microbiol: 2001. Vol. 51. No. 2. P. 711−713.
  174. Tichi M.A., Tabita F.R. Maintenance and control of redox poise in Rhodobacter capsulatus strains deficient in the Calvin-Benson-Bassham pathway // Arch. Microbiol. 2000. Vol. 174. No. 5. P. 322−333.
  175. Tosques I.E., Kwiatkowski A.V., Shi J., Shapleigh J.P. Characterization and regulation of the gene encoding nitrite reductase in Rhodobacter sphaeroides 2.4.3. // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 4. P. 1090−1095.
  176. Triska F.J., Oremland R.S. Denitrification associated with periphyton communities // Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 42. No. 4. P. 745−748.
  177. Validation List no. 127: List of new names and new combinations previously effectively, but not validly, published // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. Vol. 59. No. 5. P. 923−925.
  178. Van Fleet-Stalder V., Chasteen T.G., Pickering I.J. et al. Fate of selenate and selenite metabolized by Rhodobacter sphaeroides II Appl. Environ. Microbiol. 2000. Vol. 66. No. 11. P. 4849^-853.
  179. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment // Comput. Applic. Biosci. 1994. Vol. 10. No. 5. P. 569−570.
  180. Watnick P., Kolter R. Biofilm, City of Microbes // J. Bacterid., 2000. Vol. 182. No. 10. P. 2675−2679.
  181. Wetzel R.G. Limnology, 2nd ed. Philadelphia. Saunders College Publishing. 1983. 858 p.
  182. Wilde K.L., Stauber J.L., Markich S J. et al. The Effect of pH on the uptake and toxicity of copper and zinc in a tropical freshwater alga {Chlorella sp.) // Arch. Environ- Contam. Toxicol. 2006. Vol. 51. No.2. P. 174−185.
  183. Willows R.D., Kriegel A.M. Biosynthesis of bacteriochlorophylls in purple bacteria / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds) // The Purple Phototrophic Bacteria. Springer. 2008. Vol. 28. Pt 2. P. 57−79.
  184. Yakunin A.F., Hallenbeck P.C. Short-Term regulation of nitrogenase activity by NH4+ in Rhodobacter capsulatus: multiple in vivo nitrogenase responses to NH/ addition // J. Bacteriol. 1998. Vol. 180. No. 23. P. 6392−6395.
  185. Yeliseev A.A., Kaplan S. Anaerobic carotenoid biosynthesis in Rhodobacter sphaeroides 2.4.1: H2O is a source of oxygen for the 1-methoxy group of spheroidene but not for the 2-oxo group of spheroidenone // FEBS Lett. 1997. Vol. 403. No. 1. P. 10−14.
  186. Yoshida K., Yoshioka D., Inoue K. et al. Evaluation of colors in green mutants isolated from purple bacteria as a host for colorimetric whole-cell biosensors //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. Vol. 76. No. 5. P. 1043−1050.
  187. Yoshinari T., Knowles R. Acetylene inhibition of nitrous oxide reduction by denitrifying bacteria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. Vol. 69. No. 3. P. 705−710.
  188. Zehr J.P., Ward B.B. Nitrogen cycling in the ocean6 new perspectives on processes and paradigms // Appl. Environ. Microbiol. 2002. Vol. 68. No. 3. P. 1015−1024.
  189. Zumpf W.G. Cell biology and molecular basis of denitrification // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. Vol. 61. P. 533−616.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!