Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Технология генотипирования культурных и дикорастущих форм Brassica на основе анализа полиморфизма микросателлитов

Диссертация: Технология генотипирования культурных и дикорастущих форм Brassica на основе анализа полиморфизма микросателлитов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Описанная в данной работе технология генотипирования на основе микросателлитного анализа позволяет надежно различать рода, виды, copia, выявлять генетическую неоднородность селекционного материала и осуществлять контроль интрофессии генетического материала от родительских форм в межродовые, межвидовые и сортовые гибриды. Данная техноло1 ия предназначена для решения таких задач, как поддержание… Читать ещё >

Технология генотипирования культурных и дикорастущих форм Brassica на основе анализа полиморфизма микросателлитов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. Литературный обзор
    • 1. 1. Род Brassica как объект исследования
      • 1. 1. 1. Систематика рода Brassica
      • 1. 1. 2. Эволюция и геномные взаимосвязи видов Brassica
      • 1. 1. 3. Селекция и регистрация культурных форм Brassica
        • 1. 1. 3. 1. Селекция хозяйственно-ценных признаков
        • 1. 1. 3. 2. Селекция культур Brassica, устойчивых к болезням и неблагоприятным условиям среды
        • 1. 1. 3. 3. Регистрация сортов
    • 1. 2. Молекулярные маркеры в генотипировании растений рода Brassica
      • 1. 2. 1. Полиморфизм длин рестрикционных фрагментов (RFLP-маркеры)
      • 1. 2. 2. Произвольно амплифицируемые ДНК-маркеры (RAPD-маркеры)
      • 1. 2. 3. Анализ полиморфизма длин амплифицированных фрагментов (AFLP-маркеры)
      • 1. 2. 4. Полиморфизм простых повторяющихся последовательностей
  • SSR-маркеры)
    • 1. 2. 5. 11. олиморфизм межмикросателлитных последовательностей
    • I. SSR-маркеры)
      • 1. 2. 6. Полиморфизм селективно амплифицируемых микросателлитных локусов (ЙАМРЬ-маркеры)
      • 1. 2. 7. Амплифицируемые маркеры с известной нуклеотидной последовательностью (8ТБ и БСАЯ-маркеры)
  • ГЛАВА 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Материалы и реактивы
    • 2. 2. Приборы и методы
    • 2. 3. Общие методики
      • 2. 3. 1. Выращивание растений
      • 2. 3. 2. Выделение геномной растительной ДНК СТАВ-методом
      • 2. 3. 3. Выделение геномной растительной ДНК на силикагелевомсорбенте
      • 2. 3. 4. Выделение плазмидной ДНК
      • 2. 3. 5. Полимеразная цепная реакция
      • 2. 3. 6. Электрофорез в агарозном геле
      • 2. 3. 7. Электрофорез в полиакриламидном геле
      • 2. 3. 8. Визуализация ДНК в полиакриламидном геле с помощью нитрата серебра
      • 2. 3. 9. Анализ флуоресцентно-меченных ПЦР-фрагментов
      • 2. 3. 10. Секвенирование ДНК-матриц по Сэнгеру
      • 2. 3. 11. Приютовление маркера длины риС18/МБр
      • 2. 3. 12. Проведение ферментативных реакций
      • 2. 3. 13. Клонирование амплифицированных фрагментов ДНК
      • 2. 3. 14. Трансформация и анализ клонов
      • 2. 3. 15. Анализ клонов с помощью ПЦР-амплификации
      • 2. 3. 16. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей микросателлитных фрагментов
  • ГЛАВА 3. Результаты и обсуждение
    • 3. 1. Исследование генетического разнообразия растений рода Brassica
      • 3. 1. 1. Выбор праймеров для анализа полиморфизма микросателлитных локусов
      • 3. 1. 2. Микросателлитный анализ видов Вгаччка и родственных представителей семейства Brassicaceae
      • 3. 1. 3. Оценка i енетического полиморфизма видов и разновидностей Brassica
    • 3. 2. Исследование интрогрессии генетического материала геномов А, В и С
  • Brassica в межвидовые и межродовые гибриды
    • 3. 3. Исследование природы полиморфизма микросателлитных локусов геномов А,
  • В и С Brassica
    • 3. 4. Создание SCAR-маркера для анализа интрогрессии B-генома Brassica
    • 3. 5. Практическое применение метода микросателлитного анализа в селекции
      • 3. 5. 1. Генотипирование близкородственных сортов рапса (В парт)
      • 3. 5. 2. Исследование интрогрессии аллельных форм микросателлитных локусов листовых овощных сортов В rapa в их гибриды

Семейство Brassicaceae (Капустные) насчитывает 350 родов и около 3500 видов Экономическую ценность семейства главным образом определяет род Brassica (Капуста). Естественный отбор в пределах рода Brassica привел к формированию большою морфологического разнообразия, на основе которого было создано многообразие выращиваемых по всему миру ценных масличных, овощных, пряных, кормовых и декоративных культур. Большинство культурных форм Brassica произошло от шести основных видов: В napus (масличный рапс, брюква), В rapa (восточноазиатские капусты, сурепица, рена и турнепс), В. oleraceo (кочанная, брюссельская и цветная капуста, брокколи, кольраби), В juncea (горчица сарептская) В carinala (юрчица эфиопская) и В nigra (горчица черная). Фило1енетические взаимосвязи между этими видами хорошо описаны моделью так называемого «U-треугольника». Согласно этой модели в результате естественной гибридизации трех диплоидных видов В rapa, В nigra, В oleracea, геномы которых условно обозначены как АА, ВВ и СС, возникли аллотетраплоидные формы В. juncea (ААВВ), В napus (ААСС), В carinala (ВВСС). Таким образом, род Brassica представляет собой удобную модель для исследования 1енетического разнообразия и интрогрессии генетического материала в результате межвидовой и межродовой гибридизации.

Исследование генетического разнообразия культурных и дикорастущих видов Brassica и родственных представителей семейства Brassicaceae представляет большое научное значение для выяснения филогенетических взаимосвязей и эволюции 1еномов, уточнения границ таксонов и практическое значение для выявления потенциальных источников новых культур и доноров важных агрономических признаков, которые могут быть включены в различные селекционные программы.

Важной сферой описания и использования растительных генетических ресурсов является регистрация растительных форм. Новые сорта культурных растений должны пройти ряд тестов на отличимость, однородность и стабильность (DUS — Distinctness, Uniformity, Stability), которые составляют основу защиты интеллектуальной собственности селекционеров. Современная система диагностирования, основанная на ряде стандартизованных морфологических характеристик, требует длительных полевых испытаний. Кроме того, в связи с широким применением в селекции новейших биотехнолошй растительные коллекции значительно пополнились ¡-ибридными сортами и ¡-енетически модифицированными формами, которые невозможно надежно различать и идентифицировать, используя ограниченное число морфологических характеристик. Для быстрого и надежного различения и идентификации растительных форм возникла необходимость анализа полиморфизма на генетическом уровне.

Наиболее перспективным подходом для исследования i енетического полиморфизма представляется использование методов молекулярною анализа, основанных на анализе полиморфизма ДНК (RFLP, RAPD, AFLP, SSR и т. п.), позволяющих получить индивидуальную характеристику отдельного генотипа — ДНК-профиль. Применение ДНК-технологий открывает новые возможности для эффективного решения различных задач современной селекции, таких как поддержание генетических коллекций, подбор родительских пар при скрещивании, составление родословных, контроль интрогрессии генетического материала, паспортизация и сертификация сортов, защита интеллектуальной собственности, картирование и клонирование генов хозяйственно ценных признаков, а также в исследовании организации и эволюции геномов, в мониторинге трансгенов.

Существующие методы анализа геномов отличаются по сложности, надежности и объему получаемой информации. Для надежного различения и идентификации генотипов, исследования фило1енетических взаимосвязей и интрогрессии генетического материала, наиболее перспективным является метод анализа полиморфизма микросателлитов, позволяющий получать воспроизводимые, информативные профили известных фрагментов генома.

Целью данной диссертационной работы являлась разработка технологии i епотипирования культурных и дикорастущих форм Brassica на основе микросателлитного анализа.

выводы.

1. Разработана универсальная технология генотипирования культурных и дикорастущих растений рода Brassica на основе анализа полиморфизма микросателлитов. По результатам анализа 98 генотипов с помощью 40 пар ираймеров предложен оптимальный набор из 18 пар ираймеров для генотипирования растений рода Brassica.

2. Показано, что разработанная технология микросателлитною анализа позволяет различать и идентифицировать растения рода Brassica, составляющие треугольник U, и представителей других родов семейства Brassicaceae (Sinapis, Raphanus, Camelina) на родовом, видовом и внутривидовом уровне. Предложенная технология позволяет производить тонирование отдельных сортов рапса (В napus) и листовой овощной капусты (В. rapa).

3. Результаты микросателлитною анализа шести исследованных видов В rapa, В nigra, В. oleracea, В. juncea, В napus и В car mata полностью соответствуют их ботанической и цитогенетической классификации и могут быть использованы для решения задач молекулярной систематики представителей семейства Brassicaceae.

4. Впервые показано, что предлагаемая технология микросателлитною анализа позволяет осуществлять контроль интрогрессии генетического материала родительских форм в гибриды при межродовых, межвидовых и внутривидовых скрещиваниях. С помощью анализа нуклеотидных последовательностей микросателлитных локусов показана интрогрессия генетического материала, специфичною для геномов А, В и С, в аллотетраплоидные виды Brassica, а также интрофессия генетического материала сортов Osaka Market и Sensudzi Kio Mizuna вида В rapa в их реципрокные гибриды.

5. Анализом первичной структуры микросателлитных локусов BRMS-042 и Nal2-A02 впервые установлено, что полиморфизм между геномами А, В и С определяется числом микросателлитных повторов и инсерциями/делециями во фланкирующих участках, а полиморфизм внутри геномов определяется исключительно числом микросателлитных повторов.

6. На основе структурных различий, выявленных в результате секвенирования фрагментов микросателлитного локуса Nal2-A02, специфичных для геномов А, В и С, создан локус-специфичный SCAR-маркер генома В Brassica, который может быть использован в селекции для контроля интрогрессии генетического материала, а также для исследования филогенетических взаимосвязей и эволюции видов Brassica.

Автор выражает искреннюю благодарность за помощь и ценные советы при проведении и обсуждении данной работы проф., д.б.н. Хавкину Эмилю Ефимовичу, к.б.н. Лунину Владимиру Глебовичу, д.б.н. Карягиной Анне Станиславовне, к.б.н. Ворониной Ольге Львовне, к.б.н. Хорькову Нвгению Ивановичу и всем сотрудникам группы Анализа геномов, лаборатории Молекулярной диагностики и генно-инженерных конструкций и лаборатории ДНК маркеров растений Всероссийского научно-исследовательского института сельскохозяйственной биотехнолог ии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Описанная в данной работе технология генотипирования на основе микросателлитного анализа позволяет надежно различать рода, виды, copia, выявлять генетическую неоднородность селекционного материала и осуществлять контроль интрофессии генетического материала от родительских форм в межродовые, межвидовые и сортовые гибриды. Данная техноло1 ия предназначена для решения таких задач, как поддержание 1енетических коллекций, анализ родословных, подбор родительских пар для скрещивания, регистрация новых сортов, контроль генетической подлинности сортов и защита авторских прав селекционеров, а также для мониторинг трансгенов и филогенетических исследований.

Предлагаемая технология микросателлитного анализа видов Brassica разработана на основе использования современных методологических подходов, таких как выделение ДНК на силикагелевом сорбенте, ПЦР с «горячим стартом», автоматическая детекция ПЦР-продуктов, которые позволяют значительно ускорить скрининг большого числа растительных образцов и повысить воспроизводимость результатов. В результате проведенной работы нами был отобран ряд информативных микросателлитных локусов для надежного различения растений Brassica и оптимизированы условия их амплификации.

По результатам данной работы были подютовлены методические рекомендации для специалистов-биотехнолоюв, сельскохозяйственных биотехнологических и селекционных центров, научно-исследовательских институтов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. A.M., Фарбер СЛ. Листовые овощные растения Brassica rapa L // Скрининг генетических ресурсов овощных и бахчевых растений для целей селекции (труды по прикладной ботанике, генетике и селекции). 1999. Т. 157. С. 55−65.
  2. П.М. Культурные растения и их сородичи. М: Колос. 1971.
  3. Закон РФ «О селекционных достижениях» от 6 августа 1993 г., № 5606−1.
  4. О.А. Селекция ярового рапса в северо-западном регионе России // сб. статей Рапс культура XXI века: аспекты использования на продовольственные, кормовые и энергетические цели. 2005. С. 47−49.
  5. Ahmad П., Hasnain S., Khan A. Evolution of genomes and genome relationship among the rapeseed and mustard // Biotechnology. 2002. V. 1. N. 2−4. P. 78−87.
  6. C.J., Soengas P., Hand P., King G.J. (unpubl.) Selection and screening of Brassica SSR markers (http7/www.brassica.info/ssr/SSRinfo htm).
  7. Anand I.J., Mishra P.K. and Angadi S.P. Mechanism of male sterility in Brassica juncea Identification and inheritance of pollen fertility restoration // Cruciferae Newsiett. 1986. №. 11. P. 51−53.
  8. Ansan-Melayah D. Etude genetique de deux interactions race-cultivar chez le pathosysteme Leplosphaeria maculansl Brassica napus. Ph. D. Thesis, Universite de
  9. Paris-Sud XI, Paris, France. 1996. P. 161.
  10. Axelsson T., Bowman C.M., Sharpe A., Lydiate D. and Lagercrant/ U. Amphidiploid Brassica juncea contains conserved progenitor genomes // Genome. 2000. V. 43. P. 679−688.
  11. Axelsson T., Shavorskaya 0., Lagercrantz U. Multiple flowering time QTLs within several Brassica species could be the result of duplicated copies of one ancestral gene // Genome. 2001. V. 44. P. 856−864.
  12. Barth S., Melchinger A. E. and Lubberstedt T. Genetic diversity in Arabidopsis thaliana L. Heynh. investigated by cleaved amplified polymorphic sequence (CAPS) and inter-simple sequence repeat (ISSR) markers // Molecular Ecology. 2002. V.U. P.495−505.
  13. Baswana K.S., Rastogi K.B. and Sharma P.P. Inheritance of stalk rot resistance in cauliflower (Brassica oleracea var. botrytis L.) // Euphytica. 1991. V. 57. P. 93−96.
  14. J Bell C.J., Ecker J.R. Assignment of 30 microsatellite 1 linkage map of Arabidopsis // Genomics. 1994. V. 19. 137−144.
  15. Bett K.E., Lydiate D.J. Genetic analysis and genome mapping in Raphanus // Genome. 2003. V. 46. №. 3. P. 423−430.
  16. Bohman S., Wang M. and Dixelius C. Arabidopsis thaliana-derived resistance against Leptosphaeria maculans in a Brassica napus genomic background // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 105. P. 498−504.
  17. Boivin K., Acarkan A., Mbulu R.-S., Clarenz O. and Schmidt R. The Arabidopsis genome sequence as a tool for genome analysis in Brassicaceae. A comparison of the Arabidopsis and Capsella rubella genomes // Plant Physiology. 2004. V. 135. P. 735— 744.
  18. Boom R., Sol C. J. A., Salimans M. M. M., Jansen C. L., Wertheim-van Dillen P. M.
  19. E., and Van der Noordaa J. Rapid and simple method for purification of nucleic acids //Journal of Clinical Microbiology. 1990. V. 28. №. 3. P. 495−503.
  20. Borchers E.A. Characteristics of a male-sterile mutant in purple cauliflower (Brassica oleraceae L.) II Proc. Am. Soc. Hortic. Sci. 1966. V. 88. P. 406−410.
  21. Botstein D., R.L. White M., Skolnick and Davis R.W. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms // Am. J. Human Genet. 1980. V.32. P. 314−331.
  22. Briggs W. H. and Goldman I. L. Genetic Variation and Selection Response in Model Breeding Populations of Brassica rapa Following a Diversity Bottleneck // Genetics. 2006. V. 172. P. 457—465.
  23. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gressho P.M. DNA amplification fingerprinting using very short arbitrary oligonucleotide primers // Biotechnology.(N Y). 1991. V. 9. № 6. P. 553−557.
  24. Cardie L., Ramsay L., Milbourne D., Macaulay M., Marshall D. and Waugh R. Computational and experimental characterization of physically clustered simple sequence repeats in plants // Genetics. 2000. V. 156. P. 847−854.
  25. Chambers G.K., MacAvoy E.S. Microsatellites: consensus and controversy // Comparative Biochemistry and Physiology. 2000. Part B. V. 126. P. 45576.
  26. Chang C., Bowman J.L., Dejohn A.W., Landert E. S and Meyerowitz E. M. Restriction fragment length polymorphism linkage map for Arabidopsis thaliana II Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1988. V. 85 P. 6856−6860.
  27. Charters Y.M., Robertson A., Wilkinson M. J., Ramsay G. PCR analysis of oilseed rape cultivars (Brassica tiapus L. ssp. oleifera) using 5'-anchored simple sequence repeat (SSR) primers. Theor. Appl. Genet. 1996. V. 92. P. 442−447.
  28. Chevre A.M., This P., Eber F., Deschamps M., Renard M., Delseny M., Quiros C.F.
  29. Characterization of disomic addition lines Brassica napus-Brassica nigra by isozyme, fatty acid, and RFLP markers // Theor. Appl. Genet. 1991. V. 81. P. 43−49.
  30. Chiang M.S. and Crete R. Inheritance of clubroot resistance in cabbage (Brassica oleracea L. var. capitata L.) // Can. J. Genet. Cytol. 1970. V. 12. P. 253−256.
  31. Chuang H.-Y., Tsao S.-J., Lin J.-N., Chen K.-S., Liou T.-D., Chung M.-C. and Yang Y.-W. Genetic diversity and relationship of non-heading Chinese cabbage in Taiwan // Botanical Bulletin of Academia Sinica. 2004. V. 45. P. 331−337.
  32. Coelho P. S., Monteiro A. Inheritance of downy mildew resistance in mature broccoli plants // Euphytica. 2003. V. 131. P. 65−69.
  33. Cooke R.J. and Reeves J.C. Plant genetic resources and molecular markers: variety registration in a new era // Plant Genetic Resources. 2003.V. 1. № 2−3. P. 81−87.
  34. Crute I.R., Phelps K., Barnes A., Buc/acki S.T. and Crisp P. The relationship between genotypes of three Brassica species and collections of Plasmodiophora brassicae II. Plant Pathol. 1983. V. 32. P. 405−420.
  35. Delwiche P.A. and Williams P.H. Thirteen marker genes in Brassica nigra II J. Heredity. 1981. V. 72. P. 289−290.
  36. Dickson M.H. A temperature male sterile gene in broccoli, Brassica oleracea L. var. Italica // J. Am. Soc. Hortic. Sei. 1970. V. 95. P. 13−14.
  37. Divaret 1., Margale E., Thomas H.G. RAPD markers on seed bulks efficiently assess the genetic diversity of a Brassica oleracea L. collection // Theor. Appl. Genet. 1999. V. 98. P. 1029−1035.
  38. Fan Z., Rimmer S.R. and Stefansson B.R. Inheritance of resistance to Albugo Candida in rape {Brassica napus L.) // Can. J. Genet. Cytol. 1983. V. 25.P. 420−424.
  39. Fang G.H. and McVetty P.B.E. Inheritance of male fertility restoration and allelism of restorer genes for the Polima cytoplasmic male sterility system in oilseed rape // Genome. 1989. V. 32. P. 1044−1047.
  40. Ferreira M.E., Williams P.H. and Osborn T.C. RFLP mapping of Brassica napus using doubled haploid lines // Theor. Appl. Genet. 1994. V. 89. P. 615−621.
  41. Gale M.D., Devos K.M. Plant compartive genetics after 10 years // Science. 1998. V. 282. P. 656−659.47J Gomez-Campo C. Morphology and morphotaxonomy of the tribe Brassiceae. // Brassica crops and wild allies. 1980. P. 3−31.
  42. Gomez-Campo C., Tortosa M.E., Tewari I. and Tewari J.P. Epicuticular wax columns in cultivated Brassica species and in their close wild relatives // Ann. Bot. 1999. V. 83. P. 515−519.
  43. Gootlieb M., Chavko M. Silver staining of native and denatured eukaryotic DNA in agarose gels. // Analitical Biochemistry. 1987. V. 165. P. 33−37.
  44. Grandclement C. and Thomas G. Inheritance of two new sources of resistance to Plamodiophora brassicae W. in Brassica oleraceo L. // Cruciferae Newslett. 1996. V. 18. P. 110−111.
  45. Hall A.E., Fiebig A., Preuss D. Beyond the arabidopsis genome: opportunities for comparative genomics // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 1439−1447.
  46. Hansen L.N., Earle E.D. Novel flowering and fatty acid characters in rapid cycling Brassica napus L. synthesized by protoplast fusion // Plant. Cell. Rep. 1994. V. 14. P. 151−156.
  47. Hansen L.B., Siegismund H.R., Jorgensen R. B Progressive introgression between Brassica napus (oilseed rape) and B. rapa II Heredity. 2003. V. 91. № 3. P. 276−283.
  48. Harberd D. J. Cytotaxonomic studies of Brassica-related genera // The Biology and Chemistry of the Cruciferae. Edited by Vaughan J. G., MacLeod A. J., and Jones B. M. G. Academic Press. NewYork. 1976. P. 47−68.
  49. Hasan M., Seyis F., Badani A.G., Pons-Kuhnemann J., Friedt W., Liihs W., Snowdon R.J. Analysis of genetic diversity in the Brassica napus L. gene pool using SSR markers // Genetic Resources and Crop Evolution. 2005.
  50. Hawk J.A. and Crowder L.V. 'I he inheritance of four mutants in early-flowering Brassica campestris L. H J. Heredity. 1978. V. 69. P. 125−127.
  51. Hinata K., Okazaki K. and Nishio T. 1983 Gene analysis of self-incompatibility in Brassica campestris var. Yellow Sarson (a case of recessive epistatic modifier) // Proc. 6th Inter. Rapeseed Conf., Paris, France. V. 1. P. 354−359.
  52. Hirai M., Harada T., Kubo N., Tsukada M., Suwabe K., Matsumoto S. A novel locus for clubroot resistance in Brassica rapa and its linkage markers. Theor. Appl. Genet. 2004. V. 108. № 4. P. 639−643.
  53. Holton T.A. Plant genotyping by analysis of microsatellites // Plant genotyping: The DNA fingerprinting of plants. CABI Publ., Wallingford, UK. 2001. P. 15−27.
  54. Hosaka K., Kianian S.F., McGrath J.M., Quiros C.F. (1990) Development and chromosomal localization of genome-specific DNA markers of Brassica and the evolution of amphidiploids and n=9 diploid species // Genome. 1990. V. 33. P. 131 142.
  55. Hoser-Krauze J. Inheritance of self-compatibility and self-incompatibility in cauliflower Brassica oleracea L. var. bolrytis L. // Cruciferae Newslett. 1981. №. 6. P. 13.
  56. Hoser-Krauze J., Lakowska-Ryk E. and Antosik J. The inheritance of resistance of some Brassica oleracea L. cultivars and lines to downy mildew -Peronospora parasitica (Pers. ex Fr.) // J. Appl. Genet. 1995. V. 36. P. 27−33.
  57. Howell S.H. Molecular genetics of plant development // Cambridge Univ. Press. 1998.
  58. Hu J., Li G., Struss D., Quiros C.F. SCAR and RAPD markers associated with 18-carbon fatty acids in rapseed, Brassica napus II Plant Breeding. 1999. V. 118. P. 145 150.
  59. James, R.V. and Williams P.H. Clubroot resistance and linkage in Brassica campestris II Phytopathology. 1980. V. 70. P. 776−779.
  60. Jean M.,-Brown G. G., Landry B. S. Genetic mapping of nuclear fertility restorer genes for the 'Polima' cytoplasmic male sterility in canola (Brassica napus L.) using DNA markers //Theor. Appl. Genet. 1997. V. 95. P.321−328.
  61. Ke L., Sun Y., Liu P., Yang G. Identification of AFLP fragments linked to one recessive genie male sterility (RGMS) in rapeseed (Brassica napus L.) and conversion to SCAR markers for marker-aided selection // Euphytica. 2004. V. 138. P. 163−168.
  62. Kianian S.F. and Quiros C.F. Generation of a Brassica oleracea composite RFLP map: Linkage arrangements among various populations and evolutionary implications //Theor. Appl. Genet. 1992. V. 84. P. 544−554.
  63. Kidwell, K.K., Osborn T.C. Plant Genomes: Methods for Genetic and Physical Mapping. Kluever Academic Publishers Group. A.H. Dordrecht, The Netherlands. 2001. P. 1−13.
  64. Kirk J.T.O. and Huristone C.J. Variation and inheritance of erucic acid content in Brassica juncea HZ. Pflanzenzuchtg. 1983. V. 90. P. 331−338.
  65. Kowalski S.P., Lan T.H., Feldmann K.A., Paterson A.H. Comparative mapping of Arabidopsis thaliana and Brassica oleracea chromosomes reveals islands of conserved organization // Genetics. 1994. V. 138. №. 2. P. 499−510.
  66. Kresovich S., Williams J.G.K., Me Ferson J.R., Routman E.J., Schaal B.A. Characterization of genetic identities and relationships of Brassica oleracea L. via a random amplified polymorphic DNA assay // Theor. Appl. Genet. 1992. V. 85. P. 190−196.
  67. Labra M., Grassi F., Imazio S., Fabio T. D., Citterio S., Sgorbati S., Agradi E. Genetic and DNA-methylation changes induced by potassium dichromate in Brassica napus L. // Chemosphere. 2004. V. 54. P. 1049−1058.
  68. Lagercrantz U, E.H., Andersson L. The abundance of various polymorphic microsatellite motifs differs between plants and vertebrates. Nucleic Acids Res. 1993. V.21.P. 1111−1115.
  69. Lagercrantz U. and Lydiate D. RFLP mapping in Brassica nigra indicates differing recombination rates in male and female meiosis // Genome. 1995. V. 38. P. 255−264.
  70. Lagercrantz U. and Lydiate D. Comparative genome mapping in Brassica // Genetics. 1996. V. 144. P. 1903−1910.
  71. Lan T.H., Paterson A.H. Comparative mapping of quantitative trait loci sculpting the curd of Brassica oleracea II Genetics. 2000a. V. 55. №. 4. P. 1927−1954.
  72. Lan T.H., DelMonte T.A., Reischmann K.P., Hyman J., Kowalski S.P., McFerson J., Kresovich S., Paterson A.H. An EST-enriched comparative map of Brassica oleracea and Arabidopsis thaliana II Genome Res. 2000b. V. 10. №. 6. P. 776−788.
  73. Laurens F. and Thomas G. Inheritance of resistance to clubroot (Plasmodiophora brassicae Wor.) in kale (Brassica oleracea ssp. acephala II Ilereditas. 1993. V. 119. P.253−262.
  74. Lelivelt C.L.C., Lange W. and Dolstra O. Intergeneric crosses for transfer of resistance to the beet cyst nematode from Raphanus sativus to Brassica napus II Euphytica. 1993. V. 68. P. 111−120.
  75. Li Y-C., Korol A.B., Fahima T., Nevo E. Microsatellites within genes: structure, function, and evolution // Molecular Biology and Evolution. 2004. V. 21. № 6. P. 9 911 007.
  76. Lionneton E., Ravera S., Sanchez L., Aubert G., Delourme R., Ochatt S. Developmentof an AFLP-based linkage map and localization of QTLs for seed fatty acid content in condiment mustard (Brassica juncea) II Genome. 2002. V. 45. № 6. P. 1203−15.
  77. Lionneton E., Aubert G., Ochatt S., Merah O. Genetic analysis of agronomic and quality traits in mustard (Brassica juncea) II Theor. Appl. Genet. 2004. V. 109. № 4. P. 792−9.
  78. Love H.K., Rakow G., Raney J.P. and Downey R.K. Genetic control of 2-propenyl and 3-butenyl glucosinolate synthesis in mustard // Can. J. Plant Sci. 1990. V. 70. P. 425−429.
  79. Lowe A.J., Jones A.E., Raybould A.F., Trick M., Moule C.J., Edwards K.J. Transferability and genome specificity of a new set of microsatellite primers among Brassica species of the U triangle // Mol. Ecol. Notes. 2002. V. 2. P. 7−11.
  80. Lowe A.J., Moule C., Trick M., Edwards K.J. Efficient large-scale development of microsatellites for marker and mapping applications in Brassica crop species // Theor. Appl. Genet. 2004. V 108. P. 1103−1112.
  81. Lukens L., Zou F., Lydiate D., Parkin I., Osborn T. Comparison of a Brassica oleracea genetic map with the genome of Arabidopsis thahana II Genetics. 2003. V. 164.№ LP.359−372.
  82. Lydiate D., Sharpe A. Aligning genetic maps of Brassica napus using microsatellite markers // Plant animal genomes XI conference January 11−15, Town and country convention center San Diego, CA. 2003.
  83. Lysak M.A., Koch M.A., Pecinka A., and Schubert I. Chromosome triplication found across the tribe Brassiceae // Genome Research. 2005. V. 15. P. 516−525.
  84. Mahmood T., Ekuere U., Yeh F., Good A.G., Stringam G.R. Molecular mapping of seed aliphatic glucosinolates in Brassica juncea // Genome. 2003a. V. 46. №. 5. P.753−760.
  85. Mahmood T., Ekuere U., Yeh F., Good A.G., Stringam G.R. RFLP linkage analysis and mapping genes controlling the fatty acid profile of Brassica juncea using reciprocal DH populations // Theor. Appl. Genet. 2003b. V. 107. №. 2. P. 283−90.
  86. Mayerhofer R., Bansal V.K., Thiagarajah M.R., Stringam G.R. and Good A.G. Molecular mapping of resistance to Leptosphaeria maculans in Australian cultivars of Brassica napus II Genome. 1997. V. 40. P. 294−301.
  87. Mizushima U., Karyogentic studies of species and genus hybrids in the tribe Brassicae of Cruciferae // Tohoku J. Agric. Res. 1950. V. 1. P. 4−14.
  88. Mohammad A., Sikka S.M. and Aziz M.A. Inheritance of seed colour in some oleiferous Brassicae // Indian J. Genet. Plant Breeding. 1942. V. 2. P. 112−127.
  89. Morgante M., Vogel J. Compound microsatellite primers for the detection of genetic polymorphisms. U S patent application no. 08/326 456. 1994.
  90. Nou I.S., Lee II.Y., Kim J.H. and Hinata K. Analyses of morphological characters modifier gene, and S-locus glycoproteins in self-compatible Brassica campestris L. var. Yellow Sarson II Korean J. Genet. 1993. V. 15. P. 241−254.
  91. Ogura H. Studies on the new male-sterility in Japanese radish, with special reference to the utilization of this sterility towards the practical raising of hybrid seeds // Mem. Fac. Agric. Kagoshima Univ. 1968. V. 6. P. 39−78.
  92. Pang E.C.K, and Halloran G.M. The genetics of adult-plant blackleg (Leplosphaeria maculans) resistance from Brassica juncea in B napus II Theor. Appl. Genet. 1996. V. 92. P. 382−387.
  93. Parkin I., Magrath R., Keith D., Sharpe A., Mithen R. and Lydiate D. Genetics of aliphatic glucosinolates. II. Hydroxylation of alkenyl glucosinolates in Brassica napus. Heredity. 1994. V. 72. P. 594−598.
  94. Parkin I.A.P., Gulden S.M., Sharpe A.G., Lukens L., Trick M., Osborn T.C. and Lydiate D.J. Segmental Structure of the Brassica napus Genome Based on Comparative Analysis With Arabidopsis lhaliana II Genetics. 2005. V. 171. P. 765— 781.
  95. Pearson O.H. Cytoplasmically inherited male sterility characters and flavor components from the species cross Brassica nigra (L.) Koch x B oleracea L. // J. Am. Soc. 1 Iortic. Sci. 1972. V. 97. P. 397−402.
  96. Piao Z.Y., Deng Y.Q., Choi S.R., Park Y.J.,-Lim Y.P. SCAR and CAPS mapping of CRb, a gene conferring resistanceto Plasmodiophora brassicae in Chinese cabbage (Brassica rapa ssp. pekinensis) II Theor. Appl. Genet. 2004. V. 108. P. 1458−1465.
  97. Plieske J., Struss D., Robbelen G. Inheritance of resistance derived from the B-genome of Brassica against Phoma lingam in rapeseed and the development of molecular markers //Theor. Appl. Genet. 1998. V. 97. P. 929−936.
  98. Plieske J., Struss. D. STS markers linked to Phoma resistance genes of the Brassica B-genome revealed sequence homology between Brassica nigra and Brassica napus. //Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 48388.
  99. Plieske J., Struss D. Microsatellite markers for genome analysis in Brassica. I. Development in Brassica napus and abundance in Brassicaceae species // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 689−694.
  100. Powell W., Machray G.C., Provan J. Polymorphism revealed by simple sequence repeats // Trends in plant science. 1996. V. 1. № 7. P. 215−222.
  101. Pradhan A.K., Gupta V., Mukhopadhyay A., Arumugam N. Sodhi Y.S., Pental D. A high-density linkage map in Brassica juncea (Indian mustard) using AFLP and RFLP markers // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 106. № 4. P. 607−614.
  102. Prakash S., Hinata K. Taxonomy, cytogenetics and origin of crop Brassicas, a review // Opera Bot. 1980. V. 55. P. 1−57.
  103. Quiros C. F., Grellet F., Sadowski J., Suzuki T., Li G. Arabidopsis and Brassica comparative genomics: sequence, structure and gene content in the ABll-RPS2-Ckl chromosomal segment and related regions // Genetics. 2001. V. 157. P. 1321−1330.
  104. Rakoc/y-Trojanowska M., Bolibok II. Characteristics and a comparison of three classes of microsatellite-based markers and their application in plants // Cellular and Molecular Bioligy Letters. 2004. V. 9. P. 221 238.
  105. Rana D., van den Boogaart T., O’Neill C.M., Hynes L, Bent E., Macpherson L., Park J.Y., Lim Y.P., Bancroft I. Conservation of the microstructure of genome segments in Brassica napus and its diploid relatives // Plant J. 2004. V. 40. №. 5. P. 725−733.
  106. Ripley V. L, Roslinsky V. Identification of an ISSR marker for 2-propenyl glucosinolate content in Drassica juncea L. and conversion to a SCAR marker // Molecular Breeding. 2005. V. 16. P. 57−66.
  107. Robbelen, G., Beitrage zur analyse des Brassica genomes (in English: Observations on the analysis of Brassica genomes) // Chromosoma. 1960. V. 11. P. 205−228.
  108. Roy J.K., Balyan H.S., Prasad M., Gupta P.K. Use of SAMPL for a study of DNA polymorphism, genetic diversity and possible gene tagging in bread wheat // Theor. Appl. Genet. 2002. P. 465−472.
  109. Saal B., Struss D. RGA- and RAPD-derived SCAR markers for a Brassica B-genome introgression conferring resistance to blackleg in oilseed rape //Theor. Appl. Genet. 2005. V. 111.P.281−290.
  110. Sambrook J., Fritsch E.F. Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual // Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1989.
  111. Sabharwal V.,-Negi M. S., Banga S., Lakshmikumaran S M. Mapping of AFLP markers linked to seed coat colour loci in Brassica juncea (L.) Czern // Theor. Appl. Genet. 2004. V. 109. P. 160−166.
  112. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminatinginhibitors // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1977. V. 74. P. 5463−5467.
  113. Sareen P.K. and Kakar S.N. Genetics of incompatibility in brown sarson (Brassica campeslris L.)//Z. Pflanzenzuchtg. 1975. V. 74. 291−297.
  114. Schelfhout C.J., Snowdon R., Cowling W.A., Wroth J.M. A PCR based B-genome-specific marker in Brassica species//Theor. Appl. Genet. 2004. V. 109. P. 917−921.
  115. Schlotterer, C., Tautz, D. Slippage synthesis of simple sequence DNA // Nucl. Acids Res. 1992. V.20. P. 211−215.
  116. Schmidt R., Acarkan A., Boivin K. Comparative structural genomics in the Brassicaceae family// Plant Physiol. Biochem. 2001. V. 39. P. 253−262.
  117. Schwetka A. Inheritance of seed color in turnip rape (Brassica campeslris L.) // Theor. Appl. Genet. 1982. V. 62. P. 161−169.
  118. Scott K.D. Microsatellites derived from ESTs and their comparison with those derived by other methods In: Plant genotyping: The DNA fingerprinting of plants // Ed. R.J. Henry. CABI Publ., Wallingford, UK, 2001, P. 225−237.
  119. Sharma B.R., Swarup V. and Chatteijee S.S. Inheritance to blackrot in cauliflower // Can. J. Genet. Cytol. 1972. V. 14. P. 363−370.
  120. Sharma R., Aggarwal R.A., Kumar R., Mohapatra T., Sharma R. P Construction of an RAPD linkage map and localization of QTLs for oleic acid level using recombinant inbreds in mustard (Brassica juncea). II Genome. 2002. V. 45. № 3. P. 467−72.
  121. Shavorskaya O.A. Identification of genes affecting flowering time variation in Brassica species // PhD dissertation. 2004. Swedish University of Agricultural Sciences. Uppsala.
  122. Shirzadegan, M. Inheritance of seed color in Brassica napus L. // Z. Pflanzenzuchtg. 1986.V. 96. P. 140−146.
  123. Sippell D.W., McNabb W., Hall R. and Patel J. Inheritance of resistance to blackleg1. ptosphaeria maculans) of canola // Proc. 8th Inter. Rapeseed Congr., Saskatoon, Canada. 1991. V. l.P. 232−237.
  124. Sneath P.H.A., Sokal R.P. Numerical taxonomy. The principles and practice of numerical classification // San Francisco: W.H. Freedman and Co. 1973.
  125. Snowdon R. J. and Friedt W. Molecular markers in Brassica oilseed breeding: current status and future possibilities // Plant Breeding. 2004. V. 123. P. 1−8.
  126. Sobotka R., Dolanska L., Curn V., Ovesna J. Fluorescence-based AFLPs occur as the most suitable marker system for oilseed rape cultivar identification // J. Appl.Genet. 2004. V. 45. № 2. P. 161−173.
  127. Somers D.J., Rakow G., Prabhu V.K., Friesen K.R.D. Identification of a major gene and RAPD markers for yellow seed coat colour in Brassica napus II Genome. 2001. V.44. P.1077−1082.
  128. Song K.M., Osborn T.C., and Williams P.H. Brassica taxonomy based on nuclear restriction fragment length polymorphisms (RFLPs) 1. Genome evolution of diploid and amphidiploid species // Theor. Appl. Genet. 1988a. V. 75. P. 784−794.
  129. Song K.M., Suzuki J.Y., Slocum M.K., Williams P.H., Osborn T.C. A linkage map of Brassica rapa (syn. campestris) based on restriction fragment length polymorphism loci // Theor.Appl.Genet. 1991. V. 82. P. 296−304.
  130. Southern E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by electrophoresis//J. Mol. Biol. 1975. V. 98. P. 503−517.
  131. Stringam G.R. Inheritance of seed color in turnip rape // Can. J. Plant Sci. 1980. V. 60. P. 331−335.
  132. Sparrow P.A.C., Townsend T.M., Arthur A.E., Dale P.J., Irwin J.A. Genetic analysis of Agrobacterium tumefaciens susceptibility in Brassica oleracea II Theor. Appl. Genet. 2004. V. 108. P. 644−650.
  133. Srivastava A., Gupta V., Pental D., Pradhan A.K. AFLP-bascd genetic diversity assessment amongst agronomically important natural and some newly synthesized lines of Brassica juncea Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 193−199.
  134. Suwabe K.,-Iketani H., Nunome T., Kage T., Hirai M. Isolation and characterization of microsatellites in Brassica rapa L. Theor. Appl. Genet. 2002. V. 104. P. 10 921 098.
  135. Szewc-McFadden A.K., Kresovich S, Bliek S.M., Mitchell S.E., McFerson J.R.1.entification of polymorphic, conserved simple sequence repeats (SSRs) in cultivated Brassica species//Theoretical and Applied Genetics. 1996. V. 93. P. 534−538.
  136. Tanhuanpaa P.K., Vilkki J.P., Vilkki H.J. Association of RAPD marker with linolenic acid concentration in the seed oil of rapeseed (Brassica napus L.) // Genome. 1995. V. 38. № 2. P. 414−616.
  137. Tanhuanpaa P. Identification and mapping of resistance gene analogs and a white rust resistance locus in Brassica rapa ssp. oleifera // Theor. Appl. Genet. 2004. V. 108. P. 1039−1046.
  138. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers//Nucleic Acids Research. 1989. V. 17.№ 16. P. 6463−6471.
  139. I’autz D., Ren/ M. Simple sequences are ubiquitous repettive components of eukaryotic genomes //Nucleic Acids Research 1984. V. 12. № 10. P. 4127−4138.
  140. Teklewold A., Becker H. C., Comparison of phenotypic and molecular distances to predict heterosis and F1 performance in Ethiopian mustard {Brassica carinata A. Braun) // Theor. Appl. Genet. 2005.
  141. Teutonico R.A., and Osborn T.C., Mapping of RFLP and qualitative trait loci in Brassica rapa, and comparison to linkage maps of B napus, B oleracea, and Arabidopsis lhaliana II Theor. Appl. Genet. 1994. V. 89. P. 885−894.
  142. U N. Genome analysis in Brassica with special reference to the experimental formation of B napus and peculiar mode of fertilization // Jpn. J. Bot. 1935. V. 7. P. 389−452.
  143. Uzunova M., Ecke W., Weissleder K., Robbelen G. Mapping the genome of rapeseed (Brassica napus L.).I. Construction of an RFLP linkage map and localization of QTLs for seed glucosinolate content // Theor. Appl. Genet. 1995. V. 90. P. 194−204.
  144. Uzunova M.I., Ecke W. Abundance, polymorphism and genetic mapping of microsatellites in oilseed rape (Brassica napus L.) // Plant Breeding. 1999. V. 118. P. 323−326.
  145. Van de Peer Y., de Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the microsoft windows environment//Comp. Appl. BioSci. 1994. V. 10. P. 569−570.
  146. Voorrips R.E. and Visser D.L. Recessive inheritance of resistance to clubroot in Brassica oleracea //Cruciferae Newslett. 1991. №. 14/15. P. 138−139.
  147. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., Van de Lee T., Homes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zabeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4407−4414.
  148. Walsh J.A., Sharpe A.G., Jenner C.E., Lydiate D.J. Characterisation of resistance to turnip mosaic virus in oilseed rape (Brassica napus) and genetic mapping of TuRBO 1
  149. Theor. Appl. Genet. 1999. V. 99.1149−1154.
  150. Warwick, S.I., and Black, L. I). Molecular relationships in subtribe Brassicinae (Cruciferae, tribe Brassiceae). Can. J. Bot. 1993. V. 71. P. 906−918.
  151. Warwick S.I., Sauder C.A. Phylogeny of tribe Brassiceae (Brassicaceae) based on chloroplast restriction site polymorphisms and nuclear ribosomal internal transcribed spacer and chloroplast trnL intron sequences // Can. J. Bot. 2005. V. 83. P. 467−483.
  152. Welsh J., McClelland M. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. № 24. P. 7213−7218.
  153. Westman A.L., Kresovich, S. The potential for cross-taxa simple-sequence repeat (SSR) amplification between Arabidopsis thaliana L. and crop brassicas // Theor. Appl. Genet. 1998. V. 96. P. 272−281.
  154. Westman A.L., Kresovich S. Simple sequence repeat (SSR)-based marker variation in Brassica nigra genebank accessions and weed populations // Euphytica. 1999. V. 109. P. 85−92.
  155. Williams J.G., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. DNApolymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. № 22. P. 6531−6535.
  156. Williams P.H., Staub T. and Sutton J.C. Inheritance of resistance in cabbage to black rot // Phytopathology. 1972. V. 62. P. 247−252.
  157. Wit F. Inheritance of reaction to clubroot in turnips // Hortic. Res. 1965. V. 5. P. 4749.
  158. Yang G. and Fu T. The inheritance of polima cytoplasmic male sterility in Brassica napus L. // Plant Breeding. 1990. V. 104. P. 121−124.
  159. Yang Y.W., Lai K.N., Tai P.Y., Ma D.P., Li W.H. Molecular phylogenetic studies of Brassica, Rorippa, Arabidopsis and allied genera based on the internal transcribed spacer region of 18S-25S rDNA // Mol. Phylogenet. Evol. 1999. V. 13. № 3. P. 455 462.
  160. Yu F., Lydiate D.J., Rimmer S.R. Identification of two novel genes for blackleg resistance in Brassica napus II Theor. Appl. Genet. 2005. V. 110. P. 969−979.
  161. Zhi-wen L., Ting-dong F., Jin-xing T., Bao-yuan C. Inheritance of seed colour and identification of RAPD and AFLP markers linked to the seed colour gene in rapesecd
  162. Zuberi M.I., Zuberi S. and Lewis D. The genetics of incompatibility in Brassica. I. Inheritance of self-incompatibility in Brassica campestris L. var. loria // Heredity. 1981. V. 46. P. 175−190.
  163. ООО ООО ООО ООО I о I о I о I 11 о1. о 0 О I О I о О О I ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО О О I О О I О О I О О I О О I О О I О О I О I о О О I О О I О О I О I I
  164. О I I о О I О I О I О I О I О I1 о о1. о о1.о о I о о0001 о о I О I I о о
  165. ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО ООО О I о О О I1. о
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!