Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Роль остатков аргинина 226, тирозина 72, аспарагиновой кислоты 133 и гистидина 458 в каталитическом механизме триптофаназы из Proteus vulgaris

Диссертация: Роль остатков аргинина 226, тирозина 72, аспарагиновой кислоты 133 и гистидина 458 в каталитическом механизме триптофаназы из Proteus vulgaris
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Кинетику изотопного обмена С-а-протона аминокислот триптофаназой дикого типа и мутантными ферментами исследовали в 0,1 М калий-фосфатном буфере в БгО в присутствии 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата. Буферный раствор имел рН=7,4, что соответствовало рЭ=7,8 (142). К 5 мл буферного раствора, содержащего аминокислоту в концентрации, равной 5 х К), добавляли триптофаназу, смесь инкубировали при 30° С… Читать ещё >

Роль остатков аргинина 226, тирозина 72, аспарагиновой кислоты 133 и гистидина 458 в каталитическом механизме триптофаназы из Proteus vulgaris (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • I. Обзор литературы. Структура и механизм действия пиридиксаль-5'-фосфат-зависимых лиаз
  • 1. Классификация и реакционная специфичность пиридоксаль-5'-фосфат- 6 зависимых лиаз
  • 2. Пространственное строение пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых лиаз
  • 3. Каталитический механизм пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых лиаз
  • 4. Роль отдельных аминокислотных остатков в механизме пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых лиаз
  • II. Результаты и их обсуждение

Ь.

2. Очистка триптофаназы и спектральные свойства фермента 55.

3. Факторы, определяющие субстратную специфичность триптофаназы 63.

4. Роль остатка аргинина 226 в механизме действия триптофаназы 66.

5. Роль остатка тирозина 72 в механизме действия триптофаназы 72.

6. Роль остатков аспарагиновой кислоты 133 и гистидина 458 в механизме действия триптофаназы 78.

7. Выводы 96.

III. Методы исследования.

1. Выращивание бактериальных масс, выделение и очистка ферментов 97.

2. Определение концентрации белка 98.

3. Определение активности ферментов 99 ^ 4. Определение чистоты выделенных ферментов 99.

Кинетические исследования Спектральные исследования ферментов Получение апофермента.

Определение константы диссоциации пиридоксаль-5'-фосфата Идентификация продуктов побочной реакции трансаминирования Список цитированной литературы.

Витамин Вб играет важную роль в функционировании живых организмов, участвуя в ферментативном катализе различных превращений широкого ряда аминокислот. Одной из форм витамина В6 является пиридоксаль-5'-фосфат, который входит в качестве кофактора в состав пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых ферментов. Уникальность этого кофермента заключается в многообразии протекающих с его участием энзиматических реакций, обусловленных электронной природой молекулы пиридоксаль-5'-фосфата.

Пиридоксалевый катализ принадлежит к числу наиболее важных энзиматических механизмов, составляющих основу жизненных явлений. Ключевые реакции метаболизма аминокислот катализируются пиридоксаль-5'-фосфат-зависимыми ферментами, значительная часть которых принадлежит к классу лиаз. Ферменты данного класса катализируют множество реакций, включающих декарбоксилирование, рацемизацию, трансаминирование, Ри у-элиминирование и замещение. Существенное место среди биологических функций пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых лиаз занимает образование и разложение аминов, некоторые лиазы катализируют синтез важных нейромедиаторов.

Изучение механизма пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых ферментов представляет интерес как с точки зрения фундаментальных проблем ферментативного катализа, так и с позиций практического использования этих ферментов. Выяснение детального механизма действия пиридоксаль-5'-фосфат-зависимых ферментов помогает расширить возможности по созданию их эффективных ингибиторов для использования в патогенных организмах, а также открывает пути для создания ферментов с измененными свойствами с целью использования их в биотехнологии.

Пиридоксаль-5'-фосфат-зависимая триптофан — индол-лиаза (триптофаназа, К.Ф. 4.1.99.1) катализирует а, Р-элиминирование Ь-триггтофана с образованием индола, пирувата и аммиака. Фермент представляет значительный интерес в связи с возможностью его использования для синтеза L-тригггофана и его физиологически активных аналогов. Триптофаназа была найдена во многих бактериях, в том числе патогенных, таких как Haemophilus influenza и Vibrio cholera. Было обнаружено, что патогенность вирулентного штамма Haemophilus influenza связана с активностью триптофаназы в клетках бактерий. Выяснение молекулярного механизма действия триптофаназы открывает возможности для создания эффективных ингибиторов, которые могли бы использоваться при лечении инфекционных заболеваний.

Триптофаназа была впервые получена в гомогенном виде в 1964 г. из клеток Е. coli и до настоящего времени фермент из этого источника является наиболее хорошо изученным. Предварительные рентгеноструктурные исследования кристаллов триптофаназы из Е. coli и из Proteus vulgaris показали, что наиболее перспективными оказались кристаллы фермента из Proteus vulgaris как дающие более высокое разрешение. Определение пространственной структуры триптофаназы из Proteus vulgaris позволило выявить остатки активного центра фермента и открыло путь к исследованию каталитического механизма триптофаназы методом сайт-направленного мутагенеза. Целью данного исследования явилось изучение роли некоторых аминокислотных остатков активного центра триптофаназы из Proteus vulgaris в каталитическом механизме фермента, а также проведение сравнительного анализа некоторых свойств триптофаназ из Е. coli и Proteus vulgaris.

I. Структура и механизм действия пиридиксаль-5'-фосфатзависимых лиаз.

ВЫВОДЫ.

1. Разработан эффективный метод очистки триптофаназы из Proteus vulgaris. Исследованы факторы, определяющие субстратную специфичность триптофаназы: полученные данные свидетельствуют о наличии гидрофобного участка в активном центре фермента и о существовании специфического взаимодействия молекулы субстрата с основной группой активного центра фермента, вероятнее всего, Asp 133.

2. Мугантные формы триптофаназы Arg226Ala, Aspl33Ala, His458Ala и Tyr72Phe получены в гомогенном состоянии и исследованы их кинетические и спектральные свойства.

3. Показано, что взаимодействие боковой группы остатка Arg226 с З'-атомом кислорода кофермента необходимо для эффективного протекания стадии отрыва С-а-протона из внешнего альдимина и для сохранения оптимальной конформации кофермент-субстратных интермедиатов и на последующих стадиях реакции а, 3-элиминирования.

4. Установлено, что замена остатка Туг72 в триптофаназе приводит к торможению реакции на стадии, следующей за образованием хиноидного интермедиата. Предположено, что остаток Туг72 является кислотным катализатором на стадии элиминирования индола.

5. Показано, что остатки Aspl33 и His458 участвуют в обеспечении субстратной специфичности триптофаназы. Остаток Aspl33, наиболее вероятно, выполняет функцию основания, оттягивающего протон от Nl-атома индольного фрагмента L-триптофана. Остаток His458, скорее всего, обеспечивает оптимальную для катализа конформацию боковой группы остатка Asp 133.

Ш. Методы исследования.

1. Выращивание бактериальных масс, выделение и очистка ферментов.

Выращивание клеток Е. соИ 8У8370, содержащих плазмиду рАУК2 с геном фермента дикого типа и мутантных ферментов, проводили в колбах объёмом 2 л, содержащих 1 л питательной среды Лурия-Бертани (1% триптона, 1% дрожжевого экстракта, 0,5% №С1), с добавлением 0,01% ампициллина и 0,005% канамицина. Выращивание клеток проводили при 37° С с аэрацией 160 — 180 об/мин. Через 18 часов роста в питательную среду добавляли 1 -метил-ОЬ-триптофан (5 мг на 1 л) для индукции синтеза триптофаназы (118) и продолжали выращивание еще 3 часа. Клетки собирали центрифугированием в течение 20 минут при 5000 об/мин. при 4° С. Из 1 л среды получали в среднем около 4 г клеточной массы.

Клетки суспендировали в 0,1 М калий-фосфатном буфере, рН 7,0, содержащем 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата и разрушали на ультразвуковом дезинтеграторе УЗДН-А (1520 кГц) при охлаждении в течение 8−10 минут. До и после разрушения клеток к суспензии добавляли раствор фенилметансульфонилфторида до конечной концентрации 0,001 М. Клеточный дебрис удаляли центрифугированием в течение 30 минут при 18 000 об/мин. В полученном супернатанте доводили рН до 6,0 при помощи 10% уксусной кислоты.

Осаждение нуклеиновых кислот в клеточном экстракте проводили при комнатной температуре протаминсульфатом из расчета 0,14 мг на 1 мг белка. Суспензию центрифугировали в течение 20 минут при 15 000 об/мин, осадок отбрасывали. В полученном супернатанте доводили рН до 7,0 при помощи 10% раствора аммиака и добавляли сульфат аммония до 45% насыщения при перемешивании, суспензию выдерживали в течение 20 минут. Полученный осадок удаляли центрифугированием в течение 20 минут при 15 000 об/мин. Супернатант доводили до 65% насыщения сульфатом аммония. Полученный после центрифугирования осадок растворяли в 0,05 М калий-фосфатном буфере, рН 7,0, содержавшем 5 мМ дитиотреитола и 0,1 мМ пиридоксаль-5'фосфата таким образом, чтобы насыщение белкового раствора сульфатом аммония составляло 30%. Полученный раствор белка наносили на колонку с фенил-сефарозой, уравновешенную тем же буфером. Фермент элюировали линейным градиентом сульфата аммония в буфере того же состава, изменяя процент насыщения сульфата аммония от 30% до 0%. Активные фракции фермента собирали и высаливали до 75% насыщения сульфатом аммония. Выпавший осадок отделяли центрифугированием и растворяли в 0,06 М калий-фосфатном буфере, рН 7,0, содержавшем 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата, диализовали против буфера того же состава для удаления сульфата аммония. Раствор белка наносили на колонку с ДЭАЭ-целлюлозой, уравновешенной тем же буфером. Фермент элюировали линейным градиентом калий-фосфатного буфера от концентрации 0,06 М до 0,4 М. Активные фракции белка собирали, осаждали сульфатом аммония до достижения 75% насыщения и хранили при -20° С.

Для получения Arg226Ala мутантного фермента применяли дополнительно гель-фильтрацию. Фермент наносили на колонку с супердексом S-200, уравновешенную 0,15 М калий-фосфатным буфером, рН 7,0, содержавшем 5 мМ дитиотреитола и 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата. Фермент элюировали тем же буфером. После хроматографии фермент осаждали сульфатом аммония до достижения 75% насыщения и хранили при -20° С.

Диализ белковых растворов проводили в диализных мешках или с использованием ячейки для концентрирования Centricon-30 фирмы «Amicon» .

2. Определение концентрации белка.

Определение концентрации белка в процессе очистки проводили по методу Лоури, с использованием бычьего сывороточного альбумина в качестве стандарта (136). Концентрацию чистого фермента определяли спектрофотометрически, измеряя поглощение при 278 нм и используя коэффициент поглощения 1% раствора триптофаназы, равный 9,19 при длине волны 278 нм (116).

3. Определение активности ферментов.

Удельную активность ферментов определяли с использованием синтетического субстрата 8-(о-нитрофенил)-Ь-цистеина. 5-(о-нитрофенил)-Ь-цистеин синтезировали по описанной ранее методике (137). За скоростью реакции следили по снижению оптической плотности при 370 нм, используя коэффициент молярного поглощения 8-(о-нитрофенил)-Ь-цистеина 8 = 1860 М^см" 1 (138). Измерения проводили при 30° С в ОД М калий-фосфатном буфере, рН 7,8, содержавшем 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата. За единицу активности триптофаназы принимали количество фермента, которое катализирует превращение 1 мкмоль 8-(о-нитрофенил)-Ь-цистеина в минуту.

4. Определение чистоты выделенных ферментов.

Чистоту полученных препаратов проверяли при помощи электрофореза в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия по методу Лэммли (139). В качестве стандарта использовали смесь белков с изветным молекулярным весом фирмы «Sigma» .

5. Кинетические исследования.

Определение кинетических параметров реакции а, р-элиминирования S-(o-нитрофенил)-Ь-цистеина проводили при 30° С, следя за уменьшением оптической плотности при 370 нм (е = 1860 М^см" 1) (138) в 0,1 М калий-фосфатном буфере, рН 7,8, содержавшем 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата и различные концентрации S-(o-нитрофенил)-Ь-цистеина. Реакция инициировалась добавлением триптофаназы.

Определение кинетических параметров реакции а, Р-элиминирования других субстратов проводили при помощи метода, основанного на скорости превращения пирувата, образующегося в результате исследуемой реакции, в лактат в результате взаимодействия с NADH под действием лактатдегидрогеназы. Измерения проводили при 30° С, следя за снижением оптической плотности NADH при 340 нм (е = 6220 М^см" 1).

140). Реакционные смеси содержали 0,1 М калий-фосфатный буфер, рН 7,8, 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата, 0,2 мМ ЫАЕ) Н, 8 единиц лактатдегидрогеназы и варьируемые количества субстратов.

Скорость реакции а,(3-элиминирования Ь-триптофана определяли также по количеству образовавшегося в реакции индола (141).

Исследование рН-зависимости кинетических параметров реакций а, Р-элиминирования Ь-триптофана и 8-этил-Ь-цистеина проводили с использованием следующих буферов: 2-(М-морфолино)этансульфоновая кислота (рН 5,5 — 6,5) — КН2РО4 + К2НРО4 (рН 6,5 — 7,5) — М-2-гидроксиэтилпиперазин-1<�Г'-2-этансульфоновая кислота (рН 7,0 -8,0) — 1,3-бис[трис (гидроксиметил)-метиламино]пропан (рН 8,0 — 9,0) — 2-(циклогексиламино)этансульфоновая кислота (9,0 — 10,0). Все буферные системы содержали 0,1 М КС1.

Исследование ингибирования трипофаназы различными аминокислотами проводили с использованием в качестве субстратов Ь-триптофана и 8-(о-нитрофенил)-Ь-цистеина при вышеописанных условиях, варьируя концентрации субстратов и ингибиторов.

Кинетику изотопного обмена С-а-протона аминокислот триптофаназой дикого типа и мутантными ферментами исследовали в 0,1 М калий-фосфатном буфере в БгО в присутствии 0,1 мМ пиридоксаль-5'-фосфата. Буферный раствор имел рН=7,4, что соответствовало рЭ=7,8 (142). К 5 мл буферного раствора, содержащего аминокислоту в концентрации, равной 5 х К), добавляли триптофаназу, смесь инкубировали при 30° С. В зависимости от скорости изотопного обмена количество добавляемой в систему триптофаназы составляло 1 — 5 мг. Из реакционной смеси отбирали пробы через определенные промежутки времени и анализировали их методом ПМР, предварительно инактивировав фермент путем нагревания до 90° С в течение 5 минут. Спектры ПМР снимали на приборе Вгискег АМХШ-400 (400 МГц). Соотношение дейтерированного и недейтерированного продукта определяли, исходя из соотношения интегральных интенсивностей сигналов С-а-протона и протонов СНг-группы, не подвергающихся обмену и принятых за внутренний стандарт.

Принимая значение Км равным Кдля конкурентного ингибирования аминокислотой реакции с L-триптофаном или с 8-(о-нитрофенил)-Ь-цистеином и определив соотношение [S]o/([S]o-[P]) из спектра ПМР, скорость дейтерообмена рассчитывали из интегральной зависимости степени превращения субстрата от времени с учетом ингибирования продуктом (143) с использованием уравнения:. KM + [S]0 [S]q.

W t [S]0-[P] ' где [S]o — концентрация ингибитора, [P] - концентрация продукта, t — время инкубации.

Параметры стационарной кинетики — константу Михаэлиса (КМ) и константу скорости (ккат) — определяли, применяя программу нелинейных квадратов Enzfitter (Elsevier Biosoft) (144), с использованием уравнения Михаэлиса-Ментен: ккат [E3o[S].

Км + [S] ' где [S]- концентрация субстрата, [Е]оконцентрация фермента.

Значения констант ингибирования (Kj) определяли, применяя программу Enzfitter.

Elsevier Biosoft) (144), с использованием уравнения:

Vmax[S] V = —, К где [I]- концентрация ингибитора.

Расчет кинетических изотопных эффектов проводили с использованием программы Enzfitter (Elsevier Biosoft) (144) по уравнению:

V = Vmax[S]/{KM (l+ DVKI)+[S](1+VI)}, где УК1=У/К (изотопный эффект)-1, У1=У (изотопный эффект)-1, D — содержание дейтерия.

Зависимость каталитических параметров реакции а, Р-элиминирования L-триптофана и Б-этил-Ь-цистеина от рН анализировали с использованием программ, разработанных Клеландом (144), по уравнениям: log V = logC /(l+fbTj/KO log V = log C/O+pTl/Ki+tHY/KiKi), где Ki и Кг — константы диссоциации групп фермента, Y-величина параметра (Vmax и K?), наблюдавшегося при вариации рН, С — рН-независимая величина параметра.

Скорость реакции побочного трансаминирования L-аланина определяли по уменьшению интенсивности пика хиноидного интеремедиата (ХтаХ = 501 нм) во времени, обрабатывая данные при помощи уравнения Михаэлиса-Ментен.

6. Спектральные исследования ферментов.

Спектры поглощения холоферментов и комплексов холоферментов с ингибиторами снимали на спектрофотометре Сагу-50 фирмы «Varian». Спектры кругового дихроизма снимали на дихрографе Mark 1П фирмы «Yobin-Yvon». Измерения проводили в 0,1 M калий-фосфатном буфере, рН 7,8.

Концентрации ферментов составляли 1−2 мг/мл. Концентрации ингибиторов в пробах имели значения, на один порядок превышающие величины Ki для исследуемых аминокислот.

Перед снятием спектров белковые препараты инкубировали с 50-кратным молярным избытком пиридоксаль-5'-фосфата при 30° С в течение 30 минут. Избыток пиридоксаль-5'-фосфата удаляли при помощи диализа.

Определение концентрации пиридоксаль-5'-фосфата в препаратах ферментов определяли в 0,1 М ЫаОН по методу Петерсона и Собера (145), используя значение молярного коэффициента поглощения пиридоксаль-5'-фосфата е = 6600 М^см" 1 при 390 нм.

7. Получение апофермента.

Для получения апофермента к раствору белка в 0,1 М калий-фосфатном буфере, рН 7,0 добавляли 100-кратный молярный избыток ВЬ-пеницилламина, который связывается с пиридоксаль-5'-фосфатом, замещая 8-аминогруппу кофермента и образуя альдимин (146) Раствор инкубировали при комнатной температуре в течение 1 часа, затем диализовали при +4° С против буфера того же состава. Активность апофермента в отсутствие пиридоксаль-5'-фосфата составляла не более 2% от активности фермента в присутствии пиридоксаль-5'-фосфата.

8. Определение константы диссоциации пиридоксаль-5-фосфата.

Определение константы диссоциации пиридоксаль-5'-фосфата проводили методом спектрофотометрического титрования. К раствору апофермента (0,2 — 0,3 мг/мл) в 0,1 М калий-фосфатном буфере, рН 7,8 добавляли кратные количества раствора пиридоксаль-5'-фосфата. После 30 минут инкубации при 30° С регистрировали изменения в спектрах поглощения при 425 нм. Количество связанного с ферментом кофермента определяли, используя молярный коэффициент поглощения кетоенамина (е = 10 680 М^-см" 1 для Аг§ 226А1а мутантного фермента, е = 10 580 М^-см" 1 для фермента дикого типа), который был рассчитан из спектров холофермента с известным содержанием пиридоксаль-5'-фосфата. Параметры связывания рассчитывали с помощью построения графика в координатах Скэтчарда (147).

Константу диссоциации пиридоксаль-5'-фосфата для Туг72РЬе мутантного фермента определяли с использованием метода ультрафильтрации (148). К раствору апофермента (1 мг/мл) в 0,1 М калий-фосфатном буфере, рН 7,0 добавляли аликвоты пиридоксаль-5'фосфата. Смесь инкубировали при 30° С в течение 1 часа, затем помещали в микроконцентратор СепШсоп-ЗО фирмы «Агшсоп» и центрифугировали при 5000 об/мин при комнатной температуре в течение 5 мин. Определеляли концентрацию пиридоксаль-5'-фосфата в фильтрате и в белковой смеси. За свободный пиридоксаль-5'-фосфат принимали концентрацию пиридоксаль-5'-фосфата в фильтрате. Параметры связывания рассчитывали с помощью построения графика в координатах Скэтчарда (147).

9. Идентификация продуктов побочной реакции трансаминирования.

Для определения пиридоксаминфосфата и пирувата пробу, содержавшую холофермент (1,1 мг/мл) и Ь-аланин (300 мМ) инкубировали 24 часа при комнатной температуре. Отбирали аликвоту и определяли пируват в реакции с лактатдегидрогеназой. Белок осаждали 10% раствором трихлоруксусной кислоты и отделяли центрифугированием. Трихлоруксусную кислоту удаляли многократной экстракцией из супернатанта эфиром и водный слой упаривали. Сухой остаток растворяли в воде и проводили хроматографию на бумаге Ватман ЗММ в системе бутанол — уксусная кислотавода (4:1: 5). При хроматографии было обнаружено флуоресцирующее пятно, совпадающее по подвижности с образцом пиридоксаминфосфата. После окраски 0,2% раствором нингидрина пятно приобретало оранжевую окраску, характерную для пиридоксаминфосфата.

Работа была выполнена при поддержке грантов:

РФФИ 01−04−48 636, РФФИ 01−04−48 719, «Ведущие научные школы» 00−15−97−844, Медицинского Института им. Г. Хьюза 751 95 54 001, Международного Центра Фогарти TW-106.

Автор приносит благодарность: д.х.н. Т. В. Демидкиной за научное руководствопроф. П. Д. Голлнику и к.б.н. И. С. Дементьевой за предоставление плазмидк.б.н. Л. Н. Закомырдиной и Н. П. Бажулиной за участие в работе и обсуждении результатовк.х.н. Н. Г. Фалееву за участие в работе, обсуждении результатов и синтез L-[aHIтриптофанапроф. P.C. Филлипсу за участие в работесотрудникам лаборатории химических основ биокатализа и всем сотрудникам ИМБ РАН за помощь в работе.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Enzyme Nomenclature, Recommendations of the Nomenclature Committee of the International Union of Biochemistry and Molecular Biology. Acad, press, 2002.
  2. Д. Биохимия. M.: «Мир», 1980, т. 2, с. 75.
  3. Alexander F.W., Sandmeier Е., Mehta Р.К., Christen P. Evolutionary relationships among pyridoxal-5'-phosphate-dependent enzymes. Eur. J. Biochem., 1994, v. 219, p. 953−960.
  4. Mehta P.K., Argos P., Barbour A.D., Christen P. Recognizing very distant sequence relationships among proteins by family profile analysis. Proteins, 1999, v. 35, p. 387−400.
  5. Jansonius J.N. Structure, evolution and action of vitamin B6-dependent enzymes. Curr. Opin. Struct. Biol., 1998, v. 8, p. 759−769.
  6. Mehta P.K., Christen P. The molecular evolution of pyridoxal-5'-phosphate-dependent enzymes. Adv. Enzymol., 2000, v. 74, p. 129−184.
  7. Sandmeier E., Hale T.I., Christen P. Multiple evolutionary origin of pyridoxal-5'-phosphate-dependent amino acid decarboxylases. Eur. J. Biochem., 1994, v. 221, p. 997−1002.
  8. Salzmann D., Christen P., Mehta P.K., Sandmeier E. Rates of evolution of pyridoxal-5'-phosphate-dependent enzymes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2000, v. 270, p. 576−580.
  9. Christen P., Mehta P.K. From cofactor to enzymes. The molecular evolution of pyridoxal-5'-phosphate-dependent enzymes. Chem. Rec., 2001, v. 1, p. 436−447.
  10. Hyde C.C., Ahmed S.A., Padlan E.A., Wilson M.E., Davies D.R. Three-dimensional structure of the tryptophan synthase (X2P2 multienzyme complex from Salmonella typhimurium. J. Biol. Chem., 1988, v. 263, p. 17 857−17 871.
  11. Clausen Т., Huber R., Laber В., Rohlenz H.D., Messerschmidt A. Crystal structure of the pyridoxal-5'-phosphate dependent cystathionine P-lyase from Escherichia coli at 1.83 A resolution. J. Mol. Biol., 1996, v. 262, p. 202−224.
  12. Grishin N.V., Phillips M.A., Goldsmith E.J. Modeling of the spatial structure of eukaryotic ornithine decarboxylases. Protein Sei., 1995, v. 4, p. 1291−1304.
  13. Momany C., Ernst S., Ghosh R., Chang N.L., Hackert M.L. Crystallographic structure of a PLP-dependent ornithine decarboxylase from Lactobacillus 30a at 3.0 A resolution. J. Mol. Biol., 1995, v. 252, p. 643−655.
  14. Kack H., Sandmark J., Gibson K., Schnaider G., Lindqvist Y. Crystal structure of diamino pelargonio acid synthase- evolutionary relationships between pyridoxal-5-phosphate dependent enzymes. J. Mol. Biol., 1999, v. 291, p. 857−876.
  15. Schneider G., Kack H., Lindqvist Y. The manifold of vitamin B6 dependent enzymes. Structure, 2000, v. 8, R1-R6.
  16. Capitani G., Hohenester E., Feng L., Storici P., Kirsch J.F., Jansonius J.N. Structure of 1-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase, a key enzyme in the biosynthesis of the plant hormone ethylene. J. Mol. Biol., 1999, v. 294, p. 745−756.
  17. Toney M.D., Hohenester E., Cowan S.W., Jansonius J.N. Dialkylglycine decarboxylase structure: bifunctional active site and alkali metal sites. Science, 1993, v. 261, p. 756−759.
  18. Fujii T., Maeda M., Mihara H., Kurihara T., Esaki N., Hata Y. Structure of a NifS homologue: X-ray analysis of CsdB, an Escherichia coli counterpart of mammalian selenocysteine lyase. Biochemistry, 2000, v. 39, p. 1263−1273.
  19. Antson A.A., Demidkina T.V., Gollnick P., Dauter Z., Von Tersch R.L., Long J., Berezhnoy S.N., Phillips R.S., Harutyunyan E.H., Wilson K.S. Three-dimensional structure of tyrosine phenol-lyase. Biochemistry, 1993, v. 32, p. 4195−4206.
  20. Pletnev S.V., Harutyunyan E.G. Crystallographic study of tyrosine phenol-lyase from Erwinia herbicola. Crystallography reports, 1997, v. 42, p. 809−819.
  21. Isupov M.N., Antson A.A., Dodson E.J., Dodson G.G., Dementieva I.S., Zakomirdina L.N., Wilson K.S., Dauter Z., Lebedev A.A., Harutyunyan E.H. Crystal structure of tryptophanase. J. Mol. Biol., 1998, v. 276, p. 603−623.
  22. Clausen T., Huber R., Prade L., Wahl M.C., Messerschmidt A. Crystal structure of Escherichia coli cystathionine y-synthase at 1.5 A resolution. EMBO J., 1998, v. 17, p. 68 276 838.
  23. Steegborn C., Messerschmidt A., Laber B., Streber W., Huber R., Clausen T. The crystal structure of cystathionine y-synthase from Nicotiana tabacum reveals its substrate and reaction specificity. J. Mol. Biol., 1999, v. 290, p. 983−996.
  24. Burkhard P., Rao G.S.J., Hohenester E., Schnackerz K.D., Cook P.F., Jansonius J.N. Three-dimensional structure of O-acetylserine sulfhydrylase from Salmonella typhimurinm. J. Mol. Biol., 1998, v. 283, p. 121−133.
  25. Gallagher D.T., Gilliland G.L., Xiao G., Zondlo J., Fishe K.E., Chinchilla D., Eisenstein E. Structure and control of pyridoxal phosphate dependent allosteric threonine deaminase. Structure, 1998, v. 6, p. 465−475.
  26. Garrido-Franco M., Ehlert S., Messerschmidt A., Marincovic S., Huber R., Laber B., Bourenkov G.P., Clausen T. Structure and function of threonine synthase from yeast. J. Biol. Chem., 2002, v. 277, p. 12 396−12 405.
  27. Thomazeau K, Curien G., Dumas R., Biou V. Crystal structure of threonine synthase from Arabidopsis thaliana. Protein Sci., 2001, v. 10, p. 638−648.
  28. Yao M., Ose T., Sugimoto H., Horiuchi A., Nakagawa A., Wakatsuki S., Yokoi D., Murakami T., Honma M., Tanaka I. Crystal structure of 1-aminopropane-l-carboxylate deaminase from Hansenula saturnas. J. Biol. Chem., 2000, v. 275, p. 34 557−34 565.
  29. Meier M.M., Janosik M., Kery V., Kraus J.P., Burkhard P. Structure of human cystathionine beta-synthase: a unique pyridoxal-5-phosphate-dependent heme protein. EMBO, 2001, v. 20, p. 3910−3916.
  30. Kern A.D., Oliviera M.A., CofFino P., Hackert M.L. Structure of mammalian ornithine decarboxylase at 1.6 A resolution: stereochemical implications of PLP-dependent amino acid decarboxylases. Structure, 1999, v. 7, p. 567−581.
  31. Almrud J.J., Oliviera M.A., Kern A.D., Grishin N.V., Phillips M.A., Hackert M.L. Crystal structure of human ornithine decarboxylase at 2.1 A resolution: structure insights to antizyme binding. J. Mol. Biol., 2000, v. 295, p. 7−16.
  32. Mehta P.K., Hale T.I., Christen P. Aminotransferases: demonstration of homology and division into evolutionary subgroups. Eur. J. Biochem., 1993, v. 214, p. 549−561.
  33. Ford G.C., Eichele G., Jansonius J.N. Three-dimensional structure of a pyridoxal-phosphate-dependent enzyme, mitichondrial aspartate aminotransferase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980, v. 77, p. 2559−2563.
  34. Tarun A.S., Theologis A. Complementation analysis of mutants of 1-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase reveals the enzyme is a dimer with shared active sites. J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p. 12 509−12 514.
  35. Burkhard P., Tai C.H., Jansonius J.N., Cook P.F. Identification of an allosteric anion-binding site on O-acetylserine sulfhydrylase: structure of the enzyme with chloride bound. J. Mol. Biol., 2000, v. 303, p. 279−286.
  36. Ruvinov S.B., Ahmed S.A., McPhie P., Miles E.W. Monovalent cation partially repair a conformational defect in a mutant tryptophan synthase (X2P2 complex (P-E109A). J. Biol. Chem., 1995, v. 270, p. 17 333−17 338.
  37. Kabil O., Toaka S., LoBrutto R., Shoemaker R., Banerjee R. Pyridoxal phosphate binding sites are similar in human heme-dependent and yeast heme-independent cystathionine P-synthases. J. Biol. Chem., 2001, v. 276, p. 19 350−19 355.
  38. Burkhard P., Tai C.H., Ristroph C.M., Cook P.F., Jansonius J.N. Ligand binding induces a large conformational change in O-acetylserine sulfhydrylase from Salmonella typhimurium. J. Mol. Biol., 1999, v. 291, p. 941−953.
  39. Schneider T.R., Gerhardt E., Lee M., Liang P.H., Anderson K.S., Schlichting I. Loop closure and intersubunit communication in tryptophan synthase. Biochemistry, 1998, v. 37, p. 53 945 406.
  40. Osterman A.L., Brooks H.B., Rizo J., Phillips M.A. Role of Arg-277 in the binding of pyridoxal-5'-phosphate to Trypanosoma brucei ornithine decarboxylase. Biochemistry, 1997, v. 36, p. 4558−4567
  41. Heller J.S., Fong W.F., Canellakis E.S. Induction of a protein inhibitor to ornithine decarboxylase by the end product of its reaction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1976, v. 73, p. 1858−1862.
  42. Hayashi S., Murakami Y., Matsufuji S. Ornithine decarboxylase antizyme: a novel type of regulatory protein. Trends. Biochem. Sci., 1996, v. 21, p. 27−30.
  43. Coleman C.S., Stanley B.A., Viswanath R., Pegg A.E. Rapid exchange of subunits of mammalian ornithine decarboxylase. J. Biol. Chem., 1994, v. 269, p. 3155−3158.
  44. A.E., Шемякин M.M. Теория процессов аминокислотного обмена, катализируемых пиридоксалевыми ферментами. Биохимия, 1953, т. 18, с. 393−411.
  45. Metzler D.E., Ikawa М., Snell Е.Е. A general mechanism for vitamin B6-catalysed reactions. J. Am. Chem. Soc., 1953, v. 76, p. 648−652.
  46. Dunathan H.C. Conformation and reaction specificity in pyridoxal phosphate enzymes. Proc. Natl. Acad. Sci., 1966, v. 55, p. 712−716.
  47. Demidkina T.V., Myagkih I.V. The activity and reaction specificity of tyrosine phenol lyase regulated by monovalent cations. Biochimie, 1989, v. 71, p. 565−571.
  48. Snell E.E. Tryptophanase: structure, catalytic activities and mechanism of action. Adv. Enzymol., 1975, v. 42, p. 287−333.
  49. Phillips R.S., Demidkina T.V., Faleev N.G. Structure and mechanism of tryptophan indole-lyase and tyrosine phenol-lyase. Biochim. Biophys. Acta, 2003, v. 1647, p. 167−172.
  50. Phillips R.S., Johnson N., Kamath A.V. Formation in vitro of hybrid dimers of H463 °F and Y74 °F mutant Escherichia coli tryptophan indole-lyase rescues activity with L-tryptophan. Biochemistry, 2002, v. 41, p. 4012−4019.
  51. Snell E.E. Tryptophanase: structure, catalytic activities, and mechanism of action. Adv. Enzymol., 1975, v. 42, p. 287−333.
  52. Phillips R.S., Richter I., Gollnick P., Brzovic P., Dunn M.F. Replacement of lysine 269 by arginine in Escherichia coli tryptophan indole-lyase affects the formation and breakdown of quinonoid complexes. J. Biol. Chem., 1991, v. 266, p. 18 642−18 648.
  53. Hogberg-Raibaud A., Raibaud O., Goldberg M.E. Kinetik and equilibrium studies on the activation of Escherichia coli K12 tryptophanase by pyridoxal 5'-phosphate and monovalent cations. J. Biol. Chem., 1975, v. 250, p. 3352−3358.
  54. Morino Y., Snell E.E. The subunit structure of tryptophanase. J. Biol. Chem., 1967, v. 242, p. 5591−5601.
  55. Demidkina T.V., Myagkih I.V. The activity and reaction specificity of tyrosine phenol-lyase regulated by monovalent cations. Biochimie, 1989, v. 71, p. 565−571.
  56. Kumagai H., Yamada H., Matsui H., Ohkishi H., Ogata K. Tyrosine phenol lyase. I. Purification, crystallization, and properties. J. Biol. Chem., 1970, v. 245, p. 1767−1772.
  57. Sundararaju B., Chen H., Shilcutt S., Phillips R.S. The role of glutamic acid-69 in the activation of Citrobacter freundii tyrosine phenol-lyase by monovalent cations. Biochemistry, 2000, v. 39, p. 8546−8555.
  58. Feng L., Kirsch J.F. L-Vinylglycine is an alternative substrate as well as a mechanism-based inhibitor of 1-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase. Biochemistry, 2000, v. 39, p.2436−2444.
  59. McCarthy D.L., Capitani G., Feng L., Gruetter M.G., Kirsch J.F. Glutamate 47 in 1-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase is a major specificity determinant. Biochemistry, 2001, v. 40, p. 12 276−12 284.
  60. Li Y., Feng L., Kirsch J.F. Kinetic and spectroscopic investigations of wild-type and mutant forms of apple l-aminocyclopropane-l-carboxylate synthase. Biochemistry, 1997, v. 36, p. 15 477−15 488.
  61. Jackson L.K., Brooks H.B., Osterman A.L., Goldsmith E.J., Phillips M.A. Altering the reaction specificity of eucaryotic ornithine decarboxylase. Biochemistry, 2000, v. 39, p. 11 247−11 257.
  62. Toney M.D., Hohenester E., Keller J.W., Jansonius J.N. Structural and mechanistic analysis of two refined crystal structures of the pyridoxal phosphate-dependent enzyme dialkylglicine decarboxylase. J. Mol. Biol., 1995, v. 245, p. 151−179.
  63. Malashkevich V.N., Strop P., Keller J.W., Jansonius J.N., Toney M.D. Crystal structures of jl dialkylglicine decarboxylase inhibitor complexes. J. Mol. Biol., 1999, v. 294, p. 193−200.
  64. Inoue H., Inagaki K., Adachi N., Tamura T., Esaki N., Soda K., Tanaka H. Role of tyrosine 114 of methionine-y-lyase from Pseudomonas putida. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2000, v. 64, p. 2336−2343.
  65. Clausen T., Huber R., Messerschmidt A., Pohlenz H.D., Laber B. Slow-binding inhibition of Escherichia coli cystathionine P-lyase by L-aminoethoxyvinylglycine: a kinetic and X-ray study. Biochemistry, 1997, v. 36, p. 12 633−12 643.
  66. Ravanel S., Droux M., Douce R. Methionine biosynthesis in higher plants: 1. Purification and characterization of cystathionine y-synthase from Spinach chloroplasts. Arch. Biochem. Biophys., 1995, v. 316, p. 638−639.
  67. Marabotti A., DeBiase D., Tramonti A., Bettati S., Mozzarelli A. Allosteric communication of tryptophan synthase. Functional and regulatory properties of the beta S178P mutant. J. Biol. Chem., 2001, v. 276, p. 17 747−17 752.
  68. Weyand M., Schlichting I., Herde P., Marabotti A., Mozzarelli A. Crystal structure of the pSerl78-Pro mutant of tryptophan synthase. J. Biol. Chem., 2002, v. 277, p. 10 653−10 660.
  69. Ro H., Miles E.W. Catalytic mechanism of the tryptophan synthase a2(32 complex. J. Biol. Chem., 1999, v. 274, p. 31 189−31 194.
  70. Schneider T.R., Gerhardt E., Lee M., Liang P.H., Anderson K.S., Schlichting I. Loop closure and intersubunit communication in tryptophan synthase. Biochemistry, 1998, v. 37, p. 53 945 406.
  71. Pan P., Dunn .M.F. P-Site covalent reactions trigger transitions between open and closed conformations of the tryptophan synthase bienzyme complex. Biochemistry, 1996, v. 35, p. 5002−5013.
  72. Hur O., Niks D., Casino P., Dunn M.F. Proton transfers in the P-reaction catalyzed by tryptophan synthase. Biochemistry, 2002, v. 41, p. 9991−10 001.
  73. Ferrari D., Yang L.H., Miles E.W., Dunn M.F. J3D305A mutant of tryptophan synthase shows strongly perturbed allosteric regulation and substrate specificity. Biochemistry, 2001, v. 40, p. 7421−7432.
  74. Woehl E.U., Tai C.H., Dunn M.F., Cook P.F. Formation of the alpha-aminoacrylate immediate limits the overall reaction catalyzed by O-acetylserine sulfhydrylase. Biochemistry. 1996, v. 35, p. 4776−4783.31
  75. Cook P.F., Hara S., Nalabolu S., Schnackerz K.D. pH dependence of the absorbance and P NMR spectra of O-acetylserine sulfhydrylase in the absence and presence of O-acetyl-L-serine. Biochemistry, 1992, v. 31, p. 2298−303.
  76. Schnackerz K.D., Tai C.H., Simmons J.W., Jacobson T.M., Rao G.S., Cook P.F. Identification and spectral characterization of the external aldimine of the O-acetylserine sulfhydrylase reaction. Biochemistry, 1995, v. 34, p. 12 152−12 160.
  77. Taoka S., West M., Banerjee R. Characterization of the heme and pyridoxal phosphate cofactors of human cystathionine {3-synthase reveals nonequivalent active sites. Biochemistry, 1999, v. 38, p. 2738−2744.
  78. Jhee K.H., Niks D., McPhie P., Dunn M.F., Miles E.W. The reaction of yeast cystathionine P-synthase is rate-limited by the conversion of aminoacrylate to cystathionine. Biochemistry, 2001, v. 40, p. 10 873−10 880.
  79. Taoka S., Ohja S., Shan X., Kruger W.D., Banerjee R. Evidence for heme-mediated redox regulation of human cystathionine beta-synthase activity. J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p. 25 179−25 184.
  80. Anderson K.S., Miles E.W., Johnson K.A. Serine modulates substrate channeling in tryptophan synthase. A novel intersubunit triggering mechanism. J. Biol. Chem., 1991, v. 266, p. 8020−8033.
  81. Tai C.H., Cook P.F. Pyridoxal 5-phosphate-dependent alpha, beta-elimination reactions: mechanism of O-acetylserine sulfhydrylase. Acc. Chem., Res., 2001, v. 34, p. 49−59.
  82. Daum S., Tai C.H., Cook P.F. Characterization of the S272A, D site-directed mutations of O-acetylserine sulfhydrylase: involvement of the pyridine ring in the a, p-elimination reaction. Biochemistry, 2003, v. 42, p. 106−113.
  83. Jhee K.H., Yang L.H., Ahmed S.A., McPhie P., Rowlett R., Miles E.W. Mutation of an active site residue of tryptophan synthase (P-serine 377) alters cofactor chemistry. J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p. 11 417−11 422.
  84. Halgand F., Wessel P.M., Laprevote O., Dumas R. Biochemical and mass spectrometric evidence for quaternary structure modifications of the plant threonine deaminase induced by isoleucine. Biochemistry, 2002, v. 41, p. 13 767−13 773.
  85. Wessel P.M., Graciet E., Douce R., Dumas R. Evidence of two distinct effector-binding sites in threonine deaminase by site-directed mutagenesis, kinetic, and binding experiments. Biochemistry, 2000, v. 39, p. 15 136−15 143.
  86. Chinchilla D., Schwarz F.P., Eisenstein E. Amino acid substitutions in the C-terminal regulatory domain disrupt allosteric effector binding to biosynthetic threonine deaminase from Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p. 23 219−23 224.
  87. Curien G., Job D., Douce R., Dumas R. Allosteric activation of Arabidopsis threonine synthase by S-adenosylmethionine. Biochemistry, 1998, v. 37, p. 13 212−13 221.
  88. Laber B., Gerbling K.P., Harde C., Neff K.H., Nordhoff E., Pohlenz H.D. Mechanisms of interaction of Escherichia coli threonine synthase with substrates and inhibitors. Biochemistry, 1994, v. 33, p. 3413−3423.
  89. Coleman C.S., Stanley B.A., Pegg A.E. Effect of mutation of active site residues on the activity of ornithine decarboxylase and inhibition by active site-directed irreversible inhibitors. J. Biol. Chem., 1993, v. 268, p. 24 572−24 579.
  90. Swanson T., Brooks H.B., Osterman A.L., O’Leary M., Phillips M.A. Carbon-13 isotope effect studies of Trypanosoma brucei ornithine decarboxylase. Biochemistry, 1998, v. 37, p. 14 943−14 947.
  91. Suelter C.H., Wang J., Snell E.E. Direct sperctrophotometric assay of tryptophanase. FEBS Lett., 1976, v. 66, p. 230−232.
  92. Watanabe T., Snell E.E. The interaction of Escherichia coli tryptophanase with various amino acids and their analogs. J. Biochem., 1977, v. 82, p. 733−745.
  93. Phillips R.S. Reactions of 0-acyl-L-serines with tryptophanase, tyrosine phenol-lyase and tryptophan synthase. Arch. Biochem. Biophys., 1987, v. 256, p. 302−310.
  94. Morino Y., Snell E.E. The relation of spectral changes and tritium exchange reactions to the mechanism of tryptophanase-catalyzed reactions. J. Biol. Chem., 1967, v. 242, p. 28 002 809.
  95. Davis L., Metzler D. Pyridoxal-linked elimination and replacement reactions. In: The Enzymes/ Ed. Boyer P.D., Wiley and Sons, N.Y., 1972, v. 3, p. 33−74.
  96. Phillips R.S., Sundararaju B., Faleev N.G. Proton transfer and carbon-carbon bond cleavage in the elimination of indole catalyzed by Escherichia coli tryptophan indole-lyase. J. Am. Chem. Soc., 2000, v. 122, p. 1008−1114.
  97. Phillips R.S. Mechanism of tryptophan indole-lyase: insights from pre-steady-state kinetics and substrate and solvent isotope effects. J. Am. Chem. Soc., 1989, v. 111, p. 727−730.
  98. June D.S., Suelter C.H., Dye J.L. Equilibrium and kinetic study of interaction of amino acid inhibitors with tryptophanase: mechanism of quinonoid formation. Biochemistry, 1981, v. 20, p. 2714−2719.
  99. Phillips R.S., Gollnick P. Evidence that cysteine 298 is in the active site of tryptophan indole-lyase. J. Biol. Chem., 1989, v. 264, p. 10 627−10 632.
  100. Phillips R.S., Gollnick P. The environments of Trp-248 and Trp-330 in tryptophan indole-lyase from Escherichia coli. FEB S lett., 1990, v. 268, p. 213 -216.
  101. Metzler C.M., Viswanath R., Metzler D.E. Equilibria and absorption spectra of tryptophanase. J. Biochem., 1991, v. 266, p. 9374−9381.
  102. Chen H., Gollnick P., Phillips R.S. Site-directed mutagenesis of His343Ala in Citrobacter freundii tyrosine phenol-lyase. Eur. J. Biochem., 1995, v. 229, p. 540−549.
  103. Л.Н., Сахарова И. С., Торчинский Ю. М. Исследование взаимодействий триптофаназы с аналогами субстрата. Молекулярная биология, 1988, т. 22, с. 187−194.
  104. И.С., Закомырдина Л. Н., Торчинский Ю. М. Взаимодействие триптофаназы с оксиндолил-Ь-аланином и L-аланином. Доклады Академии Наук, 1986, т. 290, с. 758 761.
  105. Zakomirdina L.N., Sakharova I.S., Torchinsky Yu.M. Conformational changes in the active site of tryptophanase revealed by the circular dichroism method. Biochimie, 1989, v. 71, p. 545−550.
  106. Braunstein A.E. In: The enzymes/Ed. Boyer P.D., 3rded. N.Y.- Acad, press, 1973, v. 9, p. 379−481.
  107. В.П., Морозов Ю. В., Савин Ф. А., Сухарева Б. С. Модель ферментативного декарбоксилирования глутаминовой кислоты. Молекулярная биология, 1985, т. 19, с. 359−370.
  108. Л.Н., Куликова В. В., Гоголева О. И., Дементьева И. С., Фалеев Н. Г., Демидкина Т. В. Триптофан индол-лиаза из Proteus vulgaris: кинетические и спектральные свойства. Биохимия, 2002, т. 67, с. 1437−1445.
  109. Т.В., Мягких И. В., Ажаев А. В. Трансаминирование побочная реакция, катализируемая тирозин — фенол-лиазой из Citrobacter intermedius. Молекулярная биология, 1986, т. 20, с. 1053−1061.
  110. Frommel С. The apolar surface area of amino acids and its empirical correlation with hydrophobic free energy. J. Theor. Biol., 1984, v. 111, p. 247−260.
  111. Phillips R.S. Reaction of indole and analogues with amino acid complexes of Escherichia coli tryptophan indole-lyase: detection of a new reaction intermediate by rapid-scanning stopped-flow spectrophotometry. Biochemistry, 1991, v. 30, p. 5927−5934.
  112. Bazhulina N.P., Morozov Y.V., Papisova A.I., Demidkina T.V. Pyridoxal 5'-phosphate Schiff base in Citrobacter freundii tyrosine phenol-lyase. Eur. J. Biochem., 2000, v. 267, p. 1830−1836.
  113. Cleland W. Determining the chemical mechanisms of enzyme catalyzed reactions by kinetic studies. Adv. Enzymol., 1977, v. 45, p. 273.
  114. Э. Структура и механизм действия ферментов. М.: «Мир», 1980, с. 171−172.
  115. С.Д., Гуревич К. Г. Биокинетика, практический курс. М.: «Фаир-пресс», 1999, с. 60−61.
  116. Sloan M.J., Phillips R.S. Effects of alpha-deuteration and of aza and thia analogs of L-tryptophan on formation of intermediates in the reaction of Escherichia coli tryptophan indole-lyase. Biochemistry, 1996, v. 35, p. 16 165−16 173.
  117. E.M., Rokita S.E. 6-(Difluoromethyl)tryptophan as a probe for substrate activation during the catalysis of tryptophanase. Biochemistry, 1991, v. 30, p. 1852−1857.
  118. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 1951, v. 193, p. 265−275.
  119. Boyland E., Manson D., Nery R. J. Chem. Soc., 1962, v. 2, p. 606−612.
  120. Suelter C.H., Wang J., Snell E.E. Application of a direct spectrophotometric assay employing a chromogenic substrate for tryptophanase to the determination of pyridoxal and pyridoxamine 5'-phosphates. Anal. Biochem., 1976, v. 76, p. 221−232.
  121. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970, v. 227, p. 680−685.
  122. Morino Y., Snell E.E. Tryptophanase (Escherichia coli B). Methods. Enzymol., 1970, v. 17A, p. 439−446.
  123. Newton W.A., Snell E.E. An inducible tryptophan synthetase in tryptophan auxotrophs of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci., 1962, v. 48, p. 1431−1439.
  124. Glasoe P.V., Long F.A. J. Phys. Chem., 1960, v. 64, p. 188−194.
  125. A.B., Клесов A.A. Практический курс химической и ферментативной кинетики. 1976, М., МГУ, с. 168.
  126. Cleland W. Statistical analysis of enzyme kinetic data. Methods. Enzymol., 1979, v. 63, p. 103−138.
  127. Peterson E.A., Sober H.A. Preparation of crystalline phosphoiylated derivatives of Vitamin B6. J. Amer. Chem. Soc., 1954, v. 76, p. 169−175.
  128. Morino Y., Snell E.E. The subunit structure of tryptophanase. I. The effect of pyridoxal phosphate on the subunit structure and physical properties of tryptophanase. J. Biol. Chem., 1967, v. 242, p. 5591−5601.
  129. Scatchard G. The attraction of proteins for small molecules and ions. Ann. N.Y. Acad. Sei., 1949, v. 51, p. 660.
  130. Marceau M., Lewis S.D., Shafer J.A. The glycine-rich region of Escherichia coli D-serine dehydratase. J. Biol. Chem., 1988, v. 263, p. 16 934−16 941.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!