Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Влияние ненуклеотидных вставок на субстратные и конформационные свойства ДНК-дуплексов

Диссертация: Влияние ненуклеотидных вставок на субстратные и конформационные свойства ДНК-дуплексов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В представленной работе проведено исследование характера возмущений, вносимых в структуру ДНК-комплексов в результате введения ненуклеотидной вставки и приводящих к изменению субстратных и конформационных свойств модифицированных дуплексов ДНК. Показано, что ненуклеотидное выпетливание в составе ДНК-дуплекса приводит к изгибу основной оси модифицированного ДНК-фрагмента в месте введения остатка… Читать ещё >

Влияние ненуклеотидных вставок на субстратные и конформационные свойства ДНК-дуплексов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • 1. Введение
  • 2. Принципы регулирования структуры и функций олигонуклеотидных ДНК- 9 дуплексов в структурной ДНК-нанотехнологии и гибридизационном анализе обзор литературы)
    • 2. 1. Структурная ДНК-нанотехнология. Принципы конструирования 9 нанообъектов на основе нативных и модифицированных молекул ДНК
      • 2. 1. 1. Принципы формирования ДНК-блоков
        • 2. 1. 1. 1. Разветвленные ДНК-блоки на основе нативных олигонуклеотидов
        • 2. 1. 1. 2. ДНК-блоки с использованием дополнительных конструктивных 13 элементов
      • 2. 1. 2. Статические ДНК-наноструктуры
        • 2. 1. 2. 1. Дискретные ДНК-объекты
        • 2. 1. 2. 1. 1. Двухмерные замкнутые ДНК-структуры
        • 2. 1. 2. 1. 2. Трехмерные ДНК-многогранники
        • 2. 1. 2. 2. Периодические ДНК-матрицы
        • 2. 1. 2. 2. 1. ДНК-решетки
        • 2. 1. 2. 2. 2. ДНК-нанотрубки
        • 2. 1. 2. 3. ДНК-оригами
      • 2. 1. 3. Перспективы практического применения ДНК-наноконструкций
    • 2. 2. Гибридизационный анализ. Структура олигонуклеотидных зондов как 55 фактор, влияющий на селективность выявления нуклеотидных полиморфизмов в ДНК
      • 2. 2. 1. Проблемы селективности ДНК-зависимых ферментов по отношению к 56 некомплементарным парам в структуре нативного ДНК-субстрата
      • 2. 2. 2. Возмущение структуры ДНК-субстрата как способ повышения 62 селективности ферментативной реакции
        • 2. 2. 2. 1. Влияние структуры олигонуклеотидных зондов на селективность 62 ферментативной реакции
        • 2. 2. 2. 2. Введение дополнительного олигонуклеотидного несоответствия в 63 структуру ДНК-субстрата как способ повышения селективности
        • 2. 2. 2. 3. Модификации олигонуклеотидов, повышающие селективность 64 превращения ДНК-субстратов под действием ДНК-зависимых ферментов
        • 2. 2. 2. 3. 1. Модификации гетероциклических оснований
        • 2. 2. 2. 3. 2. Модификации углеводного остатка
        • 2. 2. 2. 3. 3. Модификации межнуклеотидного фосфодиэфирного остатка

Модифицированные аналоги природных нуклеиновых кислот (НК) уже давно стали незаменимыми инструментами во многих исследовательских и практических молекулярно-биологических приложениях [1, 2]. Основная причина повышенного интереса к модифицированным НК заключается в том, что введение остатков органических молекул в регулярную структуру нуклеиновых кислот позволяет направленно изменять их функциональные характеристики (физико-химические и структурные свойства), сохраняя при этом способность к комплементарным взаимодействиям [3−6].

Ранее в лаборатории химии нуклеиновых кислот ИХБФМ СО РАН были предложены мостиковые олигонуклеотиды, представляющие собой олигонуклеотидные конструкции, состоящие из нативных нуклеотидных блоков, соединенных ненуклеотидными вставками. Данные модифицированные остатки не затрагивают комплементарные взаимодействия между основаниями и не имеют выраженной сиквенс-специфичности. Были определены термодинамические параметры комплексообразования мостиковых олигонуклеотидов, описаны некоторые структурные характеристики комплексов на их основе, начато исследование субстратных свойств в реакциях, катализируемых ДНК-зависимыми ферментами. Была показана возможность получения производных олигонуклеотидов с заданными гибридизационными свойствами, определяемыми за счет введения ненуклеотидных вставок. Установлено влияние позиции неприродного остатка в структуре олигонуклеотида на эффективность процессирования модифицированных субстратов ДНК-лигазами и ДНК-полимеразами. Показана повышенная селективность ферментативных реакций в случае использования мостиковых олигонуклеотидов в качестве превращаемых компонентов субстратных комплексов ДНК [7−11].

Представленная работа является продолжением серии работ по исследованию свойств мостиковых олигонуклеотидов и ДНК-комплексов на их основе и направлена на изучение причин наблюдаемых изменений гибридизационных и субстратных свойств олигонуклеотидных производных. Исследования будут полезны как для установления принципиальных особенностей формирования комплексов на основе мостиковых олигонуклеотидов, так и могут обеспечить расширение практической значимости подобных олигонуклеотидных конструкций.

Цели и задачи исследования:

Целью настоящей работы являлось исследование характера возмущений, вносимых в структуру ДНК-дуплекса ненуклеотидной вставкой на основе фосфодиэфиров олигометилендиолов и олигоэтиленгликолей, с точки зрения изучения субстратных и конформационных свойств комплексов мостиковых олигонуклеотидов для их последующего использования в гибридизационном анализе и для направленного изменения формы ДНК-структур.

В ходе исследования решали следующие задачи:

— изучение влияния ненуклеотидных вставок на конформационные особенности модифицированных ДНК-дуплексов и исследование зависимости величины локального возмущения, вносимого модифицированным остатком, от размера и структуры выпетленных вставок в цепях ДНК-комплекса;

— исследование возможности направленного изменения формы многокомпонентных ДНК-ассоциатов на основе модифицированных ДНК-дуплексов в качестве строительных блоков;

— изучение субстратных свойств модифицированных дуплексов ДНК в реакциях, катализируемых ДНК-зависимыми ферментами, определение кинетических параметров лигирования совершенных и содержащих однонуклеотидное несоответствие модифицированных ДНК-субстратов под действием ДНК-лигазы фага Т4;

— разработка подхода повышения эффективности гибридизационного анализа при использовании олигонуклеотидных мостиковых зондов и структурированного фрагмента в качестве ДНК-матрицы.

5. ВЫВОДЫ.

1. Исследованы конформационные свойства ДНК-дуплексов, содержащих выпетливания.

• Показано, что выпетливания на основе ненуклеотидных вставок (фосфодиэфиров диэтиленглико ля, 1,10-декандиола, 1,12-до декан дио ла, 3 -гидрокси-2-гидроксиметилтетрагидрофурана), как и на основе нуклеотидных звеньев (аденилатов и тимидилатов), приводят к изгибу линейной структуры дуплекса. Величина изгиба в случае ненуклеотидных выпетливаний варьирует в пределах 20°-61°.

• Установлено, что величину изгиба и степень термической дестабилизации дцДНК можно задавать, варьируя размер и тип ненуклеотидных вставок в составе цепей ДНК-дуплекса.

2. Продемонстрировано формирование ДНК-объектов нетривиальной формы с использованием ДНК-дуплексов с ненуклеотидными вставками на основе фосфодиэфиров диэтиленгликоля и 1,10-декандиола.

• Выявлено, что наличие ненуклеотидных вставок в составе мономерных ДНК-дуплексов, формирующих конкатемерные структуры, способствует самоограничению роста цепи ДНК-конкатемера и образованию циклических дцДНК.

• Подобраны условия для анализа ДНК-конкатемеров методом атомно-силовой микроскопии. На основе анализа АСМ-изображений установлено, что доля циклических ДНК-конкатемеров на основе модифицированных ДНК-дуплексов составляет 35%.

3. Исследованы субстратные свойства ДНК-комплексов, сформированных на основе мостиковых олигонуклеотидов, содержащих ненуклеотидные вставки, в реакциях ДНК-зависимых ферментов (ДНК-лигазы фага Т4 и Taq ДНК-полимеразы).

• Показано, что в условиях минисеквенирования точность удлинения Taq полимеразой мостикового олигомера, рассчитанная как соотношение скоростей включения соответствующего и некомплементарного нуклеотидов, в 1.6 раза выше относительно точности элонгации нативного зонда.

• Установлено, что ненуклеотидная вставка в структуре Р-компонента лигируемого тандемного комплекса ДНК приводит к повышению эффективности дискриминации однонуклеотидных несоответствий в дуплексной части Ри ОН-компонентов.

• Определены кинетические параметры ферментативного превращения под действием Т4 ДНК-лигазы совершенных и несовершенных ДНК-субстратов, сформированных на основе мостиковых олигонуклеотидов, в стационарном и предстационарном режимах.

Показано, что:

— введение ненуклеотидной вставки в структуру совершенного ДНК-субстрата приводит к замедлению всех регистрируемых этапов ферментативного лигирования относительно нативного субстрата;

— дискриминация мисматчей при лигирования модифицированных несовершенных ДНК-субстратов происходит как на стадии формирования комплекса фермент/ДНК-субстрат, так и на стадии лигирования.

4. Предложены способы повышения эффективности гибридизационного анализа ДНК, проводимого с участием мостиковых олигонуклеотидов в качестве зондов.

• Разработаны способы снижения вероятности структурирования дцДНК путем ее ограниченной фрагментации с помощью кислотной (выдерживание при рН 2) и ферментативной (обработка урацил-ДНК-гликозилазой) деградации ДНК.

• Показано, что использование фрагментированной ДНК повышает интенсивность сигнала гибридизационного анализа в случае ферментативной фрагментации в 8 раз, а при кислотной в 4 раза по сравнению с использованием нативного фрагмента ДНК, использование мостиковых зондов обеспечивает селективное распознавание анализируемой фрагментированной ДНК.

4.5.

Заключение

.

В представленной работе проведено исследование характера возмущений, вносимых в структуру ДНК-комплексов в результате введения ненуклеотидной вставки и приводящих к изменению субстратных и конформационных свойств модифицированных дуплексов ДНК. Показано, что ненуклеотидное выпетливание в составе ДНК-дуплекса приводит к изгибу основной оси модифицированного ДНК-фрагмента в месте введения остатка. Наличие изгиба, в свою очередь, сказывается на изменении субстратных свойств комплексов мостиковых олигонуклеотидов в реакциях с участием ДНК-процессирующих ферментов, приводя, с одной стороны, к снижению эффективности их превращения относительно нативных, и, с другой, к повышению способности дискриминирования однонуклеотидных несоответствий в последовательности матричной цепи. При исследовании кинетических параметров ферментативного превращения модифицированных совершенных и содержащих нуклеотидные несоответствия комплексов ДНК было установлено, что влияние ненуклеотидного звена на эффективность процессирования ДНК-субстратов происходит как на стадии узнавания ферментом субстратов, так и на стадии катализа. При этом влияние выпётленного изгибающего остатка особенно выражено проявляется на этапе формирования фермент/субстратного комплекса. Наличие двойного возмущения в виде мисматча и ненуклеотидной вставки приводит к более значительному снижению эффективности процессирования подобных субстратов.

Полученные данные в значительной степени расширяют понимание функциональных особенностей мостиковых олигонуклеотидов. На основе исследованных особенностей была продемонстрирована возможность использования мостиковых олигонуклеотидов для конструирования ДНК-объектов с особой формой, отличающейся от формы структур, полученных с помощью нативных ДНК-дуплексов, а также в качестве высокоселективных зондов в гибридизационном анализе, в том числе, проводимом в присутствии высокоструктурированного дцДНК-фрагмента. Для повышения чувствительности гетерофазного гибридизационного анализа с участием мостиковых олигонуклеотидных зондов были предложены способы статистической фрагментации дцДНК-пробы.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Gallo М., Montserrat J.M., Iribarre A.M. Design and applications of modified oligonucleotides//Braz. J. Med. Biol. Res. 2003. V. 36. P. 143−151.
  2. Valoczi A., Hornyik C., Varga N., Burgyan J., Kauppinen S., Havelda Z. Sensitive and specific detection of microRNAs by northern blot analysis using LNA-modified oligonucleotide probes //Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. el75.
  3. Freier S.M., Altmann K.-H. The ups and downs of nucleic acid duplex stability: structure-stability studies on chemically-modified DNA: RNA duplexes // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4429−4443.
  4. Nguyen H.-K., Auffray P., Asseline U., Dupret D., Thuong N.T. Modification of DNA duplexes to smooth their thermal stability independently of their base content for DNA sequencing by hybridization //Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3059−3065.
  5. Wengel J. Nucleic acid nanotechnology towards Angstrom-scale engineering // Org. Biomol. Chem. 2004. V. 2. P. 277−280.
  6. Pyshnaya I.A., Pyshnyi D.V., Lomzov A.A., Zarytova V.F., Ivanova E.M. The influence of the non-nucleotide insert on the hybridization properties of oligonucleotides // Nucl. Nucl. Nucleic Acids. 2004. V. 23. P. 1065−1071.
  7. Д.В., Иванова E.M., Пышная И. А., Зарытова В. Ф. Способ выявления анализируемой последовательности ДНК // Патент на изобретение № 2 259 402 от 27.08.2005.
  8. А.А., Пышная И. А., Иванова Е. М., Пышный Д. В. Термодинамические параметры для расчета стабильности комплексов мостиковых олигонуклеотидов // Док. Акад. Наук. 2006. Т. 409. С. 266−270.
  9. Pyshnyi D.V., Lomzov А.А., Pyshnaya I.A., Ivanova E.M. Hybridization of the bridged oligonucleotides with DNA: thermodynamic and kinetic studies // J. Biomol. Struct. Dyn. 2006. V. 23. P. 567−580.
  10. И.А. «Мостиковые» олигонуклеотиды как перспективные инструменты в антисенс технологии и ДНК-диагностике // Диссертация кандидата химических наук. Новосибирск. ИХБФМ СО РАН. 2006.
  11. Baumann C.G., Smith S.B., Bloomfield V.A., Bustamante С. Ionic effects on the elasticity of single DNA molecules // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 6185−6190.
  12. SeemanN.C. Nucleic acid junctions and lattices // J. Theor. Biol. 1982. V. 99. P. 237−247.
  13. Kallenbach N.R., Ma R.-I., Seeman N.C. An immobile nucleic acid junction constructed from oligonucleotides //Nature. 1983. V. 305. P. 829−831.
  14. Ma R.-I., Kallenbach N.R., Sheardy R.D., Petrillo M.L., Seeman N.C. Three-arm nucleic acid junctions are flexible //Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. P. 9745−9753.
  15. Tosch P., Walti C., Middelberg A.P.J., Davies A.G. Generic technique to generate large branched DNA complexes // Biomacromolecules. 2006. V. 7. P. 677−681.
  16. Petrillo M.L., Newton C.J., Cunningham R.P. The ligation and flexibility of four-arm DNA junctions//Biopolymers. 1988. V. 27. P. 1337−1352.
  17. Eis P. S., Millar D.P. Conformational distributions of a four-way DNA junction revealed by time-resolved fluorescence resonance energy transfer // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 13 852−13 860.
  18. Wang Y., Mueller J.E., Kemper В., Seeman N.C. Assembly and characterization of five-arm and six-arm DNA branched junctions // Biochemistry. 1991. V. 30. P. 5667−5674.
  19. Wang X., Seeman N.C. Assembly and characterization of 8-arm and 12-arm DNA branched junctions // J. Am. Chem. Soc. 2007. Y. 129. P. 8169−8176.
  20. Fu T.-J., Seeman N.C. DNA double-crossover molecules // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 3211−3220.
  21. Li X., Yang X., Qi J., Seeman N.C. Antiparallel DNA double crossover molecules as components for nanoconstruction // J. Am. Chem. Soc. 1996. V. 118. P. 6131−6140.
  22. Seeman N.C. DNA nicks and nodes and nanotechnology // Nano Lett. 2001. V. l.P. 2226.
  23. Zhang X., Yan H., Shen Z., Seeman N.C. Paranemic cohesion of topologically-closed DNA molecules // J. Am. Chem. Soc. 2002. V. 124. P. 12 940−12 941.
  24. Shen Z., Yan H., Wang T., Seeman N.C. Paranemic crossover DNA: a generalized Holliday structure with applications in nanotechnology // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 1666−1674.
  25. Liu Y., Ke Y., Yan H. Self-assembly of symmetric finite-size DNA nanoarrays // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 17 140−17 141.
  26. Ke Y., Liu Y., Zhang J., Yan H. A study of DNA tube formation mechanisms using 4-, 8-, and 12-helix DNA nanostructures // J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128. P. 4414−4421.
  27. Wei B., Mi Y. A new triple crossover triangle (TXT) motif for DNA self-assembly // Biomacromolecules. 2005. V. 6. P. 2528−2532.
  28. Yan II., Park S.H., Finkelstein G., Reif J.H., LaBean T.H. DNA-templated self-assembly of protein arrays and highly conductive nanowires // Science. 2003. V. 301. P. 1882−1884.
  29. He Y., Tian Y., Chen Y., Deng Z., Ribbe A.E., Mao C. Sequence symmetry as a tool for designing DNA nanostructures // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2005. V. 44. P. 6694−6696.
  30. He Y., Ye T., Su M., Zhang C., Ribbe A.E., Jiang W., Mao C. Hierarchical self-assembly of DNA into symmetric supramolecular polyhedra // Nature. 2008. V. 452. P. 198−202.
  31. Zhang C., Su M., He Y., Zhao X., Fang P., Ribbe A.E., Jiang W., Mao C. Conformational flexibility facilitates self-assembly of complex DNA nanostructures // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2008. V. 105. P. 10 665−10 669.
  32. Kahn J.D., Crothers D.M. Protein-induced bending and DNA cyclization // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1992. V. 89. P. 6343−6347.
  33. Lyubchenko Y., Shlyakhtenko L., Chernov B., Harrington R.E. DNA bending induced by Cro protein binding as demonstrated by gel electrophoresis // Proc. Nati. Acad. Sei. USA. 1991. V. 88. P. 5331−5334.
  34. Muller B., Burdett I., West S.C. Unusual stability of recombination intermediates made by Escherichia coli RecA protein // EMBO J. 1992. V. 11. P. 2685−2693.
  35. Tian Y., He Y., Ribbe A.E., Mao C. Preparation of branched structures with long DNA duplex arms // Org. Biomol. Chem. 2006. V. 4. P. 3404−3405.
  36. Hansma H.G., Oroudjev E., Baudrey S., Jaeger L. TectoRNA and 'kissing-loop' RNA: atomic force microscopy of self-assembling RNA structures // J. Microsc. 2003. V. 212. P. 273−279.
  37. Nasalean L., Baudrey S., Leontis N.B., Jaeger L. Controlling RNA self-assembly to form filaments //Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 1381−1392.
  38. Horiya S., Li X., Kawai G., Saito R., Katoh A., Kobayashi K., Harada K. RNA LEGO: magnesium-dependent formation of specific RNA assemblies through kissing interactions // Chem. Biol. 2003. V. 10. P. 645−654.
  39. Aldaye F.A., Sleiman H.F. Sequential self-assembly of a DNA hexagon as a template for the organization of gold nanoparticles //Angew. Chem. Int. Ed. 2006. V. 45. 2204−2209.
  40. Shi J., Bergstrom D.E. Assembly of novel DNA cycles with rigid tetrahedral linkers // Angew. Chem. Int. Ed Engl. 1997. V. 36. P. 111−113.
  41. Scheffler M., Dorenbeck A., Jordan S., Wustefeld M., von Kiedrowski G. Self-assembly of trisoligonucleotidyls: the case for nano-acetylene and nano-cyclobutadiene // Angew. Chem. Int. Ed. 1999. V. 38. P. 3311−3315.
  42. Shchepinov M.S., Mir K.U., Elder J.K., Frank-Kamenetskii M.D., Southern E.M. Oligonucleotide dendrimers: stable nano-structures // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 3035−3041.
  43. Ivanov S.A., Volkov E.M., Oretskaya T.S., Muller S. Chemical synthesis of an artificially branched hairpin ribozyme variant with RNA cleavage activity // Tetrahedron. 2004. V. 60. P. 9273−9281.
  44. Dolinnaya N., Gryaznov S., Ahle D., Chang C.-A., Shabarova Z.A., Urdea M.S., Horn T. Construction of branched DNA (bDNA) molecules by chemical ligation // Bioorg. Med. Chem. Lett. 1994. V. 4. P. 1011−1018.
  45. Horn T., Chang C.-A., Urdea M.S. Chemical synthesis and characterization of branched oligodeoxyribonucleotides (bDNA) for use as signal amplifiers in nucleic acid quantification assays // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4842−4849.
  46. Braich R.S., Damha M.J. Regiospecific solid-phase synthesis of branched oligonucleotides. Effect oLvicinal2', 5'r (or 2', 3'-) and 3', 5'-phosphodiesterJinkagesorL the formation ofhairpin DNA // Bioconjugate Chem. 1997. V. 8. P. 370−377.
  47. Shchepinov M.S., Udalova I.A., Bridgman A.J., Southern E.M. Oligonucleotide dendrimers: synthesis and use as polylabelled DNA probes // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4447−4454.
  48. Zimmermann J., Cebulla M.P.J., Monninghoff S., von Kiedrowski G. Self-assembly of a DNA dodecahedron from 20 trisoligonucleotides with C3h linkers // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 3626−3630.
  49. Eckardt L.H., Naumann K., Pankau W.M., Rein M., Schweitzer M., Windhab N., von Kiedrowski G. Chemical copying of connectivity //Nature. 2002. V. 420. P. 286.
  50. Gothelf K.V., Thomsen A., Nielsen M., Clo E., Brown R.S. Modular DNA-programmed assembly of linear and branched conjugated nanostructures // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 1044−1046.
  51. Gothelf K.V., Brown R.S. A modular approach to DNA-programmed self-assembly of macromolecular nanostructures // Chem. Eur. J. 2005. V. 11. P. 1062−1069.
  52. Endo M., Majima T. Parallel, double-helix DNA nanostructures using interstrand cross-linked oligonucleotides with bismaleimide linkers // Angew. Chem. Int. Ed. 2003. V. 42. P. 5744−5747.
  53. Endo M., Majima T. Control of a double helix DNA assembly by use of cross-linked oligonucleotides //J. Am. Chem. Soc. 2003. V. 125. P. 13 654−13 655.
  54. Endo M., Majima T. Structural arrangement of DNA constrained by a cross-linker // Org. Biomol. Chem. 2005. V. 3. P. 3476−3478.
  55. Endo M., Seeman N.C., Majima T. DNA tube structures controlled by a four-way-branched DNA connector// Angew. Chem. Int. Ed. 2005. V. 44. P. 6074−6077.
  56. Endo M., Shiroyama T., Fujitsuka M., Majima T. Four-way-branched DNA-porphyrin conjugates for construction of four double-helix-DNA assembled structures // J. Org. Chem. 2005. V. 70. P. 7468−7472.
  57. Dervan P.B. Molecular recognition of DNA by small molecules // Bioorg. Med. Chem. 2001. V. 9. P. 2215−2235.
  58. Schmidt T.L., Nandi C.K., Rasched G., Parui P.P., Brutschy B., Famulok M., Heckel A. Polyamide struts for DNA architectures // Angew. Chem. Int. Ed. 2007. V. 46. P. 43 824 384.
  59. Rasched G., Ackermann D., Schmidt T.L., Broekmann P., Heckel A., Famulok M. DNA minicircles with gaps for versatile functionalization // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 967−970.
  60. Vargas-Baca I., Mitra D., Zulyniak HJ., Banerjee J., Sleiman H.F. Solid-phase synthesis of transition metal linked, branched oligonucleotides // Angew. Chem. Int. Ed. 2001. V. 40. P. 4629−4632.
  61. Mitra D., Cesare N.D., Sleiman H.F. Self-assembly of cyclic metal-DNA nanostructures using ruthenium tris (bipyridine)-branched oligonucleotides // Angew. Chem. Int. Ed. 2004. V. 43. P. 5804−5808.
  62. Choi J.S., Kang C.W., Jung K., Yang J.W., Kim Y.-G., Han H. Synthesis of DNA triangles with Vertexes of bis (terpyridine)iron (II) complexes // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 8606−8607.
  63. Stewart K.M., McLaughlin L.W. Four-arm oligonucleotide Ni (II)-cyclam-centered complexes as precursors for the generation of supramolecular periodic assemblies // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 2050−2057.
  64. Stewart K.M., Rojo J., McLaughlin L.W. Ru (II) tris (bipyridyl) complexes with six oligonucleotide arms as precursors for the generation of supramolecular assemblies // Angew. Chem. Int. Ed. 2004. V. 43. P. 5808−5811.
  65. Waybright S.M., Singleton C.P., Wachter K., Murphy C.J., Bunz U.H.F. Oligonucleotidedirected assembly of materials: defined oligomers^// J. Am. Chem. Soc. 2001. V. 123. P. — 1828−1833.
  66. Yang H., Sleiman H.F. Templated synthesis of highly stable, electroactive, and dynamic metal-DNA branched junctions // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 2443−2446.
  67. Bhattacharryya A., Lilley D.M.J. The contrasting structures of mismatched DNA sequences containing looped-out bases (bulges) and multiple mismatches (bubbles) // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6821−6840.
  68. Rice J.A., Crothers D.M. DNA bending by the bulge defect // Biochemistry. 1989. V. 28. P. 4512−4516.
  69. Joshua-Tor L., Frolow F., Appella E., Hope H., Rabinovich D., Sussman J.L. Three-dimensional structures of bulge-containing DNA fragments // J. Mol. Biol. 1992. V. 225. P. 397−431.
  70. Kahn J.D., Yun E., Crothers D.M. Detection of localized DNA flexibility // Nature. 1994. V. 368. P. 163−166.
  71. Rasched G., Ackermann D., Schmidt T.L., Broekmann P., Heckel A., Famulok M. DNA minicircles with gaps for versatile functionalization // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 967−970.
  72. Ulanovsky L., Bodner M., Trifonov E.N., Choder M. Curved DNA: design, synthesis, and circularization // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1986. V. 83. P. 862−866.
  73. Han W., Dlakic M., Zhu Y.J., Lindsay S.M., Harrington R.E. Strained DNA is kinked by low concentrations of Zn2+ // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1997. V. 94. P. 10 565−10 570.
  74. Hodges-Garcia Y., Hagerman P.J., Pettijohn D.E. DNA ring closure mediated by protein HU // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 14 621−14 632.
  75. A., Vaillant C., Jacob M., Unser M., Bednar J., Kahn J.D., Dubochet J., Stasiak A., Maddocks J.H. 3D reconstruction and comparison of shapes of DNA minicircles observed by cryo-electron microscopy // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. el25.
  76. Niemeyer C.M., Adler M.A., Gao S., Chi L. Supramolecular nanocircles consisting of streptavidin and DNA // Angew. Chem. Int. Ed. 2000. V. 39. P. 3055−3059.
  77. Lundberg E.P., El-Sagheer A.H., Kocalka P., Wilhelmsson L.M., Brown T., Norden B. A new fixation strategy for addressable nano-network building blocks // Chem. Commun. 2010. V. 46. P. 3714−3716.
  78. Yang X., Wenzler L.A., Qi J., Li X., Seeman N.C. Ligation of DNA triangles containing double crossover molecules // J. Am. Chem. Soc. 1998. V. 120. P. 9779−9786.
  79. Chelyapov N., Brun Y., Gopalkrishnan M., Reishus D., Shaw B., Adleman L. DNA triangles and self-assembled hexagonal tilings // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 13 924−13 925.
  80. Chen J.-H., Kallenbach N.R., Seeman N.C. A specific quadrilateral synthesized from DNA branched junctions // J. Am. Chem. Soc. 1989. V. 111. P. 6402−6407.
  81. Mao C., Sun W., Seeman N.C. Designed two-dimensional DNA Holliday junction arrays visualized by atomic force microscopy // J. Am. Chem. Soc. 1999. V. 121. P. 5437−5443.
  82. Brucale M., Zuccheri G., Rossi L., Bazzani A., Castellani G., Samori B. Characterization and modulation of the hierarchical self-assembly of nanostructured DNA tiles into supramolecular polymers // Org. Biomol. Chem. 2006. V. 4. P. 3427−3434.
  83. Park S.H., Finkelstein G., LaBean T.H. Stepwise self-assembly of DNA tile lattices using dsDNA bridges//J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 40−41.
  84. Aldaye F.A., Sleiman H.F. Dynamic DNA templates for discrete gold nanoparticle assemblies: control of geometry, modularity, write/erase and structural switching // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 4130−4131.
  85. Goodman R.P., Berry R.M., Turberfield AJ. The single-step synthesis of a DNA tetrahedron// Chem. Commun. 2004. V. 12. P. 1372−1373.
  86. Goodman R.P., Schaap I.A.T., Tardin C.F., Erben C.M., Berry R.M., Schmidt C.F., Turberfield A.J. Rapid chiral assembly of rigid DNA building blocks for molecular nanofabrication// Science. 2005. Y. 310. P. 1661−1665.
  87. Li Z., Wei' B., Nangreave J., Lin C., Liu Y., Mi Y., Yan H. A replicable tetrahedral nanostructure self-assembled from a single DNA strand // J. Am. Chem. Soc. 2009. V. 131. P. 13 093−13 098.
  88. Chen J., Seeman N.C. Synthesis from DNA of a molecule with the connectivity of a cube // Nature. 1991. V. 350. P. 631−633.
  89. Zhang C., Ko S.H., Su M., Leng Y., Ribbe A.E., Jiang W., Mao C. Symmetry controls the face geometry of DNA polyhedra// J. Am. Chem. Soc. 2009. V. 131. P. 1413−1415.
  90. Shih W.M., Quispe J.D., Joyce G.F. A 1.7-kilobase single-stranded DNA that folds into a nanoscale octahedron //Nature. 2004. V. 427. P. 618−621.
  91. He Y., Su M., Fang P., Zhang C., Ribbe A.E., Jiang W., Mao C. On the chirality of self-assembled DNA octahedral // Angew. Chem. Int. Ed. 2010. V. 49. P. 748−751.
  92. Erben C.M., Goodman R.P., Turberfield A.J. A self-assembled DNA bipyramid // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 6992−6993.
  93. Bhatia D., Mehtab S., Krishnan R., Indi S.S., Basu A., Krishnan Y. Icosahedral DNA nanocapsules by modular assembly // Angew. Chem. Int. Ed. 2009. V. 48. P. 4134^1137.
  94. Matsuura K., Yamashita T., Igami Y., Kimizuka N. Nucleo-nanocages: designed ternary oligodeoxyribonucleotides spontaneously form nanosized DNA cages // ChemComm. 2003. V. 3. P. 376−377.
  95. Aldaye F.A., Sleiman H.F. Modular access to structurally switchable 3D discrete DNA assemblies // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 13 376−13 377.
  96. Zhang Y., Seeman N.C. Construction of a DNA-truncated octahedron // J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 1661−1669.
  97. Winfree E., Liu F., Wenzler L.A., Seeman N.C. Design and self-assembly of two-dimensional DNA crystals //Nature. 1998. V. 394. P. 539−544.
  98. Yan H., LaBean T.H., Feng L., Reif J.H. Directed nucleation assembly of DNA tile complexes for barcode-patterned lattices // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2003. V. 100. P. 8103−8108.
  99. Rothemund P.W.K., Papadakis N., Winfree E. Algorithmic self-assembly of DNA sierpinski triangles // PLoS Biol. 2004. V. 2. P. e424.
  100. Liu H., He Y., Ribbe A.E., Mao C. Two-dimensional (2D) DNA crystals assembled from two DNA strands // Biomacromolecules. 2005. V. 6. P. 2943−2945.
  101. Fujibayashi K., Hariadi R., Park S.H., Winfree E., Murata S. Toward reliable algorithmic self-assembly of DNA tiles: a fixed-width cellular automaton pattern //Nano Lett. 2007. V. 8. P. 1791−1797.
  102. LaBean T.H., Yan H., Kopatsch J., Liu F., Winfree E., Reif J.H., Seeman N.C. Construction, analysis, ligation, and self-assembly of DNA triple crossover complexes // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. P. 1848−1860.
  103. He Y., Tian Y., Ribbe A.E., Mao C. Highly connected two-dimensional crystals of DNA six-point-stars//J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128. P. 15 978−15 979.
  104. Park S.H., Yin P., Liu Y., Reif J.H., LaBean T.H., Yan H. Programmable DNA self-assemblies for nanoscale organization of ligands and proteins // Nano Lett. 2005. V. 5. P. 729−733.
  105. He Y., Chen Y., Liu H., Ribbe A.E., Mao C. Self-assembly of hexagonal DNA two-dimensional (2D) arrays //J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 12 202−12 203.
  106. He Y., Mao C. Balancing flexibility and stress in DNA nanostructures // Chem. Commun. 2006. V. 9. P. 968−969.
  107. He Y., Ko S.H., Tian Y., Ribbe A.E., Mao C. Complexity emerges from lattice overlapping: implications for nanopatterning// Small. 2008. V. 4. P. 1329−1331.
  108. Liu D., Wang M., Deng Z., Walulu R., Mao C. Tensegrity: construction of rigid DNA triangles with flexible four-arm DNA junctions // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 2324−2325.
  109. Zhang C., He Y., Chen Y., Ribbe A.E., Mao C. Aligning one-dimensional DNA duplexes into two-dimensional crystals //J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 14 134−14 135.
  110. Liu H., Chen Y., He Y., Ribbe A.E., Mao C. Approaching the limit: can one DNA oligonucleotide assemble into large nanostructures? // Angew. Chem. Int. Ed. 2006. V. 45. P. 1942−1945.
  111. Stewart K.M., McLaughlin L.W. Four-arm oligonucleotide Ni (II)-cyclam-centered complexes as precursors for the generation of supramolecular periodic assemblies // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 2050−2057.
  112. Vails N., Uson I., Gouyette C., Subirana J.A. A cubic arrangement of DNA double helices based on nickel-guanine interactions // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 7812−7816.
  113. Paukstelis P.J. Three-dimensional DNA crystals as molecular sieves // J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128. P. 6794−6795.
  114. Zheng J., Birktoft J.J., Chen Y., Wang T., Sha R., Constantinou P.E., Gineil S.L., Mao C., Seeman N.C. From molecular to macroscopic via the rational design of a self-assembled 3D DNA crystal // Nature. 2009. V. 461. P. 74−77.
  115. Park S.-J., Lazarides A.A., Mirkin C.A., Letsinger R.L. Directed assembly of periodic materials from protein and oligonucleotide-modified nanoparticle building blocks // Angew. Chem. Int. Ed. 2001. V. 40. P. 2909−2912.
  116. Mitchell J.C., Harris J.R., Malo J., Bath J., Turberfield A.J. Self-assembly of chiral DNA nanotubes // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 16 342−16 343.
  117. Rothemund P.W.K., Ekani-Nkodo A., Papadakis N., Kumar A., Fygenson D.K., Winfree E. Design and characterization of programmable DNA nanotubes // J. Am. Chem. Soc. 2004. V. 126. P. 16 344−16 352.
  118. Mathieu F., Liao S., Kopatsch J., Wang T., Mao C., Seeman N.C. Six-helix bundles designed from DNA //Nano Lett. 2005. V. 5. P. 661−665.
  119. O’Neill P., Rothemund P.W.K., Kumar A., Fygenson D.K. Sturdier DNA nanotubes via ligation//Nano Lett. 2006. V. 6. P. 1379−1383.
  120. Liu D., Park S.H., Reif J.H., LaBean T.FI. DNA nanotubes self-assembled from triple-crossover tiles as templates for conductive nanowires // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. Y. 101. P. 717−722.
  121. Kuzuya A., Wang R., Sha R., Seeman N.C. Six-helix and eight-helix DNA nanotubes assembled from half-tubes //Nano Lett. 2007. V. 7. P. 1757−1763.
  122. Yin P., Hariadi R.F., Sahu S., Choi H.M.T., Park S.FI., LaBean T.H., Reif J.H. Programming DNA tube circumferences // Science. 2008. V. 321. P. 824−826.
  123. Rothemund P.W.K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns // Nature. 2006. V. 440. P. 297−302.
  124. Andersen E.S., Dong M., Nielsen M.M., Jahn K., Lind-Thomsen A., Mamdouh W., Gothelf K.V., Besenbacher F., Kjems J. DNA origami design of dolphin-shaped structures with flexible tails // ACS Nano. 2008. V. 2. P. 1213−1218.
  125. Douglas S.M., Dietz H., Liedl T., Hogberg B., Graf F., Shih W.M. Self-assembly of DNA into nanoscale three-dimensional shapes //Nature. 2009. V. 459. P. 414−418.
  126. Ke Y., Douglas S.M., Liu M., Sharma J., Cheng A., Leung A., Liu Y., Shih W.M., Yan H. Multilayer DNA origami packed on a square lattice // J. Am. Chem. Soc. 2009. V. 131. P. 15 903−15 908.
  127. Douglas S.M., Chou J.J., Shih W.M. DNA-nanotube-induced alignment of membrane proteins for NMR structure determination // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 6644−6648.
  128. Hogberg B., Liedl T., Shih W.M. Folding DNA origami from a double-stranded source of scaffold//J. Am. Chem. Soc. 2009. V. 131. P. 9154−9155.
  129. McConaughy B.L., Laird C.D., McCarthy B.J. Nucleic acid reassociation in formamide // Biochemistry. 1969. V. 8. P. 3289−3295.
  130. Jungmann R., Liedl T., Sobey T.L., Shih W., Simmel F.C. Isothermal assembly of DNA origami structures using denaturing agents // J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 1 006 210 063.
  131. Ke Y., Sharma J., Liu M., Jahn K., Liu Y., Yan H. Scaffolded DNA origami of a DNA tetrahedron molecular container // Nano Lett. 2009. V. 9. P. 2445−2447.
  132. Kuzuya A., Komiyama M. Design and construction of a box-shaped 3D-DNA origami // Chem. Commun. 2009. V. 28. P. 4182−4184.
  133. Keren K., Krueger M., Gilad R., Ben-Yoseph G., Sivan U., Braun E. Sequence-specific molecular lithography on single DNA molecules // Science. 2002. V. 297. P. 72−75.
  134. Tanaka K., Tengeiji A., Kato T., Toyama N., Shionoya M. A discrete self-assembled metal array in artificial DNA // Science. 2003. V. 299. P. 1212−1213.
  135. Tanaka K., Clever G.H., Takezawa Y., Yamado Y., Kaul C., Shionoya M., Carell T. Programmable self-assembly of metal ions inside artificial DNA duplexes // Nature. 2006. V. l.P. 190−194.
  136. Clever G.H., Carell T. Controlled stacking of 10 transition-metal ions inside a DNA duplex // Angew. Chem. Int. Ed. 2007. V. 46. P. 250−253.
  137. Braun E., Eichen Y., Sivan U., Ben-Yoseph G. DNA-templated assembly and electrode attachment of a conducting silver wire //Nature. 1998. V. 391. P. 775−778.
  138. Fischler M., Simon U., Nir H., Eichen Y., Burley G.A., Gierlich J., Gramlich P.M.E., Carell T. Formation of bimetallic Ag-Au nanowires by metallization of artificial DNA duplexes // Small. 2007. V. 3. P. 1049−1055.
  139. Burley G.A., Gierlich J., Mofid M.R., Nir H" Tal S., Eichen Y., Carell T. Directed DNA metallization//J. Am. Chem. Soc. 2006. V. 128. P. 1398−1399.
  140. Becerril H.A., Stoltenberg R.M., Wheeler D.R., Davis R.C., Harb J.N., Woolley A.T. DNA-templated three-branched nanostructures for nanoelectronic devices // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 2828−2829.
  141. Nishinaka T., Takano A., Doi Y., Hashimoto M., Nakamura A., Matsushita Y., Kumaki J., Yashima E. Conductive metal nanowires templated by the nucleoprotein filaments, complex of DNA and RecA protein // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 8120−8125.
  142. Mirkin C.A., Letsinger R.L., Mucic R.C., Storhoff J.J. A DNA-based method for rationally assembling nanoparticles into macroscopic material //Nature. 1996. V. 382. P. 607−609.
  143. Alivisator A.P., Johnsson K.P., Peng X., Wilson T.E., Loweth C.J., Bruchez M.P., Schultz P.G. Organization of nanocrystal molecules using DNA // Nature. 1996. V. 382. P. 609 611.
  144. Taton T.A., Mucic R.C., Mirkin C.A., Letsinger R.L. The DNA-mediated formation of supramolecular mono- and multilayered nanoparticle structures // J. Am. Chem. Soc. 2000. V. 122. P. 6305−6306.
  145. Sharma J., Chhabra R., Liu Y., Ke Y., Yan H. DNA-templated self-assembly of two-dimensional and periodical gold nanoparticle arrays // Angew. Chem. Int. Ed. 2006. V. 45. P. 730−735.
  146. Zheng J., Constantinou P.E., Micheel C., Alivisatos A.P., Kiehl R.A., Seeman N.C. Two-dimensional nanoparticle arrays show the organizational power of robust DNA motifs // Nano Lett. 2006. V. 6. P. 1502−1504.
  147. Pinto Y.Y., Le J.D., Seeman N.C., Musier-Forsyth K., Taton T.A., Kiehl R.A. Sequence-encoded self-assembly of multiple-nanocomponent arrays by 2D DNA scaffolding // Nano Lett. 2005. V. 5. P. 2399−2402A
  148. Sharma J., Chhabra R., Cheng A., Brownell J., Liu Y., Yan H. Control of self-assembly of DNA tubules through integration of gold nanoparticles // Science. 2009. V. 323. P. 112 116.
  149. Sharma J., Ke Y., Lin C., Chhabra R., Wang Q., Nangreave J., Liu Y., Yan H. DNA-tile-directed self-assembly of quantum dots into two-dimensional nanopatterns // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 5157−5159.
  150. Cheglakov Z., Weizmann Y., Braunschweig A.B., Wilner O.I., Willner I. Increasing the complexity of periodic protein nanostructures by the rolling-circle-amplilied synthesis of aptamers // Angew. Chem. Int. Ed. 2008. V. 47. P. 126−130.
  151. Liu Y., Lin C., Li H., Yan H. Aptamer-directed self-assembly of protein arrays on a DNA nanostructure //Angew. Chem. Int. Ed. 2005. V. 44. P. 4333^1338.
  152. Chhabra R., Sharma J., Ke Y., Liu Y., Rinker S., Lindsay S., Yan H. Spatially addressable multiprotein nanoarrays templated by aptamer-tagged DNA nanoarchitectures // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 10 304−10 305.
  153. Rinker S., Ke Y., Liu Y., Chhabra R., Yan H. Self-assembled DNA nanostructures for distance dependent multivalent ligand-protein binding // Nat Nanotechnol. 2008. V. 3. P. 418122.
  154. Williams B.A.R., Lund K., Liu Y., Yan H., Chaput J.C. Self-assembled peptide nanoarrays: an approach to studying protein-protein interactions // Angew. Chem. Int. Ed. 2007. V. 46. P. 3051−3054.
  155. Malo J., Mitchell J.C., Venien-Bryan C., Harris J.R., Wille H., Sherratt D.J., Turberfield A.J. Engineering a 2D protein-DNA crystal // Angew. Chem. Int. Ed. 2005. V. 44. P. 3057−3061.
  156. Ke Y., Lindsay S., Chang Y., Liu Y., Yan H. Self-assembled water-soluble nucleic acid probe tiles for label-free RNA hybridization assays // Science. 2008. V. 319. P. 180−183.
  157. Lin C., Liu Y., Yan H. Self-assembled combinatorial encoding nanoarrays for multiplexed biosensing //Nano Lett. 2007. V. 7. P. 507−512.
  158. Niemeyer C.M., Koehler J., Wuerdemann C. DNA-directed assembly of bienzymic complexes from in vivo biotinylated NAD (P)H:FMN oxidoreductase and luciferase // ChemBioChem. 2002. V. 3. P. 242−245.
  159. Erben C.M., Goodman R.P., Turberfield A.J. Single-molecule protein encapsulation in a rigid DNA cage // Angew. Chem. Int. Ed. 2006. V. 45. P. 7414−7417.
  160. Feng L., Park S.H., Reif J.H., Yan H. A two-state DNA lattice switched by DNA nanoactuator//Angew. Chem. Int. Ed. 2003. V. 42. P. 4342^1346.
  161. Goodman R.P., Heilemann M., Doose R., Erben C.M., Kapanidis N., Turberfield A.J. Reconfigurable, braced, threedimensional DNA nanostructures // Nature. 2008. V. 3. P. 93−96.
  162. Deng Z., Mao C. Molecular lithography with DNA nanostructures // Angew. Chem. Int. Ed. 2004. V. 43. P. 4068−4070.
  163. Newton C.R., Graham A., Heptinstall L.E., Powell S.J., Summers C., Kalsheker N., Smith J. C., Markham A.F. Analysis of any point mutation in DNA. The amplification refractory mutation system (ARMS) //Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 2503−2516.
  164. Huang M.M., Arnheim N., Goodman M.F. Extension of base mispairs by Taq DNA polymerase: implications for single nucleotide discrimination in PCR // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 4567−4573.
  165. Wu D.Y., Wallace R.B. The ligation amplification reaction (LAR)—amplification of specific DNA sequences using sequential rounds of template-dependent ligation // Genomics. 1989. V. 4. P. 560−569.
  166. Barany F. Genetic disease detection and DNA amplification using cloned thermostable ligase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 189−193.
  167. Kwok S., Kellogg D.E., McKinney N., Spasic D., Godal L., Levenson C., Sninsky J.J. Effects of primer-template mismatches on the polymerase chain reaction: human immunodeficiency virus type 1 model studies // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 9 991 005.
  168. Ayyadevara S., Thaden A.A., Shmookler Reis R.J.S. Discrimination of primer 3'-nucleotide mismatch by Taq DNA polymerase during polymerase chain reaction // Anal. Biochem. 2000. V. 284. P. 11−18.
  169. Thweatt R., Goldstein S., Shmookler Reis R.J. A universal primer mixture for sequence determination at the 3' ends ofcDNAs//Anal. Biochem. 1990. V. 190. P. 314−316.
  170. Suss B., Flekna G., Wagner M., Hein I. Studying the effect of single mismatches in primer and probe binding regions on amplification curves and quantification in real-time PCR // J. Microbiol. Methods. 2009. V. 76. P. 316−319.
  171. Liang P., Pardee B.A. Differential display of eukaryotic messenger RNA by means of the polymerase chain reaction // Science. 1992. V. 257. P. 967−971.
  172. Christopherson C., Sninsky J., Kwok S. The effects of internal primer-template mismatches on RT-PCR: HIV-1 model studies // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 654−658.
  173. Bra D., Martin-Laurent F., Philippot L. Quantification of the detrimental effect of a single primer-template mismatch by real-time PCR using the 16S rRNA gene as an example // Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. P. 1660−1663.
  174. Petruska J., Goodman M.F., Boosalis M.S., Sowers L.C., Cheong C., Tinoco I. Comparison between DNA melting thermodynamics and DNA polymerase fidelity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. V. 85. P. 6252−6256.
  175. Mendelman L.V., Petruska J., Goodman M.F. Base mispair extension kinetics. Comparison of DNA polymerase alpha and reverse transcriptase // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 2338−2346.
  176. Day J.P., Bergstrom D., Hammer R.P., Barany F. Nucleotide analogs facilitate base conversion with 3' mismatch primers // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 18 101−818.
  177. Tong J., Cao W., Barany F. Biochemical properties of a high fidelity DNA ligase from Thermus species AK16D //Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 788−794.
  178. Pritchard C.E., Southern E.M. Effects of base mismatches on joining of short oligodeoxynucleotides by DNA ligases //Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3403−3407.
  179. Housby J.N., Southern E.M. Fidelity of DNA ligation: a novel experimental approach based on the polymerisation of libraries of oligonucleotides // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 4259−4266.
  180. James K.D., Boles A.R., Henckel D., Ellington A.D. The fidelity of template-directed oligonucleotide ligation and its relevance to DNA computation //Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 5203−5211.
  181. Harada K., Orgel L. Unexpected substrate specificity of T4 DNA ligase revealed by in vitro selection //Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 2287−2291.
  182. Sriskanda V., Shuman S. Specificity and fidelity of strand joining by Chlorella virus DNA ligase //Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 3536−3541.
  183. Luo J., Bergstrom D.E., Barany F. Improving the fidelity of Thermus thermophilus DNA ligase //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 3071−3078.
  184. Nakatani M., Ezaki S., Atomi H., Imanaka T. Substrate recognition and fidelity of strand joining by an archaeal DNA ligase // Eur. J. Biochem. 2002. V. 269. P. 650−656.
  185. Wu D.Y., Wallace R.B. Specificity of the nick-closing activity of bacteriophage T4 DNA ligase // Gene. 1989. V. 76. P. 245−254.
  186. Bhagwat A.S., Sanderson R.J., Lindahl T.S. Delayed DNA joining at 3' mismatches by human DNA ligases //Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 4028^1033.
  187. Shuman S. Vaccinia virus DNA ligase: specificity, fidelity, and inhibition // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 16 138−16 147.
  188. Lamarche B.J., Showalter A.K., Tsai M.D. An error-prone viral DNA ligase // Biochemistry. 2005. V. 44. P. 8408−8417.
  189. Alexander R.C., Johnson A.K., Thorpe J.A., Gevedon Т., Testa S.M. Canonical nucleosides can be utilized by T4 DNA ligase as universal template bases at ligation junctions //Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 3208−3216.
  190. Aoi Y., Yoshinobu Т., Tanizawa K., Kinoshita K., Iwasaki II. Ligation errors in DNA computing//BioSystems. 1999. V. 52. P. 181−187.
  191. Broude N. E, Sano Т., Smith C.L., Cantor C.R. Enhanced DNA sequencing by hybridization //Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 3072−3076.
  192. Dubiley S., Kirillov E., Lysov Yu., Mirzabekov A. Fractionation, phosphorylation and ligation on oligonucleotide microchips to enhance sequencing by hybridization. // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 2259−2265.
  193. Cha R.S., Zarbl Н., Keohavong P., Thilly W.G. Mismatch amplification mutation assay (MAMA): application to the c-H-ras gene // PCR Methods Appl. 1992. V. 2. P. 14−20.
  194. Rust S., Funke H., Assmann G. Mutagenically separated PCR (MS-PCR): a highly specific one step procedure for easy mutation detection //Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 36 233 629.
  195. Nielsen P.E. Peptide nucleic acid: a versatile tool in genetic diagnostics and molecular biology // Curr. Opin. Biotechnol. 2001. V. 12. P. 16−20.
  196. Orum H., Jakobsen M.H., Koch Т., Vuust J., Borre M.B. Detection of the factor Y Leiden mutation by direct allele-specific hybridization of PCR amplicons to photoimmobilized locked nucleic acids // Clin. Chem. 1999. V. 45. P. 1898−1905.
  197. Nguyen H.K., Fournier O., Asseline U., Dupret D., Thuong N.T. Smoothing of the thermal stability of DNA duplexes by using modified nucleosides and chaotropic agents // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 1492−1498.
  198. Hacia J.G., Woski S.A., Fidanza J., Edgemon K., Hunt N., McGall G., Fodor S.P.A., Collins F.S. Enhanced high density oligonucleotide array-based sequence analysis using modified nucleoside triphosphates // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 4975^1982.
  199. Guo Z., Liu Q., Smith L. M Enhanced discrimination of single nucleotide polymorphisms by artificial mismatch hybridization // Nat. Biotechnol. 1997. V. 15. P. 331−335.
  200. Zirvi M., Bergstrom D.E., Saurage A.S., Hammer R.P., Barany F. Improved fidelity of thermostable ligases for detection of microsatellite repeat sequences using nucleoside analogs //Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. e41.
  201. Latorra D., Campbell K., Wolter A., Hurley J.M. Enhanced allele-specific PCR discrimination in SNP genotyping using 3' locked nucleic acid (LNA) primers // Hum. Mutat. 2003. Y. 22. P. 79−85.
  202. Giusto D.A.D., King G.C. Strong positional preference in the interaction of LNA oligonucleotides with DNA polymerase and proofreading exonuclease activities: implications for genotyping assays // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. e32.
  203. Kennedy В., Arar K., Reja V., Henry R.J. Locked nucleic acids for optimizing displacement probes for quantitative real-time PCR // Anal. Biochem. 2006. V. 348. P. 294−299.
  204. Ballantyne K.N., van Oorschot R.A.H., Mitchell R.J. Locked nucleic acids in PCR primers increase sensitivity and performance // Genomics. 2008. V. 91. P. 301−305.
  205. Strand H., Ingebretsen O.C., Nilssen O. Real-time detection and quantification of mitochondrial mutations with oligonucleotide primers containing locked nucleic acid // Clin. Chim. Acta. 2008. V. 390. P. 126−133.
  206. Koizumi M., Morita K., Takagi M., Yasumo H., Kasuya A. Improvement of single nucleotide polymorphism genotyping by allele-specific PCR using primers modified with an ENA residue // Anal. Biochem. 2005. V. 340. P. 287−294.
  207. Petersen M., Nielsen C.B., Nielsen K.E., Jensen G.A., Bondensgaard K., Singh S.K., Rajwanshi V.K., Koshkin A.A., Dahl B.M., Wengel J., Jacobsen J.P. The conformations of locked nucleic acids (LNA) // J. Mol. Recognit. 2000. V. 13. P. 44−53.
  208. Summerer D., Marx A. Differential minor groove interactions between DNA polymerase and sugar backbone of primer and template strands // J. Am. Chem. Soc. 2002. V. 124. P. 910−911.
  209. Strerath M., Gaster J., Marx A. Recognition of remote mismatches by DNA polymerases // Chembiochem. 2004. V. 5. P. 1585−1588.
  210. Strerath M., Gaster J., Summerer D., Marx A. Increased single-nucleotide discrimination of PCR by primer probes bearing hydrophobic 4'C modifications // Chembiochem. 2004. V. 5. P. 333−339.
  211. Kranaster R., Marx A. Increased single-nucleotide discrimination in allele-specific polymerase chain reactions through primer probes bearing nucleobase and 2'-deoxyribose modifications // Chemistry. 2007. V. 13. P. 6115−6122.
  212. Subramanya H.S., Doherty A.J., AshfordS.R., Wigley D.B. Crystal structure of an ATP-dependent DNA ligase from bacteriophage T7 // Cell. 1996. V. 85. P. 607−615.
  213. Summerer D., Rudinger N.Z., Detmer I., Marx A. Enhanced fidelity in mismatch extension by DNA polymerase through directed combinatorial enzyme design // Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2005. V. 44. P. 4712−4715.
  214. Zhang J., Li K. Single-base discrimination mediated by proofreading 3' phosphorothioate-modified primers // Mol. Biotechnol. 2003. V. 25. P. 223−227.
  215. Hu Y.J., Li Z.F., Diamond A.M. Enhanced discrimination of single nucleotide polymorphism in genotyping by phosphorothioate proofreading allele-specific amplification // Anal. Biochem. 2007. V. 369. P. 54−59.
  216. E.G. 1975. In: Handbook of Biochemistry and Molecular Biology: Nucleic Acids. Ed. Fasman G.D. Clevland: CRC Press. V. 1. P. 589.
  217. Berkner K.L., Folk W.R. Polynucleotide kinase exchange reaction: quantitave assay for restriction endonuclease-generated 5'-phosphoroyl termini in DNA // J. Biol. Chem. 1977. V. 252. P. 3176−3184.
  218. Kuzmic P. Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: application to HIV proteinase // Anal. Biochem. 1996. V. 237. P. 260−273.
  219. C.X., Белавин П.А, Шишкина И. Г., Зарытова В. Ф., Гаврюченкова Л. П., Морозов С. Н. Иммобилизованные олигонуклеотиды как афинные сорбенты для эндонуклеаз рестрикции // Биоорган. Химия. 1989. Т. 15. С. 358−362.
  220. Lumpkin O.J., Zimm В.Н. Theory of gel electrophoresis of DNA // Biopolymers. 1982. V. 21. P. 2315−2316.
  221. Lane D., Prentki P., Chandler M. Use of gel retardation to analyze protein-nucleic acid interactions // Microbiol. Rev. 1992. V. 56. P. 509−528.
  222. Thompson J.F., Landy A. Empirical estimation of protein-induced DNA bending angles: applications to lambda site-specific recombination complexes // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P.9687−9705.
  223. Lilley D.M.J. Kinking of DNA and RNA by base bulges // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.1995. V. 92. P. 7140−7142.
  224. Dornberger U., Hillisch A., Gollmick F.A., Fritzsche H., Diekmann S. Solution structure of a five-adenine bulge loop within a DNA duplex // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 1 286 012 868.
  225. Luebke K.J., Tinoco I. Sequence effects on RNA bulge-induced helix bending and a conserved five-nucleotide bulge from the group I introns // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 11 677−11 684.
  226. Rosen M.A., Live D., Patel D.J. Comparative NMR study of A (n)-bulge loops in DNA duplexes: intrahelical stacking of A, A-A, and A-A-A bulge loops // Biochemistry. 1992. V. 31. P. 4004−4014.
  227. Roll C., Ketterle С., Faibis V., Fazakerley G.V., Boulard Y. Conformations of nicked and gapped DNA structures by NMR and molecular dynamic simulations in water // Biochemistry. 1998. V. 37. P. 4059^1070.
  228. Shabarova Z.A., Dolinnaya N.G., Turkin S.I., Gromova E.S. DNA-like duplexes with repetitions. I. Properties of concatemer duplexes formed by d (T-G-C-A-C-A-T-G) // Nucleic Acids Res. 1980. V. 8. P. 2413−2429.
  229. Н.Г., Шабарова З. А. Химическое лигирование как метод сборки двутяжевых нуклеиновых кислот, модификация и исследование локальной структуры // Изв. Акад. Наук. Сер. Химическая. 1996. № 8. С. 1889−1911.
  230. Н.С., Ломзов A.A., Пышный Д. В. Термодинамическое описание самоассоциации олигонуклеотидов в конкатамерные структуры ДНК // Биофизика. 2009. Т. 54. С. 402−417.
  231. Hansma H.G., Revenko I., Kim К., Laney D.E. Atomic force microscopy of long and short double-stranded, single-stranded and triple-stranded nucleic acids // Nucleic Acids Res.1996. V. 24. P. 713−720.
  232. Kasumov A., Klinov D., Roche P.-E., Gueron S. Bouchiat H. Thickness and low-temperature conductivity of DNA molecules // Appl. Phys. Lett. 2004. Y. 84. P. 10 071 009.
  233. Rivetti C., Guthold M., Bustamante C. Scanning force microscopy of DNA deposited onto mica: equilibration versus kinetic trapping studied by statistical polymer chain analysis // J. Mol. Biol. 1996. V. 264. P. 919−932.
  234. Hansma H. G., Laney D. E. DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy // Biophys. J. 1996. V. 70. P. 1933−1939.
  235. Pastre D., Pietrement O., Fusil S., Landousy F., Jeusset J., David M.-O., Hamon L., Le Cam E., Zozime A. Adsorption of DNA to mica mediated by divalent counterions: a theoretical and experimental study // Biophys. J. 2003. V. 85. P. 2507−2518.
  236. Adamcik J., Klinov D.V., Witz G., Sekatskii S.K., Dietler G. Observation of single-stranded DNA on mica and highly oriented pyrolytic graphite by atomic force microscopy //FEBS Lett. 2006. V. 580. P. 5671−5675.
  237. С.Д., Гуревич К. Г. Биокинетика. Практический курс. Москва: Фаир Пресс. 1999.
  238. Zhao X., Muller J.G., Halasyam М., David S.S., Burrows C.J. In vitro ligation of oligodeoxynucleotides containing C8-oxidized purine lesions using bacteriophage T4 DNA ligase // Biochemistry. 2007. V. 46. P. 3734−3744.
  239. Doherty A.J., Suh S.W. Structural and mechanistic conservation in DNA ligases // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 4051^1058.
  240. Pascal J.M., O’Brien P.J., Tomkinson A.E., Ellenberger T. Human DNA ligase I completely encircles and partially unwinds nicked DNA // Nature. 2004. V. 432. P. 473 478.
  241. Cherepanov A.V., de Yries S. Binding of nucleotides by T4 DNA ligase and T4 RNA ligase: Optical absorbance and fluorescence studies // Biophys. J. 2001. V. 81. P. 35 453 559.• • 94
  242. Cherepanov A.V., de Vries S. Kinetic mechanism of the Mg -dependent nucleotidyltransfer catalyzed by T4 DNA and RNA ligases // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 16 951 704.
  243. Cherepanov A.V., Yildirim E., de Vries S. Joining of short DNA oligonucleotides with base pair mismatches by T4 DNA ligase // J. Biochem. 2001. V. 129. P. 61−68.
  244. Nair P.A., Nandakumar J., Smith P., Odell M., Lima C.D., Shuman S. Structural basis for nick recognition by a minimal pluripotent DNA ligase // Nat. Struct. Mol. Biol. 2007. V. 14. P. 770−778.
  245. Proudnikov D., Mirzabekov A. Chemical methods of DNA and RNA fluorescent labeling // Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 4535^1542.
  246. Meijler M.M., Zelenko O., Sigman D.S. Chemical mechanism of DNA scission by (1,10-phenanthroline)copper. Carbonyl oxygen of 5-methylenefuranone is derived from water // J. Am. Chem. Soc. 1997. V. 119. P. 1135−1136.
  247. Sigman D.S. Chemical nucleases // Biochemistry. 1990. V. 29. P. 9097−9105.
  248. Zhang Y., Price B.D., Tetradis S., Chakrabarti S., Maulik G., Makrigiorgos G.M. Reproducible and inexpensive probe preparation for oligonucleotide arrays // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. e66.
  249. Muller K.M., Stebel S.C., Knall S., Zipf G., Bernauer H.S., Arndt K.M. Nucleotide exchange and excision technology (NExT) DNA shuffling: a robust method for DNA fragmentation and directed evolution //Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. el 17.
  250. Cho R.J., Fromont-Racine M., Wodicka L., Feierbach В., Stearns Т., Legrain P., Lockhart D.J., Davis R.W. Parallel analysis of genetic selections using whole genome oligonucleotide arrays// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 95. P. 3752−3757.
  251. Timofeev E., Mirzabekov A. Binding specificity and stability of duplexes formed by modified oligonucleotides with a 4096-hexanucleotide microarray // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 2626−2634.
  252. Bukh J., Purcell R.H., Miller R.H. Sequence analysis of the 5' noncoding region of hepatitis С virus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 4942946.
  253. E.H., Артемов E.K., Говорун B.M., Иванова JI.M., Иваников И. О. Генотипирование РНК вируса гепатита С аллельспецифичной амплификацией // Кремлевская медицина. Клинический вестник. 2002. Т. 1. С. 38—41.
  254. А.Е., Носкова О. М., Шипулин Г. А. Разработка набора реагентов «Амплисенс HCV-генотип» для определения субтипов la, lb, 2а, За вируса гепатита С // Вопросы вирусологии. 2003. Т. 3. С. 45−48.
  255. Mathews D.H., Sabina J., Zuker M., Turner D.H. Expanded sequence dependence of thermodynamic parameters improves prediction of RNA secondary structure // J. Mol. Biol. 1999. V. 288. P. 911−940.
  256. Mathews D.H., Burkard M.E., Freier S.M., Wyatt J.R., Turner D.H. Predicting oligonucleotide affinity to nucleic acid targets // RNA. 1999. V. 5. P. 1458−1469. //
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!