Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Влияние малых белков теплового шока на тепловую агрегацию F-актина

Диссертация: Влияние малых белков теплового шока на тепловую агрегацию F-актина
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Молекула G-актина скелетных и сердечных мышц имеет молекулярную массу 42 кДа, размер 5,5×5,5×3,5 нм и кислую изоэлектрическую точку (5,4—5,5). G-актин состоит из одной поли пептид ной цепи, включающей 375 аминокислотных остатков, причем N-концевая аминокислота (Asp или Glu) ацетилирована. Трехмерная структура мономера актина с разрешением 2,8 А впервые была получена в 1990 г. из данных… Читать ещё >

Влияние малых белков теплового шока на тепловую агрегацию F-актина (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Актин
    • 1. 1. Строение G-актина
    • 1. 2. Полимеризация актина
    • 1. 3. F-aKTHH
    • 1. 4. Тепловая денатурация и агрегация актина
  • 2. Малые белки теплового шока
    • 2. 1. Строение мономеров малых белков теплового шока
    • 2. 2. Сборка и структура олигомеров малых белков теплового шока
    • 2. 3. Фосфорилирование малых белков теплового шока
    • 2. 4. Шаперонная активность sHSP
  • 3. Взаимодействие малых белков теплового шока с актином
  • ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • 1. Препаративные методы
    • 1. 1. Выделение актина
      • 1. 1. 1. Получение ацетонового порошка для выделения актина из скелетных мышц кролика
      • 1. 1. 2. Выделение актина из ацетонового порошка
    • 1. 2. Определение концентрации белков
    • 1. 3. Полимеризация актина
  • 2. Используемые методы исследования
    • 2. 1. Исследования термодинамических характеристик тепловой денатурации белков методом дифференциальной сканирующей калориметрии (ДСК)
    • 2. 2. Исследование агрегации F-актина методом светорассеяния
    • 2. 3. Исследование белков и их комплексов методом скоростной седиментации
    • 2. 4. Динамическое лазерное светорассеяение (ДЛС)
    • 2. 5. Определение вязкости растворов
    • 2. 6. Аналитическое соосаждение
    • 2. 7. Электрофорез в полиакриламидном геле в присутствии SDS
    • 2. 8. Гель-фильтрация 41. 2.9. Метод флуоресцентной спектроскопии
    • 2. 10. Электронная микроскопия
  • РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
  • 1. Исследование процессов тепловой денатурации F-актина и малых белков теплового шока
    • 1. 1. Денатурация F-актина в условиях теплового шока (при 43°С)
    • 1. 2. Калориметрические исследования малых белков теплового шока
    • 1. 3. Исследование влияния малых белков теплового шока на денатурацию F-актина методом ДСК
  • 2. Влияние малых! белков теплового шока на агрегацию F-актина, вызываемую нагреванием
    • 2. 1. Исследование шаперонных свойств sHSP методом светорассеяния
    • 2. 2. Исследование влияния малых белков теплового шока на агрегацию F-актина с использованием флуоресцентных меток
    • 2. 3. Исследование взаимодействия sHSP с F-актином при разных температурах методом соосаждения
  • 3. Изучение характеристик растворимых комплексов, образуемых малыми белками теплового шока с денатурированным актином
    • 3. 1. Исследование комплексов, образуемых Hsp27−3D с денатурированным актином, методом динамического светорассеяния
    • 3. 2. Исследование растворимых комплексов, образуемых Hsp27−3D с денатурированным актином, методом аналитического ультрацентрифугирования
    • 3. 3. Определение стехиометрии комплексов, образуемых Hsp27−3D с денатурированным актином, с использованием метода гель-фильтрации
  • 4. Сравнение свойств комплексов, образуемых денатурированным актином с Hsp27−3D и с Hsp27-wt
    • 4. 1. Сравнение с использованием метода ДЛС
    • 4. 2. Сравнение с использованием метода аналитического ультрацентрифугирования
    • 4. 3. Электронные микрофотографии комплексов Hsp27−3D и Hsp27-wt с денатурированным актином

Актин — один из наиболее распространенных белков в природе. Образуемые им филаменты (F-актин) являются одним из основных компонентов цитоскелета эукариотических клеток, где содержание актина очень высоко (может достигать —2,5 мг/мл), а их взаимодействие с головками молекул миозина, сопряженное с гидролизом АТФ, лежит в основе мышечного сокращения. Различные неблагоприятные условия (такие, как тепловой шок) могут приводить к денатурации актина и его последующей агрегации. Накопление агрегированного белка представляет собой серьезную угрозу для жизнедеятельности клетки и это особенно опасно в случае белков, представленных в большом количестве, — таких как актин. Для предотвращения формирования нерастворимых белковых агрегатов в клетке существуют различные механизмы, одним из которых является экспрессия малых белков теплового шока (sHSP). sHSP — большая и гетерогенная группа белков с молекулярными массами от 12 до 43 кДа, характерной особенностью которых является наличие консервативного участка (так называемого а-кристаллинового домена) в С-концевой части. Многие из малых белков теплового шока образуют большие олигомерные комплексы, которые могут различаться по структуре и количеству мономеров. Было показано, что in vitro многие sHSP могут функционировать как молекулярные шапероны и предотвращать агрегацию частично или полностью денатурированных белков, причем эта их способность зависит от четвертичной структуры sHSP. В клетках многие sHSP подвергаются фосфорилированию под действием различных протеинкиназ, что сопровождается изменением их олигомерного состояния и шаперонной активности.

К настоящему времени в литературе накоплен огромный материал о защитном действии sHSP на агрегацию различных белков-мишеней в процессе их денатурации. При этом, однако, конкретный молекулярный механизм такого шаперонного действия sHSP оставался зачастую совершенно неясным. Так, например, не было однозначного ответа на один из ключевых вопросов, связанных с молекулярным механизмом действия sHSP: влияют ли они на денатурацию белка-мишени, приводящую к его агрегации, или же лишь препятствуют агрегации частично или полностью денатурированного белка. Многие авторы, наблюдая in vitro лишь подавление агрегации различных белков-мишеней малыми белками теплового шока, делали вывод о том, что sHSP препятствуют денатурации исследуемого белка, не имея на то достаточных оснований.

В ответ на различные неблагоприятные воздействия, такие как тепловой шок, экспрессия некоторых sHSP (аВ-кристаллин, Hsp27) значительно увеличивается, и их наибольшее количество обнаруживается именно в мышечных тканях, где содержание актина также очень велико. Можно предположить, что одна из функций таких sHSP заключается во взаимодействии с актином. В ряде исследований были сделаны попытки проанализировать взаимодействие некоторых sHSP (аВ-кристаллин, Hsp27, Hsp20) с нативными актиновыми филаментами. Результаты этих исследований, однако, весьма противоречивы и не подтверждают того, что sHSP могут связываться с нативным F-актином. Было показано, что в ответ на стресс sHSP могут перемещаться из цитозоля и локализоваться в области цитоскелета, причем такое перемещение может приводить к стабилизации актиновых филаментов. Исходя из этих данных, более вероятным кажется предположение, что sHSP взаимодействуют с актином только при неблагоприятных условиях, таких как тепловой шок, но конкретный молекулярный механизм этого взаимодействия оставался до недавнего времени совершенно неясным. В частности, оставалось неясным, способны ли sHSP взаимодействовать с нативными актиновыми филаментами и оказывать влияние на их денатурацию. Все еще оставалось неизвестным, какую роль в защите актина от агрегации может играть фосфорилирование sHSP и их олигомерное состояние. Выяснение этих вопросов и составило главную цель данной диссертационной работы.

Итак, целью работы было детальное изучение защитного действия малых белков теплового шока на агрегацию актиновых филаментов, вызываемую их тепловой денатурацией. В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать влияние sHSP на тепловую денатурацию F-актина.

2. Проанализировать процесс агрегации F-актина при его тепловой денатурации в отсутствие и в присутствии sHSP.

3. Сравнить шаперонные свойства нефосфорилированного малого белка теплового шока и его мутантной формы, имитирующей фосфорилирование.

Научная новизна и практическая значимость.

Разработан новый подход на основе сочетания метода ДСК с измерениями температурных зависимостей светорассеяния для исследования взаимодействия sHSP с F-актином в процессе его тепловой денатурации. При помощи этого подхода показано, что малые белки теплового шока эффективно предотвращают агрегацию F-актина, вызываемую его тепловой денатурацией, но при этом не оказывают заметного влияния на сам процесс денатурации белка. Таким образом, впервые удалось получить ответ на один из ключевых вопросов, связанных с молекулярным механизмом действия sHSP, — а именно выяснить, что они влияют лишь на тепловую агрегацию белка, но не препятствуют тепловой денатурации белка, предшествующей агрегации. Методом соосаждения показано, что малые белки теплового шока связываются с актином лишь в процессе его тепловой денатурации, защищая F-актин от агрегации, но не взаимодействуют с нативными актиновыми филаментами. Установлено, что защита F-актина от агрегации осуществляется путем образования небольших, стабильных и хорошо растворимых комплексов sHSP с денатурированным актином. При совместном использовании методов ДСК, динамического лазерного светорассеяния (ДЛС), седиментационного и флуоресцентного анализа проведены исследования свойств таких комплексов. Показано, что размеры этих комплексов снижаются с повышением концентрации sHSP. В условиях насыщения, которое наступает при приблизительно эквимолярных исходных концентрациях sHSP и F-актина, гидродинамический радиус таких комплексов равен —16 нм, коэффициент седиментации — 17−20 S, а их молекулярная масса составляет около 2000 кДа. Показано, что изменение исходного олигомерного состояния sHSP, вызываемое, в частности, фосфорилированием этих белков или его имитацией, не оказывает существенного влияния на способность sHSP образовывать небольшие растворимые комплексы с денатурированным актином. Полученные данные впервые позволяют описать механизм защиты актинового цитоскелета от аморфной агрегации, приводящей к гибели клеток при различных неблагоприятных воздействиях.

Полученные данные расширяют и углубляют знания в области механизма, лежащего в основе шаперонпой активности sHSP, и могут быть использованы при чтении курсов лекций по биохимии. Разработанный нами экспериментальный подходпараллельное исследование тепловой денатурации и агрегации F-актина, проводимое в одинаковых условиях и при одной и той же скорости прогрева в отсутствие и в присутствии sHSP, может использоваться (и уже успешно используется) для изучения взаимодействия sHSP с другими белками-мишенями.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Актин.

Актин, один из основных белков сократительного аппарата мышц, является также основой структуры микрофиламентов (тонких нитей) цитоскелета эукариотических клеток, где его содержание очень высоко (может достигать —2,5 мг/мл). Впервые актин был открыт Штраубом в 1942 г. [Straub, 1942] как белок мышц, активирующий АТФазу миозина, что и определило его название. В настоящее время установлено, что актин является структурным белком любых клеток эукариотболее того, недавно в бактериях были найдены белки, гомологичные актину — РагМ и МгеВ. С актиповыми структурами цитоскелета связаны поддержание формы, движение и деление клеток, эндои экзоцитоз, передача медиаторов, свертывание крови, а также процессы, происходящие при дифференцировке клеток [Pollard, 1976; Egea et al., 2006; Malacombe et al., 2006]. Предполагается участие актинового цитоскелета в регуляции активности ионных каналов, передаче внутриклеточного сигнала в ядро, транспорте мРНК и транскрипции [Mazzocci et al., 2006; de Lanerolle and Cole, 2002; Miralles and Visa, 2006].

Важнейшей особенностью актина, определяющей его исключительное физиологическое значение, является способность к обратимой трансформации из глобулярного состояния (G-актин) в полимер (F-актин). В отличие от стабильных актиновых нитей сократительного аппарата мышц, микрофиламенты цитоскелета способны динамически собираться и разбираться в зависимости от потребностей клетки. Нарушение процессов полимеризации и деполимеризации актиновых филаментов может привести к нарушению жизнедеятельности клетки.

1.1. Строение G-актина.

Актины образуют семейство белков, кодируемых отдельными генами. Гены актина весьма консервативны: максимальные различия в аминокислотных последовательностях актинов, выделенных из разных клеток и тканей, не превышают 10%. В клетках позвоночных синтезируется несколько изоформ актина, которые экспрессируются в разных тканях или на разных стадиях развития: а-изоформы из скелетных и сердечных мышц, аи у-актин из гладких мышц, а также цитоплазматические р~ и у-изоформы [Хайтлина, 2007].

Молекула G-актина скелетных и сердечных мышц имеет молекулярную массу 42 кДа, размер 5,5×5,5×3,5 нм и кислую изоэлектрическую точку (5,4—5,5). G-актин состоит из одной поли пептид ной цепи, включающей 375 аминокислотных остатков, причем N-концевая аминокислота (Asp или Glu) ацетилирована [Rubenstetn, 1990]. Трехмерная структура мономера актина с разрешением 2,8 А впервые была получена в 1990 г. из данных рентгеноструктурного анализа кристаллов G-актина в комплексе с ДНКазой-I [Kabsch et aL, 1990]. По этим данным молекула актина состоит из двух хорошо различимых доменов, разделенных глубокой щелью (Рис. 1). Каждый домен состоит из двух субдоменов. Субдомен 1 сформирован Nи С-концевыми областями молекулы и состоит из пяти fi-слоев, окруженных пятью а-спиралями. Субдомен 2 сформирован тремя антипараллельными р-слоями. Первый и второй fi-слои соединены между собой петлей, ограниченной аминокислотными остатками 38−52, которая участвует в связывании ДНКазы-I [Kabsch et al" 1990; Orlova and Egelman, 1995]. Субдомен 3 состоит из пяти fi-слоев, окруженных тремя а-спиралями. Субдомен 4 состоит из двух антипараллельных р-слоев и четырех а-спиралсй. Субдомены 1 и 2 образуют так называемый «малый» домен, который связан с «большим» доменом, образованным субдоменами 3 и 4, через шарнирный участок [Tinon and ben-Avraham, 1993]. В щели, разделяющей «большой» и «малый» домены, находится участок связывания ионов двухвалентных металлов и нуклеотид-связ ывающий центр. Как правило, молекула актина содержит прочно связанную АТФ (или АДФ), которая может свободно обмениваться с нуклеотидом в растворе или замещаться другими нуклеотидами, и двухвалентный катион (Са2+ или Mg2+).

Рнс.1. Трехмерная структура молекулы актина [Kabsch et al" 1990] [mmdbld:47 984]. В вертикальной щели между «большим» (слева) и «малым» (справа) доменами показано положение нукяеотида (АТФ) и двухвале (гпюго катиона (в виде шарика). Iсвязываюшая петля суадомен 3 сувд1) мен 1 субдомен 4 субдомен 2.

Необходимо отметить, что молекула актина не принимает правильную конформацию самостоятельно. В сворачивании актина участвует несколько шаперонных белков, среди них — группа белков Ssb, префолдин, шаперонный комплекс ССТ [Fares and Wolfe, 2003; Martin-Benito et al., 2002].

По структурному строению G-актин относят к семейству белков-АТФаз, содержащих АТФ-связывающий участок. К этому семейству также относятся белок теплового шока HSP-70, гексокиназа, Агр2 и прокариотические актино-подобные белки МгеВ и РагМ. Все эти белки состоят из двух доменов, соединенных между собой шарнирным участком, в щели между которыми располагается нуклеотид-связывающий сайт. Для ряда белков из этого семейства было показано, что щель между доменами может менять свою конформацию: она закрывается, когда белок связывает нуклеотид (АТФ или АДФ) и остается открытой, если связывания не происходит [Flaherty et al., 1991]. К настоящему времени опубликовано более 25 кристаллических структур G-актина, полученных либо в его комплексах с различными белками и токсинами, либо при использовании актина, подвергнутого различным модификациям. Во всех случаях кроме одного, когда исследовали кристалл комплекса актина с профилином, нуклеотид-связывающая щель оказывалась в закрытом состоянии [Reisler and Egelman, 2007]. Структура актина, закристаллизованного в комплексе с профилином, имеет значительные отличия от остальных кристаллических структур, имеющих сходные конформации. Переход между открытым и закрытым состоянием щели сопровождается вращением большого домена относительно малого на ~9.6°, а также поворотом субдомена 2. При этом субдомены 1 и 2 ведут себя как две независимые единицы [Chik et al., 1996]. До сих пор остается открытым вопрос, к каким конформационным изменениям в молекуле актина приводит замена связанного нуклеотида с АТФ на АДФ. Анализируя литературные данные о взаимодействии актин-связывающих белков в растворе с Gи F-актином, содержащими АТФ или АДФ, можно сделать вывод, что нуклеотид оказывает существенное влияние на структуру актина. Reisler and Egelman, 2007]. Сравнение кристаллических структур неполимеризуемой мутантной формы актина со связанными АТФ и АДФ не выявило, однако, существенной разницы в этих двух состояниях белка, за исключением локальных изменений в области связывания у-фосфата АТФ, а также в области петли, содержащей His-73 [Rould et al., 2006]. Возможно, условия кристаллизации влияют на состояние нуклеотид-связывающей щели, вызывая ее закрытие даже в отсутствие связанного нуклеотида. Таким образом, степень влияния нуклеотида на конформационное состояние актина остается неясной.

В щели между доменами также содержится центр связывания ионов двухвалентных металлов, причем сродство актина к Са2+ в несколько раз выше, чем к Mg2+ (Kd=2−8 iiM и 10−30 нМ для ионов Са и Mg, соответственно). Известно, что актин, содержащий Mg2+, менее подвержен протеолизу, чем Са2±содержащий актин, а нуклеотид-связывающая щель между субдоменами 2 и 4 актина в случае Mg-АТФ находится в более закрытом состоянии, чем в случае Са-АТФ-актина [Strzelscka-Golaszewska et al., 1996; Takamoto et al., 2007]. Помимо прочно связанного катиона с молекулой актина могут слабо связаться 5−9 катионов (Kd=0,15 мМ для ионов Са или Mg и 10 мМ для ионов К). Связывание ионов с низкоафинными сайтами приводит к активации одного из самых важных процессов — полимеризации мономерного глобулярного актина с образованием нитей полимерного F-актина [Carlier, 1991].

ВЫВОДЫ.

1) Разработан новый экспериментальный подход к изучению влияния малых белков теплового шока (sHSP) на процессы денатурации и агрегации белков. Этот подход отработан на примере F-актина и включает параллельное исследование тепловой денатурации и агрегации F-актина, проводимое в одинаковых условиях и при одной и той же скорости прогрева в отсутствие и в присутствии sHSP.

2) Показано, что sHSP не взаимодействуют с нативными актиновыми филаментами и не оказывают влияния на их тепловую денатурацию.

3) Продемонстрировано, что sHSP эффективно подавляют агрегацию F-актина, индуцированную нагреванием.

4) Установлено, что подавление агрегации F-актина осуществляется путем образования небольших по размеру, растворимых комплексов sHSP с денатурированным актином. Определен ряд характеристик таких комплексов — гидродинамический радиус (15—25 нм), распределение по коэффициенту седиментации и кажущаяся молекулярная масса (-2000 кДа).

5) На примере малого белка теплового шока Hsp27, существующего в виде крупных олигомеров, и его мутантной формы Hsp27−3D, имитирующей фофорилированную форму Hsp27 и представленной димерами и тетрамерами, показано, что изменение исходного олигомерного состояния sHSP не оказывает существенного влияния на их способность предотвращать тепловую агрегацию F-актина и образовывать небольшие растворимые комплексы с денатурированным актином.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В заключение подведем главные итоги проделанной работы.

Во-первых, сочетая метод ДСК с измерениями температурных зависимостей светорассеяния и флуоресценции зондов bis-ANS, ANS и ТНТ, мы подробно исследовали взаимодействие sHSP с F-актином в процессе его тепловой денатурации. Используя такой подход, нам удалось показать, что малые белки теплового шока эффективно предотвращают агрегацию F-актина, вызываемую его тепловой денатурацией, но при этом не оказывают влияния на сам процесс денатурации белка. Таким образом, впервые удалось получить ответ на один из ключевых вопросов, связанных с молекулярным механизмом действия sHSP, — а именно выяснить, что они влияют лишь на тепловую агрегацию белка-мишени, но не препятствуют тепловой денатурации белка, предшествующей агрегации. Более того, применив метод соосаждения, мы показали, что малые белки теплового шока не взаимодействуют с нативными актиновыми филаментами (и именно поэтому не влияют на тепловую денатурацию F-актина), однако они связываются с актином в процессе его тепловой денатурации, защищая F-актин от агрегации.

Во-вторых, благодаря использованию метода соосаждения, удалось установить, что защита F-актина от агрегации осуществляется путем образования небольших, стабильных и хорошо растворимых комплексов sHSP с денатурированным актином. Это наблюдение позволяет предположить, что в клетке sHSP создают своеобразное «хранилище» для частично или полностью денатурированных белков, в том числе и актина, которые затем могут подвергаться либо ренатурации при помощи набора других белков-шаперонов, либо, что наиболее вероятно, они расщепляются в протеосомомах и затем выбрасываются из клетки.

Более подробный анализ свойств растворимых комплексов малых белков теплового шока с денатурированным актином мы провели, применив сочетание методов ДЛС, седиментационного анализа и гель-фильтрации. Нам удалось показать, что размеры этих комплексов снижаются с повышением концентрации sHSP. В условиях насыщения, которое наступает при приблизительно эквимолярных исходных концентрациях sHSP и F-актина, гидродинамический радиус таких комплексов равен ~16 нм, коэффициент седиментации — 17—20 S, а их молекулярная масса составляет около 2000 кДа.

И, наконец, в-третьих, мы провели сравнение свойств комплексов денатурированного актина с малым белком теплового шока дикого типа (Hsp27-wt) и его мутантной формой, имитирующей фосфорилирование (Hsp27−3D). Нам удалось показать, что изменение исходного олигомерного состояния sHSP, вызываемое, имитацией фосфорилированием этих белков, не оказывает существенного влияния на способность sHSP образовывать небольшие растворимые комплексы с денатурированным актином.

Принимая во внимание предложенный ранее диссоциативный механизм денатурации F-актина и анализируя данные, полученные в этой работе, мы впервые смогли описать механизм защиты актинового филаментов от агрегации, вызываемой его тепловой денатурацией. Этот механизм позволяет объяснить функцию sHSP в защите цитоскелета и всей клетки от повреждений, вызываемых накоплением больших нерастворимых аморфных агрегатов при неблагоприятных условиях.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.В., Левчук Ю. Н., Набока Ю. Н. (2002) Фотонкореляционнаяспектроскопия белков. Укр. биохим, журн., 74, 12—26.
  2. Д.И. (2004) Применение метода дифференциальной сканирующейкалориметрии для структурно-функциональных исследований мышечных белков. Успехи биол. химии, 44, 133—170.
  3. Д.И., Николаева О. П., Орлов В. Н., Павлов Д. А., Пономарев М.А.,
  4. Е.В. (1998) Дифференциальная сканирующая калориметрия миозина и актина. Биохимия, 63, 381—394.
  5. Д.И., Хайтлина С. Ю., Гусев Н. Б. (1995) Белки актомиозиновой системыподвижности. В кн.: «Белки и пептиды» (ред. Иванов В. Т., Липкин В.М.), М. Наука, том 1, с. 249−293.
  6. А.В., Еронина Т. Б., Чеботарева Н. А., Клейменов С. Ю., Юдин И.К.,
  7. К.О., Островский М. А., Курганов Б. И. (2007) Влияние альфа-кристаллина на тепловую агрегацию гликогенфосфорилазы b из скелетных мышц кролика. Биохимия, 72, 642−654.
  8. В.В., Курганов Б. И., Пивоварова А. В., Левицкий Д.И. (2006)
  9. Диссоциативный механизм тепловой денатурации F-актина. Биохимия, 71, 1550−1560.
  10. Л.А. (1981) «Методы исследования белков и нуклеиновых кислот.
  11. Электрофорез и ультрацентрифугирование». М. Наука.
  12. , О.О., Ким, М.В., Гусев, Н.Б. (2003) Структура и свойства малыхбелков теплового шока. Успехи биол. химии, 43, 59—98.
  13. Л.В., Привалов П. Л. (1984) Калориметрические исследованияденатурации G-актина. Биофизика, 29, 583−585.
  14. С.Ю. (2007) Механизмы сегрегации изоформ актина в клетке.1. Цитология, 49, 345−354.
  15. Benndorf R., Hayess K., Ryazantsev S., Wieske M., Behlke J. and Lutsch G. (1994)
  16. Phosphorylation and supramolecular organization of murine small heat shock protein HSP25 abolish its actin polymerization-inhibiting activity. J. Biol. Chem. 269,20 780−20 784.
  17. Berengian A.R., Bova M.P. and McHaourab H.S. (1997) Structure and function of theconserved domain in alphaA-crystallin. Site-directed spin labeling identifies a beta-strand located near a subunit interface. Biochemistry, 36, 9951−9957.
  18. Bertazzon A. and Tsong T.Y. (1990) Effects of ions and pH on the thermal stability ofthin and thick filaments of skeletal muscle: high-sensitivity differential scanning calorimetric study. Biochemistry, 29, 6447—6452.
  19. Blanchoin L, and Pollard T.D. (1999) Mechanism of interaction of Acanthamoebaactophorin (ADF/Cofilin) with actin filaments. J. Biol. Chem., 274, 1 553 815 546.
  20. Blanchoin L. and Pollard T.D. (2002) Hydrolysis of ATP by polymerized actin dependson the bound divalent cation but not profilin. Biochemistry, 41, 597—602.
  21. Bobkov A.A., Muhlrad A., Pavlov D.A., Kokabi K., Yilmaz A. and Reisler E. (2006)
  22. Cooperative effects of cofilin (ADF) on actin structure suggest allosteric mechanism of cofilin function. J. Mol. Biol., 356, 325—334.
  23. Bombardier H., Wong P. and Gicquaud C. (1997) Effects of nucleotides on thedenaturation of F-actin: a differential scanning calorimetry and FTIR spectroscopy study. Biochem. Biophys. Res. Commun., 236, 798−803.
  24. Boros S., Kamps В., Wunderink L., de Bruijn W., de Jong W.W., Boelens W.C. (2004)
  25. Transglutaminase catalyzes differential crosslinking of small heat shock proteins and amyloid-beta. FEBS Lett., 576, 57−62.
  26. M.P., Huang Q., Ding L., Horwitz J. (2002) Subunit exchange, conformationalstability, and chaperone-like function of the small heat shock protein 16.5 from Methanococcus jannaschii. J. Biol. Chem., Ill, 38 468—38 475.
  27. Bremer A., Henn C., Goldie K.N., Engel A., Smith P.R. and Aebi U. (1994) Towardsatomic interpretation of F-actin filament three-dimensional reconstructions. J. Mol. Biol., 242, 683−700.
  28. Brophy C.M., Dickinson M. and Woodrum D. (1999) Phosphorylation of the small heatshock-related protein, HSP20, in vascular smooth muscles is associated with changes in the macromolecular associations of HSP20. J. Biol. Chem., 274, 6324−6329.
  29. Brown P.H. and Schuck P. (2006) Macromolecular sizc-and-shape distributions bysedimentation velocity analytical ultracentrifugation. Biophys. J., 90, 46 514 661.
  30. Bryantsev A.L., Loktionova S.A., llyinskaya O.P., Tararak E.M., Kampinga H.H.,
  31. A.E. (2002) Distribution, phosphorylation, and activities of Hsp25 in heat-stressed H9c2 myoblasts: a functional link to cytoprotection. Cell Stress Chaperones, 7, 146−155.
  32. Bukach O.V., Marston S.B. and Gusev N.B. (2005) Small heat shock protein withapparent molecular mass 20 kDa (Hsp20, HspB6) is not a genuine actin-binding protein. J. Muscle Res. Cell. Motil., 26, 175−191.
  33. Cao W., Goodarzi J.P., De La Cruz E.M. (2006) Energetics and kinetics of cooperativecofilin-actin filament interactions. J. Mol. Biol., 361, 257—267.
  34. M. (1991) Actin: protein structure and filament dynamics. J. Biol. Chem., 266,1.4.
  35. M.F. (1998) Control of actin dynamics. Curr. Opin. Cell Biol., 10, 45−51.
  36. Chang Z., Primm T.P., Jakana J., Lee I.H., Serysheva I., Chiu W., Gilbert H.F. and
  37. F. A. (1996) Mycobacterium tuberculosis 16-kDa antigen (Hspl6.3) functions as an oligomeric structure in vitro to suppress thermal aggregation. J.Biol. Chem., 271, 7218−7223.
  38. Chernik I.S., Panasenko O.O., Li Y, Marston S.B. and Gusev N.B. (2004) pH-inducedchanges of the structure of small heat shock proteins with molecular mass 24/27 kDa (HspBl). Biochem. Biophys. Res. Commun., 324, 1199−1203.
  39. Chik J.K., Lindberg U. and Schutt C.E. (1996) The structure of an open state of p-actinat 2.65 A resolution. J. Mol. Biol., 263, 607−623.
  40. Chowdary Т.К., Raman В., Ramakrishna T. and Rao C.M. (2004) Mammalian Hsp22 isa heat-inducible small heat-shock protein with chaperone-like activity. Biochem. J., 381, 379−387.
  41. Combeau C. and Carlier M-F. (1988) Probing the mechanism of ATP hydrolysis on Factin using vanadate and the structural analogs of phosphate BcF3″ and AIF4″. J. Biol. Chem., 263, 17 429−17 436.
  42. Т.Е. (1993) Proteins. Structures and Molecular Properties. WH Freeman &1. Co, New York.
  43. Dalle-Donne I., Rossi R., Milzani A., Di Simplicio P. and Colombo R. (2001) The actincytoskeleton response to oxidants: from small heat shock protein phosphorylation to changes in the redox state of actin itself. Free Radic. Biol. Med., 31, 1624−1632.
  44. Das K.P., Surewicz W.K. (1995) Temperature-induced exposure of hydrophobicsurfaces and its effect on the chaperone activity of alpha-crystallin. FEBS Lett., 369,321−325.
  45. Dedova I.V., Nikolaeva O.P., Mikhailova V.V., dos Remedios C.G. and Levitsky D.I.2004) Two opposite effects of cofilin on the thermal unfolding of F-actin: a differential scanning calorimetric study. Biophys. Chem., 110, 119—128.
  46. Dos Remedios C.G., Chhabra D., Kekic M., Dedova I.V., Tsubakihara M., Berry D.A.and Nosworthy N.J. (2003) Actin binding proteins: regulation of cytoskeletal microfilaments. Physiol. Rev., 83, 433—473.
  47. Dudich I.V., Zav’yalov V.P., Pfeil W., Gaestel M., Zav’yalova G.A., Denesyuk A.I. and
  48. T. (1995) Dimer structure as a minimum cooperative subunit of small heat-shock proteins, Biochim. Biophys. Acta, 1253, 163—168.
  49. Egea G., Lazaro-Di6guez F. and Vilella M. (2006) Actin dynamics at the Golgi complexin mammalian cells. Curr. Opin, Cell. Biol., 18, 168—178.
  50. Ehrnsperger M., Graber S., Gaestel M. and Buchner J. (1997) Binding of non-nativeprotein to Hsp25 during heat shock creates a reservoir of folding intermediates for reactivation. EMBO J., 16, 221−229.
  51. M., Lilie H., Gaestel M., Buchner J. (1999) The dynamics of Hsp25quaternary structure. Structure and function of different oligomeric species. J. Biol. Chetn., 274, 14 867−14 874.
  52. Fares M.A. and Wolfe K.H. (2003) Positive selection and subfunctionalization ofduplicated CCT chaperonin subunits. Mol. Biol Evol, 20, 1588−1597.
  53. Farnsworth P.N. and Singh K. (2000) Self-complementary motifs (SCM) in alphacrystallin small heat shock proteins. FEBSLett., 482, 175−179.
  54. Feil 1.К., Malfois M., Hendle J., van Der Zandt H. and Svergun D.I. (2001) A novelquaternary structure of the dimeric alpha-crystallin domain with chaperone-like activity. J. Biol. Chem., 276, 12 024−12 029.
  55. Flaherty K.M., McKay D.B., Kabsh W. and Holmes K.C. (1991) Similarity of the threedimensional structures of actin and the ATPase fragment of a 70-kDa heat shock cognate protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 88, 5041−5045.
  56. Franck E., Madsen O., van Rheede Т., Ricard G., Huynen M.A. and de Jong W.W.2004) Evolutionary diversity of vertebrate small heat shock proteins. J. Mol. Evol 59, 792−805.
  57. Galkin V.E., Van Loock M.S., Orlova A. and Egelman E.H. (2002) A new internalmode in F-actin helps explain the remarkable evolutionary conservation of actin’s sequence and structure. Curr. Biol., 12, 570—575.
  58. E. (2001) Chaperone-like activity of alpha-crystallin and other small heat shockproteins. Curr. Protein. Pept. Sci., 2, 205−225.
  59. Gesierich U. and Pfeil W. (1996) The conformation stability of a-crystallin is ratherlow: Calorimetric results. FEBS Lett., 393, 151−154.
  60. Golub N., Meremyanin A., Markossian K., Eronina Т., Chebotareva N., Asryants R.,
  61. Muronets V. and Kurganov B. (2007) Evidence for the formation of start aggregates as an initial stage of protein aggregation. FEBS Lett., 581, 4223— 4227.
  62. Groenning M., Olsen L., van de Weert M., Flink J.M., Frokjaer S., and Jorgensen F.S.2007) Study on the binding of thioflavin T to P-sheet-rich and non- P-sheet cavities. J.Struct. Biol. 58, 358−369.
  63. Haley D.A., Horwitz J. and Stewart P.L. (1998) The small heat-shock protein, alphaBcrystallin, has a variable quaternary structure. J. Mol. Biol., 277, 27−35.
  64. Haslbeck M., Walke S., Stromer Т., Ehrnsperger M., White H. E., Chen S., Saibil H. Rand Buchner J. (1999) Hsp26: a temperature-regulated chaperone. EMBO J., 18, 744−751.
  65. Hennessey E.S., Drummond D.R. and Sparrow J.C. (1993) Molecular genetics of actinfunction. Biochem. J., 291, 657—671.
  66. Holmes K.C., Popp D., Gebhard W. and Kabsch W. (1990) Atomic model of the actinfilament. Nature, 347, 44-^19.
  67. Horwitz J., Huang Q. and Ding L. (2004) The native oligomeric organization of alphacrystallin: is it necessary for its chaperone function? Exp. Eye Res., 79, 817—821.
  68. T. (1990) A hydrophobicity on skeletal muscle actin molccule modulated bynucleotide binding at a second site. Biochem. Int., 20, 45—51.
  69. Huot J., Houle F., Spitz D.R. and Landry J. (1996) HSP27 phosphorylation-mediatedresistance against actin fragmentation and cell death induced by oxidative stress. Cancer Res., 56, 273−279.
  70. Ingolia T.D. and Craig E.A. (1982) Four small Drosophila heat shock proteins arerelated to each other and to mammalian alpha-crystallin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 19, 2360−2364.
  71. Kabsch W., Mannherz H.G., Suck D., Pai E.F. and Holmes K.C. (1990) Atomicstructure of the actin: DNase I complcx. Nature, 347, 37−44.
  72. Kappe G., Franck E., Verschuure P., Boclcns W.C., Leunissen J.A. and de Jong W.W.2003) The human genome encodes 10 alpha-crystallin-related small heat shock proteins: HspBl-10. Cell Stress Chaperones, 8, 53—61.
  73. Kasai M., Nakano E. and Oosawa F. (1965) Polymerization of actin free of nucleotidesand divalent cation. Biochim. Biophys. Acta, 94, 494—503.
  74. Kasakov A.S., Bukach O.V., Seit-Nebi A.S., Marston S.B. and Gusev N.B. (2007)
  75. Effect of mutations in the beta5-beta7 loop on the structure and properties of human small heat shock protein HSP22 (HspB8, Hll). FEBS J., 274, 56 285 642.
  76. Khaitlina S.Y., Moraczewska J. and Strzeleeka-Golaszewska H. (1993) The actin/actininteractions involving the N terminus of the DNase-I-binding loop are crucial for stabilization of the actin filament. Eur. J. Biochem., 218, 911−920.
  77. Kim K.K., Kim R. and Kim S.H. (1998) Crystal structure of a small heat-shock protein.1. Nature, 394, 595−599.
  78. Kinosan H.J., Selden L.A., Estes J.E. and Gershman L.C. (1993) Actin Filamentannealing in the presence of ATP and phalloidin. Biochemistry, 32, 12 353— 12 357.
  79. Koh T.J. and Escobedo J. (2004) Cytoskeletal disruption and small heat shock proteintranslocation immediately after lengthening contractions. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 286, C713−722.
  80. Кокке B.P., Leroux M.R., Candido E.P., Boelens W.C. and de Jong W.W. (1998)
  81. Caenorhabditis elegans small heat-shock proteins Hspl2.2 and Hspl2.3 form tetramers and have no chaperone-like activity. FEBSLett., 433, 228—232.
  82. Kurganov B.I., Kornilaev B.A., Chebotareva N.A., Malikov V.P., Orlov V.N., Lyubarev
  83. A.E. and Livanova N.B. (2000) Dissociative mechanism of thermal denaturation of rabbit skeletal muscle glycogen phosphorylase b. Biochemistry, 39, 13 144— 13 152.
  84. Kuznetsova I.M., Biktashev A.G., Khaitlina S.Y., Vassilenko K.S., Turoverov K.K. and
  85. V.N. (1999) Effect of self-association on the structural organization of partially folded proteins: inactivated actin. Biophys. J., 77, 2788−2800.
  86. Kuznetsova I.M., Khaitlina S.Y., Konditerov S.N., Surin A.M. and Turoverov K.K.1988) Changes of structure and intermolecular mobility in the course of actin denaturation. Biophys. Chem., 32, 73—78.
  87. Kuznetsova I.M., Turoverov K.K. and Uversky V.N. (1999) Inactivated actin, anaggregate composed of partially-folded monomers, has an overall native-like packing density. Protein Peptide Lett., 6, 173—178.
  88. Lambert H., Charette S.J., Bernier A.F., Guimond A. and Landry J. (1999) HSP27multimerization mediated by phosphorylation-sensitive intermolecular interactions at the amino terminus. J. Biol. Chem., 274, 9378—9385.
  89. Lavoie J.N., Hickey E., Weber L.A. and Landry J. (1993) Modulation of actinmicrofilament dynamics and fluid phase pinocytosis by phosphorylation of heat shock protein 27. J. Biol. Chem., 268, 24 210−24 214.
  90. Le Bihan T. and Gicquaud C. (1993) Kinetic study of the thermal denaturation of Gactin using differential scanning calorimetry and intrinsic fluorescence spectroscopy. Biochem. Biophys. Res. Commun., 194, 1065—1073.
  91. Lebowitz J., Lewis M.S. and Schuck P. (2002) Modern analytical ultracentrifugation inprotein science: a tutorial review. Protein Sci., 11, 2067—2079.
  92. Lelj-Garolla B. and Mauk A.G. (2006) Self-association and chaperone activity of Hsp27are thermally activated. J. Biol. Chem., 281, 8169−8174.
  93. Leroux M.R., Melki R., Gordon В., Batelier G. and Candido E.P. (1997) Structurefunction studies on small heat shock protein oligomeric assembly and interaction with unfolded polypeptides. J. Biol. Chem., 272, 24 646−24 656.
  94. Levitsky D.I., Pivovarova A.V., Mikhailova V.V. and Nikolaeva O.P. (2008) Thermalunfolding and aggregation of actin. Stabilization and destabilization of actin filaments. FEBSJ., 275, 4280−4295.
  95. Lindner R.A., Carver J.A., Ehrnsperger M., Buchner J., Esposito G., Behlke J., Lutsch
  96. G., Kotlyarov A. and Gaestel M. (2000) Mouse Hsp25, a small shock protein. The role of its C-terminal extension in oligomerization and chaperone action. Eur. J. Biochem., 267, 1923−3192.
  97. Lorenz M., Popp D. and Holmes K.C. (1993) Refinement of the F-actin model against
  98. X-ray fiber diffraction data by the use of a directed mutation algorithm. J. Mol. Biol, 234, 826−836.
  99. Lorinczy D., Konczol F., Gaszner B. and Belagyi J. (1998) Structural stability of actinfilaments as studied by DSC and EPR. Thermochim. Acta, 322, 95−100.
  100. MacRae Т.Н. (2000) Structure and function of small heat shock/alpha-crystallinproteins: established concepts and emerging ideas. Cell Mol. Life Sci., 57, 899— 913.
  101. Malacombe M., Bader M.F. and Gasman S. (2006) Exocytosis in neuroendocrine cells: new tasks for actin. Biochim. Biophys. Acta., 1763, 1175—1183.
  102. Markov D.I., Pivovarova A.V., Chernik I.S., Gusev N.B. and Levitsky D.I. (2008) Smallheat shock protein Hsp27 protects myosin SI from heat-induced aggregation, but not from thermal denaturation and ATPase inactivation. FEBS Lett., 582, 1407— 1412.
  103. Martin-Benito J., Boskovic J., Gomez-Puertas P., Carrascosa J.L., Simons C.T., Lewis
  104. S.A., Bartolini F., Cowan N.J. and Valpuesta J.M. (2002) Structure of cukaryoticprefoldin and of its complexes with unfolded actin and the cytosolic chaperonin CCT. EMBOJ., 21, 6377−6386.
  105. Mazzocci C., Benos D.J. and Smith P.R. (2006) Interaction of epithelial ion channelswith actin-based cytoskeleton. Amer. J. Physiol. Renal. Physiol., 291, F1113-F1122.
  106. Melkani G.C., Cammarato A. and Bernstein S.I. (2006) ocB-Crystallin maintains skeletalmuscle myosin enzymatic activity and prevents its aggregation under heat-shock stress. J. Mol. Biol., 358, 635−645.
  107. Merck K.B., De Haard-Hoekman W.A., Oude Essink B.B., Bloemendal H. and De Jong
  108. W.W. (1992) Expression and aggregation of recombinant alpha A-crystallin and its two domains. Biochim. Biophys. Acta, 1130, 267—276.
  109. Michaud S., Marin R. and Tanguay R. M. (1997) Regulation of heat shock geneinduction and expression during Drosophila development. Cell Mol. Life Sci. 53, 104−113.+
  110. Miralles F. and Visa N. (2006) Actin in transcription and transcription regulation. Curr.
  111. Opin. Cell Biol., 18, 261−266.
  112. Miron Т., Vancompernolle K., Vandekerckhove J., Wilchek M. and Geiger B. (1991) A25. kD inhibitor of actin polymerization is a low molecular mass heat shock protein. J. Cell. Biol., 114, 255−261.
  113. Mounier N. and Arrigo A-P (2002) Actin cytoskeleton and small heat shock proteins: how do they interact? Cell Stress Chaperones 7, 167—176.
  114. F. (2002) Alpha-crystallin-type heat shock proteins: socializingminichaperones in the context of a multichaperone network. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 66, 64−93.
  115. Nikolaeva O.P., Dedova I.V., Khvorova I.S. and Levitsky D.I. (1994) Interaction of Factin with phosphate analogues studied by differential scanning calorimetry. FEBSLett., 351, 15−18.
  116. Nolen В J. and Pollard T.D. (2007) Insights into the influence of nucleotides on actinfamily proteins from seven structures of Arp2/3 complex. Mol. Cell., 26, 449— 457.
  117. Oda Т., Namba K. and Maeda Y. (2005) Position and orientation of phalloidin in F-actindetermined by X-ray fiber diffraction analysis. Biophys. J., 88, 2727—2736.
  118. Orlova A. and Egelman E.H. (1993) A conformational change in the actin subunit canchange the flexibility of the actin filament. J. Mol. Biol., 232, 334−341.
  119. Orlova A. and Egelman E.H. (1995) Structural dynamics of F-actin: I. Changes in the Сterminus. J. Mol. Biol., 245, 582−597.
  120. Panasenko O.O., Kim M.V., Marston S.B. and Gusev N.B. (2003) Interaction of thesmall heat shock protein with molecular mass 25 kDa (hsp25) with actin. Eur. J. Biochem., 270, 892−901.
  121. Panasenko O.O., Seit Nebi A., Bukach O.V., Marston S.B. and Gusev N.B. (2002)
  122. Structure and properties of avian small heat shock protein with molecular weight 25 kDa. Biochim. Biophys. Acta, 1601, 64−74.
  123. J.S. (2006) Is any measurement method optimal for all aggregate sizes and types?1. AAPSJ., 8, E564—571.
  124. Photon Correlation and Light Beating Spectroscopy (1974) (Cummins, H. Z. and Pike,
  125. E. R., Eds) Plenum, New York.
  126. Plater M. L., Goode D. and Crabbe M.J. (1996) Effects of site-directed mutations on thechaperone-like activity of alphaB-crystallin. J. Biol. Chem., 271, 28 558−28 566.
  127. Plater M.L., Goode D. and Crabbe M.J. (1996) Effects of site-directed mutations on thechaperone-like activity of alphaB-crystallin. J. Biol. Chem., 271, 28 558−28 566.
  128. T.D. (1976) The role of actin in the temperature-dependent gelation andcontraction of extracts of Acanthamoeba. J Cell. Biol., 68, 579−601.
  129. Privalov P.L. and Potekhin S.A. (1986) Scanning microcalorimetry in studyingtemperature-induced changes in proteins. Methods Enzymol., 131, 4−51.
  130. Raman В., Ramakrishna T. and Rao C.M. (1995) Temperature dependent chaperonelike activity of alpha-crystallin. FEBS LettX 365, 133−136.
  131. Reddy G.B., Das K.P., Petrash J.M. and Surewicz W.K. (2000) Temperature-dependentchaperone activity and structural properties of human alphaA- and alphaB-crystallins. J. Biol. Chem., 275, 4565−4570.
  132. Reisler E. and Egelman E.H. (2007) Actin structure and function: what we still do notunderstand. J. Biol. Chem., 282, 36 133−36 137.
  133. Rogalla Т., Ehrnsperger M., Preville X., Kotlyarov A., Lutsch G., Ducasse C., Paul C.,
  134. Wieske M., Arrigo A. P., Buchner J. and Gaestel M. (1999) Regulation of Hsp27 oligomerization, chaperone function, and protective activity against oxidative stress/tumor necrosis factor alpha by phosphorylation. J. Biol. Chem., 274, 18 947−18 956.
  135. Rould M.A., Wan Q., Joel P.B., Lowey S. and Trybus K.M. (2006) Crystal structures ofexpressed non-polymerizable monomelic actin in the ADP and ATP states. J. Biol. Chem., 281, 31 909−31 919.
  136. P.A. (1990) The functional importance of multiple actin isoforms.1. Bioessays, 12, 309−315.
  137. Sakamoto H., Mashima Т., Yamamoto K. and Tsuruo T. (2002) Modulation of heatshock protein 27 (Hsp27) anti-apoptotic activity by methylglyoxal modification. J. Biol. Chem., 277, 45 770^15775.
  138. Sanchez-Ruiz J.M. (1992) Theoretical analysis of Lumry-Eyring models in differentialscanning calorimetry. Biophys. J., 61, 921—935.
  139. Schmid M.F., Sherman M.B., Matsudaira P. and Chiu W. (2004) Structure of theacrosomal bundle. Nature, 431, 104—107.
  140. Singh B.N., Rao K.S., Ramakrishna Т., Rangaraj N. and Rao C.M. (2007) Associationof aB-crystallin, a small heat shock protein, with actin: role in modulating actin filament dynamics in vivo. J. Mol. Biol., 366, 756—767.
  141. F.B. (1942) Actin. Stud. Inst. Med. Chem. Univ. Szeged, vol. 2, p. 1.
  142. Stromer Т., Ehrnsperger M., Gaestel M. and Buchner J. (2003) Analysis of theinteraction of small heat shock proteins with unfolding proteins. J. Biol. Chem., 278,18 015−18 021.
  143. Studer S. and Narberhaus F. (2000) Chaperone activity and homo- and hetero-oligomerformation of bacterial small heat shock proteins. J. Biol. Chem., 275, 37 212— 37 218.
  144. Sun W., Van Montagu M. and Verbruggen N. (2002) Small heat shock proteins andstress tolerance in plants. Biochim. Biophys. Acta, 1577, 1—9.
  145. Takamoto K., Kamal J.K. and Chance M.R. (2007) Biochemical implications of a threedimensional model of monomeric actin bound to magnesium-chelated ATP. Structure, 15, 39−51.
  146. Taylor R.P. and Benjamin I.J. (2005) Small heat shock proteins: a new classificationscheme in mammals. J. Mol. Cell Cardiol., 38, 433−444.
  147. Tezel G. and Wax M.B. (2000) The mechanisms of hsp27 antibody-mediated apoptosisin retinal neuronal cells. JNeurosci., 20, 3552—3562.
  148. Theriault J.R., Lambert H., Chavez-Zobel A.T., Charest G., Lavigne P. and Landry J.2004) Essential role of the NH2-terminal WD/EPF motif in the phosphorylation-activated protective function of mammalian Hsp27. J. Biol. Chem., 279, 23 463−23 471.
  149. Thomson J.A. and Augusteyn R.C. (1984) On the structure of alpha-crystallin. Thereversibility of urea dissociation. J. Biol. Chem., 259, 4339^4345.
  150. Tirion M.M. and bcn-Avraham D. (1993) Normal mode analysis of G-actin. J. Mol.1. Biol., 230, 186−195.
  151. Wagstaff M.J., Collaco-Moraes Y., Smith J., de Belleroche J.S., Coffin R.S. and1. tchman D.S. (1999) Protection of neuronal cells from apoptosis by Hsp27 delivered with a herpes simplex virus-based vector. J. Biol. Chem., 274, 5061— 5069.
  152. Wang K. and Spector A. (1996) a-Crystallin stabilizes actin filaments and preventscytochalasin-induced depolymerization in a phosphorylation-dependent manner. Eur. J. Biochem. 242, 56—66.
  153. Wieske M., Benndorf R., Behlke J., Dolling R., Grelle G., Bielka H. and Lutsch G.2001) Defined sequence segments of the small heat shock proteins HSP25 and alphaBcrystallin inhibit actin polymerization. Eur. J. Biochem. 268, 2083—2090.
  154. Yudin I.K., Nikolaenko G.L., Kosov V.I., Agayan V.A., Anisimov M.A. and Sengers
  155. J.V. (1997) Simple photon-correlation spectrometer for research and education. Int. J. Thermophys., 18, 1237−1248.1. БЛАГОДАРНОСТИ л1. И)
  156. Я искренне признательна своему научному руководителю доктору биологических наук, профессору Дмитрию Ивановичу Левицкому за внимательное, чуткое и доброжелательное руководство.
  157. Я благодарна своим коллегам и друзьям из отдела структурной биохимии белка Института биохимии им. А. Н. Баха РАН за неоценимую помощь в работе, поддержку и доброту.
  158. Данная работа выполнена при финансовой поддержке грантов РФФИ и Программы «Молекулярная и клеточная биология» Президиума РАН.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!