Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Влияние минерального азота на начальные этапы формирования бобово-ризобиального симбиоза

Диссертация: Влияние минерального азота на начальные этапы формирования бобово-ризобиального симбиоза
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

NO в клетках корней гороха. В тоже время по нашим данным, выполненным совместно с сотрудниками лаборатории физиологии растений и фитоиммунологии (Глянько и др., 2008а) показано, что ризобиальная инфекция снимает стимулирующий эффект высокой дозы азота на активность микросомальной НАДФН-оксидазы, что свидетельствует о возможной регуляции ризобиями уровня АФК в клетках корня. Но так же следует… Читать ещё >

Влияние минерального азота на начальные этапы формирования бобово-ризобиального симбиоза (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ
  • Цель и задачи исследования
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Формирование бобово-ризобиальногосимбиоза
      • 1. 1. 1. Прединфекционная стадия
      • 1. 1. 2. Инфекция и формирование клубенька
      • 1. 1. 3. Функционирование клубенька
    • 1. 2. Регуляция симбиотического взаимодействия
    • 1. 3. Влияние минерального азота на взаимодействие ризобий и корней бобовых в ризосфере
    • 1. 4. Влияние минерального азота на бобово-ризобиальный симбиоз
    • 1. 5. Влияние высоких доз минерального азота на инфицирование бобовых ризобиями и функционирование клубеньков
    • 1. 6. АФК и АФА у бобовых при симбиозе в зависимости от уровня минерального азота в среде
    • 1. 7. Синтез и роль NO
      • 1. 7. 1. NO в животных клетках
      • 1. 7. 2. Роль NO в растениях
      • 1. 7. 3. Взаимодействие NO с другими сигнальными молекулами
      • 1. 7. 4. Синтез NO у растительных организмов
      • 1. 7. 5. Механизмы предотвращающие токсический эффект NO
      • 1. 7. 6. Синтез и роль NO при симбиозе

Бобово-ризобиальная система — межвидовое сообщество, образуемое высшими растениями (бобовыми) и микроорганизмами (клубеньковыми бактериями — ризобиями) (Brewin, 1991; Hirsch, 1992). Ризобиям это сожительство позволяет избежать конкуренции за источники питания в почвенной среде, а растениям получать необходимый для жизнедеятельности минеральный азот в виде NH3 из недоступного молекулярного азота воздуха (Кретович, 1994).

Известно, что повышение продуктивности сельскохозяйственных культур определяется многими факторами, среди которых первостепенная роль принадлежит азоту. Рациональное использование человеком симбиотической азотфиксации, этого уникального биологического феномена, позволяет повышать плодородие почв и получать стабильно высокие урожаи сельскохозяйственных культур, не подвергая риску загрязнения природную среду, как это случается при внесении минеральных удобрений.

Бобовые (Fabaceae) являются одним из самых больших семейств цветковых растений. У более 90% изученных видов обнаружена способность к азотфиксации (Проворов, 1992; Sprent, 2002). От взаимоотношения процессов ассимиляции азота и азотфиксации зависит применение азотных удобрений под бобовые с целью повышения их продуктивности (Кретович, 1987).

В настоящее время по степени изученности бобово-ризобиальный симбиоз значительно превосходит любую другую симбиотическую или фитопатогенную систему. В большинстве работ посвященных проблемам бобово-ризобиального симбиоза, рассматриваются стадии собственно азотфиксации, когда азотфиксирующий аппарат (зрелый клубенек) уже сформирован. Исследованию же начальных его этапов уделяется гораздо меньше внимания, в то время как именно от начальных стадий симбиоза зависит успешное прохождение его дальнейших этапов и в конечном итоге формирование эффективного азотфиксирующего аппарата. 7.

Начальные этапы симбиоза стали изучаться сравнительно недавно (Vincent, 1980; Brewin, 1991; Franssen et al. 1992). Одной из важнейших причин для изучения симбиоза стала возможность его использования в качестве очень удобной модели для разработки ряда фундаментальных и прикладных проблем физиологии, биохимии и генетики высших растений. Горох относится к числу бобовых растений наиболее эффективно фиксирующих атмосферный азот. Это растение выращивается в разных регионах земного шара. Главными странами производителями гороха являются Канада — 3,5 млн. тоннРоссия — 1,25- Европа 1,17- Китай — 0,9- Индия — 0,8- США ~ 0,56 (FAO, 2008).

Основными проблемами на начальных этапах бобово-ризобиального взаимодействия являются:

— узнавание растением-хозяином ризобий как симбиотических партнеров, отличие их от других многочисленных групп почвенных бактерий;

— механизмы проникновения и супрессирование защитных систем растения-хозяина, которые могут быть установлены заранее или индуцированы для защиты от патогенных микроорганизмов;

— регуляция количества проникающих ризобий для предотвращения их избытка в клетках растений и образования вследствие этого избыточного количества малоэффективных клубеньков;

— включение растением защитных механизмов в органах не связанных с нодуляцией для предотвращения проникновения в них ризобий;

— несоответствие конкурентоспособности ризобий и их азотфиксирующей активности (Ames-Gottfred, Christie, 1989; Орлова и др., 1991; Bottomley, 1992).

Формирование симбиоза между бобовыми растениями и клубеньковыми бактериями представляет собой сложный многоэтапный процесс, подверженный влиянию различных экологических факторов, регулирующих образование данной системы. Однако в естественной среде формированию и функционированию этой системы препятствуют различные внешние 8 факторы, которые контролируют от 30 до 80% варьирования симбиотических признаков и их действие может быть более значительным, чем суммарное действие обоих партнеров (Генетика симбиотической., 1998). В число таких факторов входит и минеральный азот (нитратный и аммонийный), высокие концентрации которого в почве при внесении азотных удобрении негативно сказываются на жизнедеятельности обоих партнеров, что ведет к снижению эффективности симбиоза или прекращению симбиотических взаимоотношений (Мишустин, Шильникова, 1973; Arrese-Igor et al., 1997). Нитратный азот задерживает появление клубеньков, снижает их количество, ингибирует активность нитрогеназы, индуцирует преждевременное старение клубеньков и их отмирание. И хотя вопрос об отрицательном влиянии высоких доз минерального азота возник еще в начале 20 века (Fred, Graul, 1916) он до сих пор не получил своего окончательного разрешения. Главная причина этого заключается в сложности и многоэтапности формирования и функционирования бобово-ризобиальных структур.

Исходя из недостаточной изученности влияния высоких доз минерального азота на установление симбиоза между бобовым растением и клубеньковыми бактериями были определены цель и задачи настоящей работы.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

.

Цель исследования состояла в изучении физиологических механизмов влияния минерального азота на начальные этапы формирования бобово-ризобиального симбиоза.

Поставленная цель определяла необходимость решения следующих задач:

1. Изучить поглощение проростками гороха нитратов в зависимости от инокуляции растений Rhizobium leguminosarum bv. viceae.

2. Определить влияние азотных соединений на процессы адгезии и проникновения ризобий в ткани корней этиолированных проростков гороха.

3. Оценить влияние минерального азота на начальные этапы взаимодействия симбионтов (искривление корневых волосков, образование инфекционной нити) с помощью световой микроскопии.

4. Изучить влияние минерального азота и ризобиальной инфекции на эндогенное содержание перекиси водорода, активность каталазы в корнях этиолированных проростков гороха.

5. Изучить генерацию оксида азота (NO) в корнях этиолированных проростков гороха в зависимости от минерального азота и ризобиальной инфекции.

Работа была выполнена в 2006;2009 гг. в рамках приоритетного направления РАН «Физико-химические основы биологических процессов и биотехнологии: геномика, протеомика, экспрессия генов, генно-направленные воздействия». Проект «Взаимодействие растений и микроорганизмов при действии биотических и абиотических стрессоровмолекулярные основы фитопатогенеза: защитно-регуляторные механизмы при развитии бобово-ризобиального симбиоза. Номер гос.рег. 01.2.007.07208.

Выводы:

1. Экзогенные нитрит и оксид азота (NO) оказывают отрицательное влияние на способность клубеньковых бактерий взаимодействовать с корнями проростков гороха.

2. Нитратная и аммонийная формы азотного удобрения даже в супервысоких дозах не влияют на жизнедеятельность клубеньковых бактерий in vitro и не оказывают влияния на адгезию и проникновение ризобий в корень.

3. Клубеньковые бактерии стимулируют поглощение проростками нитратного азота, что может быть причиной модуляции метаболизма и нарушения симбиотического взаимодействия.

4. Экзогенный NO в виде нитропруссида Na вызывает усиление синтеза Н202 в корнях проростков. Это свидетельствует о том, что нитрозативный стресс, вызванный в растениях экзогенным нитропруссидом Na, инициирует также окислительный стресс.

5. Высокая доза азота на фоне инокуляции способствует увеличению уровня Н202 в корнях через 30 мин. Пик в накоплении Н202 через 24 час и отсутствие изменений в уровне пероксида водорода через 1, 2, 6 час по сравнению с контролем свидетельствует, по-видимому, о регуляции ризобиальной инфекцией содержания в клетках АФК.

6. Содержание NO в корнях неинокулированных проростков гороха через 24 ч увеличивалось более чем в 2 раза в вариантах с нитритами (NaN02) и нитропруссидом натрия. В варианте с нитратами (KN03) при экспозиции 24 ч увеличения содержания NO в корнях не наблюдалось. Пик в накоплении NO в корнях (увеличение в 2 раза) на фоне нитратной соли (KN03) наблюдался при краткосрочной экспозиции (30 мин).

7. Ризобиальная инфекция и гемоглобин снижают генерацию NO в корнях проростков, вызванную экзогенным нитропруссидом Na и минеральным азотом, что свидетельствует о регуляции симбиотических взаимоотношений в условиях избыточного обеспечения минеральным азотом.

8. На основании полученных данных создана гипотетическая схема влияния минерального азота на установление бобово-ризобиального симбиоза, в которой основную роль играют АФК и АФА, выполняющих двоякую функцию: с одной стороны, как регуляторов симбиоза, с другой — депрессоров бобово-ризобиального симбиоза.

4.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Решение проблемы симбиотической азотфиксации важно как с научной, так и практической точек зрения. Научный аспект этой проблемы состоит в познании механизмов формирования и функционирования в бобовых растениях симбиотических структур — корневых клубеньков, своеобразной эндоплазматической ниши для клубеньковых бактерий, обеспечивающих снабжение растения усвояемым азотом. Практический интерес к симбиотической азотфиксации связан, прежде всего, с необходимостью повышения эффективности симбиотического усвоения растением атмосферного азота. В решении этой практической задачи несомненную роль играет познание физиологических, биохимических, генетических, анатомо-морфологических и других механизмов бобово-ризобиального симбиоза.

Немаловажное значение в формировании и функционировании бобово-ризобиального симбиоза играют внешние факторы, которые могут препятствовать установлению симбиоза. По литературным данным (Генетика симбиотической., 1998) внешние условия контролируют от 30 до 80% варьирования симбиотических признаков и их влияние может быть более значительным, чем суммарное действие макрои микросимбионта. В число таких внешних факторов входит и минеральный азот, высокие концентрации которого в почве при внесении азотных удобрений ингибируют формирование симбиоза, снижают его эффективность или ведут к полному прекращению симбиотического взаимоотношения между организмами. Хотя отрицательное влияние высоких доз минерального азота на симбиоз было замечено еще в начале 20 века (Fred, Graul, 1916), причина этого явления до сих пор окончательно не установлена.

При симбиотическом взаимодействии клубеньковые бактерии и растение-хозяин обмениваются химическими сигналами, что ведет к инициации внедрения ризобий в клетки растения и образованию симбиотических структур. В нашем обзоре (Глянько, Митанова, 2009) обобщены литературные данные о возможных физиологических причинах.

113 негативного влияния высоких концентраций почвенного минерального азота на бобово-ризобиальный симбиоз и особое внимание обращено на возможную роль активных форм кислорода (АФК) и азота (АФА) в установлении бобово-ризобиального симбиоза в условиях повышенного азотного питания бобового растения. Следует отметить, что вопрос о роли АФК и АФА в формировании бобово-ризобиального симбиоза на начальных этапах практически не изучен (Глянько, Васильева, 2007).

Исходя из этого, мы в настоящей работе исследовали влияние активных форм кислорода (АФК) и азота (АФА) на начальные этапы бобово-ризобиального симбиоза и на основании полученных результатов дали оценку роли АФК и АФА как эндогенных факторов, могущих влиять на установление симбиоза в условиях повышенных концентраций минерального азота.

Мы показали, что рост клубеньковых бактерий в культуре (in vitro) не нарушается даже при сверхвысоких дозах (до 60 мМ) минерального азота в среде культивирования. Однако дозозависимое ингибирование роста ризобий в культуре вызывает нитропруссид натрия — донор оксида азота (NO): на 58 и 23% при концентрации нитропропруссида натрия 0,67 и 0,019 мМ соответственно, что составляет приблизительно 3,3 и 0,1 мкМ оксида азота. Концентрация нитропруссида натрия 2 мМ на 80% ингибирует проникновение ризобий в ткани корня проростков гороха и нарушает взаимодействие ризобий с корнями гороха, что выражается в уменьшении длины корневых волосков и в отсутствии инфекционных нитей в волосках (Митанова и др., 2006; Глянько и др., 2008).

Интерес к оксиду азота обусловлен также тем, что уже в ризосфере образование этой и других газообразных молекул азота может достигать значительного уровня, особенно при внесении азотных минеральных удобрений, подвергающихся действию почвенных денитрифицирующих и нитрифицирующих бактерий (Skibe et al., 1993). Поэтому отрицательное влияние оксида азота на клубеньковые бактерии может проявляться уже в.

114 ризосфере, что может лишать их (по нашим данным) способности к взаимодействию с бобовым растением. Негативное влияние оксид азота оказывает и на рост корней растения: ингибирование накопления сырой массы корней проростков гороха достигало 58% при концентрации нитропруссида натрия 2 мМ.

Нами впервые установлено, что клубеньковые бактерии усиливают поглощение растением-хозяином нитратного азота при повышенной его дозе в среде. Этим свойством не обладает бесклубеньковый мутант гороха (Митанова и др., 2006а). Подобное явление было также отмечено при действии на клетки табака элиситора патогенного гриба (Phytophtora cryptogea) — криптогейна (cryptogein), который вызывал усиление потока экзогенных нитратов в цитоплазму через анионные каналы, экспрессию защитных генов, генерацию АФК, модуляцию активности протеинкиназ, сверхчувствительную реакцию клеток табака и их гибель (Wendehenne et al., 2002). По мнению этих авторов, усиленный поток нитратов в цитоплазму через анионные каналы плазмы модулирует метаболизм растения, что ведет к активации сигнальных систем и модуляции обмена веществ.

Возможно, что подобный механизм характерен и для ризобиальной инфекции в условиях повышенных концентраций минерального азота в среде. Экспрессия защитных генов, в которой участвуют нитраты, может быть одной из причин негативного влияния повышенных доз минерального азота на установление симбиоза. Дальнейшее изучение механизма этого явления при бобово-ризобиальном симбиозе представляет несомненный интерес и прежде всего с точки зрения изучения функций тех сигнальных молекул, которые могут образовываться при превращении нитратов в клетке.

Как уже отмечалось, важнейшим соединением в животных и растительных клетках является оксид азота, фундаментальная роль которого связана с его сигнальной функцией и регуляцией различных физиологических процессов (Глянько и др., 20 096). Поскольку одним из путей генерации NO в растительных клетках является.

115 нитратвосстанавливающая ферментативная система, то «избыточное» образование оксида азота в клетках растения может быть одной из причин негативного влияния повышенных доз нитратов на симбиоз. Мы установили, что экспозиция проростков на среде с экзогенным донором NOнитропруссидом натрия, ведет к резкому увеличению содержания пероксида водорода в корнях. Следовательно, NO инициирует синтез проростками Нг02, что может усиливать защитные реакции растения и оказывать токсический эффект на ризобии и таким образом нарушать установление симбиоза.

Исследования по изучению генерации оксида азота в корнях проростков гороха с помощью флуоресцентной микроскопии позволили установить следующее. Показано, что резкий всплеск генерации NO в эпидермальных клетках корней наблюдается после 30-минутной экспозиции, независимо от концентрации минерального азота в среде (2 и 20 мМ). В дальнейшем (через 1 и 24 час) интенсивность флуоресценции не отличалась от контроля (Н20).

Ризобиальная инфекция снижает генерацию NO в эпидермальных клетках корня на фоне высокой дозы минерального азота и нитропруссида Na .

Свойством снижать синтез оксида азота в клетках корня обладает также гемоглобин. Эти данные однозначно свидетельствуют о том, что ризобиальная инфекция и гемоглобин способны регулировать содержание.

NO в клетках корней гороха. В тоже время по нашим данным, выполненным совместно с сотрудниками лаборатории физиологии растений и фитоиммунологии (Глянько и др., 2008а) показано, что ризобиальная инфекция снимает стимулирующий эффект высокой дозы азота на активность микросомальной НАДФН-оксидазы, что свидетельствует о возможной регуляции ризобиями уровня АФК в клетках корня. Но так же следует отметить, что экзогенный N0 в виде нитропруссида Na стимулирует активность НАДФН-оксидазы. Таким образом, можно предполагать, что регуляция уровня АФК и АФА в клетках может быть связана с уровнем оксида азота в клетках, с его влиянием на активность НАДФН-оксидазы и.

116 способностью ризобий регулировать уровень АФК путем влияния на активность этого фермента.

Формирование бобово-ризобиального симбиоза находится под контролем как микро-, так и макросимбионта, ключевым звеном взаимодействия которых, по-видимому, является бобово-ризобиальный комплекс (БРК) — ризобиальный Nod-фактор и растительный рецептор. При участии БРК растение-хозяин активно противодействует негативному влиянию неблагоприятных для установления симбиоза факторов. В случае высоких доз минерального азота модуляция метаболизма растения-хозяина идет как под влиянием БРК, так и минерального азота, что приводит, по-видимому, к подавлению механизмов благоприятствующих симбиотическому взаимодействию.

Выше сказанное представлено в гипотетической схеме (Рис. 4.1.) в которой влияние минерального азота и других абиотических факторов на взаимодействие симбионтов связано с генерацией растением-хозяином АФК и АФА, играющих роль, с одной стороны, регуляторов симбиоза, а с другойдепрессоров установления симбиотических взаимоотношений.

Рис. 4.1. Гипотетическая схема влияния нитратов и других экзогенных факторов на формирование бобово-ризобиального симбиоза.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.А., Лапикова В. П. Генерация кислородных радикалов фенольными соединениями в связи с иммунитетом растений // В кн.: Кислородные радикалы в химии, биологии и медицине. Рига: Рижский мед. Институт. 1988. С.203−222.
  2. Л.А., Майстренко Г. Г. Влияние инфицирования и минерального азота на полимеры клеточных стенок корней бобовых // Изв. Сиб. Отделения АН СССР. Серия Биол. науки. 1989. № 2, вып.2. С. 67−70.
  3. Ал.Х., Чемерис А. В., Баймиев Ан.Х. и др. Углеводсвязывающие пептиды лектинов бобовых растений в связи с хозяйской специфичностью макросимбионта при образовании симбиоза с клубеньковыми бактериями // Генетика. 2001. Т. 37, № 2. С.215−222.
  4. В.Г. Инициация заражения бобовых клубеньковыми бактериями // В кн. Инфекционные болезни растений. Физиологические и биохимические основы. М.: Агропромиздат, 1987. С. 69−87.
  5. Бах А.Н., Опарин А. И. Определение каталазы // В кн.: Практикум по общей биохимии. М.: Наука. 1982. С. 151−152.
  6. , В.А. Методические рекомендации по получению новых штаммов Rhizobium leguminosarum и оценки их эффективности // Л.: ВНИИСХМ, 1976. 31с.
  7. Г. А., Джемухадзе К. М., Милешко Л. Ф. Определение белка в растениях с помощью белка амидо-черного // Физиол.раст. 1982. Т. 29. Вып. 1.С. 198−200.
  8. Г. Г., Глянько А. К., Ищенко А. А. и др. Активность НАДФН-оксидазы в зонах корня проростков гороха, различающихся по чувствительности к ризобиальной инфекции // Вестник ХНАУ. серия биология. 2008. Вып.2 (11). С.34−42.
  9. Г. Г., Глянько А. К., Ищенко А. А. и др. Активность НАДФН-оксидазы в корнях проростков гороха при инокуляции клубеньковыми бактериями // Вестник ХНАУ. Серия Биология. 2008. Вып.3(15). С.6−14.
  10. Г. Г., Миронова Н. В., Лузова Г. Б. и др. Влияние инокуляции гороха азотфиксирующими бактериями разной эффективности и совместимости на содержание перекиси водорода и активность каталазы в проростках // Агрохимия. 2004. № 6. С. 68−73.
  11. Г. Г., Глянько А. К., Миронова Н. В. Участие перекиси водорода на начальных этапах бобово-ризобиального симбиоза // С.-х. биология. 2004а. № 3. С. 101−105.
  12. Г. Г., Миронова Н. В., Глянько А. К. и др. Генерация супероксидных радикалов в проростках гороха при инокуляции азотфиксирующими бактериями разной совместимости // С.-х. биология. 2001. № 3. С. 79−83.
  13. Генетика симбиотической азотфиксации с основами селекции (ред. И. А. Тихонович, Н.А. Проворов). СПб.: Наука, 1998, 194 с.
  14. A.M., Деленян Н. В. Пространственный фактор в регуляции свободнорадикальных процессов // Материалы международного симпозиума «Кислород и свободные радикалы». Гродно. 1996. С.40−41.
  15. А.К., Акимова Г. П., Соколова М. Г. и др. Защитно-регуляторные механизмы при развитии бобово-ризобиального симбиоза // Прикл. биохим. и микробиол. 2007. Т. 43, № 3. С. 289−297.
  16. А.К., Васильева Г. Г. Особенности действия активных форм кислорода и азота при бобово-ризобиальном симбиозе // Вестник ХНАУ, Серия биология. 2007а. Вып. 3 (12). С. 27−41.
  17. А.К., Митанова Н. Б. Физиологические механизмы отрицательного влияния высоких доз минерального азота на бобово-ризобиальный симбиоз // Вестник ХНАУ, Серия биология. 2008. Вып. 2(14). С. 26−41.
  18. А.К., Митанова Н. Б., Степанов А. В. Физиологическая роль оксида азота (NO) у растительных организмов // Журнал стресс-физиологии и биохимии. 20 096. Т. 5, № 1. С. 33−52. (www.jspb.ru)
  19. А.К., Васильева Г. Г., Ищенко А. А. и др. Активность НАДФН-оксидазы в корнях проростков гороха при ризобиальной инфекции в зависимости от действия неблагоприятных факторов. Вестник ХНАУ. Серия Биология 2008а. Т. 3 (15). С.6−14.
  20. А.К., Митанова Н. Б., Макарова JI.E. и др. Влияние азотсодержащих соединений на рост клубеньковых бактерий в культуре и их взаимодействие с корнями проростков гороха // С.-х. биология. 2009. № 1.С.83−88.
  21. А.К., Васильева Г. Г., Митанова Н. Б. и др. Влияние минерального азота на бобово-ризобиальный симбиоз // Известия РАН, Серия биол. 2009а. Т. 36, № 3. С.302−312.
  22. Д.М. Биологическое узнавание в физиологических процессах растения // Физиология и биохимия культ, растений. 1985. Т. 17, № 3. С. 211−219.
  23. А.П. Сигнальная роль оксида азота у растений // Цитология и генетика. 2004. Т. 38, № 4. С.67−75.
  24. JI.B., Колеснева Е. В., Князев Д. М. и др. Защитная роль оксида азота при окислительном стрессе, индуцированном в растениях табака пероксидом водорода. Физиология растений. 2007. Т. 54. С.847−855.
  25. А.В. К вопросу о регуляторной роли активных форм кислорода в клетке //Биохимия. 1998. Т. 63. № 9. С. 1305−1306.
  26. М.В., Лукаш А. И., Гуськов Е. П. Роль низкомолекулярных антиоксидантов при окислительном стрессе // Успехи современной биологии. 1993. Т. 113. №.4. С. 456−470.
  27. Е.В. Механизмы ингибирующего влияния минерального азота на процесс формирования бобово-ризобиальной системы // Физиология и биохимия культ, растений. 2001. — Т. 33, № 2. — С. 95 104.
  28. Е.В., Маличенко С. М., Старченков Е. П. Влияние различных концентраций минерального азота на жизнеспособность Bradyrhizobium в чистой культуре // Физиология и бихимия культ, растений. 1993. Т.25, № 1. С. 24−27.
  29. Ю.Е., Карпец Ю. В. Активные формы кислорода при адаптации растений к стрессовым температурам // Физиология и биохимия культурных растений. 2009. Т.49, № 1. С.95−108.
  30. Ю.Е., Карпец Ю. В. Участие оксида азота (NO) в трансдукции сигналов абиотических стрессоров у растений //Вестник ХНАУ, сер. Биология 2009, вып 3 (18). С. 6−19.
  31. В.Л. Биохимия усвоения азота растениями. М.: Наука, 1994. 164 с.
  32. В.Л. Усвоение и метаболизм азота у растений. М: Наука, 1987. 486с.
  33. М.Д., Панасюк Е. Н., Луцик А. Д. Лектины. Львов: Вищф шк., 1981. 154 с.
  34. Н.Е., Салькова Е. Г. Межклеточное распознавание ииндуцирование устойчивости картофеля к возбудителю фитофтороза //124
  35. Молекулярные и генетические механизмы взаимодействия микроорганизмов с растениями. Пущино. 1989. С. 158−164.
  36. Л.Е., Латышева С. Е., Путилина Т. Е. Влияние фенольных соединений, выделяемых в темноте корнями гороха, на размножение Rhizobium // Прикл. биохим. и микробиол. 2007. Т. 43. № 4. С. 479−485.
  37. Л.Е., Нурминский В. Н. Влияние температуры на локализацию «свободных» ФС в тканях корней и деформацию корневых волосков у инокулированных Rhizobium проростков гороха // Цитология. 2005. Т. 47. № 6. С. 519−525.
  38. И.В., Черепанова Е. А. Про/антиоксидантная система и устойчивость растений к патогенам // Успехи соврем, биологии. 2006. Т. 126, № 3. С. 250−261.
  39. Г. Г., Яковлева З. М. Неравнозначность действия высоких доз минерального азота на разных этапах инфицирования бобовых растений // Известия Сиб. отд. АН СССР. Сер. Биол. науки. 1985. Вып. 3(18). С. 31−35.
  40. С.М., Назаренко Н. И., Кириченко Е. В. и др. О значении лектина корней люпина в установлении контакта между растением и ризобиями при формировании симбиоза // Физиология и биохимия культ, растений. 1994. Т. 26, № 4. С. 333−338.
  41. С.С. // Физиология растений. СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та. 2004. 336 с.
  42. Е.Б., Зенков Н. К., Реутов В. П. Оксид азота и NO-синтазы в организме млекопитающих при различных функциональных состояниях //Биохимия. 2000. Т. 65, вып.4. С.485−503.
  43. Е.Б., Зенков Н. К. Антиоксиданты и ингибиторы радикальных окислительных процессов // Успехи современной биологии. 1993. Т. 113, Вып. 4. С. 442−455.
  44. Н.М. Активированный кислород и жизнедеятельность растений // Соровский образовательный журнал. 1999, № 9. С.20−26.
  45. Д.И. Активация кислорода ферментативными системами. М.: Наука, 1982. 256 с.
  46. Н.Б., Глянько А. К., Васильева Г. Г. Влияние азотных соединений на адгезию и проникновение клубеньковых бактерий в ткани корней и рост этиолированных проростков гороха // Агрохимия. 2006. № 10. С. 52−55.
  47. Н.Б., Миронова Н. В., Глянько А. К. Поглощение нитратов проростками гороха в зависимости от дозы азота и инокуляции клубеньковыми бактериями//Агрохимия. 2006. № 1. С. 32−33.
  48. Е.Н., Шильникова В. К. Клубеньковые бактерии и инокуляционный процесс. -М.: Наука, 1973. С. 143−155.
  49. И.Ф., Фесенко А. Н., Орлов В. П. Оценка конкурентной способности Rhizobium leguminosarum И Докл. ВАСХНИЛ. 1991. № 11. С.27−32.
  50. М.А. Некоторые функцинальные и биохимические особенности полисахаридов клубеньковых бактерий гороха: Автореф. дис. .канд.биол.наук. Киев, 1989. 21с.
  51. Н.А. Взаимосвязь между таксономией бобовых и специфичностью их взаимодействия с клубеньковыми бактериями // Ботанический журнал. 1992. Т.77. № 8.С.21−32.
  52. Н.А. Коэволюция бобовых растений и клубеньковых бактерий: таксономические и генетические аспекты // Журнал общей биологии. 1996. Т. 57. № 2. С.52−77.
  53. С.Я., Конопляников А. Г., Иванников А. И. и др. Биология окиси азота // Успехи современной биологии. 1999. Т. 119, № 4. С. 380 395.
  54. З.Г. Процесс заражения растений клубеньковыми бактериями // В кн.: «Биологический азот и его роль в земледелии». (Отв.редактор Е.Н. Мишустин). М.: Наука, 1967. С. 64−76.
  55. В.П. Цикл оксида азота в организме млекопитающих // Успехи биол. химии. 1995. Т. 35. С. 189−228.
  56. В.П., Сорокина Е. Г., Косицин Н. С. Проблемы оксида азота и цикличности в биологии и медицине // Успехи современной биологии.2005. Т. 125.№ 1. С. 41−65.
  57. В.Д. Фотосинтетический кислород: роль Н2О2 //Биохимия. 1997. Т. 62. Вып.5. С.531−534.
  58. .К. Пероксидазы и каталазы // Неорганическая химия. М.: Мир. 1978. С. 434−470.
  59. Связывание молекулярного азота клубеньковыми бактериями в симбиотических и культуральных условиях (ред. Е.П. Старченков). Киев: Наукова думка, 1984. 224 с.
  60. К.К., Шумный В. К., Назарюк В. М. и др. Симбиотическая азотфиксация: генетические, селекционные и эколого-агрохимические аспекты. Новосибирск: Академическое изд-во «Гео», ИЦИГ СО РАН.2006. С. 109−117.
  61. В.П. Кислород в живой клетке: добро и зло // Соровский образовательный журнал. 1996. № 3. С. 4−10.
  62. М.Г. Физиологические особенности начальных этапов инфицирования корней гороха Rhizobium leguminosarum при разных температурах. Автореф. диссерт. на соиск. уч. степени канд.биол.наук. Иркутск. СИФИБР СО РАН. 2001. 21с.
  63. И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 294 с.
  64. А.Ф., Петрова Н. Э. Гемоглобины: эволюция, распространение и гетерогенность//Успехи биол. химии. 2001. Т. 41. С. 199−228.
  65. К.Т. Активные формы кислорода и регуляция экспрессии генов //Биохимия. 2002. Т. 67, Вып.З. С.339−352.
  66. Н.Н., Лебедева О. В., Савицкий А. П. Пероксидазный катализ и его применение. М.: Изд-во МГУ. 1981. 92 с.
  67. М.В., Козлов И. В. Влияние связанных соединений на азотфиксирующую активность клубеньковых бактерий в клубеньках сои и гороха и взаимоотношения между ними и бобовыми растениями // Микробиология. 1954. Т. 23. № 5. С. 534−543.
  68. Е.А., Жизневская Г. Я., Альжарапова Ж. К. и др. Фитогормоны в азотфиксирующих клубеньках бобовых растений // Физиология и биохимия культ, растений. 1991. -Т. 23, № 5. С. 426−438.
  69. Филиппович С. Ю, Бачурина Г. П., Крицкий М. С. Исследование выброса нитрата и нитрита из клеток мутантов Neurospora crassa, лишенных нитрат- и нитритредуктазной активности // Прикл. биохим. и микробиол. 2007. Т. 43. С. ЗЗ 1−337.
  70. Хадри А.-Е., Спайнк Г. Бисселинг Е. и др. Разнообразие процессов образования корневых клубеньков и их инфицирование ризобиями // В кн. ^/"гобшсеяе/Молекулярная биология бактерий взаимодействующих с растениями. С-Пб. 2002. С.373−387.
  71. М.И. Участие поверхностных полисахаридов и белков бактерий семейства Rhizobiacea в адсорбции и прикреплении к поверхности растений // Микробиология. 1996. Т. 65, № 6. С. 725−739.
  72. В.К. Процесс инфицирования бобового растения клубеньковыми бактериями // В кн. Биологический азот в сельском хозяйстве СССР. М.: Наука, 1989. С.46−52.
  73. В.К., Сидоренко О. Д., Эргашева Н. Влияние минерального азота на процесс инфицирования бобовых растений клубеньковымибактериями // Биол.науки. 1971, № 9. С. 83−87.128
  74. В.К., Сидорова К. К., Клевенская И. Л. и др. Биологическая фиксация азота. Новосибирск: Наука, 1991. С. 87−95.
  75. З.М., Майстренко Г. Г. Влияние минерального азота на бобово-ризобиальный симбиоз и его утилизация посредством симбиоза // Минеральный и биологический азот в земледелии СССР. М.: Наука, 1985. С. 190−194.
  76. Л. Г. Трошина Н.Б., Сурина О. Б. Сигнальные молекулы в регуляции взаимоотношений растений пшеницы с грибными патогенами // Устойчивость организмов к неблагоприятным факторам среды. Материалы Всерос. конференции, Иркутск, 2009, С. 542−544.
  77. Ahlawat A., Jain V., Nainawatee N.S. Effect of low temperature and rhizospheric application of naringenin on pea Rhizobium leguminosarum biovar viceae symbiosis I I J. Plant Biochem. Biotechnol. 1998. V. 7, № 1. P. 35−38.
  78. Alamillo J.M., Garcia-Olmedo F. Effect of urate, a natural inhibitor of peroxynitrite-mediated toxicity, in the response of Arabidopsis thaliana to the bacterial pathogen Pseudomonas syringae II Plant J. 2001. V. 25. P.529−540.
  79. Alkan N., Davydov O., Sagi M. et al. Ammonium secretion by Colletotrichum coccodes activates host HADPH oxidase activity enhancing host cell death and fungal virulence in tomato fruits // Mol. Plant-Microbe Interact. 2009. V. 22, № 12. P. 1484−1491.
  80. Alvarez M.E., Pennell R.I., Meijer R.J., et al. Reactive oxygen intermediates mediate systemic signal network in the establishment of plant immunity // Cell. 1998. V. 92. N 6. P. 773−784.
  81. Anderson L., Mansfield T.A. The effects of nitric oxide pollution on the growth of tomato. //Environ. Pollution. 1979. 20. P. 113−121.
  82. Anderson I.C., Levine J.S. Relative rates of nitric oxide and nitrous oxide production by nitriflers, denitrifiers, and nitrate respirers // Appl. Environ. Microbiol. 1986. V. 51, № 5. P. 938−945.
  83. Ames-Gottfred N.P., Christie P.R. Competition among strains of Rhizobium leguminosarum biovar trifolii and use of dialed analysis for assessing competition //Appl.Environ.Microbiol. 1989. V. 55. № 6. P. 1599−1604.
  84. Apel K., Hirt H. Reactive oxygen species: metabolism, oxidative stress, and signal transduction//Annu. Rev. Plant Biol. 2004. V. 55. P. 373−399.
  85. Arabidopsis Genome Initiative. Analysis of the genome sequence of the flowering plant A. thaliana //Nature. 2000. V. 408. P.796−815.
  86. Arasimowicz M., Floryszak-Wieczorek J. Nitric oxide as a bioactive signaling molecule in plant stress responses // Plant Sci. 2007. V. 172. P.876−887.
  87. Arnaud N., Murgia I., Boucherez J. et al. An iron-induced nitric oxide burst precedes ubiquitin-dependent protein degradation for Arabidopsis AtFeel ferritin gene expression // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P.23 579−23 588.
  88. Arrighi J.F., Barre A., Ben Amor В., et al. The Medicago truncatula lysine motif-receptor-like kinase gene family includes NFP and new nodule-expressed genes. // Plant Physiol. 2006. V. 142. P. 265−279.
  89. Arrese-Igor C., Michin F.R., Gordon AJ. et al. Possible causes of the physiological decline in soybean nitrogen fixation in the presence of nitrate // J. Exp. Bot. 1997. — V. 48, № 4. — P. 905−913.
  90. S., Ohta K., Yoshioka H. МАРК signaling regulates nitric oxide and NADPH oxidase-dependent oxidative bursts in Nicotiana benthamiana H Plant Cell. 2008. V. 20.№ 5. P. 1390−1406.
  91. Asai S., Yoshioka H. The role of radical burst via МАРК signaling in plant immunity // Plant Signaling Behavior. 2008. V.3. P.920−922.
  92. Asai S., Yoshioka H. Nitric oxide as a partner of reactive oxygen species participates in disease resistance to necrotrophic pathogen Botrytis cinerea in Nicotiana benthamiana. Mol. Plant-Microbe Interac. 2009.V. 22. P.619−629.
  93. Baker С .J., Orlandi E.W. Active oxygen in plant pathogenesis // Annu. Rev. Phytopathology. 1995. V. 33. P. 299−321.
  94. Balavoine G.C., Geletii Y.V. Peroxynitrite scavenging by different antioxidants. Part 1: convenient assay // Nitric Oxide. 1999. V. 3. P.40−45.
  95. Barbulova A., Rogato A., D’Apuzzo et al. Differential effects of combined N sources on early steps of the Nod factor dependent transduction pathway in Lotus japonicus II Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20, № 8. P. 9 941 003.
  96. Barroso J.B., Corpas F.J., Carreras A. et al. Localization of nitric oxide synthase in plant peroxisomes // J. Biol. Chem. 1999. V.274. P.36 729−36 733.
  97. Baudouin E., Pieuchot L., Engler G. et al. Nitric oxide is formed in Medicago truncatula — Sinorhizobium meliloti functional nodules // Mol. Microbe-Plant Interact. 2006. V. 19, № 9. P. 970−975.
  98. Becana M., Minchin F.R., Sprent J.I. Short-term inhibition of legume N2 fixation by nitrate. Nitrate effects on nitrate reductase activities of bacteroids and nodule cytosol//Planta. 1989. V. 180, № 1. P.40−45.
  99. Becana M., Sprent J. Nitrogen fixation and nitrate reduction in the root nodules of legumes // Physiol. Plant. 1987. V. 70, № 4. P. 757−765.
  100. Beck K-F., Eberhardt W., Frank S. et al. Inducible NO synthase: role in cellular signaling // J. Exp. Biol. 1999. V. 202. P.645−653.
  101. Beligni M.W., Lamattina L. Nitric oxide stimulates seed germination and de-etiolation, and inhibits hypocotyls elongation, there light-inducible responses in plants//Planta. 2000. V. 210. P.215−221.
  102. Beligni M.N., Lamattina L. Is nitric oxide toxic or protective? // Trends in Plant Science. 1999. V. 4. P. 299−306.
  103. Besson-Bard A., Pugin A., Wendehenne D. New insights into nitric oxide signaling in plants // Annu. Rev. Plant Biol. 2008. V. 59. P.21−39.
  104. Bethke P.C., Badger M.P., Jones R.L. Apoplastic synthesis of nitric oxide by plant tissues//Plant Cell. 2004. V. 16. P.332−341.
  105. Blilou I., Ocampo J., Garcia-Garrido J. Resistance of pea root to endomycorrizal fungus or Rhizobium Correlates with enhanced levels of endogenous salicylic acid // J. Exp. Bot. 1999. V. 50. N. 340. P. 1663−1668.
  106. Bolwell G.P., Woitaszek P. Mechanisms for the generation of reactive oxygen species in plant defense — a broad perspective // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1997. V. 51. P. 347−366.
  107. Bolwell G.P. Role of active oxygen species and NO in plant defence responses // Cur. Opin. Plant Biol. 1999. V. 2. № 4. p. 287−294.
  108. Bottomley P.J. Ecology of Bradyrhizobium and Rhizobium IIIn: Biologycal Nitrogen Fixation. Acad. Press: New York. London, 1992. P.293−384.
  109. Bowler C., Neuhaus G., Yamagata H. et al. Cyclic GMP and calcium mediate phytochrome phototransduction // Cell. 1994. V. 77. P.73−81.
  110. Brewin N.J. Development of the legume root nodule // Ann.Rev.Cell Biol. 1991. 7. P.191−226.
  111. Bright J., Desikan R., Hancock J.T. et al. ABA-induced NO generation and stomatal closure in Arabidopsis are dependent on H2O2 synthesis // Plant Journal. 2006. V. 45. P. 113−122.
  112. Bueno P., Soto M.J., Rodriguez-Rosales M.P. et al. Time-course of lipoxygenase, antioxidant enzyme activities and Н2Ог accumulation during the early stages of Rhizobium legume symbiosis // New Phytol. 2001. V. 152, № 1. P. 91−96.
  113. Buffard D., Esnault R., Kondorosi A. Role of plant defense in alfalfa during symbiosis//World J. Microbiol. Biotechnol. 1996. V. 12, № 2. P. 175−188.
  114. Butt YK-C., Lum JH-K., Lo S. C-L. Proteomic identification of plant proteins probed mammalian nitric oxide synthase antibodies // Planta. 2003. V. 216. N. 5. P. 762−771.
  115. Caba J.M., Centeno M.L., Fernandez B. et al. Inoculation and nitrate alter phytohormone levels in soybean roots: differences between a supernodulating mutant and the wild type // Planta. 2000. V. 211, № 1. P. 98−104.
  116. Caba J.M., Poveda J.L., Gresshoff P.M. et al. Differential sensitivity of nodulation to ethylene in soybean cv. Bragg and a supernodulating mutant // New Phytol. 1999. V. 142, № 2. P. 233−242.
  117. Caba J.M., Regalde L., Ligero F. Nitrate-induced ethylene biosynthesis and the control of nodulation in alfalfa // Plant Cell Environ. 1998. V. 21, № 1. P.87−93.
  118. Caba J.M., Lluch C., Hervas A., Ligero F. Nitrate metabolism in roots and nodules of Vicea faba in response to exogenous nitrate // Physiol. Plant. 1990. V. 79, № 3. P. 531−539.
  119. Caetano-Analles G., Crist-Estes D.K., Bauer D.W. Chemotaxis of Rhizobium meliloti to the plant flavone Iuteolin requires functional nodulation genes // J. Bacteriol. 1988. V. 170, № 7. P. 3164−3169.
  120. Carroll B.J., McNeil D.L., Gresshoff P.M. A supernodulation and nitrate-tolerant symbiotic (nts) soybean mutant // Plant Physiol. — 1985. V. 78, № l.-P. 34−40.
  121. Carroll B.J., Mathews A. Nitrate inhibition of nodulation in legumes. // Molecular Biology of Symbiotic Nitrogen Fixation (ed. Gresshoff P.M.). -Boca Raton, FL: CRC Press Inc., 1990. -P. 159- 180.
  122. Cataldo D.A., Haroom M., Schrader L.E., Young V.L. Rapid colorimetric determination of nitrate in plant tissue by salicylic acid // Communication in Soil Science and Plant Analysis. 1975. V. 6. N 1. P. 71−80.
  123. Cevahir G., Aytamka E., Elor G. The role of nitric oxide in plants// Biotechnol. Biotechnol. Equipment. 2007. V.21, № 1. P. 13−17.
  124. Cho M.J., Harper J.E. Effect of abscisic acid application on root isoflavonoid concentration and nodulation of wild type and nodulation-mutant soybean plants//Plant Soil. 1993. V. 153, № 1. P. 145−149.
  125. Cho M-J., Harper J.E. Effect of inoculation and nitrogen on isoflavonoid concentration in wild-type and nodulation-mutant soybean roots // Plant Physiol. 1991. V. 95, № 2. P. 435−442.
  126. Cho M.J., Harper J.E. Effect of localized nitrate application on isoflavonoid concentration and nodulation in split-root systems of wild-type and nodulation mutant soybean plants // Plant Physiol. 1991a. V. 95, № 4. P. 1106−1112.
  127. Cooper J.E. Multiple responses of rhizobia to flavonoids during legume root infection//Adv. Bot. Res. 2004. V. 41. P. 1−62.
  128. Coronado C., Zuanazzi J.A.S., Sallaud C. et al. Alfalfa root flavonoid production is nitrogen regulated//Plant Physiol. 1995. V. 108. № 2. P. 533 542.
  129. Corpas F.J., Barroso J.B., Carreras A. et al. Constitutive arginine-dependent nitric oxide synthase activity in different organs of pea seedlings during plant development // Planta. 2006. V. 224. P. 246−254.
  130. Corpas F.J., Barroso J.B., Carreras A. et al. Cellular and subcellular localization of endogenous nitric oxide in young and senescent pea plants // Plant Physiol. 2004. V. 136. P. 2722−2733.
  131. Correa-Aragunde N., Graziano M., Lamattina L. Nitric oxide plays a central role in determining lateral root development in tomato // Planta. 2004. V. 218. P.900−905.
  132. Courtois C., Besson A., Dahan J. at al. Nitric oxide signaling in plants: interplays with Ca2+ and protein kinases // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 155 163.
  133. Crawford N.M. Nitrate: nutrient and signal for plant growth // Plant Cell. 1995. V. 7, № 7. P. 859−868.
  134. Crawford N.M. Mechanisms for nitric oxide synthesis in plants // J. Exp. Bot. 2006. V. 57.N.2. P. 471−478.
  135. Crawford N.M., Galli M., Tischner R. et al. Response to Zemojtel et al.: plant nitric oxide synthase: back to square one // Trends in Plant Science. 2006. V. 11. P. 526−527.
  136. Culotta E., Koshland D.E. NO news is good news // Science. 1992. V. 258. P.1862−1865.
  137. Cueto M., Hernandez-Perera О., Martin R. et al. Presence of nitric oxide synthase activity in roots and root nodules of Lupinus alhus // FEBS Lett. 1996. V. 398. N. l.P. 159−164.
  138. Dakora F.D. Defining new roles for plant and rhizobial molecules in sole and mixed plant cultures involving symbiotic legumes // New Phytol. 2003. V. 158, № 1. P. 39−49.
  139. Day D.A., Carroll B.J., Delves A.C. et al. Relationship between autoregulation and nitrate inhibition of nodulation in soybeans // Physiol. Plant. 1989. V. 75,№ 1. P.37−42.
  140. Dazzo F.B., Brill W.J. Regulation of recognition in the Rhizobium clover symbiosis // Current perspectives in nitrogen fixation. Canberra. 1978. V. 62, № 1. P. 292−295.
  141. Del Rio L.A., Corpas F.J., Sandalio L.M. et al. Reactive oxygen species, antioxidant systems and nitric oxide in peroxisomes // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P.1255−1272.
  142. Delledonne M. NO news is good news for plants // Cur. Opin. Plant Biol. 2005. V. 8. P. 390−396.
  143. Delledonne M., Xia Y., Dixon R.A. et al. Nitric oxide functions as a signal in plant disease resistance //Nature. 1998. V. 394. P.585−588.
  144. Delledonne M., Zeier J., Marocco A. et al. Signal interactions between nitric oxide and reactive oxygen intermediates in the plant hypersensitive disease resistance response // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98, N. 23. P. 13 454−13 459.
  145. Desaki Y., Miya A., Venkatesh B. et al. Bacterial lipopolysaccharides induce defense responses associated with programmed cell death in rice cells // Plant Cell Physiol. 2006. No. 47. P. 1530−1540.
  146. Desikan R., Burnett E.C., Hancock J.T. et al. Harpin and hydrogen peroxide induce the expression of homologue of gp91-phox in Arabidopsis thaliana suspension cultures // J. Exp. Bot. 1998. V. 49. P.1767−1771.
  147. Dixon R., Kahn D. Genetic regulation of biological nitrogen fixation // Nat. Rev. Microbiol. 2004. V. 2. N. 8. P. 621−623.
  148. Diaz C.L., Hosselet M., Logman G.J.J, et al. Distribution of glucose / vannose-specific isolectins in pea (Pisum sativum L.) seedlings // Planta. -1990. — V.181, N. 4. P. 451−561.
  149. Doke N., Miura Y., Sanchez L.M. et al. The oxidative burst protects plants against pathogen attact: Mechanism and role as an emergency signal for plant bio-defence a review // Gene. 1996. V. 179, N. 1. P. 45−51.
  150. Dordas C., Hasinoff B.B., Rivool J. et al. // Planta. 2004. V. 219, N. 1. P. 6672.
  151. Dordas C., Rivoal J., Hill R.D. Plant haemoglobins, nitric oxide and hypoxis stress // Ann. Bot. 2003. V. 91, N. 2. P. 173−178.
  152. Durner J., Gow A.J., Stamler J.S. et al. Ancient origins of nitric oxide signalling in biological systems // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96 P.14 206−14 207.
  153. Durner J., Wendehemme D., Klessing D.F. Defense gene induction in tobacco by nitric oxide., cyclic GMP and cyclic ADP-ribose // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P.10 328−10 333.
  154. FAO (Food and Agriculture organization) // 2008. (http://en.wikipedia.org/wiki/Food andAgricultureorganization)
  155. Ferguson B.J., Mathesius U. Signaling interactions during nodule development // J. Plant Growth Reg. 2003. V. 22, N. 1. P. 47−72.
  156. Fewson C.A., Nicholas D.J.D. Utilization of nitric oxide by microorganisms and higher plants //Nature. 1960. V. 188. N. 4753. P. 794−796.
  157. Fischer H.M. Genetic regulation of fixation in rhizobia // Microbiol. Rev. 1994. V. 58, N. 3. P. 352−386.
  158. Fliegert R., Gasser A., Guse A.H. Regulation of calcium signalling by adenine-based second messengers // Biochem. Soc. Trans. 2007. V.35. P. 109 114.
  159. Flores Т., Todd C.D., Tovar-Mendez A. et al. Arginase-negative mutants of Arabidopsis exhibit increased nitric oxide signalling in root development // Plant Physiol. 2008. V.147. P. 1936−1946.
  160. Foissner I., Wendehenne D., Laangebartels C. et al. Technical advance: in vivo imaging of an elicitor-induced nitric oxide burst in tobacco // Plant J. 2000. V. 23. P.817−824.
  161. Forde B.G. Local and long-range signaling pathways regulating plant responses to nitrate // Annu. Rev. Plant Biol. 2002. V. 53. P. 203−224.
  162. Foucher F., Kondorosi E. Cell cycle regulation in the course of nodule organogenesis in Medicago // Plant Mol. Biol. 2000. V. 43, N. 5−6. P. 773 786.
  163. Franssen H.J., Vijin I., Yang W.C. et al. Developmental aspects of the Rhizobium-legume symbiosis // Plant Mol. Biol. 1992. V. 19. P. 89−107.
  164. Fred E.B., Graul J. The effect of soluble nitrogenous salts on nodule formation // J. Amer. Soc. Agron. 1916. V. 8, N. 3. P. 316−328.
  165. Gabaldon C., Gomez Ros L.V., Pedreno M.A. et al. Nitric oxide production by the differentiating xylem of of Zinnia elegans // New Phytol. 2005. V.165. P.121−130.
  166. Garcia-Mata C., Lamattina L. Abscisic acid, nitric oxide and stomatal closure is nitrate reductase one of the missing links? // Trends Plant Sci. 2003. V. 8, N. 1. P. 20−26.
  167. Geurts R., Bisseling T. Rhizobium Nod factor perception and signalling // Plant Cell. 2002. V. 14 (suppl.). P. S239-S249.
  168. Gilles-Gonzalez M.A., Gonzalez G., Perutz M.F. et al. Heme-based sensors, exemplified by the kinase FixL are a new class of heme protein with distinctive ligand binding and autoxidation // Biochemistry. 1994. V. 33. N. 26. P. 8067−8073.
  169. Gloudemans Т., Bisseling T. Plant gene expression in early stages of Rhizobium legume simbiosis // Plant Sci.1989. V. 65, N.l. P. 1−14.
  170. Gould К., Lamotte О., Klinguer A. et al. Nitric oxide production by tobacco leaves: a general stress response? // Plant Cell Environ. 2003. V. 26. P.1851−1862.
  171. Grant J. J., Loake J. G. Role of reactive oxygen intermediates and Cognate Redex Signaling in disese resistanse // Plant Physiol. 2000. V.124. P. 21−30.
  172. Gray F.A., Hine R.B. Development of Phytophtora root rot of alfalfa in the field and the association of Rhizobium nodules with early root infections // Phytopathology. 1976. V. 66. P. 1413−1417.
  173. Gremaud M.F., Harper J.E. Selection and initial characterization of partially nitrate tolerant nodulation mutants of soybean // Plant Physiol. 1989. V. 89, N. l.-P. 169−173.
  174. Gresshoff P.M. The importance of biological nitrogen fixation to new crop development // Advances in new crops (eds.: J. Janick, J.E. Simon). Portland, OR: Timber Press. 1990. P. 113−119.
  175. Gresshoff P.M., Krotzky A.J., Mathews A. et al. Suppression of the symbiotic supernodulation symptoms of soybean // J. Plant Physiol. 1988. V. 132, N. 4. P. 417−423.
  176. Gresshoff P.M. Molecular genetic analysis of nodulation genes in soybean // Plant Breed Rev. 1993. V. 11. P. 275−318.
  177. Grun S., Lindermayr S., Durner J. Nitric oxide and gene regulation in plants // J. Exp. Bot. 2006. V.57. P.507−516.
  178. Gould K.S., Lamotte O., Klinguer A. et al. Nitric oxide production in tobacco leaf cells: a generalized stress response? // Plant Cell Environ. 2003. V. 26, № 11. P. 1851−1862.
  179. Gulden R.H., Vessey J.K. The stimulating effect of ammonium on nodulation in Pisum sativum L. is not long lived once ammonium supply is discontinued //Plant Soil. 1997. V. 195, N. 1. P. 195−205.
  180. Guo Y.F., Chen F.J., Zhang F.S. et al. Auxin transport form shoot to root is involved in the response of lateral root growth to localize supply of nitrate in maize // Plant Sci. 2005. V. 169, № 5. P. 894−900.138
  181. Guo F.Q., Crawford N.M. Arabidopsis nitric oxide synthase 1 is targeted to mitochondria and protects against oxidative damage and dark-induced senescence // Plant Cell. 2005. V. 17. P.3436−3450.
  182. Guo F. Q, Okamoto M., Crawford N.M. Identification of a plant nitric oxide synthase gene involved in hormonal signaling // Science. 2003. V. 302. 100 103.
  183. Guo F.Q. Response to Zemojtel et al.: plant nitric oxide synthase: AtNOSl is just the beginning // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 527−528.
  184. Gutierrez R.A., Gifford M.L., Poultney C. et al. Insights into the genomic nitrate response using genetics and the Sungear Software system // J. Exp. Bot. 2007. V. 58, N. 9. P. 2359−2367.
  185. Hadri A.E., Spaink H.P., Bisseling T. et al. Diversity of root nodulation and rhizobial infection process. // In: The Rhizobiaceae (Eds. H.P. Spaink, A. Kondorosi, P.J.J. Hooykaas). Kluwer Acad. Press: Dordrecht, 1998. P. 347 360.
  186. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals, and disease//Biochem. J. 1984. V. 219, N. 1. P. 1−14.
  187. Hancock J.T., Desican K., Clarke A. et al. Cell signaling following plant/pathogen interactions involves the generation of active oxygen and reactive nitrogen species // Plant Physiol. Biochem. 2002. V.40. N. 6−8. P. 611−617.
  188. Hansen A.P., Martin P., Buttery B.R. et al. Nitrate inhibition of fixation in Phaseolus vulgaris L. cv. OAC Rico and a supernodulating mutant // New Phytol, 1992. V. 122, N. 4. P. 611−615.
  189. Harwing U.A., Josef C.M., Philips D.A. Flavonoid released naturally from alfalfa seeds enhance growth rate of Rhizobium meliloti // Plant Physiol. 1991. V.95. P. 797−803.
  190. Hausladen A., Stamler J.S. Nitrosative stress // Methods Enzymology. 1999. V. 300. P.389−395.
  191. He Y., Tang R.H., Hao Y. et al. Nitric oxide represses the Arabidopsis floral transition // Science. 2004. V. 305. P. 1968−1971.
  192. Herouart D., Bandouin E., Frendo P. et al. Reactive oxygen species, nitric oxide and glutathione: key role in the legume Rhizobium symbiosis // Plant Physiol. Biochem. 2002. V. 40, N. 6−8. P. 619−624.
  193. Hirsch A.M., Fang Y., Asai S. et al. The role of phytohormones in plant-microbe symbioses//Plan Soil. 1997. V. 194, N. 1−2. P. 171−184.
  194. Hirsh A.M. Developmental biology of legume nodulation //New Phytol.1992. V. 122. P.211−237.
  195. Ho L-C., Wang J. L., Shendler M. et al. Carbogidrate binding activities of Bradyrhizobium japonicum. III. Lectin expression, bacterial binding and nodulation efficiency // Plant J. 1994. V. 5, N. 6. P.873−884.
  196. Hong J.K., Yun B-W., Kang J-G. et al. Nitric oxide function and signaling in plant disease resistance // J. Exp. Bot. 2008. V.59. P. 147−154.
  197. Ни X., Neill S.J., Tang Z. et al. Nitric oxide mediates gravitropic bending in soybean roots // Plant Physiol. 2005. V.137. P.663−670.
  198. Huang X., Rad U., Durner J. Nitric oxide induces transcriptional activation of the nitric-oxide tolerant alternative oxidase in Arabidopsis suspension cells I I Planta. 2002. V. 215. P.914−923.
  199. Ignarro L.J., Byrns R.E., Buga G.M. et al. Endothelium-derived relaxing factor from pulmonary artery and vein possesses pharmacologic and chemical properties identical to those of nitric oxide radical // Circulation Res. 1987.V. 61. P.866−879.
  200. Jacobsen E., Nijdam H. A mutant showing efficient nodulation in the presence of nitrate // The Pisum Newsletter. 1983. V. 15. P. 31−32.
  201. Kanayama Y., Watanabe I., Yamamoto Y. Inhibition of nitrogen fixation in soybean plants supplied with nitrate. I. Nitric accumulation and formation of nitrosylleghemoglobin in nodules // Plant Cell Physiol. 1990. V. 31, N. 3. P. 341−346.
  202. Kanayama Y., Yamamoto Y. Inhibition of nitrogen fixation in soybean plants supplied with nitrate. II. Accumulation and properties of nitrosylleghemoglobin in nodules // Plant Cell Physiol. 1990a. V. 31, N. 2. P. 207- 214.
  203. Kanner J., Plarel S., Granit R. Nitric oxide as an antioxidant // Arch. Biochem. Biophys. 1991. V. 289, N. 1. P. 130−136.
  204. Kato K., Okamura Y., Kanahama K., Kanayama Y. Nitrate-independent expression of plant nitrate reductase in Lotus japonicum root nodules // J. Exp. Bot. 2003. V. 54. N. 388. P. 1685−1690.
  205. Kiraly Z., Ersek Т., Barna B. et al. Pathophysiological aspects of plant diseases resistance // Acta Phytopathol. Entomol. Hung. 1991. V.26, N. 3−4. P. 223−250.
  206. Klatt P. and Lamas S. Regulation of protein function by S-glutathiolation in response to oxidative and nitrosative stress // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. P.4928−4944.
  207. Klepper L.A. Nitric oxide (NO) and nitrogen dioxide (N02) emission from herbicide-treated soybean plants // Atmospheric Environ. 1979. V. 13.P. 537.
  208. Klepper L.A. NOx evolution by soybean leaves treated with salicylic acid and selected derivatives. Pesticide Biochem. Physiol. 1991. V. 39. P. 43−48.
  209. Koshland D.E. The molecule of the year // Science. 1992. V. 258. P.1861
  210. Kurkdjian A.C. Role of the differention of root epidermal cells in Nod factor (from Rhizobium meliloti) induced root-hair depolarization of Medicago sativa II Plant Physiol. 1995. V. 107. No 3. P. 783−790.
  211. Lamattina L., Garcia-Mata C., Graziano M. et al. Nitric oxide: the versatility of an extensive signal molecule // Annu. Rev. Plant Biol. 2003. V. 54. P. 109 136.
  212. Lamb C., Dixon R.A. The oxidative burst in plant disease resistance // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997. V. 48. P. 251−275.
  213. Lamotte O., Courtois C., Dobrowolska G. et al. Mechanisms of nitric-oxidery Iinduced increase of free cytosolic Ca concentration in Nicotiana plumbaginifolia cells // Free Radic. Biol. Med. 2006. V. 40. P. 1369−1376.
  214. Lamotte L., Courtois C., Barnavon L. et al. Nitric oxide in plants: the biosynthesis and cell signalling properties of a fascinating molecule // Planta. 2005. V. 221. P. 1−4.
  215. Lamotte O., Gould K., Lecourieux D. et al. Analysis of nitric oxide signaling functions in tobacco cells challenged by the elicitor cryptogein // Plant Physiol. 2004. V. 135. P.516−529.
  216. Leon J., Lawton M.A., Raskin I. Hydrogen peroxide stimulates salicylic acid biosynthesis in tobacco // Plant Physiol. 1995. V. 108, N. 4. P. 1673−1678.
  217. Lea U.S., ten Hoopen F., Provan F. et al. Mutation of the regulatory phosphorylation site of tobacco nitrate reductase results in high nitrite excretion and NO emission from leaf and root tissue // Planta. 2004. V. 219. P.59−61.
  218. Leshem Y.Y., Wills R.B.H., Ku V.V.V. Evidence for the function of the free radical gas nitric oxide (NO) as an endogenous regulating factor in higher plants//Plant Physiol. Biochem. 1998. V. 36, N. 11. P. 825−833.
  219. Levine A., Pennell R.I., Alvarez M.E. et al. Calcium-mediated apoptosis in a plant hypersensitive disease resistance response // Curr. Biol. 1996. V. 6, N 4. P. 427−437.
  220. Lewis N.G., Yammamoto E. Lignin: occurense, biogenesis and biodegradation // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1990. V.41. P. 455−496.
  221. Ligero F., Lluch C., Olivares J. Evolution of ethylene from roots of Medicago sativa plants inoculated with Rhizobium meliloti И J. Plant Physiol. 1986. V. 125, N. 4. P. 361−365.
  222. Ligero F., Lluch C., Olivares J. Evolution of ethylene from roots and nodulation rate of alfalfa (Medicago sativa L.) plants inoculated with Rhizobium meliloti as affected by presence of nitrate I I J. Plant Physiol. 1987. V. 129, N. 5. P. 461−467.
  223. Limpens E., Franken C., Smit P. et al. Lys M domain receptor kinases regulationg rhizobial Nod-factor induced infection. Science. 2003. V. 302. P. 630−633.
  224. Lindermayr C., Saalbach G., Durner J. Proteomic identification of S-nitrosylated proteins in Arabidopsis II Plant Physiol. 2005. V. 137, N. 3. P. 921−930
  225. Lohar D.P., Sharopova N., Endre G. et al. Transcript analysis of early nodulation evens in Medicago trancatula II Plant Physiol. 2006. V.140, N.l. P. 221−234.
  226. Lohar D.P., Haridas S., Gantt J.S. et al. A transient decrease in reactive oxygen species in roots leads to root hair deformation in the legume-rhizobia symbiosis //New Phytol. 2007. V. 173. Is. 1. P. 39−54.
  227. Lombardo M.C., Graziano M., Polacco J.C. et al. Nitric oxide functions a positive regulator of root hair development // Plant Signal. Behavior. 2006. V. 1,№ 1. P. 28−33.
  228. Long S.R. Genes and signals in the Rhizobium-legumz simbiosis // Plant Physiol. 2001. V. 125. P.69−72.
  229. Mackerness S.A.H., John C.F., Jordan B. et al. Early signaling components in ultraviolet-B responses: distinct roles for different reactive oxygen species and nitric oxide // FEBS Lett.2001. V. 489. P.237−242.
  230. Madsen E.B., Madsen L.H., Radutoiu S. et al. A receptor kinase gene of the Lys M type is involved in legume perception of rhizobial signals. Nature. 2003. V. 425. P. 637−640.
  231. Mahmood Т., Kaiser W.M., Ali R. et al. Ammonium versus nitrate nutrition of plants stimulates microbial activity in the rhizosphere // Plant Soil. 2005. V. 277, N. 1−2. P. 233−243.
  232. Manna A., Nandwala A.S., Sheorana I.S. et al. Ethylene evolution, H202 scavenging enzymes and membrane integrity of Cicer arietinum L. nodules as affected by nitrate and aminoethoxyvinyglycine // J. Plant Physiol. 2002. V. 159, № 4. P. 347−353.
  233. Margna U., Laanest L., Margna E. et al. Azote-induced changes in the accumulation of buckwheat seedling flavonoids // Известия АН Эстонской ССР. 1974. Т. 23. N. 4. С. 289−304.
  234. Marietta М.А. Nitric oxide synthase: aspects concerning structure and catalysis // Cell. 1994. V.78. P.927−930.
  235. Mathieu C., Moreau S., Frendo P. et al. Direct detection of radicals in intact soybean nodules: presence of nitric oxide-leghemoglobin complexes // Free Rad. Biol. Med. 1998. V. 24, Is. 7−8. P. 1242−1249.
  236. Meakin G.E., Bueno E., Jepson B. et al. The contribution of bacteroidal nitrate and nitrite reduction to the formation of nitrosylleghaemoglobin complexes in soybean root nodules // Microbiology. 2007. V. 153. N. 2. P. 411−419.
  237. Meyer C., Lea U.S., Provan F. et al. Is nitrate reductase a major player in the plant NO (nitric oxide) game? // Photosynth. Res. 2005. V. 83, N. 3. P. 181 189.
  238. McDonald L.J., Murad F. Nitric oxide and cyclic GMP signaling // Adv. Pharmacol. Chmother. 1995. V.34. P.263−276.
  239. Mc Neil D.l. Variation in ability of Rhizobium japonicum strains of nodulate soybean and maintain in the presence of nitrate 11 Appl. Environ. Microbiol. 1982. V. 44. N. 2. P. 647−652.
  240. Miller A.J., Fan X., Shen Q. et al. Amino acids and nitrate as signals for the regulation of nitrogen acquisition // J. Exp. Bot. 2008. V. 59, N. 1. P. 111 119.
  241. Mittler R., Feng X., Cohen M. Post-transcriptional suppression of cetosolic ascorbate peroxidase expression during pathogen-induced programmed cell death in tobacco // Plant Cell. 1998. V. 10, N. 3. P. 461−473.
  242. Monza J., Delgano M.J., Bedmar E.J. Nitrate reductase and nitrite reductase activity in free-living cells and bacteroids of Rhizobium loti II Plant Soil. 1992. V. 139, N. 2. P. 203−207.
  243. Modolo L.V., Augusto O., Almeida I.M.G. et al. Nitrite as the major source of nitric oxide production by Arabidopsis thaliana in response to Pseudomonas syringae // FEBS Letters. 2005. V. 579, Is. 17. P. 3814 3820.
  244. Molina-Favero C., Cteus C.M., Lanteri M.L. et al. Nitric oxide and plant growth promoting rhizobacteria: common features influencing root growth and development // Adv. Bot. Res. 2007. V. 46. P. 1−33.
  245. Moreau M., Lee G.I., Wang Y. et al. AtNOS/ AtNOAl is a functional Arabidopsis thaliana cGTPase and not a nitric-oxide synthase // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P.32 957−32 967.
  246. Mur L.A.J., Carver T.L.W., Prats E. NO way to live: the various roles of nitric oxide in plant-pathogen interactions // J. Exp. Bot. 2006. V. 75. N.3. P. 489−505.
  247. Nakatsubo N., Kojima H., Kikuchi K. et al. Direct evidence of nitric oxide priduction from bovine aortic endothelial cells using new fluorescence indicators: diaminofluoresceins // FEBS Lett. 1998. V. 427, № 2. P.263−266.
  248. Nakagami H., Pitzschke A., Hirt H. Emerging MAP kinase pathways in plant stress signaling // Trends Plant Sci. 2005. V. 10. P.339−346.
  249. Nagata M., Hashimoto M., Murakami E. et al. A possible role of class 1 plant hemoglobin at the early stage of legume-rhizobium symbiosis // Plant Signaling Behavior. 2009. V.4, N. 3. P. 202−204.
  250. Neill S.J., Desikan R., Hancock J.T. Nitric oxide signalling in plants // New Phytol. 2003. V. 159. P. 11−35.
  251. Neill S.J., Desikan R., Clarke A. Et al. Nitric oxide is a novel component of abscisic acid signaling in stomatal guard cells // Plant Physiol. 2002. V. 128, N. 1. P. 13−16.
  252. Neill S.J., Bright J., Desikan R. et al. Nitric oxide evolution and prception // J. Exp. Bot. 2008. V. 59, N. 1. P. 25−35.
  253. Neil S.J., Desikan R., Clarke A. et al. Hydrogen peroxide and nitric oxide as signaling molecules in plants //J. Exp. Bot. 2002. V. 53, N. 372. P. 12 371 247.
  254. Novak K., Chovanes P., Skrdleta V. et al. Effect of exogenous flavonoids on nodulation of pea (Pisum sativum L.) // J. Exp. Bot. 2002. V. 53, N. 375. P. 1735−1745.
  255. Nutman P. S. Some observation on root-hair infection by nodule bacteria // J. Exp. Bot. 1959. V.10, N. 29. P. 250−263.
  256. Oldroyd G.E.D., Engstrom E.M., Long S.R. Ethylene inhibits the Nod factor signal transduction pathway of Medicago truncatula И Plant Cell. 2001. V. 13, N. 8. P. 1835−1849.
  257. Pan В., Smith D.L. Preincubation of B. japonicum cells with genistein reduces the inhibitory effects of mineral nitrogen on soybean nodulation and nitrogen fixation under field conditions // Plant Soil. 2000. V. 223, N. 1−2. P. 237−244.
  258. Pagnussat G.C., Lanteri M.L., Lamattina L. Nitric oxide and cyclic GMP are messengers in the indole acetic acid-induced adventitious rooting process // Plant Physiol. 2003. V. 132. P.1241−1248.
  259. Pagnussat G.G., Simontacchi M., Lamattina L. Nitric oxide is required for root organogenesis//Plant Physiol. 2002. V. 129, N. 3. P. 954−956.
  260. Palmer R.M., Ferrige A.G., Monsada S. Nitric oxide release accounts for the biological activity of endothelium-derived relaxing factor // Nature. 1987. V. 327. P.524−526.
  261. Parani M.P., Myers R., Weirich H. et al. Microarray analysis of nitric oxide responsive transcripts in Arabidopsis II Plant Biotechn. J. 2004. V.2. P.359−366.
  262. Patriarca E.J., Tate R., Iaccarino M. Key role of bacterial NH/ metabolism in Rhizobium-plant symbiosis // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2002. V. 66, N. 2. P. 203−222.
  263. Pauly N., Pucciariello C., Mandon K. et al. Reactive oxygen and nitrogen species and glutathione: key players in the legume-Rhizobium symbiosis // J. Exp. Bot. 2006. V. 57, № 8. P. 1769−1776.
  264. Pawlowski K., Bisseling T. Rhizobial and actinorizal symbiosis: what are the shared features // Plant Cell. 1996. V. 8, N.10. P. 1899−1913.
  265. Penmetsa R.V., Cook D.R. A legume ethylene-insensitive mutant hyperinfected by its rhizobial symbiont // Science. 1997. V. 275, N. 5299. P. 527−530.
  266. Perazzolli M., Dominici P., Romero-Puertas M.C. et al. Arabidopsis nonsymbiotic haemoglobin APIbl nodulates nitric oxide bioactivity // Plant Cell. 2004. V. 16, N. 10. P. 2785−2794.
  267. Phillips D.A. Abscisic acid inhibition of root nodule initiation in Pisum sativum II Planta. 1971. V. 100, № 3. P. 181−190.
  268. Phillips D.A., Torrey J.G. Studies on cytokinin production by Rhizobium // Plant Physiol. 1972. V. 49, N. 1. P. ll-15.
  269. Pii Y., Crimi M., Cremonese G. et al. Auxin and nitric oxide control indeterminate nodule formation. BMC Plant Biol. 2007. 7: 21.
  270. Polverari A., Molesini В., Pezzotti M. et al. Nitric oxide-mediated transcriptional changes in Arabidopsis thaliana II Mol. Plant-Microbe Interact. 2003. V.16. P. 1094−1105.
  271. Quan L.-J., Zwang В., Shi W.-W. et al. Hydrogen peroxide in plants: a versatile molecule of the reactive oxygen species network // J. Integrative Plant Biol. 2008. N. 1. P. 2−18.
  272. Radutoiu S., Madsen L.M., Madsen E.B. et al. Plant recognition of symbiotic bacteria requires two Lys M receptor-like kinases // Nature. 2003- V. 425. P. 585−592.
  273. Ramu S.K., Peng H.M., Cook D.K. Nod factor induction of reactive oxygen species production is correlated with expression of the early noduline gene rip I in Medicago trancatula II Mol. Plant-Microbe Interac. 2002. V. 15, N. 6. P. 522−528.
  274. Rao M.V., Paliyath G., Ormrod D.P. et al. Influence of salicylic acid on H202 production, oxidative stress, and H202-metabolizing enzymes. Salicylic acid-mediated oxidative damage requires H202 // Plant Physiol. 1997. V. 115, N. 1. P. 137−149.
  275. Reiter C.D., Teng R.J., Beckman J.S. Superoxide reacts with nitric oxide to nitrate tyrosine at physiological pH via peroxinitrite // J. Biol. Chem. 2000. V. 275, N. 42. P. 32 460−32 466.
  276. Ribeiro E.A., Cunha F.Q., Tamashiro W. M et al. Growth phase-dependent subcellular localization of nitric oxide synthase in maize cells // FEBS Lett. 1999. V. 445. P.283−286.
  277. Richardson D.A., Jordan D.C., Garrard E.H. The influence of combined nitrogen on nodulation and nitrogen fixation by Rhizobium meliloti // Canad. J. Plant Sci. 1957. V. 37, N. 3. P. 205−214.
  278. Rockel P., Strube F., Rockel A. et al. Regulation of nitric oxide (NO) production by plant nitrate reductase in vivo and in vitro // J. Exp.Bot. 2002. V. 53, N. 366. P. 103−110.
  279. Romero N., Denicola A., Radi R. Red blood cells in the metabolism of nitric oxide-derived peroxynitrite // IUBMB Life. 2006. V. 58. N. 10. P. 572−580.
  280. Safronova V.I., Novikova N.I. Comparison of two methods for root nodule bacteria preservation: Lyophilization and liquid nitrogen freezing // J. Microbiol.Methods. 1996. V. 24. P. 231−237.
  281. Sahlman K., Fahraeus G. En electron microscope study of root-hair infection by Rhizobium //J. Gen. Microbiol. 1963. V. 33. P.425−422.
  282. Salin M.L. Toxic oxygen species and protective systems of the chloroplast // Physiol. Plantarum. 1988. V. 72, N. 3. P. 681−689.
  283. Samac D.A., Graham M.A. Recent advances in legume-microbe interactions: recognition, defense response, and symbiosis from a genomic perspective // Plant Physiol. 2007. V. 144, N. 2. P. 582−587.
  284. Santos R., Herouart D., Sigaud S. et al. Oxidative burst in alfalfa-Sinorhizobium meliloti symbiotic interaction // Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. V. 14, N. 1. P. 86−89.
  285. Sasakura F., Uchiumi Т., Suzuki A. et al. A class 1 hemoglobin gene from Alnus firma functions in symbiotic and nonsymbiotic tissue to detoxity nitric oxide I I Mol. Plant-Microbe Interact. 2006. V. 19, N. 4. P. 441−450.
  286. Scibe U., Smith K.A., Fowler D. Nitrification and denitrification as sources of nitric oxide and nitrous oxide in a sandy loam soil // Soil Biol. Biochem. 1993. V. 25, N. 11. P. 1527−1536.
  287. Schmidt H.H.H.W. and Walter U. NO at work // Cell. 1994. V. 78. P.919−925.
  288. Seregelyes C, Igamberdiev AU, Maassen A. et al. NO-degradation by alfalfa class 1 hemoglobin (Mhbl): A possible link to PR-la gene expression in Mhbl-overproducing tobacco plants. FEBS Lett. 2004. V. 571. P.61−66.
  289. Shen W., Nada K., Tachibana. Involvement of polyamines in the chilling tolerance of cucumber cultivars // Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 431−439.
  290. Shi F.M., Li Y.Z. Verticillium dahliae toxins-induced nitric oxide production in Arabidopsis is major dependent on nitrate reductase // BMB Rep. 2008. V. 41. P.79−85.
  291. Shimoda U., Nagata M., Suzuki A. et al. Simbiotic rhizobium and nitric oxide induce gene expression of non-symbiotic hemoglobin in Lotus japonicus II Plant Cell Physiol. 2005. V. 46, N. 1. P. 99−107.
  292. Shimoda Y., Shimoda-Sasakura F., Kucho K. et al. Overexpression of class 1 plant hemoglobin genes enhances symbiotic nitrogen fixation activity between Mesorhizobium loti and Lotus japonicus // Plant Journal. 2009. V. 57. P. 254−263.
  293. Schopfer F.J., Baker P.R., Freeman B.A. NO-dependent protein nitration: a cell signaling event or an oxidative inflammatory response? // Trends Biochem. Sci. 2003. V. 28. P.646−654.
  294. Sprent J.I. Knobs, knots and nodules the renaissance in legume simbiosis research // New Phytol.2002. V. 153, Is. 1. P. 2−9.
  295. Streeter J. Inhibition of legume nodule formation and N2 fixation by nitrate // CRC Crit. Rev. Plant Sci. 1985. — V. 7. — P. 1−23.
  296. Signora L., De Smet I., Foyer C.H. et al. ABA plays a central role in mediating the regulatory effects of nitrate on root branching in Arabidopsis II Plant J. 2001. V. 28, N. 6. P. 655−662.
  297. Silveira J.A.G., Matos J.C.S., Cecatto V.M. et al. Nitrate reductase activity, distribution, and response to nitrate in two contrasting Phaseolus species inoculated with Rhizobium spp. // Environ. Exp. Bot. 2001. V. 46, N. 1. P. 37−46.
  298. Soto M.J., Sanjuan J., Olivares J. Rhizobia and plant-pathogenic bacteria: common infection weapons // Microbiol. 2006. V. 152, № 11. P. 31 673 174.
  299. Stohr C., Strube F., Marx G. et al. A plasma membrane- bound enzyme of tobacco roots catalyses the formation of nitric oxide from nitrite // Planta. 2001. V. 212, № 5−6. P. 835−841.
  300. Stohr C., Stremlau S. Formation and possible roles of nitric oxide in plant roots//J. Exp. Bot. 2006. V. 57, № 3. P. 463−470.
  301. StDhr C., Ullrich W.R. Generation and possible role of NO in plant roots and their apoplastic space // J. Exp. Bot. 2002. V.53. P.2203−2303.
  302. Stracke R., Kistner C., Yoshida S. et al. A Plant receptor-like kinase required for both fungal and bacterial symbiosis // Nature. 2002. V. 417, N. 6892. P. 959−962
  303. Streeter G. Nitrate inhibition of legume nodule growth and activity // Plant Physiol. 1985. V. 77, N. 3. P. 321−328.
  304. Suzuki A., Akune M., Kogiso M. et al. Control of nodule number by the phytohormone abscisic acid in the roots of two leguminous species // Plant Cell Physiol. 2004. V. 45, N. 7. P. 914−922.
  305. Tang M., Smith C. J. Elicitor induced defence responses in Medicago sativa II New Phytol. 2001. V. 149, Is. 3. P. 401−418.
  306. Tenhaken R., Levine A., Brisson L. et al. Function of oxidative bust in hypersensitive disease resistance // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. N. 10. P. 4158−4163.
  307. Tischner R. Nitrate uptake and reduction in higher and lower plants // Plant Cell Environ. 2000. V. 23, N. 10. P. 1005−1024.
  308. Tominaga A., Nagata M., Futsuki K. et al. Enhanced nodulation and nitrogen fixation in the abscisic acid low-sensitive mutant enhanced nitrogen fixation! of Lotus japonicus // Plant Physiol.V. 151. P. 1965−1976.
  309. Trinchant J.V., Rigard J. Nitrite and nitric oxide as inhibitors of nitrogenase from soybean bacteroids // Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 44, N. 6. P. 1385−1388.
  310. Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Priofer U.B. et al. Genetic dissection of the initiaon of the infection process and nodule tissue development in the Rhizobium-Pea (JPisum sativum L.) symbiosis // Ann. Bot. 2002. V. 89, Is. 4. P.357−366
  311. Truchet G.L., Dazzo F.B. Morphogenesis of lucerne root nodules in the prence of combined nitrogen // Planta. 1982. V.154, N. 2. P. 352−360.
  312. Tun N.N., Hoik A., Scherer F.E. Rapid increase of NO release in plant cell cultures induced by cytokinin//FEBS Lett. 2001. V. 509, N. 2. P. 174−176.
  313. Tun N.N., Livaja M., Kieber J.J. and Scherer G.F.E. Zeatin-induced nitric oxide (NO) biosynthesis in Arabidopsis thaliana mutants of NO biosynthesis and of two-component signaling genes // New Phytol. 2008. V. 178. P.515−531.
  314. Valderrama R., Corpas F.J., Carreras A. et al. Nitrosative stress in plants // FEBS Letters. 2007. V. 581. P. 453−461.
  315. Van der Vliet A., Eiserich J.P., Kaur H. et al. Nitrotyrosine as biomarker for reactive nitrogen species. In: Nitric oxide (ed. Packer L.) // Methods in Enzymology. 1996. V.269. P. 175−184.
  316. Van Doorslaer S., Dedonder A., De Block M. et al. Oxidative stress in plants: EPR monitoring in DMPO-DMSO based extracts // J. Plant Physiol. 1999. V. 154. P. 132−136.
  317. Vasilieva G., Mironova N., Glyanko A. Low above-zero temperature effect in the root zone on nitrate reductase activity and nitrate content in pea organs with stage of growth//J. Plant Nutr. 1999. V. 22, N. 6. P. 967−976.
  318. Vasquez-Vivar J., Santos A.M., Junqueira V.B. et. al. Peroxynitrite-mediated formation of free radicals in human plasma: EPR detection of ascorbyl, albumin-thyl and uric acid-derived free radicals // Biochem. J. 1996. V. 314. P.868−876.
  319. Vasse J., de Billy F., Truchet G. Abortion of infection during the Rhizobium meliloti alfalfa symbiotic interaction is accompanied by a hypersensitive reaction//Plant J. 1993. V. 4, N. 3. P. 555−566.
  320. Vessey J.K., Waterer J.G. In search of the mechanism of nitrate inhibition of nitrogenase activity in legume nodules: Recent developments // Physiol. Plant.-1992.-V. 84, N. l.-P. 171−176.
  321. Vessey J.K., Bollman M.I. Differential effects of nitrate and ammonium supply on nodule initiation, development, and distribution on roots of pea (Pisum sativum) 11 Can. J. Bot. 2006. — V. 84, N. 6. — P. 893−903.
  322. Vieweg M.F., Hohnjec N., Kuster H. Two genes encoding different trucated haemoglobins are regulated during root nodule and arbuscular mycorrhiza symbioses of Medicago truncatula I I Planta. 2005. V. 220, N. 5. P. 757−766.
  323. Vincent J.M. Factors controlling the legum z-Rhizobium symbiosis 11 In: Nitrogen fixation (Eds. W.E. Neuton, W.H., Orme-Johnson) University Park. Press. Baltimore, 1980. V. 2. P. 103−127.
  324. Wang K. L-C., Li H., Ecker J.R. Ethylene biosynthesis and signalling networks//Plant Cell. 2002. V. 14. P. 131−151.
  325. Wang R., Xing X., Crawford N. Nitrite acts as a transcriptome signal at micromolar concentrations in Arabidopsis roots // Plant Physiol. 2007. V. 145, N. 4. P. 1735−1745.
  326. Waterer J.G., Vessey J.K., Raper C.D. Stimulation of nodulation in field peas {Pisum sativum) by low concentrations of ammonium in hydroponic culture // Physiol. Plant. 1992. V. 86, N. 2. P. 215−220.
  327. Wendehenne D., Klessing D.F. Nitric oxide: a new player in plant signaling and defense responses // Cur. Opin Plant Biol. 2004. V.7. P.449−455.
  328. Wendehenne D., Pugin A., Klessing D.F.et al. Nitric oxide: comparative synthesis and signaling in animal and plant cells // Trends Plant Sci. 2001. V. 6, N. 4. P. 177−183.
  329. Wendehenne D., Lamotte O., Frachisse J.-M. et al. Nitrate efflux is an essential component of the cryptogein signaling pathway leading to defense responses and hypersensitive cell death in tobacco // The Plant Cell. 2002. V. 14, N. 8. P. 1937−1951.
  330. Wildt J., Kley D., Rockel A. et al. Emission of NO from several higher plant species. J. Geophys. Res. 1997. V. 102. P. 5919−5927.
  331. Winarno R., Lie T.A. Competition between Rhizobium strains in nodule formation: Interaction between nodulating and nonnodulating strains // Plant and Soil. 1979. V. 51. P.135−142.
  332. Wink D.A., Hanbauer I., Krishna M.C. et al. Nitric oxide protects against cellular damage and cytotoxicity from reactive oxygen species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P.9813−9817.
  333. Wink D.A., Cook J.A., Pacelli R. et al. Nitric oxide (NO) protects against cellular damage by reactive oxygen species // Toxicol. Lett. 1995. V. 82/83. P. 221−226.
  334. Wojtaszek P. Nitric oxide in plants. To NO or not to NO // Phytochemistry. 2000. V. 54. P.1−4.
  335. Wojtaszek P. Oxidative bust: an early plant response to pathogen infection // Biochem. J. 1997. V. 322, pt.3. P.681−692.154
  336. Wojtaszek P., Stobieclci M, Gulewicz K. Role of nitrogen and plant growth regulators in the exudation and accumulation of isoflavonoids by roots of intact white lupin (Lupinus albus L.) // J. Plant Physiol. 1993. V. 142, N. 7. P. 689−694.
  337. Yamasaki H., Sakihama Y. Simultaneus production of nitric oxide and peroxynitrite by plant nitrate reductase: in vitro evidence for the NR -dependent formation of active nitrogen species // FEBS Letters. 2000. V. 468. N. l.P. 89- 92.
  338. Yamasaki H., Cohen M.F. NO signal at the crossroads: polyamine-induced nitric oxide synthesis in plants? // Trends Plant Sci. 2006. V. l 1. P.522−524.
  339. Yamasaki H., Shimoji H., Ohshiro Y. et al. Inhibitory effects of nitric oxide on oxidative phosphorylation in plant mitochondria // Nitric Oxide. 2001. V. 5, N. 3.P. 261−270.
  340. Yao D., Vlessidis A. G, Evmiridis N.P. Determination of nitric oxide in biological samples // Microchimica Acta. 2004. V.147. P. 1−20.
  341. Zaninotto F., La Camera S., Polverari A. et al. Cross talk between reactive nitrogen and oxygen species during the hypersensitive disease resistance response // Plant Physiol, 2006. V. 141, N. 2. P. 379−383.
  342. Zhang F., Smith D.L. Preincubation of Bradyrhizobium japonicum with genistein accelerates nodule development of soybean at suboptimal root zone temperatures//Plant Physiol. 1995. V. 108, N. 3. P. 961−968.
  343. Zhao D-Y, Tian Q-Y, Li L-H. Et al. Nitric oxide is involved in nitrate-induced inhibition of root elongation in Zea mays II Ann. Bot. 2007. V. 100, N. 3. P. 497−503.
  344. Zhao J., Fujita K., Salcai K. Reactive oxygen species, nitric oxide, and their interactions play different roles in Cupressus lusitanica cell death and phytoalexin biosynthesis // New Phytol. 2007. V. 175, Is. 2. P. 215−229.
  345. Zhu H., Riely B.K., Burns N.J. et al. Tracing non legumes orthologs of legume genes required for nodulation and arbuscular mycorhizal symbiosis. Genetics. 2006. V. 172. P. 2491−2499.
  346. Zeidler D., Zahringer U., Gerber I. et al. Innate immunity in Arabidopsis thaliana: lipopolysaccharides activate nitric oxide synthase (NOS) and induce defense genes//Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. P. 15 811−15 816.
  347. Zemojtel Т., Frochlich A, Palmieri M.C. et al. Plant nitric oxide synthase: a never-ending story? // Trends Plant Sci. 2006. V. 11. P. 524−525.
  348. Zonia L.E., Stebbins N.E., Polacco J.C. Essential role of urease in germination of nitrogen-limited Arabidopsis thaliana seeds // Plant Physiol. 1995. V. 107. P. 1097−1103
  349. Zottini M., Costa R., De Michele A. et al. Salicylic acid activates nitric oxide synthesis in Arabidopsis II J. Exp. Bot. 2007. V.58, N. 6. P. 1397−1405.
  350. Zottini M., Formentin E., Scattolin M. et al. Nitric oxide affects plant mitochondrial functionality in vivo IIFEBS Lett. 2002. V. 515. P.75−78.
  351. Zumft W.G. Cell biology and molecular basis of denitrification // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. V.61. P.533−616.
  352. Zwang H., Jennings A., Barlow P.W. et al. Dual pathways for regulation of root branching by nitrate // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96, N. 11. P. 6529−6534.1. БЛАГОДАРНОСТИ
  353. Автор благодарен научному руководителю д.б.н. Глянько А. К. за постоянное внимание к работе и активную поддержку.
  354. Автор выражает искреннюю признательность оппонентам за критичный анализ работы: д.б.н. Озолиной Н. В., д.б.н. Баймиеву А. Х., д.б.н., проф. Илли И. Э., а также к.б.н. Дорофееву Н. В., к.б.н. Марковой Ю.А.
  355. Автор выражает благодарность д.б.н. Сидоровой К. К. (ИЦиГ СО РАН) за предоставление для исследований мутанта гороха К 14а.
  356. Автор приносит искреннюю признательность Дирекции института за предоставленную возможность завершения и защиты диссертационной работы.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!