Эндонуклеазы WEN1 и WEN2 и адениновая ДНК-метилтрансфераза WAD из проростков пшеницы

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В стареющих, подверженных апоптозу колеоптилях проростков пшеницы, обнаружены необычные структуры, представляющие собой различного размера фрагменты цитоплазмы, окруженные замкнутой мембраной, содержащие одну или несколько митохондрий. Из этой фракции нами выделены и охарактеризованы две эндонуклеазы WEN1 и WEN2 и адениновая ДНК-метилтрансфераза WAD.

Нуклеазы WEN1 и WEN2 эндонуклеотически расщепляют ДНК. WEN1 расщепляет как ёэДНК, так и ss, ZIHK и обладает слабой рибонуклеазной активностью. Нуклеаза WEN2 преимущественно гидролизует с^ДНК. В присутствии ионов магния WEN1 и WEN2 гидролизуют ДНК до низкомолекулярных олигонуклеотидов, даже до мононуклеотидов. Таким образом, нуклеазы WEN1 и WEN2 являются бифункциональными ферментами, обладающие высокой эндонуклеазной и слабой экзонуклеазной активностями. Кроме того, WEN1 можно отнести к субстрат неспецифическим нуклеазам, расщепляющих как ДНК, так и РНК (хотя и в значительно меньшей степени).

Эндонуклеазы WEN1 и WEN2 чувствительны к статусу метилирования ДНК фага X. Эндонуклеаза WEN2 предпочтительно расщепляет неметилированную, a WEN1 метилированную ДНК фага лямбда. S-аденозил-Z-метионин (SAM) значительно усиливает действие эндонуклеазы WEN2 и ингибирует WEN1. В отличие от ингибирующего действия SAM на WEN1 конкурентные ингибиторы реакции метилирования ДНК (аналоги SAM) SAH и SiBA активируют реакцию гидролиза эндонуклеазой WEN1 и гораздо слабее стимулируют гидролиз неметилированной ДНК ферментом WEN2. Тем самым, открыт новый механизм разнонаправленной регуляции активности растительных эндонуклеаз SAMom. Чувствительность к статусу метилирования ДНК эндонуклеаз из пшеницы, а также регуляция их активности SAMom позволяет предположить существование некоторых элементов системы рестрикции-модификации (R-M) у растений.

Нуклеазы WEN1 и WEN2 являются нейтральными Са2+, Mg2±зависимыми ферментами. Ионы Mg активируют как эндонуклеазу WEN1, так и эндонуклеазу WEN2. В присутствии ионов Mg2+ наблюдается увеличение выхода более низкомолекулярных продуктов гидролиза ДНК.

2+.

Ионы Ca сильно активируют эндонуклеазу WEN1 аналогично и практически в равной степени, как ионы Mg2+. Но в отличие от WEN1, ионы Ca заметно ингибируют эндонуклеазу WEN2. Такая разнонаправленная зависимость действия эндонуклеаз WEN1 и WEN2 от ионов Са2+, вероятно, является важной для их функционирования в клетке и направлена на регуляцию их активности: увеличение концентрации ионов Са2+ является оптимальным для одного фермента и ингибирующим для другого.

Нуклеазная активность, соответствующая WEN1 в молодых проростках пшеницы локализуется в митохондриях. В процессе развития проростков WEN1 обнаруживается в ядрах и везикулярной фракции, содержащей митохондрии. Нуклеазная активность, соответствующая WEN2 в молодых проростках локализуется в ядерной фракции, в процессе развития проростков фермент обнаруживается в везикулярной фракции.

Характер изменения общей нуклеазной активности (НА) цикличен: незначительное увеличение НА наблюдается на 3−5-ый день жизни проростка с последующим снижением к 6-му дню, затем следует резкое возрастание НА. Можно полагать, что обнаруженное увеличение НА к 5-у дню развития проростка определяется синтезом или активацией эндонуклеаз, расщепляющих ДНК на крупные фрагменты и действующих на ранних стадиях апоптоза. Резкое увеличение НА, наблюдаемое после 6-го дня развития проростка, связано, скорее всего, с увеличением тех нуклеаз, которые являются ответственными за межнуклеосомную фрагментацию и более глубокую деградацию яДНК.

При выращивании этиолированных проростков в присутствии этрела (продуцент этилена) в них наблюдается резкое увеличение НА. В этих условиях до 6 раз увеличивает уровень НА в колеоптилях. При этом наблюдался четкий сдвиг второго пика НА с 6-ого к 5-ому дню роста проростков, что может быть связано с более ранним появлением первых признаков апоптоза в проростках пшеницы в присутствии этрела. Это предположение подтверждается электрофоретическими данными о фрагментации яДНК.

Активные формы кислорода участвуют в регуляции апоптоза. При гиперчувствительном ответе на действие патогена в растительной клетке отмечается накопление перекиси водорода. Нами показано, что в присутствии антиоксиданта ионола снижается скорость генерации супероксида и ингибируется апоптозная фрагментация ДНК, иными словами снижение содержания активных форм кислорода приводит к нарушению механизмов регуляции апоптоза. Мы установили, что в присутствии антиоксиданта (ВНТ) уровень суммарной НА в проростках уменьшается. Это согласуется с электрофоретическими данными об отсутствии фрагментации ДНК колеоптилей в присутствии ВНТ на ранних стадиях апоптоза. При этом характерная «лестница» из продуктов гидролиза ДНК наблюдается на более поздних стадиях развития проростка.

Нуклеазная активность, соответствующая WEN1 и WEN2, накапливается в процессе развития проростков и достигает максимального значения на 7−8 день. Уровень нуклеазной активности значительно увеличивается при выращивании пшеницы в присутствии этрела.

Запрограммированная клеточная гибель (ЗКГ) характерна не только для животных, но и для растений, она происходит при нормальном развитии организма или в ответ на различные внешние воздействия на клетку. Одним из маркеров апоптоза является межнуклеосомное расщепление ядерной ДНК.

На основании данных обнаружения эндонуклеаз WEN1 и WEN2 в ядрах стареющих колеоптилей, их индукции в процессе увядания и стимуляции «гормоном старения» — этиленом, мы считаем, что оба эти фермента могут участвовать в апоптозной деградации ДНК, в том числе и на терминальных стадиях ЗГК.

WEN2 расщепляла ДНК в изолированных ядрах на крупные фрагменты. WEN1 расщепляла ядерную ДНК в изолированных ядрах пшеницы на более короткие фрагменты по сравнению с WEN2. При одновременном воздействии эндонуклеаз WEN1 и WEN2 на ядра проростков пшеницы выявлялась четкая картина образования «лестницы» фрагментов ДНК. Таким образом, найденные нами эндонуклеазы из проростков пшеницы фрагментируют ДНК в хроматине по межнуклеосомным связям, и, соответственно, могут быть активными участниками процесса апоптоза у растений.

Надо отметить, что у 3-х дневных проростков пшеницы в отсутствие деградации ДНК, уже детектируется нуклеазная активность в ядерной фракции, соответствующая WEN2. Присутствие высокой нуклеазной активности без выявления фрагментации ядерной ДНК можно объяснить тем, что на первых стадиях развития проростков WEN2, вероятно, находится в неактивной форме в комплексе с ингибитором, подобно ядерной эндонуклеазе DFF40, которая локализована в ядре в комплексе с ингибитором DFF45, и только после расщепления этого ингибитора каспазой-3 запускается процесс фрагментации ядерной ДНК. К сожалению, до сих пор не доказано существование ингибиторов эндонуклеаз, участвующих в ЗГК у растений. Однако, как следует из данных анализа динамики накопления общей протеолитической и нуклеазной активностей, максимум протеолитической активности предшествует максимуму нуклеазной активности. Можно предположить, что протеазы (фитоспазы) участвуют в активации нуклеаз, в том числе и WEN2, путем расщепления их ингибиторов.

MS/MS — анализ триптических пептидов эндонуклеаз WEN1 и WEN2 в базах данных NCBI не обнаружил сходных аминокислотных последовательностей среди всех известных белков, тем самым было установлено, что это новые ферменты. С помощью ПЦР-амплификации праймеров к пептидам WEN1 и WEN2 была установлена частичная аминокислотная последовательность ферментов.

Эндонуклеаза WEN1 обладает выраженной сайтовой специфичностью действия. Пока это первый случай обнаружения и выделения сайт-специфичной эндонуклеазы у высших эукариот вообще, и у высших растений, в частности. Фермент гидролизует дезоксирибоолигонуклеотиды разного состава по CNG сайтам, расщепляя фосфодиэфирную связь между остатками С и N (N — G, А, С, Т) независимо от близлежащего нуклеотидного контекста, за исключением сочетания CCCG.

Эндонуклеаза WEN2 не обладает выраженной сайтовой специфичностью действия. Фермент предпочитает гидролизовать CG-обогащенные последовательности, которые расположены по соседству со связывающим сайтом GAT. Расщепление олигонуклеотида только в одном месте непосредственно перед сайтом связывания представляется перспективным для использования фермента в биохимии и биотехнологии, подобно рестрикционной эндонуклеазе Folkl. Эта рестриктаза сейчас широко используется для создания химерных молекул цинк-фингер-нуклеаз (ZFN), которые специфически связываются с мишенью (ДНК) и расщепляют их в строго заданном месте. Инженеринг белков с заданной нуклеазной активностью может иметь широкое применение в биоинженерии, а также и в терапевтических целях.

Гидролиз ДНК разного статуса метилирования эндонуклеазами WEN1 и WEN2 из проростков пшеницы имеет выраженный процессивный харакатер. Он осуществляется в несколько последовательных этапов. Первый этап гидролиза характерен для эндонуклеазы WEN1, при котором возможно происходит никирование цепей ДНК. Доказательством существования этого этапа может быть тушение флуоресценции комплекса бромистый этидий-ДНК только эндонуклеазой WEN1 и расщепление сплавленных двух олигонуклеотидов — AAA AAA AAA CGA AAA AAA AAA + TTT TTT TTT GCT TTT TTT TTT, у которых сайт CNG образуется только при их сплавлении. Причем эти однотяжевые исходные олигонуклеотиды WEN1 не расщеплял. Второй этап гидролиза является сайт-специфичным, третийпроисходит с образованием олигонуклеотидов размером в 120−140 пн, так называемый структурно-специфический этап гидролиза и последний этап связан с образованием низкомолекулярных олигонуклеотидов, причем два последних этапа гидролиза ДНК зависят от присутствия ионов магния. Не исключено, что модуляция активности ферментов ионами Mg2+ и, по-видимому, образовавшимися фрагментами ДНК сопровождается реорганизацией структуры эукариотических (пшеничных) эндонуклеаз с изменением их каталитических свойств. В присутствии ионов магния ферменты перестают распознавать статус метилирования ДНК и изменяют специфичность действия.

Мы не знаем, как работают эти ферменты собственно в клетке, однако такая наблюдаемая последовательная деградация ДНК, по-видимому, имеет определенный биологический смысл. После начального избирательного гидролиза ДНК по определенным доступным сайт-специфичным последовательностям ДНК в хроматине возникают фрагменты ДНК, которые могут служить некими сигналами для реорганизации структуры и изменения свойств самих ферментов, придавая им способность уже полностью деградировать ДНК.

Выявлена корреляция между появлением отличных по длине новых продуктов гидролиза ДНК и конформационными изменениями структуры ферментов.

Константа Михаэлиса при гидролизе ферментом WEN1 метилированной ДНК в четыре раза выше, чем при гидролизе неметилированной. Это может указывать на то, что сродство фермента к метилированной ДНК, содержащей Cm5CWGG и Gm6AT сайты, гораздо выше, чем к неметилированной ДНК. В присутствии SAM константы Михаэлиса для WEN2 на стадии гидролиза с образованием фрагментов ДНК длиной 120−140 пн меньше, чем без SAM, а для WEN1 они больше в 1,5−2 раза. Тем самым, подтверждено, что SAM ингибирует WEN1 и стимулирует WEN2. Таким образом, пшеничные эндонуклеазы WEN1 и WEN2 существенно различаются по сродству к субстратным ДНК с разным статусом метилирования, скоростям гидролиза ДНК и времени образования сходных по длине фрагментов ДНК.

Образование комплекса фермент-ДНК сопровождается появлением флуоресценции при ^=410−440 нм. Интенсивность, положение и число максимумов флуоресценции в этой области спектров у комплексов WEN1-ДНК и WEN2-, Z]HK различны и зависят от статуса метилирования ДНК и ионов магния. Эндонуклеазы гидролизуют ДНК по двум механизмамметалл-независимому и металл-зависимому от одного или двух ионов магния. В катализе WEN1 участвует один, а у WEN2 — два иона магния.

В каталитический центр WEN1 входят два остатка гистидина и, по-видимому, по два остатка лизина и дикарбоновых аминокислот. У WEN2 в этом центре находятся по крайней мере один остаток гистидина и, по-видимому, два остатка аспарагиновой или глутаминовой аминокислот, которые участвуют в координировании ионов металла. Каталитический центр WEN1 предположительно образуют аминокислоты HD/E (D/EK)KH, а WEN2 — HD/ED/E. Специфичность действия эндонуклеаз определяется ДНК-связывающим доменом. В этот домен входят остатки дикарбоновых аминокислот, которые, по-видимому, определяют чувствительность эндонуклеаз к статусу метилирования ДНК. Гидроксильная группа остатков тирозина возможно также участвует в узнавании метилированных оснований в ДНК.

Гистоны — небольшие основные белки — участвуют в организации хроматиновой структуры, поэтому в клетки они определяют доступность ДНК к действию нуклеаз. Нами установлено, что гистон HI и кор-гистоны из пшеницы модулируют активность эндонуклеаз WEN1 и WEN2. В зависимости от природы гистонов и статуса метилирования ДНК может происходить модуляция разных стадий процессивного гидролиза ДНК ферментами, вплоть до изменения специфичности их действия. Предполагается, что эндонуклеаза WEN1 предпочитает связываться со свободными участками ДНК в комплексе гистон Н1 — ДНК. В отличие от гистона Н1, кор-гистон Н2 В напрямую связывается с эндонуклеазой WEN1 и значительно усиливает нуклеазную активность. Эндонуклеаза WEN2 связывается с комплексами гистон-ДНК только через гистоны независимо от их природы. Однако в зависимости от природы гистона наблюдается либо усиление, либо даже ингибирование нуклеазной активности.

По-видимому, в эндонуклеазах WEN1 и WEN2 существуют, кроме каталитического и двух субстрат-связывающих доменов, регуляторный домен, через который происходит связывание ферментов с гистонами и возможно с другими эффекторами (например, SAM).

Так как гистон Н1 расположен в линкерной зоне хромосом, можно предположить, что первоначальным местом атаки на хроматин эндонуклеазой WEN2 является именно линкерная область хроматина. В противоположность WEN2 эндонуклеаза WEN1 активируется кор-гистонами, особенно Н2 В. Следовательно, местом атаки эндонуклеазы WEN1 является нуклеосома, и эта эндонуклеаза ответственна за расщепление ядерной ДНК на более короткие фрагменты, чем WEN2. Эндонуклеаза WEN2 может как активироваться, так и ингибироваться в зависимости от подфракции гистона Н1. Вероятно, именно разные подфракции гистона Н1 участвуют в регуляции ступенчатой деградации ДНК эндонуклеазой WEN2, запуская или останавливая процесс апоптоза.

Короткие пептиды (из 2−4 аминокислотных остатков) ингибируют или напротив, стимулируют гидролиз ДНК фага X эукариотическими CNGи CG-сайт специфическими пшеничными эндонуклеазами WEN1 и WEN2 в зависимости от статуса метилирования ДНК. Модуляция активности ферментов пептидами может быть обусловлена тем, что пептиды связываются с определенными сайтами ДНК, в результате чего ферменты либо конкурируют с пептидами за эти сайты, либо связанные пептиды облегчают гидролиз ДНК ферментами. Кроме того, действие пептидов может быть опосредовано гистонами. Это очень важный факт, поскольку в клетке пептиды изначально должны найти в хроматине те места, которые доступны для связывания с ДНК, а эта доступность может определяться гистонами. Все исследуемые пептиды модулируют гидролиз также однотяжевых и двутяжевых олигонуклеотидов, содержащих CNG и CG-сайты.

Сайт-специфические взаимодействия пептидов с ДНК могут эпигенетически контролировать генетические функции клетки и, по-видимому, они играли очень важную роль уже на самых ранних этапах возникновения жизни и в процессе эволюции.

Взаимодействие FITC-меченых гистонов из пшеницы с пептидами осуществляется через определенные аминокислотные участки, расположенные в N-концевой области гистонов. Мы предположили, что в N-концевых участках всех исследуемых под фракций гистона HI существуют гомологичные мотивы, ответственные за связывание коротких пептидов, эти мотивы могут быть различными в зависимости от заряда пептидов. В кор-гистонах существуют не только гомологичные аминокислотные мотивы, ответственные за связывание с пептидами, но и участки, образованные пространственной структурой гистонов. По-видимому, сайт-специфичные взаимодействия коротких биологически активных пептидов с гистонами хроматина могут служить контрольным механизмом регуляции активности генов и клеточной дифференцировки.

Из везикулярной фракции стареющих колеоптилей проростков была выделена и охарактеризована адениновая ДНК-метилтрансфераза (WAD). Эта первая адениновая ДНК-метилтрансфераза, обнаруженная у эукариот. Фермент метилировал адениновый остаток внутри сайта TGATCA, тем самым защищая сайт от его расщепления бактериальной рестрикционной эндонуклеазой Bell.

Так как WAD-метилаза обнаружена в везикулярной фракции, содержащих митохондрии, в которых происходит активная репликация ДНК в апоптозных растительных клетках, и ее максимальная активность связана с репликацией митохондриальной ДНК и фермент предпочитает метилировать одноцепочечную ДНК, то можно предположить, что выделенная из проростков пшеницы WAD-метилаза участвует в репликации митоходриальной ДНК. Известно, что энзиматическое dam метилирование контролирует плазмидную репликацию в бактериях. Возможно WAD-метилтрансфераза может контролировать репликацию митохондриальной ДНК, которая представляет собой главным образом циклические молекулы. Известно, что митохондрии эволюционно происходят из бактерий, поэтому существование контроля плазмидной репликации адениновым ДНК метилированием, подобно бактериальному, кажется вполне реальным в растительных клетках и, вероятно, используется для контроля за репликацией митохондриальной ДНК.

Присутствие в везикулярной фракции двух эндонуклеаз WEN1 и WEN2, чувствительных к статусу метилирования ДНК, и адениновой ДНК-метилтрансферазы, скорее всего, связано с существованием эпигенетического контроля (метилирование ДНК) за нуклеазной активностью у растений. Совместно с адениновой ДНК-метилтрансферазой эндонуклеазы, вероятно, защищают митохондриальную ДНК от чужеродных ДНК. Не исключено, что эндонуклеазы WEN1 и WEN2 могут принимать участие и в репарации и рекомбинации митохондриальной активно реплицирующейся ДНК.

Другой защитной системой в растениях против внешнего воздействия является система патоген-обусловленных белков (PR), обладающих разной ферментативной активностью. Нами были выделены и охарактеризованы два белка из каллусной культуры Panax ginseng, обладающих рибонуклеазной активностью. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей РНКазы 1 и РНКазы 2 из женьшеня с известными белками позволил их отнести к классу внутриклеточных патоген-обусловленных белков (IPR). Тем самым, было впервые установлено, что IPR белки являются рибонуклеазами.

Была выявлена высокая гомология этих РНКаз из женьшеня с некоторыми аллергенами, в том числе и аллергеном из березовой пыльцы, что позволило в дальнейшем определить, что эти аллергены проявляют рибонуклеазную активность. Обнаружено, что РНКазы 1 и РНКазы 2 обладают высокой антимикробной и противоопухолевой активностями.

Представленные в работе результаты принципиально важны для понимания и расшифровки молекулярных механизмов роста и развития растений.

1. Yang W. (2011). Nucleases: diversity of structure, function and mechanism. // Quirtery Revews of Biophysics, 44, 1−93.

2. Hsia К. C., Li C.L., Yuan H. S. (2005). Structural and functional insight into sugar-nonspecific nucleases in host defense. // Current Opinion in Structural Biology 15, 126−134.

3. Laskowski M., SR. (1985). Nucleases: historical respectives. // In Nucleases (EDS. S. M. Linn & R. J. Roberts), pp. 1−21. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press.

4. Rangarajan E.S., Shankar V. (2001). Sugar non-specific endonucleases. //FEMS Microbiology Reviews 25, 583−613.

5. Aravind L., Koonin E.V. (1998). A novel family of predicted phosphoesterases includes Drosophila prune protein and bacterial RecJ exonuclease. // Trends Biochem. Sci., 23, 17- 19.

6. Aravind L, Walker DR and Koonin EV. (1999). Conserved domains in DNA repair proteins and evolution of repair systems. // Nucleic Acids Res., 27, 1223 -1242.

7. Shevelev I.V., Hubscher U. (2002). The 3' 5' exonucleases. // Nat Rev Mol Cell Biol., 3, 364−376.

8. Ip S. C., Rass U., Blanco M. G., Flynn H. R., Skehel J. M., West S. C. (2008). Identification of Holliday junction resolvases from humans and yeast. // Nature456,357−361.

9. Shen В., Singh P., Liu R., Qiu J., Zheng L., Finger L. D., Alas S. (2005). Multiple but dissectible functions of FEN-1 nucleases in nucleic acid processing, genome stability and diseases.// Bioessays, 27, 717−729.

10. Kerr J. F. R., Wyllie A. H., Currie A. R. (1972). Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. // Br. J. of Cancer 26, 239−257.

11. Horvitz H. Robert (8 декабря 2002). Worms, life and death. // Chembiochem 4, 697−711. Nobel lecture.

12. Hayflick L., Moorhead P. S. (1961). The limited in vitro lifetime of human diploid cell strains.// Exp. Aging Res. 25, 585—621.

13. Sulston J.E., White J.G. (1980). Regulation and cell autonomy during postembryonic development of Caenorhabditis elegans. II Dev. Biol. 78, 577−597.

14. Clausen B.E., Burkhardt C., Reith W., Renkawitz R., Forster, I. (1999). Conditional gene targeting in macrophages and granulocytes using LysMcre mice. // Transgenic Res. 8, 265- 277.

15. Krieser R.J., Eastman A. (1998). The cloning and expression of human deoxyribonuclease II. A possible role in apoptosis.// J. Biol. Chem. 273, 3 090 930 914.

16. Wyllie A.H. (1980). Glucocorticoid-induced thymocyte apoptosis is associated with endogenous endonuclease activation. // Nature 284, 555−556.

17. Widlak P., Garrard W. T. (2005). Discovery, regulation, and action of the major apoptotic nucleases DFF40/CAD and endonuclease G. // Journal of Cellular Biochemistry 94, 1078−1087.

18. Yeung А. Т., Hattangadi D., Blakesley L., Nicolas E. (2005). Enzymatic mutation detection technologies. // BioTechniques 38, No. 5, May, pp. 749−758.

19. Muller H. J. Nobel Lecture (1964). In Nobel Lectures, Physiology Medicine 1942;1962.

20. Kulinski J., Besack D., Oleykowski C.A., Godwin, Yeung A.T. (2000). The CEL I enzymatic mutation detection assay. // BioTechniques 29, 44−48.

21. Loeb L.A., Loeb K.R., Anderson J.P. (2003). Multiple mutations and cancer. // Proc. Natl Acad. Sci. USA, 100, 776−781.

22. Merlo L.M., Pepper J.W., Reid B.J., Maley C.C. (2006). Cancer as an evolutionary and ecological process. // Nat. Rev. Cancer, 6, 924−935.

23. Futreal P.A., Coin L., Marshall M., Down T., Hubbard T., Wooster R., Rahman N., Stratton M.R. (2004). A census of human cancer genes. // Nat. Rev. Cancer, 4, 177−183.

24. Zheng L., Dai H., Zhou M., Li M., Singh P., Qiu J., Tsark W., Huang Q., Kernstine K., Zhang X. et al. (2007) Fenl mutations result in autoimmunity, chronic inflammation and cancers. //Nat. Med., 13, 812−819.

25. Fry M. (2002). The Werner syndrome helicase-nuclease-one protein, many mysteries. //Sci/ Aging Knowledge Environ, 3, re2.

26. Kolade O. O., Carr S. B., Kuhlmann U. C., Pommer A., Kleanthous C., Bouchcinsky C.A., Hemmings A. M. (2002). Structural aspects of the inhibition of DNase and rRNase colicins by their immunity proteins.//Biochimie 84, 439−446.

27. Chahory S., Padron L., Courtois Y., Torriglia A. (2004). The LEI/L-DNase II pathway is activated in light-induced retinal degeneration in rats. // Neurosci. Lett. 367, 205−209.

28. Wion D., Casadesus J. (2006). N6-methyl-adenine: an epigenetic signal for DNA-protein interactions. //Nature Reviews. (Microbiology), 4, 183−192.

29. Arber W., Dussoix D. (1962). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. Host controlled modification of bacteriophage //. J.Mol. Biol. 5, 18−36.

30. Dixon M., Fauman E.B., Ludwig M.L. (1999). The black sheep of the family: AdoMet-dependent methyltransferases that do not fit the consensus structural foldin: S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structures and.

31. Functions//p.39−54, World Scientific Inc., Singapore.

32. Wilson G.G., Murray N.E. (1991). Restriction and modification systems. // Annu. Rev.Genet. 25, 585−627.

33. Jones PA, Baylin SB. (2007). The epigenomics of cancer. // Cell 128, 683 692.

34. Eden A, et al. (2003). Chromosomal instability and tumors promoted by DNA hypomethylation. // Science 300, 455.

35. Pogribny IP, Beland FA. (2009). DNA hypomethylation in the origin and pathogenesis of human diseases. // Cell Mol. Life Sei 66, 2249−2261.

36. Wu H, et al. (2005). Hypomethylation-linked activation of PAX2 mediates tamoxifen-stimulated endometrial carcinogenesis. //Nature 438, 981−987.

37. Ordway JM, et al. (2007). Identification of novel high-frequency DNA methylation changes in breast cancer. // PLoS One 2, 1314.

38. Rauch TA, et al. (2008). High-resolution mapping of DNA hypermethylation and hypomethylation in lung cancer. // Proc Natl Acad Sei USA 105, 252−257.

39. Figueroa ME, et al. (2009). MDS and secondary AML display unique patterns and abundance of aberrant DNA methylation. // Blood 114, 3448−345.

40. Noushmehr H, et al. (2010). Identification of a CpG Island Methylator Phenotype that Defines a Distinct Subgroup of Glioma. // Cancer Cell. 18, 510 522.

41. Александрушкиниа Н. И., Коф Э. М., Середина A.B., Борзов A.A., Ванюшин Б. Ф. (2008). Связанные со старением деградация ДНК и эндонуклеазные активности в листьях гороха нормального и афильного генотипов // Физиология растений 55, 1−14.

42. Blank A., McLeon T.A. (1989). Single-strand-preferring nuclease activity in wheat leaves is increased in senescence and is negatively photoregulated. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 3169−3173.

43. Yen Y., Green P.J. (1991) Identification and Properties of the Major Ribonucleases of Arabidopsis thaliana.// Plant Physiol. 97, 1487−1493.

44. Sugiyama M. Ito J., Aoyagi S., Fukuda H. (2000). Endonucleases // Plant Мої. Biol. 44, 387−397.

45. Александрушкина Н. И., Ванюшин Б. Ф. (2009). Эндонуклеазы и их участие в апоптозе растений. // Физиология растений 56, 1−17.

46. Fedoreyeva L.I., Sobolev D.E., Vanyushin B.F. (2007). Wheat endonuclease WEN1 depent on S-adenosyl-L-methionine and sensitive to DNA methylation status. // Epigenetics 2, 50−53.

47. Федореева Л. И., Соболев Д. Е., Ванюшин (2008). S-аденозилLметионинзависимая и чувствительная к статусу метилирования ДНК эндонуклеаза WEN2 из колеоптилей пшеницы. // Биохимия 73, 1243−1251.

48. Bist P., Sistla S., Krishnamurthy V., Acharya A., Chandrakala В., Rao D.N. (2001) S-Adenosyl-L-methionine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. // J Мої. Biol. 310, 93−109.

49. Fedoreyeva L. I., Vanyushin B. F. (2002). N6-Adenine DNA-methyltransferase in wheat seedlings. // FEBS Letters 514, 305−308.

50. Oleykowski C.A., Bronson Mullins C.R., Godwin A.K., Yeung A.T. (1998). Mutation detection using a novel plant endonuclease. // Nucleic Acids Res. 26, 4597−4602.

51. Wah DA, Bitinaite J, Schildkraut I, Aggarwal AK: Structure of Fokl has implications for DNA cleavage. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 1998, 95,10 564−10 569.

52. Carroll D (2008). Progress and prospects: zinc-finger nucleases as gene therapy agents.// Gene Ther, 15,1463−1468.

53. Kandavelou K, Mani M, Durai S, Chandrasegaran S. (2005). «Magic» scissors for genome surgery. // Nat. Biotechnol, 23, 686−687.

54. Cathomen T, Joung JK. (2008). Zinc-finger nucleases: the next generation emerges. // Mol Ther, 16, 1200−1207.

55. Bartsevich V.V., Miller J.C., case C.C., Pabo C.O. (2003). Engineered zinc finger proteins for controlling stem cell fate. // Stem Cells 21, 632−637.

56. Cost G.J., Freyvert Y., Vafiadis A., Santiago Y., Miller J.C., Rebat E., Collngwood T.N., Snowden A., Gregory P.D. (2010). Bak and Bax deletion using zinc-finger nucleases yields apoptosis-resistent CHO cells. // Biotechnol. Bioeng. 105, 330−340.

57. Jamieson AC, Miller JC, Pabo C.0.(2003). Drug discovery with engineered zinc-finger proteins. //Nat Rev Drug Discov 2,361−368.

58. Fang E.F., Ng T. B.(2011). Ribonucleases of different origins with a wide spectrum of medicinal applications. // Biochimica et Biophysica Acta 1815, 65−74.

59. Arnold U. (2008). Therapeutic potential of RNases, Curr. Pharm. Biotechnol. 9, 134.

60. Griffiths S.J., Adams D.J., Talbot S.J. (1997). Ribonuclease inhibits Kaposi’ssarcoma. 11 Nature 390, 568.

61. Matousek J. (2010). Plant ribonucleases and nucleases as antiproliferative agents targeting human tumors growing in mice. // Recent Pat. DNA Gene Seq. 4, 29−39.

62. Newton D.L., Stockwin L.H., Rybak S.M. (2009). Anti-CD22 Onconase: preparation and characterization. // Methods Mol. Biol. 525, 425−443.

63. Ardelt W., Shogen K., Darzynkiewicz Z. (2008). Onconase and amphinase, the antitumor ribonucleases from Rana pipiens oocytes. // Curr. Pharm. Biotechnol. 9, 215−225.

64. Ng T.B. (2006). Pharmacological activity of sanchi ginseng (Panax notoginseng). // J. Pharm. Pharmacol. 58, 1007−1019.

65. Rybak S.M., Hoogenboom H.R., Newton D.L., Raus J.C., Youle R.J. (1992) Rational immunotherapy with ribonuclease chimeras. An approach toward humanizing immunotoxins. // Cell Biophys. 21, 121−138.

66. Skvor J., Lipovova P., Pouckova P., Soucek J., Slavik T., Matousek J. (2006). Effect of wheat leaf ribonuclease on tumor cells and tissues. // Anticancer Drugs 17.

67. Kao H.I., Bambara R. A. (2003). The protein components and mechanism of eukaryotic Okazaki fragment maturation.// Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology, 38, 433−452.

68. Shen B., Singh P., Liu R, Qiu J., Zheng L., Finger L. D., Alas S. (2005). Multiple but dissectible functions of FEN-1 nucleases in nucleic acid processing, genome stability and diseases.// Bioessays, 27, 717−729.

69. Rena-Kranyz L. J. (2010). DNA polymerase proofreading: multiple roles maintain genome stability.//Biochimica et Biophysica Acta, 1804, 1049−1063.

70. Marti T.M., Fleck O. (2004). DNA repair nucleases.//Cellular and Molecular1. fe Science 61, 336−354.

71. Mimitou E.P., Symington L. S. (2009). DNA end resection: many nucleases make light work.// DNA Repair (Amsterdam), 8, 983−995.

72. Champoux J.J., Schultz S. J. (2009). Ribonuclease H: properties, substrate specificity and roles in retroviral reverse transcription. //FEBS Journal 276, 15 061 516.

73. Scheffler A.J., Berger J. M. (2008). DNA topoisomerases: harnessing and constraining energy to govern chromosome topology. //Quarterly Review of Biophysics 41, 41−101.

74. Wang J. C. (2002). Cellular roles of DNA topoisomerases: a molecular perspective. //Nature Reviews Molecular Cell Biology 3, 430−440.

75. Grindley N. D., Whiteson K.L., Rice P. A. (2006). Mechanisms of site-specific recombination. //Annual Review of Biochemistry 75, 567−605.

76. Patel A.A., Steitz J. A. (2003). Splicing double: insights from the second spliceosome. //Nature Reviews Molecular Cell Biology 4, 960−970.

77. Abelson J., Trotta C.R., Li H. (1998). tRNA splicing.//Journal of Biological Chemistry 273, 12 685−12 688.

78. Chu C.Y., Rana T. M. (2007). Small RNAs: regulators and guardians of the genome. //Journal of Cellular Physiology 213, 412−419.

79. Moore M.J., Proudfoot N. J. (2009). Pre-mRNA processing reaches back to transcription and ahead to translation. //Cell 136, 688−700.

80. Nowotny M., Yang W. (2009). Structural and functional modules in RNA interference. // Current Opinion in Structural Biology 19, 286−293.

81. James R., Kleanthous C., Moore G. R. (1996). The biology of E colicins: paradigms and paradoxes.//Microbiology 142, 1569−1580.

82. Sorek R., Kunin V., Hugenholtz P. (2008). CRISPR a widespread system that provides acquired resistance against phages in bacteria and archaea. //Nature Reviews Microbiology 6, 181−186.

83. Tock M.R., Dryden D. T. (2005). The biology of restriction and antirestriction. // Current Opinion in Microbiology 8, 466−472.

84. Parrish J.Z., Xue D. (2006). Cuts can kill: the roles of apoptotic nucleases in cell death and animal development. // Chromosoma 115, 89−97.

85. Crow Y.J., Rehwinkel J. (2009). Aicardi-Goutieres syndrome and related phenotypes: linking nucleic acid metabolism with autoimmunity.// Human Molecular Genetics 18, R130-R136.

86. Stephenson J. B. (2008). Aicardi-Goutieres syndrome (AGS).// European Journal of Paediatric Neurology 12, 355−358.

87. Pingoud A., Fuxreiter M., Pingoud V., Wende W. (2005). Type II restriction endonucleases: structure and mechanism. // Cellular and Molecular Life Science 62, 685−707.

88. Stoddard B. L. (2005). Homing endonuclease structure and function. // Quarterly Reviews of Biophysics 38, 49−95.

89. Harrington J.J., Lieber M. R. (1994). The characterization of a mammalian DNA structure-specific endonuclease. //EMBO Journal 13, 1235−1246.

90. Lyamichev V., Brow M.A., Dahlberg J. E. (1993). Structure-specific endonucleolytic cleavage of nucleic acids by eubacterial DNA polymerases. // Science 260, 778−783.

91. Paull T.T., Gellert M. (1998). The 3'- to 5'- exonuclease activity of Mre 11 facilitates repair of DNA double-strand breaks.// Molecular Cell 1, 969−979.

92. Usui T., Ohita T., Oshiumi H., Tomizawa J., Ogawa H., Ogawa, T. (1998). Complex formation and functional versatility of Mre 11 of budding yeast in recombination. // Cell 95, 705−716.

93. Pingoud A, Jeltsch A. (2001). Structure and function of type II restriction endonucleases. // Nucleic Acids Res., 29, 3705 ± 3727.

94. Orlowski J., Bujnicki J. M. (2008). Structural and evolutionary classification of type II restriction enzymes based on theoretical and experimental analyses.//.

95. Nucleic Acids Research 36, 3552−3569.

96. Carte J., Wang R., LI H., Terns R.M., Terns M.P. (2008). Cas6 is an endoribonuclease that generates guide RNAs for invader defense in prokaryotes. // Genes and Development 22, 3489−3496.

97. Nowotny M., Gaidamakov S. A., Crouch R.J., Yang W. (2005). Crystal structures of RNase H bound to an RNA/DNA hybrid: substrate specificity and metal-dependent catalysis.// Cell 121, 1005−1016.

98. Yang W., Steitz T. A. (1995). Recombining the structures of HIV integrase, RuvC and RNase H.//Structure 3, 131−134.

99. Eckstein F. (1985). Nucleoside phosphorothioates.// Annual Review of Biochemistry 54, 367−402.

100. GerltT J. A., Coderre J.A., Mehgi S. (1983). Oxygen chiral phosphate esters. //Advances in Enzymology and Related Areas of Molecular Biology 55, 291−380.

101. Stuckey J.A., Dixon J. E. (1999). Crystal structure of a phospholipase D family member. // Nature Structural Biology 6, 278−284.

102. Champoux J. J. (2001). DNA topoisomerases: structure, function, and mechanism. // Annual Review of Biochemistry 70, 369¹³.

103. Cowan J. A. (2002). Structural and catalytic chemistry of magnesium-dependent enzymes.// Biometals 15, 225−235.

104. Maguire M.E., Cowan J. A. (2002). Magnesium chemistry and biochemistry.// Biometals 15, 203−210.

105. Romani A., Scarpa A. (1992). Regulation of cell magnesium. // Archives of Biochemistry and Biophysics 298, 1−12.

106. Harding M. M. (1999). The geometry of metal-ligand interactions relevant to proteins.// Acta Crystallographica D: Biological Crystallography 55, 1432−1443.

107. Chistanson D. W. (1991). Structural biology of zinc.// Advances in Protein Chemistry 42, 281−355.

108. Pidcock E., Moore G. R. (2001). Structural characteristics of protein binding sites for calcium and lanthanide ions. // Journal of Biology and Inorganic Chemistry 6, 479−489.

109. Jabri E., Carr M. B., Hausinger R.P., Karplus P.A. (1995). The crystal structure of urease from Klebsiella aerogenes. il Science 268, 998−1004.

110. Jencks W. P. (1969). AND Catalysis in Chemistry and Enzymology New York: McGraw Hill, pp 111/115.

111. Garcin E. D., Hosfield D. J., Desai S. A., Haas B. J., Bjoras M., Cunningham R.P., Tainer J. A. (2008). DNA apurinic-apyrimidinic site binding and excision by endonuclease IV. // Nature Structural and Molecular Biology 15, 515−522.

112. Ivanov I., Tainer J.A., McCammon J. A. (2007). Unraveling the three-metal-ion catalytic mechanism of the DNA repair enzyme endonuclease IV. // Proceedings of the National Academy of Sciences USA 104, 1465−1470.

113. Romier C., Dominguez R., Lahm A., Dahl O., Suck D. (1998). Recognition of single-stranded DNA by nuclease PI: high resolution crystal structures of complexes with substrate analogs.// Proteins 32, 414−424.

114. Beese L.S., Syeiez T. A. (1991). Structural basis for the 3'—5' -exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism. // EMBO Journal 10, 25−33.

115. Freemont P. S., Friedman J. M., Beese L. S., Sanderson M.R., Steiez T. A (1988). Cocrystal structure of an editing complex of Klenow fragment with DNA. // Proceedings of the National Academy of Sciences USA 85, 8924−8928.

116. Kim E.E., Wyckoff H. W. (1991). Reaction mechanism of alkaline phosphatase based on crystal structures. Two-metal ion catalysis. // Journal of.

117. Molecular Biology 218, 449⁶⁴.

118. Stahley M.R., Strobel S. A. (2005). Structural evidence for a two-metal-ion mechanism of group I intron splicing. // Science 309, 1587−1590.

119. Toor N., Rajashnkar K., Keating K.S., Pyle A.M. (2008). Structural basis for exon recognition by a group II intron. // Nature Structural and Molecular Biology 15, 1221−1222.

120. Yang W., Lee J.Y., Nowotny M. (2006). Making and breaking nucleic acids: two-Mg2±ion catalysis and substrate specificity.// Molecular Cell 22, 5−13.

121. Hopfner K. P., Karcher A., Craig L., Woo T. T., Carney J.P., Tainer J. A. (2001). Structural biochemistry and interaction architecture of the DNA doublestrand break repair Mrell nuclease and Rad50-ATPase. // Cell 105, 473⁸⁵.

122. Horton N.C., Perona J. J. (2004). DNA cleavage by EcoRV endonuclease: two metal ions in three metal ion binding sites. // Biochemistry 43, 6841−6857.

123. Nowotny M., Gaidamakov S. A., Ghirlando R., Cerritelli S. M., Crouch R.J., Yang W. (2007). Structure of human RNase HI complexed with an RNA/DNA hybrid: insight into HIV reverse transcription. // Molecular Cell 28, 264−276.

124. Brautigan C.A., Steitz T. A. (1998). Structural principles for the inhibition of the 3'-5' exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I by phosphorothioates. // Journal of Molecular Biology 277, 363−377.

125. Lee J. Y., Chang J., Joseph N., Ghirlando R., Rao D. N., Yang W. (2005). MutH complexed with Hemiand unmethylated DNAs: coupling base recognition and DNA cleavage.// Molecular Cell 20, 155−166.

126. Newman M., Lunnen K., Wilson G., Greci J., Schldkraut I., Phillips S. E. (1998). Crystal structure of restriction endonuclease Bgll bound to its interrupted DNA recognition sequence. // EMBO Journal 17, 5466−5476.

127. Vladiu H., Aggarwal A. K. (1998). The role of metals in catalysis by the restriction endonuclease BamHI. // Nature Structural Biology 5, 910−916.

128. Bitinaite J., Wah D. A., Aggarwal A.K., Schldkraut I. (1998). Fokl dimerization is required for DNA cleavage. // Proceedings of the National Academy of Sciences USA 95, 10 570−10 575.

129. Xu Q. S., Roberts R.J., Guo H. C. (2005). Two crystal forms of the restriction enzyme MspI-DNA complex show the same novel structure.// Protein Science 14, 2590−2600.

130. Ban C., Yang W. (1998). Structural basis for MutH activation in E. coli mismatch repair and relationship of MutH to restriction endonucleases. // EMBO Journal 17, 1526−1534.

131. Dryden D. T., Murray N.E., Rao D. N. (2001). Nucleoside triphosphate dependent restriction enzymes. // Nucleic Acids Research 29, 3728−3741.

132. Murray N. E. (2000). Type I restriction systems: sophisticated molecular machines (a legacy of Bertani and Weigle). // Microbiology and Molecular.

133. Biology Reviews 64, 412−434.

134. Niv M.Y., Ripoll D. R., Vila J. A., Liwo A., Vanamee E. S., Aggarwal A. K., Weinstein H., Schraga H. A. (2007). Topology of Type II REases revisitedstructural classes and the common conserved core.// Nucleic Acids Research 35, 2227−2237.

135. Lapkouski M., Panjkar S., Janscak P., Smatanova I. K., Carey J., Ettrich R., Csefalvay E. (2009). Structure of the motor subunit of type I restriction-modification complex EcoR124I. // Nature Structural and Molecular Biology 16, 94−95.

136. Liu Y., Kao H.I., Bambara R.A. (2004). Flap endonuclease 1: a central component of DNA metabolism. // Annu. Rev. Biochem. 73, 589−615.

137. Syson K., Tomlinson C., Chapados B. R., Sayers J. R., Tainer J. A., Williams N.H., Grasby BY J. A. (2008). Three metal ions participate in the reaction catalyzed by T5 flap endonuclease. // Journal of Biological Chemistry 283, 2 874 128 746.

138. Hoard D.E., Goad W. (1968). Products in the initial stages of digestion of polydeoxynucleotides by pancreatic deoxyribonuclease (DNase I). // Journal of Molecular Biology 31, 595−606.

139. Kunitz M. (1950). Crystalline desoxyribonucleaseisolation and general propertiesspectrophotometric method for the measurement of desoxyribonuclease activity. // Journal of General Physiology 33, 349−362.

140. Suck D., Oefner C., Kabsch W. (1984). Three-dimensional structure of bovine pancreatic DNase I at 25 A resolution. // EMBO Journal 3, 2423−2430.

141. Chen D. S., Herman T., Demple B. (1991). Two distinct human DNA diesterases that hydrolyze 3'-blocking deoxyribose fragments from oxidized DNA. // Nucleic Acids Research 19, 5907−5914.

142. Mol C. D., Kuo C. F., Thayer M. M., Cunningham R. P., Tainer J. A. (1995). Structure and function of the multifunctional DNA-repair enzyme exonuclease III. //Nature 374, 381−386.

143. Valle M F., Balada E., Ordi-Ros J., Vilardelll-Tarres M. (2008). DNase 1 and systemic lupus erythematosus. // Autoimmunity Reviews 7, 359−363.

144. Weston S. A., Lahm A., Suck D. (1992). X-ray structure of the DNase I-d (GGTATACC)2 complex at 23 A resolution. // Journal of Molecular Biology 226, 1237−1256.

145. Chen W.J., Liao T. H. (2006). Structure and function of bovine pancreatic deoxyribonuclease I. // Protein and Peptide Letters 13, 447¹⁵³.

146. Pan C.Q., Lazarus R. A. (1999). Ca2±dependent activity of human DNase I and its hyperactive variants. // Protein Science 8, 1780−1788.

147. Chen W. J., Lai P. J., Lai Y. S., Huang P. T., Lin C.C., Liao, T. H. (2007). Probing the catalytic mechanism of bovine pancreatic deoxyribonuclease I by chemical rescue. // Biochemical and Biophysical Research Communications 352, 689−696.

148. Jones S. J., Worrall A.F., Connoly B. A. (1996). Site-directed mutagenesis of the catalytic residues of bovine pancreatic deoxyribonuclease I. // Journal of Molecular Biology 264, 1154−1163.

149. Spiegel P. C., Chevalier B., Sussman D., Turmel M., Lemiux C., Stoddard B. L. (2006). The structure of I-Ceul homing endonuclease: Evolving asymmetric DNA recognition from a symmetric protein scaffold. // Structure 14, 869−880.

150. Duan X., Gimble F.S., Quiocho F. A. (1997). Crystal structure of Pl-Scel, a homing endonuclease with protein splicing activity. // Cell 89, 555−564.

151. Moure C. M., Gimble F.S., Quiocho F. A. (2008). Crystal structures of I-Scel complexed to nicked DNA substrates: snapshots of intermediates along the DNA cleavage reaction pathway. // Nucleic Acids Research 36, 3287−3296.

152. Yang K., Zhang L., Xu T., Heroux A., Zhao R. (2008). Crystal structure of the beta-finger domain of Prp8 reveals analogy to ribosomal proteins. // Proceedings of the National Academy of Sciences USA 105, 13 817−13 822.

153. Friedhoff P., Franke I., Meiss G., Wende W., Krause K. L., Pingoud A. (1999). A similar active site for non-specific and specific endonucleases. // Nature Structural Biology 6, 112−113.

154. Koonin E.V., Ilyina T. V. (1993). Computer-assisted dissection of rolling circle DNA replication. // Biosystems 30, 241−268.

155. Kuhlmann U. C., Moore G. R., James R., Kleanthous C., Hemmings A. M. (1999). Structural parsimony in endonuclease active sites: should the number of homing endonuclease families be redefined?// FEB S Letters 463, 1−2.

156. Monzingo A. F., Ozburn A., Xia S., Meyer R.J., Robertus J. D. (2007). The structure of the minimal relaxase domain of Mob A at 21 A resolution. // Journal of Molecular Biology 366, 165−178.

157. Yang W. (2008). An equivalent metal ion in oneand two-metal-ion catalysis. // Nature Structural and Molecular Biology 15, 1228−1231.

158. Sokolowska M., Czapinska H., Bochtler M. (2009). Crystal structure of the beta beta alpha-Me type II restriction endonuclease Hpy99I with target DNA. // Nucleic Acids Research 37, 3799−3810.

159. Cymerman I. A., Obarska A., Skowronek K. J., Lubys A., Bujnicki J. M. (2006). Identification of a new subfamily of HNH nucleases and experimental characterization of a representative member, HphI restriction endonuclease. // Proteins 65, 867−876.

160. Jakubauskas A., Giedriene J., Bujnicki J.M., Janulaitis A. (2007). Identification of a single HNH active site in type IIS restriction endonuclease Eco31I. // Journal of Molecular Biology 370, 157−169.

161. Chattrjee D. K., Hammond A. W., Blakesley R. W., Adams S.M., Gerard G. F. (1991). Genetic organization of the Kpnl restriction-modification system. // Nucleic Acids Research 19, 6505−6509.

162. Friedhoff P., Kolmes B., Gimadutdinow O., Wende W., Krause K.L., Pingoud A. (1996). Analysis of the mechanism of the Serratia nuclease using site-directed mutagenesis. // Nucleic Acids Research 24, 2632−2639.

163. Muro-Pastor A. M., Flores E., Herrero A., Wolk C. P. (1992). Identification, genetic analysis and characterization of a sugar-non-specific nuclease from the Cyanobacterium Anabaena sp. PCC 7120. // Molecular Microbiology 6, 30 213 030.

164. Chen Y. C., Shipley G. L., Ball T.K., Benedik M.J. (1992). Regulatory mutants and transcriptional control of the Serratia marcescens extracellular nuclease gene. // Molecular Microbiology 6, 643−651.

165. Buttner S., Eisenberg T., Carmona-Gutierrez D., Ruli D., Knauer H., Ruckenstuhl C., Sigrist C., Wissing S., Kollroser M., Frohlich K. U., Sigrist S., Madeo F. (2007). Endonuclease G regulates budding yeast life and death.// Molecular Cell 25, 233−246.

166. Benedik M.J., Strych U. (1998). Serratia marcescens and its extracellular nuclease. // FEMS Microbiology Letters 165, 1−13.

167. Ghosh M., Meiss G., Pingoud A. M., London R.E., Pedersen L. C. (2007). The nuclease a-inhibitor complex is characterized by a novel metal ion bridge. // Journal of Biological Chemistry 282, 5682−5690.

168. Enari M., Sakahira H., Yokoyama H., Okawa K., Iwamatsu A., Nagata S. (1998). A caspase-activated DNase that degrades DNA during apoptosis, and its inhibitor ICAD. // Nature 391, 43−50.

169. Liu X., Zou H., Slaughter C., Wang X. (1997). DFF, a heterodimeric protein that functions downstream of caspase-3 to trigger DNA fragmentation during apoptosis. // Cell 89, 175−184.

170. Widlak P. (2000). The DFF40/CAD endonuclease and its role in apoptosis. // Acta Biochimica Polonica 47, 1037−1044.

171. Korn C., Scholz S. R,. Gimadutdinow O., Pingoud A., Meiss G. (2002). Involment of conserved histidine, lysine and tyrosine residues in the mechanism of DNA cleavage by the caspase-3 activated DNAse CAD// Nuc. Acids Res. 30, 1325−1332.

172. Koonin E.V., Ilyina T. V. (1993). Computer-assisted dissection of rolling circle DNA replication. // Biosystems 30, 241−268.

173. Ton-Hoang B., Guynet C., Ronning D. R., Cointin-Marty B., Dyda F.,.

174. Chandler M. (2005). Transposition of ISHp608, member of an unusual family of bacterial insertion sequences. // EMBO Journal 24, 3325−3338.

175. Demple B., Harrison L. (1994). Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology. // Annual Review of Biochemistry 63, 915−948.

176. Coleman J. E. (1992). Structure and mechanism of alkaline phosphatase.// Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure 21, 441−483.

177. Stec B., Holtz K.M., Kantrowitz E. R. (2000). A revised mechanism for the alkaline phosphatase reaction involving three metal ions. // Journal of Molecular Biology 299, 1303−1311.

178. Steitz T.A., Steitz J. A. (1993). A general two-metal-ion mechanism for catalytic RNA. // Proceedings of the National Academy of Sciences USA 90, 6498−6502.

179. Zalatan J. G., Fenn T.D., Herschlag D. (2008). Comparative enzymology in the alkaline phosphatase superfamily to determine the catalytic role of an active-site metal ion. // Journal of Molecular Biology 384, 1174−1189.

180. Desai N.A., Shankar V. (2003). Single-strand-specific nucleases. // FEMS Microbiology Reviews 26, 457−491.

181. Champoux J. J. (2001). DNA topoisomerases: structure, function, and mechanism. // Annual Review of Biochemistry 70, 369⁴¹³.

182. Sasnauskas G., Connolly B. A., Halford S.E., Siksnys V. (2007). Site-specific DNA transesterification catalyzed by a restriction enzyme.// Proceedings of the National Academy of Sciences USA 104, 2115−2120.

183. Schoeffler A.J., Berger J. M. (2008). DNA topoisomerases: harnessing and constraining energy to govern chromosome topology.// Quarterly Review of Biophysics 41, 41−101.

184. Sasnauskas G., Zakrys L., Zaremba M., Cosstick R., Gaynor J. W., Halford.

185. S.E., Siksnys V. (2010). A novel mechanism for the scission of double-stranded DNA: Bfil cuts both 3'—5' and 5'—3' strands by rotating a single active site. // Nucleic Acids Research 38, 2399−2410.

186. Nagata S. (2007). Autoimmune diseases caused by defects in clearing dead cells and nuclei expelled from erythroid precursors. // Immunological Reviews 220, 237−250.

187. Vitkute J., Maneliene Z., Petrusyte M., Janulaitis A. (1998). Bfil, a restriction endonuclease from Bacillus firmus S8120, which recognizes the novel non-palindromic sequence 5'-ACTGGG (N)-3 // Nucleic Acids Research 26, 33 483 349.

188. Lagunavicius A., Sasnauskas G., Halford S.E., Siksnys V. (2003). The metal-independent type lis restriction enzyme Bfil is a dimer that binds two DNA sites but has only one catalytic centre. // Journal of Molecular Biology 326, 1051−1064.

189. Davies D. R., Interthal H., Champoux J.J., Hoi W. G. (2004). Explorations of peptide and oligonucleotide binding sites of tyrosyl-DNA phosphodiesterase using vanadate complexes. // Journal of Medicinal Chemistry 47, 829−837.

190. Ip S. C., Rass U., Blanco M. G., Flynn H. R., Skehel J. M., West S. C. (2008). Identification of Holliday junction resolvases from humans and yeast. // Nature456,357−361.

191. Biertumpfel C., Yang W., Suck D. (2007). Crystal structure of T4 endonuclease VII resolving a Holliday junction. // Nature 449, 616−620.

192. Hadden J. M., De 'Clais A.-C., Carr S. B., Lilley D. M. J., Phillips E. V. (2007). The structural basis of Holliday junction resolution. // Nature 449, 621 624.

193. Lilley D.M., White M. F. (2001). The junction resolving enzymes. // Nature Reviews Molecular Cell Biology 2, 433¹⁴³.

194. Beattie T.R., Bell S.D.(2011). Molecular machines in archaeal DNA replication. // Curr Opin Chem Biol., 15, 614−619.

195. Kunkel T.A., Burgers, P.M. (2008). Dividing the workload at a eukaryotic replication fork. // Trends Cell. Biol. 18, 521−527.

196. Nishino T., Morikawa K. (2002). Structure and function of nucleases in DNA repair: shape, grip and blade of the DNA scissors. // Oncogene 21, 9022 9032.

197. Banos B., Villar L., Salas M, de Vega M. (2012). DNA stabilization at the Bacillus subtilis PolX core—a binding model to coordinate polymerase, AP-endonuclease and 3'-5' exonuclease activities. // Nucleic Acids Res. 40, 97 509 762.

198. Stith, C.M., Sterling, J., Resnick, M.A., et al. (2008). Flexibility of eukaryotic Okazaki fragment maturation through regulated strand displacement synthesis. J. Biol. Chem. 283, 34 129−34 140.

199. Hausen P, Stein H. Ribonuclease H. (1970). An enzyme degrading the RNA moiety of DNA-RNA hybrids. // Eur J Biochem.14, 278−283.

200. Lieber M.R. (1997). The FEN-1 family of structure-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair.// Bioessays, 19, 233 240.

201. Kaliraman V., Mullen J.R., Fricke W.M., Bastin-Shanower S.A., Brill S.J. (2001). Functional overlap between Sgsl-Top3 and the Mms4-Mus81 endonuclease. // Genes Dev., 15, 2730 2740.

202. Interthal H., Heyer W.D. (2000). MUS81 encodes a novel helix-hairpin-helix protein involved in the response to UVand methylation-induced DNA damage in.

203. Saccharomyces cerevisiae. // Mol. Gen. Genet., 263, 812 827.

204. Mullen J.R., Kaliraman V., Ibrahim S.S., Brill S.J. (2001). Requirement for three novel protein complexes in the absence of the Sgsl DNA helicase in Saccharomyces cerevisiae.//Genetics, 157, 103 118.

205. Pursell Z.F., Isoz I., Lundstrom, E.B., et al. (2007). Yeast DNA polymerase epsilon participates in leading-strand DNA replication.// Science 317, 127−130.

206. Nick McElhinny S.A., Gordenin D.A., Stith C.M., et al. (2008). Division of labor at the eukaryotic replication fork. // Mol. Cell 30, 137−144.

207. Burgers P.M. (2009). Polymerase dynamics at the eukaryotic DNA replication fork.// J. Biol. Chem. 284, 4041−4045.

208. Turchi J.J., Bambara R.A. (1993). Completion of mammalian lagging strand DNA replication using purified proteins.// J. Biol. Chem. 268, 15 136−15 141.

209. Turchi J.J., Huang L., Murante R.S. (1994). Enzymatic completion of mammalian lagging-strand DNA replication. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA 91, 9803−9807.

210. Waga S., and Stillman, B. (1994). Anatomy of a DNA replication fork revealed by reconstitution of SV40 DNA replication in vitro. // Nature 369, 207 212.

211. Waga S., Bauer G., Stillman B. (1994). Reconstitution of complete SV40 DNA replication with purified replication factors. // J. Biol. Chem. 269, 1 092 310 934.

212. Bambara R.A., Murante R.S., Henricksen L.A. (1997). Enzymes and reactions at the eukaryotic DNA replication fork. J. Biol. Chem.// 272, 4647−4650.

213. Hosfield D.J., Mol C.D., Shen B. (1998). Structure of the DNA repair and replication endonuclease and exonuclease FEN-1: coupling DNA and PCNA binding to FEN-1 activity. // Cell 95, 135−146.

214. Shen B., Singh P., Liu R. (2005). Multiple but dissectible functions of FEN-1 nucleases in nucleic acid processing, genome stability and diseases. // Bioessays 27,717−729.

215. Garg P., Stith C.M. Sabouri, N. (2004). Idling by DNA polymerase deltamaintains a ligatable nick during lagging-strand DNA replication. // Genes Dev.18, 2764−2773.

216. Kucherlapati M., Yang K., Kuraguchi M. (2002). Haploinsufficiency of flap endonuclease (Fenl) leads to rapid tumor progression. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99, 9924−9929.

217. Larsen E., Gran C., Saether B.E. (2003). Proliferation failure and gamma radiation sensitivity of Fenl null mutant mice at the blastocyst stage. // Mol. Cell. Biol. 23, 5346−5353.

218. Zheng L., Dai H., Qiu J. (2007). Disruption of the FEN-l/PCNAinteraction results in DNA replication defects, pulmonary hypoplasia, pancytopenia, and newborn lethality in mice. // Mol. Cell. Biol. 27, 3176−3186.

219. Lee B.I., Wilson, D.M. (1999). The RAD2 domain of human exonuclease 1 exhibits 5' to 3' exonuclease and flap structure-specific endonuclease activities. // J. Biol. Chem. 274, 37 763−37 769.

220. Tishkoff D.X., Boerger A.L., Bertrand P. (1997). Identification and characterization of Saccharomyces cerevisiae EXOl, a gene encoding an exonuclease that interacts with MSH2. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 74 877 492.

221. Budd M.E., Choe W.C., Campbell, J.L. (1995). Dna2 encodes a DNA helicase essential for replication of eukaryotic chromosomes. // J. Biol. Chem. 270, 2 676 626 769.

222. Bae S.H., Seo Y.S. (2000). Characterization of the enzymatic properties of the yeast Dna2 helicase/endonuclease suggests a new model for Okazaki fragment processing. // J. Biol. Chem. 275, 38 022−38 031.

223. Bae S.H., Choi E., Lee K.H. (1998). Dna2 of Saccharomyces cerevisiae possesses a single-stranded DNA-specific endonuclease activity that is able to act on double-stranded DNA in the presence of ATP. // J. Biol. Chem. 273, 2 688 026 890.

224. Bae S.H., Bae K.H., Kim J.A. (2001). RPA governs endonuclease switching during processing of Okazaki fragments in eukaryotes. // Nature 412, 456—461.

225. Kim J.H., Kim H.D., Ryu G.H. (2006). Isolation of human Dna2 endonuclease and characterization of its enzymatic properties. // Nucleic Acids Res. 34, 1854−1864.

226. Masuda-Sasa T., Imamura O., Campbell J.L. (2006). Biochemical analysis of human Dna2. //Nucleic Acids Res. 34, 1865−1875.

227. Chai Q., Zheng L., Zhou M. (2003). Interaction and stimulation of human FEN-1 nuclease activities by heterogeneous nuclear ribonucleoprotein A1 in alphasegment processing during Okazaki fragment maturation. // Biochemistry 42, 15 045−15 052.

228. Zheng L., Zhou M., Guo Z. (2008). Human DNA2 is a mitochondrial nuclease/helicase for efficient processing of DNA replication and repair intermediates. // Mol. Cell 32, 325−336.

229. Duxin J.P., Dao B., Martinsson, P. (2009). Human Dna2 is a nuclear and mitochondrial DNA maintenance protein. // Mol. Cell. Biol. 29, 4274−4282.

230. Li H., Zhu H., Xu C.J., Yuan, J. (1998). Cleavage of BID by caspase-8 mediates the mitochondrial damage in the apoptosis. // Cell 94, 491−501.

231. Cote J., Ruiz-Carrillo A. (1993). Primers for mitochondrial DNA replication generated by endonuclease G. // Science 261, 765−769.

232. Clayton D.A. (1987). Nuclear gene products that function in mitochondrial DNA replication. // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B, 317, 473−482.

233. Zassenhaus H.P., Hofmann T.J., Uthayashanker R., Vincent R.D., Zona M. (1988). Construction of a yeast mutant lacking the mitochondrial nuclease. // Nucleic Acids Res. 16, 3283−3296.

234. Kelner A. (1949). Effect of Visible Light on the Recovery of Streptomyces Griseus Conidia from Ultra-violet Irradiation Injury. // Proc Natl Acad Sci U S A. 35, 73−79.

235. Vassylyev D., Morikawa K. (1997). DNA-repair enzymes. // Curr. Opin. Struct. Biol., 7, 103−109.

236. Sharpies G.J., Sharpies G.J. (2001). The X philes: structure-specific endonucleases that resolve Holliday junctions. // Mol. Microbiol., 39, 823−834.

237. Roberts R.J., Cheng X. (1998). Base flipping. I I Annu. Rev. Biochem., 67, 181−198.

238. Mol C.D., Hosfield D.J., Tainer J.A. (2000). Abasic site recognition by two apurinic/apyrimidinic endonuclease families in DNA base excision repair: the 3' ends justify the means. // Mutat. Res., 460, 211−229.

239. Parikh S.S., Putnam C.D., Tainer J.A. (2000). Lessons learned from structural results on uracil-DNA glycosylase. // Mutat. Res., 460, 183−199.

240. Mol C.D., Izumi T., Mitra S., Tainer J.A. (2000). DNA-bound structures and mutants reveal abasic DNA binding by APE1 and DNA repair coordination corrected. //Nature, 403, 451−456.

241. Hosfield D.J., Guan Y., Haas B.J., Cunningham R.P., Tainer J.A. (1999). Structure of the DNA repair enzyme endonuclease IV and its DNA complex: double-nucleotide flipping at abasic sites and three-metal-ion catalysis. // Cell, 98, 397−408.

242. Tsutakawa S.E., Jingami H., Morikawa K. (1999). Recognition of a TG mismatch: the crystal structure of very short patch repair endonuclease in complex with a DNA duplex. // Cell, 99, 615−623.

243. Lamers M.H., Perrakis A., Enzlin J.H., Winterwerp H.H., de Wind N., Sixma T.K. (2000). The crystal structure of DNA mismatch repair protein MutS binding to a G x T mismatch. //Nature, 407, 711−717.

244. Obmolova G., Ban C., Hsieh P., Yang W. (2000). Crystal structures of mismatch repair protein MutS and its complex with a substrate DNA. // Nature, 407, 703−710.

245. Shamoo Y., Steitz T.A. (1999). Building a replisome from interacting pieces: sliding clamp complexed to a peptide from DNA polymerase and a polymerase editing complex. // Cell, 99, 155−166.

246. Yoshikawa M., Iwasaki H., Shinagawa H. (2001). Evidence that phenylalanine 69 in Escherichia coli RuvC resolvase forms a stacking interaction during binding and destabilization of a Holliday junction DNA substrate. //J. Biol. Chem., 276, 10 432−10 436.

247. Ramotar D., Popoff S.C., Gralla E.B., Demple B. (1991). Cellular role of yeast Apnl apurinic endonuclease/3'-diesterase: repair of oxidative and alkylation DNA damage and control of spontaneous mutation. //Mol. Cell. Biol., 11, 45 374 544.

248. Xanthoudakis S., Miao G., Wang F., Pan Y.C., Curran T. (1992). Redox activation of Fos-Jun DNA binding activity is mediated by a DNA repair enzyme. //EMBO J., 11,3323−3335.

249. Wilson III D.M., Thompson L.H. (1997). Life without DNA repair. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 12 754−12 757.

250. Modrich P., Lahue R. (1996). Mismatch repair in replication fidelity, genetic recombination, and cancer biology. //Annu. Rev. Biochem., 65, 101−133.

251. Yang W. (2000). Structure and function of mismatch repair proteins. // Mutat. Res., 460, 245−256.

252. Tsutakawa SE, Morikawa K. (2001). Nucleic Acids Res., 19: 3775−3783.

253. Petit C., Sancar A. (1999). Nucleotide excision repair: from E. coli to man. //Biochimie, 81, 15−25.

254. Prakash S., Prakash L. (2000). Nucleotide excision repair in yeast. //Mutat. Res., 451, 13−24.270. de Boer J., Hoeijmakers J.H. (2000). Nucleotide excision repair and human syndromes. // Carcinogenesis, 21, 453−460.

255. D’Amours D., Jackson S.P. (2002). The Mrell complex: at the crossroads of dna repair and checkpoint signalling. // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 3, 317−327.

256. Levin J.D., Shapiro R., Demple B. (1991). Metalloenzymes in DNA repair. Escherichia coli endonuclease IV and Saccharomyces cerevisiae Apnl. // J. Biol. Chem., 266, 22 893−22 898.

257. Daley JM, Palmbos PL, Wu D, Wilson TE. (2005). Nonhomologous endjoining in yeast. // Annu Rev Genet., 39, 431−451.

258. Szostak JW, Orr-Weaver TL, Rothstein RJ, Stahl FW. (1983). The double-strand-break repair model for recombination. // Cell 33, 25−35.

259. Ferguson DO, Holloman WK. (1996). Recombinational repair of gaps in DNA is asymmetric in Ustilago maydis and can be explained by a migrating D-loop model.// Proc Natl Acad Sci USA 93, 5419−5424.

260. Nassif N, Penney J, Pal S, Engels WR, Gloor GB. (1994). Efficient copying of nonhomologous sequences from ectopic sites via P-element-induced gap repair. // Мої Cell Biol. 14, 1613−1625.

261. Yeeles JT, Dillingham MS. (2010). The processing of double-stranded DNA breaks for recombinational repair by helicase-nuclease complexes. // DNA Repair (Amst). 9,276−85.

262. Yadav T, Carrasco B, Myers AR, George NP, Keck JL, Alonso JC. (2012). Genetic recombination in Bacillus subtilis: a division of labor between two single-strandDNA-binding proteins. // Nucleic Acids Res. 40, 5546−5559.

263. Grove DE, Anne G, Hedayati MA, Bryant FR. (2012). Stimulation of the Streptococcus pneumoniae RecA protein-promoted three-strand exchange reaction by the competence-specific SsbB protein. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 17.

264. McEachern M.J., Haber .JE. (2006). Break-induced replication and recombinational telomere elongation in yeast. // Annu Rev Biochem. 75, 111−135.

265. Krogh B. O, Symington LS. (2004). Recombination proteins in yeast. // Annu. Rev. Genet. 38, 233−271.

266. Trujillo K.M., Sung P. (2001). DNA structure-specific nuclease activities in the Saccharomyces cerevisiae Rad50*Mrell complex. // J. Biol. Chem. 276,35 458−35 464.

267. Sharpies G.J., Leach D.R. (1995). Structural and functional similarities between the SbcCD proteins of Escherichia coli and the RAD50 and MRE11 (RAD32) recombination and repair proteins of yeast. // Mol. Microbiol. 17, 12 151 217.

268. Furuse M., Nagase Y., Tsubouchi H., Murakami-Murofushi K., Shibata T., Ohta K. (1998). Distinct roles of two separable in vitro activities of yeast Mrel 1 in mitotic and meiotic recombination. // EMBO J. 17, 6412−6425.

269. Moreau S., Ferguson J.R., Symington L.S. (1999). The nuclease activity of Mrell is required for meiosis but not for mating type switching, end joining, or telomere maintenance. // Mol Cell Biol. 19, 556−566.

270. Usui T., Ohta T., Oshiumi H., Tomizawa J., Ogawa H., Ogawa T. (1998). Complex formation and functional versatility of Mrell of budding yeast in recombination. // Cell. 95, 705−716.

271. Arthur L.M., Gustausson K., Hopftier K.P., Carson C.T., Stracker T.H., Karcher A., Felton D., Weitzman M.D., Tainer J., Carney J.P. (2004). Structural and functional analysis of Mrel 1−3. // Nucleic Acids Res. 32, 1886−1893.

272. D1 Amours D., Jackson S.P. (2002). The Mrell complex: at the crossroads of DNA repair and checkpoint signalling. // Nat Rev Mol Cell Biol. 3, 317−327.

273. Paull T.T., Gellert M. (1999). Nbsl potentiates ATP-driven DNA unwinding and endonuclease cleavage by the Mrell/Rad50 complex. // Genes Dev. 13,12 761 288.

274. Trujillo K.M., Roh D.H., Chen L., Van Komen S., Tomkinson A., Sung P. (2003). Yeast xrs2 binds DNA and helps target rad50 and mrel 1 to DNA ends. // J. Bio. l Chem. 278, 48 957^8964.

275. Paull T.T., Gellert M. (1998). The 3' to 5' exonuclease activity of Mre 11 facilitates repair of DNA double-strand breaks. // Mol. Cell. 1, 969−979.

276. Desai-Mehta A., Cerosaletti K.M., Concannon P. (2001). Distinct functional domains of nibrin mediate Mrell binding, focus formation, and nuclear localization. // Mol. Cell Biol. 21, 2184−2191.

277. Nairz K., Klein F. (1997). mrellS~a yeast mutation that blocks double-strand-break processing and permits nonhomologous synapsis in meiosis. // Genes Dev. 11, 2272−2290.

278. Lieber M.R. (1997). The FEN-1 family of structure-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair. // Bioessays. 19, 233−240.

279. Digilio F.A., Pannuti A., Lucchesi J.C., Furia M., Polito L.C. (1996). Tosca: a Drosophila gene encoding a nuclease specifically expressed in the female germline. // Dev. Biol. 178, 90−100.

280. Qiu J., Qian Y., Chen V., Guan M.X., Shen B. (1999). Human exonuclease 1 functionally complements its yeast homologues in DNA recombination, RNA primer removal, and mutation avoidance. // J. Biol. Chem. 274, 7893−17 900.

281. Szankasi P., Smith G.R. (1995). A role for exonuclease I from S. pombe in mutation avoidance and mismatch correction. // Science. 267, 1166−1169.

282. Tsubouchi H., Ogawa H. (2000). Exol roles for repair of DNA double-strand breaks and meiotic crossing over in Saccharomyces cerevisiae. // Mo. l Biol. Cell. 11, 2221−2233.

283. Morin I., Ngo H.P., Greenall A., Zubko M.K., Morrice N., Lydall D. (2008). Checkpoint-dependent phosphorylation of Exol modulates the DNA damage response. // EMBO J. 27, 2400−2410.

284. El-Shemerly M., Janscak P., Hess D., Jiricny J., Ferrari S. (2005). Degradation of human exonuclease lb upon DNA synthesis inhibition. // Cancer Res. 65, 3604−3609.

285. El-Shemerly M., Hess D., Pyakurel A.K., Moselhy S., Ferrari S. (2008). ATR-dependent pathways control EXOl stability in response to stalled forks. // Nucleic Acids Res. 36, 511−519.

286. Henderson E.R., Blackburn E.H. (1989). An overhanging 3' terminus is a conserved feature of telomeres. // Mol. Cell. Biol. 9, 345−348.

287. Longhese M.P. (2008). DNA damage response at functional and dysfunctional telomeres. // Genes Dev. 22, 125−140.

288. Gilson E., Geli V. (2007). How telomeres are replicated. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 825−838.

289. Wellinger R.J., Ethier K., Labrecque P., Zakian V.A. (1996). Evidence for a new step in telomere maintenance. // Cell. 85, 423−433.

290. Makarov V.L., Hirose Y., Langmore J.P. (1997). Long G tails at both ends of human chromosomes suggest a C strand degradation mechanism for telomere shortening. // Cell. 88, 657−666.

291. Tomita K., Kibe T., Kang H.Y., Seo Y.S., Uritani M., Ushimaru T., Ueno M. (2004). Fission yeast Dna2 is required for generation of the telomeric single-strand overhang. // Mol. Cell Biol. 24, 9557−9567.

292. Diede S.J., Gottschling D.E. (2001). Exonuclease activity is required for sequence addition and Cdcl3p loading at a de novo telomere. // Curr. Biol. 11, 1336−1340.

293. Maringele L., Lydall D. (2002). EXOl-dependent single-stranded DNA at telomeres activates subsets of DNA damage and spindle checkpoint pathways in budding yeast yku70Delta mutants. // Genes Dev. 16, 1919;1933.

294. Zubko M.K., Guillard S., Lydall D. (2004). Exol and Rad24 differentially regulate generation of ssDNA at telomeres of Saccharomyces cerevisiae cdcl3-l mutants. // Genetics. 168, 103−115.

295. Bertuch A.A., Lundblad V. (2004). EXOl contributes to telomere maintenance in both telomerase-proficient and telomerase-deficient Saccharomyces cerevisiae. // Genetics. 166, 1651−1659.

296. Bannister D., Glover S. W. (1968). Restriction and modification ofbacteriophages by R strains of Escherichia coli K-12. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 30, 735−738.

297. Smith H.O., Nathan’s D. (1973) A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes. // J. Mol. Biol., 81, 419 423.

298. Wilson G.G., Murray N.E. (1991). Restriction and modification systems. // Annu. Rev. Genet. 25, 585−627.

299. Arber W., Dussoix D. (1962). Host specificity of DNA produced by Escherichia coli. Host controlled modification of bacteriophage // J. Mol. Biol. 5, 18−36.

300. Arber W. (1979). Promotion and limitation of genetic exchange. // Science 205, 361−365.

301. Pingoud A., Jeltsch A., Maxwell A., Sherratt D. (2001). Enzymes that keep DNA under control. // Meeting: DNA enzymes: structures and mechanisms. EMBORep. 2, 271−276.

302. Murray N.E. (2000). Type I restriction systems: Sophisticated molecular machines (a legacy of Bertani and Weigle). // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64, 412 434.

303. Rao D.N., Saha S., Krishnamurthy V. (2000). ATP-dependent restriction enzymes. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 64, 1−63.

304. Davies G.P., Martin I., Sturrock S.S., Cronshaw A., Murray N.E., Dryden D.T. (1999). On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. // J. Mol. Biol. 290, 565−579.

305. Dryden D.T., Cooper L.P., Thorpe P.H., Byron O. (1997). The in vitro assembly of the EcoKI type I DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implications. //Biochemistry, 36, 1065−1076.

306. Ellis D.J., Dryden D.T., Berge T., Edwardson J.M., Henderson R.M. (1999). Direct observation of DNA translocation and cleavage by the EcoKI endonuclease using atomic force microscopy. // Nat. Struct. Biol. 6, 15−17.

307. Yuan R., Hamilton D.L., Burckhardt J. (1980). DNA translocation by therestriction enzyme from E. coli K. // Cell 20, 237−244.

308. Berge T., Ellis D.J., Dryden D.T., Edwardson J.M., Henderson R.M. (2000). Translocation-independent dimerization of the EcoKI endonuclease visualized by atomic force microscopy.// Biophys. J. 79, 479¹⁸⁴.

309. Boyer H.W. (1971). DNA restriction and modification mechanisms in bacteria. // Annu. Rev. Microbiol. 25, 153−176.

310. Kauc L., Piekarowicz A. (1978). Purification and properties of a new restriction endonuclease fromHaemophilus influenzae Rf. // Eur. J. Biochem. 92, 417−426.

311. Meisel A., Mackeldanz P., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. (1995). Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. // EMBO J. 14, 2958−2966.

312. Bist P., Sistla S., Krishnamurthy V., Acharya A., Chandrakala B., Rao, D.N. (2001). S-Adenosyl-L-methionine is required for DNA cleavage by type III restriction enzymes. J Mol. Biol. 310, 93−109.

313. Bujnicki J. M. (2001). Understanding the evolution of restriction-modification systems: Clues from sequence and structure comparisons. //Acta Biochemica Polonica. 48, 935−967.

314. Cheng X., Balendiran K., Schildkraut I., Anderson, J.E. (1994). Structure of PvuII endonuclease with cognate DNA. // EMBO J. 13, 3927−3935.

315. Gormley N.A., Bath A.J., Halford, S.E. (2000). Reactions of Bgll and other type II restriction endonucleases with discontinuous recognition sites. // J. Biol. Chem. 275, 6928−6936.

316. Revel H.R. (1967). Restriction of non-glucosylated T-even bacteriophage: Properties of permissive mutants of Escherichia coli B and K12. // Virology 31, 688−701.

317. Dila D., Sutherland E., Moran L., Slatko B., Raleigh, E.A. (1990). Genetic and sequence organization of themcrBC locus of Escherichia coli K-12. // J. Bacteriol. 172, 4888^1900.

318. Waite-Rees P.A., Keating C.J., Moran L.S., Slatko B.E., Hornstra L.J., Benner J.S. (1991). Characterization and expression of the Escherichia coli Mrr restriction system. // J. Bacteriol. 173, 5207−5219.

319. Lacks S., Greenberg, B. (1977). Complementary specificity of restriction endonucleases of Diplococcus pneumoniae with respect to DNA methylation. // J. Mol. Biol. 114, 153−168.

320. Janosi L., Yonemitsu H., Hong H., Kaji, A. (1994). Molecular cloning and expression of a novel hydroxymethylcytosine-specific restriction enzyme (PvuRtslI) modulated by glucosylation of DNA. // J. Mol. Biol. 242, 45−61.

321. Bickle T.A., Kruger D.H. (1993). Biology of DNA restriction. // Microbiol. Rev. 57, 434−450.

322. Jurica M.S., Stoddard B.L. (1999). Homing endonucleases: Structure, function and evolution. // Cell Mol. Life Sci. 55, 1304−1326.

323. Gimble F.S. (2000). Invasion of a multitude of genetic niches by mobile endonuclease genes. // FEMS Microbiol. Lett. 185, 99−107.

324. Belfort M., Perlman P. S. (1995) Mechanisms of intron mobility. // J. Biol. Chem. 270, 30 237−30 240.

325. Heitman J. (1993). On the origins, structures and functions of restriction-modification enzymes. // Genet. Eng. N.Y. 15, 57−108.

326. Jeltsch A., Kroger M., Pingoud A. (1995). Evidence for an evolutionary relationship among type-II restriction endonucleases. // Gene 160, 7−16.

327. Jeltsch A., Pingoud A. (1996). Horizontal gene transfer contributes to the wide distribution and evolution of type II restriction-modification systems. // J. Mol. Evol. 42, 91−96.

328. Huai Q., Colandene J.D., Chen Y., Luo F., Zhao Y., Topai M.D., Ke, H. (2000). Crystal structure of Nael-an evolutionary bridge between DNA endonuclease and topoisomerase. // EMBO J. 19, 3110−3118.

329. Kovall R.A., Matthews B.W. (1999). Type II restriction endonucleases: Structural, functional and evolutionary relationships. // Curr. Opin. Chem. Biol. 3, 578−583.

330. Bujnicki J.M. (2000). Phylogeny of the restriction endonuclease-like superfamily inferred from comparison of protein structures. //J. Mol. Evol. 50, 3944.

331. Kovall R.A., Matthews B.W. (1998). Structural, functional and evolutionary relationships between lambda-exonuclease and the type II restriction endonucleases. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 7893−7897.

332. Bond C.S., Kvaratskhelia M., Richard D., White M.F., Hunter W.N. (2001). Structure of Hjc, a Holliday junction resolvase, from Sulfolobus solfataricus. // Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 98, 5509−5514.

333. Nishino T., Komori K., Tsuchiya D., Ishino Y., Morikawa K. (2001). Crystal structure of the Archaeal Holliday junction resolvase Hjc and implications for DNA recognition. // Structure 9, 197−204.

334. Hadden J.M., Convery M.A., Declais A.C., Lilley D.M., Phillips S.E. (2001). Crystal structure of the Holliday junction resolving enzyme T7 endonuclease I. // Nat. Struct. Biol. 8, 62−67.

335. Hickman A.B., Li Y., Mathew S.V., May E.W., Craig N.L., Dyda, F. (2000). Unexpected structural diversity in DNA recombination: The restriction endonuclease connection. //Mol. Cell. 5, 1025−1034.

336. Sapranauskas R., Sasnauskas G., Lagunavicius A., Vilkaitis G., Lubys A., Siksnys V. (2000). Novel subtype of type lis restriction enzymes. // J. Biol. Chem. 275, 30 878−30 885.

337. Bujnicki J.M., Radlinska M., Rychlewski L. (2001). Polyphyletic evolution of type II restriction enzymes revisited: Two independent sources of second-hand folds revealed. // Trends Biochem. Sci. 26, 9−11.

338. Aravind L., Makarova K.S., Koonin E.V. (2000). Holliday junction resolvases and related nucleases: Identification of new families, phyletic distribution and evolutionary trajectories. // Nucleic Acids Res. 28, 3417−3432.

339. Bujnicki J.M., Radlinska M., Rychlewski L. (2000). Atomic model of the 5-methylcytosine-specific restriction enzyme McrA reveals an atypical zinc-finger and structural similarity to?? A, Me endonucleases. // Mol. Microbiol. 37, 12 801 281.

340. Bujnicki J.M., Radlinska M., Rychlewski L. (2001). Polyphyletic evolution of type II restriction enzymes revisited: Two independent sources of second-hand folds revealed. // Trends Biochem. Sei. 26, 9−11.

341. Marinus M.G. (1996). Methylation of DNAin Escherichia coli and Salmonella typhimurium (Neidhardt, F.C., ed.) pp. 782−791, ASM Press, Washington DC.

342. Peterson K.R., Wertman K.F., Mount D.W., Marinus, M.G. (1985). Viability of Escherichia coli K-12 DNA adenine methylase (dam) mutants requires increased expression of specific genes in the SOS regulon. // Mol. Gen. Genet. 201, 14−19.

343. Lieb M., Bhagwat A.S. (1996). Very short patch repair: Reducing the cost of cytosine methylation. // Mol. Microbiol. 20, 467¹⁷³.

344. Dryden D.T. (1999). Bacterial DNA methyltranferasesin: S-Adenosylmethionine-dependent Methytransferases: Structures and Functions (Cheng, X. et al., eds.) pp. 283−340, World Scientific Inc., Singapore.

345. Roberts R.J., Cheng X. (1998). Base flipping. // Annu. Rev. Biochem. 67, 181−198.

346. Hornby D.P., Ford G.C. (1998). Protein-mediated base flipping. // Curr. Opin. Biotechnol. 9, 354−358.

347. Ho D.K., Wu J.C., Santi D.V., Floss H.G. (1991). Stereochemical studies of the C-methylation of deoxycytidine catalyzed by Hhal methylase and the N-methylation of deoxyadenosine catalyzed by EcoRI methylase. // Arch. Biochem. Biophys. 284, 264−269.

348. Ahmad, I., Rao D.N. (1996). Chemistry and biology of DNA methyltransferases. // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 31, 361−380.

349. Gong W., O’Gara M., Blumenthal R.M., Cheng X. (1997). Structure of PvuII.

350. DNA-(cytosine N4) methyltransferase, an example of domain permutation and protein fold assignment. // Nucleic Acids Res. 25, 2702−2715.

351. Vertino P.M. (1999). Eukaryotic DNA methyltransferasesin: S-Adenosylmethionine-dependent Methyltransferases: Structures and Functions (Cheng, X. et al., eds.) pp. 341−372, World Scientific Inc., Singapore.

352. Song H.K., Sohn S.H., Suh S.W. (1999). Crystal structure of deoxycytidylate hydroxymethylase from bacteriophage T4, a component of the deoxyribonucleoside triphosphate-synthesizing complex. // EMBO J. 18, 1104— 1113.

353. Lauster R. (1989). Evolution of type II DNA methyltransferases. A gene duplication model. // J. Mol. Biol. 206, 313−321.

354. Malone T., Blumenthal R.M., Cheng, X. (1995). Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. // J. Mol. Biol. 253, 618— 632.

355. Roth M., Jeltsch A. (2001). Changing the target base specificity of the EcoRV DNA methyltransferase by rational de novo protein-design. // Nucleic Acids Res. 29, 1−8.

356. Cheng X., Kumar S., Posfai J., Pflugrath J.W., Roberts R.J. (1993). Crystal structure of the Hhal DNA methyltransferase complexed with S-adenosyl-L-methionine. // Cell 74, 299−307.

357. Kumar S., Cheng X., Klimasauskas S., Mi S., Posfai J., Roberts R.J., Wilson.

358. G.G. (1994). The DNA (cytosine-5) methyltransferases. // Nucleic Acids Res. 22, 1−10.

359. Bujnicki J.M., Radlinska M. (1999). Is the HemK family of putative S-adenosylmethionine-dependent methyltransferases a «missing» zeta subfamily of adenine methyl-transferases? A hypothesis. // IUBMB Life 48, 247−250.

360. Cao X., Springer N.M., Muszynski, M.G., Phillips R.L., Kaeppler S., Jacobsen, S.E. (2000). Conserved plant genes with similarity to mammalian de novo DNA methyltransferases. // Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 97, 4979−4984.

361. Jeltsch A. (1999). Circular permutations in the molecular evolution of DNA methyltransferases. // J. Mol. Evol. 49, 161−164.

362. Davies G.P., Martin I., Sturrock S.S., Cronshaw A., Murray N.E., Dryden, D.T. (1999). On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes. // J. Mol. Biol. 290, 565−579.

363. Behrens B., Noyer-Weidner M., Pawlek B., Lauster R., Balganesh T.S., Trautner T.A. (1987). Organization of multispecific DNA methyltransferases encoded by temperate Bacillus subtilis phages. // EMBO J. 6, 1137−1142.

364. Fuller-Pace F.V., Murray N.E. (1986). Two DNA recognition domains of the specificity polypeptides of a family of type I restriction enzymes. // Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 83, 9368−9372.

365. Wilke K., Rauhut E., Noyer-Weidner M., Lauster R., Pawlek B., Behrens B., Trautner T.A. (1988). Sequential order of target-recognizing domains in multispecific DNA-methyltransferases. // EMBO J. 7, 2601−2609.

366. Lange C., Jugel A., Walter J., Noyer-Weidner M., Trautner T.A. (1991). 'Pseudo' domains in phage-encoded DNA methyltransferases. //Nature 352, 645 648.

367. Lange C., Wild C., Trautner T.A. (1996). Identification of a subdomain within DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases responsible for the recognition of the 5'-part of their DNA target. // EMBO J. 15, 1443−1450.

368. Trautner T.A., Pawlek B., Behrens B., Willert J. (1996). Exact size and organization of DNA target-recognizing domains of multispecific DNA-(cytosine-C5)-methyltransferases. //EMBO J. 15, 1434−1442.

369. Gann A.A., Campbell A.J., Collins J.F., Coulson A.F., Murray N.E. (1987). Reassortment of DNA recognition domains and the evolution of new specificities. // Mol. Microbiol. 1, 13−22.

370. Kerr J.F.R., Wyllie A.H., Currie A.R. (1972). Apoptosis: a Basic Biological Phenomenon with Wide-Raging Implications in Tissue Kinetics // Br. J. Cancer. 26, 239−257.

371. Brenner S. (2003). Nobel lecture. Nature’s gift to science. // Biosci. Rep. 23, 225−237. 141.

372. Horvitz H.R. (2003). Nobel lecture. Worms, life, and death. // Chembiochem 4, 697−711. Abstract Article.

373. Sulston J.E. (2003). Nobel lecture. Caenorhabditis elegans: the cell lineage and beyond. // Chembiochem. 4, 688−696.

374. Waterston R.H., Sulston J.E., Coulson A.R. (1997). The Genome. In: Riddle DL, Blumenthal T, Meyer BJ, Priess JR, editors. C. elegans II. 2nd edition. Cold Spring Harbor (NY): Cold Spring Harbor Laboratory Press-. Chapter 2.

375. Sulston J.E., White J.G. (1980). Regulation and cell autonomy during postembryonic development of Caenorhabditis elegans. II Dev. Biol. 78, 577−597.

376. Horvitz H.R. (1999). Genetic control of programmed cell death in the nematode Caenorhabditis elegans. // Cancer Res. 59, 1701−1706.

377. Wyllie A.H., Kerr J.F.R., Currie A.R. (1980). Cell death: The significance of apoptosis. // Int. Rev. Cytol. 68, 251−306.

378. Hengartner M.O. (2000). The biochemistry of apoptosis. // Nature 407, 770 776.

379. Garrido C., Kroener G. (2004). Life’s smile, death’s grin: vital functions of apoptosis-executing proteins.// Current Opinion in Cell Biology, 16, 639−646.

380. Carlite G. W, Smith D. H, Wietmann M. (2004). Caspase-3 has a nonapoptotic function in erythroid maturation. // Blood, 103, 4310−4316.

381. Zermati Y., Garrido C., Amsellem S., Fishelson S., Bouscary D., Valensi F., Varet B., Solary E., Hermine O. (2001). Caspase activation is required for terminal erythroid differentiation. // J Exp Med., 193, 247−254.

382. De Maria R., Zeuner A., Eramo A., Domenichelli C., Bonci D., Grignani F., Srinivasula S.M., Alnemri E.S., Testa U., Peschle C. (1999). Negative regulation of erythropoiesis by caspase-mediated cleavage of GATA-1. // Nature, 401, 489 493.

383. Arama E., Agapite J., Steller H. (2003). Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. // Dev Cell, 4, 687−697.

384. Willie A.H. (1980). Glucocorticoid-induced thymocyte apoptosis is associated with endogenous endonuclease activation. // Nature 284, 555−556.

385. Sahara S., Aoto M., Eguchi Y., Imamoto N., Yoneda Y., Tsujimoto Y. (1999). Acinus is a caspase-3-activated protein required for apoptotic chromatin condensation.// Nature 401, 168−173.

386. Sakahira H., Enari M., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Nagata S. (1999). Apoptoticnuclear morphological change without DNA fragmentation. // Curr. Biol. 9, 543 546.

387. Filipski J., Leblanc J., Youdale T., Sikorska M., Walker, P.R. (1990). Periodicity of DNA folding in higher order chromatin structures. // EMBO J. 9, 1319−1327.

388. Zhivotosky B., Orrenius S. (2001). Assessment of apoptosis and necrosis by DNA fragmentation and morphological criteria. // Curr Protoc Cell Biol., Chapter 18,.

389. Lagarkova M.A., Iarovaia O.V., Razin S.V. (1995). Large-scale fragmentation of mammalian DNA in the course of apoptosis proceeds via excision of chromosomal DNA loops and their oligomers. // J. Biol. Chem. 270, 2 023 920 241.

390. Khodarev N.N., Sokolova I.A., Vaughan A.T.M. (1998). Mechanisms of induction of apoptotic DNA fragmentation. // Int. J. Radiat. Biol. 73, 455⁴−67.

391. Budihardjo I., Oliver H., Lutter M., Luo X., Wang X. (1999). Biochemical pathways of caspase activation during apoptosis. // Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 15, 269−290.

392. Zou H., Li Y., Liu X., Wang X. (1999). An APAF-1.cytochrome C multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9. // J. Biol Chem. 274, 11 549−11 556.

393. Salmena L., Lemmers B., Hakem A., Matysiak-Zablocki E., Murakami K., Au P.Y., Berry D.M., Tambelyn L., Shehabeldin A., Migon E. (2003). Essential role for caspase 8 in T-cell homeostasis and T-cell-mediated immunity. // Genes Dev., 17, 883−895.

394. Villa P., Kaufmann S.H., Earnshaw W.C. (1997) Caspases and caspase inhibitors. // Trends Biochem. Sci. 22, 388−392.

395. Wyllie A.H., Golstein P. (2001). More than oneway to go. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 11−13.

396. Nakagawa T., Zhu H., Morishima N., Li E., Xu J., Yankner B.A., Yuan J. (2000). Caspase-12 mediates endoplasmic-reticulum-specific apoptosis andcytotoxicity by amyloid-b.//Nature, 403, 98−103.

397. Kingham P.J., Pocock J.M. (2001). Microglial secreted cathepsin B induces neuronal apoptosis. // J. Neurochem. 76, 1475−1484.

398. Lord S.J., Rajotte R.V., Korbutt G.S., Bleackley R.C., (2003). Granzyme B: a natural born killer. // Immunol. Rev. 193, 31−38.

399. Sardet C., Fafournoux P., Poussegur J. (1991). Alpha-thrombin, epidermal growth factor, and okadaic acid activate the Na+/H+ exchanger, NHE-1, by phosphorylating a set of common sites. // J. Biol. Chem. 266, 19 166−19 171.

400. Orlowski J., Grinstein S. (1997) Na+/H+ exchangers of mammalian cells. // J. Biol. Chem. 272. 22 373−22 376.

401. Carlite G.W., Smith D.H., Wiedmann M. (2004). Caspase-3 has a nonapoptotic function in erythroid maturation. // Blood, 103, 4310−4316.

402. Zermati Y., Garrido C., Amsellem S., Fishlson S., Bouscsry D., Valensi F., Varet B., Solary E., Hermine O. (2001). Caspase activation is required for terminal erythroid differentiation. // J. Exp. Med., 193, 247−254.

403. Samejima K., Earrnshaw W.C. (2005). Trashing the Genome: the Role of Nucleases During Apoptosis // Mol. Cell. Biol. 6, 677−688.

404. Budihardjo I., Oliver H., Lutter M., Luo X., Wang X. (1999). Biochemical pathways of caspase activation during apoptosis. // Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 15, 269−290.

405. Arends M.J., Morris R.G., Wyllie A.H. (1990). Apoptosis. The role of the endonuclease. // Am. J. Pathol. 136, 593−608.

406. Zhivotovsky B., Wade D., Nicotera P., Orrenius S. (1994). Role of nucleases in apoptosis. // Int. Arch. Allergy Immunol. 105, 333−338.

407. Susin S.A., Lorenzo H.K., Zamzani N., Marzo I., Snow B.E., Brothers G.M.,.

408. Mangion J., Jacotot E., Constantini P., Loeffler M., Larochtte N., Goodlett D.R., Aebersold R., Siderovski D.P., Penninger J.M., Kroemer G. (1999). Molecular characterization of mitochondrial apoptosis-inducing factor. // Nature 397, 441 446.

409. Li, T.-K., Chen A.Y., Yu C., Mao Y., Wang H., Liu L.F. (1999). Activation of topoisomerase II-mediated excision of chromosomal DNA loops during oxidative stress. // Genes Dev. 13, 1553−1560.

410. Montague J.W., Cidlowski J.A. (1996). Cellular catabolismin apoptosis: DNA degradation and endonuclease activation. // Experientia 52, 957−962.

411. Liu X., Zou H., Widlak P., Garrard W.T., Wang X. (1999). Activation of the apoptotic endonuclease DFF40 (caspase-activated DNase or nuclease). Oligomerization and direct interactions with histone HI. // J. Biol. Chem. 274, 13 836−13 840.

412. Halenbeck R., MacDonald H., Roulston A., Cchen T.T., Cobtroy L., Williams L.T. (1998). CP AN, a human nuclease regulated by the caspase-sensitive inhibitor DFF45. // Curr. Biol. 8, 537−540.

413. Liu X., Li, P., Widlak P., Zou H., Luo X., Garrard W.T., Wang X. (1998). DFF40 induces DNA fragmentation and chromatin condensation during apoptosis. //Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 8461−8466.

414. Inohara N., Kozeki T., Chen S., Benedict M.A., Nunez G. (1999). Identification of regulatory and catalytic domains in the apoptosis nuclease DFF40/CAD. // J. Biol. Chem. 274, 270−274.

415. Lugovskoy A.A., Zhou P., Chou J.J., McCary J.S., Li, P., Wagner G. (1999). Solution structure of the CIDE-N domain of CIDE-B and a model for CIDE-N/CIDE-N interactions in the DNA fragmentation pathway of apoptosis. // Cell 99, 747−755.

416. Otomo T., Sakahira H., Uegaki K., Nagata S., Yamazaki T. (2000). Structure of the hetero-dimeric complex between CAD domains of CAD and ICAD. // Nature Struct. Biol. 7, 658−662.

417. Sakahira H., Enari M., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Nagata S. (1999). Apoptoticnuclear morphological change without DNA fragmentation. // Curr. Biol. 9, 543 546.

418. Widlak P. (2000). DFF40/CAD hypersensitive sites are potentially involved in highmolecular weight DNA fragmentation during apoptosis. // Cell. Mol. Biol. Lett. 5, 373−379.

419. Durrieu F., Samejima K., Fortune J.M., Kandels-Lewis S., Osheroff N., Earnshaw W.C. (2000). DNA topoisomerase Ha interacts with CAD nuclease and is involved in chromatin condensation during apoptotic execution. // Curr. Biol. 10, 923−926.

420. Widlak P., Garrard W.T. (2001). Ionic and cofactor requirements for the activity of the apoptotic endonuclease DFF40/CAD. // Mol Cell Biochem., 218, 125−30.

421. Sahara S., Aoto M., Eguchi Y., Imamoto N., Yoneda Y., Tsujimoto Y. (1999). Acinus is a caspase-3-activated protein required for apoptotic chromatin condensation. //Nature 401,168−173.

422. Miramar M.D., Costantini P., Ravagnan L., Saraiva L. M, Haouzi D., Brothers G., Penninger J.M., Peleato M.L., Kroemer G., Susin S.A. (2001). NADH oxidase activity of mitochondrial apoptosis-inducing factor. // J. Biol Chem 276, 1 639 116 398.

423. Green D.R., Reed J.C. (1998). Mitochondria and apoptosis. // Science. 281, 1309−1312.

424. Liu X., Kim C.N., Yang J., Jemmerson R., Wang X. (1996). Induction of apoptotic programin cell-free extracts: Requirement for dATP and cytochrome C. //Cell 86, 147−157.

425. Li L.Y., Luo X., Wang X. (2001). Endonuclease G (EndoG) is an apoptotic DNAse when released from mitochondria. // Nature 412, 95−99.

426. Zhang J., Liu X., Scherer D.C., van Kaer L., Wang X., Xu M. (1998). Resistance to DNA fragmentation and chromatin condensation in mice lacking the DNA fragmentation factor 45. // Proc. Natl. Acad. Sci. 95, 12 480−12 485.

427. Ghosh M, Meiss G., Pingoud A., London R.E., Pedersen L.C. (2005). Structural insights into the mechanism of nuclease A, a (3(3a metal nuclease from Anabaena. // J. Biol Chem. 280, 27 990−27 997.

428. Scholz S.R., Korn C., Bujnicki J.M., Gimadutdinow O., Pingoud A., Meiss G. (2003). Experimental evidence for a (3(3a-Me-finger motif to represent the active site of the caspase-activated DNase. // Biochemistry 42, 9288−9294.

429. Mate M.J., Kleanthous C. (2004). Structure-based analysis of the metal-dependent mechanism of H-N-H endonucleases. // J. Biol. Chem. 279, 3 476 334 769.

430. Miller M.D., Cai J., Krause K.L. (1999). The active site of Serratia endonuclease contains a conserved magnesium-water cluster. // J. Mol. Biol. 288, 975−987.

431. Kowalski J.C., Derbyshire V. (2002). Characterization of homing endonucleases. // Methods 28, 356−373.

432. Kuhlmann U.C., Moore G.R., James R., Kleanthous C., Hemmings A.M. (1999). Structural parsimony in endonuclease active sites: should the number of homing endonuclease families be redefined? // FEBS Lett 463, 1−2.

433. Friedhoff P., Kolmes B., Gimadutdinow O., Wende W., Krause K.L., Pingoud A. (1996). Analysis of the mechanism of the Serratia nuclease using site-directed mutagenesis. // Nucleic Acids Res 24, 2632−2639.

434. Garlburt E. A, Chevalier B., Tang W., Jurica M.S., Flick K.E., Monnat RJ. Jr, Stoddard B.L. (1999). A novel endonuclease mechanism directly visualized for I-Ppol. //Nat Struct Biol. 6,1096−1099.

435. Meiss G., Gimadutdinow O., Haberland B., Pingoud A. (2000). Mechanism of DNA cleavage by the DNA/RNA-non-specific Anabaena sp. PCC 7120 endonuclease NucA and its inhibition by NucA. // J. Mol Biol. 297, 521−534.

436. Miller M.D., Cai J., Krause K.L. (1999). The active site of Serratia endonuclease contains a conserved magnesium-water cluster. // J. Mol. Biol. 288, 975−987.

437. Hartwig A. (2001). Role of magnesium in genomic stability. // Mutat Res. 475, 113−121.

438. Hsiang C.Y., Ho T.Y., Hsiang C.H., Chang T.J. 91 998). Recombinant Pseudorabies virus DNase exhibits a RecBCD-like catalytic function. // Biochem. J. 330, 55−59.

439. Takahashi T., Irie M., Ukita T. (1967). Effect of divalent cations on bovine pancreatic ribonuclease. // J. Biochem. 61, 669−678.

440. Baril E., Mitchener J., Lee L., Baril B. (1977). Action of pancreatic DNase: requirements for activation of DNA as a template-primer for DNA polymerase. // Nucleic Acids. 4, 2641−2653.

441. Welsh K.M., Lu A.L., Clark S., Modrich P. (1987). Isolation and characterization of the Escherichia coli mutH gene product. // J. Biol. Chem. 262, 15 624−15 629.

442. Wilson D.M. (2005). Apel abasic endonuclease activity is regulated bymagnesium and potassium concentrations and is robust on alternative DNA structures. // J. Mol. Biol. 345, 1003−1014.

443. Horton N.C., Perona J J. (2001). Making the most of metal ions. // Nat. Struct. Biol. 8, 290−293.

444. Kiihlmann U.C., Moore G.R., James R., Kleanthous C., Hemmings A.M. (1999). Structural parsimony in endonuclease active sites: should the number of homing endonuclease families be redefined? // FEBS Lett. 463, 1−2.

445. Galburt E.A., Chevalier B., Tang W., Jurica M.S., Flick K.E., Monnat R.J., Stoddard B.L. (1999). A novel endonuclease mechanism directly visualized for I-Ppol. //Nat. Struct. Biol. 6, 1096−1099.

446. Drouin M., Lucas P., Otis C., Lemieux C., Turmel M. (2000). Biochemical characterization of I-Cmoel reveals that this H-N-H homing endonuclease shares functional similarities with H-N-H colicins. // Nucleic Acids Res. 28, 4566−4572.

447. Li C.L., Hor L.I., Chang Z.F., Tsai L.C., Yang W.Z., Yuan H.S. (2003). DNA binding and cleavage by the periplasmic nuclease Vvn: a novel structure with a known active site. // Embo J. 22, 4014−4025.

448. Widlak P., Li L.Y., Wang X., Garrard W.T. (2001). Action of recombinant human apoptotic endonuclease G on naked DNA and chromatic substrates: cooperation with exonuclease and DNase I. // J. Biol. Chem. 276, 48 404−48 409.

449. Temme C., Weissbach R., Lilie H., Wilson C., Meinhart A., Meyer S., Golbik R., Schierhorn, A., Wahle E. (2009). The Drosophila melanogaster Gene cg4930 encodes a high affinity inhibitor for endonuclease G. // J. Biol. Chem. 284, 83 378 348.

450. Low R.L. (2003). Mitochondrial Endonuclease G function in apoptosis and mtDNA metabolism: a historical perspective.// Mitochondrion 2, 225−236.

451. Saelens X., Festjens N., Vande Walle L., van Gurp M., van Loo G.,.

452. Vandenabeele P. (2004). Toxic proteins released from mitochondria in cell death. // Oncogene. 23, 2861−2874.

453. Dake E, Hofmann TJ, Mclntire S, Hudson A, Zassenhaus HP. (1988). Purification and properties of the major nuclease from mitochondria of Saccharomyces cerevisiae. // J. Biol. Chem. 263, 7691−7702.

454. Vincent R.D., Hofmann T.J., Zassenhaus H.P. (1988). Sequence and expression of NUC1, the gene encoding the mitochondrial nuclease in Saccharomyces cerevisiae. // Nucleic Acids Res. 16, 3297−3312.

455. Parrish J., Li L., Klotz K., Ledwich D., Wang X., Xue D. (2001). Mitochondrial endonuclease G is important for apoptosis in C. elegans.// Nature. 412, 90−94.

456. Zassenhaus H.P., Denniger G. (1994). Analysis of the role of the NUC1 endo/exonuclease in yeast mitochondrial DNA recombination.// Curr. Genet. 25, 142−149.

457. Huang K.J., Ku C.C., Lehman I.R. (2006). Endonuclease G: a role for the enzyme in recombination and cellular proliferation. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 103,8995−9000.

458. Arnoult D., Gaume B., Karbowski M., Sharpe J.C., Cecconi F., Youle RJ. (2003). Mitochondrial release of AIF and EndoG requires caspase activation downstream of Bax/Bak-mediated permeabilization.// EMBO J. 22,4385^1399.

459. Burhans W.C., Weinberger M. (2007). Yeast endonuclease G: complex matters of death, and of life. // Mol. Cell. 25, 323−325.

460. Wang X., Yang C., Chai J., Shi Y., Xue D. (2002). Mechanisms of AIF-mediated apoptotic DNA degradation in Caenorhabditis elegans. // Science. 298, 1587−1592.

461. Irvine R.A., Adachi N., Shibata D.K., Cassell G.D., Yu K., Karanjawala Z.E., Hsieh C.L., Lieber M.R. (2005). Generation and characterization of endonuclease G null mice. // Mol. Cell Biol. 25,294−302.

462. David K.K., Sasaki M., Yu S.W., Dawson T.M., Dawson V.L. (2005). EndoG is dispensable in embryogenesis and apoptosis. // CelLDeath Differ.

463. Ekert P.p., Vaux D.L. (2005). The mitochondrial death squad: hardened killers or innocent bystanders?// Curr. Opin. Cell Biol. 17, 626−630.

464. Cote J., Renaud J., Ruiz-Carrillo A. (1989). Recognition of (dG)n.(dC)n sequences by endonuclease G. Characterization of the calf thymus nuclease. // J. Biol. Chem. 264,3301−3310.

465. Ruiz-Carrillo A., Renaud J. (1987). Endonuclease G: a (dG)n X (dC)n-specific DNase from higher eukaryotes. // EMBO J. 6, 401−407.

466. Daigo Y., Isomura M., Nishiwaki T., Tamari M., Ishikawa S., Kai M., Murata Y., Takeuchi K., Yamane Y., Hayashi R. (1999). Characterization of a 1200-kb genomic segment of chromosome 3p22-p21.3. // DNA Res. 6, 37−44.

467. Tomkinson A E, Linn S. (1986). Purification and properties of a single strand-specific endonuclease from mouse cell mitochondria.// Nucleic Acids Res. 14, 9579−9593.

468. Fan Z., Beresford P.J., Oh D.Y., Zhang D., Lieberman J. (2003). Tumor suppressor NM23-H1 is a granzyme A-activated DNase during CTL-mediated apoptosis, and the nucleosome assembly protein SET is its inhibitor, // Cell 112, 659−672.

469. Lieberman J., Fan Z. (2003). Nuclear war: the granzyme A-bomb. // Curr.

470. Opin. Immunol. 15, 553−559.

471. Deng G., Podack E.R. (1995). Deoxyribonuclease induction in apoptotic cytotoxic T lymphocytes. // FASEB J. 9, 665−669.

472. Pandey S., Walker P.R., Sikorska M. (1997). Identification of a novel 97 kDa endonuclease capable of internucleosomal DNA cleavage. // Biochemistry 36, 711−720.

473. Hughes F.M. Jr., Evans-Storms R.B., Cidlowski J.A. (1998). Evidence that non-caspase proteases are required for chromatin degradation during apoptosis. // Cell Death Differ. 5, 1017−1027.

474. Counis M.F., Torriglia A. (2000). DNases and apoptosis, Biochem. // Cell Biol. 78,405−414.

475. Altairac S., Chaudun E., Courtois Y., Torriglia A. (2001). Elastase is not required for L-DNase II activation during apoptosis in developing chicken neural retina. //Neurosci. Lett. 303, 41−44.

476. Altairac S., Zeggai S., Perani P., Courtois Y., Torriglia A. (2003). Apoptosis induced by NaJ?/HJ) antiport inhibition activates the LEI/L-DNase II pathway. // Cell Death Differ. 10, 548−557.

477. Torriglia A., Negri C., Chaudun E., Prosperi E., Courtois Y., Counis M.F., Scovassi A.I. (1999). Differential involvement of DNases in HeLa cell apoptosisinduced by etoposide and long term-culture. //Cell Death Differ. 6, 234 244.

478. Bernardi R., Negri C., Donzelli M., Guano F., Torti M., Prosperi E., Scovassi A.I. (1995). Activation of poly (ADP-ribose) polymerase-in apoptotic human cells. // Biochimie 77, 378−384.

479. Barry M.A., Eastman A. (1993). Identification of deoxyribonuclease II as an endonuclease involved in apoptosis. // Arch. Biochem. Biophys. 300, 440−450.

480. Evans C.J., Aguilera R.J. (2003). DNase II: genes, enzymes and function, // Gene 322, 1−15.

481. Wang C.C., Lu S.C., Chen H.L., Liao Т.Н. (1998). Porcine spleen deoxyribonuclease II. Covalent structure, cDNA sequence, molecular cloning, and gene expression. // J. Biol. Chem. 273,17 192−17 198.

482. Liao Т.Н. (1985). The subunit structure and active site sequence of porcine spleen deoxyribonuclease.//J. Biol. Chem. 260,10 708−10 713.

483. Yasuda Т., Takeshita H., Iida R., Tsutsumi S., Nakajima Т., Hosomi O., Nakashima Y., Mori S., Kishi K. (1998). Structure and organization of the human deoxyribonuclease II (DNase II) gene. // Ann. Hum. Genet. 62, 299−305.

484. Krieser R.J., Eastman A. (1998). The cloning and expression of human deoxyribonuclease II. A possible role in apoptosis. // J. Biol. Chem. 273, 3 090 930 914. / '.

485. Kawane K., Fukuyama H., Kondoh G., Takeda J.,. Ohsawa Y, Uchiyama Y., Nagata S. (2001), Requirement of DNase II for definitive erythropoiesis in the mouse fetal liver. // Science 292, 1546−1549.

486. Nagata S. (2005). DNA degradation in development and programmed celldeath. //Annu. Rev. Immunol. 23, 853−875.1.

487. Kawane K., Fukuyama H., Yoshida H., Nagase H., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Okada K., Iida T., Nagata S. (2003). Impaired thymic development in mouse embryos deficient in apoptotic DNA degradation. // Nat. Immunol. 4, 138−144.

488. Mcllroy D., Tanaka M., Sakahira H., Fukuyama H., Suzuki M., Yamamura K., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Nagata S. (2000). An auxiliary mode of apoptotic DNA fragmentation provided by phagocytes. // Genes Dev. 14, 549−558.

489. Samejima K., Earnshaw W.C. (2005). Trashing the genome: the role of nucleases during apoptosis. //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 6, 677−688.

490. Barinaga M. (1998). Is apoptosis key in Alzheimer’s disease? // Science. 281, 1303−1304.

491. MacManus J.P., Linnik M.D. (1997). Gene expression induced by cerebral ischemia: an apoptotic perspective. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 17, 815−832.

492. Cory S. (1994). Apoptosis. Fascinating death factor. // Nature. 367, 317−318.

493. Logan M.R., Jordan-Williams K.L., Poston S., Liao J., Taparowsky E.J. (2012). Overexpression of Batf induces an apoptotic defect and an associated lymphoproliferative disorder in mice. // Cell Death Dis. 3, 1−9.

494. Hedgecock E.M., Sulston J.E., Thomson J.N. (1983). Mutations affecting programmed cell deaths in the nematode Caenorhabditis elegans.// Science 220, 1277−1279.

495. Wang S.P., Wang Z.H., Peng D.Y., Li S. M, Wang H., Wang X.H. (2012). Therapeutic effect of mesenchymal stem cells in rats with intracerebralhemorrhage: Reduced apoptosis and enhanced neuroprotection. // Mol Med Report. 10,3892.

496. Saeki T., Machida I., Nakai S. (1980). Genetic control of diploid recovery after gamma-irradiation in the yeast Saccharomyces cerevisiae. // Mutat Res. 73, 251−265.

497. Reed J.C. (1995). Regulation of apoptosis by bcl-2 family proteins and its role in cancer and chemoresistance. // Curr Opin Oncol. 7, 541−546.

498. Wang H.G., Reed J.C. (1998). Mechanisms of Bcl-2 protein function. // Histol Histopathol. 13, 521−523.

499. Reed J.C. (1998). Dysregulation of apoptosis in cancer. // Cancer J. Sci Am. 4, 8−14.

500. Zassenhaus H.P., Hofmann T.J., Uthayashanker R., Vincent R.D., Zona M.(1988). Construction of a yeast mutant lacking the mitochondrial nuclease. // Nucleic Acids Res. 16, 3283−3296.

501. Li J., Sasaki H., Sheng Y.L., Schneiderman D., Xiao C.W., Kotsuji F., Tsang B.K. (2000). Apoptosis and chemoresistance in human ovarian cancer: is Xiap a determinant? // Biol Signals Recept. 9, 122−130.

502. Qin S., Yang C., Li S., Xu C., Zhao Y., Ren H. (2012). Smac: Its role in apoptosis induction and use in lung cancer diagnosis and treatment. // Cancer Lett. 318,9−13.

503. Flanagan L., Sebastia J., Tuffy L.P., Spring A., Lichawska A., Devocelle M., Prehn J.H., Rehm M. (2010). XIAP impairs Smac release from the mitochondria during apoptosis. // Cell Death Dis. 3, 1−49.

504. Lee J.H., Cheon Y.H., Woo R.S., Song D.Y., Moon C., Baik T.K. (2012). Evidence of early involvement of apoptosis inducing factor-induced neuronal deathin Alzheimerbrain. // Anat Cell Biol. 45,26−37.

505. Ong S.B., Hall A.R. (2012). Hausenloy DJ. Mitochondrial Dynamics in Cardiovascular Health and Disease. // Antioxid Redox Signal. Jul 15.

506. MacManus J.P., Linnik M.D. (1997). Gene expression induced by cerebral ischemia: an apoptotic perspective. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 17, 815−832.

507. Yoshida H., Kong Y.Y., Yoshida R., Elia A.J., Hakem A., Hakem R., Penninger J.M., Mak T.W. (1998). Apafl is required for mitochondrial pathways of apoptosis and brain development. // Cell 94, 739−750.

508. Yin X.M., Wang K., Gross A., Zhao Y., Zinkel S., Klocke B., Roth K.A., Korsmeyer S.J. (1999). Bid-deficient mice are resistant to Fas-induced hepatocellular apoptosis. //Nature 400, 886−891.

509. Zhao Y., Li S., Childs E.E., Kuharsky D.K., Yin X.M. (2001). Activation of pro-death Bcl-2 family proteins and mitochondria apoptosis pathway in TNFa-induced liver injury. // J. Biol. Chem. 276, 27 432−27 440.

510. Yu X., Wu .LC., Bowcock A.M., Aronheim A., Baer R. (1998).The C-terminal (BRCT) domains of BRCA1 interact in vivo with CtIP, a protein implicated in the CtBP pathway of transcriptional repression. // J. Biol. Chem. 273, 25 388−25 392.

511. Shaham S., Reddien P.W., Davies B., Horvitz H.R. (1999). Mutational analysis of the Caenorhabditis elegans cell-death gene ced-3. // Genetics 153, 1655−1671.

512. Hermann J. Muller Nobel Lecture. 1964. In Nobel Lectures, Physiology Medicine 1942;1962, Elsevier Publishing Company, Amsterdam.

513. Sanchez A.M., Volk D.E., Gorenstein D.G., Lloyd R.S. (2003). Initiation of repair of A/G mismatches is modulated by sequence context. // DNA Repair 2, 863−878.

514. Yeung A. T., Hattangadi D., Blakesley L., Nicolas E. (2005). Enzymatic mutation detection technologies // BioTechniques 38, 749−758.

515. Counter C.M., Avilion A.A., Lefeuvre C.E. (1992). Telomere shortening associated with chromosome instability is arrested in immortal cells which express telomerase.activity. // The EMBO Journal. 11, 1921;1929.

516. Henson J.D., Neumann A.A., Yeager T.R., Reddel R.R. (2002). Alternative lengthening of telomeres in mammalian cells.// Oncogene. 21, 598−610.V.

517. Siddiqa A., Cavazos D.A., Marciniak R.A. (2006). Targeting telomerase. // Rejuvenation Research. 9, 378−390.

518. Villa R., Daidone M.G., Motta R. (2008). Multiple mechanisms of telomere maintenance exist and differentially affect clinical outcome in diffuse malignantperitoneal mesothelioma. // Clinical Cancer Research. 14, 4134—4140.f '.

519. Zimmermann S/, Martens U.M. (2007). Telomeres and telomerase as targets for cancer therapy.// Cellular and Molecular Life Sciences. 64, 906−921.

520. Multani A.S., Chang S. (2007). WRN at telomeres: implications for aging and cancer. // Journal of Cell Science. 120, 713−721.

521. Opresko P.L., Calvo J.P., von Kobbe C. (2007). Role for the Werner syndrome protein in the promotion of tumor cell growth. // Mechanisms of Ageing and Development. 128, 423−436.

522. Agrelo R., Cheng W.H., Setien F. (2006). Epigenetic inactivation of the premature aging Werner syndrome gene in human cancer. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 8822−8827.

523. Ozgenc A., Loeb L.A. (2006). Werner Syndrome, aging and cancer.// Genome Dynamics. 1,206−217.

524. SagerR (1991). Senescence as a mode of tumor suppression. // Environ.

525. Health Perspect. 93,59−62. *. ,.

526. Lande-Diner L., Zhang J., Ben-Porath I., Amariglio N., Keshet I., Hecht M., Azuara V., Fisher A. G., Rechavi G., Cedar H. (2007). Role ofDNAmethylation in stable gene repression. // J. Biol. Chem. 282, 12 194−12 200.

527. Chen T., Hevi S., Gay F., Tsujimoto N., He T., Zhang B., Ueda Y., Li E. (2007). Complete inactivation of DNMT1 leads to mitotic catastrophe in human cancer cells.//Nat. Genet. 39, 391−396.

528. Pradhan S., Bacolla A., Wells R.D., Roberts R. J. (1999). Recombinant human DNA (cytosine-5) methyltransferase. I. Expression, purification, and comparison of de novo and maintenance methylation. // J. Biol. Chem. 274, 33 002−33 010.

529. Takebayashi S., Tamura T., Matsuoka C., Okano M. (2007). Major and essential role for the DNA methylation mark in mouse embryogenesis and stable association of DNMT1 with newly replicated regions. // Mol. Cell. Biol. 27, 82 438 258.

530. Saha A., Wittmeyer J., Cairns B.R. (2006). Chromatin remodelling: The industrial revolution of DNA around histones. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 437 447.

531. Schuettengruber B., Chourrout D., Vervoort M., Leblanc B., Cavalli G. (2007). Genome regulation by Polycomb and trithorax proteins. // Cell 128, 735 745.

532. Kusch T., Workman J.L. (2007). Histone variants and complexes involved in their exchange. // Subcell. Biochem. 41, 91−109.

533. Leonhardt H., Page A.W., Weier H.U., Bestor T.H. (1992). A targeting sequence directs DNA methyltransferase to sites of DNA replication in mammalian nuclei. // Cell 71, 865−873.

534. Ramsahoye B.H., Biniszkiewicz D., Lyko F., Clark V., Bird A.P., Jaenisch R. (2000). Non-CpG methylation is prevalent in embryonic stem cells and may be mediated by DNA methyltransferase 3a. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 52 375 242.

535. Ehrlich M., Gama-Sosa M.A., Huang L.H., Midgett R.M., Kuo K.C., McCune, R. A. and Gehrke, C. (1982). Amount and distribution of 5-methylcytosine in humanDNA from different types of tissues of cells. // Nucleic Acids Res. 10, 2709−2721.

536. Reik W., Dean W., Walter J. (2001). Epigenetic reprogramming in mammalian development. // Science 293, 1089−1093.

537. Gardiner-Garden M., Frommer M. (1987). CpGislands in vertebrate genomes. //J. Mol. Biol. 196, 261−282.

538. Kouzarides T. (2007). Chromatin modifications and their function. // Cell 128, 693−705.

539. Santos-Rosa H., Caldas C. (2005). Chromatin modifier enzymes, the histone code and cancer.// Eur. J. Cancer 41, 2381−2402.

540. Fischle W., Wang Y., Jacobs S.A., Kim Y., Allis C.D., Khorasanizadeh S. (2003). Molecular basis for the discrimination of repressive methyl-lysine marks in histone H3 by Polycomb and HP1 chromodomains. // Genes Dev. 17, 1870- 1881.

541. Yuan X., Feng W., Imhof A., Grummt I., Zhou Y. (2007). Activation of RNA polymerase I transcription by cockayne syndrome group B protein and histone methyltransferase G9a.// Mol. Cell 27, 585−595.

542. Chowdhury D., Keogh M.C., Ishii H., Peterson C.L., Buratowski S., Lieberman J. (2005). gamma-H2AX dephosphorylation by protein phosphatase 2A facilitates DNA double-strand break repair. // Mol. Cell 20, 801−809.

543. Botuyan M.V., Lee J., Ward I.M., Kim J.E., Thompson J.R., Chen J., Mer G.2006). Structural basis for the methylation state-specific recognition of histone H4-K20 by 53BP1 and Crb2 in DNA repair.// Cell 127, 1361−1373.

544. Iizuka M., Sarmento O.F., Sekiya T., Scrable H., Allis C.D., Smith M.M. (2008). Hbol Links p53-dependent stress signaling to DNA replication licensing. // Mol. Cell. Biol. 28, 140−153.

545. Fischle W., Tseng B.S., Dormann H.L., Ueberheide B.M., Garcia B.A., Shabanowitz J., Hunt D.F., Funabiki H., Allis C.D. (2005). Regulation of HP1-chromatin binding by histone H3 methylation and phosphorylation. // Nature 438, 1116−1122.

546. Goll M. G., Bestor T.H. (2005). Eukaryotic cytosine methyltransferases. // Annu. Rev. Biochem. 74, 481−514.

547. Klose R.J., Bird A.P. (2006). Genomic DNA methylation: the mark and its mediators. // Trends Biochem. Sci. 31, 89−97.

548. Bestor T. H. (1992). Activation of mammalian DNA methyltransferase by cleavage of a Zn binding regulatory domain. // EMBO J. 11, 2611−2617.

549. Hirasawa R., Chiba H., Kaneda M., Tajima S., Li E., Jaenisch R., Sasaki H. (2008). Maternal and zygotic Dnmtl are necessary and sufficient for the maintenance of DNA methylation imprints during preimplantation development. // Genes Dev. 22, 1607−1616.

550. Schaefer C.B., Ooi S.K., Bestor T. H., Bourc’his D. (2007). Epigenetic decisions inmammalian germcells. // Science 316, 398−399.

551. Cheng X., Blumenthal R.M. (2008). Mammalian DNA methyltransferases: A structural perspective. // Structure 16, 341−350.

552. Qiu C., Sawada K., Zhang X., Cheng X. (2002). The PWWP domain of mammalian DNA methyltransferase Dnmt3b defines a new family of DNA-binding folds. // Nat. Struct. Biol. 9, 217−224.

553. Bird A. P. (1986). CpG-rich islands and the function of DNA methylation. // Nature 321, 209−213.

554. Wilson G.G., Murray N.E. (1991). Restriction and modification systems.// Annu Rev Genet 25, 585−627.

555. Bird A. (2002). DNA methylation patterns and epigenetic memory. // Genes Dev. 16,6−21.

556. Tweedie S., Charlton J., Clark V., Bird A. (1997). Methylation of genomes and genes at the invertebrate-vertebrate boundary. // Mol Cell Biol 17, 14 691 475.

557. Proffitt J.H., Davie J.R., Swinton D., Hattman S. (1984). 5-Methylcytosine is not detectable in Saccharomyces cerevisiae DNA. // Mol. Cell Biol. 4, 985−988.

558. Tamara H., Selker E.U. (2001). A histone H3 methyltransferase controls DNA methylation in Neurospora crassa. // Nature 414, 277−283.

559. Selker E.U., Tountas N.A., Cross S.H., Margolin B.S., Murphy J.G., Bird A.P., Freitag M. (2003). The methylated component of the Neurospora crassa genome. //Nature 422, 893−897.

560. Bestor T.H., Tycko B. (1996.) Creation of genomic methylation patterns. // Nat. Genet. 12, 363−367.

561. Yoder J.A., Walsh C.P., Bestor T.H. (1997). Cytosine methylation and the ecology of intragenomic parasites. // Trends Genet. 13, 335−340.

562. Hung M.S., Karthikeyan N., Huang B., Koo H.C., Kiger J., Shen C.J. (1999). Drosophila proteins related to vertebrate DNA (5-cytosine) methyltransferases. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 11 940;11945.

563. Goll M.G., Kirpekar F., Maggert K.A., Yoder J.A., Hsieh C.L., Zhang X., Golic K.G., Jacobsen S.E., Bestor T.H. (2006). Methylation of tRNAAsp by the DNA methyltransferase homolog Dnmt2. // Science 311, 395−398.

564. Field L.M., Lyko F., Mandrioli M., Prantera G. (2004). DNA methylation in insects. // Insect. Мої. Biol. 13, 109−115.

565. Wang Y., Jorda M., Jones P.L., Maleszka R., Ling X., Robertson H.M., Mizzen C.A., Peinado M.A., Robinson G.E. (2006). Functional CpG methylation system in a social insect. // Science 314, 645−647.

566. McGowan R.A., Martin C.C. (1997). DNA methylation and genome imprinting in the zebrafish, Danio rerio: some evolutionary ramifications. // Biochem. Cell Biol. 75, 499−506.

567. Rai K., Nadauld L.D., Chidester S., Manos E.J., James S.R., Karpf A.R., Cairns B.R., Jones D.A. (2006). Zebra fish Dnmtl and Suv39hl regulate organ-specific terminal differentiation during development. // Мої. Cell Biol. 26, 70 777 085.

568. Stancheva I., Meehan R.R. (2000). Transient depletion of xDnmtl leads to premature gene activation in Xenopus embryos. // Genes Dev. 14, 313−327.

569. Veenstra G.J., Wolffe A.P. (2001). Constitutive genomic methylation during embryonic development of Xenopus. // Biochim. Biophys. Acta 1521, 39−44.

570. Reik W., Dean W., Walter J. (2001). Epigenetic reprogramming in mammalian development. // Science 293, 1089−1093.

571. Wood A.J., Oakey R.J. (2006). Genomic imprinting in mammals: emerging themes and established theories. // PLoS Genet. 2, 147.

572. Bittel D.C., Butler M.G. (2005). Prader-Willi syndrome: clinical genetics, cytogenetics and molecular biology. // Expert Rev. Мої. Med. 7, 1−20.

573. Lalande M., Calciano M.A. (2007). Molecular epigenetics of Angelman syndrome. // Cell Мої. Life Sci. 64, 947−960.

574. Rainier S., Johnson L.A., Dobry C.J., Ping A.J., Grundy P.E., Feinberg A.P.1993). Relaxation of imprinted genes in human cancer. // Nature 362, 747−749.

575. Weksberg R., Smith A.C., Squire J., Sadowski P. (2003). Beckwith-Wiedemann syndrome demonstrates a role for epigenetic control of normal deyelopment. // Hum. Mol. Genet. 12, 61−68.

576. Lindahl T., Gaily J.A., Edelman G.M. (1969). Deoxyribonuclease IV: a new exonuclease from mammalian tissues. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 62, 597−603.

577. Robins P., Pappin D.J., Wood R.D., Lindahl T. (1994). Structural and functional homology between mammalian DNase IV and the 50-nuclease domain of Escherichia coli DNA polymerase I. // J. Biol. Chem. 269, 28 535−28 538.

578. Parrish J.Z., Yang C., Shen B., Xue D. (2003). CRN-1, a Caenorhabditis elegans FEN-1 homologue, cooperates with CPS-6/EndoG to promote apoptotic DNA degradation.//EMBO J. 22,3451−3460.

579. Zheng L., Zhou M., Chai Q., Parrish J., Xues" D., Patrick S.M., Turchi J.J., Yannone S.M., Chen D., Shen, B. (2005). Novel function of the flap endonuclease 1 complex in processing stalled DNA replication forks. // EMBO Rep. 6, 83−89.

580. Lieber M.R. (1997). The FEN-1 family of structure-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair. // Bioessays 19, 233−240.

581. LiuY., Prasad R., Beard W.A., Hou E.W., Horton J.K., McMurray C.T., Wilson S.H. (2009). Coordination between Pol {beta} and FEN1 can modulate CAG repeat expansion. // J. Biol. Chem. 284, 28 352−28 366.

582. Saharia A., Guittat L., Crocker S., Lim A., Steffen M., Kulkarni S., Stewart, S.A. (2008) Flap endonuclease 1 contributes to telomere stability. // Curr. Biol. 18, 496−500.

583. Qiu J., Li X., Frank G., Shen B. (2001). Cell cycle-dependent and DNA damage-inducible nuclear localization of FEN-1 nuclease is consistent with its dualfunctions in DNA replication and repair. // J. Biol. Chem. 276, 4901−4908.

584. Guo Z., Qian L., Liu R., Dai H., Zhou M., Zheng L., Shen B. (2008). Nucleolar localization and dynamic roles of flap endonuclease 1 in ribosomal DNA replication and damage repair. // Mol. Cell Biol. 28, 4310−4319.

585. Hasan S., Stucki M., Hassa P.O., Imhof R., Gehrig P., Hunziker P., Hubscher U., Hottiger, M.O. (2001). Regulation of human flap endonuclease-1 activity by acetylation through the transcriptional coactivator p300. // Mol. Cell 7, 1221−1231.

586. Henneke G., Koundrioukoff S., Hubscher U. (2003). Phosphorylation of human Fenl by cyclin-dependent kinase modulates its role in replication fork regulation. Oncogene 22, 4301^1313.

587. Guo Z., Zheng L., Xu H., Dai H., Zhou M., Pascua M.R., Chen Q.M., Shen B. (2010). Methylation of FEN1 suppresses nearby phosphorylation and facilitates PCNA binding. // Nat. Chem. Biol. 6, 766−773.

588. Tishkoff D.X., Filosi N., Gaida G.M., Kolodner R.D. (1997). A novel mutation avoidance mechanism dependent on S. cerevisiae RAD27 is distinct from DNA mismatch repair. // Cell 88, 253−263.

589. Liu R., Qiu J., Finger L.D., Zheng L., Shen B. (2006). The DNA-protein interaction modes of FEN-1 with gap substrates and their implication inpre venting duplication mutations. // Nucleic Acids Res. 34, 1772−1784.

590. Chapados B.R., Hosfield D.J., Han S., Qiu J., Yelent B., Shen B., Tainer, J.A. (2004). Structural basis for FEN-1 substrate specificity and PCNA-mediated activation in DNA replication and repair. // Cell 116, 39−50.

591. Biswas E.E., Zhu F.X., Biswas S.B. (1997). Stimulation of RTH1 nuclease of the yeast Saccharomyces cerevisiae by replication protein A. // Biochemistry 36, 5955−5962.

592. Li X., Li J., Harrington J,., Lieber M.R., Burgers P.M. (1995). Lagging strand DNA synthesis at the eukaryotic replication fork involves binding and stimulation of FEN-1 by proliferating cell nuclear antigen.' // J. Biol. Chem. 270, 2 210 922 112., <

593. Siegal G., Turchi J.J., Myers T.W., Bambara R.A. (1992). A 50 to 30 exonuclease functionally interacts with calf DNA polymerase epsilon. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 89, 9377−9381.

594. Zhu F.X., Biswas E.E., Biswas S.B. (1997). Purification and characterization of the DNA polymerase alpha associated exonuclease: the RTH1 gene product. // Biochemistry 36, 5947−5954.'.

595. Dianova II., Bohr V.A., Dianov G.L. (2001). Interaction of human AP endonuclease 1 with flap endonuclease 1 and proliferating cell nuclear antigen involved in long-patch base excision repair. // Biochemistry 40, 12 639−12 644.

596. Gary R., Kim K., Cornelius H.L., Park M.S., Matsumoto Y. (1999). Proliferating cell nuclear antigen facilitates excision in long-patch base excisionrepair. // J. Biol. Chem. 274, 4354−4363.

597. Guo Z., Zheng L., Xu H., Dai H., Zhou M., Pascua M.R., Chen Q.M., Shen B. (2010). Methylation of FEN1 suppresses nearby phosphorylation and facilitates PCNA binding. // Nat. Chem. Biol. 6, 766−773.

598. Dyson H.J., Wright P.E. (2005). Intrinsically unstructured proteins and their functions. //Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 6, 197−208.

599. Wright P.E., Dyson H.J. (2009). Linking folding and binding. // Curr. Opin. Struct. Biol. 19,31−38.

600. Friedrich-Heineken E., Henneke G., Ferrari E., Hubscher U. (2003). The acetylatable lysines of human Fenl are important for endoand exonuclease activities. // J. Mol. Biol. 328, 73−84.

601. Choudhary C., Kumar C., Gnad F., Nielsen M.L., Rehman M., Walther T.C., Olsen J.V., Mann, M. (2009). Lysine acetylation targets protein complexes and co-regulates major cellular functions. // Science 325, 834−840.

602. Kim I.S., Lee M.Y., Lee I.H., Shin S.L., Lee S.Y. (2000). Gene expression of flap endonuclease-1 during cell proliferation and differentiation. // Biochim. Biophys. Acta 1496, 333−340.

603. Sato M., Girard L., Sekine I., Sunaga N., Ramirez R.D., Kamibayashi C., Minna J.D. (2003). Increased expression and no mutation of the Flap endonuclease (FEN1) gene in human lung cancer. // Oncogene 22, 7243−7246.

604. Lam J.S., Seligson D.B., Yu H., Li A., Eeva M., Pantuck A.J., Zeng G., Horvath S., Belldegrun A.S. (2006). Flap endonuclease 1 is overexpressed in prostate cancer and is associated with a high Gleason score. // BJU Int. 98, 445 451.

605. Nikolova T., Christmann M., Kaina B. (2009. FEN1 is overexpressed in testis, lung and brain tumors. Anticancer Res. 29, 2453−2459.

606. Singh P., Yang M., Dai H., Yu D., Huang Q., Tan W., Kernstine K.H., Lin D., Shen B. (2008). Overexpression and hypomethylation of flap endonuclease 1 gene in breast and other cancers. // Mol. Cancer Res. 6, 1710−1717.

607. Warbrick E., Coates P.J., Hall P.A. (1998). Fenl expression: a novel marker for cell proliferation. J. Pathol. 186, 319−324.

608. Henneke G., Friedrich-Heineken E., Hubscher U. (2003). Flap endonuclease 1: a novel tumour suppresser protein. // Trends Biochem. Sci. 28, 384−390.

609. Kucherlapati M., Yang K., Kuraguchi M., Zhao J., Lia M., Heyer J., Kane M.F., Fan K., Russell R., Brown A.M. (2002). Haploinsufficiency of Flap endonuclease (Fenl) leads to rapid tumor progression. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 99, 9924−9929.

610. McManus K.J., Barrett I.J., Nouhi Y., Hieter P. (2009). Specific synthetic lethal killing of RAD54B-deficient human colorectal cancer cells by FEN1 silencing. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 3276−3281.

611. Panda H., Jaiswal A.S., Corsino P.E., Armas M.L., Law B.K., Narayan S. (2009). Amino acid Aspl81 of 50-flap endonuclease 1 is a useful target for chemotherapeutic development. // Biochemistry 48, 9952−9958.

612. Tumey L.N., Bom D., Huck B., Gleason E., Wang J., Silver D., Brunden K., Boozer S., Rundlett S., Sherf B. (2005). The identification and optimization of aN-hydroxy urea series of flap endonuclease 1 inhibitors. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 15, 277−281.

613. Silva G., Poirot L., Galetto R., Smith J., Montoya G., Duchateau P., Paques F. (2011). Meganucleases and Other Tools for Targeted Genome Engineering: Perspectives and Challenges for Gene Therapy. // Current Gene Therapy 11,11−27.

614. Orlowski J, Boniecki M, Bujnicki JM. (2007). I-Ssp6803I: the first homing endonuclease from the PD-(D/E)XK superfamily exhibits an unusual mode of.

615. DNA-recognition. // Bioinformatics 23, 527−530.

616. Zhao L, Bonocora RP, Shub DA, Stoddard BL. (2007). The restriction fold turns to the dark side: a bacterial homing endonuclease with a PD-(D/E)-XK motif. // EMBO J. 26, 2432−2442.

617. Heath P.J., Stephens K.M., Monnat R.J. Jr., Stoddard B.L. (1997). The structure of I-Crel, a group I intron-encoded homing endonuclease. // Nat. Struct. Biol. 4, 468−476.

618. Duan X., Gimble F.S., Quiocho F.A. (1997). Crystal structure of PI-SceI, a homing endonuclease with protein splicing activity. // Cell 89, 555−564.

619. Jurica M.S., Monnat R.J., Jr., Stoddard B.L. (1998). DNA recognition and cleavage by the LAGLIDADG homing endonuclease I-Crel. // Mol. Cell 2, 469 476.

620. Chevalier B.S., Stoddard B.L. (2001). Homing endonucleases: structural and functional insight into the catalysts of intron/intein mobility. // Nucleic Acids Res. 29, 3757−3774.

621. Chevalier B.S., Monnat R. J, Jr., Stoddard B.L. (2001). The homing endonuclease I-Crel uses three metals, one of which is shared between the two active sites. // Nat. Struct. Biol. 8, 312−316.

622. Belfort M., Perlman P. S. (1995). Mechanisms of intron mobility. // J. Biol. Chem. 270, 30 237−30 240.

623. Belfort M., Roberts R. J. (1997). Homing endonucleases: keeping the house in order.// Nucleic Acids Research 25, 3379−3388.

624. Smith H.O., Nathans D.A. (1973). Letter: A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes.// J. Mol. Biol. 81, 419−423.

625. Dujon B., Belfort M., Butow R.A., Jacq C., Lemieux C., Perlman P. S., Vogt, V.M. (1989). Mobile introns: definition of terms and recommended nomenclature. //Gene 82, 115−118.

626. Perler F.B., Davis E.O., Dean G.E., Gimble F.S., Jack W.E., Neff N., Noren C.J., Thorner J., Belfort M. (1994). Protein splicing elements: inteins and exteinsa definition of terms and recommended nomenclature. // Nucleic Acids Res. 22, 1125−1127.

627. Szczepanek T., Lazowska J. (1996). Replacement of two non-adjacent amino acids in the S. cerevisiae bi2 intron-encoded RNA maturase is sufficient to gain a homing-endonuclease activity. // EMBO J. 15, 3758−3767.

628. Perler P.B., Olsen G.J., Adam E. (1997). Compilation and analysis of intein sequences. //Nucleic Acids Res. 25, 1087−1093.

629. Henke R.M., Butow R.A., Perlman P. S. (1995). Maturase and endonuclease functions depend on separate conserved domains of the bifunctional protein encoded by the group I intron. aI4 alpha of yeast mitochondrial DNA. // EMBO J. 14, 5094−5099.

630. Health P.J., Stephens K.M., Monnat R.J., Stoddard B.L. (1997). The structure of I-Crel, a group I intron-encoded homing endonuclease. // Nature Struct. Biol. 4, 468−476.

631. Shibata T., Nakagawa K., Morishima N. (1995). Multi-site-specific endonucleases and the initiation of homologous genetic recombination in yeast. // Adv. Biophys. 31, 77−91.

632. Zimnierly S., Guo H., Eskes R., Yang J., Perlman P. S., Lambowitz A. (1995). A group II intron RNA is a catalytic component of a DNA endonuclease involved in intron mobility. // Cell 83, 529−538.

633. Mueller J.E., Smith D., Bryk M., Belfort M. (1995). Intron-encoded endonuclease I-TevI binds as a monomer to effect sequential cleavage via conformational changes in the td homing site. // EMBO J. 14, 5724−5735.

634. Bryk M., Belisle M., Mueller J.E., Belfort M. (1995). Selection of a remote cleavage site by I-tevI, the td intron-encoded endonuclease. // J. Mol. Biol. 247, 197−210.

635. Derbyshire V., Kowalski J.C., Dansereau J.T., Hauer C.R., Belfort M. (1997). Two-domain structure of the td intron-encoded endonuclease I-TevI correlates with the two-domain configuration of the homing site. // J. Mol. Biol. 265, 494−506.

636. Eddy S.R., Gold L. (1991). The phage T4 nrdB intron: a deletion mutant of aversion found in the wild. // Genes Dev. 5, 1032−1041.

637. Loizos N., Silva G.H., Belfort M. (1996). Intron-encoded endonuclease I-TevII binds across the minor groove and induces two distinct conformational changes in its DNA substrate. // J. Mol. Biol. 255, 412¹²⁴.

638. Bell-Pedersen D., Quirk S.M., Biyk M., Belfort M. (1991). I-TevI, the endonuclease encoded by the mobile td intron, recognizes binding and cleavage domains on its DNA target. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88, 7719−7723.

639. Mueller J.E., Smith D., Belfort M. (1996). Exon coconversion biases accompanying intron homing: battle of the nucleases. // Genes Dev. 10, 2158— 2166.

640. Jin Y., Binkowski G., Simon L.D., Norris D. (1997). Ho endonuclease cleaves MAT DNA in vitro by an inefficient stoichiometric reaction mechanism. // J. Biol. Chem. 272, 7352−7359.

641. Athanasiadis A., Vlassi M., Kotsifaki D., Tucker P.A., Wilson K.S., Kokkinidis M. (1994). Crystal structure of PvuII endonuclease reveals extensive structural homologies to EcoRV. // Struct. Biol. 1, 469−475.

642. Newman M., Strzelecka T., Dorner L.F., Schildkraut I., Aggarwal A.K. (1994). Structure of restriction endonuclease BamHI and its relationship to EcoRI. // Nature 368, 660−664.

643. Liu S.L., Sanderson K.E. (1996). Highly plastic chromosomal organization in Salmonella typhi. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 10 303−10 308.

644. Toda T., Itaya M. (1995). I-Ceul recognition sites in the rrn operons of the Bacillus subtilis 168 chromosome: inherent landmarks for genome analysis. // Microbiology 141, 1937;1945.

645. Bloch C.A., Rode C.K., Obreque V.H., Mahillon J. (1996). Purification of Escherichia coli chromosomal segments without cloning. // Biochem. Biophys.

646. Res. Commun. 223, 104−111.

647. Mahillon J., Rode C.K., Leonard C., Bloch C.A. (1997). New ultrararefrestriction site-carrying transposons for bacterial genomics. // Gene 187, 273−279.

648. Jumas-Bilak E., Maugard C., Michaux-Charachon S., Allardet-Servent A., Perrin A., O’Callaghan D., Ramuz M. (1995). New ultrarare restriction site-carrying transposons for bacterial genomics. // Microbiology 141, 2425−2432.

649. Dalgaard J.Z., Banerjee M., Curcio M.J. (1996). A novel Tyl-mediated fragmentation method for native and artificial yeast chromosomes reveals that the mouse steel gene is a hotspot for Tyl integration. // Genetics 143, 673−683.

650. Nelson H.H., Sweetser D. Bt, Nickoloff J.A. (1996). Effects of terminal nonhomology and homeology on double-strand-break-induced gene conversion tract directionality. // Mol. Cell. Biol. 16, 2951−2957.

651. Evans C.J., Aguilera R.J. (2003). DNase II: genes, enzymes and function. // Gene 322, 1 -15.

652. Laskowski Sr., M. (1967). DNases and their use in the studies of primary structure of nucleic acids. // Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 29, 165- 220.

653. Catchside D.G., Holmes B. (1947). The action of enzymes on chromosomes. // Symp. Soc. Exp. Biol. 1, 225.

654. Cordonnier C., Bernardi G. (1968). A comparative study of acid deoxyribonucleases extracted from different tissues and species. // Can. J. Biochem. 46, 989−995.

655. Cunningham L., Laskowski M. 1953. Presence of two different desoxyribonucleodepolymerases in veal kidney. // Biochim. Biophys. Acta 11, 590−591.

656. Lyon C.J., Aguilera R.J. (1997). Purification and characterization of the immunoglobulin switch sequence-specific endonuclease (Endo-SR) from bovine spleen. // Mol. Immunol. 34, 209−219.

657. Lyon C.J., Evans C.J., Bill B.R., Otsuka A.J., Aguilera R.J. (2000). The C. e/egans apoptotic nuclease NUC-1 is related in sequence and activity to mammalian DNase II. // Gene 252, 147- 154.

658. Baker K.P., Baron W.F., Henzel W.J., Spencer S.A. (1998). Molecular cloning, and characterization of human and murine DNase II. // Gene 215, 281— 289.

659. Bernardi G. (19,71). Spleen acid deoxyribonuclease. // In: Boyer, P.D. (Ed.), Hydrolysis. Academic Press, New York, pp. 271- 287.

660. Harosh I., Binninger D.M., Harris P.V., Mezzina M., Boyd J.B. (1991). Mechanism of action of deoxyribonuclease II from human lymphoblasts. // Eur. J. Biochem. 202, 479- 484.

661. Oshima R.G., Price P.A. (1973). Alkylation of an essential histidine residue in porcine spleen deoxyribonuclease. // J. Biol. Chem. 248, 7522- 7526.

662. MacLea K.S., Krieser R.J., Eastman A. (2002). Revised structure of the active form of human deoxyribonuclease Ilalpha. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 292,415²¹.

663. Hevelone J., Hartman P. S. (1988). An endonuclease from Caenorhabditis elegans: partial purification and characterization. // Biochem. Genet. 26, 447- 461.

664. Carrara M., Bernardi G. (1968). Studies on acid deoxyribonuclease: V. The oligonucleotides obtained from deoxyribonucleic acid and their 3Vphosphate termini. // Biochemistry 7, 1121- 1131.

665. Ehrlich S.D., Torti G., Bernardi G. (1971). Studies on acid deoxyribonuclease: IX. 5V-hydroxy-terminal and penultimate nucleotides of oligonucleotides obtained from calf thymus deoxyribonucleic acid. // Biochemistry 10, 2000; 2009.

666. Evans C.J. (2002). The identification and characterization of mammalian DNase II homologs in C. elegans and Drosophila. // Dissertation, University of California, Los Angeles, CA.

667. Hedgecock E.M., Sulston J.E., Thomson J.N. (1983). Mutations affecting programmed cell deaths in the nematode Caenorhabditis elegans. // Science 220, 1277- 1279.

668. Wu Y.C., Stanfield G.M., Horvitz H.R. (2000). NUC-1, a Caenorhabditis elegans DNase II homolog, functions in an intermediate step of DNA degradationduring apoptosis. // Genes Dev. 14, 536- 548.

669. Fadok V.A., Chimini G. (2001). The phagocytosis of apoptotic cells. // Semin. Immunol. 13, 365- 372.

670. Tjelle T.E., Lovdal T., Berg T. (2000). Phagosome dynamics and function. // Bioessays 22, 255- 263.

671. Mcllroy D., Tanaka M., Sakahira H., Fukuyama H., Suzuki M., Yamamura K., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Nagata S. (2000). An auxiliary mode of apoptotic DNA fragmentation provided by phagocytes. // Genes Dev. 14, 549−558.

672. Mukae N., Yokoyama H., Yokokura T., Sakoyama Y., Nagata S. (2002). Activation of the innate immunity in Drosophila by endogenous chromosomal DNA that escaped apoptotic degradation. // Genes Dev. 16, 2662- 2671.

673. Hedgecock E.M., Sulston J.E., Thomson J.N. (1983). Mutations affecting programmed cell deaths in the nematode Caenorhabditis elegans. II Science 220, 1277- 1279.

674. Stone J.C., Dower N.A., Hauseman J., Cseko Y.M., Sederoff R. (1983). The characterization of a mutant affecting DNA metabolism in the development of D. melanogaster. II Can. J. Genet. Cytol. 25, 129−138.

675. Kawane K., Fukuyama H., Kondoh G., Takeda J., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Nagata S. (2001). Requirement of DNase II for definitive erythropoiesis in the mouse fetal liver. // Science 292, 1546- 1549.

676. Kawane K., Fukuyama H., Yoshida H., Nagase H., Ohsawa Y., Uchiyama Y., Okada K., Iida T., Nagata S. (2003). Impaired thymic development in mouse embryos deficient in apoptotic DNA degradation. // Nat. Immunol. 4, 138- 144.

677. Krieser R.J., MacLea K.S., Longnecker D.S., Fields J.L., Fiering S., Eastman A. (2002). Deoxyribonuclease Ilalpha is required during the phagocytic phase of apoptosis and its loss causes perinatal lethality. // Cell Death Differ. 9, 956- 962.

678. Kandavelou K., Mani M., Durai S., Chandrasegaran S. (2004). // In Pingoud, A.M. (ed.), Nucleic Acids and Molecular Biology. Springer Verlag, Berlin 14, 413−434.

679. Kandavelou K., Mani M., Durai S., Chandrasegaran S. (2005). 'Magic'scissors for genome surgery. // Nat. Biotechnol. 23, 686−687.

680. Bibikova M., Beumer K., Trautman J.K., Carroll D. (2003). Enhancing gene targeting with designed zinc finger nucleases. // Science 300, 764.

681. Bibikova M., Carroll D., Segal D.J., Trautman J.K., Smith J., Kim Y.G., Chandrasegaran S. (2001). Stimulation of homologous recombination through targeted cleavage by chimeric nucleases. // Mol. Cell. Biol. 21, 289−297.

682. Porteus M.H., Baltimore D. (2003). Chimeric nucleases stimulate gene targeting in human cells. // Science 300, 763.

683. Wilson J.H. (2003). Pointing fingers at the limiting step in gene targeting.// Nat. Biotechnol. 21, 759−760.

684. Urnov F.D., Miller J.C., Lee Y.L., Beausejour C.M., Rock J.M., Augustus S., Jamieson A.C., Porteus M.H., Gregory P.D., Holmes M.C. (2005). Highly efficient endogenous human gene correction using designed zinc-finger nucleases. // Nature 435, 646−651.

685. High K.A. (2005). Gene therapy: the moving finger. // Nature 435, 577−579.

686. Sugisaki H., Kanazawa S. (1981). New restriction endonucleases from Flavobacterium okeanokoites (Fokl) and Micrococcus luteus (Mlul). // Gene 16, 73−78.

687. Szybalski W., Kim S.C., Hasan N., Podhajska A.J. (1991). Class-IIS restriction enzymes—a review. // Gene 100, 13−26.

688. Kim Y.G., Chandrasegaran S. (1994). Chimeric restriction endonuclease.// Proc. Natl Acad. Sci. USA 91, 883−887.

689. Kim Y.G., Smith J., Durgesha M., Chandrasegaran S. (1998). Chimeric restriction enzyme: Gal4 fusion to Fokl cleavage domain. // Biol. Chem. 379, 489 495.

690. Kim Y.G., Cha J., Chandrasegaran S. (1996). Hybrid restriction enzymes: zinc finger fusions to Fokl cleavage domain. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 93, 1156−1160.

691. Joung J К, Ramm E.I., Pabo С О. A bacterial two-hybrid selection system for studying protein-DNA and protein-protein interactions. //Proceedings of the.

692. National Academy of Sciences of the United States of America. 97,7382−7387.

693. Kim Y.G., Kim P. S., Herbert A., Rich A. (1997). Construction of a Z-DNA-specific restriction endonuclease. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 94, 12 875−12 879.

694. Kim Y.G., Shi Y., Berg J.M., Chandrasegaran S. (1997). Site-specific cleavage of DNA-RNA hybrids by zinc finger/Fokl cleavage domain fusions. // Gene 203, 43−49.

695. Huang B., Schaeffer C.J., Li Q., Tsai M.D. (1996). Splase: a new class IIS zinc-fmger restriction endonuclease with specificity for Spl binding sites. // J. Protein Chem. 15, 481¹⁸⁹.

696. Lee J.S., Lee C.H., Chung J.H. (1998). Studying the recruitment of Spl to the beta-globin promoter with an in vivo method: protein position identification with nuclease tail (PIN*POINT). 11 Proc.NatlAcad. Sci. USA 95, 969−974.

697. Ruminy P., Derambure C., Chandrasegaran S., Salier J.P. (2001). Long-range identification of hepatocyte nuclear factor-3 (FoxA) high and low-affinity binding sites with a chimeric nuclease. // J. Mol. Biol. 310, 523−535.

698. Kim M.K., Lee J.S., Chung J.H. (1999). In vivo transcription factor recruitment during thyroid hormone receptor-mediated activation. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 96, 10 092−10 097.

699. Lee J.S., Lee C.H., Chung J.H. (1999). The beta-globin promoter is important for recruitment of erythroid Kruppel-like factor to the locus control region in erythroid cells. // Proc. Natl Acad. Sci. USA 96, 10 051−10 055.

700. Lee C.H., Murphy M.R., Lee J.S., Chung J.H. (1999). Targeting a SWI/SNF-related chromatin remodeling complex to the beta-globin promoter in erythroid cells.//Proc. Natl Acad. Sci. USA 96, 12 311−12 315.

701. Kim Y.G., Lowenhaupt K., Schwartz T., Rich A. (1999). The interaction between Z-DNA and the Zab domain of double-stranded RNA adenosinedeaminase characterized using fusion nucleases. // J.Biol.Chem. 274, 19 081— 19 086.

702. Smith J., Bibikova M., Whitby F.G., Reddy A.R., Chandrasegaran S., Carroll.

703. D. (2000). Requirements for double-strand cleavage by chimeric restriction enzymes with zinc finger DNA-recognition domains. // Nucleic Acids Res. 28, 3361−3369.

704. Maeder M.L., Thibodeau-Beganny S., Sander J.D., Voytas D.F., Joung J.K. (2009). Oligomerized pool engineering (OPEN): an «open-source» protocol for making customized zinc-finger arrays. //Nat. Protoc. 4,1471−1501.

705. Foley J. E, Yeh J.R., Maeder M.L., Reyon D., Sander J.D., Peterson R.T., Joung J.K. (2009). Rapid mutation of endogenous zebrafish genes using zinc finger nucleases made by Oligomerized Pool ENgineering (OPEN). // PLoS One 4, 4348.

706. Townsend J.A., Wright D.A., Winfrey R.J., Fu F., Maeder M.L., Joung J.K., Voytas D.F. (2009) .High-frequency modification of plant genes using engineered zinc-finger nucleases. // Nature 459, 442−445.

707. Davis D., Stokoe D. (2010). Zinc Finger Nucleases as tools to understand and treat human diseases. // BMC Medicine 8, 42−53.

708. Bartsevich V.V., Miller J.C., Case C.C., Pabo C.O. (2003). Engineered zinc finger proteins for controlling stem cell fate. // Stem Cells 21, 632−637.

709. Minczuk M., Papworth M.A., Miller J.C., Murphy M.P., Klug A. 2008). Development of a single-chain, quasi-dimeric zinc-finger nuclease for the selective degradation of mutated human mitochondrial DNA. Nucleic Acids Res. 36, 39 263 938.

710. Cost G.J., Freyvert Y., Vafiadis A., Santiago Y., Miller J.C., Rebar E., Collingwood T.N., Snowden A., Gregory P.D. (2010). ВАК and В AX deletion using zinc-finger nucleases yields apoptosis-resistant CHO cells. // Biotechnol. Bioeng. 105, 330−340.

711. Gump J.M., Dowdy S.F., Meade B.R., Dowdy S.F., Dong X., Wang J.N., Huang Y.Z., Guo L.Y., Kong X., Murriel C.L., Dowdy S.F. (2010). TAT transduction: the molecular mechanism and therapeutic prospects. // Trends Mol. Med. 13, 443−448.

712. Torchilin V.P. (2008). Tat peptide-mediated intracellular delivery of pharmaceutical nanocarriers. // Adv. Drug Deliv. Rev. 60, 548−558.

713. Vyas P.M., Payne R.M. (2008). TAT opens the door. // Mol. Ther. 16, 647 648. s.

714. Flierl A., Jackson C., Cottrell B., Murdock D., Seibel P., Wallace D.C. (2003). Targeted delivery of DNA to the mitochondrial compartment via import sequence-conjugated peptide nucleic acid. // Mol. Ther. 7, 550−557.

715. Wenzel N.I., Chavain N., Wang Y., Friebolin W., Maes L., Pradines B., Lanzer M., Yardley V., Brun R., Herold-Mende C., Biot C., Tolth K., Davioud.

716. Charvet E. (2010). Antimalarial versus Cytotoxic properties of dual drugs derived from 4-aminoquinolines and mannich bases: interaction with DNA. // J. Med. Chem. 53, 3214−3226.

717. Woynarowski J.M., Krugliak M., Ginsburg H. (2007). Pharmacogenomic analyses of targeting the AT-rich malaria parasite genome with AT-specific alkylating drugs.// Mol. Biochem. Parasitol. 154, 70−81.

718. Silva G., Poirot L., Galetto R., Smith J.,. Montoya G, Duchateau P., Paques F. (2011). Meganucleases and Other Tools for Targeted Genome. Engineering Perspectives and Challenges for Gene Therapy // Current Gene Therapy 11, 11−27.

719. Sadelain M. (2006). Recent advances in globin gene transfer for the treatment of beta-thalassemia and sickle cell anemia. // Curr. Opin. Hematol. 13, 142−8.

720. Perez E.E., Wang J., Miller J.C., (2008). Establishment of HIV-1 resistance in CD4+ T cells by genome editing using zinc-finger nucleases. // Nat. Biotechnol. 26, 808−816.

721. Yen Y., Green P.J. (1991). Identification and Properties of the Major Ribonucleases of Arabidopsis thaliana. II Plant Physiol. 97, 1487−1493.

722. Singh A., Ai Y., Kao T.H. (1991).Characterization of Ribonuclease Activity of Three S-Allele-Associated Proteins of Petunia inflata. // Plant Physiol. 96, 6168.

723. Anderson M.A., McFadden G.I., Bernatzky R., Atkinson A., Orpin T., Dedman H., Tregear G., Fernley R., Clarke A.E.(1989). Sequence variability of three alleles of the self-incompatibility gene of Nicotiana alata. II Plant Cell. 1, 483−491.

724. McClure B.A., Haring V., Ebert P.R., Anderson M.A., Simpson R.J., Sakiyama F., Clarke A.E. (1989). Style self-incompatibility gene products of.

725. Nicotiana alata are ribonucleases. // Nature. 342, 955−957.

726. Hoffmann-Sommergruber, K. (2001). Plant allergens and pathogenesis-related proteins. // 6th International Workshop on PR-proteins. Spa, Belgium. Book of abstracts, p. 35.

727. Fang E.F., Ng T.B. (2011). Ribonucleases of different origins with a wide spectrum of medicinal applications. // Biochimica et Biophysica Acta 1815, 6574.

728. Bufe M.D., Spangfort M.D., Kahlert H., Schlaak M., Becker W.M. (1996). The major birch pollen allergen, Bet v 1, shows ribonuclease activity.// Planta 199, 413−415.

729. Gajhede M., Osmark P., Poulsen F.M., Ipsen H., Larsen J.N., Joost van Neerven R.J., Schou C., Lowenstein H., Spangfort M.D. (1996). X-ray and NMR structure of Bet v 1, the origin of birch pollen allergy.// Nat. Struct. Biol. 3, 10 401 045.

730. Richman A.D., Uyenoyama M.K., Kohn J.R. (1996). Allelic diversity and gene genealogy at the self-incompatibility locus in the Solanaceae.// Science 273,1212−1216.

731. McClure B.A., Haring V., Ebert P.R., Anderson M.A., Simpson R.J., Sakiyama F., Clarke A.E. (1989). Style self-incompatibility gene products of Nicotiana alata are ribonucleases.// Nature 342, 955−957.

732. Beintema J.J., Schuller C., Irie M., Carsana A. (1988). Molecular evolution of the ribonuclease superfamily. // Prog. Biophys. Mol. Biol. 51, 165−192.

733. Watanabe H., Narumi H., Inaba T., Ohgi K., Irie M. (1993). Purification, some properties, and primary structure of a base non-specific ribonuclease from oyster (Crussdstrea grigus). // J. Biochem. 114, 800−807.

734. Walter M.H., Liu J.W., Wunn J., Hess D. (1996). Bean ribonuclease-like pathogenesis-related protein genes (YprlO) display complex patterns of developmental, dark-induced and exogenous-stimulus-dependent expression. // Eur. J Biochem. 239, 281−293.

735. Saraste M., Sibbald P.R., Wittinghofer A. (1990). The P-loop~a common motif in ATPand GTP-binding proteins. //Trends Biochem. Sei. 15, 430−434.

736. Matton D.P., Brisson N. (1989). Cloning, expression, and sequence conservation of pathogenesis-related gene transcripts of potato. // Mol. Plant Microbe Interact. 2, 325−131.

737. Warner S.A., Scott R., Draper J. (1992).Characterisation of a wound-induced transcript from the monocot asparagus that shares similarity with a class of intracellular pathogenesis-related (PR) proteins. // Plant Mol. Biol. 19, 555−561.

738. Samejima K., Earnshaw W.C. (2005). Trashing the Genome: the Role of Nucleases During Apoptosis // Mol. Cell. Biol. 6, 677−688.

739. Hopkins M., Taylor C., Liu Z., Ma F., McNamara L., Wang T.W., Thompson J.E. (2007). Regulation and execution of molecular disassembly and catabolismduring senescence.//New Phytol. 175,201−214.

740. BeMiller J.N., Liu T.U. Y.S., Liu C.R., Pappelis A.J. (1976). Relationship of Nuclease Activity and Synthesis to Senescence of Corn (Zea mays L.) Stalk Pith, Cob Parenchyma and First Developed Leaf Tissues // Mech. Ageing Dev. 5, 427 436.

741. Blank A., McKeon T.A. (1989). Single-Strend-Preferring Nuclease Activity in Wheat Leaves Is Increased in Senescence and Is Negatively Photoregulated //. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86, 3169−3173.

742. Blank A., McKeon T.A. (1991). Expression of Three RNases During Natural and Dark-Induced Senescence of Wheat Leaves // Plant Physiol. 97, 1409−1413.

743. Blank A., McKeon T.A. (1991).Three RNases in Senescent and Nonsenescent Wheat Leaves // Plant Physiol. 97, 1402−1408.

744. Wood M., Power J.B., Davey M.R., Lowe K.C., Mulligan B.J. (1998). Factors Affecting Single Strand-Preferring Nuclease Activity During Leaf Aging and Dark-Indused Senescence in Barley (Hordeum vulgare L.) // Plant Sci. 131, 149 159.

745. Kawai M., Uchimiya Y. (2000). Coleoptile Senescence in Rice (Oryza sativa L.) // Annals Bot. 86, 405−414.

746. Cao J., Jiang F., Sodmergen, Cui K. (2003). Time-Course of Programmed Cell Death During Leaf Senescence in Eucommia ulmoides // J. Plant Res. 116, 712.

747. Orzaez D., Granell A. (1997). DNA Fragmentation is Regulated by Ethylene During Petal Senescence in Pisum sativum // Plant J. 11, 137−144.

748. Wagstaff C., Malcolm P., Rafiq A., Leverentz M., Griffiths G., Thomas B., Stead A., Rogers H. (2003). Programmed Cell Death (PCD) Processes Begin Extremely Early in Alstroemeria Petal Senescence // New Phytologist. 160, 49−59.

749. Xu Y., Hanson M.R. (2000). Programmed Cell Death During Pollination Induced Petal Senescence in Petunia // Plant Physiol. 122, 1323−1333.

750. Mittler R., Lam E. (1995). Identification, Characterization, and Purification of a Tobacco Endonuclease Activity Induced upon Hypersensitive Response Cell Death//Plant Cell. 7, 1951;1962.

751. Mittler R., Simon L., Lam E. (1997). Pathogen-Induced Programmed Cell Death in Tobacco // J. Cell Sci. 110, 1333−1344.

752. Tada Y., Hata S., Takata Y., Nakayashiki H., Tosa Y., Mayama S. (2001). Induction and Signaling of an Apoptotic Response Typified by DNA Laddering in the Defense Response of Oats to Infection and Elicitors // Mol. Plant Microbe Interact. 14, 477−486.

753. Kusaka K., Tada Y., Shigemi T., Sakamoto M., Nakayashiki H., Tosa Y., Mayama S. (2004). Coordinate Involvment of Cysteine Protease and Nuclease in the Executive Phase of Plant Apoptosis // FEBS Lett. 578, 363−367.

754. Aoyagi S., Sugiyama M., Fukuda H. (1998). BEN1 and ZEN1 cDNAs Encoding SI-Type DNases that Are Associated with Programmed Cell Death in Plants //FEBS Lett. 429, 134−138.

755. Fath A., Bethke P.C., Jones R.L. (1999). Barley Aleurone Cell Death Is not Apoptotic: Characterization of Nuclease Activities and DNA Degradation // Plant J. 20, 305−315.

756. Muramoto Y., Watanabe A., Takabe N.T. (1999). Enhanced Expression of a Nuclease Gene in Leaves of Barley Plants under Salt Stress // Gene. 234, 315−321.

757. Booker L.F. Influence of Ozone on Ribonuclease Activity in Wheat (Triticum aestivum) Leaves // Physiol. Plant. 2004. V. 120. P. 249−255.

758. Gavrieli Y., Sherman Y., Ben-Sasson S.A. (1992). Identification of Programmed Cell Death in situ via Specific Labeling of Nuclear DNA Fragmentation // J. Cell Biol. 119, 493−501.

759. Fraser M.J., Low R.L. (1993). Fungal and Mitochondrial Nucleases // In SM Linn R.S., Lloyd R.J. Roberts, eds. Nucleases. Ed 2. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor. NY. p. 171−207.

760. Desai N. A, Shankar V. (2003). Single-Strand-Specific Nucleases // FEMS Microbiol. Rev. 26, 457−491.

761. Yursanis T., Symeonidis L., Kalemi T., Moustaka H., Yupsani A. (2004). Purification, Properties and Specificity of an Endonuclease from Agropyron elongatum Seedling // Plant Physiol. Biochem. 42, 795−802.

762. Bonneau L., Ge Y., Drury G.E., Gallois P. (2008). What Happened to Plant Caspases? // J. Exp. Bot. 59, 491−499.

763. Delia Mea M., Serafini-Fracassini D., Del Duca S. (2007). Programmed Cell Death: Similarities and Differences in Animals and Plants. A Flower Paradigm // Amino Acids. 33, 395−404.

764. Halpin C., Barakate A., Askari B.M., Abbott J.C., Ryan M.D. (2001). Enabling technologies for manipulating multiple genes on complex pathways. //Plant Mol. Biol. 47, 295−310.

765. Daniell H., Dhingra A. (2002). Multigene engineering: dawn of an exciting new era in biotechnology. // Curr. Opin. Biotechnol. 13, 136−141.

766. Lyznik L.A., Dress V. (2008). Gene targeting for chromosome engineering applications in eukaryotic cells. // Recent Pat. Biotechnol. 2, 94−106.

767. Naqvi S., Farre’G., Sanahuja G., Capell T., Zhu C., Christou P. (2010). When more is better: multigene engineering in plants. // Trends Plant Sci. 15, 48−56.

768. Hanin M., Paszkowski J. (2003). Plant genome modification by homologousrecombination. // Curr. Opin. Plant Biol. 6, 157−162.

769. Porteus M.H. (2009). Plant biotechnology: zinc fingers on target. // Nature 459, 337−338.

770. Moon H.S., Li Y., Stewart C.N.Jr. (2010). Keeping the genie in the bottle: transgene biocontainment by excision in pollen. // Trends Biotechnol. 28, 3−8.

771. Weinthal D., Tovkach A., Zeevi V., Tzfira T. (2010). Genome editing in plant cells by zinc finger nucleases. // Trends Plant Sci. 15, 308−321.

772. Dafny-Yelin M., Tzfira T. (2007). Delivery of multiple transgenes to plant cells. // Plant Physiol. 145,1118−1128.

773. Bibikova M., Beumer K., Trautman J.K., Carroll D. (2003). Enhancing gene targeting with designed zinc finger nucleases. // Science 300, 764.

774. Porteus M.H., Baltimore D. (2003). Chimeric nucleases stimulate gene targeting in human cells. // Science 300,763.

775. Lloyd A., Plaisier C.L., Carroll D., Drews G.N. Targeted mutagenesis using zinc-finger nucleases in Arabidopsis. II Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A 102, 22 322 237.

776. Wright D.A., Townsend J.A., Winfrey R.J. Jr, Irwin P.A., Rajagopal J., Lonosky P.M., Hall B.D., Jondle M.D., Voytas D.F. (2005). High-frequency homologous recombination in plants mediated by zinc-finger nucleases. // Plant J. 44, 693−705.

777. Lee K.Y., Townsend J., Tepperman J., Black M., Chui C.F., Mazur B., Dunsmuir P., Bedbrook J. (1988). The molecular basis of sulfonylurea herbicide resistance in tobacco. // EMBO J. 7, 1241−1248.

778. Hyten D.L., Song Q., Zhu Y., Choi I.Y., Nelson R.L., Costa J. M, Specht J.E., Shoemaker R.C., Cregan P.B. (2006). Impacts of genetic bottlenecks on soybean genome diversity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103,16 666−16 671.

779. CooperJ.L., Till B. J, Laport R.G., Darlow M.C., Kleffner J. M, Jamai A., El-Mellouki T., Liu S., Ritchie R., Nielsen N.(2008). TILLING to detect induced mutations in soybean. // BMC Plant Biol. 8, 9.

780. Mathieu M., Winters E.K., Kong F., Wan J., Wang S., Eckert H., Luth D., Paz M., Donovan C., Zhang Z. (2009). Establishment of a soybean (Glycine max Merr. L) transposon-based mutagenesis repository. // Planta 229, 279−289.

781. Pham A.T., Lee J.D., Shannon J.G., Bilyeu K.D. (2010). Mutant alleles of FAD2−1A and FAD2−1B combine to produce soybeans with the high oleic acid seed oil trait. // BMC Plant Biol. 10, 195.

782. Zhang F., Maeder M.L., Unger-Wallace E., Hoshaw J.P., Reyon D., Christian.

783. M., Li X., Pierick C.J., Dobbs D., Peterson T. (2010). High frequency targeted mutagenesis in Arabidopsis thaliana using zinc finger nucleases. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107,12 028;12033.

784. Shukla V.K., Doyon Y., Miller J.C., DeKelver R.C., Moehle E.A., Worden S.E., Mitchell J.C., Arnold N.L., Gopalan S., Meng X. (2009). Precise genome modification in the crop species Zea mays using zinc-finger nucleases. // Nature 459, 437−441.

785. Townsend J.A., Wright D.A., Winfrey R.J., Fu F., Maeder .ML., Joung J.K., Voytas D.F. (2009). High-frequency modification of plant genes using engineered zinc-finger nucleases. // Nature 459, 442−445.

786. Urnov F.D., Rebar E.J., Holmes M.C., Zhang H.S., Gregory P.D. (2010). Genome editing with engineered zinc finger nucleases. // Nat. Rev. Genet. 11, 636 646.

787. Maeder M.L., Thibodeau-Beganny S., Sander J.D., Voytas D.F., Joung J.K. (2009). Oligomerized pool engineering (OPEN): an 'open-source' protocol for making customized zinc-finger arrays. //Nat. Protoc. 4, 1471−1501.

788. Joung J.K., Voytas D.F., Cathomen T. (2010). Reply to «Genome editing with modularly assembled zinc-finger nucleases». // Nat. Methods 7, 91−92.

789. Kim J.S., Lee H.J., Carroll D. (2010). Genome editing with modularly assembled zinc-finger nucleases. // Nat. Methods 7, 91.

790. Sander J.D., Dahlborg E.J., Goodwin M.J., Cade L., Zhang F, Cifuentes D., Curtin S.J., Blackburn J.S., Thibodeau-Beganny S., Qi Y. (2011). Selection-free zinc-finger-nuclease engineering by context-dependent assembly (CoDA). // Nat. Methods 8, 67−69.

791. Blanc G., Wolfe K.H. (2004). Widespread paleopolyploidy in model plantspecies inferred from age distributions of duplicate genes. // Plant Cell 16, 16 671 678.

792. Schmutz J., Cannon S.B., Schlueter J., Ma J., Mitros Т., Nelson W., Hyten D.L., Song Q., Thelen J.J., Cheng J. (2010). Genome sequence of the palaeopolyploid soybean. //Nature 463,178−183.

793. Ardelt W., Ardelt В., Darzynkiewicz Z. (2009). Ribonucleases as potential modalities in anticancer therapy.// Eur. J. Pharmacol. 625, 181−189.

794. Ardelt W., Shogen K., Darzynkiewicz Z. (2008). Onconase and amphinase, the antitumor ribonucleases from Rana pipiens oocytes. // Curr. Pharm. Biotechnol. 9,215−225.

795. Lam S.K., Ng T.B. (2001). Isolation of a novel thermolabile heterodimeric ribonuclease with antifungal and antiproliferative activities from roots of the sanchi ginseng Panax notoginseng. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 285, 419 423.

796. Skvor J., Lipovova P., Pouckova P., Soucek J., Slavik Т., Matousek J. (2006). Effect of wheat leaf ribonuclease on tumor cells and tissues. // Anticancer Drugs 17, 815−823.

797. Xing D., Ni S., Kennedy M.A., Li Q.Q. (2009). Identification of a plant-specific Zn «sensitive ribonuclease activity. // Planta 230, 819−825.

798. Green P.J. (1994). The ribonucleases of higher plants. // Annu. Rev. Plant Physiol., Plant Mol.Biol. 45, 421−445.

799. Ng T.B., Yeung H.W. (1985). Hypoglycemic constituents of Panax ginseng. // Gen. Pharmacol. 16, 549−552.

800. Wang H.X., Ng T.B. (2000). Quinqueginsin, a novel protein with anti-human immunodeficiency virus, antifungal, ribonuclease and cell-free translationinhibitory activities from American ginseng roots. // Biochem. Biophys. Res. Coramun. 269, 203−208.

801. Ng T.B., Wang H. (2001). Panaxagin, a new protein from Chinese ginseng possesses anti-fungal, anti-viral, translation-inhibiting and ribonuclease activities. // Life Sci. 68, 739−749.

802. Lam S.K., Ng T.B. (2001). Isolation of a novel thermolabile heterodimeric ribonuclease with antifungal and antiproliferative activities from roots of the sanchi ginseng Panax notoginseng. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 285, 419— 423.

803. Wang H.X., Ng T.B. (2004). A ribonuclease from Chinese ginseng (Panax ginseng) flowers. // Protein Expr. Purif. 33,195−199.

804. Wang H.X., Ng T.B. (2006). Isolation of a ribonuclease from sanchi ginseng (Panax pseudoginseng) flowers distinct from other ginseng ribonucleases. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 343, 198−202.

805. Ng T.B. (2006). Pharmacological activity of sanchi ginseng (Panax notoginseng). // J. Pharm. Pharmacol. 58, 1007−1019.

806. Yun T.K. (2001). Panax ginseng—a non-organ-specific cancer preventive? // Lancet Oncol. 2, 49−55.

807. Wen J., Zimmer E.A. (1996). Phylogeny and biogeography of Panax L. (the ginseng genus, araliaceae): inferences from ITS sequences of nuclear ribosomal DNA. // Mol. Phylogenet. Evol. 6, 167−177.

808. Matousek J. (2010). Plant ribonucleases and nucleases as antiproliferative agens targeting human tumors growing in mice. // Recent Pat. DNA Gene Seq. 4, 29−39.

809. Skvor J., Lipovova P., Pouckova P., Soucek J., Slavik T., Matousek J. (2006). Effect of wheat leaf ribonuclease on tumor cells and tissues. // Anticancer Drugs 17, 815−823.

810. Lipovova P., Podzimek T., Orctova L., Matousek J., Pouckova P., Soucek J. (2008). Antitumor and biological effects of black pine (Pinus nigra) pollen nuclease. //Neoplasma 55, 158−164.

811. Matousek J., Podzimek Т., Pouckova P., Stehlik J., Skvor J., Lipovova P. (2010). Antitumor activity of apoptotic nuclease TBN1 from L. esculentum. // Neoplasma 57, 339−348.

812. Soucek J., Skvor J., Pouckova P., Matousek J., Slavik T. (2006). Mung bean sprout (Phaseolus aureus) nuclease and its biological and antitumor effects. // Neoplasma 53, 402−409.

813. Кирнос М. Д., Александрушкина Н. И., Ванюшин Б. Ф. (1997). Апоптоз в клетках первого листа и колеоптиля проростков пшеницы: межнуклеосомная фрагментация генома и синтез тяжелых олигонуклеосомного размера фрагментов ДНК. //Биохимия 62,1008−1014.

814. Кирнос М. Д., Александрушкина Н. И., Шорнинг Б. Ю., Кудряшова И. Б., Ванюшин Б. Ф. (1999). Межнуклеосомная фрагментация и синтез ДНК в проростках пшеницы. // Физиология растений 46, 48−57.

815. Erlanger B.F., Kokowsky N., Cohen W. (1961). The preparation and properties of two new chromogenic substrates of trypsin. //Arch. Biochem. and Biophys. 95, 271−278.

816. Habeeb A.F. (1966). Determination of free amino groups in proteins by trinitrobenzenesulfonic acid. // Anal. Biochem. 14, 328−336.

817. Kusaka K., Tada Y., Shigemi Т., Sakamoto M., Nakayashiki H., Tosa Y., Mayama S. (2004). Coordinate involvement of cysteine protease and nuclease in the executive phase of plant apoptosis. // FEBS Lett. 578, 363−367.

818. Bradford, M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding/ // Analyt. Biochem., 72, 248−254.

819. Laemmli U.K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. // Nature 227, 680−685.

820. Смирнова T.A., Прусов A.H., Коломийцева Г. Я., Ванюшин Б. Ф. (2004). Гистон НІ в развивающемся и стареющем колеоптиле у этиолированных проростков пшеницы.// Биохимия, 69, 1387−1395.

821. Schaffiier W., Weissmann С. (1973). A rapid, sensitive, and specific method for the determination of protein in dilute solution. // Anal. Biochem. 56, 502−514.

822. Jois P., S., Madhu N., Rao D.N. (2008). Role of histidine residues in EcoP151 DNA methyltransferase activity as probed by chemical modification and site-directed mutagenesis. // Biochem. J. 410, 543−553.

823. Eyzaguirre J. (1996). An overview on chemical modification of enzymes. The use of group-specific reagents.// Biol.Res. 29, 1−11.

824. Castell J.V., Pestana A., Castro R., Marco R. (1978). Fluorometric assays in the study of nucleic acid-protein interactions. II. The use of fluorescamine as a reagent for proteins. // Anal. Biochem. 90, 551−60.

825. Hieb A.R., D’Arcy S., Kramer M.A., White A.E., Luger K. (2011). Fluorescence strategies for high-throughput quantification of protein interactions. // Nucleic Acids Res. 40, e33.

826. Lakowicz J.R., Weber G. (1973). Quenching of fluorescence by oxygen. A probe for structural fluctuations in macromolecules. // Biochemistry 12,4161−4170.

827. Xie M.X., Long M., Liu Y., Qin C., Wang Y. (2006). Characterization of the interaction between human serum albumin and morin.// Biochem.Biophys. Acta, 1760, 1184−1191.

828. Scatchrd G. (1949). Equilibrium in non-electrolyte mixtures. // Chem. Rev. 44, 7−35.

829. Rasko Т., Der A., Klement E., Slaska-Kiss K., Posfai E., Medzihradszky.

830. K.F., Marshak D.R., Roberts R.J., Kiss A. (2010). BspRI restriction endonuclease: cloning, expression in Escherichia coli and sequential cleavage mechanism.// Nucleic Acids Res. 38, 7155−7166.

831. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. (1989). Molecular cloning: A Laboratory manual, New York.

832. Farkas G.L. (1982). Ribonucleases and Ribonucleic Acid Breakdown. // In D. Parthier, D. Boulter, eds. Encyclopedia of plant physiology, New York. V.14B, 291−309.

833. Fukuda H. and Komamine A. (1980). Establishment of an experimental system for the study of tracheary element differentiation from single cells isolated from the mesophyll of Zinnia elegans. // Plant Physiol. 65, 57−60.

834. Ванюшин Б. Ф. (2001). Апоптоз у растений. // Успехи биологической химии 41, 3−38.

835. Vanyushin B.F., Bakeeva L.E., Zamyatnina V.A., Aleksandrushkina N.I. (2004). Apoptosis in plants: Spesific features of plant apoptotic cells and effect of various factors and agents. // Intern. Rev. Cytl. (surv. Cell Biol.).233,135−179.

836. Шорнинг Б. Ю., Смирнова Е. Г., Ягужинский Л. С., Ванюшин Б. Ф. (2000). Необходимость образования супероксида для развития проростков пшеницы. //Биохимия 65,1612−1617.

837. Ванюшин Б. Ф., Шорнинг Б. Ю., Середина А. В., Александрушкина Н. И. (2002). Влияние фитогормонов и 5-азацитидина на апоптоз у этиолированных проростков пшеницы. // Физиология растений 49, 558−564.

838. Jones A.M. (2001). Programmed cell death in development and defense. // Plant Physiol. 125, 94−97.

839. Lombardi L., Casani S., Ceccarelli N., Galleschi L., Picciarelli P., Lorenzi R. (2007). Programmed Cell Death of the Nucellus During Seed Development Is Associated with Activation of Caspase-Like Proteases // J. Exp. Bot. 58, 29 492 958.

840. Chichkova N.V., Kim S.H., Titova E.S., Kalkum M., Morozov V.S., Rubtsov Y.P., Kalinina N.O., Taliansky M.E., Vartapetian A.B. (2004). A plant caspase-like protease activated during the hypersensitive response. // Plant Cell 16, 157 171.

841. D’Silva I., Poirier G.G., Heath M. (1998). Activation of cysteine proteases in cowpea plants during the hypersensitive response A form of programmed cell death. // Experimental Cell Research 245, 389−399.

842. Stein J.C., Hansen G. (1999). Mannose induces an endonuclease responsible for DNA laddering in plant cells. // Plant Physiology 121, 71−79.

843. Blackstone N.W., Green D.R. (1999). The evolution of a mechanism of cellsuicide. 11 Bioessays 21, 84−88.

844. Кирнос М. Д., Александрушкина Н. И., Горемыкин В. В., Кудряшова И. Б., Ванюшин Б. Ф. (1992). «Тяжелая» митохондриальная ДНК у высших растений. // Биохимия 57, 1566−1673.

845. Кирнос М. Д., Бакеева Л. Е., Волкова С. А., Ганичева Н. И., Ванюшин Б. Ф. (1983). Митохондриальная природа новообразованной ДНК в стареющих колеоптилях этиолированных проростков пшеницы. // Биохимия 48, 15 051 512.

846. Александрушкина Н. И., Кудряшова И. Б., Кирнос М. Д., Ванюшин Б. Ф. (1990). Синтез и метилирование по адениновым остаткам «тяжелых» миниплазмид митохондриальной ДНК в колеоптиле и листе проростков пшеницы. Влияние фитогормонов. //Биохимия 55. 2038;2045.

847. Dominguez F., Moreno J., and Cejudo F. J. (2004). A gibberellin-induced nuclease is localized in the nucleus of wheat aleurone cells undergoing programmed cell death. // J.Biol. Chem., 279, 11 530−11 536.

848. Mittler R., Lam E. (1995) Identification, characterization, and purification of a tobacco endonuclease activity induced upon hypersensitive response cell death. // Plant Cell, 7, 1951;1962.

849. Kawai-Yamada M, Ohori Y, Uchimiya H. (2004). Dissection of Arabidopsis Bax inhibitor-1 suppressing Bax-, hydrogen peroxide, and salicylic acid-induced cell death. // The Plant Cell 16, 21−32.

850. Watanabe N, Lam E. (2005). Two Arabidopsis metacaspases AtMCPlb and AtMCP2b are arginine/lysine-specific cysteine proteases and activate apoptosis-like cell death in yeast. // The Journal of Biological Chemistry 280, 14 691−14 699.

851. Kodama Y., Nagaya S., Shinmyo A., Kato K. (2007). Mapping and characterization of DNase I hypersensitive sites in Arabidopsis chromatin. // Plant Cell Physiol. 48, 459−470.

852. Vanyushin B.F., Ashapkin V.V. (2009). DNA Methylation in Plants. // Nova Biochemical Books, New York, Nova Science Publishers, Inc., 1−152.

853. Дьяченко O.B., Шевчук T.B., Бурьянов Я. И. (2010). Молекулярная биология, 44, 1−16.

854. Castell J.V., Pestana A., Castro R., Marco R. (1978). Fluorometric assays in the study of nucleic acid—protein interactions. II. The use of fluorescamine as a reagent for proteins. // Anal. Biochem. 90, 551−560.

855. Favicchio R., Dragan A.I., kneale G.G., Read C.M. (2009). Fluorescence spectroscopy and anisotropy in the analysis of DNA-protein interactions. // Methods in molecular Biology, DNA-Protein Interactions, 543, 589−611.

856. Лакович Д. -Основы флуоресцентной спектроскопии. -М: Мир, 1986. С. 351.

857. Xie М.Х., Long М., Liu Y., Qin С., Wang Y.D. (2006). Characterization of the interaction between human serum albumin and morin. // Biochim. Biophys. Acta. 1760, 1184−1191.

858. Lobachev K.S., Gordenin D.A., Resnick M.A. (2002). The Mrell complex is required for repair of hairpin-capped double-strand breaks and prevention of chromosome rearrangements. // Cell. 108, 183−193.

859. Huang K.J., Ku C.C., Lehman I.R. 92 006). Endonuclease G: a role for the enzyme in recombination and cellular proliferation. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA 103, 8995−9000.

860. Widlak P., Li L.Y., Wang X., Garrard W.T. (2001). Action of recombinant human apoptotic endonuclease G on naked DNA and chromatic substrates: cooperation with exonuclease and DNasel. // J. Biol. Chem. 276, 48 404−48 409.

861. Harrington J.J., Lieber M.R. (1994). The characterization of a mammalian DNA structure-specific endonuclease. // EMBO J. 13, 1235−1246.

862. Gerlt J.A., Coderre J.A., Mehdi S. (1983). Oxygen chiral phosphate esters. // Advances in enzymology and Related Areas of Molecular Biology, 55, 291−380.

863. Ollis D. L., Brick P., Hamlin R., Xuong N.G., Steintz T. A. (1985). Structure of large fragment of Escherichia coli DNA polymerase I complexed with dTMP. // Nature 313, 762−766.

864. Stoddard B. L. (2005). Homing endonuclease structure and function. // Quarterly Reviews of Biophysics 38, 49−95.

865. Woo E. J., Kim Y. G., Kim M. S., Han W. D., Shin S., Robinson H., Park.

866. S. Y, Oh B. H. (2004). Structural mechanism for inactivation and activation of CAD/DFF40 in the apoptotic pathway. // Molecular Cell 14, 531−539.

867. Widlack P., Garrard W. T. (2005). Discovery, regulation and action of the major apoptotic nucleases DFF40/CAD and endonuclease G. // Journal of Cellular Biochemistry 94, 1078−1087.

868. Nowotny M. (2009). Retroviral integrase superfamily: the structural perspective. // EMBO Reports, 10, 144−151.

869. Perez-Amador M.A., Alber M.L., Rocher J.D., Thompson D.M., Hoof A.V., LeBrasseur et al (2000). Identification of BEN1, a bifunctional nuclease induced during leaf and stem senescence in Arabidopsis. // Plant Physiol. 122,169−180.

870. Aoyagi S., Sugiyama M. and Fukuda H. (1988). BEN1 and ZEN1 cDNAs encoding SI-type DNases that are associated with programmed cell death in plants. // FEBS Letters 429,134−138.

871. Yupsanis T., Symeonidis L., Kalemi T., Moustaka H. and Yupsani A. (2004). Purification, properties and specificity of endonuclease from Agropyron elongatum seedlings. // Plant Physiology and Biochemistry 42, 795−802.

872. Baxevanis A.D., Arents G., Moudrianakis E.N., Landsman D. (1995). A variety of DNA-binding and multimeric proteins contain the histone fold motif. // Nucleic Acids Res. 23, 2685−2691.

873. Felsenfeld G. (1992). Chromatin as an essential part of the transcriptional mechanism. // Nature 355, 219−224.

874. Gantt J.S., Lenvik T.R. (1991). Arabidopsis thaliana HI histones. Analysis of two members of a small gene family. // Eur. J. Biochem. 202, 1029−1039.

875. Bednar J., et.al. (1998). Nucleosomes, linker DNA, and linker histone form a unique structural motif that directs the higher-order folding and compaction of chromatin. // Proc.Natl. Acad. Sci. USA 95, 14 173−14 178.

876. Ponte I., Vila R., Suau P. (2003).Sequence complexity of histone HI subtypes. // Mol. Bio. l Evol. 20, 371−380.

877. Widlak P., Kalinowska M., Parseghian M.H., Lu X., Hansen J.C., Garrard W.T. (2005). The histone HI C-terminal domain binds to the apoptotic nuclease,.

878. DNA fragmentation factor (DFF40/CAD) and stimulates DNA cleavage.// Biochemistry 44, 7871−7878.

879. Happel N., Doenecke D. (2009). Histone HI and its isoforms. Contribution to chromatin structure and function. // Gene 431, 1−12.

880. Liu X., Zou H., Widlak P., Garrard W., Wang X. (1999) Activation of the apoptotic endonuclease DFF40 (caspase-activated DNase or nuclease). Oligomerization and direct interaction with histone HI. // J. Biol. Chem. 274, 13 836−13 840.

881. Mizuta R., Mizuta M., Araki S., Shiokawa D., Tanuma S., Kitamura D. (2006). Action of apoptotic endonuclease DNase gamma on naked DNA and chromatin substrates. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 345, 560−567.

882. Varecha M., Potesilova M., Matula P., Kozubek M. (2011). Endonuclease G interacts with histone H2B and DNA topoisomerase II alpha during apoptosis.// Mol. Cell Biochem. 363, 301−307.

883. Gantt J.S., Lenvik T.R. (1991). Arabidopsis thaliana HI histones. Analysis of two members of a small gene family. // Eur. J. Biochem. 202, 1029−1039.

884. Ponte I, Vila R., Suau P. (2003). Sequence complexity of histone HI subtypes. // Mol. Biol. Evol. 20, 371−380.

885. Sternberg N. (1985). Evidence that adenine methylation influences DNAprotein interactions in Escherichia coli. // J. Bacteriol. 164, 490−493.

886. Cedar H., Bergman. Y. (2009). Linking DNA methylation and histone modification: patterns and paradigms. // Nat. Rev. Genet. 10, 295−304.

887. Higurashi M., Cole R.D. (1991). The combination of DNA methylation and HI histone binding inhibits the action of a restriction nuclease on plasmid DNA.//J.

888. Biol. Chem. 266, 8619−8625.

889. Kas E., Izaurralde E., Laemmli U.K. (1989). Specific inhibition of DNA binding to nuclear scaffolds and histone HI by distamycin. The role of oligo (dA).oligo (dT) tracts. // J. Mol. Biol. 210, 587−599.

890. McArthur M., Thomas J.O. (1996). A preference of histone HI for methylated DNA.//EMBO J. 15, 1705−1714.

891. Brown D.T. (2003). Histone HI and dynamic regulation of chromatin function. // Biochem Cell Biol. 81, 221−227.

892. Ninios Y.P., Sekeri-PataryasK.E., Sourligas T.G. (2009). Histone HI subtype preferences of DFF40 and possible nuclear localization of DFF40/45 in normal and trichostatin A-treatedNB4 leukemic cells. // Apoptosis 15, 128−138.

893. Ryan C.A., Pearce G. (2001). Polypeptide hormones. // Plant Physiol. 125, 65−68.

894. Khavinson V.Kh., Malinin, V.V. (2005.) Gerontological Aspects of Genome Peptide Regulation. // Karger AG, Basel (Switzerland), pp. 104.

895. Хавинсон B.X. (2009). Пептидная регуляция старения. // СПб.: Наука.

896. Romanov G.A., Vanyushin B.F. (1981). Methylation of reiterated sequences in mammalian DNAs. Effects of the tissue type, age, malignancy and hormonal induction. // Biochim. Biophys. Acta 653, 204−218.

897. Vanyushin B.F., Tkacheva S.G., Belozersky A.N. (1970). Rare bases in animal DNA. // Nature 225, 948−949.

898. Ranjit D.K., Rideout M.C., Nefzi A., Ostresh J.M., Pinilla C., Segall A.M.(2010). Small molecule functional analogs of peptides that inhibit lambda site-specific recombination and bind Holliday junctions. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 20,4531−4534.

899. Гурьянов C.A., Кирилина E.A., Хайдуков C.B., Суворов Н. И., Молотковская И. М., Михайлова А. А. (2006). Флуоресцентно-меченый миелопептид-4: специфическое связывание и проникновение в клетки-мишени. // Биоорган, химия 32, 574−578.

900. Као K.K.L., Huang J.C.T., Yang, Chi-K., et al. (2010). Detection of multiplenetwork-based allosteric interactions between peptides and arrays of DNA binding sites. //Bioorg. Med. Chem. 18, 366−376.

901. Laigle A., Chinsky L., Turpin, P.Y. (1982). Recognition of base pairs by polar peptides in double stranded DNA. //Nucl. Acids Res. 10, 1707−1720.

902. Kyte J., Doolittle R.F. (1982). A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. // J. Mol. Biol. 157,105−132.

903. Vanyushin B.F., Ashapkin V.V. (2009). DNA Methylation in Plants. // Nova Biomedical Books, Nova Science Publishers, N.Y., pp. 1−152.

904. Reddy P.R., Manjula P. (2009). Synthesis, characterization, and DNA-binding studies of mononuclear copper (II)-phenanthroline-tyrosine complex. // Chem. Biodiversity 6, 71−78.

905. Matthew G.M. (2009). It takes two to tango: the structure and function of LIM, RING, PHD and MYND domains. // Curr.Pharm.Des. 15, 3681−3696.

906. Zlatanova J., Caiafa P., van Holde K.(2000). Linker histone binding and displacement: versatile mechanism for transcriptional regulation. // FASEB J. 14, 1697- 1704.

907. Allan J., Mitchell Т., Hasborne N., Bohm L., Cran-Robinson C. (1986). Roles of HI domains in determining higher order chromatin structure and HI location. //J. Mol. Biol. 187, 591−601.

908. Жирякова M.B., Изумрудов B.A. (2007). BMC 49, 2092;2106.

909. Khadake J.R., Rao M.R. (1997). Preferential condensation of SAR-DNA by histone HI and its SPKK containing octapeptide repeat motif. // FEBS Lett. 400, 193−196.

910. Vanyushin B.F., Belozersky A.N., Kokurina N.A., Kadirova D.X. (1968). 5-methylcytosine and 6-methylamino-purine in bacterial DNA. //Nature 218,1066.

911. Публикации по теме диссертации:

912. Fedoreyeva L. I., Vanyushin В. F. (2002). N6-Adenine DNA-methyltransferase in wheat seedlings. // FEBS Letters 514, 305−308.

913. Fedoreyeva L.I., Sobolev D.E., Vanyushin B.F. (2007). Wheat endonuclease WEN1 depent on S-adenosyl-L-methionine and sensitive to DNA methylation status. // Epigenetics 2, 50−53.

914. Федореева Л. И., Соболев Д. Е., Ванюшин Б. Ф. (2008). 8-аденозил-Ь-метионинзависимая и чувствительная к статусу метилирования ДНК эндонуклеаза WEN2 из колеоптилей пшеницы. // Биохимия 73, 1243−1251.

915. Vanyushin B.F., Fedoreyeva L.I., Ashapkin V.V., Kharchenko P.N. (2009). Adenine DNA methylation and unique endonucleases in plants. // 8th Plant Genomics European Meeting (07−10 October, 2009; Lisbon, Portugal), S.4.1, p. 127.

916. И. Федореева Л. И., Смирнова Т. А., Коломийцева Г. Я., Ванюшин Б. Ф. (2009). Гистон HI модулирует гидролиз ДНК эндонуклеазами WEN1 и WEN2 из колеоптилей пшеницы. // Биохимия 74, 181−189.

917. Хавинсон В. Х., Федореева Л. И., Ванюшин Б. Ф. (2011). Сайт-специфическое взаимодействие коротких пептидов с ДНК модулирует действие эукариотических эндонуклеаз. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины 151, 76−81.

918. Хавинсон В. Х., Федореева Л. И., Ванюшин Б. Ф. (2011). Короткие пептиды модулируют действие эукариотических эндонуклеаз из проростков пшеницы. //Докл. РАН, 437, 124−127.

919. Федореева Л. И., Ванюшин Б. Ф. (2011). CNG сайт-специфичная метил-чувствительная эндонуклеаза WEN1 из проростков пшеницы. // Биохимия 76, 799−806.

920. Федореева Л. И., Ванюшин Б. Ф. (2012). Процессивный характер действия пшеничных эндонуклеаз WEN1 и WEN2. Кинетические параметры. Биохимия, 77, 603−610 (2012).

921. Список статей, которые будут опубликованы в 2013 г.

922. Федореева Л. И., Ванюшин Б. Ф. (2013). Механизмы каталитического действия и химические модификации эндонуклеаз WEN1 и WEN2 из проростков пшеницы // Биохимия, 78, 52−65.

923. Федореева Л. И., Смирнова Т. А., Коломийцева Г. Я., Хавинсон В. Х., Ванюшин Б. Ф. (2013). Взаимодействие коротких биологически активных пептидов с FITC-меченными гистонами пшеницы и их комплексы с дезоксирибоолигонуклеотидами // Биохимия, 78, 230−242.

924. Федореева Л. И., Смирнова Т. А., Коломийцева Г. Я., Ванюшин Б. Ф. (2013). Модуляция гистонами действия эндонуклеаз WEN1 и WEN2 из проростков пшеницы // Биохимия, 78, 561−574.