Разработка методики определения флавоноидов в лекарственном растительном сырье

• Введение
• 1. Общая часть
• 1.1 Краткая характеристика флавоноидов
• 1.2 Подготовка растительного сырья, идентификация, выделение и разделение флавоноидов
• 1.2.1 Сушка растительного сырья
• 1.2.2 Первичное исследование растительного сырья
• 1.2.3 Экстрагирование флавоноидов из растительного сырья
• 1.2.4 Хроматографические методы идентификации флавоноидов
• 1.2.4.1 Тонкослойная хроматография
• 1.2.4.2 Высокоэффективная жидкостная хроматография
• 1.3 Количественное и качественное определение флавоноидов
• 1.3.1 Химические методы исследования флавоноидов
• 1.3.1.1 Методы качественной идентификации флавоноидов
• 1.3.1.2 Объемные методы количественного определения флавоноидов
• 1.3.2 Электрохимические методы исследования флавоноидов
• 1.3.2.1 Потенциометрический метод количественного определения флавоноидов
• 1.3.2.2 Полярографические методы количественного определения флавоноидов
• 1.3.2.3 Метод капиллярного электрофореза
• 1.3.3 Физико-химические методы исследования флавоноидов
• 1.3.3.1 Оптические методы определения флавоноидов
• 1.3.3.2 Абсорбционная спектроскопия
• 1.3.4 Комбинированные методы исследования флавоноидов
• 1.3.4.1 Хроматомасспектрометрическое определение флавоноидов
• 2. Специальная часть
• 2.1 Выбор объекта исследования
• 2.1.1 Характеристика исследуемого сырья
• 2.1.1.1 Цветки календулы
• 2.1.1.2 Трава пустырника
• 2.1.1.3 Плоды боярышника
• 2.2 Методики экспериментов и анализов
• 2.2.1 Методы отбора проб
• 2.2.2 Метод определения влажности лекарственного растительного сырья
• 2.2.3 Методика количественного определения суммы флавоноидов в растительном сырье спектрофотометрическим методом
• 2.2.4 Количественное определение рутина и кверцетина в лекарственном растительном сырье методом хроматомасспектрометрии
• 2.2.5 Использованные реагенты
• 2.3 Результаты и обсуждение
• 2.3.1 Определение влажности
• 2.3.2 Количественное определение суммы флавоноидов в растительном сырье спектрофотометрическим методом при оптимальных условиях экстрагирования
• 2.3.3 Количественное определение флавоноидов в лекарственном растительном сырье методом хроматомасспектрометрии
• 3. Экономическая часть
• Введение
• 3.1 Определение затрат на проведение исследования
• 3.1.1 Материальные затраты
• 3.1.2 Затраты на израсходованную электроэнергию
• 3.1.3 Заработная плата исполнителей исследования
• 3.1.4 Амортизационные отчисления
• 3.1.5 Расчет отчислений в социальные фонды
• 3.1.6 Определение накладных расходов
• 3.1.7 Смета затрат
• Заключение
• 4. Безопасность и экологичность
• 4.1 Идентификация опасных и вредных факторов при работе в химической лаборатории
• 4.1.1 Основные понятия и гигиенические требования к производственному освещению
• 4.1.2 Влияние вибрации на условия труда в химической лаборатории
• 4.1.3 Влияние шума на организм человека
• 4.1.4 Вредные вещества в воздухе рабочей зоны и их воздействие на организм человека
• 4.2 Техника безопасности при работе в химической лаборатории
• 4.2.1 Общие требования безопасности при работе в лаборатории
• 4.2.2 Требования охраны труда перед началом работы
• 4.2.3 Требования охраны труда во время работы
• 4.2.4 Требования охраны труда по окончании работы
• 4.3 Общие положения по технике безопасности при использовании электроустановок в лаборатории
• 4.4 Эксплуатация электроприборов
• 4.5 Требования охраны труда в аварийных ситуациях
• 4.5.1 Общие требования безопасности в аварийных ситуациях
• 4.5.2 Требования безопасности в аварийных ситуациях при использовании электроустановок в лаборатории
• 4.5.3 Первая помощь пострадавшим от электрического тока
• 4.5.4 Требования безопасности в аварийных ситуациях при возникновении пожара в лаборатории
• 4.5.5 Действия по оказанию первой помощи пострадавшим
• 4.6 Экологичность эксперимента
• 4.7 Расчет осветительной установки для учебно-аналитической лаборатории
• Заключение
• Список использованных источников

Лекарственные средства растительного происхождения нашли широкое применение в современной фармакотерапии. К ним относят как химически чистые вещества и комплексы веществ, так и настойки, эликсиры, бальзамы и др. Одним из важнейших классов действующих соединений, содержащихся в лекарственном растительном сырье, являются флавоноиды.

Флавоноиды представляют собой многочисленной класс природных соединений, многообразие которых обуславливается, главным образом, строением агликона (степенью окисленности трехуглеродного фрагмента, положением бокового фенильного радикала, величиной гетероцикла и других признаках), а также составом гликозидного фрагмента.

Интерес к флавоноидам велик ввиду присущего им широкого спектра биологического действия и антиоксидантной активности. В современной науке огромное внимание уделяется поиску оптимальных путей использования флавоноидов в интересах укрепления здоровья людей, профилактики и лечения различных патологий, вызванных или сопровождающихся усилением свободнорадикальных процессов окисления.

В настоящее время для идентификации и количественного определения флавоноидов в лекарственных средствах широко используются физико-химические методы анализа, такие как спекрофотометрия, абсорбционная спектроскопия. Однако все большее распространение получают комбинированные методы, включающие различные варианты хроматографического разделения исследуемых компонентов. Широкое распространение физико-химических и комбинированных методов анализа, в первую очередь, связано с тем, что эти методы обладают значительно большей чувствительностью и селективностью по сравнению с современными химическими и электрохимическими методами.

Целью дипломной работы является разработка методики качественного и количественного анализа природных флавоноидов (рутина и кверцетина) с использованием спектрофотометрического и хроматомасспектрометрического методов.

Достижение поставленной цели предполагает решение следующих задач:

1) выявить необходимость качественного и количественного анализа биофлавоноидов;

2) выявить особенности (строение, физические и химические свойства) природных флавоноидов как объектов исследования;

3) проанализировать содержание рутина и кверцетина в лекарственном растительном сырье;

4) изучить современные методы выделения и идентификации флавоноидов;

5) изучить теоретические вопросы анализа методами спектрофотометрии и хроматомасспектрометрии;

6) определить оптимальные условия экстрагирования рутина и кверцетина из выбранного растительного сырья;

7) провести количественное и качественное определение флавоноидов в растительном сырье спектрофотометрическим и хроматомасспектрометрическим методами;

8) сделать выводы об эффективности использованных методов определения рутина и кверцетина.

1. Общая часть

1.1 Краткая характеристика флавоноидов

Флавоноидами называется группа природных биологически активных веществ (БАВ) — производных бензо-г-пирона (рисунок 1.1), в основе которых лежит фенилпропановый скелет, состоящий из С₆-С₃-С₆ углеродных единиц. Это гетероциклические соединения с атомом кислорода в кольце.

Рисунок 1.1 — Структура бензо-г-пирона

При замещении в хромоне атома водорода в б-положении на фенильную группу образуется 2-фенил-(б)-бензо-г-пирон или флавон (рисунок 1.2), который состоит из 2 ароматических остатков, А и В и трехуглеродного звена (пропановый скелет)

Рисунок 1.2 — Структура флавона

В зависимости от степени окисления и гидроксилирования пропанового скелета С₆-С₃-С₆ и положения фенильного радикала флавоноиды делятся на несколько групп (схема 1.1).

Схема 1.1 — Классификация флавоноидов Флавоны — органические соединения гетероциклического ряда, фенильная группа находится во 2-м положении. Содержатся в цветках пижмы, ромашки.

Изофлавоны — фенильная группа находится в 3-м положении. Содержатся в корнях стальника полевого.

Флавонолы — отличаются от флавонов наличием группы ОН в 3-м положении, наиболее распространенными представителями являются кверцетин, кемпферол. У высших растений особенно часто встречается кверцетин, у однодольных преобладают производные кемпферола.

Флавононы — гидрированное производное флавона, в отличие от флавона не имеют двойной связи между углеродами во 2-м и 3-м положениях. Известно свыше 30 представителей этой группы флавоноидов. Они обнаружены в семействах Rosaceae, Fabaceae и Asteraceae.

Флавононолы отличаются от флавонола отсутствием двойной связи между углеродами во 2-м и 3-м положениях. ОН-группа, как и у флавонола, находится в 3-м положении. Скелет флавонола составляет гликозид аромадендрин, содержащийся в листьях эвкалипта.

Флавоноиды, которые связаны с одной или более молекулой сахара называют гликозидами флавоноидов. Гликозиды — это сложные безазотистые органические соединения, при гидролизе распадающиеся на сахаристую часть — гликон и несахаристую — агликон или генин. Большинство из флавоноидов находятся в клетках в виде гликозидов (О-гликозидов — основная группа и С-гликозидов (гликофлавоноиды)) или находятся в виде соединений с органическими кислотами.

По физическим свойствам флавоноиды являются кристаллическими веществами с определенной температурой плавления, без запаха, имеющие жёлтый цвет (флавоны, флавонолы), бесцветные (изофлавоны, флаваноны). К группе флавоноидов относятся также антоцианы (природные красящие вещества растений), которые окрашиваются по-разному в зависимости от сН среды: в кислой среде они имеют красный цвет (соли катионов), в щелочной — синий (соли анионов).

Агликоны флавоноидов, как правило, растворимы в ацетоне, спиртах, органических растворителях и нерастворимы в воде. Гликозиды плохо растворимы в воде, за исключением гликозидов, имеющих в своей молекуле более трёх остатков сахара, не растворимы в органических растворителях (эфире и хлороформе).

Флавоноидные гликозиды обладают оптической активностью, для них характерна способность к кислотному и ферментативному гидролизу. Скорость гидролиза и условия его проведения различны для различных групп флавоноидов.

По химическим свойствам О-гликозиды (цианогенные гликозиды, агликоновый компонент которых образован из б-циангидринов) при действии разбавленных минеральных кислот и ферментов легко гидролизуются до агликона и углеводного остатка. С-гликозиды с трудом расщепляются под действием концентрированных кислот (HCI или СН₃СООН) или их смесей при длительном нагревании.

Примерами флавоноидов, значимых для человека являются рутин и квертецин.

Рутин — органическое соединение из группы флавоноидов, обладающее витаминной активностью. По химической структуре рутин представляет собой 5,7,3', 4'-OH-3-рамноглюкозид (рисунок 1.3) [3,5].

Рисунок 1.3 — Химическая структура рутина Основные функции рутина: антиоксидантные, противовоспалительные, антиканцерогенные, антитромбические, противоязвенные, антиаллергические, противоотечные, спазмолитические, сахароснижающие, желчегонное действие; коррекция микроциркуляции крови и лимфы; укрепление стенок капилляров, защита от кровоизлияний; уменьшение венозного отека; сдерживание агрегации тромбоцитов; защита от токсинов; увеличение плотности костной ткани; ингибирование альдолазы, трансминазы, С — реактивного белка; ингибирование перекисного окисления липидов; увеличение активности адреналина; снижение активности щитовидной железы.

В организме человека рутин не вырабатывается. К основным природным источникам рутина относятся: листья гречихи, листья чайного куста, черная смородина, шиповник, клюква, соки черники и рябины, можжевельник (ягоды), боярышник (бутоны), ромашка (цветы), календула [2,3].

Кверцетин (рисунок 1.4) является агликоном рутина. По химической структуре кверцетин представляет собой 3,5,7,3'4'-Пентаоксифлавон [3,5].

Рисунок 1.4 — Химическая структура кверцетина К основным функциям кверцетина относится: антиоксидантное, противоотечное, спазмолитическое, антигистаминное, противовоспали-тельное, диуретическое, противоязвенное, гипотензивное, иммуностимулирующее, противодиабетическое, гипогликемическое, противовирусное, ранозаживляющее, геропротекторное, анаболическое действия; снижение проницаемости стенок капилляров; повышение тонуса сосудов; блокада синтеза лейкотриенов и других воспалительных медиаторов; процессы ремоделирования костной ткани; эстрогено-подобное действие; нормализация выработки кортизона и инсулина; защита ЛНП-холестерина от окисления; улучшение реологии крови; угнетение синтеза тромбоксана; поддержка миокарда; стабилизация клеточных мембран; стимуляция ферментных систем; улучшение функций фагоцитов, Ти В-лимфоцитов; транспорт калия и натрия; адаптация к гипоксии; апоптоз раковых клеток.

В организме человека кверцетин, как и рутин, не вырабатывается. К основным источникам кверцетина природного происхождения относятся: брусника, черная смородина, малина, ежевика, клюква, черника, рябина, облепиха [2,3].

1.2 Подготовка растительного сырья, идентификация, выделение и разделение флавоноидов

1.2.1 Сушка растительного сырья

Лекарственное сырье сразу после сбора необходимо как можно быстрее сушить, так как в нем содержится большое количество влаги. Так, листья, трава и цветы содержат до 80 — 85%, сочные плоды до 96%, а корни и корневища до 46 — 65% влаги. При такой влажности растительное сырье под воздействием ферментов, имеющихся в растениях, и температуры, возникающей в результате самосогревания уплотненного сырья, быстро подвергается порче. Для сушки растительное сырье сразу же после сбора рассыпают тонким слоем так, чтобы на один квадратный метр приходилось не более 1 — 2 кг сырья. Чтобы оно сохло быстрее и не согревалось, его чаще переворачивают. Рассыпать растения необходимо на какой-нибудь чистой подстилке. Лучше всего лекарственное сырье сушить в хорошо проветриваемых помещениях.

Характер сушки зависит от вида сырья и содержания в нем действующих веществ. Сырье, имеющее в своем составе гликозиды (горицвет, ландыш, полынь, наперстянка), необходимо сушить при температуре 50 — 60 °C, при которой быстро прекращается деятельность ферментов, разрушающих гликозиды.

Все виды лекарственного сырья лучше сушить под открытым навесом, где имеется хорошая вентиляция и на сырье не падают прямые солнечные лучи, а также в закрытых помещениях с вентиляцией.

Самым «сберегающим» служит способ глубокого замораживания и высушивания в вакууме. Полученный таким способом растительный материал далее пригоден к длительному хранению. В тех случаях, когда основная цель исследования состоит в точной количественной оценке содержания флавоноидов, целесообразно применять быстрое замораживание растительного материала жидким азотом сразу после его сбора.

В промышленных масштабах процессу сушки сырья в производстве фитопрепаратов уделяется большое внимание. Технология этого процесса строго регламентирована [6,7].

1.2.2 Первичное исследование растительного сырья

Работу с любым новым растением целесообразно начинать на небольшой навеске сырья с подбора оптимального экстрагента и предварительной оценки состава БАВ из извлечений капельным или экспресс-хроматографическим методом с использованием специфических реакций на основные группы природных соединений.

Для этого берут навески измельченного растительного сырья, просеянного сквозь сито, заливают разнополярными экстрагентами в соотношении 1:10 (вода, 10%, 30%, 50%, 70%, 96% спирт, ацетон и 50% водный ацетон, этилацетат, хлороформ, бензол (пентан, гексан, гептан, толуол)) и оставляют настаиваться (с перемешиванием или без) в течение 1−3 дней при комнатной температуре.

Перечисленные экстрагенты являются оптимальными для определения «возможных» групп извлекаемых соединений растений (гликозиды, агликоны, сложные эфиры, соединения, содержащие группы ОН, С=О, СООН, NH (NH₂) жирного и ароматического ряда, неполярные и высокомолекулярные вещества). Вместо этилового спирта или в дополнение к нему можно использовать метиловый или другие спирты, диоксан, этиленгликоль, формамид, кислоты, основания, что расширяет информацию о составе групп веществ в растении.

Извлечения, полученные при комнатной температуре, оценивают по качественному составу групп БАВ и количественному содержанию экстрактивных веществ. Для этого из каждого извлечения на фильтровальную бумагу наносят пятна извлечений (не менее 10 точек каждого извлечения на расстоянии 1−1.5 см друг от друга, d = 0.5 см). Отбирают аликвоту каждого извлечения, испаряют в предварительно взвешенной фарфоровой чашке, доводят до постоянного веса и определяют количество экстрактивных веществ, извлекаемых каждым растворителем без нагревания.

Затем все извлечения одновременно нагревают на кипящей водяной бане в течение одного часа и повторяют описанную выше процедуру нанесения проб на бумагу и определения количества экстрактивных веществ после нагревания, т. е. оценивают изменения в интенсивности окраски пятен и количестве экстрактивных веществ, получаемых во всех вариантах извлечений при нагревании.

После проведения обязательных реакций на основные группы БАВ (таблица 1.1) и оценки группового состава БАВ в полученных извлечениях, изучают компонентный состав, используя метод восходящей одномерной бумажной хроматографии в присутствии веществ-стандартов на разные обнаруженные группы БАВ, сравнивая их в видимом и УФ-свете, по величинам R_f и цвету пятен от действия специфических проявителей.

Таблица 1.1 — Обязательные реакции на основные группы БАВ

В результате при небольшом расходе сырья и экстрагентов решается несколько задач:

— подбор оптимального экстрагента (по качественному составу извлекаемых групп БАВ и количеству экстрактивных веществ);

— подбор режима экстракции (без температуры или с нагреванием) по результатам изменений в интенсивности окраски, по качественным реакциям на основные группы БАВ и степени их извлечения. Рекомендуется использовать не менее 10 реакций, поскольку в извлечениях могут присутствовать вещества, мешающие друг другу при их качественном определении в составе одного извлечения;

— суммарная информация может служить основой для разработки технологической схемы выделения целевых веществ.

1.2.3 Экстрагирование флавоноидов из растительного сырья

Следующим этапом при изучении состава и получения лекарственных средств заключается в извлечении (экстрагировании) флавоноидов. К этому этапу также предъявляются требования соблюдения сохранности нативного состава веществ.

Для флавоноидных гликозидов подходящими экстрагентами являются спиртосодержащие смеси: метанол — вода (70:30) и чаще этанол — вода с разным соотношением компонентов. Спиртосодержащие экстрагенты выполняют еще и важную роль ингибирования ферментных систем растений и тем самым способствуют сохранению нативности состава.

Для агликонов, как для менее полярных соединений, кроме того, применимы и такие экстрагенты, как этилацетат и диэтиловый эфир.

В целях количественного анализа процедуру извлечения повторяют дважды или трижды (до максимального «истощения» экстрагируемого материала). Если растительный материал (листья, трава и т. п.) обогащен хлорофиллом, то для освобождения от него либо проводят преэкстракцию неполярным растворителем (хлороформом, диэтиловым эфиром), либо обрабатывают этими растворителями уже полученные экстракты, как правило, после практически полного удаления из них спирта.

Для флавоноидов, как и для других веществ, не существует способа выделения, универсального для всех растительных материалов. В каждом конкретном случае прибегают к наиболее подходящему методу или сочетанию методов, с учётом в основном свойств веществ и особенностей растительного сырья. Наиболее часто используются избирательная экстракция, осаждение с помощью солей тяжёлых металлов и хроматографические методы.

1.2.4 Хроматографические методы идентификации флавоноидов

Избирательная экстракция для флавоноидов имеет важное значение в связи с широким использованием для их разделения и очистки различных вариантов хроматографического метода.

В настоящее время используют различные варианты хроматографического метода. Наиболее важной в качественном анализе является распределительная хроматография на бумаге. Тонкослойный вариант удобен для разделения ароматических оксикислот и метилированных флавоноидов, которые с трудом делят на бумаге.

Метод жидкостно-жидкостной хроматографии и, особенно, ВЭЖХ позволяет осуществлять качественный и количественный анализ всех видов флавоноидов.

Для разделения флавоноидов между собой и отделения от сопутствующих веществ используется адсорбционно-хроматографический метод.

1.2.4.1 Тонкослойная хроматография

Метод тонкослойной хроматографии (ТСХ) очень удобен для сравнительного анализа с использованием стандартных веществ.

Пятна флавоноидов на хроматограмме зачастую могут быть обнаружены просто при облучении пластинки УФ-светом. Широко используются методы обработки хроматограмм такими проявляющими (детектирующими) реагентами, как спиртовый раствор АlCl₃, пары иода и концентрированная серная кислота (для силикагелевых слоев), а также нагревание (только для силикагелевых пластинок).

Метод ТСХ позволяет широко варьировать сочетание сорбента и подвижной фазы, подбирая наиболее оптимальный вариант для конкретного объекта (таблица 1.2).

Специфическим для хроматографии флавоноидов является полиамидный сорбент. Полиамидный сорбент (стационарная фаза), в зависимости от состава подвижной фазы, может проявлять двойственный характер, а именно выступать в роли полярной или неполярной фазы.

Соответственно разделение веществ может протекать либо как обычный распределительный (в водно-спиртовых элюентных системах), либо как обращенно-фазный распределительный (в элюентной системе метанол — хлороформ) процессы.

Таблица 1.2 — Типичные условия ТСХ анализа флавоноидов

Центром сорбции является амидная группировка полиамидной макромолекулы, например капрона. Хроматографируемые вещества образуют обратимые водородные связи между протонодонорной гидроксильной группой флавоноидного соединения и карбонильной группой амидного фрагмента.

Агликоны сорбируются на полиамиде прочнее, чем их гликозиды. Сорбция агликонов находится в пропорциональной зависимости от числа гидроксильных групп в молекуле, а также от их местоположения в молекуле [11, 12].

1.2.4.2 Высокоэффективная жидкостная хроматография

Метод высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) является быстрым, хорошо воспроизводимым методом, который требует малого количества анализируемого вещества и используется для количественного, качественного анализа и препаративного выделения.

Для флавоноидов более употребительны колонки с обращенно-фазными сорбентами (RP-8; RP-18) и детектирование с помощью УФ-видимого детектора с переменной длиной волны. В настоящее время широко используется фотодиодный детектор, позволяющий одновременно с выделением пика на хроматограмме получать УФ-видимый спектр вещества, соответствующего этому пику. Такой экспериментальный прием значительно облегчает задачу идентификации веществ.

Подвижные фазы (элюентные системы), как правило, бывают бинарными и содержат подкисленный полярный компонент (водные растворы уксусной, перхлорной, фосфорной или муравьиной кислот) и менее полярный органический растворитель (метанол или ацетонитрил). Подвижная фаза может поступать в колонку как в изократическом, так и в градиентном режиме, когда в ходе процесса хроматографирования происходит во времени изменение соотношения компонентов подвижной фазы [13,14].

Градиентный режим наиболее подходит для разделения сложных смесей флавоноидов. Для колонок с обращенно-фазными сорбентами типичные градиентные программы основаны на использовании подвижных фаз с преобладанием на старте доли полярного растворителя с дальнейшим постепенным возрастанием доли менее полярного растворителя.

Соотнесение пика на хроматограмме с «принадлежащим» ему веществом является наиболее трудной задачей. Удобным приемом является использование параллельного хроматографирования хорошо известных, так называемых стандартных образцов и сравнение с ними хроматограммы исследуемого объекта. Стандартное вещество в идеале должно быть наиболее родственно флавоноидам и иметь подобные хроматографические свойства. В тех случаях, когда стандартное вещество хроматографируется в равных условиях, но параллельно, его называют внешним стандартом. Внутренний стандарт (добавляется в исследуемую пробу перед вводом в хроматограф) должен отвечать следующим условиям: в исследуемой смеси не должно содержаться аналогичное вещество и пик стандарта не должен перекрываться с каким-либо соединением в смеси. Такие ограничения отсутствуют в случае применения внешнего стандарта.

Преимуществами внутреннего стандарта является подтверждение достоверности экстракции, подготовки образца, хроматографической процедуры. В качестве стандартного вещества для флавоноидов часто используется рутин, являющийся коммерческим доступным продуктом. Он хорошо подходит для количественного анализа флавоноловых гликозидов. Для содержащихся в смеси других флавоноидов могут быть использованы такие коммерчески доступные стандарты, как апигенин-7-глюкозид — для флавоновых гликозидов, катехин — для флаван-3-олов, нарингенин — для дигидрофлавонов, дигидрокверцетин — для дигидрофлавонолов, даидзеин — для изофлавонов [13,14].

Для количественного анализа строится кривая зависимости концентрации флавоноида от площади пика для каждого стандарта в тех же самых хроматографических условиях (длина волны, растворитель), которые применяются по отношению к исследуемой смеси. Соответствующие калибровочные кривые могут быть использованы для расчета количества флавоноида, представляемого каждым пиком ВЭЖХ хроматограммы. В настоящее время практически исчезла надобность в построении калибровочных кривых в связи с обеспечением хроматографов компьютерной системой обсчета площадей пиков [13,14].

На примере хроматографирования смеси флавонов и флавонолов в обращенно-фазном варианте (рисунок 1.5) показано, что порядок выхода флавоноидов коррелирует с числом гидроксильных групп, а именно: время удерживания возрастает по мере снижения числа гидроксильных групп в молекуле.

Хроматографические условия: колонка Sep-Pak C-18, градиентный режим: метанол — 5 мМ, H₃PO_4.

Рисунок 1.5 — Хроматограмма смеси флавоноидов

Описание пиков и времени удерживания представлены в таблице 1.3.

Таблица 1.3 — Время удерживания различных флавоноидов

1.3 Количественное и качественное определение флавоноидов

1.3.1 Химические методы исследования флавоноидов

1.3.1.1 Методы качественной идентификации флавоноидов

Для обнаружения различных видов флавоноидов используются качественные реакции. Они необходимы для подтверждения нахождения той или иной структуры на этапе идентификации флавоноидов. Наиболее характерными реакциями являются следующие:

1) Цианидиновая проба (проба Шинода)

Общей реакцией на флавоноидные соединения является цианидиновая проба (рисунок 1.6), проводимая с помощью концентрированной соляной кислоты и металлического магния. Действие водорода в момент выделения приводит к восстановлению карбонильной группы и образованию ненасыщенного пиранового цикла, который под действием соляной кислоты превращается в оксониевое соединение, имеющее окраску от оранжевой (флавоны) до красно-фиолетовой (флаваноны, флавонолы, флаванонолы).

Рисунок 1.6 — Цианидиновая проба

Изменение условий восстановления путем замены магния на цинк приводит к изменению окраски. При использовании цинка положительную реакцию дают флавонолы и флавонол-3-гликозиды, а флаваноны не обнаруживают ее.

Цианидиновую реакцию не обнаруживают халконы, ауроны, но при добавлении концентрированной соляной кислоты (без магния) образуют красное окрашивание за счет образования оксониевых солей.

Для постановки реакции 1 г порошка сырья заливают 10 мл 95% этанола, нагревают на водяной бане до кипения и настаивают 3 — 4 ч. Спиртовое извлечение фильтруют, упаривают до объема 2 мл, делят пополам и разливают в 2 пробирки; в каждую пробирку прибавляют по 3 капли концентрированной хлористоводородной кислоты. В 1-ю пробирку добавляют 0.03 — 0.05 г цинковой пыли и нагревают на водяной бане до кипения. Жидкость окрашивается в красный цвет. Во 2-й пробирке окрашивание отсутствует.

2) Борно-лимонная реакция (реакция Вильсона-Таубека)

5-оксифлавоны и 5-оксифлавонолы, взаимодействуя с борной кислотой в присутствии лимонной (реактив Вильсона), образуют желтую окраску с красноватой флюоресценцией в УФ-свете. При замене лимонной кислоты на щавелевую (реактив Таубека) в УФ-свете отмечается зеленая или желтая флюоресценция (рисунок 1.7).

Рисунок 1.7 — Реакция Вильсона-Таубека

3) Реакция с треххлористой сурьмой

5-оксифлавоны и 5-оксифлавонолы, взаимодействуя с треххлористой сурьмой, образуют комплексные соединения, окрашенные в желтый или желто-оранжевый цвет — флавоны, в красный или красно-фиолетовый — халконы (рисунок 1.8).

Рисунок 1.8 — Реакция с треххлористой сурьмой

Реакцией по Брианту (которая является модификацией пробы Шинода) можно отличить гликозиды от агликонов. Суть метода заключается в следующем: после проведения цианидиновой пробы к раствору добавляют октанол и взбалтывают. При наличии агликонов окраска переходит в органический слой.

4) Образование фенолятов

Так как в своей структуре флавоноиды имеют фенольные гидроксилы, то им присущи химические свойства, соответствующие данной функциональной группе. Так, фенольные ОН-группы способны проявлять слабокислые свойства, образуя феноляты с основаниями.

5) Взаимодействие со щелочами

Характерной реакцией на флавоноиды считается также их взаимодействие с щелочами. Флавоны, флавонолы, флаваноны и флаванонолы растворяются в щелочах с образованием жёлтой окраски, которая при нагревании изменяется до оранжевой или коричневой. Халконы и ауроны при взаимодействии со щелочами обычно дают красное или ярко-жёлтое окрашивание.

6) Образование комплексов с солями металлов

Присутствие фенольных гидроксилов и карбонильной группы позволяет флавоноидам образовывать комплексы различной степени устойчивости с солями металлов (Аl³⁺, Fe³⁺, Pb²⁺ и так далее), вступать в реакции с диазосоединениями с образованием азокрасителей.

7) Диазотирование

При проведении реакции диазотирования азосочетание проходит по 6 или 8 положениям. Если положения 5 и 7 замещены, то реакция не идёт (можно доказать присутствие в 7 положении углеводного компонента). В качестве диазосоставляющего часто используют кислоту сульфаниловую или п-нитроанилин.

8) При использовании хроматографических методов определения флавоноидов их можно обнаружить на хроматограммах по флуоресценции или в виде окрашенных пятен при сканировании в УФ-свете или/и проявлении одним из реактивов (пары аммиака, 5%-ный спиртовой раствор алюминия хлорида, 10% раствор щёлочи, реактив Вильсона, раствор диазотированного сульфаниламида и другие).

1.3.1.2 Объемные методы количественного определения флавоноидов

Объёмный анализ — это совокупность методов химического количественного анализа, основанного на измерении объёмов для установления концентрации (содержания) определяемого вещества. К объёмным методам анализа относят распространённые в лабораторной практике различные варианты титриметрического анализа, основанного на измерении объёма израсходованного раствора реагента известной концентрации, необходимого для достижения точки эквивалентности.

Комплексонометрия — метод титриметрического анализа, который основан на образовании прочных комплексных соединений ионов металлов (всех, кроме одновалентных) с комплексоном III (двунатриевой солью этилендиаминтетрауксусной кислоты), при этом изменяются концентрации ионов металлов в титруемом растворе.

Метод комплексонометрического титрования избытка ацетата свинца, не вступившего в реакцию осаждения с флавонолами, обладает достаточной избирательностью по отношению к флавоноидам и позволяет проводить определение флавонолов в присутствии ацетилсалициловой кислоты, антрахинонов, кумаринов.

К титриметрическому методу анализа также относится метод окисления флавоноидов ферроцианидом калия по n-фенил-аптрониловой кислоте. Однако метод длителен и не обладает избирательностью.

1.3.2 Электрохимические методы исследования флавоноидов

1.3.2.1 Потенциометрический метод количественного определения флавоноидов

Потенциометрическое титрование относится к методу электрохимического анализа, основанному на измерении изменяющегося в процессе титрования электрохимического потенциала электрода, погруженного в изучаемый раствор.

Количественное определение флавоноидов в среде неводных растворителей, например, ацетона, диметилформамида, диметилсульфоксида потенциометрическим методом возможно с использованием в качестве титрантов гидроокиси тетраэтиламмония или натрия. Метод имеет преимущество перед оптическими в точности определения и не требует наличия стандартных веществ для проведения количественной оценки.

Малая чувствительность (для анализа требуется 0.0005 — 0.001 г вещества) и недостаточная селективность для каждого из классов затрудняют определение без предварительного разделения веществ в сырье и суммарных препаратах.

1.3.2.2 Полярографические методы количественного определения флавоноидов

В основу высокочувствительного полярографического метода анализа положено восстановление флавоноидов на ртутном капельном электроде. Метод позволяет анализировать сумму флавоноидов, в пересчете на одно из соединений, выбранное в качестве стандарта. В отличие от спектрофотометрии окрашенных комплексов метод дает более близкие к истинному суммарному содержанию результаты для флавоноидов.

Флавоноиды (флавонолы) могут быть определены на фоне 0.4 М раствора хлористого аммония при потенциале полуволны 1.5 В. Полярографический метод позволяет устанавливать наличие внутримолекулярных связей, проводить идентификацию по величине потенциала полуволны, оценивать реакционную способность отдельных групп в молекуле. В практике фармацевтического анализа и в особенности в заводских условиях полярографический анализ встречает затруднения, так как требует соблюдения строгих условий техники безопасности при работе со ртутью. К недостаткам метода можно отнести его малую избирательность из-за близких величин потенциалов полуволн, в связи, с чем требуется, как и при спектральных методах, предварительное разделение веществ.

1.3.2.3 Метод капиллярного электрофореза

В современной науке для обнаружения и количественного определения флавоноидов в растительном сырье также используется метод капиллярного электрофореза.

Метод капиллярного электрофореза основан на разделении компонентов сложной смеси в кварцевом капилляре под действием приложенного электрического поля. Микрообъем анализируемого раствора вводят в капилляр, предварительно заполненный подходящим буфером — электролитом. После подачи к концам капилляра высокого напряжения (до 30 кВ), компоненты смеси начинают двигаться по капилляру с разной скоростью, зависящей в первую очередь от заряда и массы (точнее — величины ионного радиуса) и, соответственно, в разное время достигают зоны детектирования. Полученная последовательность пиков называется электрофореграммой, при этом качественной характеристикой вещества является параметр удерживания (время миграции), а количественной — высота или площадь пика, пропорциональная концентрации вещества. На рисунке 1.9 показана схема установки для капиллярного электрофореза.

Рисунок 1.9 — Схема установки для капиллярного электрофореза

На заряженную частицу в простейшем случае действуют две противоположно направленные силы — электростатического притяжения и сопротивления движению частицы. В равновесных условиях действие этих сил уравновешивает друг друга, и скорость миграции частицы определяется выражением:

где, q — заряд иона;

E — напряженность электрического поля;

з — вязкость среды;

r — радиус частицы.

Электрофоретическая подвижность м_эф определяется как скорость движения частицы, деленная на напряженность электрического поля:

где, V_эф — скорость идеализированной сферической частицы.

При проведении разделения в капиллярах особенно важное значение приобретает электроосмотический поток (ЭОП), связанный с движением диффузной части двойного слоя, образующегося относительно заряженной поверхности внутренней стенки капилляра (рисунок 1.10).

Рисунок 1.10 — Схема возникновения ЭОП

Заряд поверхности определяется наличием отрицательно заряженных силанольных групп на поверхности немодифицированных кварцевых капилляров или создается за счет дополнительной модификации поверхности.

Результирующая подвижность частиц м определяется суммой электрофоретической и электроосмотической подвижностей:

где, — электрофоретическая подвижность;

— электроосмотическая подвижность.

Это дает определенные преимущества при анализе смесей противоположено заряженных ионов, поскольку все определяемые компоненты будут двигаться в направлении детектора вследствие ЭОП. Однако скорость передвижения ионов с одинаковым направлением электрофоретической и электроосмотической подвижностей будет увеличиваться, а противоположенным — уменьшаться. Для немодифицированного кварцевого капилляра в диффузной части двойного электирического слоя присутствует некоторая избыточная концентрация катионов, в результате движения которых возникает ЭОП, направленный к катоду. В результате катионы будут перемещаться быстрее и детектироваться до ЭОП, а анионы медленнее и детектироваться после ЭОП, нейтральные молекулы движутся с ЭОП.

Для повышения воспроизводимости капиллярного электрофореза в присутствии ЭОП, электроосмотический поток должен быть постоянным в течение всех проводимых определений, а сохранение постоянства ЭОП часто требует значительных усилий по подготовке до и после работы. В кварцевых капиллярах ЭОП уменьшается при увеличении концентрации электролита и добавлении органических растворителей и возрастает с увеличением рН, а также зависит от вязкости раствора в капилляре и температуры. Если же при добавлении катионных поверхностно-активных веществ (ПАВ) к разделительному буферу на поверхности капилляра адсорбируется положительный заряд (рисунок 1.11), то ЭОП меняет направление и переносит разделительный буфер в направлении анода.

Рисунок 1.11 — Изменение направления электроосмотического потока при модификации кварцевого капилляра катионными поверхностно-активными веществами

Уникальной особенностью ЭОП является плоский профиль потока в капилляре. Такой профиль выгоден, поскольку уменьшается размывание зон разделяемых веществ. Следует отметить, что эффективность разделения в капиллярном электрофорезе прямо пропорциональна, а время анализа — обратно пропорционально напряжению, приложенному к электродам.

Разделение в капиллярном электрофорезе может быть выполнено как с положительной, так и отрицательной полярностью электродов. Зная значения рКа для компонентов пробы, можно выбрать буфер с подходящим значением рН и полярность электродов, чтобы образец двигался в сторону детектора.

Скорость миграции зависит от напряженности электрического поля, которая обычно составляет 200 — 400 В/см [18,15].

Преимуществами капиллярного электрофореза являются: высокая эффективность разделения, экономичность (малый расход реактивов) и экспрессивность.

1.3.3 Физико-химические методы исследования флавоноидов

1.3.3.1 Оптические методы определения флавоноидов

Спектрофотометрический и фотоколориметрический анализы являются разновидностями молекулярно-абсорбционного спектрального анализа. Сущность молекулярно-абсорбционного спектрального анализа заключается в качественном и количественном определении веществ по их спектрам поглощения. Физической основой спектрального анализа является взаимодействие электромагнитного излучения с веществом.

Основной закон спектрофотометрии — закон Бугера-Ламберта-Бера. Применительно к растворам его запись выглядит следующим образом:

где, 10 — начальная интенсивность светового потока,

I — интенсивность светового пучка после прохождения раствора,

е — коэффициент поглощения (экстинкции) светового потока,

С — концентрация вещества в растворе в моль/л,

l — толщина слоя светопоглощающего раствора.

Из уравнения (1.4) следует:

Величина lg (I₀/I) называется оптической плотностью раствора и обозначается символом D. Из (1.5) имеем:

Из уравнения (1.6) следует, что оптическая плотность раствора прямо пропорциональна концентрации светопоглощающего вещества в растворе и толщине слоя раствора. То есть при определённой толщине слоя раствора, оптическая плотность будет тем больше, чем больше концентрация вещества в растворе. Отсюда следует, что, определяя оптическую плотность раствора, мы можем напрямую определять концентрацию вещества в растворе. Увеличивая толщину слоя l можно измерять очень малые концентрации веществ [10,19].

Количественное определение исследуемых флавоноидных соединении в УФи видимой области спектров основано на измерении оптической плотности при длине волны в максимумах поглощения как растворов анализируемых веществ, так и растворов их окрашенных комплексов.

Спектрофотометрическое определение по максимумам собственного поглощения в разновидности прямой спектрофотомерии или дифференциальной спектрофотомерии является одним из наиболее распространенных методов анализа флавоноидов. При этом рабочими диапазонами длин волн служат как длинноволновые максимумы для флавоноидов — 330−370 нм, так и коротковолновые. Коротковолновые максимумы, хотя и более интенсивны, но в ряде случаев менее пригодны для аналитических целей из-за малой «площади» вершины пика, что приводит к большим ошибкам определения. Относительная ошибка прямого спектрофотометрического определения составляет ± 2−5% и может быть снижена при дифференциальной методике анализа до 0.5−1.0%. Рабочий интервал концентраций спиртовых, спиртоводных растворов составляет от 5 до 20 мкг вещества в 1 мл раствора. Обладая высокой чувствительностью, метод не селективен, так как не контролирует содержание каждого из веществ одного класса соединений и не позволяет судить о их количестве.

Спектрофотометрические или фотометрические определения по реакции диазотирования ранее были широко распространены в анализе. Реакция чувствительна, но не избирательна, так как наряду с флавоноидами эту реакцию дают фенольные соединения, пиразолоны и другие классы соединений. Применение данного метода ограничено неспецифичностью его и внутри каждого из классов соединении из-за прохождения реакции у флавоноидов только по кольцу, А при наличии свободного ортоположения по отношению к фенольному гидроксилу у 7-го углеродного атома. Поэтому даже суммарные определения с данным реактивом не показывают истинного содержания исследуемых веществ как в суммарных фитохимических препаратах, так и в растительном сырье.

Большей специфичностью обладают, хотя и не лишены недостатков, методики определения флавонолов по цветным комплексным соединениям с хлоридом алюминия, хлорокисью циркония (хлористым цирконилом), азотнокислым галлием. Окрашенные растворы имеют максимумы в интервалах: 385−460 нм с хлористым алюминием, 385−500 нм с хлористым цирконилом, 400−455 нм с азотнокислым галлием. Наибольшей чувствительностью обладает методика с применением азотнокислого галлия, позволяющая количественно определять 0.5 мкг в 1 мл раствора, затем с хлорокисью циркония — 0.9−1.0 мкг и с хлористым алюминием — 1−2 мкг.

Описаны методики анализа флавоноидов с нитритом кобальта в среде уксусной кислоты при длине волны 575 нм, а также с цинком и мышьяком. Получить истинное суммарное содержание флавоноидов по образованию цветных комплексов с металлами возможно лишь при наличии у соединений одинакового количества комплексообразующих центров. Отсутствие таковых у целого ряда соединений приводит к отрицательной реакции с данными реактивами.

Несмотря на указанные недостатки, метод нашел широкое применение при установлении суммарного содержания флавоноидов в сырье и суммарных фитохимических препаратах. В качестве стандарта используют кверцетин, кемпферол или их гликозиды.

Широко распространена при определении общего количества флавоноидных соединений в растениях методика фотометрического определения по реакции комплексобразования с борной кислотой при длине волны 470 нм. Методика обладает теми же недостатками, что и методика комплексобразования с солями металлов, и дает завышенные результаты, но простота проведения и доступность реактива дают возможность использовать их для ориентировочных определений. В качестве образцов используют как агликоны, так и гликозиды флавонов, флавонолов, халконов. Рабочая концентрация растворов 1−10 мкг/мл. Относительная ошибка определения ± 3.35%.

Одним из методов определения флавоноидных соединений по оптической плотности является также анализ продуктов взаимодействия с 4-аминоантипириновым реактивом. Однако, данный анализ требует соблюдения ряда условий, как и при реакции диазотировання, и не является избирательным.

В ряду спектрофотометрических методов анализа флаванонов наиболее чувствителен боргидридный метод (до 0.5−1 мкг/мл при длинах воли 535−560 нм). Несмотря на значительную селективность, он не имеет широкого применения из-за малого времени устойчивости окрашенного комплекса и плохой воспроизводимости результатов.

Комплексонообразующие свойства флавоноидов положены в основу флуорометрического метода, являющегося на порядок более чувствительным, чем спектрофотометрический. Количественно оценить флавоноиды этим методом возможно при наличии 0.05−1 мкг вещества в 1 мл раствора. Высокая чувствительность флуорометрического метода раскрывает широкие возможности его применения для предварительной идентификации биологически активных веществ в тканях растений. Однако получить объективные результаты при анализе сырья и фитохимических препаратов можно только после разделения веществ с помощью различных видов хроматографии.

1.3.3.2 Абсорбционная спектроскопия

В целом для флавоноидов характерно поглощение в УФ-видимой области спектра (210−600 нм). Спектр поглощения флавоноидного соединения содержит, как правило, две полосы: одна из них в низковолновой (210−290 нм) части — полоса II, другая — в более длинноволновой (320−380 или 490−540 нм для антоцианидинов) части — полоса I.

Положение полос поглощения служит в некоторой степени характеристическим признаком отдельных групп флавоноидов. Так, флаваноны и флаванонолы отличаются от других групп флавоноидов положением полосы II в области 270−290 нм и наличием полосы I в виде плеча при 310−330 нм (рисунок 1.12). В то время как для флавонов и флавонолов специфическим признаком служит положение полосы I в области 320−355 и 340−385 нм соответственно (рисунок 10). Для халконов характерно положение полосы II в несколько более длинноволновой области (рисунок 1.13).

Рисунок 1.12 — Положение полос поглощения в УФ-видимой области спектра для изофлавона (1) и флавонона и флавононола (2)

Рисунок 1.13 — Положение полос поглощения в УФ-видимой области спектра для флавона (1), флавонола (2) и халкона (3)

Внутри каждой группы флавоноидов выявлена более «тонкая» картина зависимости положения максимумов полос поглощения от структуры соединения. Например, у ряда флавонов с одинаковым 5,7-дигидроксизамещением кольца, А полоса I перемещается в более длинноволновую область по мере возрастания числа гидроксильных групп в кольце В (таблица 1.4).

Таблица 1.4 — Зависимость положения максимумов полос поглощения ОН-группы в кольце В у ряда флавонов

Абсорбционная спектроскопия флавоноидов хорошо изучена, и выявленные закономерности широко используются в целях идентификации и установления строения новых соединений. Особенно информативной является процедура добавления шифт-реагентов, каждый из которых предназначен для выявления определенных «диагностических» признаков в структуре исследуемого соединения.

Шифт-реагенты принято добавлять к раствору исследуемого флавоноидного соединения в метаноле (в случае антоцианов и/или антоцианидинов — в метаноле с 0.01% хлороводородной кислоты). После добавления шифт-реагента в исходном спектре происходит сдвиг полос поглощения и по характеру этих изменений делается вывод о наличии (или отсутствии) в соединении определенных структурных фрагментов.