Белково-липидная пора, образуемая колицином Е1 в бислойных липидных мембранах

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Показано, что колицин Е1 индуцирует образование двух типов одиночных каналов в плоских бислойных липидных мембранах. Обнаружено состояние высокой проводимости, проявляющееся в мембранах большой толщины. Выявлено аномально сильное уменьшение проводимости одиночных каналов колицина с ростом содержания отрицательно заряженных липидов в мембране. Определен радиус каналов колицина Е1. Липидный состав… Читать ещё >

Белково-липидная пора, образуемая колицином Е1 в бислойных липидных мембранах (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

СПИСОК УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ
1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
- 1. 1. Спонтанная кривизна липидов и её влияние на функционирование ионных каналов
  - 1. 1. 1. Образование тороидальной белкоео-липидной поры антимикробными пептидами
  - 1. 1. 2. Влияние СК на различные типы ионных каналов
- 1. 2. Влияние толщины мембраны на функционирование ионных каналов
- 1. 3. Электростатические взаимодействия на поверхности мембраны
- 1. 4. Флип-флоп липидов
- 1. 5. Влияние липидного состава мембраны на функционирование природных каналов
- 1. 6. Структура и функция белкового токсина колицина Е
  - 1. 6. 1. Биологическая роль колицинов
  - 1. 6. 2. Структура белка и взаимодействие с мембраной
  - 1. 6. 3. Особенности связывания колицина с БЛМ
  - 1. 6. 4. Размер поры в мембране и её структура
2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
- 2. 1. Влияние спонтанной кривизны образующих мембрану липидов на каналообразующую активность колицина е
  - 2. 1. 1. Мулътиканалъная активность колицина Е1 на плоских мембранах
  - 2. 1. 2. Вытекание карбоксифлуоресцеина из липосом
  - 2. 1. 3. Измерение связывания колицина с БЛМ
  - 2. 1. 4. Спонтанная кривизна мембраны и тороидальная модель
- 2. 2. Индукция флип-флопа липидов колицином Е
- 2. 3. Одиночные каналы колицина Е1 в липидной мембране
  - 2. 3. 1. Два состояния проводимости каналов колицина Е
  - 2. 3. 2. Влияние толщины мембраны на образование одиночных каналов колицина Е
  - 2. 3. 3. Влияние СК на канальную активность колицина Е
  - 2. 3. 4. Влияние анионных липидов на проводимость одиночных каналов колицина Е
  - 2. 3. 5. Ионная селективность одиночных каналов колицина Е
  - 2. 3. 6. Оценка размера 60-пС и 600-пС каналов
- 2. 4. Зависимости селективности и проводимости одиночных каналов колицина Е1 от липидного состава мембраны
  - 2. 4. 1. Изменение ионной селективности каналов при переходе от нейтральной к отрицательно заряэюенной мембране
  - 2. 4. 2. Изменение проводимости одиночного канала колицина Е1 при переходе от нейтральной к отрицательно заряженной мембране
2. А Модель образования тороидальной белково-липидной поры колицином Е
- 2. 6. Влияние ионов кальция на образование каналов под действием колицина Е
  - 2. 6. 1. Влияние ионов кальция на индуцированный колицином ток через БЛМ
  - 2. 6. 2. Влияние ионов кальция на связывание колицина с мембраной
  - 2. 6. 3. Влияние ионов кальция на одиночные каналы колицина Е
  - 2. 6. 4. Одновременные измерения связывания колицина и его каналообразования с помощью флуоресцентного микроскопа
  - 2. 6. 5. Влияние кальция в рамках модели тороидальной поры
- 2. 7. Фотохимическая и химическая модификация Б JIM и её влияние на активность колицина Е
  - 2. 7. 1. Флуоресценция триптофанов колицина Е1 при химической и фотохимической модификации
  - 2. 7. 2. Влияние химической и фотохимической модификации на
Щ индуцированный колицином интегральный ток через БЛМ
- 2. 7. 3. Активация индуцированной колицином проводимости БЛМ при химическом и фотохимическом воздействии
3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
- 3. 1. Используемые реактивы
- 3. 2. Используемые методы
ВЫВОДЫ

Ионные каналы, образованные белками в мембранах клеток и внутриклеточных органелл, играют ключевую роль во многих жизненно важных процессах. Понимание механизмов функционирования природных каналов имеет большое значение для медицины, так как нарушение работы ионных каналов является причиной большого числа патологий.

Вследствие большой сложности, детальные механизмы функционирования природных ионных каналов до сих пор неясны, что делает актуальным изучение модельных каналов с целью понимания принципов их функционирования. Среди модельных ионных каналов, образованных трансмембранными спиралями коротких пептидов, выделяют три типа: (1) простейший канал грамицидина А, который образован двумя одиночными спиралями мономеров данного пептида, ассоциированными своими N-концами- (2) каналы, стенки которых состоят из олигомеризованных трансмембранных спиралей молекул каналоформера (классическим примером такого типа является канал аламетицина) — и (3) белково-липидные поры — в этом случае стенки канала состоят как из трансмембранных белковых молекул, так и из интеркалированных между ними липидных головок (каналы этого типа образуют магаинин и некоторые другие антимикробные пептиды).

Достигнутые успехи в понимании функционирования модельных пептидных каналов позволяют перейти к следующему этапу, а именно: к изучению более сложных модельных каналов, образованных белками. Удачным примером такого белка является колицин Е1, каналообразующий домен которого похож по структуре на соответствующий домен антиапоптотического белка Bcl-XL.

Несмотря на то, что колицин Е1 достаточно подробно изучен, многие аспекты его функционирования, в частности, вопрос о структуре самого ионного канала до сих пор остаётся открытым. Мы предположили что пора, образуемая колицином, является не просто белковой порой, но включает в себя и липидные молекулы, подобно поре, образуемой пептидом магаинином. В рамках модели белково-липидной поры можно легко объяснить свойства колициновых каналов, которые необъяснимы с точки зрения модели чисто белковой поры.

В настоящей работе изучаются различные аспекты каналообразования колицина Е1 и на основании полученных данных доказывается, что канал колицина Е1 образуется по механизму тороидальной белково-липидной поры.

1 Обзор литературы.

Биологические мембраны являются важной частью клетки. Они отделяют клетку от окружающей среды, управляют обменом веществ между клеткой и её окружением [1]. Также следует отметить, что с мембраной связаны многие клеточные ферменты, играющие важную роль в метаболизме и регуляции работы клетки.

На настоящей момент мембрану наиболее часто рассматривают в рамках жидкостно-мозаичной модели Сингера и Николсона. Согласно этой модели, мембрана представляется как фосфолипидный бислой, в который погружены белки, способные свободно диффундировать в нём. Несмотря на то, что эта модель в последнее время стала подвергаться уточнениям, она до сих пор служит основой для большинства мембранных исследований. Из интересных уточнений этой модели стоит отметить исследования, говорящие о существовании доменов различного состава в пространственно-разделенных областях мембраны, а также существование мембрано-связанного цитоскелета.

Липидный состав мембран крайне разнообразен, причём причины этого разнообразия до сих пор остаются до конца не выясненными. Из множества липидов различной природы наиболее распространёнными являются глицерофосфолипиды. В них одна из гидроксильных групп глицерина связана с полярной головкой остатка фосфорной кислоты, а две другие — с гидрофобными остатками жирных кислот.

Из-за большого разнообразия липидов в живых клетках, в экспериментах часто используют модельные мембраны с заданным липидным составом, что позволяет проводить эксперименты на мембранах с заданными физико-химическими свойствами. Среди бислойных модельных мембран можно выделить 2 основных типа: это плоские бислойные липидные мембраны и липосомы. Плоские липидные мембраны формируют в маленьком отверстии между двумя отсеками, заполненными водным раствором. В противоположных отсеках обычно размещают электроды. Такую систему часто используют для изучения электрических параметров БЛМ, в первую очередь ионной проницаемости, индуцированной различными соединениями. Эта методика позволяет фиксировать изменения проводимости мембраны, индуцированные одиночными молекулами каналоформера. В отличие от плоских БЛМ, липосомы, или липидные везикулы, позволяют измерять только интегральную активность каналоформеров. Однако их важным преимуществом является стабильность (работать с липосомами молено в течение нескольких дней) и простота получения.

Как было отмечено выше, одна из важных функций мембраны состоит в осуществлении взаимодействия клеток с внешней средой, что, в частности, выражается в переносе различных ионов и молекул через мембрану. Эту функцию осуществляют находящиеся в мембране переносчики и каналы. Поэтому изучение механизмов действия каналов важно для понимания происходящих в клетке процессов. Известно, что на свойства ионных каналов сильно влияют физико-химические свойства мембраны. Одним из подходов к изучению функционирования каналов является их изучение в модельных мембранах с чётко заданными липидным составом, и, как следствие, физико-химическими свойствами мембраны. Варьируя эти свойства и наблюдая изменения свойств канала, молено попытаться понять механизм функционирования ионного канала. Для нашей работы будут валены следующие свойства БЛМ: толщина мембраны, спонтанная кривизна образующих мембрану липидов, поверхностный заряд. В следующих частях Обзора литературы будут подробно рассмотрены как сами свойства БЛМ, так и влияние, которое они могут оказывать на различные типы ионных каналов.

Выводы.

1. Установлено, что каналообразующая активность колицина Е1 существенно зависит от спонтанной кривизны липидов мембраны.

2. Обнаружена индукция быстрой трансмембранной диффузии липидов под действием колицина Е1.

3. Показано значительное изменение селективности каналов колицина Е1 при переходе от нейтральной к отрицательно заряженной мембране.

4. Показано, что колицин Е1 индуцирует образование двух типов одиночных каналов в плоских бислойных липидных мембранах. Обнаружено состояние высокой проводимости, проявляющееся в мембранах большой толщины. Выявлено аномально сильное уменьшение проводимости одиночных каналов колицина с ростом содержания отрицательно заряженных липидов в мембране. Определен радиус каналов колицина Е1.

5. На основании полученных данных доказано, что колицин Е1 образует ионные каналы по механизму тороидальной белково-липидной поры, в формировании стенок которой непосредственно участвуют головки молекул липидов. Таким образом, белково-липидная пора может формироваться не только короткими антибактериальными пептидами, но и таким сравнительно крупным белком как колицин Е1.

6. Показано подавление каналообразующей активности колицина Е1 под действием ионов кальция, что, в рамках модели тороидальной поры, хорошо объясняется изменением спонтанной кривизны липидов вследствие нейтрализации зарядов липидных головок.

7. Обнаружена активация каналов колицина Е1 после химической и фотохимической модификации бислойной липидной мембраны, которая, по всей вероятности, также связана с изменением спонтанной кривизны липидов.

8. Влияние химической и фотохимической модификации триптофановых остатков колицина Е1 на его каналообразующую активность выявило значительную роль триптофанов в образовании и стабилизации ионного канала.

Показать весь текст

Список литературы

Геннис Р. 1997. Биомембраны. Молекулярная структура и функции. «Мир», Москва. ф 2. Haque, M.E., B.R.Lentz. (2004) Roles of curvature and hydrophobic intersticeenergy in fusion: studies of lipid perturbant effects. Biochemistry, 43, 3507−3517.
Chernomordik, L.V., G.B.Melikyan, Y.A.Chizmadzhev. (1987) Biomembranefusion: a new concept derived from model studies using two interacting planar lipid bilayers. Biochim. Biophys. Acta, 906, 309−352.
Allende, D., S.A.Simon, T.J.Mcintosh. (2005) Melittin-induced bilayer leakagedepends on lipid material properties: evidence for toroidal pores. Biophys. J., 88, 1828−1837.
Ramsammy, L.S., H.Brockerhoff. (1982) Lysophosphatidylcholine-cholesterolcomplex. J. Biol. Chem., 257, 3570−3574.
Карпунин, Д.В., С. А. Акимов, В. А. Фролов. (2005) Формирование пор вплоских липидных мембранах, содержащих лизолипиды и холестерин. Биологические мембраны, 22, 429−432.
Fuller, N., C.R.Benatti, R.P.Rand. (2003) Curvature and bending constants for ^ phosphatidylserine-containing membranes. Biophys. J., 85, 1667−1674.
Chernomordik, L.V., E. Lekina, V. Frolov, P. Bronk, J.Zimmerberg. (1997) Anearly stage of membrane fusion mediated by the low pH conformation of influenza hemagglutinin depends upon membrane lipids. J. Cell. Biol, 136,81−93.
Hamill, O.P., B.Martinac. (2001) Molecular basis of mechanotransduction inliving cells. Physiol. Rev., 81, 685−740.
Peter, B.J., H.M.Kent, I.G.Mills, Y. Vallis, P.J.Butler, P.R.Evans, H.T.McMahon. (2004) BAR domains as sensors of membrane curvature: the amphiphysin BAR structure. Science, 303, 495−499.
Matsuzaki, K. (1999) Why and how are peptide-lipid interactions utilized forself-defense? Magainins and tachyplesins as archetypes. Biochim. Biophys. Acta, 1462, 1−10.
Matsuzaki, K., O. Murase, N. Fujii, K.Miyajima. (1996) An antimicrobialpeptide, magainin 2, induced rapid flip-flop of phospholipids coupled with pore formation and peptide translocation. Biochemistry, 35, 1 136 111 368.
Ludtke, S.J., K. He, W.T.Heller, T.A.Harroun, L. Yang, H.W.Huang. (1996)
Membrane pores induced by magainin. Biochemistry, 35,13 723−13 728.
Matsuzaki, K., K. Sugishita, N. Ishibe, M. Ueha, S. Nalcata, K. Miyajima,
R.M.Epand. (1998) Relationship of membrane curvature to the formation of pores by magainin 2. Biochemistry, 37, 11 856−11 863.
Valcarcel, C.A., S.M.Dalla, C. Potrich, I. Bernhart, M. Tejuca, D. Martinez,
F.Pazos, M.E.Lanio, G.Menestrina. (2001) Effects of lipid composition on membrane permeabilization by sticholysin I and II, two cytolysins of the sea anemone Stichodactyla helianthus. Biophys. J., 80, 2761−2774.
Yang, L., T.A.Harroun, T.M.Weiss, L. Ding, H.W.Huang. (2001) Barrel-stavemodel or toroidal model? A case study on melittin pores. Biophys. J., 81, 1475−1485.
Basanez, G., A.E.Shinnar, J.Zimmerberg. (2002) Interaction of hagfishcathelicidin antimicrobial peptides with model lipid membranes. FEBS Lett., 532, 115−120.
Malev, V.V., L.V.Schagina, P.A.Gurnev, J.Y.Talcemoto, E.M.Nestorovich,
S.M.Bezrukov. (2002) Syringomycin E channel: a lipidic pore stabilized by lipopeptide? Biophys. J., 82, 1985−1994.
Saint, N., H. Cadiou, Y. Bessin, G.Molle. (2002) Antibacterial peptide pleurocidin forms ion channels in planar lipid bilayers. Biochim. Biophys. Acta, 1564, 359−364.
Henzler Wildman, K.A., D.K.Lee, A.Ramamoorthy. (2003) Mechanism of lipidbilayer disruption by the human antimicrobial peptide, LL-37. Biochemistry, 42, 6545−6558.
Kristan, K., Z. Podlesek, V. Hojnik, I. Gutierrez-Aguirre, G. Guncar, D. Turk,
J.M.Gonzalez-Manas, J.H.Lakey, P. Macek, G.Anderluh. (2004) Pore formation by equinatoxin, a eulcaryotic pore-forming toxin, requires a flexible N-terminal region and a stable beta-sandwich. J. Biol. Chem., 279, 46 509−46 517.
Bezrukov, S.M., R.P.Rand, I. Vodyanoy, V.A.Parsegian. (1998) Lipid packingstress and polypeptide aggregation: alamethicin channel probed by proton titration of lipid charge. Faraday Discuss., Ill, 173−183.
Lewis, J.R., D.S.Cafiso. (1999) Correlation between the free energy of achannel-forming voltage-gated peptide and the spontaneous curvature of bilayer lipids. Biochemistry, 38, 5932−5938.
Lundbaek, J.A., O.S.Andersen. (1994) Lysophospholipids modulate channelfunction by altering the mechanical properties of lipid bilayers. J. Gen. Physiol., 104, 645−73.
Bruno, M.J., R.E.Koeppe, O.S.Andersen. (2004) Modification of gramicidinchannel function by poly-unsaturated fatty acids. Biophys. J. 48th Annual Meeting Biophysical Society, 1988-Pos.
Lundbaek, J.A., P. Birn, A.J.Hansen, R. Sogaard, C. Nielsen, J. Girshman,
Epand, R.F., J.C.Martinou, S. Montessuit, R.M.Epand, C.M.Yip. (2002) Directevidence for membrane pore formation by the apoptotic protein Bax. Biochem. Biophys. Res. Commun., 298, 744−749.
Basanez, G., J.C.Sharpe, J. Galanis, T.B.Brandt, J.M.Hardwiclc, J.Zimmerberg.2002) Bax-type apoptotic proteins porate pure lipid bilayers through a mechanism sensitive to intrinsic monolayer curvature. J. Biol. Chem., 277,49 360−49 365.
Terrones, 0., B. Antonsson, H. Yamaguchi, H.G.Wang, J. Liu, R.M.Lee,
A.Herrmann, G.Basanez. (2004) Lipidic pore formation by the concerted action of proapoptotic BAX and tBID. J. Biol. Chem., 279, 3 008 130 091.
Epand, R.F., J.C.Martinou, S. Montessuit, R.M.Epand. (2002) Membraneperturbations induced by the apoptotic Bax protein. Biochem. J., 367, 849−855.
Epand, R.F., J.C.Martinou, M. Fornallaz-Mulhauser, D.W.Hughes, R.M.Epand.2002) The apoptotic protein tBid promotes leakage by altering membrane curvature. J. Biol. Chem., 277, 32 632−32 639.
Yuan, C., RJ. O'Connell, P.L.Feinberg-Zadek, L.J.Johnston, S.N.Treistman.2004) Bilayer thickness modulates the conductance of the BK channel in model membranes. Biophys. J., 86, 3620−3633.
Williamson, I.M., S.J.Alvis, J.M.East, A.G.Lee. (2002) Interactions ofphospholipids with the potassium channel KcsA. Biophys. J., 83, 20 262 038.
Powl, A.M., J.M.East, A.G.Lee. (2003) Lipid-protein interactions studied byintroduction of a tryptophan residue: the mechanosensitive channel MscL. Biochemistry, 42, 14 306−14 317.
Perozo, E., A. Kloda, D.M.Cortes, B.Martinac. (2002) Physical principles underlying the transduction of bilayer deformation forces during mechanosensitive channel gating. Nat. Struct. Biol., 9, 696−703.
Garavaglia, M., S. Dopinto, M. Ritter, J. Furst, S. Saino, F. Guizzardi, M. Jakab,
C.Bazzini, V. Vezzoli, S. Dossena, S. Rodighiero, C. Sironi, G. Botta, G. Meyer, R.M.Henderson, M.Paulmichl. (2004) Membrane thickness changes ion-selectivity of channel-proteins. Cell. Physiol. Biochem., 14, 231−240.
White, S.H. (2003) Translocons, thermodynamics, and the folding of membraneproteins. FEBSLett., 555, 116−121.
Lewis, B.A., D.M.Engelman. (1983) Lipid bilayer thickness varies linearly withacyl chain length in fluid phosphatidylcholine vesicles. J. Mol. Biol., 166,211−217.
Montal, M., P.Mueller. (1972) Formation of bimolecular membranes from lipidmonolayers and a study of their electrical properties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 69,3561−3566.
Mueller, P., D.O.Rudin, H.T.Tien, W.C.Wescott. (1963) Methods for theformation of single bimolecular lipid membranes in aqueous solution. J. Phys. Chem., 67, 534−535.
White, S.H. (1978) Formation of «solvent-free» black lipid bilayer membranesfrom glyceryl monooleate dispersed in squalene. Biophys. J., 23, 337 347.
Benz, R., O. Frohlich, P. Lauger, M.Montal. (1975) Electrical capacity of blacklipid films and of lipid bilayers made from monolayers. Biochim. Biophys. Acta, 394, 323−334.
Uhrikova, D., N. Kucerka, A. Islamov, A. Kuklin, V. Gordeliy, P.Balgavy. (2003)
Small-angle neutron scattering study of the lipid bilayer thickness inunilamellar dioleoylphosphatidyleholine vesicles prepared by the cholate dilution method: n-decane effect. Biochim. Biophys. Acta, 1611, 31−34.
Uhrikova, D., P. Balgavy, N. Kucerka, A. Islamov, V. Gordeliy, A.Kuklin. (2000)
Small-angle neutron scattering study of the n-decane effect on the bilayer thickness in extruded unilamellar dioleoylphosphatidyleholine liposomes. Biophys. Chem., 88, 165−170.
Chernyshev, A., K.M.Armstrong, S.Cukierman. (2003) Proton transfer ingramicidin channels is modulated by the thickness of monoglyceride bilayers. Biophys. J., 84, 238−250.
Mobashery, N., C. Nielsen, O.S.Andersen. (1997) The conformational preferenceof gramicidin channels is a function of lipid bilayer thickness. FEBS Lett., 412, 15−20.
Arndt, H.D., A. Knoll, U.Koert. (2001) Synthesis of minigramicidin ion channelsand test of their hydrophobic match with the membrane. Chembiochem., 2,221−223.
Weber, M.E., P.H.Schlesinger, G.W.Gokel. (2005) Dynamic assessment ofbilayer thickness by varying phospholipid and hydraphile synthetic channel chain lengths. J. Am. Chem. Soc., 127, 636−642.
Lee, A.G. (2004) How lipids affect the activities of integral membrane proteins.
Biochim. Biophys. Acta, 1666, 62−87.
Lee, M.T., F.Y.Chen, H.W.Huang. (2004) Energetics of pore formation inducedby membrane active peptides. Biochemistry, 43, 3590−3599.
Apell, H.J., E. Bamberg, P.Lauger. (1979) Effects of surface charge on theconductance of the gramicidin channel. Biochim. Biophys. Acta, 552, 369−378.
Zakharov, S.D., J.B.Heymann, Y.L.Zhang, W.A.Cramer. (1996) Membranebinding of the colicin El channel: activity requires an electrostatic interaction of intermediate magnitude. Biophys. J., 70, 2774−2783.
Lundbaek, J.A., A.M.Maer, O.S.Andersen. (1997) Lipid bilayer electrostaticenergy, curvature stress, and assembly of gramicidin channels. Biochemistry, 36, 5695−5701.
Martin, S.J., C.P.Reutelingsperger, A.J.McGahon, J.A.Rader, R.C.van Schie,
D.M.LaFace, D.R.Green. (1995) Early redistribution of plasma membrane phosphatidylserine is a general feature of apoptosis regardless of the initiating stimulus: inhibition by overexpression of Bcl-2 and Abl. J. Exp. Med., 182, 1545−1556.
Kagan, V.E., G.G.Borisenko, B.F.Serinkan, Y.Y.Tyurina, V.A.Tyurin, J. Jiang,
S.X.Liu, A.A.Shvedova, J.P.Fabisiak, W. Uthaisang, B.Fadeel. (2003) Appetizing rancidity of apoptotic cells for macrophages: oxidation, externalization, and recognition of phosphatidylserine. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol., 285, LI-17.
Mcintyre, J.C., R.G.Sleight. (1991) Fluorescence assay for phospholipidmembrane asymmetry. Biochemistry, 30, 11 819−11 827.
Muller, P., S. Schiller, T. Wieprecht, M. Dathe, A.Herrmann. (2000) Continuousmeasurement of rapid transbilayer movement of a pyrene-labeled phospholipid analogue. Chem. Phys. Lipids, 106, 89−99.
Epand, R.F., J.C.Martinou, S. Montessuit, R.M.Epand. (2003) Transbilayer lipiddiffusion promoted by Bax: implications for apoptosis. Biochemistry, 42, 14 576−14 582.
Kol, M.A., A.N.van Laak, D.T.Rijkers, J.A.Killian, A.I.de Kroon, B. de Kruijff.2003) Phospholipid flop induced by transmembrane peptides in model membranes is modulated by lipid composition. Biochemistry, 42, 231 237.
Valiyaveetil, F.I., Y. Zhou, R.MacKinnon. (2002) Lipids in the structure, folding, and function of the KcsA K+ channel. Biochemistry, 41, 1 077 110 777.
Cramer, W.A., J.B.Heymann, S.L.Schendel, B.N.Deriy, F.S.Cohen, P.A.Elkins,
C.V.Stauffacher. (1995) Structure-function of the channel-forming colicins. Annual Review of Biophysics & Biomolecular Structure, 24, 611−641.
Lakey, J.H., S.L.Slatin. (2001) Pore-forming colicins and their relatives. Curr
Top Microbiol. Immunol., 257, 131−161.
Bullock, J.O., F.S.Cohen, J.R.Dankert, W.A.Cramer. (1983) Comparison of themacroscopic and single channel conductance properties of colicin El and its COOH-terminal tryptic peptide. J. Biol. Chem., 258, 9908−9912.
Musse, A.A., J. Wang, G.P.Deleon, G.A.Prentice, E. London, A.R.Merrill. (2006)
Scanning the membrane-bound conformation of helix 1 in the colicin El channel domain by site-directed fluorescence labeling. J. Biol. Chem., 281, 885−95.
Elkins, P.A., H.Y.Song, W.A.Cramer, C.V.Stauffacher. (1994) Crystallizationand characterization of colicin El channel-forming polypeptides. Proteins, 19, 150−157.
Elkins, P., A. Bunker, W.A.Cramer, C.V.Stauffacher. (1997) A mechanism fortoxin insertion into membranes is suggested by the crystal structure of the channel-forming domain of colicin El. Structure, 5, 443−458.
Heymann, J.B., S.D.Zakharov, Y.L.Zhang, W.A.Cramer. (1996)
Characterization of electrostatic and nonelectrostatic components of protein—membrane binding interactions. Biochemistry, 35, 2717−2725.
Zakharov, S.D., M. Lindeberg, Y. Griko, Z. Salamon, G. Tollin, F.G.Prendergast,
W.A.Cramer. (1998) Membrane-bound state of the colicin El channel domain as an extended two-dimensional helical array. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95, 4282−4287.
Zakharov, S.D., M. Lindeberg, W.A.Cramer. (1999) Kinetic description ofstructural changes linked to membrane import of the colicin El channel protein. Biochemistry, 38, 11 325−11 332.
Lindeberg, M., S.D.Zakharov, W.A.Cramer. (2000) Unfolding pathway of thecolicin El channel protein on a membrane surface. J. Mol. Biol, 295, 679−692.
Slatin, S.L., X.Q.Qiu, K.S.Jakes, A.Finkelstein. (1994) Identification of atranslocated protein segment in a voltage-dependent channel. Nature, 371, 158−161.
Jakes, K.S., P.K.Kienker, A.Finkelstein. (1999) Channel-forming colicins: translocation (and other deviant behaviour) associated with colicin la channel gating. Q. Rev. Biophys., 32, 189−205.
Tory, M.C., A.R.Merrill. (1999) Adventures in membrane protein topology. Astudy of the membrane-bound state of colicin El .J. Biol. Chem., 274, 24 539−24 549.
Kienker, P.K., X. Qiu, S.L.Slatin, A. Finkelstein, K.S.Jakes. (1997)
Transmembrane insertion of the colicin la hydrophobic hairpin. J. Membr. Biol., 157, 27−37.
Zakharov, S.D., T.I.Rokitskaya, V.L.Shapovalov, Y.N.Antonenko,
W.A.Cramer. (2002) Tuning the membrane surface potential for efficient toxin import. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 8654−8659.
Shirabe, K., F.S.Cohen, S. Xu, A.A.Peterson, J.W.Shiver, A. Nakazawa,
W.A.Cramer. (1989) Decrease of anion selectivity caused by mutation of Thr501 and Gly502 to Glu in the hydrophobic domain of the colicin El channel. J. Biol. Chem., 264, 1951−1957.
Bullock, J.O., E.R.Kolen, J.L.Shear. (1992) Ion selectivity of colicin El: II.
Permeability to organic cations. J. Membr. Biol, 128, 1−16.
Raymond, L., S.L.Slatin, A.Finkelstein. (1985) Channels formed by colicin Elin planar lipid bilayers are large and exhibit pH-dependent ion selectivity. J. Membr. Biol., 84, 173−181.
Uratani, Y., W.A.Cramer. (1981) Reconstitution of colicin El intodimyristoylphosphatidylcholine membrane vesicles. J. Biol. Chem., 256, 4017−4023.
Kayalar, C., N.Duzgunes. (1986) Membrane action of colicin El: detection bythe release of carboxyfluorescein and calcein from liposomes. Biochim. Biophys. Acta, 860, 51−56.
Merrill, A.R., W.A.Cramer. (1990) Identification of a voltage-responsivesegment of the potential-gated colicin El ion channel. Biochemistry, 29, 8529−8534.
Bruggemann, E.P., C.Kayalar. (1986) Determination of the molecularity of thecolicin El channel by stopped-flow ion flux kinetics. Proc. Natl. Acad. Set USA, 83, 4273−4276.
Peterson, A.A., W.A.Cramer. (1987) Voltage-dependent, monomeric channelactivity of colicin El in artificial membrane vesicles. J. Membrane. Biol., 99, 197−204.
Slatin, S.L. (1988) Colicin El in planar lipid bilayers. Int. J. Biochem., 20, 737 744.
Levinthal, F., A.P.Todd, W.L.Hubbell, C.Levinthal. (1991) A single trypticfragment of colicin El can form an ion channel: stoichiometry confirms kinetics. Proteins, 11, 254−262.
Bullock, J.O. (1992) Ion selectivity of colicin El: modulation by pH andmembrane composition. J. Membr. Biol., 125, 255−271.
Schendel, S.L., Z. Xie, M.O.Montal, S. Matsuyama, M. Montal, J.C.Reed. (1997).
Channel formation by antiapoptotic protein Bcl-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94,5113−5118.
Chernomordik, L.V., S.S.Vogel, A. Sokoloff, H.O.Onaran, E.A.Leikina,
J.Zimmerberg. (1993) Lysolipids reversibly inhibit Ca (2+)-, GTP- and pH-dependent fusion of biological membranes. FEBS Lett., 318, 71−76.
Chizmadzhev, Y.A., D.A.Kumenko, P.I.Kuzmin, L.V.Chernomordik,
J.Zimmerberg, F.S.Cohen. (1999) Lipid flow through fusion pores connecting membranes of different tensions. Biophys. J., 76, 2951−2965.
Chizmadzhev, Y.A. (2004) The mechanisms of lipid-protein rearrangementsduring viral infection. Bioelectrochemistry, 63, 129−136.
Kleinschmidt, J.H., L.K.Tamm. (2002) Structural transitions in short-chain lipidassemblies studied by (31)P-NMR spectroscopy. Biophys. J., 83, 9 941 003.
Lee, M.T., W.C.Hung, F.Y.Chen, H.W.Huang. (2005) Many-Body Effect of
Antimicrobial Peptides: On the Correlation Between Lipid’s Spontaneous Curvature and Pore Formation. Biophys. J., 89, 4006−4016.
Chen, Z. R.P.Rand. (1997) The influence of cholesterol on phospholipidmembrane curvature and bending elasticity. Biophys. J., 73, 267−276.
Hung, W.C., F.Y.Chen, H.W.Huang. (2000) Order-disorder transition inbilayers of diphytanoyl phosphatidylcholine. Biochim. Biophys. Acta, 1467, 198−206.
Epand, R.F., N. Umezawa, E.A.Porter, S.H.Gellman, R.M.Epand. (2003)1.teractions of the antimicrobial beta-peptide beta-17 with phospholipid vesicles differ from membrane interactions of magainins. Eur. J. Biochem, 270, 1240−1248.
Cleveland, M.V., S. Slatin, A. Finkelstein, C.Levinthal. (1983) Structure-functionrelationships for a voltage-dependent ion channel: properties of COOH-terminal fragments of colicin El. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 80, 37 063 710.
Bishop, L.J., F.S.Cohen, V.L.Davidson, W.A.Cramer. (1986) Chemicalmodification of the two histidine and single cysteine residues in the channel-forming domain of colicin El .J. Membr. Biol., 92, 237−245.
Liu, Q.R., V. Crozel, F. Levinthal, S. Slatin, A. Finkelstein, C.Levinthal. (1986) Avery short peptide makes a voltage-dependent ion channel: the critical length of the channel domain of colicin El. Proteins, 1, 218−229.
Krasilnikov, O.V., R.Z.Sabirov, V.I.Ternovsky, P.G.Merzliak,
J.N.Muratkhodjaev. (1992) A simple method for the determination of the pore radius of ion channels in planar lipid bilayer membranes. FEMS Microbiol. Immunol, 5, 93−100.
Krasilnikov, O.V., J.B.Da Cruz, L.N.Yuldasheva, W.A.Varanda, R.A.Nogueira.1998) A novel approach to study the geometry of the water lumen of ion channels: colicin la channels in planar lipid bilayers. J. Membr. Biol, 161, 83−92.
Vodyanoy, I., S.M.Bezrukov. (1992) Sizing of an ion pore by access resistancemeasurements. Biophys. J., 62, 10−11.
MerzlyakJP.G., L.N.Yuldasheva, C.G.Rodrigues, C.M.Carneiro,
O.V.Krasilnikov, S.M.Bezrukov. (1999) Polymeric nonelectrolytes to probe pore geometry: application to the alpha-toxin transmembrane channel. Biophys. J., 77, 3023−3033.
Красильников, О.В., Ж. Б. Де Круз, Р. А. Ногуейра. (1998) Как измеритьдиаметр каждого входа у ионного канала, регистрируя только его проводимость? Биофизика, 43, 299−303.
Alcaraz, A., E.M.Nestorovich, M. Aguilella-Arzo, V.M.Aguilella, S.M.Bezrukov. (2004) Salting out the ionic selectivity of a wide channel: the asymmetry of OmpF. Biophys. J., 87, 943−957.
Красильников, О.В., В. И. Терновский, В. З. Сабиров, Р. К. Зарипова,
Б.А.Ташмухамедов. (1986) Катион-анионная селективность стафилотоксиновых каналов в липидном бислое. Биофизика, 31, 606−610.
Borisenko, V., M.S.Sansom, G.A.Woolley. (2000) Protonation of lysineresidues inverts cation/anion selectivity in a model channel. Biophys. J., 78, 1335−1348.
Starostin, A.V., R. Butan, V. Borisenko, D. AJames, H. Wenschuh, M.S.Sansom,
G.A.Woolley. (1999) An anion-selective analogue of the channel-forming peptide alamethicin. Biochemistry, 38, 6144−6150.
Bredin, J., N. Saint, M. Mallea, D E, G. Molle, J.M.Pages, V.Simonet. (2002)
Alteration of pore properties of Escherichia coli OmpF induced by mutation of key residues in anti-loop 3 region. Biochem. J., 363, 521 528.
Garcia-Saez, A.J., M. Coraiola, S.M.Dalla, I. Mingarro, G. Menestrina, J.Salgado.2005) Peptides derived from apoptotic Bax and Bid reproduce the poration activity of the parent full-length proteins. Biophys. J., 88, 39 763 990.
Rostovtseva, T.K., V.M.Aguilella, I. Vodyanoy, S.M.Bezrukov, V.A.Parsegian.1998) Membrane surface-charge titration probed by gramicidin A channel conductance. Biophys. J., 75, 1783−1792.
Aguilella, V.M., S.M.Bezrukov. (2001) Alamethicin channel conductancemodified by lipid charge. Eur. Biophys. J., 30, 233−241.
Bezrukov, S.M., I.Vodyanoy. (1993) Probing alamethicin channels with water-soluble polymers. Effect on conductance of channel states. Biophys. J., 64, 16−25.
Ropele, M., G.Menestrina. (1989) Electrical properties and moleculararchitecture of the channel formed by Escherichia coli hemolysin in planar lipid membranes. Biochim. Biophys. Acta, 985, 9−18.
Rostovtseva, T.K., E.M.Nestorovich, S.M.Bezrukov. (2002) Partitioning ofdifferently sized poly (ethylene glycol) s into OmpF porin. Biophys. J., 82, 160−169.
Menestrina, G., S.M.Dalla, M. Comai, M. Coraiola, G. Viero, S. Werner,
D.A.Colin, H. Monteil, G.Prevost. (2003) Ion channels and bacterial infection: the case of beta-barrel pore-forming protein toxins of Staphylococcus aureus. FEBSLett., 552, 54−60.
Zemel, A., D.R.Fattal, A. Ben Shaul. (2003) Energetics and self-assembly ofamphipathic peptide pores in lipid membranes. Biophys. J., 84, 22 422 255.
Qiu, X.Q., K. SJakes, P.K.Kienker, A. Finkelstein, S.L.Slatin. (1996) Majortransmembrane movement associated with colicin la channel gating. J. Gen. Physiol., 107, 313−328.
Qiu, X.Q., K. SJakes, A. Finkelstein, S.L.Slatin. (1994) Site-specificbiotinylation of colicin la. A probe for protein conformation in the membrane. J. Biol. Chem., 269, 7483−7488.
Kienker, P.K., K.S.Jakes, A.Finkelstein. (2000) Protein translocation acrossplanar bilayers by the colicin la channel-forming domain: where will it end? J. Gen. Physiol., 116, 587−598.
Zakharov, S.D., W.A.Cramer. (2002) Insertion intermediates of pore-formingcolicins in membrane two- dimensional space. Biochimie, 84, 465−475.
Schibli, D.J., R.F.Epand, H.J.Vogel, R.M.Epand. (2002) Tryptophan-richantimicrobial peptides: comparative properties and membrane interactions. Biochem. Cell Biol., 80, 667−677.
Rokitskaya, T.I., M. Block, Y.N.Antonenko, E.A.Kotova, P.Pohl. (2000)
Photosensitizer binding to lipid bilayers as a precondition for the photoinactivation of membrane channels. Biophys. J., 78, 2572−2580.
Rokitskaya, T.I., S.D.Zakharov, Y.N.Antonenko, E.A.Kotova, W.A.Cramer.2001) Tryptophan-dependent sensitized photoinactivation of colicin El channels in bilayer lipid membranes. FEBSLett., 505, 147−150.
Verza, G., L.Bakas. (2000) Location of tryptophan residues in free andmembrane bound Escherichia coli alpha-hemolysin and their role on the lytic membrane properties. Biochim. Biophys. Acta, 1464, 27−34.
Malovrh, P., A. Barlic, Z. Podlesek, P. Macek, G. Menestrina, G.Anderluh. (2000)
Structure-function studies of tryptophan mutants of equinatoxin II, a sea anemone pore-forming protein. Biochem. J., 346 Pt 1, 223−232.
Valenzeno, D.P., M.Tarr. (1991) Membrane Photomodification and its Use to
Study Reactive Oxygen Effects. In Photochemistry and Photophysics. J.F.Rabek, editor. CRC Press, Boca Raton, Ann Arbor, Boston, 137−191.
Ehrenberg, B., J.L.Anderson, C.S.Foote. (1998) Kinetics and yield of singletoxygen photosensitized by hypericin in organic and biological media. Photochem. Photobiol., 68, 135−140.
Krasnovsky, A.A., Jr. (1998) Singlet molecular oxygen in photobiochemical systems: IR phosphorescence studies. Membr. Cell Biol, 12, 665−690.1141. Ц)
Suga, H., K. Shirabe, T. Yamamoto, M. Tasumi, M. Umeda, C. Nishimura,
A.Nakazawa, M. Nakanishi, Y.Arata. (1991) Structural analyses of a channel-forming fragment of colicin El incorporated into lipid vesicles. Fourier-transform infrared and tryptophan fluorescence studies. J. Biol. Chem., 266, 13 537−13 543.
Palmer, L.R., A.R.Merrill. (1994) Mapping the membrane topology of theclosed state of the colicin El channel. J. Biol. Chem., 269, 4187−4193.
Malenbaum, S.E., A.R.Merrill, E.London. (1998) Membrane-inserted colicin Elchannel domain: a topological survey by fluorescence quenching suggests that model membrane thickness affects membrane penetration. J. Nat. Toxins, 7, 269−290.
Tory, M, C., A.R.Merrill. (2002) Determination of membrane protein topologyby red-edge excitation shift analysis: application to the membrane-bound colicin El channel peptide. Biochim. Biophys. Acta, 1564, 435−448.
Savige, W.E., A.Fontana. (1977) Modification of tryptophan to oxindolylalanineby dimethyl sulfoxide- hydrochloric acid. Methods Enzymol., 47, 442 453.
Lundblad, R.L., C.M.Noyes. (1985) Chemical modification of tryptophan. In
Chemical reagents for protein modification. CRC Press, Inc., Boca Raton, Florida. 47−71.
Spande, T.F., B. Witkop, Y. Degani, A.Patchornik. (1970) Selective cleavage andmodification of peptides and proteins. Adv. Protein Chem., 24, 97−260.
Carr, A.C., C.C.Winterbourn, J.J.van den Berg. (1996) Peroxidase-mediatedbromination of unsaturated fatty acids to form bromohydrins. Arch. Biochem. Biophys., 327, 227−233.
Panasenko, O.M., H. Spalteholz, J. Schiller, J.Arnhold. (2003) Myeloperoxidaseinduced formation of chlorohydrins and lysophospholipids from unsaturated phosphatidylcholines. Free Radic. Biol. Med., 34, 553−562.

Заполнить форму текущей работой