Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Фосфорилирование киназы легких цепей миозина и белка KRP в регуляции сократительной активности гладких мышц

Диссертация: Фосфорилирование киназы легких цепей миозина и белка KRP в регуляции сократительной активности гладких мышц
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Вместе с тем, ни активирующий эффект фосфорилирования КЛЦМ МАР-киназами, ни изменения степени фосфорилирования соответствующих остатков КЛЦМ в ткани не представляются очень глубокими. По-видимому, роль фосфорилирования КЛЦМ в тоническом сокращении носит достаточно модуляторный характер и не вносит значительного вклада как, например, фосфорилирование кальдесмона. Тем не менее, полученные… Читать ещё >

Фосфорилирование киназы легких цепей миозина и белка KRP в регуляции сократительной активности гладких мышц (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Ультраструктура сократительного аппарата гладких мышц и немышечных клеток
    • 1. 1. Миозин как основная мишень КЛЦМ и KRP
  • 2. Генетический локус КЛЦМ
  • 3. Киназа легких цепей миозина
    • 3. 1. Субстратная специфичность КЛЦМ и кинетика фосфорилирования РЛЦ
    • 3. 2. Каталитический домен
    • 3. 3. Регуляторный сегмент
    • 3. 4. Участки связывания актина и миозина
    • 3. 5. Повторяющиеся структурные элементы
    • 3. 6. Модель функционирования КЛЦМ в клетке
  • 4. Л-КЛЦМ
  • 5. KRP
  • 6. Фосфорилирование продуктов генетического локуса КЛЦМ
    • 6. 1. Фосфорилирование /-КЛЦМ
    • 6. 2. Фосфорилирование KRP
  • 7. Общие принципы регуляции сокращения гладких мышц
  • МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
  • 1. Материалы
  • 2. Методы
    • 2. 1. Биохимические методы. t 2.1.1 .Определение концентрации белков
      • 2. 1. 2. Приготовление образцов тканей для электрофореза
      • 2. 1. 3. Электрофорез белков в ПААГ и денситометрия
    • 2. 1. АИммуноблоттинг
      • 2. 1. 5. Коседиментационный анализ
        • 2. 1. 6. 0. пределение активности КЛЦМ
      • 2. 1. 7. Фосфорилирование белков in vitro
      • 2. 1. 8. Фосфоаминокислотный анализ
      • 2. 1. 9. Двумерное фосфопептидное картирование
      • 2. 1. 10. Аффинная очистка антител R5 и R
      • 2. 1. 11. Очистка рекомбинантных белков
        • 2. 1. 11. 1. KRP
        • 2. 1. 11. 2. GST-содержащие белки
        • 2. 1. 11. 3. МВР-содержащие белки
        • 2. 1. 11. 4. Швб-содержащие белки
      • 2. 1. 12. Выделение актина из скелетных мышц
      • 2. 1. 13. Получение нативных миофиламентов
    • 2. 2. Молекулярно-биологические методы
      • 2. 2. 1. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)
      • 2. 2. 2. Генетическое конструирование фрагмента N75 для бактериальной экспрессии
      • 2. 2. 3. Введение точечных аминокислотных замен
        • 2. 2. 3. 1. Получение мутанта KRP S13>A
        • 2. 2. 3. 2. Получение мутанта N75 Т43>А
      • 2. 2. 4. Трансформация клеток Е. col
      • 2. 2. 5. Выделение плазмидной ДНК из клеток Е. col
      • 2. 2. 6. Бакгериальная экспрессия рекомбинантных белков
    • 2. 3. Физиологические измерения
  • РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ
  • 1. Участки фосфорилирования KRP-домена КЛИМ
    • 1. 1. Определение участка, фосфорилируемого p42/44erk1,2 и р38 МАР-киназами в KRP-домене КЛЦМ
    • 1. 2. Фосфо- и сайтоспецифичные антитела против КЛЦМ
  • 2. Фосфорилирование КЛЦМ и KRP в фазных гладких мышцах. t 2.1. Форболовый эфир вызывает активацию МАР-киназ в фазных гладких мышцах
    • 2. 2. Динамика фосфорилирования Ser13 и Ser19 KRP при сокращении и расслаблении фазных гладких мышц
    • 2. 3. Уровень эндогенного фосфорилирования Ser и Ser19 KRP in vivo
    • 2. 4. Фосфорилирование KRP р21-активируемой киназой in vitro
    • 2. 5. Фосфорилирование KRP не влияет на его взаимодействие с миозином и нативными миофиламентами
    • 2. 6. Фосфорилирование KRP-домена не влияет на взаимодействие
  • КЛЦМ с миозином
    • 2. 7. Дифференциальная экстракция фосфорилированных KRP и
  • КЛЦМ из гладкомышечной ткани
  • 3. Фосфорилирование КЛЦМ в тонических гладких мышцах
    • 3. 1. PDBu-зависимое сокращение тонической гладкой мышцы зависит от активации МАР-киназ
    • 3. 2. Влияние фосфорилирования p44eikl МАР-киназой in vitro на ферментативную активность КЛЦМ
    • 3. 3. Фосфорилирование КЛЦМ при PDBu-стимулируемом сокращении тонических мышц
    • 3. 4. Определение остатка, фосфорилируемого МАР-киназами, в N-концевой области КЛЦМ
    • 3. 5. Эффект фосфорилирования Thr43 КЛЦМ МАР-киназами
      • 3. 5. 1. Влияние фосфорилирования Thr43 на связывание N75 с актином
      • 3. 5. 2. Взаимодействие N75 с кальмодулином и эффект фосфорилирования Thr
    • 3. 6. Фосфорилирование
  • КЛЦМ МАР-киназой ослабляет ее взаимодействие с актином и нативными миофиламентами
  • ОБСУЖДЕНИЕ
  • Фосфорилирование как способ модуляции сокращения гладких мышц
  • Роль МАР-киназ
  • Фосфорилирование KRP и десенситизация фазной мускулатуры
  • Фосфорилирование КЛЦМ и сенситизация тонических мышц

В клетках эукариот Са2+ является ключевым компонентом многих сигнальных путей и инициирует целый ряд внутриклеточных процессов, в том числе зависимых от миозина II типа. Возрастание концентрации свободного Са2+ в цитоплазме ([Са2+]0 играет ведущую роль в инициации сокращения в мышечных тканях и активации подвижности в немышечных клетках. В скелетных и сердечной мышцах Са2+ связывается с тропониновым комплексом, расположенным на тонких актин-тропомиозиновых филаментах, что «включает» тонкие филамен-ты и позволяет им связываться с саркомерным миозином и активировать сокращение. Напротив, в гладкой мускулатуре и немышечных клетках первичным акцептором кальциевого сигнала является низкомолекулярный белок кальмодулин (СаМ), который далее связывает и активирует актомиозин-связанные регуляторные белки — киназу легких цепей миозина (КЛЦМ) и кальдесмон. Миозин гладких мышц и немышечных клеток находится в неактивной форме и требует дополнительной активации фосфорилированием. Основным ферментом, осуществляющим фосфорилирование и активацию миозина является КЛЦМ, тогда как кальдесмон «включает» тонкие филаменты аналогично тропониновому комплексу. (Воротников и соавт., 2002; Кашш and Grange, 1996; Sellers and Adelstein, 1987; Somlyo and Somlyo, 1994).

В геноме высших позвоночных обнаружено два гена КЛЦМ (Guerriero et al., 1986; Roush et al., 1988). Один кодирует КЛЦМ, экспрессирующуюся исключительно в сердечной и скелетных мышцах (уйКЛЦМ) (Nunnally and Stull, 1984). Другой представляет собой сложно организованный генетический локус, кодирующий несколько белковых продуктов: высокомолекулярную (А-КЛЦМ) и низкомолекулярную (/-КЛЦМ) изоформы КЛЦМ, а также мио-зин-связывающий белок KRP, не обладающий протеинкиназной активностью (Watterson et al., 1995). Все три продукта генетического локуса КЛЦМ используют единую рамку считывания и общий стоп-кодон. Как следствие такой организации, А-КЛЦМ содержит уникальный N-концевой домен, тогда как ее С-концевая часть полностью включает в себя последовательность /-КЛЦМ. С-концевые последовательности обеих КЛЦМ идентичны последовательности белка KRP. Как показали исследования последних лет, функция KRP также тесно связана с регуляцией активности миозина, хотя механизм действия KRP до конца не ясен.

В дополнение к прямому участию Са2+/СаМ, фосфорилирование белковых продуктов генного локуса КЛЦМ обеспечивает тонкую регуляцию внутриклеточной активности белковых продуктов генного локуса КЛЦМ. В последнее время появились данные об активации /-КЛЦМ ее фосфорилированием пролин-направленными протеинкиназами и о роли фосфори-лирования KRP в регуляции расслабления гладких мышц. Кроме того, предыдущее исследование, проведенное в нашей лаборатории (Крымский, 2001), показало, что развитие тонического сокращения гладких мышц сосудов может быть связано с отсутствием в этой ткани KRP и увеличением степени фосфорилирования КЛЦМ, тогда как отсутствие такой реакции у фазной висцеральной мускулатуры может объясняться наличием в этой ткани KRP и/или отсутствием фосфорилирования КЛЦМ. В то же время, остались неясными ни внутриклеточный механизм проведения сигнала к фосфорилированию этих белков, ни ключевые модифицируемые остатки, ни биологический смысл их фосфорилирования.

Данная работа сфокусирована на изучение значимости фосфорилирования КЛЦМ и KRP и использует как основу упомянутую сравнительную модель фазных и тонических мышц. В тонической мускулатуре мы выявили прямой вклад МАР-киназ в обеспечение тонического ответа при пониженной [Ca2+]i и установили участки, фосфорилируемые в КЛЦМ МАР-киназами in vivo и in vitro. Нами определены вероятные регуляторные последствия фосфорилирования КЛЦМ МАР-киназой, установлена корреляция между фосфорилиро-ванием KRP и расслаблением фазной мускулатуры. Полученные результаты существенно расширяют понимание внутриклеточных механизмов функционирования белковых продуктов генного локуса КЛЦМ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

105 ВЫВОДЫ.

1. Установлено, что одновременное ингибирование каскадов p42/p44ericU и р38 МАР-кнназ в 2 раза снижает развитие тонического сокращения гладких мышц сосудов при активации протеинкиназы С.

2. In vitro МАР-киназы фосфорилируют остатки Thr43 и Ser834 КЛЦМ и единственный Ser19 KRP, соответствующий Ser834 КЛЦМ.

3. Тоническое сокращение, вызванное PDBu, сопровождается фосфорилированием КЛЦМ по Thr43 и Ser828, но не Ser834. При сокращении-расслаблении фазной мускулатуры степень фосфорилирования Ser19 KRP не изменяется и составляет 30%, но фосфорилирование остатка Ser13 возрастает от 25 до 100% и коррелирует с расслаблением.

4. Фосфорилирование МАР-киназой активирует КЛЦМ в 1,5−2 раза и ослабляет связывание КЛЦМ с сократительной системой в гладких мышцах. Фосфорилирование по Thr43 снижает связывание КЛЦМ с актином и миофиламентами in vitro, тогда как фосфорилирование Ser834 не изменяет связывания КЛЦМ с миозином.

5. Сделан вывод о том, что фосфорилирование КЛЦМ может вносить вклад в повышение Са2±чувствительности и развитие тонического сокращения гладких мышц, тогда как фосфорилирование Ser13 KRP связано с расслаблением фазной мускулатуры.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Выражаю глубокую благодарность моему научному руководителю Воротникову Александру Вячеславовичу за постоянную подцержку и неоценимую помощь в проведении данной работы.

Я искренне признателен моему научному консультанту профессору Ширинскому Владимиру Павловичу за помощь и участие в обсуждении полученных данных.

Сердечно благодарю своих коллег к.б.н. М. А. Крымского, Т. В. Кудряшову, А. В. Чадина, E.JI. Вилиткевич, к.б.н. Т. А. Никоненко, к.б.н. О. В. Степанову, Д. В. Серебряную, к.б.н. AJI. Брянцева за советы и помощь в проведении ряда экспериментов.

Выражаю признательность всем бывшим и настоящим сотрудникам лабораторий молекулярной эндокринологии и клеточной подвижности за доброжелательность и создание в коллективе дружеской атмосферы.

Благодарю своих родных за веру, терпение и помощь, оказанную при подготовке работы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Способность к тоническому сокращению является отличительной чертой ряда гладких мышц, выделяемых по этому признаку в группу тонических. Для них характерно функционирование механизмов повышения чувствительности сократительного ответа к внутриклеточной концентрации Са2+, т. е. Са2±сенситизации. Напротив, к фазным мышцам относятся ткани, сокращающиеся преимущественно за счет Сазависимых механизмов, способные.

А. к эффективному расслаблению и обладающие развитыми механизмами Садесенситизации.

В настоящей работе была исследована предполагаемая роль фосфорилирования КЛЦМ и KRP в модуляции сократительного ответа гладких мышц. Мы показали, что один из механизмов Са2±сенситизации сокращения тонических гладких мышц сосудов включает активацию протеинкиназы С и МАР-киназ, что приводит к фосфорилированию КЛЦМ, ее частичной диссоциации от филаментов актина и активации. Этот механизм не функционирует в фазной гладкой мускулатуре, где, напротив, повышенные экспрессия и фосфорилирование KRP обеспечивают отсутствие тонического сокращения и вносят вклад в расслабление.

Следует подчеркнуть, что роль Са2+ в развитии сокращения гладких мышц является первостепенной. Сенситизация ткани приводит к поддержанию достигнутой силы сокращения на определенном уровне после снижения [Ca2+]i вплоть до околобазального уровня. Отсутствие сенситизации в фазной мускулатуре определяет ее расслабление при снижении [Ca2+]j, и этот процесс ускоряется при включении механизмов Са2±десенситизации.

В настоящее время описан целый ряд механизмов Са2±сенситизации гладких мышц. Все они основаны на активации внутриклеточных каскадов, сопрягающих связывание аго-нистов с рецепторами клеточной мембраны с изменением активности регуляторных белков сократительного аппарата гладкомышечной клетки путем их фосфорилирования (рис. 27). Рецептор-зависимая активация мономерного G-белка Rho и активируемой им Rho-киназы считается в настоящее время основным физиологическим механизмом сенситизации. Другой путь предполагает участие Са2±независимых изоформ РКС. Как показано на рис. 27А активируемые Rho и РКС каскады разветвляются и могут частично конвергировать на уровне белка CPI-17. Фосфорилирование CPI-17 под действием РКС, Rho-киназы, а также зависимых от них ZIP-киназы и PKN, сообщает CPI-17 способность ингибировать ФЛЦМ, что приводит к повышению уровня фосфорилирования РЛЦ миозина и его Санезависимой активации. Иным способом ингибирования ФЛЦМ является прямое фосфорилирование ее миозин-связывающей субъединицы под действием Rho-киназы и РКС. Функционирование этих путей и их существенный вклад в Са2±сенситизацию тонических гладких мышц были убедительно продемонстрированы в течение последнего десятилетия.

А: тоническая мускулатура.

Б: фазная мускулатура мембрана 2 мембрана ^ сокращение расслабление.

Рис. 27. Предполагаемые механизмы регуляция сократительной активности тонических (А) и фазных (Б) гладких мыши. Красным цветом выделены компоненты, исследованные в настоящей работе, остальные сигнальные механизмы показаны темным цветом. В тонической мускулатуре преобладают агонист-зави-снмые механизмы модуляция сократительного ответа, а в сокращении фазных мышц основную роль играет Са~-кальмодулин. Коричневым выделены сигнальные пути, связанные с кальдесмоном и фосфорилированием миозина, синим — связанные с регуляцией дефосфорилирования миозина. Белок CP 1−17 экспрессируется в тонических мышцах, тогда как KRP специфичен для фазной ткани. Детали и обсуждение см. в тексте. Фск — форсколинАС — аденилатциклазаР — остаток фосфатаR. — рецепторМАРК — МАР-киназыRhoK Rho-киназаPK.N — протеинкиназа N, гомолог Rho-киназыZ1PK — zipper-interacting protein kinase, ZIP-киназа,.

В настоящее время не вызывает сомнений, что активация РКС приводит к стимуляции эндогенных МАР-киназных каскадов. Однако, роль МАР-киназ в Са2±сенситизации гладко-мышечного сокращения была изучена крайне слабо и поэтому стала предметом ряда исследований нашей лаборатории. Так, в диссертационной работе М. А. Крымского (2001) установлено, что фосфорилирование кальдесмона и КЛЦМ коррелирует с активацией МАР-киназ и развитием тонического сокращения. Фосфорилирование кальдесмона МАР-киназой in vitro приводит к устранению ингибирования им актиновых филаментов и повышению активности актомиозина. Эти данные позволили постулировать участие МАР-киназ в Са2±сенситизации сокращения посредством инактивации кальдесмона (рис. 27, А).

В настоящей работе с помощью ингибиторного анализа мы продемонстрировали, что МАР-киназы участвуют в Са2±сенситизации тонического сокращения. Мы детально исследовали фосфорилирование КЛЦМ при тоническом сокращении гладких мышц и показали, как оно стимулирует внутриклеточную активность КЛЦМ. Это позволяет нам рассматривать КЛЦМ как одну из мишеней МАР-киназ, имеющей отношение к Са2±сенситизации гладко-мышечного сокращения (рис. 27, А).

Вместе с тем, ни активирующий эффект фосфорилирования КЛЦМ МАР-киназами, ни изменения степени фосфорилирования соответствующих остатков КЛЦМ в ткани не представляются очень глубокими. По-видимому, роль фосфорилирования КЛЦМ в тоническом сокращении носит достаточно модуляторный характер и не вносит значительного вклада как, например, фосфорилирование кальдесмона. Тем не менее, полученные результаты могут иметь крайне важное значение для понимания механизмов клеточной подвижности. По аналогии с кальдесмоном (Goncharova et al., 2002), фосфорилирование КЛЦМ МАР-киназами может происходить интенсивнее в немышечных клетках (Klemke et al., 1997, Nguyen et al., 1998) и иметь прямое отношение к активации сократительного аппарата и регуляции динамики актина (по данным этой работы).

В фазной мускулатуре механизмы РКС-зависимой сенситизации представлены слабо. Фазная мышца не генерирует сокращения в ответ на избирательную стимуляцию РКС, а также не обнаруживает увеличения степени фосфорилирования кальдесмона и КЛЦМ, хотя РКС-зависимая активация МАР-киназ сохраняется (рис. 27, Б). Уровень экспрессии CPI-17 в фазной мускулатуре чрезвычайно низок. Вместе с тем, фазная мышца содержит много KRP, который вызывает Са2±десенситизацию, снижая уровень фосфорилирования РЛЦ миозина и способствуя расслаблению (рис. 27, Б). Повышенное фосфорилирование KRP по остатку Ser13 коррелирует с расслаблением и может быть связано с отсутствием сократительного ответа при стимуляции РКС.

Показать весь текст

Список литературы

  1. , А.В., Крымский, М.А., Ширинский, В.П. (2002) Внутриклеточная сигнализация и фосфорилирование белков при сокращении гладких мышц. Биохимия, 67, 1587−1610.
  2. Т.В. (2002) Экспрессия белка KRP в кардиомиоцитах и его роль в клеточной подвижности. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.
  3. , М.А. (2001) Фосфорилирование регуляторных белков при сокращении гладких мышц. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.
  4. Д.С. (2000) Функциональные свойства продуктов генетического локуса киназы легких цепей миозина. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.
  5. , Д.И. (1986) Легкие цепи миозина и их роль в регуляции мышечного сокращения. Усп. Биол. Химии, 27,74−101.
  6. , М.В., Кудряшов, Д.С., Шехонин, Б.В., Ширинский, В.П. (2000) Функциональные свойства и внутриклеточная локализация высокомолекулярной изоформы киназы легких цепей миозина. Цитология, 42,248−255.
  7. , М.В. (2000) Экспрессия, локализация и фосфорилирование изоформ киназы легких цепей миозина в клетках животных и человека. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.
  8. Abe, М., Hasegawa, К., Hosoya, Н. (1996) Activation of chicken gizzard myosin light chain kinase by Ca2+/calmodulin is inhibited by autophosphorylation. Cell Struct. Funct., 21, 183−188.
  9. Adelstein, R.S., Conti, M.A., Hathaway, D.R., Klee, C.B. (1978) Phosphorylation of smooth muscle myosin light chain kinase by the catalytic subunit of adenosine 3': 5'-monophosphate-dependent protein kinase. J. Biol. Chem., 253, 8347−8350.
  10. Adelstein, R.S., Conti, M.A., Pato, M.D. (1980) Regulation of myosin light chain kinase by reversible phosphorylation and calcium-calmodulin. Ann. NY Acad. Sci., 356,142−150.
  11. Adelstein, R.S., Klee, C.B. (1981) Purification and characterization of smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 256, 7501−7509.
  12. Adelstein, R.S., Klee, C.B. (1982) Purification of smooth muscle myosin light-chain kinase. Meth. Enzymol., 85 Pt B, 298−308.
  13. Araki, Y., Ikebe, M. (1991) Activation of smooth muscle myosin light chain kinase activity by a monoclonal antibody which recognizes the calmodulin-binding region. Biochem. J., 275, 679 684.
  14. Ausio, J., Malencik, D.A., Anderson, S.R. (1992) Analytical sedimentation studies of turkey gizzard myosin light chain kinase and telokin. Biophys. J., 61,1656−1663.
  15. Babij, P., Periasamy, M. (1989) Myosin heavy chain isoform diversity in smooth muscle is produced by differential RNA processing. J. Mol. Biol., 210, 673−679.
  16. Babiychuk, E.B., Babiychuk, V.S., Sobieszek, A. (1995) Modulation of smooth muscle• myosin light chain kinase activity by Ca2+/calmodulin-dependent, oligomeric-type modifications. Biochemistry, 34,6366−6372.
  17. , R.M. (1983) Organization of contractile/cytoskeletal elements. In: Biochemistry of smooth muscle (Stephens, N. L., ed.), CRC Press, Boca Raton, FL, pp. 4−84.
  18. Bagchi, I.C., Huang, Q.H., Means, A.R. (1992a) Identification of amino acids essential for calmodulin binding and activation of smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 267, 3024−9.
  19. Bagchi, I.C., Kemp, B.E., Means, A.R. (1989) Myosin light chain kinase structure function• analysis using bacterial expression. J. Biol. Chem., 264,15 843−15 849.
  20. Bagchi, I.C., Kemp, B.E., Means, A.R. (1992b) Intrasteric regulation of myosin light chain kinase: the pseudosubstrate prototope binds to the active site. Mol. Endocrinol., 6,621−626.
  21. Barany, M. and Barany, K. (1996): Protein phosphorylation during contraction and relaxation. In: Biochemistry of smooth muscle contraction, editted by M. Barany, pp. 321−339.
  22. Bradford M.M. A refined and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 72,248
  23. Cavadore, J.C., Molla, A., Harricane, M.C., Gabrion, J., Benyamin, Y., Demaille, J.G. (1982) Subcellular localization of myosin light chain kinase in skeletal, cardiac, and smooth muscles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79,3475−3479.
  24. Chen, B.-H., Tzen, J.T.C., Bresnick, A.R., Chen, H.-C. (2002) Roles of Rho-associated kinase and myosin light chain kinase in morphological and migratory defects of focal adhesion kinase-null cells. J. Biol. Chem., 277, 33 857−33 863.
  25. Chin, D., Schreiber, J.L., Means, A.R. (1999) Calmodulin kinase II chimeras used to investigate the structural requirements for smooth muscle myosin light chain kinase autoinhibition and calmodulin-dependent activation. Biochemistry, 38,15 061−15 069.
  26. Conti, M.A., Adelstein, R.S. (1981) The relationship between calmodulin binding and phosphorylation of smooth muscle myosin kinase by the catalytic subunit of 3':5' cAMP-dependent protein kinase. J. Biol. Chem., 256, 3178−3181.
  27. Craig, R., Smith, R., Kendrick-Jones, J. (1983) Light-chain phosphorylation controls the conformation of vertebrate non-muscle and smooth muscle myosin molecules. Nature, 302, 436 439.
  28. Cross, R.A., Sobieszek, A. (1985) Influence of smooth muscle myosin conformation on myosin light chain kinase binding and on phosphorylation. FEBS Lett., 188, 367−374.
  29. Dabrowska, R., Aromatorio, D., Sherry, J.M., Hartshorne, D.J. (1977) Composition of the myosin light chain kinase from chicken gizzard. Biochem. Biophys. Res. Commun., 78,1263−1272.
  30. Dabrowska, R, Sherry, J.M., Aromatorio, D.K., Hartshorne, D.J. (1978) Modulator protein as a component of the myosin light chain kinase from chicken gizzard. Biochemistry, 17,253−258.
  31. Dalla Libera, L., Mastroianni, M., Sobieszek, A. (1994) Heterogeneity of smooth muscle myosin light chain kinase. Characterization of isoelectric variants. FEBS Lett., 346,213−216.
  32. Dudek, S.M., Birukov, K.G., Zhan, X., Garcia, J.G.N. (2002) Novel interaction of cortactin with endothelial cell myosin light chain kinase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 298,511−519.
  33. Edelman, A.M., Takio, K., Blumenthal, D.K., Hansen, R.S., Walsh, K.A., Titani, K., Krebs, E.G. (1985) Characterization of the calmodulin-binding and catalytic domains in skeletal muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 260,11 275−11 285.
  34. Edwards, R.A., Walsh, M.P., Sutherland, C., Vogel, H.J. (1998) Activation of calcineurin and smooth muscle myosin light chain kinase by Met-to-Leu mutants of calmodulin. Biochem. J., 331, 149−152.
  35. Fasolo, M., Cavallini, P., Dalla Libera, L. (1991) Heterogeneity of smooth muscle myosin light chain kinase is revealed by anion-exchange high-performance liquid chromatography. Biochem. Biophys. Res. Commun., 175,277−284.
  36. Filenko, A.M., Danilova, V.M., Sobieszek, A. (1997) Smooth muscle myosin light chain kinase, supramolecular organization, modulation of activity, and related conformational changes. Biophys. J., 73, 1593−1606.
  37. Fisher, S.A., Ikebe, M. (1995) Developmental and tissue distribution of expression of nonmuscle and smooth muscle isoforms of myosin light chain kinase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 217,696−703.
  38. Fitzsimons, D.P., Herring, B.P., Stull, J.T., Gallagher, P.J. (1992) Identification of basic residues involved in activation and calmodulin binding of rabbit smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 267,23 903−23 909.
  39. Foster, C.J., Johnston, S.A., Sunday, В., Gaeta, F.C. (1990) Potent peptide inhibitors of smooth muscle myosin light chain kinase: mapping of the pseudosubstrate and calmodulin binding• domains. Arch. Biochem. Biophys., 280,397−404.
  40. Foster, C., Van Fleet, M., Marshak, A. (1986) Tryptic digestion of myosin light chain kinase produces an inactive fragment that is activated on continued digestion. Arch. Biochem. Biophys., 251,616−623.
  41. Foyt, H.L., Guerriero, V.Jr., Means, A.R. (1985) Functional domains of chicken gizzard myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 260,7765−7774.
  42. Foyt, H.L., Means, A.R. (1985) Characterization and analysis of an apparent autophosphorylation of chicken gizzard myosin light chain kinase. J. Cyclic. Nucleotide Protein• Phosphorylation Res., 260, 8978−8983.
  43. Gallagher, P.J., Garcia, J.G., Herring, B.P. (1995) Expression of a novel myosin light chain kinase in embryonic tissues and cultured cells. J. Biol. Chem., 270,29 090−29 095.
  44. Gallagher, P.J., Herring, B.P. (1991) The carboxyl terminus of the smooth muscle myosin light chain kinase is expressed as an independent protein, telokin. J. Biol. Chem., 266, 2 394 523 952.
  45. Gallagher, P.J., Herring, B.P., Griffin, S.A., Stull, J.T. (1991) Molecular characterization of a mammalian smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 266,23 936−23 944.
  46. Garcia, J.G., Davis, H.W., Patterson, C.E. (1995) Regulation of endothelial cell gap formation and barrier dysfunction: role of myosin light chain phosphorylation. J. Cell. Physiol. 163, 510−522.
  47. Gerthoffer, W.T., Yamboliev, I.A., Pohl, J., Haynes, R., Dang, S., and McHugh, J. (1997) Activation of MAP kinases in airway smooth muscle. Am. J. Physiol., 272,244−252.
  48. Geuss, U., Mayr, G.W., Heilmeyer, L.M. Jr. (1985) Steady-state kinetics of skeletal muscle myosin light chain kinase indicate a strong down regulation by products. Eur. J. Biochem., 153, 327−334.
  49. Gillis, J.M., Cao, M.L., Godfraind-De Becker, A. (1988) Density of myosin filaments in the rat anococcygeus muscle, at rest and in contraction. II. J. Muscle. Res. Cell Motil., 9,18−29.
  50. Goeckeler, Z.M., Masaracchia, R.A., Zeng, Q., Chew, T.L., Gallagher, P.J., Wysolmerski, R.B. (2000) Phosphorylation of myosin light chain kinase by p21-activated kinase PAK2. J. Biol. Chem., 275,18 366−18 374.
  51. , M. (2001) Identification of new repeating motifs in titin. Proteins, 43,145−149.
  52. Gregorio, C.C., Granzier, H., Sorimachi, H., Labeit, S. (1999) Muscle assembly: a titanic achievement? Curr. Opin. Cell Biol., 11,18−25.
  53. Guerriero, V. Jr., Rowley, D.R., Means, A.R. (1981) Production and characterization of an antibody to myosin light chain kinase and intracellular localization of the enzyme. Cell, 27, 449 458.
  54. Guerriero, V.Jr., Russo, M.A., Olson, N.J., Putkey, J.A., Means, A.R. (1986) Domain organization of chicken gizzard myosin light chain kinase deduced from a cloned cDNA. Biochemistry, 25, 8372−8381.
  55. , D.J. (1998) Myosin phosphatase: subunit and interactions. Acta Physiol. Scand., 164,483−493.
  56. Hartshorne, D.J., Ito, M., Erdodi, F. (1998) Myosin light chain phosphatase: subunit composition, interactions and regulations. J. Muscle Res. Cell Motil., 19,325−341.
  57. Hashimoto, Y., Sasaki, H., Togo, M., Tsukamoto, K., Horie, Y., Fukata, H., Watanabe, Т., Kurokawa, K. (1994) Roles of myosin light-chain kinase in platelet shape change and aggregation. Biochim. Biophys. Acta, 1223,163−169.
  58. Hashimoto, Y., Soderling, T.R. (1990) Phosphorylation of smooth muscle myosin light chain kinase by Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II: comparative study of the phosphorylation sites. Arch. Biochem. Biophys., 278,41−45.
  59. Hatch, V., Zhi, G., Smith, L., Stull, J.T., Craig, R., Lehman, W. (2001) Myosin light chain kinase binding to a unique site on F-actin revealed by three-dimensional image reconstruction. J. Cell. Biol., 154,611−617.
  60. Hathaway, D.R., Adelstein, R.S. (1979) Human platelet myosin light chain kinase requires the calcium-binding protein calmodulin for activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 76,1653−1657.
  61. Hayakawa, K., Okagaki, Т., Higashi-Fujime, S., Kohama, K. (1994) Bundling of actin filaments by myosin light chain kinase from smooth muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun., 199,786−791.
  62. , B.P. (1991) Basic residues are important for Ca2+/calmodulin binding and activation but not autoinhibition of rabbit skeletal muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 266, 11 838−11 841.
  63. Herring, B.P., Dixon, S., Gallagher, P.J. (2000) Smooth muscle myosin light chain kinase expression in cardiac and skeletal muscle. Am. J. Physiol., 279, C1656-C1664.
  64. Herring, B.P., Fitzsimons, D.P., Stull, J.T., Gallagher, P.J. (1990b) Acidic residues comprise part of the myosin light chain-binding site on skeletal muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 265, 16 588−16 591.
  65. Herring, B.P., Gallagher, P.J., Stull, J.T. (1992) Substrate specificity of myosin light chain kinases. J. Biol. Chem., 267,25 945−25 950.
  66. Herring, B.P., Lyons, G.E., Hoggatt, A.M., Gallagher, P.J. (2001) Telokin expression is restricted to smooth muscle tissues during mouse development. Am. J. Physiol., 280, C12-C21.
  67. Herring, B.P., Smith, A.F. (1996) Telokin expression is mediated by a smooth muscle specific promoter. Am. J. Physiol., 270, C1656−1665.
  68. Herring, B.P., Stull, J.T., Gallagher, P.J. (1990a) Domain characterization of rabbit skeletal muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 265, 1724−1730.
  69. Himpens, В., Matthijs, G., Somlyo, A.V., Butler, T.M., Somlyo, A.P. (1988) Cytoplasmic free calcium? Myosin light chain phosphorylation, and force in phasic and tonic smooth muscle. J. Gen. Physiol., 92, 713−729.
  70. Holden, H.M., Ito, M., Hartshorne, D.J., Rayment, I. (1992) X-ray structure determination of telokin, the C-terminal domain of myosin light chain kinase, at 2.8 A resolution. J. Mol. Biol., 227, 840−851.
  71. Horrowitz, A., Menice, C.B., Laporte, R., Morgan, K.G. (1996) Mechanisms of smooth muscle contraction. Physiol. Rev., 76,967−1003.
  72. Johnson, J.D., Holroyde, M.J., Crouch, Т.Н., Solaro, R.J., Potter, J.D. (1981) Fluorescence studies of the interaction of calmodulin with myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 256,1 219 412 198.
  73. Johnson, J.D., Snyder, C., Walsh, M., Flynn, M. (1996) Effects of myosin light chain kinase and peptides on Ca2+ exchange with the N- and C-terminal Ca2+ binding sites of calmodulin. J. Biol. Chem., 271,761−767.
  74. Kamisoyama, H., Araki, Y., Ikebe, M. (1994) Mutagenesis of the phosphorylation site (serine• 19) of smooth muscle myosin regulatory light chain and its effects on the properties of myosin. Biochemistry, 33, 840−847.
  75. Kamm, K.E., Grange, R.W. (1996) Calcium sensitivity of contraction. In: Biochemistry of Smooth Muscle Contraction (Barany, M., ed.), Academic Press, NewYork, pp. 119−129.
  76. Kanoh, S., Ito, M., Niwa, E., Kawano, Y., Hartshorne, D.J. (1993) Actin-binding peptide from smooth muscle myosin light chain kinase. Biochemistry, 32,8902−8907.
  77. Kasturi, R., Vasulka, C., Johnson, J.D. (1993) Ca2+, caldesmon, and myosin light chain kinase exchange with calmodulin. J. Biol. Chem., 268,7958−7964.
  78. Kelley, C.A., Takahashi, M., Yu, J.H., Adelstein, R.S. (1993) An insert of seven amino acids confers functional differences between smooth muscle myosins from the intestines and vasculature.• J. Biol. Chem., 268,12 848−12 854.
  79. Kemp, B.E., Pearson, R.B. (1985) Spatial requirements for location of basic residues in peptide substrates for smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 260,3355−3359.
  80. Kemp, B.E., Pearson, R.B., Guerriero, V.Jr., Bagchi, I.C., Means, A.R. (1987) The calmodulin binding domain of chicken smooth muscle myosin light chain kinase contains a pseudosubstrate sequence. J. Biol. Chem., 262,2542−2548.
  81. Kemp, B.E., Pearson, R.B., House, C. (1983) Role of basic residues in the phosphorylation of synthetic peptides by myosin light chain kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 80,7471−7475.
  82. Kerrick, W.G., Bourguignon, L.Y. (1984) Regulation of receptor capping in mouse lymphoma T cells by Ca2±activated myosin light chain kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81, 165−169.
  83. Klemke, R.L., Cai, S., Giannini, A.L., Gallagher, P.J., de Lanerolle, P., Cheresh, D.A. (1997) Regulation of cell motility by mitogen-activated protein kinase. J. Cell. Biol., 137,481−492.
  84. Kobayashi, H., Inoue, A., Mikawa, Т., Kuwayama, H., Hotta, Y., Masaki, Т., Ebashi, S. (1992) Isolation of cDNA for bovine stomach 155 kDa protein exhibiting myosin light chain kinase activity. J. Biochem., 112, 786−791.
  85. , W. (2000) Meaningful relationships: the regulation of the Ras/Raf/MEK/ERK pathway by protein interactions. Biochem J., 351,289−305.
  86. Kolodney, M.S., Elson, E.L. (1995) Contraction due to microtubule disruption is associated with increased phosphorylation of myosin regulatory light chain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 10 252−10 256.
  87. Krueger, J.K., Gallagher, S.C., Zhi, G., Geguchadze, R., Persechini, A., Stull, J.T., Trewhella, J. (2001) Activation of myosin light chain kinase requires translocation of bound calmodulin. J. Biol. Chem., 276,4535−4538.
  88. Krueger, J.K., Olah, G.A., Rokop, S.E., Zhi, G., Stull, J.T., Trewhella, J. (1997) Structures of calmodulin and a functional myosin light chain kinase in the activated complex: a neutron scattering study. Biochemistry, 36,6017−6023.
  89. Krueger, J.K., Padre, R.C., Stull, J.T. (1995) Intrasteric regulation of myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 270,16 848−16 853.
  90. Krueger, J.K., Zhi, G., Stull, J.T., Trewhella, J. (1998) Neutron-scattering studies reveal further details of the Ca2+/calmodulin-dependent activation mechanism of myosin light chain kinase. Biochemistry, 37,13 997−14 004.
  91. Krymsky, M.A., Kudryashov, D.S., Shirinsky, V.P., Lukas, T.J., Watterson, D.M., Vorotnikov, A.V. (2001) Phosphorylation of kinase-related protein (telokin) in tonic and phasic smooth muscles. J. Muscle Res. Cell Motil., 22,425−437.
  92. MacDonald, J.A., Walker, L.A., Nakamoto, R.K., Gorenne, I., Somlyo, A.V., Somlyo, A.P. (2000) Phosphorylation of telokin by cyclic nucleotide kinases and the identification of in vivo phosphorylation sites in smooth muscle. FEBS Lett., 479,83−88.
  93. Masato, Т., Numata, Т., Katoh, Т., Morita, F., Yazawa, M. (1997) Crosslinking of telokin to chicken gizzard smooth muscle myosin. J. Biochem. (Tokyo), 121,225−230.
  94. Matsushima, S., Huang, Y.P., Dudas, C.V., Guerriero, V.Jr., Hartshorne, D.J. (1994) Mutants of smooth muscle myosin light chain kinase at tryptophan 800. Biochem. Biophys. Res. Commun., 202,1329−1336.
  95. Meador, W.E., Means, A.R., Quiocho, F.A. (1992) Target enzyme recognition by calmodulin:• 2.4 A structure of a calmodulin-peptide complex. Science, 257, 1251−1255.
  96. Minajeva, A., Neagoe, C., Kulke, M., Linke, W.A. (2002) Titin-based contribution to shortening velocity of rabbit skeletal myofibrils. J. Physiol., 540,177−188.
  97. Morgan, K.G., Khalil, R.A., Suematsu, E., Katsuyama, H. (1992) Calcium-dependent and calcium-independent pathways of signal transduction in smooth muscle. Jpn. J. Pharmacol., 58, Suppl 2,47P.
  98. Morrison, D.L., Sanghera, J.S., Stewart, J., Sutherland, C., Walsh, M.P., Pelech, S.L. (1996) Phosphorylation and activation of smooth muscle myosin light chain kinase by MAP kinase and cyclin-dependent kinase-1. Biochem. Cell Biol., 74,549−557.
  99. Mrwa, U. and Hartshorne, D.J. (1980) Phosphorylation of smooth muscle myosin and myosin• light chains. Fed. Proc., 39,1564−1568.
  100. Murphy, R.A., Strauss, J.D. (1998) Ca2+, cross-bridge phosphorylation and vascular tone. Int. J. Cardiovasc. Med. Sci., 1,149−154.
  101. Nieznanski, К., Sobieszek, A. (1997) Telokin (kinase-related protein) modulates the oligomeric state of smooth-muscle myosin light-chain kinase and its interaction with myosin filaments. Biochem. J., 322,65−71.
  102. Nishikawa, M., Shirakawa, S., Adelstein, R.S. (1985) Phosphorylation of smooth muscle myosin light chain kinase by protein kinase C. Comparative study of the phosphorylated sites. J. Biol. Chem., 260, 8978−8983.
  103. Numata, Т., Katoh, Т., Yazawa, M. (2001) Functional role of the C-terminal domain of smooth muscle myosin light chain kinase on the phosphorylation of smooth muscle myosin. J. Biochem. (Tokyo), 129,437−444.
  104. Nunnally, M.H., Stull, J.T. (1984) Mammalian skeletal muscle myosin light chain kinases. A comparison by antiserum cross-reactivity. J. Biol. Chem., 259,1776−1780.
  105. Okagaki, Т., Nakamura, A., Suzuki, Т., Ohmi, K., Kohama, K. (2000) Assembly of smooth muscle myosin by the 38k protein, a homologue of a subunit of pre-mRNA splicing factor-2. J. Cell Biol., 148,653−663.
  106. Olson, N.J., Pearson, R.B., Needleman, D.S., Hurwitz, M.Y., Kemp, B.E., Means, A.R. (1990) Regulatory and structural motifs of chicken gizzard myosin light chain kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87,2284−2288.
  107. Olwin, B.B., Edelman, A.M., Krebs, E.G., Storm, D.R. (1984) Quantitation of energy coupling between Ca2+, calmodulin, skeletal muscle myosin light chain kinase, and kinase substrates. J. Biol. Chem., 259,10 949−10 955.
  108. Padre, R.C., Stull, J.T. (2000) Conformational requirements for Ca (2+)/calmodulin binding and activation of myosin light chain kinase. FEBS Lett., 472,148−152.
  109. Pato, M.D., Adelstein, R.S. (1980) Dephosphorylation of the 20,000-dalton light chain of myosin by two different phosphatases from smooth muscle. J. Biol. Chem., 255,6535−6538.
  110. Pato, M.D., Kerc, E., Lye, S.J. (1995) Phosphorylation and partial sequence of pregnant sheep myometrium myosin light chain kinase. Mol. Cell. Biochem., 149/150,59−69.
  111. Pearson, R.B., Misconi, L.Y., Kemp, B.E. (1986) Smooth muscle myosin kinase requires residues on the COOH-terminal side of the phosphorylation site. Peptide inhibitors. J. Biol. Chem., 261,25−27.
  112. Pearson, R.B., Wettenhall, R.E., Means, A.R., Hartshorne, D.J., Kemp, B.E. (1988) Autoregulation of enzymes by pseudosubstrate prototopes: myosin light chain kinase. Science, 241, 970−973.
  113. Persechini, A., Gansz, K.J., Paresi, R.J. (1996) A role in enzyme activation for the N-terminal leader sequence in calmodulin. J. Biol. Chem., 271,19 279−19 282.
  114. Persechini, A. and Hartshorne, D.J. (1981) Phosphorylation of smooth muscle myosin: evidence for cooperativity between the myosin heads. Science, 213, 1383−1385.
  115. Persechini, A. and Hartshorne, D.J. (1983) Ordered phosphorylation of the two 20 000 molecular weight light chains of smooth muscle myosin. Biochemistry, 22,470−476.
  116. Persechini, A., McMillan, K., Leakey, P. (1994) Activation of myosin light chain kinase and nitric oxide synthase activities by calmodulin fragments. J. Biol. Chem., 269,16 148−16 154.
  117. Pires, E., Perry, S.V., Thomas, M.A. (1974) Myosin light chain kinase, a new enzyme from striated muscle. FEBS Lett., 41,292−296.
  118. Pires, E.M., Perry, S.V. (1977) Purification and properties of myosin light-chain kinase from fast skeletal muscle. Biochem. J., 167,137−146.
  119. Poperechnaya, A., Varlamova, O., Lin, P.J., Stull, J.T., Bresnick, A.R. (2000) Localization and activity of myosin light chain kinase isoforms during the cell cycle. J. Cell. Biol., 151,697−708.
  120. Potier, M.C., Chelot, E., Pekarsky, Y., Gardiner, K., Rossier, J., Turnell, W.G. (1995) The human myosin light chain kinase (MLCK) from hippocampus: cloning, sequencing, expression, and localization to 3qcen-q21. Genomics, 29,562−570.
  121. Rasmussen, H., Forder, J., Kojima, I., Scriabine, A. (1984) TPA-induced contraction of isolated rabbit vascular smooth muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun., 122,776−784.
  122. Rayment, I., Rypniewski, W.R., Schmidt-Base, K., Smith, R., Tomchick, D.R., Benning, M.M., Winkelmann, D.A., Wesenberg, G., Holden, H.M. (1993) Three-dimensional structure of myosin subfragment-1: A molecular motor. Science, 261,50−58.
  123. , C.M. (1992) Regulation of contraction and relaxation in arterial smooth muscle. Hypertension, 20, 129−137.
  124. Roush, C.L., Kennelly, P.J., Glaccum, M.B., Helfman, D.M., Scott, J.D., Krebs, E.G. (1988) Isolation of the cDNA encoding rat skeletal muscle myosin light chain kinase. Sequence and tissue distribution. J. Biol. Chem., 263, 10 510−10 516.
  125. Rusconi, F., Potier, M.C., Le Caer, J.P., Schmitter, J.M., Rossier, J. (1997) Characterization of the chicken telokin heterogeneity by time-of-flight mass spectrometry. Biochemistry, 36, 1 102 111 026.
  126. Samizo, K., Okagaki, Т., Kohama, K. (1999) Inhibitory effect of phosphorylated myosin light chain kinase on the ATP-dependent actin-myosin interaction. Biochem. Biophys. Res. Commun., 261,95−99.
  127. Sanders, L.C., Matsumura, F., Bokoch, G.M., de Lanerolle, P. (1999) Inhibition of myosin light chain kinase by p21-activated kinase. Science, 283,2083−2085.
  128. Sellers, J.R., Adelstein, R.S. (1987) Regulation of contractile activity. In: The Enzymes (Boyer, P.D., ed), Academic Press, Orlando, vol. XVIII, pp. 381−418.
  129. Sellers, J.R., Pato, M.D. (1984) The binding of smooth muscle myosin light chain kinase and phosphatases to actin and myosin. J. Biol. Chem., 259,7740−7746.
  130. Silver, D.L., Vorotnikov, A.V., Watterson, D.M., Shirinsky, V.P., Sellers, J.R. (1997) Sites of interaction between kinase-related protein and smooth muscle myosin. J. Biol. Chem., 272, 2 535 325 359.
  131. Smith, J.L., Silveira, L.A., Spudich, J.A. (1996) Activation of Dictyostelium myosin light chain kinase A by phosphorylation of Thrl66. EMBO J., 15,6075−6083.
  132. Smith, L., Parizi-Robinson, M., Zhu, M.S., Zhi, G., Fukui, R., Kamm, K.E., Stull, J.T. (2002) Properties of long myosin light chain kinase binding to F-actin in vitro and in vivo. J. Biol. Chem., 277,35 597−35 604.
  133. Smith, L., Stull, J.T. (2000) Myosin light chain kinase binding to actin filaments. FEBS Lett., 480,298−300.
  134. Smith, L., Su, X., Lin, P., Zhi, G., Stull, J.T. (1999) Identification of a novel actin binding motif in smooth muscle myosin light chain kinase. J. Biol. Chem., 274,29 433−29 438.
  135. , A. (1977) Ca-linked phosphorylation of a light chain of vertebrate smooth-muscle myosin. Eur. J. Biochem., 73,477−483.
  136. , A. (1991) Regulation of smooth-muscle myosin-light-chain kinase. Steady-state kinetic studies of the reaction mechanism. Eur. J. Biochem., 199,735−743.
  137. Somlyo, A.V., Butler, T.M., Bond, M., Somlyo, A.P. (1981) Myosin filaments have non-phosphorylated light chains in relaxed smooth muscle. Nature, 294,567−569.
  138. Somlyo, A.P., Somlyo, A.V. (1994) Signal transduction and regulation in smooth muscle. Nature, 372,231−236.
  139. Somlyo, A.P., and Somlyo, A.V. (1998) From pharmacomechanical coupling to G-proteins and myosin phosphatase. Acta Physiol. Scand., 164,437−448.
  140. Somlyo, A.P., Somlyo, A.V. (2000) Signal transduction by G-proteins, rho-kinase and protein phosphatase to smooth muscle and non-muscle myosin II. J. Physiol., 522, 177−185.
  141. Spudich, J.A. and Watt, S. (1971) The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. I. Biochemical studies of the interaction of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem., 246,4866−4871.
  142. Stull, J.T., Hsu, L.C., Tansey, M.G., Kamm, K.E. (1990) Myosin light chain kinase phosphorylation in tracheal smooth muscle. J. Biol. Chem., 265, 16 683−16 690.
  143. Stull, J.T., Tansey, M.G., Tang, D.-C., Word, R.A., Kamm, K.E., and Tang, D.C. (1993) Phosphorylation of myosin light chain kinase: a cellular mechanism for Ca2±desensitization. Mol. Cell. Biochem., 127/128,229−237.
  144. Suzuki, H., Onishi, H., Takahashi, K., Watanabe, S. (1978) Structure and function of chicken gizzard myosin. J. Biochem., (Tokyo), 84,1529−1542.
  145. Sweeney, H.L., Bowman, B.F., Stull, J.T. (1993) Myosin light chain phosphorylation in vertebrate striated muscle: regulation and function. Am. J. Physiol., 264, CI085−1095.
  146. Takio, К., Blumenthal, D.K., Edelman, A.M., Walsh, K.A., Krebs, E.G., Titani, K. (1985) Amino acid sequence of an active fragment of rabbit skeletal muscle myosin light chain kinase. Biochemistry, 24, 6028−6037.
  147. Tan, J.L., Spudich, J.A. (1991) Characterization and bacterial expression of the Dictyostelium myosin light chain kinase cDNA. Identification of an autoinhibitory domain. J. Biol. Chem., 266, 16 044−16 049.
  148. Tanaka, M., Ikebe, R., Matsuura, M., Ikebe, M. (1995) Pseudosubstrate sequence may not be critical for auto inhibition of smooth muscle myosin light chain kinase. EMBO J., 14,2839−2846.
  149. Tanaka, Т., Sobue, K., Owada, M.K., Hakura, A. (1985) Linear relationship between diphosphorylation of 20 kDa light chain of gizzard myosin and the actin-activated myosin ATPase activity. Biochem. Biophys. Res. Commun., 131,987−993.
  150. Taylor, S.S., Radzio-Andzelm, E. (1994) Three protein kinase structures define a common motif. Structure, 2,345−355.
  151. Tokui, Т., Ando, S., Ikebe, M. (1995) Autophosphorylation of smooth muscle myosin light chain kinase at its regulatory domain. Biochemistry, 34, 5173−5179.
  152. Totsukawa, G., Yamakita, Y., Yamashiro, S., Hosoya, H., Hartshorne, D.J., Matsumura, F. (1999) Activation of myosin phosphatase targeting subunit by mitosis-specific phosphorylation. J. Cell Biol., 144, 735−744.
  153. Towbin, H., Staehlin, T. and Gordon, J. (1970) Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 76,4350−4354.
  154. Toyoshima, Y.Y., Kron, S.J., McNally, E.M., Niebling, K.R., Toyoshima, C., Spudich, J.A. (1987) Myosin subfragment-1 is sufficient to move actin filaments in vitro. Nature, 328,536−539.
  155. Trinick, J., Tskhovrebova, L. (1999) Titin: a molecular control freak. Trends Cell Biol., 9, 377−380.
  156. Trotter, J.A., Adelstein, R.S. (1979) Macrophage myosin. Regulation of actin-activated ATPase, activity by phosphorylation of the 20,000-dalton light chain. J. Biol. Chem., 254, 87 818 785.
  157. Trybus, K.M., Huiatt, T.W., Lowey, S. (1982) A bent monomelic conformation of myosin from smooth muscle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 6151−6155.
  158. Tsvetkov, P.O., Protasevich, I.I., Gilli, R., Lafitte, D., Lobachov, V.M., Haiech, J., Briand, C., Makarov, A.A. (1999) Apocalmodulin binds to the myosin light chain kinase calmodulin target site. J. Biol. Chem., 274,18 161−18 164.
  159. Turner, J.R., Angle, J.M., Black, E.D., Joyal, J.L., Sacks, D.B., Madara, J.L. (1999) PKC-dependent regulation of transepithelial resistance: roles of MLC and MLC kinase. Am. J. Physiol., 277, C554-C562.
  160. Verdecia MA, Bowman ME, Lu KP, Hunter T, Noel JP. (2000) Structural basis for phosphoserine-proline recognition by group IV WW domains. Nat. Struct. Biol. 7,639−643.
  161. Venn, A.D., Lazar, V., Torry, R.J., Labarrere, C.A., Patterson, C.E., Garcia, J.G. (1998) Expression of a novel high molecular-weight myosin light chain kinase in endothelium. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol., 19,758−766.
  162. , A.V. (1997) Kinase-related protein: a smooth muscle myosin-binding protein. Int. J. Biochem. Cell Biol., 29,727−730.
  163. , M.P. (1994) Calmodulin and the regulation of smooth muscle contraction. Mol. Cell Biochem., 135, 21−41.
  164. Watterson, D.M., Collinge, M., Lukas, T.J., Van Eldik, L.J., Birukov, K.G., Stepanova, O.V., Shirinsky, V.P. (1995) Multiple gene products are produced from a novel protein kinase transcription region. FEBS Lett., 373, 217−220.
  165. Wendt, Т., Taylor, D., Messier, Т., Trybus, K.M., Taylor, K.A. (1999) Visualization of head-head interactions in the inhibited state of smooth muscle myosin. J. Cell. Biol., 147,1385−1390.
  166. Wysolmerski, R.B. and Lagunoff, D. (1990) Involvement of myosin light-chain kinase in• endothelial cell retraction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87,16−20.
  167. Xie, X., Harrison, D.H., Schlichting, I., Sweet, R.M., Kalabokis, V.N., Szent-Gyorgyi, A.G., Cohen, C. (1994) Structure of the regulatory domain of scallop myosin at 2.8 A resolution. Nature, 368,306−312.
  168. Xu, J.-Q., Gillis, J.-M., Craig, R. (1997) Polymerization of myosin on activation of rat anococcygeus smooth muscle. J. Muscle Res. Cell Motil., 18,381−393.
  169. Yamakita, Y., Yamashiro, S., Matsumura, F. (1994) In vivo phosphorylation of regulatory light chain of myosin II during mitosis of cultured cells. J. Cell. Biol., 124,129−137.
  170. Yamashiro, S., Yamakita, Y., Hosoya, H., Matsumura, F. (1991) Phosphorylation of non-muscle caldesmon by p34cdc2 kinase during mitosis. Nature, 349,169−172.
  171. Yamazaki, K., Itoh, K., Sobue, K., Mori, Т., Shibata, N. (1987) Purification of caldesmon and myosin light chain (MLC) kinase from arterial smooth muscle: comparisons with gizzard caldesmon and MLC kinase. J. Biochem. (Tokyo), 101,1−9.
  172. Yang, K.X. and Black, J.L. (1996) Protein kinase С induced changes in human airway smooth muscle tone: the effects of Ca2+ and Na+ transport. Eur. J. Pharmacol., 315,65−71.
  173. Yazawa, M., Yagi, K. (1978) Purification of modulator-deficient myosin light-chain kinase by modulator protein-Sepharose affinity chromatography. J. Biochem. (Tokyo), 84,1259−1265.
  174. Yoshikay, S., Ikebe, M. (1992) Molecular cloning of the chicken gizzard telokin gene and cDNA. Arch. Biochem. Biophys., 299,242−247.
  175. Zhi, G., Herring, B.P., Stull, J.T. (1994) Structural requirements for phosphorylation of myosin regulatory light chain from smooth muscle. J. Biol. Chem., 269,24 723−24 727.
  176. Zhou, X.Z., Lu, P.J., Wulf, G., Lu, K.P. (1999) Phosphorylation-dependent prolyl isomerization: a novel signaling regulatory mechanism. Cell. Mol. Life. Sci. 56,788−806.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!