Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Генотипическое разнообразие Francisella tularensis: VNTR-анализ

Диссертация: Генотипическое разнообразие Francisella tularensis: VNTR-анализ
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Трудно не отметить тот факт, что за последние 10 лет интерес к возбудителю туляремии в мире резко возрос. Это особенно видно по регулярным международным тематическим конференциям (Швеция, 1995, 2000; Чехия, 1997; Англия, 2003; США, 2006), многочисленным публикациям сотрудников солидных научных центров США, Швеции, Англии, Германии, Китая и других, которые к тому же объединяют свои усилия при… Читать ещё >

Генотипическое разнообразие Francisella tularensis: VNTR-анализ (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ВВЕДЕНИЕ. Актуальность проблемы
  • Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Генотипирование штаммов микроорганизмов — составная часть эпидемиологического надзора за инфекционными заболеваниями
    • 1. 2. Методы, используемые при генотипировании микроорганизмов. 1.2.1. VNTR- анализ ДНК возбудителей бактериальных инфекций
    • 1. 3. Возможная роль тандемных повторов ДНК в биологии клетки
  • СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
  • Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Штаммы микроорганизмов
    • 2. 2. Реактивы и питательные среды и лабораторные животные
    • 2. 3. Выделение ДНК, постановка ПЦР и учет результатов
    • 2. 4. Компьютерное обеспечение и поиск тапдемпых повторов
    • 2. 5. Статистическая обработка результатов
  • Глава 3. Поиск и изучение вариабельных тандемных повторов в геноме возбудителя туляремии
    • 3. 1. Встречаемость локусов тандемных повторов в геноме Francisella tularensis
    • 3. 2. Изучение стабильности наследования VNTR-локусов на примере дефектных по ЛПС вариантов туляремийного микроба
    • 3. 3. Проблема двойных аллелей VNTR-локусов у Francisella tularensis
  • Глава 4. VNTR- анализ штаммов Francisella tularensis
    • 4. 1. Генотипирование штаммов, выделенных в Ростовской области
    • 4. 2. Анализ штаммов, изолированных на территории Южного Федерального округа
    • 4. 3. Ретроспективный анализ штаммов, выделенных во время зимней эпизоотии туляремии в СССР и других странах в 1988 — 89 годах
    • 4. 4. Генотипическая гетерогенность и географическое разнообразие коллекционных штаммов Francisella tularensis по данным VNTR-анализа их ДНК
    • 4. 5. Географическая информационная система «Туляремия»
  • Глава 5. Внутривидовая идентификация и количественное определение возбудителя туляремии
    • 5. 1. Конструирование праймеров для внутривидовой дифференциации представителей Francisella tularensis
    • 5. 2. Количественное определение возбудителя туляремии с помощью ПЦР в реальном времени

Актуальность проблемы. Francisella tularensis — возбудитель туляремии, острого зоонозного природно-очагового инфекционного заболевания, поражающего многие виды млекопитающих, включая человека, грызунов и лаго-морфов. Пути и механизмы передачи микроба многообразны: люди могут заражаться при прямом контакте с больными животными, при вдыхании инфицированного материала, употреблении зараженной воды или пищи, при укусе комарами, москитами и клещами. Природный резервуар чаще остается неизвестным, хотя показана возможность персистенции возбудителя более года в воде и иле (Parker R.R., Steinhaus Е.А., Kohls G.M. et al., 1951), в организме восприимчивых животных (Олсуфьев Н.Г., 1975), пребывания в окружающей среде в виде некультивируемых форм (Романова JI.B., Мишанькин Б. Н., Пи-чурина H.JI. и др., 2000).

Важность проблемы туляремии определяется исключительной стойкостью, цикличностью и нарастающей активностью природных очагов этой инфекции практически на всей территории северного полушария, включая Российскую Федерацию. Активные автономные природные очаги туляремии тундрового типа описаны даже па территории острова Врангеля на границе Восточно-Сибирского и Чукотского морей Северного Ледовитого океана (Подобедова Я.С., Демидова Т. Н., Кормилицина М. И., Мещерякова И. С., 2006). В целом по стране с 1999 по 2006 год зарегистрировано 1427 случаев туляремии (Безсмертный В.Е., Горшенко В. В., Попов В. П., 2008).

Прослеживается четкая тенденция к расширению ареала обитания возбудителя: микроб обнаружен у больного в Австралии, считавшейся свободной от туляремии (Whipp M.J., Davies J.M., Lum G. et al., 2003). В Словакии от мышевидных грызунов выделены два штамма F. tularensis siibsp. nearctica (Gurycova D., 1998), что является первым случаем регистрации высоковирулентного подвида в Европе. И если до 2004 года неэндемичными по туляремии в Европе оставались лишь Великобритания, Португалия и Исландия (Tarnvik A., Priebe Н., Grunow R., 2004), то de I.L.Carvalho et al. (2007) уже сообщили о положительных в ПЦР пробах на ДНК F. tularensis от человека и клещей северной провинции Португалии.

После 60-летнего затишья зарегистрированы вспышки туляремии в европейской части Турции (Gurcan S., Eskiocak М., Varol G., 2006; Willke A., Meric M., Grunow R. et al., 2009), показано существование активных природных очагов в соседней Болгарии, в которых возбудитель обнаруживали вместе с боррелиями и Anaplasnia phagocy tophi him (Christova J., Gladnishka Т., 2005; Marinov K.T., Georgieva E.D., Ivanov I.N., Kantardjiev T.V., 2009), в ряде провинций Китая (Zhang F., Liu W., Chu M.C. et al., 2006).

Помимо контроля состояния природных очагов, определенное значение приобретает возможность использования возбудителя туляремии в террористических целях как агента II группы патогенности с высоким индивидуальным и низким общественным риском (Воробьев А.А., 2001). И если терроризм — это преднамеренное, политически мотивированное насилие, осуществляемое против граждан в невоенное время с целью воздействия на общественное мнение (Кондрик Е.К., Волков В. В., Кавызина Л. И., 2003), то биотерроризм превратился в одну из реальных угроз национальной безопасности любой страны. Ведь многие из современных биотехнологических разработок с использованием опасных патогенов бактериальной и вирусной природы являются сложными технологиями двойного применения. В случае сознательного использования биологических (генетических) агентов для поражения людей, животных и растений они «классифицируются как биологическое оружие» (Спирин А.С., 1997). Поэтому не удивительно, что и Центры по контролю за заболеваемостью (CDC) США отнесли F. tularensis к категории, А потенциальных агентов биотерроризма (Rotz L.D., Khan A.S., Lillibridge S.R. et al., 2002), а сам возбудитель в рамках программы Bio Watch подвергли постоянному мониторингу на случай возможной биотеррористической атаки (Barns S.M., Grow С.С., Okinaka R.T. et al., 2005).

Известен высокий консерватизм фенотипа (антигенная однородность, однотипность биологических свойств, невысокая биохимическая активность и др.) штаммов F. tularensis при исследовании традиционными методами (Олсуфьев Н.Г., 1975), поэтому оперативное расследование вспышек заболевания для выявления источника инфекции и путей передачи возбудителя в настоящее время затруднительно без комплекса молекулярно-биологических методов, способных быстро и четко дифференцировать различные подвиды и штаммы возбудителя, что исключительно важно на фоне требований практики жизни и реальной угрозы биотерроризма. Только благодаря использованию приема VNTR (Variable Number Tandem Repeat, Вариабельные Тандем-ные Повторы) — типирования удалось в короткие сроки установить происхождение штамма Bacillus anthracis, распыленного членами религиозной секты Аум Синреке в Японии в 1993 году (Keim P., Smith K.L., Keys С. et al., 2001), и справиться с почтовым терроризмом в США, когда погибло пять и заболело кожной формой сибирской язвы несколько человек (Hoffmaster A.R., Fitzgerald С.С., Ribot Е.Е. et al., 2002). В этой связи представлялось актуальным использование активно разрабатываемого в последние годы в интересах молекулярной эпидемиологии VNTR-анализа для дифференциации штаммов F. tularensis, неразличимых рутинными методами диагностики и типирования, тем более что однородность возбудителя не укладывается в фундаментальное положение эпидемиологии, согласно которому основной характеристикой популяции является гетерогенность (неоднородность) составляющих ее особей, обусловленная разнообразием генотипов в пределах генофонда и определяющая в совокупности с другими факторами устойчивость паразитарной системы в целом.

Цель исследования. Изучение генотипического разнообразия среди штаммов представительной коллекции возбудителя туляремии, выделенных в 1941 -2004 годах в различных регионах мира, с помощью мультилокусного VNTR — анализа.

Поставленную цель предполагалось реализовать выполнением следующих задач:

— разработка программного обеспечения и проведения компьютерного анализа генома туляремийного микроба для выявления локусов, содержащих тандемные повторы;

— конструирование и синтез специфических праймеров, фланкирущих участки генома с тандемными повторами, отработка методики генотипирова-ния;

— формирование коллекции штаммов всех подвидов F. tularensis из различных регионов бывшего СССР, а также из-за рубежа;

— VNTR-анализ подобранной коллекции штаммов и создание базы данных по выявленным VNTRгенотипам штаммов F. tularensis;

— анализ собранного материала с целью установления возможной связи между VNTRгенотипом штамма и его происхождением, местом, временем и источником выделения;

— изучение стабильности аллелей выявленных локусов вариабельных тандемных повторов;

— подработка подходов к дифференциации подвидов рода Francisella и количественному определению возбудителя туляремии с помощью ПЦР.

Научная новизна работы. Впервые с помощью методики генотипирова-ния возбудителя туляремии, основанной на определении кратности вариабельных тандемных повторов, проведен VNTR — анализ по четырем локусам обширной коллекции из 352 штаммов F. tularensis, включавшей представителей всех четырех подвидов возбудителя туляремии. Показана генотипическая гетерогенность (разнообразие) штаммов возбудителя туляремии. Изучена стабильность наследования аллелей VNTR-локусов у дефектных по ЛПС вариантов туляремийного микроба. Разработан алгоритм кластерного анализа распределения аллелей VNTRлокусов. Дано возможное объяснение феномену возникновения штаммов с двойными аллелями. Впервые выявлены особенности географического распределения генотипов штаммов на территории Ростовской области, Южного Федерального округа, республик бывшего СССР, Америки и ряда стран Восточной Европы. Показано, что согласно генотипированию вызываемые туляремийным микробом вспышки можно разделить на поликлональные, моноклональные и кластерные. Изучена связь между активизацией природных очагов туляремии и солнечной активностью. Предложена упрощенная методика определения подвидов туляремийного микроба с использованием ПНР. Разработан вариант количественного определения возбудителя туляремии в пробе помощью ПЦР в режиме реального времени.

Практическая ценность. Разработаны методические рекомендации «Способ приготовления смеси маркерных фрагментов (ладдеров) ДНК для тестирования аллелей вариабельных тандемных повторов у возбудителей чумы и туляремии». Рекомендации рассмотрены Ученым Советом и утверждены директором РПЧИ (протокол № 9 от 21.09.2004).

Депонирован штамм в Государственной коллекции патогенных бактерий института «Микроб» Francisella tularensis 503/840 в качестве тест — штамма для определения числа повторов по локусу FtA у возбудителя туляремии. Получена справка о депонировании охраноспособного штамма Francisella tularensis subsp. holarctica 503/840 в ГКПБ «Микроб» от 9 марта 2004 года.

Создана и зарегистрирована в ФГУ ФИПС База данных «Геоинформационная система «Туляремия». Получено свидетельство об официальной регистрации базы данных № 2 006 620 302 от 21 сентября 2006 года.

Создана и зарегистрирована в ФГУ ФИПС База данных «Коллекция штаммов туляремийного микроба». Получено свидетельство об официальной регистрации базы данных № 2 008 620 076 от 30 января 2008 года.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. В геноме Francisella tularensis содержится большое количество тан-демных повторов, часть из которых являются вариабельными и пригодными для генотипирования штаммов возбудителя туляремии.

2. Анализ вариабельных тандемных повторов (VNTR-анализ) в геноме 352 штаммов возбудителя туляремии всех четырех подвидов Francisella tularensis выявил существование среди них генотипической гетерогенности, а также территориальной приуроченности нзолятов определенных генотипов.

3. Ретроспективный анализ распределения генотипов позволил заключить, что в межэпидемический период в природных очагах одновременно циркулируют штаммы одного либо нескольких близкородственных генотипов.

4. Выделенные в разных географических регионах во время разлитой эпизоотии зимой 1988;89 гг. штаммы Francisella tularensis являются резидентными и характерны для мест их постоянного пребывания в пределах устойчивых очагов.

5. Идентификация (дифференциация) подвидов Francisella tularensis возможна с помощью полимеразной цепной реакции.

Апробация работы.

Результаты исследований неоднократно обсуждались:

— на научных конференциях молодых ученых Ростовского-на-Дону научно-исследовательского противочумного института в 2003 -2006 гг.;

— на IV Всероссийской научно — практической конференции «Генодиагностика инфекционных заболеваний», Москва, 22−24 октября 2002 г.;

— на 4-й Межгосударственной научно-практической конференции государств-участников СНГ «Современные технологии в диагностике особо опасных инфекционных болезней», Саратов, 30 сентября — 2 октября 2003 г.;

— на VII Межгосударственной научно-практической конференции «Чрезвычайные ситуации международного значения в общественном здравоохранении в решениях Санкт-Петербургского саммита „Группы восьми“ и санитарная охрана территорий государств — участников Содружества Независимых Государств», Оболенск, 3−5 октября 2006 г.;

— на VI Всероссийской научно-практической конференции «Молекулярная диагностика-2007», Москва, 28−30 ноября 2007 г.;

— 4 International Conference on Tularemia. The Assembly Rooms, City of Bath, United Kingdom, 2003.

Публикации. По теме диссертации опубликована 21 работа, из них 5 в журналах, включенных в перечень ведущих рецензируемых научных журналов, утвержденных ВАК Министерства образования и науки России и рекомендованных для публикации основных научных материалов диссертации на соискание искомой ученой степени, 2 свидетельства о государственной регистрации баз данных и подготовлен один методический документ.

План диссертационной работы был рассмотрен и утвержден Ученым Советом РостНИПЧИ 28.03.2007 года (протокол № 2). Исследование выполнено в рамках плановой научной темы «Генотипическое разнообразие Francisella tularensis» (№ 67−2-05), № гос. регистрации — 0120.0 507 855, в которой автор являлся ответственным исполнителем.

Заключение

.

Трудно не отметить тот факт, что за последние 10 лет интерес к возбудителю туляремии в мире резко возрос. Это особенно видно по регулярным международным тематическим конференциям (Швеция, 1995, 2000; Чехия, 1997; Англия, 2003; США, 2006), многочисленным публикациям сотрудников солидных научных центров США, Швеции, Англии, Германии, Китая и других, которые к тому же объединяют свои усилия при решении сложных научных проблем. Так, проведено секвенирование и сравнение полных геномов Francisella tularensis штаммов Schu S4 Al (Larsson P. et al., 2005) и WY96−3418 F. tularensis subsp. tularensis A. II (Beckstrom-Sternberg S.M. et al., 2007), Schu S4 и OSU18 F. tularensis subsp. holarctica (Petrosino J. et al., 2006), оперативно проанализировано сообщение D. Gurycova (1998) о выделении в Центральной Европе штаммов неарктического подвида, показана их близость лабораторному штамму Schu S4 (Chaudhuri R.R. et al., 2007), активно развиваются исследования механизмов вирулентности (Titball R.W. et al., 2003), а также вопросов индикации и идентификации штаммов с использованием методов высокого аналитического разрешения, включая приемы VNTR-анализа ДНК и ПЦР в реальном времени (Farlow J. et al., 2001; Johansson A. et al., 2004; Kuge-ler K. et al., 2006; Fujita O. et al., 2006). He отрицая широкого распространения туляремии во многих странах Северного полушария, все же следует признать, что внимание к ней отчасти носит конъюктурный характер из-за предполагаемой возможности использования возбудителя в террористических целях как агента II группы патогенности с высоким индивидуальным и низким общественным риском (Воробьев А.А., 2001).

Для нашей страны проблема туляремии традиционно остается актуальной. Занимая около 80% территории юга России, природные очаги туляремии часто вовлечены в сферу интересов и хозяйственной деятельности человека, они характеризуются исключительной стойкостью, циклическим проявлением активности и связанными с ними периодическими подъемами заболеваемости, заметной тенденцией к появлению новых эндемичных очагов, что объясняет необходимость проведения постоянного мониторинга за их состоянием с использованием всего комплекса бактериологических, серологических и генодиагностических методов исследования. Использование в практике эпи-зоотологического обследования природных очагов полимеразной цепной реакции не только позволило усвершенствовать тактику лабораторной диагностики при эпиднадзоре за очагами, обнаружить некультивируемые формы возбудителя, но и значительно расширить наши представления об экологии туляремийного микроба, его адаптационных возможностях (Романова JI.B., 2008). Как свидетельствуют приведенные в обзоре литературы данные (глава 1, раздел 1.3), основанный на принципе ПЦР VNTRанализ из-за своей высокой чувствительности и сравнительно малой трудоемкости стал одним из наиболее применяемых методов генотипической характеристики штаммов микроорганизмов в интересах молекулярной эпидемиологии.

Толчком к началу нашего исследования в 2001 году явились 70- летняя история туляремии в Ростовской области, солидный перечень штаммов туляремийного микроба в музее живых культур Ростовского противочумного института, отработанная техника проведения VNTRанализа и сложившееся стойкое мнение о фенотипическом однообразии возбудителя. Однако последний тезис не укладывался в фундаментальное положение эпидемиологии о том, что основной характеристикой популяции является гетерогенность (неоднородность) составляющих ее особей, обусловленная разнообразием генотипов в пределах популяционного генофонда и определяющая в совокупности с другими факторами устойчивость паразитарной системы в целом. Компьютерный анализ хромосомы F. tularensis Schu S4 среди большого числа тандемных повторов позволил нам с помощью разработанных программ «Repeat» и «Alligments» выделить четыре (FtA, FtB, FtC и FtD), оказавшихся пригодными для последующего использования при генотипировании штаммов. Два повтора — FtA и FtC — удалось локализовать на хромосоме штамма Schu S4 туляремийного микроба относительно открытых рамок считывания. Оказалось, что FtA располагается в нетранслируемой области между генами CDS 104 и CDS 105, тогда как FtC находится в составе структурного гена CDS 598, кодирующего АТФ — зависимую ДНК-геликазу. Показана стабильность наследования аллелей VNTRлокусов у дефектных по ЛПС вариантов туляремийного микроба. Разработан алгоритм кластерного анализа распределения аллелей VNTR-локусов. Дано возможное объяснение феномену возникновения штаммов с двойными аллелями.

Всю имеющуюся в музее живых культур института коллекцию штаммов туляремийного микроба мы удобства ради разделили на части, заложив в качестве основы региональный принцип: Ростовская область, Северный Кавказ, СССР, страны восточной Европы и Америка. Отдельно была исследована группа штаммов, выделенных в различных местах во время разлитой эпизоотии зимой 1988 — 89 годов.

Изучение распределения VNTRаллелей у 109 штаммов F. tularensis позволило установить факт циркуляции на территории Ростовской области в период с 1945 по 2002 годы 19 генотипов возбудителя. Подобное генотипическое разнообразие свидетельствует как о генетической пластичности туляремийного микроба, обеспечивающей его экологию в естественных условиях, так и о возможности циркуляции на территории Ростовской области различных генотипов. Вызываемые микробом разлитые или локальные эпизоотии среди чувствительных хозяев можно разделить на поликлональные, во время которых выделяли штаммы различных генотипов (например, эпизоотия 1988;89 годов), моноклональные, сопровождавшиеся выделением штаммов одного генотипа (эпизоотия 1981 года) и кластерные — вызываемые кластером близкородственных генотипов (эпизоотия 1997 года).

Безусловно интересным является выделение в регионе штаммов одного и того же генотипа через большие промежутки времени, что может свидетельствовать как о повторных заносах, так и о том, что часть клонов F. tularensis может длительно находится в латентном состоянии (некультивируемые, но жизнеспособные формы возбудителя, резервация микроба в популяциях членистоногих норового комплекса).

При анализе связи места выделения штаммов с генотипом изолирование на территории Ростовской области штаммы F. tularensis удалось разделить на две группы: к первой отнесены штаммы, генотипы которых почти равномерно встречались на всей территории области, штаммы второй группы проявляли тенденцию к географической привязанности. Так, штаммы с генотипами А4, А7, В1, В10иВ12 выделялись только в очагах степного типа, причем В1, В10 и А4 — в северных районах области, а А1, А5, А7, В5, В8, В11 иВ12-в южных. Генотипы А8, В2, ВЗ, В4 и В9, наоборот, встречались только в очагах пойменно-болотного типа.

Территория Южного Федерального округа, включающая помимо Ростовской области Калмыкию, Дагестан, Краснодарский край и Волгоградскую область, была представлена 164 штаммами возбудителя. Изучение показало, что исследованная популяция штаммов туляремийного микроба из природных очагов Южного Федерального округа пойменно-болотного и степного типов носит гетерогенный характер: только на территории Ростовской и близлежащих областей циркулировали штаммы 5 кластеров, состоящих из 28 различных генотипов. Обилие генотипов среди штаммов Ростовской области, скорей всего, объясняется ее географическим положением, характером природных очагов, путями миграции птиц, животных и людей.

Необходимо отметить, что события 1988 — 89 годов занимают особое место в истории изучения туляремии. Как по команде, осенью 1987 и 1988 годов начинается рост численности носителей на большом числе удаленных друг от друга административных территориях с природными очагами разного типа. В некоторых местах численность мышевидных грызунов достигала цифр так называемой «мышной напасти». Богатая кормовая база, теплая зима способствовали развитию эпизоотий, в которые вовлекались животные второй группы инфекционной чувствительности. Пик эпизоотической активности пришелся на зиму 1988;1989 года, что подтверждено выделением большого числа культур из разных объектов природных очагов. На фоне высокой эпизоотической активности, совпавшей с максимумом солнечной активности (Арутюнов Ю.И. и др., 2005), зарегистрированы больные с разными формами болезни и реализацией разных путей передачи. При исследовании полевого материала, собранного только в одной Ростовской области, было выделено 78 культур, в том числе в Северной Степной зоне — 14 (18%), Восточной Степной зоне — 4 (5,1%), Южной Степной зоне — 37 (47,4%), Доно-Маныческой зоне — 14 (18%) и Юго-Западной — 9 (11,5%). Источниками выделения культур были семь видов млекопитающих, их которых максимум приходится на мышь домовую (36,6%) и полевку обыкновенную (31,0%).В семи случаях возбудитель выделен из абиотических объектов (Пичурина H. JL, 1999). Согласно проведенному VNTR-генотипированию 156 изолятов можно заключить, что выделенные в разных географических регионах зимой 1988;89 гг. штаммы Francisella tularensis являются резидентными, они характерны для мест их постоянного > пребывания в пределах устойчивых очагов и яляются отражением своего регионального генезиса. Активизация очагов, видимо, может определяться СА, сопровождаясь при этом изменением инфекционной чувствительности хозяина или биологических свойств самого возбудителя.

Анализ вариабельных тандемных повторов у большого числа коллекционных штаммов возбудителя туляремии показал, что и среди них сохраняется принцип генотипической и географической гетерогенности, а также территориальной приуроченности определенных типов штаммов. Наиболее вариабельным оказался локус FtA (31 аллельный вариант), тогда как локусы FtC (9 типов аллелей), FtB (5 вариантов аллелей) и FtD (3 типа) оказались более консервативными, в связи с чем индекс разнообразия Нея (DI) колебался от 0,906 — 0,680 до 0.039 — 0.017. Анализ идентификационных генотипов штаммов позволил сгруппировать их в 61 вариант от, А до I с частотой встречаемости от 0,002 до 0,142, а кластерный анализ — распределить среди 9 кластеров с разным числом составляющих. И если при исследовании 352 преимущественно голарктических штаммов по 4 VNTRлокусам нами был выявлен 61 генотип, то в сходном исследовании по 25 VNTR-локусам коллекции из 192 штаммов, наполовину представленной штаммами неарктического подвида, Johansson A., Farlow J., Larsson P., Dukerich M. et al. (2004) удалось выявить 120 индивидуальных генотипов. Столь большое разнообразие VNTR-локусов у культур F. tularensis subsp. tularensis (type А) по сравнению с F. tularensis subsp. holarctica (type В), является, по мнению авторов, отражением длинной и сложной эволюции, которую прошли штаммы неарктического подвида исключительно на территории Северной Америки. Утрата ими ряда генов, снизивших вирулентный потенциал возбудителя, способствовало возникновению и широкому распространению по континентам голарктических штаммов (Larsson P., Oyston Р.С., Chain P., Chu M.C., 2005; Svensson К., Larsson P., Johansson D. et al., 2005). Высказанное предположение в известной степени подтверждается обнаружением геномных маркеров для дифференциации территориально приуроченных, отличающихся по патогенности популяций A. I и A. II штаммов F. tularensis subsp. tularensis (MolinsSchneekloth С. et al., 2008, 2009) и, в свою очередь, может оказаться направлением, в котором пойдет дальнейшее развитие генотипирования с целью углубленной характеристики выделяемых из внешней среды культур возбудителя.

Внедрение метода анализа вариабельных тандемных повторов по представительному числу локусов в практику генотипирования микроорганизмов привело экспериментаторов к мысли о необходимости разработки и использования мультиплексного варианта ПЦР для одновременного анализа геномов по нескольким локусам, что будет способствовать совершенствованию эпидемиологического надзора за инфекционными заболеваниями (Kugeler К. et al., 2006; Versage J. et al., 2003). Конечно же, развитие генотипирования будет продолжаться и идти оно будет как в сторону увеличения числа анализируемых VNTR-локусов штаммов, повышения межштаммовых диффренцирующих возможностей каждого из них внутри подвида (Vogler A.J. et al., 2009), что должно повысить дискриминирующую способность метода в целом, так и инструментального совершенствования за счет использования ПЦР в реальном времени (Kugeler К. et al., 2006), приема автоматизированного капиллярного электрофореза, призванного сменить более доступный, но менее точный и сравнительно медленный метод агарозного геля (Lista F. et al., 2006; Vogler A J. et al., 2009) и других.

VNTRтипирование штаммов F. tularensis тесно связано с проблемой их идентификации и внутривидовой дифференциации, которая обычно базируется на трудоемком и времязатратном изучении особенностей роста на питательных средах, анализе культурально-морфологических и биохимических свойств, вирулентности для кроликов (Олсуфьев Н.Г., 1975). Нам удалось усовершенствовать структуру праймеров для предложенной М. Broekhuijsen et al. (2003) в целях дифференциации подвидов RD — области возбудителя, что выражалось в уменьшении размеров ПЦР-продуктов и использовании разработанного нами приема определения VNTRлокуса FtD при дифференциации F. tularensis subsp. novicida. Предложенный набор праймеров может быть востребован при экстренной диагностики случаев туляремии или таксономических исследованиях.

Появление и развитие новых молекулярно-генетических технологий позволяют исследовать вопросы, ранее остававшиеся труднорешаемыми. Использование приема «молекулярных маяков» (molecular beacon) для детекции ПЦР-продуктов VNTRлокуса FtA F. tularensis позволяет существенно сократить время проведения анализа за счет исключения этапа гель-электрофореза при сохранении прежней специфичности и чувствительности реакции на уровне 4 геном-эквивалентов на реакцию. Он облегчает обнаружение возбудителя в образцах почвы (Sellek R. et al., 2008), воды (Kaysser P. et al., 2008), крови и тканях человека (Hepburn М. et al., 2006).

Одним из результатов наших исследований, наряду с электронной базой данных «Коллекция штаммов туляремийного микроба», стала геоинформационная система (ГИС) «Туляремия», как отражение сформировавшихся в наши дни представлений о необходимости создания и использования современных систем динамического слежения за эпидемическим процессом. По мнению члена-корр. РАН В. В. Лебедева (2005), «как никакой другой стране в мире, России необходимо организованное геоинформационное пространство, то есть систематизированные знания о природных объектах, их пространственном расположении и процессах взаимодействия с обществом. Огромная территория с богатыми природными ресурсами, неравномерное социально-экономическое развитие регионов с их стремлением к экономической самостоятельности требуют полного владения информацией, чтобы комплексно оценивать степень устойчивости развития по всем составляющим, включая экономический потенциал, демографическую ситуацию, качество жизни населения, трудовые ресурсы. Без этого невозможно всесторонне взвешивать последствия принятых решений и разрабатывать стратегические сценарии».

В русле высказанных пожеланий и строилась наша ГИС, модульная структура которой дает возможность модифицировать систему к изменяющимся условиям эксплуатации, характеру и объему поступающей информации, требованиям пользователей. Цель ее — дать пользователю всю возможную важную информацию в максимально удобном, доступном виде для своевременного принятия решения. В нее вошли данные по генотипированию всех 352 исследованных штаммов возбудителя, источникам, времени и местам их выделения. Она сопрягается с форматом данных ВОЗ Epi-Info, благодаря чему может оказаться базовой для наполнения ее любой другой информацией по эпидемиологическому мониторингу за туляремией в связи с задачами по совершенствованию национальной системы биологической безопасности страны.

1. VNTRанализ по четырем локусам обширной коллекции из 352 штаммов всех подвидов возбудителя туляремии позволил выявить 61 генотип и продемонстрировать генотипическую гетерогенность (разнообразие) исследованных штаммов.

2. С помощью разработанного компьютерного программного обеспечения для поиска тандемных повторов определено, что в геноме Francisella tularensis содержится большое количество повторов различной длины и кратности, часть которых являются вариабельными и могут быть использованы для ге-нотипирования.

3. Метод анализа вариабельных тандемных повторов обладает высокой дискриминирующей силой и пригоден для генотипирования штаммов возбудителя туляремии из разных источников.

4. Выявлены особенности (территориальная привязанность) распределения VNTRгенотипов штаммов туляремийного микроба на территории Ростовской области, Южного Федерального округа, Америки и стран Восточной Европы.

5. Вызываемые возбудителем туляремии вспышки можно разделить на по-ликлональные, во время которых выделяют штаммы различных генотипов, моноклональные, сопровождающиеся выделением штаммов одного генотипа, и кластерные — вызываемые кластером близкородственных генотипов.

6. Активизация природных очагов туляремии, сопровождавшаяся разлитой эпизоотией зимой 1988;89 годов, не связана с выносом инфекции с одной территории на другую, а определяется факторами более общего плана — возможностью изменения сопротивляемости чувствительного хозяина или биологических свойств возбудителя под влиянием повышенной деятельности Солнца.

7. Сконструирован набор праймеров и разработана схема внутривидовой дифференциации в ПЦР всех 4 подвидов туляремийного микроба.

Показать весь текст

Список литературы

  1. , А.Ф. Особенности эпизоотий туляремии в Крыму / А. Ф. Алексеев, В. И. Чирний, JI.M. Богатырева // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1996. — № 6. — С. 28−32.
  2. , Ю.И. Некоторые особенности эпидемических проявлений чумы / Ю. И. Арутюнов, Б. Н. Мишанькин, Ю. М. Ломов, A.M. Кокушкин // Эпидемиология и инфекционные болезни. 2005. — № 1. — С. 8−10.
  3. , Б.М. Расположение природных очагов туляремии в восточной части Северо-Кавказского региона / Б. М. Асваров, Б. К. Омарова, М.С. Га-зиев, Б. А. Батырова и др. // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2001. — №. 6. — С. 72−74.
  4. , В.Е. К оценке эпидемической и эпизоотической ситуации по туляремии в Российской Федерации / В. Е. Безсмертный, В.В. Горшен-ко, В. П. Попов // Проблемы особо опасн. инфекц. Саратов, 2008. — Вып. 2 (96).-С. 8−12.
  5. , В.Д. Эпидемиология / В. Д. Беляков, Р. Х. Яфаев // М.: Медицина, 1989.-416 с.
  6. , М.В. Хронобиология и хрономедицина: руководство под ред. Ф. И. Комарова / М. В. Березкин // М.: Медицина, 1989. — С. 105−115.
  7. , Г. В. Современное состояние природных очагов туляремии на территории Ямало-Ненецкого автономного округа / Г. В. Березкина, В. В. Якименко, М. Г. Малькова // Природноочаговые болезни человека. Омск, 2001. — С.123−127.
  8. , В.А. Характеристика современного состояния природных очагов туляремии в правобережье Астраханской области / В. А. Бондарев //
  9. Природно-очаговые особо опасные инфекции на Юге России, их профилактика и лабораторная диагностика. Астрахань, 2001. — С. 94−96.
  10. , А.С. Вариабельные тандемные повторы, выявленные при компьютерном анализе генома Vibrio cholerae / А. С. Водопьянов, С. О. Водопьянов, М. Б. Мишанькин, И. Ю. Сучков и др.// Биотехнология. 2001. — № 6. -С. 85−88.
  11. , А. А. Оценка вероятности использования биоагентов в качестве биологического оружия / А. А. Воробьев // Эпидемиология и инфекционные болезни. 2001. — № 6. — С. 54−56.
  12. , Н.А. Новый очаг туляремии в Южном Приморье / Н. А. Горбатов, А. Я. Жиров, М. М. Дружинин // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». -М, 1991. С. 41−42.
  13. , В.М. Эволюция возбудителей инфекционных болезней / В. М. Жданов, Д. К. Львов // М.: Медицина, 1984. — С. 127−132.
  14. , Е.И. Актуальные аспекты типирования микробов и вирусов / Е. И. Ильина // Генодиагностика инфекционных болезней. Сб. трудов 5-ой Всероссийской научно-практической конференции. М., 2004. — Т.2. — С. 3233.
  15. , А.Д. Цикличность заболеваемости некоторыми природно-очаговыми инфекциями в Российской Федерации / А. Д. Карцев // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2002. — № 1. — С. 23−27.
  16. , JI.C. Холера как внутрибольничная инфекция / JI.C. Кирья-кова, А. Б. Хайтович // Эпидемиология и инфекционные болезни. 2003. — № 5. — С. 48−50.
  17. , Ю.А. Питательные среды в медицинской микробиологии/ Ю. А. Козлов // М.: Медгиз, 1950. — 100 с.
  18. , Е.К. Аналитическое обоснование концепции биологической безопасности / Е. К. Кондрик, В. В. Волков, Л. И. Кавызина М., 2003. — 64 с.
  19. , М.И. Характеристика природного аттенуированного изолята Francisella tularensis / М. И. Кормилицина, И. С. Мещерякова // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1996. — №. 2. — С. 36.
  20. , Т.Н. Заболеваемость туляремией в Казахстане / Т. Н. Куница, Т.В. Мека-Меченко, Л. Ю. Лухнова // Проблемы особо опасных инфекций. -Саратов, 2001. № 1(81). — С. 52−55.
  21. , В.В. Геоинформационное пространство России / В. В. Лебедев // Вестник Российск. Акад. Наук. 2005. — Т. 75. — № 3. — С. 195−204.
  22. , Д.К. Проблема нерегистрируемых и непредсказуемых инфекций / Д. К. Львов // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1997. — № 5. — С. 104 — 109.
  23. , А.А. Многолетние колебания численности животных, их причины и прогноз / А. А. Максимов // Новосибирск: Наука, 1984. — 251 С.
  24. , Г. П. Эпидемиологический надзор за туляремией в Московской области / Г. П. Максимова, Л. П. Мосолов, B.C. Бельмаков // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». — М, 1991.-С. 106−108.
  25. , А.А. Эпидемиология туляремии зимой 1933−1934 гг. / А. А. Миллер // Изв. Азово-Черноморского НИИ микробиологии и эпидемиологии. Ростов-на-Дону, 1937. — С. 58.
  26. , А.В. Эпидемическая и эпизоотическая обстановка по туляремии на Украине на современном этапе и очередные задачи / А. В. Моисеева, > Н. Ф. Компанцев // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». М., 1991. — С. 127−129.
  27. , Н.З. Эпизоотии туляремии в Волго-Ахтубинской пойме в 1987—1990 годах / Н. З. Настюков, Н. В. Никулин, В. В. Базаров // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». М., 1991. -С. 135−137.
  28. , В.П. Туляремия и ее профилактика / В. П. Новикова // Астрахань: Волга, 1946. — 40 с.
  29. , Н.Г. Таксономия, микробиология и лабораторная диагностика возбудителя туляремии / Н. Г. Олсуфьев // М., 1975. — 192 с.
  30. , Н.В. Получение бескапсульных вариантов Francisella tularensis I Н.В. Павлович, Б. Н. Мишанькин, Г. И. Данилевская, В. А. Ходова и др. // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1993. — № 2.-С. 77−11.
  31. , Н.В. Прозрачная питательная среда для культивирования Francisella tularensis / Н. В. Павлович, Б. Н. Мишанькин // Антибиотики и медицинская биотехнология. 1987. — № 2. — С. 133−137.
  32. , Н.В. Сравнительная характеристика биологических свойств штаммов Francisella tularensis, выделенных на территории СССР / Н. В. Павлович, Б. Н. Мишанькин, Н. К. Тынкевич // Антибиотики и химиотерапия. -1991.-№. 10.-С. 23−25.
  33. , А.В. Простые повторяющиеся последовательности и экспрессия генов. / А. В. Писарчик, Н. А. Картель // Молекулярная биология. -2000. Т. 34. — №. 3. — С. 357−363.
  34. H.JI. Эпидемиологические аспекты туляремии и совершенствование методов лабораторной диагностики (на примере Ростовской области): Автореферат дисс. на соиск. ученой степени канд. мед. наук / H.JI. Пичурина. Ростов-на-Дону, 1999. — 22 с.
  35. , Я.С. Природные очаги туляремии на острове Врангеля / Я. С. Подобедова, Т. Н. Демидова, М. И. Кормилицина, И. С. Мещерякова // Медицинская паразитология. — 2006. — № 4. С. 32−34.
  36. , В.В. Современное состояние природной очаговости туляремии в республике Калмыкия /В.В. Подсвирова, А. В. Подсвиров, Т.Б. Ка-лаева // Актуальные проблемы эпидемиологической безопасности. Ставрополь, 2002.-С. 209−211
  37. , В.Н. Вспышка туляремии в Забайкальском национальном парке осенью 1990 года / В. Н. Пузанский, П. П. Горяинов // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». М., 1991. — С. 156−157.
  38. , JI.B. ДНК-зонд для идентификации представителей рода Francisella / JI.B. Романова, Б. Н. Мишанькин, Н. В. Павлович // Биотехнология.- 1992.-№ 4.-С. 52−55.
  39. , JI.B. Полимеразная цепная реакция: генотипический скрининг штаммов Francisella tulalensis с использованием неспецифических праймеров / JI.B. Романова, Б. Н. Мишанькин, И. Ю. Сучков // Биотехнология.- 1993.-№ 6.-С. 8−9.
  40. , JI.B. Полимеразная цепная реакция: детекция и генотипиро-вание представителей рода Francisella / JI.B. Романова, Б. Н. Мишанькин, И. Ю. Сучков // Биотехнология. 1996. — № 3. — С. 27−32.
  41. , JI.B. Праймеры для родоспецифического обнаружения Francisella tularensis в полимеразной цепной реакции / JI.B. Романова, Б.Н.. Мишанькин // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. -1995.-№ 5.-С. 77−80.
  42. , JI.B. Солетолерантность и осмотический (солевой) стресс у возбудителя туляремии / JI.B. Романова, Н. Я. Шиманюк, С. Р. Саямов, А. К. Киселева и др. // Биотехнология. 2004. — № 6. — С. 27−33.
  43. Романова, JI.B. Francisells tularensis: некоторые аспекты экологии и диагностики: Автореферат дисс. на соиск. ученой степени доктора биол. наук / JI.B. Романова. Ростов-на-Дону, 2008. — 28 С.
  44. , JI.B. Некультивируемые формы Francisella tulalensis / JI.B. Романова, Б. Н Мишанькин., H.JI. Пичурина, С. О. Водопьянов и др. // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. — 2000. № 2. — С. 11−15.
  45. , Ю.А. Туляремия в Коми ССР / Ю. А. Сельков // Всесоюзная конференция «Актуальные проблемы профилактики туляремии». — М., 1991. -С. 167−168.
  46. , В.И. Туляремия на севере Европейской части России / В. И. Сосницкий, Р. В. Бузинов // ЗНиСО. 2004. — № 6. — С. 26−31.
  47. , А.С. Современная наука и биологическая безопасность / А. С. Спирин //Вестник РАН. 1997. — № 7. — С. 579−601.
  48. , Н.И. Заболевания людей туляремией в природном очаге степного типа в Ставропольском крае / Н. И. Тихенко, Б. И. Левченко, А. Ф. Брюханов // Эпидемиология и инфекционные болезни. 2000. — № 2. — С. 1516.
  49. , Н.И. Природный очаг туляремии на Ставрополье и сопутствующие инфекции / Н. И. Тихенко, Б. И. Левченко, А. Ф. Брюханов // Актуальные проблемы эпидемиологической безопасности. — Ставрополь, 2002. С. 278−280
  50. Устин-Петрова, Т.Ф. К эпидемиологии туляремии в природных очагах Краснодарского края. / Т.Ф. Устин-Петрова // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1964. — № 4. — С. 117−122
  51. , Б.Л. Руководство по общей эпидемиологии / Б. Л. Черкасский // М.: Медицина, 2001. — С. 224−228.
  52. , И.А. Генетические маркеры в эпидемиологии бактериальных инфекций / И. А. Шагинян, М. М. Першина // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1997. — № 4. — С. 54−79.
  53. , И.А. Генетическое типирование штаммов рода Francisella с помощью универсальных зондов / И. А. Шагинян, Л. В. Комиссарова, Г. И. Алешкин // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. -1997.- № 6. -С. 76−81.
  54. , И.А. Геномный полиморфизм в решении фундаментальных и прикладных проблем микробиологии и эпидемиологии / И. А. Шагинян // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 1996. — № 3. — С. 21- 24.
  55. , И.А. Геномный полиморфизм возбудителей бактериальных инфекций / И. А. Шагинян, А. Л. Гинцбург // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 1991. — № 12. — С. 3−9.
  56. , И.А. Молекулярно-генетические технологии в изучении эволюции возбудителей инфекционных заболеваний / И. А. Шагинян, А. Л. Гинцбург // «Генодиагностика инфекционных болезней», М., 2004. — Том 2. -С. 145−149.
  57. , И.А. ПЦР-генетическое типирование патогенных микроорганизмов / И. А. Шагинян, А. Л. Гинцбург // Генетика. 1995. — № 5. — С. 600 610.
  58. , В.Н. Динамика эпидемического процесса / В.Н. Ягодин-ский // М.: Медицина, 1977. — 240 с.
  59. Abd, H. Survival and growth of Francisella tularensis in Acanthamoeba castellanii / H. Abd, T. Johansson, I. Golovliov, G. Sandstrom et al. // Appl. Envir. Microbiol. 2003. — Vol. 69, N 1. — P. 600 — 606.
  60. Adair, D.M. Diversity in variable number tandem repeat from Yersinia res-tis / D.M. Adair, P.I. Worsham, K.K. Hill // J. Clin. Microbiol. 2000. — Vol. 38, N 4.-P. 1516−1519.
  61. Akopyanz, N. DNA diversity among clinical isolates of Helicobacter pylory detected by PCR-based RAPD fingerprinting / N. Akopyanz, N.O. Bukanov, T.U. Westblom, S. Kresovich et al. // Nucleic Acids Res. 1992. — Vol. 20, N 19. — P. 5137−5142.
  62. Anonymous. ГИС для борьбы с биотерроризмом / Anonymous // ArcRe-view. 2003. — N 3. — С. 9- 10.
  63. Appuhamy, S. Genomic fingerprinting of Haemophilus somnus by a combination of PCR methods / S. Appuhamy, R. Parton, J.G. Coote, H.A. Gibbs // J. Clin. Microbiol. 1997. — Vol. 35, N 1. — P. 288−291.
  64. Austin, B. Identification and typing Vibrio anguillarum: a comparison of methods./ B. Austin, M. Alsina, D.A. Austin, A.R. Blanch et al. // Syst. Appl. Microbiol. 1995. -Vol.18. — P. 285 — 302.
  65. Barns, S.M. Detection of diverse new Francisella like bacteria in environment samples / S.M. Barns, C.C. Grow, R.T. Okinaka, P. Keim et al. // Appl. Environm. Microbiol. — 2005. — Vol. 71, N 9. — P. 5494−5500.
  66. Beckstrom-Sternberg, S.M. Complete genomic characterization of a pathogenic All strain of Francisella tularensis subspecies tularensis / S.M. Beckstrom-Sternberg, R.K. Auerbach, S. Godbole, J.V. Pearson et al. // PLoS ONE. 2007. -Vol.2, N9.-P. 947.
  67. Belkum van, A. Role of genomic typing in taxonomy evolutionary genetics and microbial epidemiology / A. van Belkum, M. Struelens, A. Visser, H. Verbrugh et al. // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 14, N 3. — P. 547−560.
  68. Belkum, van A. Short-sequence DNA repeats in prokaryotic genomes / A. van Belkum, S. Scherer, L. van Alphen, H. Verbrugh // J. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. — Vol. 62, N 2. — P. 275 -293.
  69. Belkum, van A. Typing of Legionella pneumophila strains by polymerase chain reaction-mediated DNA fingerprinting / A. van Belkum, M. Struelens, W. Quint // J. Clin. Microbiol. 1993. — Vol. 31, N 8. — P. 2198−2200.
  70. Berdal, B. P. Field investigators of tularemia in Norway / B.P. Berdal, R. Mehl, N.K. Meidell, A. Lorentzen-Styr et al. // FEMS Immunol. Med. Microbiol.1996.-Vol. 13, N3.-P. 191−195.
  71. Bossi, P. Bioterrorosm: management of major biological agents. / P. Bossi, D. Garin, A. Guihot, F. Gay // Cell Mol. Life Sci. 2006. — Vol. 63. — P. 2196 -2212.
  72. Burch, C. L. Antigenic variation in Neisseria gonorrhoeae: production of multuple polysaccharides. / C.L. Burch, R.J. Danaher, D.C. Stein // J. Bacteriol.1997. Vol. 179, N 2. — P. 982−986.
  73. Caetano-Anolles, G. DNA amplification fingerprinting using very short arbitrary oligonucleotide primers / G. Caetano-Anolles, В J. Bassam, P.M. Gresshoff // BioTechnology. 1991. — Vol. 9, N 6. — P. 553−557.
  74. Carvalho, de I.L. Francisella tularensis, Portugal. / I.L. de Carvalho, R. Es-cudero, C. Garcia-Amil, H. Falcao et al. // Emerg. Infect. Dis. 2007. — Vol.13, N 4. — P. 666−667.
  75. Caskey, C.T. Triplet repeat mutations in human disease. / C.T. Caskey, A. Pizzuti, Y. Fu // Science. 1992. — Vol. 256, N 5. — P. 784 -789.
  76. Chomczynski, P. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyatate-phenol-chlorophorm extraction / R. Chomczynski, N. Sacchi // Anal. Biochem. 1987. — Vol. 162, N 1.- P.156 — 159.
  77. Clarridge, J. E. Characterization of two unusual clinically significant Francisella strains / J.E. Clarridge, TJ. Raich, A. Sjostedt, G. Sandstrom et al. // J. Clin. Microbiol. 1996. — Vol. 34, N 8. — P. 1995−2000.
  78. Dahouk, A.S. Evaluation of Brucella MLVA typing for human brucellosis / A.S. Dahouk, P.L. Fleche, K. Nockler, I. Jacques et al. // J. Microbiol. Methods. -2007. Vol. 69, N 1. — P. 137−145.
  79. Davidson, F. Survey of major genotypes and subtypes of hepatitis С vims using RFLP of sequences amplified from the 5' non-coding region / F. Davidson, P. Simmonds, J.C. Ferguson, L.D. Jarvis // J. Gen. Virol. 1995. — Vol. 76, N 5. — P. 1197−1204.
  80. Eisen, R.J. Residence-linked human plague in New Mexico: a habitat- suitability model / R.J. Eisen, P. J. Reynolds, P. Ettestad, T. Brown et al.// Am. J. Trop. Med. Hyg.-2007.-Vol. 77, N 1.-P.121 -125.
  81. Ellis, J. Tularemia / J. Ellis, C.F. Oyston, M. Green, R.W. Titball // Clin. Microbiol. Rev. 2002. — Vol. 15, N 4. — P. 631−646.
  82. Farlow, J.K. Francisella tularensis in the United States / J.K. Farlow, D.M. Wagner, M. Dukerich, M. Stanley et al. // Emerg. Infect. Dis. 2005. — Vol. 11. — P. 1835−1841.
  83. Farlow, J. K. Francisella tularensis strain typing using multiple-locus, variable number tandem repeat analysis / J.K. Farlow, L. Smith, J. Wong, M. Abrams et al. // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39, N 9. — P. 3186−3192.
  84. Fey, P.D. Molecular analysis of Francisella tularensis subspecies tularensis and holarctica / P.D. Fey, M.M. Dempsey, M.E. Olson, M.S. Chrustowski et al. // Am. J. Clin. Pathol. 2007 — Vol. 128. — N. 6. — P. 926−935.
  85. Fleche, P. L. A tandem repeats database for bacterial genomes: application to the genotyping of Yersinia pestis and Bacillus antracis / P.L. Fleche, Y. Hauck, L. Onteniente, A. Prieur et al. // BMC Microbiology. 2001. — N 3. — P. 1−2.
  86. Fleming, G. Fuzzy expert systems and GIS for cholera health risk prediction in southern Africa // G. Fleming, M. van der Merve, G. McFerren // Environ. Modelling & Software. 2007. — Vol. 22. — P. 442 — 448.
  87. Forsman, M. Identification of Francisella species and discrimination of type A and type В strains of F. tularensis by 16S rRNA analysis / M. Forsman, G. Sandstrom, B. Jaurin // Appl. Environ. Microbiol. 1990. — Vol. 56, N 4. — P. 949 955.
  88. Fouet K.L. Diversity among French Bacillus anthracis isolates / A. Fouet, K.L. Smith, C. Keys, J. Vaissaire et al. // J. Clin. Microbiol. 2002. — Vol. 40, N 12. — P. 4732−4734.
  89. Frenay, H.M.E. Molecular typing of methicillin resistant Staphylococcus aureus on the basis of protein A gene polymorphisms. / H.M.E. Frenay, A.E. Bun-schoten, L.M. Schouls // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis.. 1996. — Vol. 15, N l.-P. 60−64.
  90. Frothingham, R. Genetic diversity in the Mycobacterium tuberculosis complex based on variable numbers of tandem DNA repeats / R. Frothingham, W.A. Meeker-O'Connell // Microbiology. 1998. — Vol. 144, N 5. — P. 1189−1196.
  91. Fujita, O. Development of a real-time PCR assay for detection and quanti-fiation of Francisella tularensis / O. Fujita, M. Tatsumi, K. Tanabayashi, A. Ya-mada // Jpn. Infect. Dis. 2006. — Vol. 59. — P. 46 — 51.
  92. Gilson E. A family of interspersed of extragenic palindromic DNA sequences in E. coli / E. Gilson, J.M. Clement, D. Brutlag, D. Hofnung // EMBO J. -1984.-Vol. 3.-P. 1417−1421.
  93. Greub, G. Microorganisms resistant to free-living amaebae / G. Greub, D. Raoult // Microbiol. Rev. 2004. — Vol. 17, N 2. — P. 413−433.
  94. Gurcan, S. Tularemia re-emerging in European part of Turkey after 60 years / S. Gurcan, M. Eskiocak, G. Varol // Jpn. J. Infect. Dis. 2006. — Vol. 59, N 12. — P. 391 -393.
  95. Gurycova, D. First isolation of Francisella tularensis subsp. tularensis in Europe / D. Gurycova // Eur. J. Epidemiol. 1998. — Vol. 14, N 12. — P. 797−802.
  96. Haber, J. E. Minisatellite origins in yeast and humans / J.E. Haber, E.J. Louis // Genomics. 1998. — Vol. 48, N 2. — P. 132−135.
  97. Hauge, X.Y.A study of the origin of’shadow bands' seen when typing dinu-cleotide repeat polymorphisms by the PCR. / X.Y. Hauge, M. Litt // Hum. Mol. Genet. 1993. — Vol. 2, N 4. — P. 411 — 415.
  98. Hoffmaster, A.R. Molecular subtyping of Bacillus anthracis and the 2001 bioteiTorism-associated anthrax outbreak, United States / A.R. Hoffmaster, C.C. Fitzgerald, E. Ribot, L.W. Mayer et al. // Emerg. Infect. Dis. 2002. — Vol. 8. — P. 1111−1116.
  99. Hulton, C.S.J. ERIC sequence: a novel family of repetitive elements in the genomes of Escherichia coli, Salmonella typhimurium and other enterobacteria /
  100. C.S.J. Hulton, C.F. Higgins, P.M. Sharp // Mol. Microbiol. 1991. — Vol. 5, N 4. -P. 825−834.
  101. Kaysser, P. Re-emergence of tularemia in Germany: Presence of Francisella tularensis in different rodent species in endemic areas / P. Kaysser, E. Sei-bold, K. Matz-Renzing, M. Pfeffer et al. // BMC Infect. Dis. 2008. — Vol. 8. — P. 157
  102. Keim, P. Dissection of Bacillus anthracis in to distinct type using MLVA / P. Keim, G. Zinser, D. Solomon // 4 Internat. Conf. on Anthrax. USA, 2001. — P. 16.
  103. Keim, P. Molecular investigation of the Aum shinrikyo anthrax release in Kameido, Japan / P. Keim, K. L. Smith, C. Keys, H. Takahashi et al. // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39, N 12. — P. 4566−4567.
  104. Kim, G.P. Prognostic role of microsatellite instability in colon cancer / G.P. Kim, L. Colangelo, C. Allegra et al. // Proc. Am. Soc Clin. Oncol. 2001. — Vol. 20.-P 1666.
  105. Kimura, B. Multiple-locus variable-number of tandem-repeats analysis distinguishes Vibrio parahaemolyticus pandemic 03: K6 strains / B. Kimura, Y. Se-kine, H. Takahashi, Y. Tanaka et al. // J. Microbiol. Methods. 2008. — Vol 72, N 3. -P. 313−320.
  106. Kitron, U. Geographic information system in malaria surveillance: mosquito breeding and imported cases in Israel, 1992 / U. Kitron, H. Pener, C. Costin, L. Orshan et al. // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1994. — Vol. 50, N 5. — P. 550−556.
  107. Klevytska, A. M. Identification and characterization of variable number tandem repeats in the Yersinia restis genome / A.M. Klevytska, L.B. Price, J.M. Schupp, P.L. Worsham et al. // J. Clin. Microbiol. 2001. — Vol. 39, N 9. — P. 31 793 185.
  108. Kugeler, K.J. Real-time PCR for Francisella tularensis types A and В / K.J. Kugeler, R. Pappert, Y. Zhou, J.M. Peterson // Emerg. Infect. Dis. 2006. — Vol. 12.-P. 1799- 1801.
  109. Kwon, D.H. Rep-PCR fragments as biomarkers for differentiating gastro-duodenal disease- specific Helicobacter pylori / D.H. Kwon, F.A.K. El-Zaatari, J.S. Woo, C.I. Perng et al. // Dig. Dis. Sci. 1998. — Vol. 43.- P. 980 — 987.
  110. Lai, P. C. Understanding the spatial clustering of severe acute respiratory syndrome (SARS) in Hong Kong / P.C. Lai, C.M. Wong, A.J. Hedley, S.V. Lo et al. //Environ. Health Perspect. 2004. — Vol. 112, N 11. — P. 1550−1556.
  111. Laroucau, K. High resolution typing of Chlamydophila psittaci by multilo-cus VNTR analysis (MLVA) / K. Laroucau, S. Thierry, F. Vorimore, K. Blanco et al.//Infect. Genet. Evol. 2008. — Vol. 8, N 2.-P. 171−181.
  112. Larsson, P. The complete genome sequence of Francisella tularensis, the causative agent of tularemia / P. Larsson, P.C. Oyston, P. Chain, M.C. Chu et al. // Nat. Genet. 2005. — Vol. 37, N 2. — P. 153−159.
  113. Le Fleche, P. High resolution, on-line identification of strains from the Mycobacterium tuberculosis complex based on tandem repeat typing / P. Le Fleche, M. Fabre, F. Denoeud, J.L. Koeck et al. // BMC Microbiol. 2002. — Vol. 2:11.
  114. Leach, F.S. Mutations of a MutS homolog in hereditaiy nonpolyposis colorectal cancer. / F.S. Leach, N.C. Nicolaides, N. Papadopoulos // Cell. 1993. — Vol. 75, N 12.-P. 1215−1225.
  115. Lehmann, P.F. Protein and enzyme electrophoresis profiles of selected Candida species / P.F. Lehmann, C. Hsiao, I.F. Salkin // J. Clin. Microbiol. 1989. -Vol. 27, N3.-P. 400−404.
  116. Li, H. Investigation of putative multisubtype hepatitis С virus infections in vivo by heteroduplex mobility analysis of core/envelope subgenomes/ H. Li, L.V. Thomassen, A. Majid, B.J. McMahon et al. // J. Virol. 2008. — Vol. 82, N 15. -P.7524 — 7532.
  117. Li, Y.C. Microsatellites within genes: structure, function and evolution / Y.C. Li, A.B. Korol, T. Fahima, E. Nevo // Mol. Biol. Evol. 2004. — Vol.21, N 6. -P. 991−1007.
  118. Li, Y.C. Microsatellites: Genomic distribution, putative functions and mutational mechanisms: review / Y.C. Li // Mol. Ecol. 2002. — N 11. — P. 2453 — 2465.
  119. Lista, F. Genotyping of Bacillus anthracis strain based on automated capillary 25-loci multiple locus variable-number tandem repeats analysis / F. Lista, G. Faggioni, S. Valjevac, A. Ciammaruconi et al. // BMC Microbiology. 2006. -Vol.6: 33
  120. Liu, L. GAA trinucleotide repeat region regulates M9/pMGA gene expression in Mycoplasma gallisepticum / L. Liu, K. Dybvig, V.S. Panangala, V.L. van Santen et al Л Infection and Immunity. 2000. — Vol. 68. — P. 271 — 276.
  121. Marinov, K.T. Characterization and genotyping of strains of Francisella tularensis isolated in Bulgaria / K.T. Marinov, E.D. Georgieva, I.N. Ivanov, T.V. Kantardjiev // J. Med. Microbiol. 2009. — N 1. — P. 82 — 85.
  122. Martin, B. A highly conserved repeated DNA element located in the chromosome of Streptococcus pneumoniae / B. Martin, O. Humbert, M. Camara, E. Guenzi et al. // Nucleic Acids Res. 1992. — Vol. 20, N 7. — P. 3479−3483.
  123. McAvin, J.C. Identification of Francisella tularensis using real-time fluorescence polymerase chain reaction / J.C. McAvin, M.M. Morton, R.M. Roudabush, D.H. Atchley et al. // Mil. Med. 2004, — Vol. 169, N4.- P.330 — 333.
  124. McClelland, M. Arbitrarily primed PCR fingerprints resolved on SSCP gels / M. McClelland, H. Arensdorf, R. Cheng, J. Welsh // Nucleic Acids Res. 1994. -Vol. 22, N9.-P. 1770−1771.
  125. Metzgar, D. Selection against frameshift mutation limits microsatellite expansion in coding DNA / D. Metzgar, G. Bytof, C. Wills // Genome Res. 2000. -Vol. 10.-P.72 -80.
  126. Morgante, M. Microsatellites are preferentially associated with nonrepetive DNA in plants / M. Morgante, M. Hanafey, W. Powell // Nat. Genet. 2002. — Vol. 30.-P. 194 -200.
  127. Moxon, E.R. Adaptive evolution of highly mutable loci in pathogenic bacteria / E.R. Moxon, P.B. Rainey, M.A. Nowak, R.E. Lenski // Curr. Biol. 1994. -Vol. 4.-P. 24−33.
  128. Molins-Schneekloth, C.R. Genomic markers for differentiation of Francisella tularensis subsp. tularensis A. I and A. II strains / C.R. Molins-Schneekloth, J.T. Belisle, J.M. Peterson // Appl. Environ. Microbiol. 2008. — Vol. 74, N 1. — P. 336−341.
  129. Nakamura, Y. Variable number of tandem repeat (VNTR) markers for human gene mapping / Y. Nakamura, M. Leppert, P. O’Connell, R.H. Wolff // Science. 1987. — Vol. 27, N 5. — P. 1616−1622.
  130. Noller, A. C. Multilocus variable number tandem repeat analysis distinguishes outbreak and sporadic Escherihia coli 0157: H7 isolates / A.C. Noller, M.C. McEllistrem, A.G.F. Pacheco // J. Clin. Microbiol. 2003. — Vol. 41, N 12. -P. 5389−5397.
  131. Olive, D. M. Principles and applications of methods for DNA-based typing of microbial organisms / D. M. Olive, P. Bean // J. Clin. Microbiol. 1999. — Vol. 37, N6.-P. 1661−1669.
  132. Orti', G. Phylogenetic assessment of length variation at a microsatellite locus. / G. Orti, D. E. Pearse, J. C. Avise // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1997. Vol. 94.-P. 10 745- 10 749.
  133. Parker, R.R. Contamination of natural waters and mud with Pasteurella tularensis / Parker R.R., Steinhaus E.A., Kohls G.M., Jellison W.L. // Natl. Inst. Health Bull.-1951.-V. 193.-P. 7−33.
  134. Pearson, T. VNTR analysis of selected outbreaks of Burkholderia pseu-domallei in Australia / T. Pearson, J.M. U’Ren, J.M. Schupp, G.J. Allan et al. I I Infect. Genet. Evol. 2007. — Vol 7, N.4. — P. 416−423.
  135. Pedersen, S. Tularemia acquired in Danmark by an eight-year-old child / S. Pedersen, S. Bocher, P. Schiellerup, K. Andersen et al. // Ugeskr. Laeger. 2005. -Vol. 167, N7.-P. 773−774.
  136. Petersen, J. M. Tularemia: emergence/re-emergence / J. M. Petersen, M. E. Schriefer // Vet. Res. 2005. — Vol. 36, N 3. — P. 455 -467.
  137. Petrosino, J.F. Chromosome rearrangement and diversification of Francisella tularensis revealed by the type В (OSU18) genome sequence / J.F. Petrosino, Q. Xiang, S.E. Karpathy, H. Jiang et al. // J. Bacteriol. 2006. — Vol.188, N 19.-P. 6977−6985.
  138. Pikula, J. Ecological conditions of natural foci of tularemia in the Czech Republic / T.F. Pikula, M. Beklova, Z. Holesovska, J. Pikulova // Eur. J. Epidemiol.- 2003. Vol. 18, N 11. — P. 1091−1095.
  139. Rinaldi, L. Canine faecal contamination and parasitic risk in the city of Naples (southern Italy) / L. Rinaldi, A. Biggeri, S. Carbone, V. Musella et al. // BMC Veterinary Res. 2006. — Vol. 2.- p. 29 doi: 10.1186/1746−6148/2/29
  140. Roche, R.D. Phentyping variation in H. influenzae: the interrelationship of colony opacity, capsule and lipopolysaccharide. / R.D. Roche, E.R. Moxon // Mi-crob. Pathog. 1995. — Vol. 18, N 2. — P. 129 — 140.
  141. Rolfhamre, P. Implementing a public web based GIS service for feedback of surveillance data on communicable diseases in Sweden / P. Rolfhamre, K. Grabowska, K. Ekdahl // BMC Infect. Dis. 2004. — Vol. 4. — P. 17.
  142. Rotz, L.D. Public health assessment of potential biological terrorism agents / L.D. Rotz, A.S. Khan, S.R. Lillibridge, S.M. Ostroff et al. // Emerg. Infect. Dis. -2002. Vol. 8. — P. 225−230.
  143. Sellek, R. Recovery of Francisells tularensis from soil samples by filtration and detection by real-time PCR and cELISA / R. Sellek, O. Jimenez, C. Aizpurua, B. Fernandez-Frutoz et al. // J. Environ. Monit. 2008. — Vol. 10, N 3. — P. 362 369.
  144. Schlotterer, C. Genome evolution: are microsatellites really simple sequences? / C. Schlotterer. // Curr. Biol. 1998. — Vol.8, N 4. — P. R132-R134.
  145. Schlotterer, С. Slippage synthesis of simple sequence DNA. / C. Schlot-terer, D. Tautz. //Nucleic Acids Res. 1992. — Vol.20, N 2. — P.211−215.
  146. Sharpies, G. J. A novel repeated DNA sequence located in the intergenic regions of bacterial chromosomes / G.J. Sharpies, R.G. Lloyd //Nucleic Acids Res. 1990. — Vol. 18, N 22. — P. 6503−6508.
  147. Smith, K.L. Bacillus anthracis diversity in Kruger National Park / K.L. Smith, V. DeVos, H. Biyden // J. Clin. Microbiol. 2000. — Vol. 38, N 10. — P. 3780−3784.
  148. Sorokin, V.M. Chemical composition and structure of Francisella tularensis lipopolysaccharide / V.M. Sorokin, L.A. Prozorova, N.V. Pavlovich //. 2000. The 3rd Intemat. Conf. on Tularemia .Umea, Sweden. — P. 34.
  149. Stern, M. Repetitive extragenic palindromic sequences: a major component of the bacterial genome / M. Stern, G.F.I. Ames, N.H. Smith, E.C. Robinson et al. // Cell. 1984. — Vol.37. — P. 1015 — 1026.
  150. Strand, M. Destabilization of tracts of simple repetitive DNA in yeast by mutations affecting DNA mismatch repair / M. Strand, T.A. Prolla, R.M. Liskay, T.D. Petes // Nature. 1993. — Vol. 365. — P. 274 -276.
  151. Staples, J. E. Epidemiologic and molecular analysis of human tularemia. United States, 1964 -2004 / J.E. Staples, K.A. Kubota, L.G. Chalcraft, P. S. Mead et al.// Emerg. Infect Dis. 2006. — Vol. 12. — P. l 113 -1118.
  152. Struelens, M. J. Consensus guidelines for appropriate use and evaluation of microbial epidemiological typing system / M. J. Struelens, A. Bauernfeind, A. van Belkum // Clin. Microbiol. Infect. 1996. — Vol. 2, N 8. — P. 2−11.
  153. Svensson, K. Evolution of subspecies of Francisella tularensis / K. Swens-son, P. Larsson, D. Johansson, M. Bystrom et al. // J. Bacteriol. 2005. — Vol. 187, N 11. — P. 3903 -3908.
  154. Tarnvik, A. Tularemia in Europe: an epidemiological overview / A. Tarn-vik, H. Priebe, R. Grunow // Scand. J. Infect. Dis. 2004. — Vol. 36. 5. — P. 350−355.
  155. Templeton, A.R. Recombinational and mutational hot spot within the human lipoprotein lipase gene/ A.R. Templeton, A.G. Clark, K.M. Weiss, D.A. Vick-erson et al. // Amer. J. Human Genet. 2000.- Vol. 66.- P. 69−83.
  156. Thomas, R. Discrimination of human pathogenic subspecies of Francisella tularensis by using restriction fragment length polymorphism / R. Thomas, A. Johansson, B. Neeson // J. Clin. Microbiol. 2003. — Vol. 41, N 1. — P. 50−57.
  157. Thompson, F.L. Biodiversity of Vibrio / F.L. Thompson, T. Iida, J. Swings // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2004. — Vol. 68, N 3.- P.403 — 431.
  158. Titball, R.W. Will the enigma of Francisella tularensis virulence soon be solved? / R.W. Titball, A. Johansson, M. Forsman // Trends in Microbiol. 2003. -Vol. 11, N3.-P. 118−123.
  159. Troesch, A. Mycobacterium species identification and rifampin resistance testing with high-density DNA probe arrays / A. Troesch, H. Nguyen, C.G. Miyada, S. Desvarenne et al. // J. Clin. Microbiol. 1999. — Vol. 37, N 1. — P. 49−55.
  160. Tyagi, S. Molecular beacon: probes that fluoresce upon hybridization / S. Tyagi, F.R. Kramer// Nat. Biotechnol. 1996. — N 14, 3. — P. 303 — 308.
  161. Valenciano, M. Strengthening early warning function of surveillance in the Republic of Serbia: lessons learned after a year of implementation / M. Valenciano, I. Bergeri, D. Jankovic, N. Milic et al. // Euro. Surveill. 2004. — Vol. 9, N 5. — P. 24−26.
  162. Varma-Bazil, M. Molecular beacons for multiplex detection of four bacterial bioterrorism agents / M. Varma-Bazil, H. El-Hajj, S.A. Man-as, M.H. Hazbon et al. // Clin. Chem. 2004. — Vol. 50. — P. 1060 — 1062.
  163. Versalovic, J. Distribution of repetitive DNA sequences in eubacteria and application to fingerprinting of bacterial genomes / J. Versalovic, T. Koeuth, J.R. Lupski //Nucleic Acids Res. 1991. — Vol. 19, N 24. — P. 6823−6831.
  164. Vodopyanov, A.S. Variable number tandem repeats revealed by computer analysis of the Vibrio cholerae genome / A.S. Vodopyanov, S.O. Vodopyanov, M. B. Mishankin, I.Y. Suchkov et al. // Russian J. Biotechnol. 2001. — Vol. 1, N 4. -P. 281−283.
  165. Vogler, A.J. Effect of repeat copy number on variable number tandem repeat mutations in Escherichia coli 0157: H7. / A.J. Vogler, C. Keys, Y. Nemoto, R.E. Colman et al. // J. Bacteriol. 2006. — Vol.188, N 12. — P.4253−4263.
  166. Vogler, A.J. An optimised, multiplexed multi-locus variable-number tandem repeat analysis system for genotyping Francisella tularensis / A.J. Vogel, D. Birdsell, D.M. Wagner, P. Keim // Letters Appl. Microbiol.- 2009. Vol. 148. — P. 140−144.
  167. Weiser, J.N. Characterization of repetitive sequences controlling phase variation of Hemophilus influenzae lipopolysacharide. / J.N. Weiser, D.J. Maskell, PJ. Butler // J. Bacteriol. 1990. — Vol. 172, N 6. — P. 3304 — 3309.
  168. Weiser, J. N. The molecular mechanism of phase variation of H. influenzae lipopolysaccharide. / J.N. Weiser, J.M. Love, E.R. Moxon // Cell. 1989. — Vol. 59, N11.-P. 657−665.
  169. Welsh, J. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers / J. Welsh, M. McClelland // Nucleic Acids Res. 1990. — Vol. 18, N 24. — P. 72 137 218.
  170. Whipp, M.J. Characterization of a novicida-like subspecies of Francisella tularensis isolated in Australia / M.J. Whipp, J.M. Davies, G. Lum, В J. de, Y. Zhou et al. // J. Med. Microbiol. 2003. — Vol. 52, N 52. — P. 839−842.
  171. Whittaker, P. Evaluation of use of fatty acid profiles to identify Francisella tularensis / P. Whittaker, J.B. Day, S.K. Curtis, F.S. Fry // J. AOAC Int. 2007. -Vol. 90, N 2. — P. 465 -469.
  172. Williams, J. G. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers / J.G. Williams, A.R. Kubelik, K.R. Livak // Nucleic Acids Res. 1990. — Vol. 18, N 22. — P. 6531−6535.
  173. Willke, A. An outbreak of oropharyngeal tularaemia linked to natural spring water / A. Willke, M. Meric, R. Granow, M. Sayan et al. // J. Med. Microbiol. -2009. N 1. — P. 112- 116.
  174. Yang, Y. DNA gyrase binds to the family of prokaryotic repetitive ex-tragenic palindromic sequences / Y. Yang, G.F.I. Ames // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. — Vol. 85. — P. 8850 — 8854.
  175. Yother, J. Structural properties and evolutionary relationship of PspA, of surface protein of Streptococcus pneumoniae, as revealed by sequence analysis. / J. Yother, D.E. Briles // J. Bacteriol. 1992. — Vol. 174, N 2. — P. 601- 609.
  176. Zhang, F. Francisella tularensis in rodents, China. / F. Zhang, W. Liu, M.C. Chu, J. He et al. // Emerg. Infect. Dis. 2006. — Vol. 12, N 6. — P. 994 -996.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!